Text
                    I
СРАВНИТЕЛЬНАЯ
ФИЗИОЛОГИЯ
животных



Comparative Animal Physiology Edited by C. Ladd Prosser Professor of Physiology and Zoology Department of Physiology and Biophysics University of Illinois at Urbana — Champaign Third Edition W. B. SAUNDERS COMPANY PHILADELPHIA LONDON TORONTO 1973
Сравнительная физиология 1 животных том II Перевод с английского под редакцией чл.-корр. АН СССР Т. М. Турпаева ИЗДАТЕЛЬСТВО «МИР» МОСКВА 1977
УДК 591.1 Фундаментальное руководство по сравнительной физиологии животных; вы- ходит на русском языке в трех томах. В первый том вошли материалы по регуля- ции водного обмена, транспорту и обмену неорганических ионов, физиологии и биохимии пищеварения, основным путям обмена веществ, детоксикации некото- рых метаболитов. В настоящий, второй том входят главы, в которых рассмотрены дыхательная функция крови, терморегуляция, значение биологических ритмов, различные виды рецепции — механорецепция, фонорецепция, хеморецепция, фоторецепция. Предназначено для физиологов, биохимиков, экологов, зоологов, студентов, аспирантов и преподавателей соответствующих кафедр университетов и институ- тов, а также для инженеров, занимающихся проблемами бионики и кибернетики^ Редакция биологической литературы 50300—370 -----------Поди, изд, 041(01)—77 © 1973 by W. В. Saunders Company © Перевод на русский язык, «Мир», 1977
Глава 8 Дыхательные функции крови Л. ПРОССЕР Если у животного имеется система кровообращения, выполняю- щая функцию переноса кислорода от дыхательной поверхности к тканям тела, то в крови у него обычно есть и пигмент — перенос- чик кислорода. Только у немногих животных кровь может перено- сить достаточное количество кислорода в растворенном состоянии без участия пигмента. У человека содержание растворенного кис- лорода в плазме составляет 0,3, а в цельной крови — 0,24 об. %; артериальная кровь содержит больше 19 об. % О2, так как 98% всего кислорода крови связано с гемоглобином. У большинства животных пигмент участвует в переносе кислорода постоянно, у некоторых — только при низких парциальных давлениях О2; у части животных пигмент обеспечивает запас кислорода сверх того, что существует в растворенном виде. Кроме того, пигменты крови выполняют функцию буфера при переносе СО2 и, как белки, участвуют в поддержании коллоидно-осмотического давления крови. Все пигменты-переносчики представляют собой металлооргани- ческие комплексы. Большинство пигментов крови содержит железо, немногие — медь; известны пигменты и другого строения, но их дыхательная функция достоверно не установлена. Распространение пигментов Гемоглобины. Гемоглобины состоят из железопорфирина (ге- ма), связанного с белком (глобином). Порфирины широко распро- странены в природе. Хлорофилл, например, представляет собой магнийпорфирин. Во всех аэробных клетках содержатся железо- порфириновые белки — цитохромы. Из пигментов, переносящих кислород, наиболее полно изучен железопротопорфирин, или гем, который бывает связан со специфическими белками. Белковая часть, или глобин, значительно различается у разных животных по величине, аминокислотному составу, заряду, растворимости и другим физическим свойствам. Гемоглобины могут быть внекле- точными — растворенными в жидкостях тела — и внутриклеточны-
6 Глава 8 ми; последние находятся в особых кровяных тельцах или в ткане- вых клетках, чаще всего в мышечных и нервных. Гемоглобин встре- чается у представителей далеких друг от друга типов, а в пределах одного типа он иногда имеется лишь у немногих видов. Сущест- вует много гемоглобинов, различающихся белковой частью, но имеющих одинаковый гем. Ниже приводятся сведения о распространении гемоглобинов и родственных им пигментов, идентифицированных главным образом с помощью спектроскопии. Хордовые Позвоночные. У всех позвоночных имеется гемоглобин (НЬ) в клетках кро- ви; в красных мышцах содержится миоглобин (мышечный гемоглобин, или Mb). Пигмент отсутствует лишь у некоторых рыб — у личинок угря (лептоцефалов) и у представителей трех родов антарктических рыб. Эритроциты млекопитающих лишены ядра, имеют форму круглого (за исключением эритроцитов Camellidae) двояковогнутого диска. У большинства других позвоночных они двояковыпуклые, эллиптические и содержат ядро. Безъядерные эритроциты имеют обычно меньшую величину и содержатся в крови в большем числе, чем эритроциты с ядром. Самые крупные эритроциты — у амфибий. Содержание гемоглобина на 100 мл крови составляет у большинства мле- копитающих и птиц 12—18 г, у амфибий и рептилий 6—10 г, у рыб 6—11 г. Средний срок жизни эритроцита в крови у человека 113—118 дней, у собаки 90—135, у крысы 50—60, у кролика 50—70, у курицы 28—38 дней, у черепахи — более 11 месяцев. Низшие хордовые. У большинства, в том числе у ланцетника (Branchio- stoma), гемоглобина нет. Иглокожие У голотурий (Thyone, Cucumaria, Molpadia, Caudina) гемоглобин имеется в кро- вяных тельцах. Аннелиды У олигохет (Lumbricus, Tubifex) и пиявок (Hirudo, Analastoma) гемоглобин рас- творен в плазме крови; в мышцах Lumbricus содержится миоглобин. Полихеты отличаются большим разнообразием пигментов. А. Полихеты с замкнутой системой кровообращения могут иметь: 1) гемоглобин в клетках целомической жидкости и в плазме крови (Тerebel- la, Travisia); 2) гемоглобин только в плазме крови (Nereidae, Arenicola, Amphitrite, Cir- ratulidae, Eunicidae и др.); 3) хлорокруорин в плазме крови (Sabellidae, Serpulidae, Chlorhaemidae, Ampharetidae). У некоторых представителей Serpulidae в плазме могут содержаться одновременно гемоглобин и хлорокруорин; 4) гемоэритрин в кровяных тельцах (Magelona); 5) они могут не иметь пигмента ни в крови, ни в целомической жидкости (Syllidae, Phyllodice, Aphroditidae, Chaetopteridae, Lepidonotus). Б. Полихеты без замкнутой системы кровообращения могут иметь: 1) гемоглобин в клетках целомической жидкости (Capitellidae, Glyceridae, Polycirrus hematodes, P. aurantiacus); 2) пеломическую жидкость, не содержащую пигмента (Polycirrus tenuisetis, Р. arenivorus). Эхиуриды Гемоглобин имеется в клетках пеломической жидкости Urechis и Thalassema, а также в мышцах стенки тела Urechis и Arhynchite.
Дыхательные функции крови 7 Форониды Гемоглобин содержится в кровяных тельцах Phoronis и Phoronopsis. Членистоногие Ракообразные. Гемоглобином обладают многие Entomostraca, но его не найдено у Malacostraca. Он имеется у Artemia (Anostraca), Daphnia (Cladoce- ra), Triops и Apus (Notostraca); гемоглобин найден также у одного паразити- ческого веслоногого (Copepoda), у одного представителя Ostracoda и у одного из паразитических усоногих (Cirripedia). Насекомые. Гемоглобин есть у личинок хирономид и у овода Gastrophilus, у которого пигмент содержится в трахеальных и некоторых других клетках. Моллюски Гемоглобин имеется в кровяных тельцах у немногих пластинчатожаберных (Solen, Area, Pectunculus) и в плазме крови одного брюхоногого моллюска (Planorbis), миоглобин — в мускулатуре радулы у многих переднежаберных брюхоногих моллюсков и хитонов. Немертины. У некоторых немертин гемоглобин содержится в плазме крови, у других — в эри- троцитах, а у Polia — также в клетках ганглиев. Плоские черви Гемоглобин есть у некоторых паразитических сосальщиков и прямокишечных тур- беллярий (Derostoma, Syndesmis, Telorchis). Круглые черви Гемоглобин имеется в псевдоцеломической жидкости и в клетках гиподермы (Ascaris, Nippostrongylus, Eustrongylides, Camallanus). Простейшие Hb найден у Paramecium и Tetrahymena (некоторые линии). Растения Корневые клубеньки ряда бобовых содержат гемоглобин, который образуется только при симбиозе растения с бактериями. Хлорокруорин. В разбавленном растворе этот пигмент имеет зеленый цвет; он содержит железопорфирин, отличающийся от ге- ма. Хлорокруорин найден в плазме представителей по крайней мере 4 семейств многощетинковых червей, в частности у Sabellidae и Serpulidae; у 21 вида Serpulimorpha обнаружен хлорокруорин, а у Potamilla — гемоглобин в мышцах и хлорокруорин в крови. У Spirorbis borealis имеется хлорокруорин, у S. corrugatus — ге- моглобин в крови, а у S. militaris нет ни того, ни другого. Кровь Serpula содержит и гемоглобин, и хлорокруорин [50, 53]. Гемоэритрин. Третий железосодержащий пигмент — гемоэрит- рин — найден у полихеты Magelona, у сипункулид Sipunculus, Den- drostomum и Golfingia (Phascolosoma), у плеченогого Lingula и некоторых приапулид. Этот фиолетовый пигмент находится в кро- вяных тельцах; железо в его молекуле не входит в порфириновое кольцо. Гемоцианин. После гомоглобина наибольшее значение, судя по его распространенности, имеет медьсодержащий пигмент гемоциа- нин. Он найден у моллюсков (боконервных, головоногих, некоторых
8 Глава 8 брюхоногих) и у членистоногих — ракообразных (в том числе у многих высших раков), мечехвостов (Limulus) и некоторых пау- кообразных. Гемоцианин представляет собой купропротеид без порфириновой группы; он всегда растворен в плазме. У многих моллюсков, например у улитки Busycon и боконервного моллюска Criptochiton, в крови содержится гемоцианин, а в некоторых мыш- цах — миоглобин. Химия пигментов — переносчиков кислорода Гемоглобины Общее строение. Молекула гемоглобина состоит из нескольких мономеров, каждый из которых содержит один гем, соединенный с белком. Молекулярный вес мономера у позвоночных составляет около 16-103, гемоглобин крови высших позвоночных содержит 4 мономера (т. е. имеет мол. вес от 64 до 65-103). В гемоглобинах беспозвоночных молекулярное соотношение гем : белок меньше единицы. Гем представляет собой протопорфирин, состоящий из 4 пиррольных колец с железом в центре (рис. 8-1). В гемоглобине млекопитающих железо составляет 0,336%, гем — 4% общей массы. В норме железо находится в закисной форме. Миоглобин человека содержит 0,318% железа. В основе функции гемоглобина лежит обратимое присоединение кислорода к закисному железу (оксигенация) в зависимости от парциального давления кислорода (Ро2)- При воздействии сильных окислителей железо может переходить в окисную форму, в результате чего об- разуется метгемоглобин, который уже не способен обратимо свя- зывать кислород. Кислород присоединяется к каждому из атомов железа согласно уравнению равновесия [Fe][O2] • Окись углерода также обратимо связывается с гемоглобином, при- чем сродство последнего к СО обычно намного выше, чем к Как показывает рентгеноструктурный анализ, гем находится у поверхности глобулярного белка, который в этом месте образует «карман» (рис. 8-2). Гем связан с глобином главным образом с помощью гидрофобных взаимодействий. В p-цепи группа СОО^ одной пропионовой кислоты гема образует связь с серином, а дру- гой — с лизином; в cz-цепи остаток пропионовой кислоты связан с гистидином [146]. Молекула дезоксигенированного гемоглобина имеет положи- тельный магнитный момент, т. е. обладает парамагнитными свой- ствами. Соединение с кислородом или окисью углерода приводит к потере магнитного момента, т. е. молекула становится диамаг- нитной, слабо восприимчивой к магнитному полю, что указывает
Дыхательные функции крови 9 на отсутствие в ней неспаренных электронов. Изменение магнит- ного момента отражает изменения в составе электронных пар у атома железа. Изучение оптических спектров и магнитных свойств молекулы позволяет следить за валентностью железа и природой лиганда в оксигемоглобине [206]. Окисное и закисное железо мо- жет существовать в двух спиновых состояниях, отражающих рас- СН3 CH—СНз с--——-с нс=с с=сн с==с I I (СНг)2 СНз соон Рис. 8-1. Строение гемоглобина (по Perutz М. F. et al., Nature, 185, 416—422, 1960, видоизменено). А. Структурная формула гема. Б. Конфигурация а- и P-цепей по данным рентгеноструктур- ного анализа. Гемы, изображенные в виде дисков, присоединены к белку через гистидин. Сульфгидрильные (SH) группы располагаются в плоскости, отличной от плоскости гисти- дина (Гис). пределение электронов на d-орбитали. В результате сравнения ряда железопорфириновых соединений установлено, что оксигена- ция сопровождается частичным переходом электрона от закисного железа к О2, железо проявляет тенденцию к окислению, а кислород частично восстанавливается: НЬ (гем d2) О2 НЬ(гемб|)-ОО . Таким образом, железо переходит формально из восстановленного (d6) в окисленное (d5) состояние, а кислород переходит в ОО~. Молекулы миоглобина и гемоглобина имеют шарообразную форму и построены из разного числа цепей. Миоглобин состоит из одной цепи, а гемоглобины большинства позвоночных — из че- тырех цепей. У человека молекула гемоглобина содержит четыре гема и состоит из двух одинаковых половин, каждая из которых включает одну а- и одну p-цепь. <р-Цепь состоит из 8 сегментов правосторонней а-спирали, а в а-цепи 7 таких сегментов. В мио- глобине 8 спиральных сегментов, и его цепь состоит примерно из 150 аминокислотных остатков. В НЬА a-цепь содержит 141 оста-
Рис. 8-2. Модель реконструированной молекулы гемоглобина [144]. А. Вид со стороны aiPi-контакта. Б. Вид со стороны сцРг-контакта (в направлении, перпен- дикулярном предыдущему).
Дыхательные функции крови 11 ток, а р-цепь — 146 остатков. Модели этих молекул разработаны Перутцем и его сотрудниками [144—146]. Отщепление даже одной или двух концевых аминокислот гемо- глобина карбоксипептидазой ведет к значительному уменьшению эффекта Бора и снижению сродства к О2; при этом карбоксипеп- тидаза легче расщепляет НЬО2, чем НЬ. Таким образом, даже очень небольшие структурные изменения влияют на дыхательную функцию пигмента. Антонини [7] показал, что при воздействии на гемоглобин человека карбоксипептидаза А отщепляет аминокис- лотные остатки от С-конца p-цепи, а карбоксипептидаза В — такие же остатки от а-цепи. Строение гемоглобина некоторых беспозвоночных (иногда на- зываемого эритрокруорином) было выяснено сравнительно недав- но. Гемоглобин Paramecium aurelia содержит 100 аминокислотных остатков [190]. Как показал рентгеноструктурный анализ, а-спи- ральная структура гемоглобина одинакова у насекомого Chirono- mus [85], аннелиды Glycera [139] и лошади [146]. У полихеты Arenicola в отличие от позвоночных гемоглобин содержит один гем на две белковые цепи, каждая из которых имеет мол. вес около 13000 [201а]. У Ascaris молекула гемоглобина полостной жидко- сти содержит 8 гемов, и мол. вес ее достигает 328000, а в гемо- глобине из стенки тела (мол. вес 37 000) только один гем [138а]. Многие животные имеют несколько различных гемоглобинов, в которых одна из цепей может быть заменена другой. Например, фетальный гемоглобин человека (HbF) отличается от гемоглобина «взрослого» типа тем, что p-цепи заменены в нем у-цепями. У человека описано более 90 аномальных гемоглобинов; за не- многими исключениями, они отличаются от нормального НЬ всего лишь одним аминокислотным остатком в одной из полипептидных цепей. Например, замена валином остатка глутаминовой кислоты (одного из примерно 290 аминокислотных остатков в каждом ди- мере тетрамера НЬ) в 100 раз уменьшает растворимость дезоксиге- нированной формы гемоглобина, и это приводит к так называемой серповидноклеточной анемии [90, 91]. Полосы поглощения. Все соединения, содержащие гем, имеют характерные спектры поглощения. Значения некоторых максиму- мов поглощения для отдельных видов животных (из огромного числа изученных) приведены в табл. 8-1. Оксигенированный гемо- глобин имеет две главные полосы поглощения: a-полосу в желтой и p-полосу в зеленой части спектра. Карбоксигемоглобин также имеет две полосы, но при меньших длинах волн, чем оксигемогло- бин, и расстояние (в нанометрах или ангстремах) между а-поло- сами окси-НЬ и карбокси-НЬ является характерной величиной для Данного гемоглобина. Дезоксигенированный гемоглобин имеет только одну широкую полосу в желто-зеленой части спектра. Для метгемоглобина характерны четыре полосы поглощения, завися- щие от pH, из них две очень сильные. Помимо полос поглощения
Таблица 8-1 Максимумы поглощения окси-, СО-, дезокси- и мет-форм пигментов, нм Пигмент Окси- СО- Дезокси- Мет- a ₽ a ₽ Гемоглобины позвоночных От 576,4 От 540 571 535 564 630 до 576,9 до 544 кольчатых червей Arenicola 574,6 540 569,8 563 Lumbricus 575,5 От 538 570 563 до 544 Hirudo 576,5 538 Haemopis 136] 576,5 538 Marphysa ’29a] 576 540 570 537 553 иглокожих Cucumaria sp. 579 543 573 535 538 C. miniata 570 539 членистоногих Chironomus 578 ' 541,8 573 539 [202] Artemia 577 542 569 537 Triops [78] 574 541 569 538 566 Moina [82] 578 542 571 540 559 Cyzicus [10] 573 538 568 536 моллюсков Area 578 541,5 Planorbis 574,6 570,8 круглых червей Ascaris [189] целомическая 578 540 540 550 630, 500 жидкость стенка тела 579 541 Strongylus 578,1 540 555 637 плоских червей Phaenocora [34] 580 540 560 простейших Paramecium 581 545 570 542 553 Миоглобины 580 541 579 555 630 Хлорокруорин 604 559 601,8 574 525 Гемоэритрин 408 510 От 390 до 410 Гемоцианин Octopus 570 Limulus От 575 580 до 580 Homarus 570 Palinurus 558 Helix [107] 575 i
Дыхательные функции крови 13 б видимой части спектра, гемоглобин имеет выраженные полосы в фиолетовой области (полосы Сорэ): Полосы Сорэ, нм ньо2 ньсо MetHb НЬ Гемоглобин 414,5 420 406 425 Миоглобин 418 424 407 435 У различных гемоглобинов полосы поглощения качественно одинаковы, так как поглощение определяется гемом. Однако раз- личия в белковой части гемоглобина могут приводить к сдвигу максимума на несколько ангстрем (в пределах одного класса животных) или даже на несколько нанометров (у представителей разных классов или типов). Обычно a-пик выше, чем p-пик, но в некоторых случаях (например, у Hb Ascaris и корневых клу- беньков бобовых)1 p-пик выше [102]. Сдвиг a-полосы при переходе; окси-формы в карбокси-форму для большинства гемоглобинов составляет 43—56 А, для миоглобина 31—36 А, для гемоглобина личинки овода (Gastrophilus) —95 А, для гемоглобина корневых, клубеньков — 100 А. Спектры поглощения гемоглобинов паразита и хозяина в большинстве случаев слегка различаются между со- бой (например, у Ascaris и свиньи, у Gastrophilus и лошади). Од- нако у Nematodirus полосы поглощения НЬ те же, что и у хо- зяина — овцы. Шесть гемоглобинов морской миноги имеют одина- ковый молекулярный вес, но слегка различаются в отношении по- лос Сорэ. Растворимость, изоэлектрическая точка и щелочная денатура- ция. В нейтральном фосфатном буфере гемоглобин лошади рас- творяется лучше, чем гемоглобин человека; у коровы фетальный гемоглобин в 6 раз (а у овцы в 20 раз) более растворим, чем ге- моглобин взрослых особей, тогда как у человека эта форма НЬ, наоборот, менее растворима, чем пигмент «взрослого» типа. Для гемоглобинов позвоночных характерны изоэлектрические точки при pH 6,8—7,0, тогда как у большинства беспозвоночных они лежат в области pH 5,0—6,0. Однако у некоторых рыб изоэлек- трическая точка НЬ т’оже сдвинута в кислую сторону, например у карпа 6,5, у опсануса от 5,7 до 6,2 [173]. Гемоглобин круглоро- тых (Petromyzori) имеет изоэлектрическую точку при pH 5,6 [201], один из гемоглобинов черепахи Pseudemys — при pH 5,7, а дру- гой — при 7,2. Изоэлектрические точки гемоглобинов беспозвоноч- ных различны, например у Gastrophilus 6,2, у Arenicola 5,1 [201а], у Marphysa 4,6 [29а]. Изоэлектрическая точка гемоглобина клу- беньковых бактерий лежит при pH 4,5. Ascaris имеет два гемогло- бина: НЬ стенки тела и НЬ полостной жидкости с изоэлектрически- ми точками при pH 5 и pH 6,7 соответственно [189]. У угря An- guilla japonica также два гемоглобина: Ei имеет изоэлектрическую 1 А также у человека и многих позвоночных. — Прим, перев.
14 Глава 8 точку при pH 8,08, а Е2 — при pH 5,96. Кроме того, форма Ei более устойчива к щелочной денатурации [68]. Скорость денатурации при высоких значениях pH используют для характеристики гемоглобинов. Для фетального гемоглобина человека (HbF) эта скорость значительно меньше, чем для гемо- глобина взрослого (НЬА), тогда как у многих животных — овец, головастиков, некоторых рыб — эмбриональный гемоглобин дена- турируется быстрее, чем «взрослый» [101]. Гемоглобин дождевого червя Lumbricus гетерогенен: он денатурируется в щелочи в три этапа, и структура его пока неизвестна. Размеры молекул. Величину молекул многих гемоглобинов оп- ределяли методом седиментации в ультрацентрифуге. Константа седиментации s20j w представляет собой скорость осаждения (в см/с) в стандартном гравитационном поле при 20 °C в среде с вязкостью, равной вязкости воды [193]. В табл. 8-2 приведены константы седиментации и рассчитанные по ним молекулярные ве- са пигментов крови различных животных. Для гемоглобинов поз- воночных константа седиментации, как правило, составляет 4,3— 4,7-10"13 см/с, а для гемоглобинов беспозвоночных она выше. У уг- ря Anguilla japonica одна из форм гемоглобина, Еь имеет мол. вес 65200 и состоит из четырех субъединиц с мол. весом 16 300, а дру- гая форма, Е2, имеет мол. вес 68 800 и состоит ив четырех субъеди- ниц с мол. весом 17 200 [212]. У амфибий и рептилий молекулы гемоглобинов обычно несколько крупнее, чем у млекопитающих, птиц и рыб. У жабы Bufo valliceps гемоглобин состоит из трех компонентов с константами седиментации 4,8, 7,7 и 12,5S, что, возможно, указывает на агрегацию субъединиц [193]. При изуче- нии гемоглобинов у 54 видов черепах в ряде случаев были найдены величины 4S и 7S, а у остальных видов — более 8S [192]. Гемо- глобины лягушек и черепах имеют тенденцию полимеризоваться при гемолизе [165]. Константа седиментации основного компонен- та гемоглобина из полостной жидкости Ascaris равна 11, но имеют- ся также компоненты 8S и 2S; для гемоглобина стенки тела этот показатель равен 1,5S [189, 191]. Отсюда можно предположить, что каждая молекула гемоглобина из полостной жидкости содер- жит 8 гемов и состоит из субъединиц с мол. весом 40600. У Para- mecium гемоглобин имеет мол. вес 13000 и константу седимента- ции 1,5S (у миоглобина она равна 1,84S [190]. Миоглобин человека имеет константу седиментации 1,81 S и мол. вес 17 450 (150 аминокислотных остатков); его молекула со- держит один гем. Гемоглобин крови имеет мол. вес 64 500, и в его молекуле 4 гема. Гемоглобин крови круглоротых имеет мол. вес около 17 800, один гем в молекуле и константу седиментации 1,9S. Гемоглобин Petromyzon marinus представляет собой в оксигениро- ванном состоянии мономер, а в дезоксигенированной форме об- разует димеры или тримеры, что связано со ступенчатым характе- «к-гАтлГлий грмоглобины
\ \ Таблица 8-2 Константы седиментации и молекулярные веса пигментов крови Константа седимента- ции при 20 °C, см/(1013сдин) Мол. вес Локализация Г емоглобин Лошадь, НЬ Mb Человек Кролик Голубь Утка Саламандра Лягушка Rana Жаба Bufo Черепаха Chrysemys Ящерица Lacerta Змея Coluber Двоякодышащая рыба Protopterus Cyprinus Opsanus Скат Raja Угорь Anguilla [68] Минога Lampetra Polistotrema Myxine Пиявка Hirudo 4,4 4,4 4,4 4,4 4,4 4,8 4,5 4,8 4,5 4,6 4,4 4,3 4,4 4,3 4,3 1,87 1,9 2,3 58 68 000 17000 Е2 48 800 Ег 45200 19100 23 100 В плазме Дождевой червь Lumbri- cus Marphysa [29a] Nereis [183] Arenicola [201 a] Arenicola [203] Glycera 61 58,4 58,6 58,7 54 3,5 2 946 000 2 400 000 2 850 000 (180 единиц гема) » » в » » клетках Notomastus 2,1 36 000 » » Голотурия Thyone 2,4 23 000 » » Двустворчатый моллюск Area 3,5 33 600 » » Улитка Planorbis Двустворчатый моллюск Phacoides [155] Ракообразное Daphnia Moina Cyzicus [10] 33,7 1,8—2 14,3 17,8 1 539 000 15 000 670 000 220 000 в » плазме » Насекомое Chironomus sp. Ch. plumosus Ch. thummi [24] Ascaris [138a] стенка тела полостная жидкость Плоский червь Phaenoco- га [34] Хлорокруорин 2,0 3,1 11,8 2,3 31 400 16 000 16 000 и 32 000 37 000 328 000 » » » Serpula Sabella Spirographis [8а, 64а] 59 53 57,5 3 000000 2 750 000 » » »
16 Глава 8 _____________ _ Продолжение Константа седимента- ции при 20 rC, см/(Ю13 е дин) Мол. вес Локализация Гемоэритрин Sipunculus Golfingia Гемоцианин Брюхоногие моллюски Вис cinum Littorina Busy con [179a] Helix [107] Helix Головоногие моллюски Loligo [39] Rossia Octopus Eledone Членистоногие Cancer [43] Callianassa [179a] Eriphia [40] Homarus [148] Limulus Pandalus Panulirus Pagurus Astacus Carcinus 102 (132) 99,7 (132) 60 100 130 99 59 (19, 11) 56,2 49,3 49,1 25,4 18 35 24 (16, 5) 16 34,6 (56,6; 16,1; 5,9) 17,4 16,4 16 93 3 23,3 (16,7) 66 Ос 108 000 4 400 000 8 800 000 13 009 000 6 680 000 9 000 OOJ 3 800 000 3 316000 2 785 000 940 000 480 000 1 800 000 950 000 825 000 1 800 000 397 000 В клетках » » различаются по способности к полимеризации: у аксолотля дезок- сигемоглобин при pH ниже 6,0 образует октомеры, а оксигемогло- бин остается в виде тетрамера во всем диапазоне pH; у Rana esculenta оксигемоглобин не полимеризуется, а дезоксигемоглобин может образовывать октомеры при pH от 5 до 8; наконец, у Tritu- rus как окси-, так и дезоксигемоглобин существуют в виде тетраме- ров при любом значении pH [44]. Миоглобины млекопитающих способны к полимеризации, особенно при pH между 3,5 и 5,5. У тех беспозвоночных, у которых гемоглобин растворен в плаз- ме, молекулярный вес его, как правило, превышает 1 000000; столь большие размеры препятствуют выходу молекул из системы кро- вообращения. У беспозвоночных, обладающих эритроцитами, мо- лекулы гемоглобина имеют меньшую величину; например, у Thyo- пе и Gastrophilus мол. вес гемоглобина около 34 000 и каждая молекула, вероятно, состоит из двух субъединиц. Однако у личи-
Дыхательные функции крови 17 нок хирономид гемоглобин с низким молекулярным весом суще- ствует в свободном виде в плазме. У Chironomus thummi имеются два типа гемоглобина с мол. весами 16 000 и 32 000 — вероятно, мономер и димер [24]. У аннелиды Glycera целомический гемо- глобин имеет мол. вес 18200; число остатков на одну спираль то же, что и в миоглобине [139]. Гемоглобин Arenicola имеет мол. вес 2,85-106. Интактная молекула состоит из двух шестичленных колец, т. е. из 12 субъединиц, каждая из которых обладает мол. весом 230 000 и содержит 8 гемов. Таким образом, вся молекула содержит 96 гемов [201а]. У раковинного листоногого рачка Cyzi- cus гемоглобин крови имеет константу седиментации 11,4S, что соответствует мол. весу 2,2-105; молекула состоит из 12 или 13 субъединиц [10]. При обработке гемоглобина некоторых млекопитающих такими агентами, как мочевина, он распадается на частицы с мол. весом 34 000. Дальнейшее расщепление протекает гораздо труднее [211]. Как показывает рентгеноструктурный анализ, молекула гемогло- бина лошади представляет собой сфероид размером 64X55X60 А. Миоглобин имеет размеры 40X35X23 А [103, 104]. Кристаллы ге- моглобина разных животных имеют характерную форму. На элек- тронных микрофотографиях крупных молекул гемоглобина неко- торых аннелид, в частности Lumbricus, видно, что они состоят из двух наложенных друг на друга шестиугольных дисков диаметром 230—265 А. Каждый диск состоит из 6 единиц, содержащих по 3 субъединицы величиной 70 А [173а, 178а]. Электрофоретическая подвижность. Гемоглобины разных жи- вотных различаются по своей электрофоретической подвижности. Электрофорез обычно позволяет также обнаружить разные типы гемоглобина у одного и того же вида животных. Например, мио- глобин лошади состоит из двух электрофоретических компонентов, гемоглобин коровы, овцы и буйвола — тоже из двух, а гемоглобин свиньи оказывается гомогенным [200]. У овец, обитающих на уров- не моря, преобладает один из двух компонентов, а у живущих на больших высотах — другой. Разные породы овец можно различать по соотношению гемоглобинов [45]. В гемоглобине взрослого чело- века (НЬА) содержится примесь особой формы, HbAs, составляю- щая в норме 2,5%, а при талассемии — 5,1 % [108]. В пуповинной крови человека обнаружен фетальный гемоглобин (HbF), у 20-не- дельного плода имеется гемоглобин с еще меньшей электрофоре- тической подвижностью — эмбриональный, или «примитивный» (НЬР). Есть данные о том, что НЬР образуется в мезобластах, в то время как HbF синтезируется в печени, а НЬА — в костном мозге [109]. У ряда других позвоночных фетальному гемоглобину тоже предшествует эмбриональный. У 112 видов из 73 родов хищных животных гемоглобины имеют электрофоретическую подвижность, Равную 0,85 подвижности НЬА человека [185].
18 Глава 8 При изучении гемоглобинов птиц оказалось, что у уток и кур имеются три компонента, у многих диких птиц (20 видов) — два, у голубей и пингвинов — по одному. Гибрид перепела и дикой ку- рицы обладает гемоглобинами, характерными для обоих родителей [130]. Многие виды амфибий и рептилий имеют гемоглобины с не- сколькими электрофоретическими компонентами. Многокомпонент- ный гемоглобин обнаружен, например, у лягушки Rana catesbiana, причем ни одна из электрофоретических полос гемоглобина взрос- Рис. 8-3. Изменения фракционного состава гемоглобина у североморской сельди в зависимости от возраста и размеров тела [207]. лого животного не совпадает с полосами, характерными для пиг- мента головастика [2]. У Tritiirus гемоглобин состоит из двух фракций — «быстрой» (НЬА) и «медленной» (НЬВ), одна из двух полипептидных цепей белка является общей для обеих форм [182]. У миноги Petromyzon marinas 6 типов гемоглобина с одинако-' вым молекулярным весом [180], а у Lampetra fluviatilis гемогло- бин состоит в основном из двух компонентов. Большинство рыб имеет несколько циркулирующих в крови гемоглобинов, причем состав их может быть полезен для целей систематики. Гибриды Fi между разными видами рыб сем. Centrarchidae (например, уша- стым окунем и краппи) обычно обладают гемоглобинами обоих родителей. Однако при скрещивании того же вида ушастого окуня с хенобриттусом у потомков Fj образуется лишь 25% гибридных молекул, а другой вид ушастого окуня с хенобриттусом дает по- томство с 40% гибридных молекул [131]. У сельди Clupea harengus найдено 8 различных форм гемогло- бина, которые остаются до конца жизни, но появляются последо- вательно в течение четырех лет развития — так, как если бы раз- личные гены активировались в разном возрасте [207] (рис. 8-3).
Дыхательные функции крови 19 Кижуч (вид лосося) имеет 10 фракций гемоглобина, мигрирующих к аноду, и 12 фракций, мигрирующих к катоду; у взрослых особей можно обнаружить еще ряд катодных фракций [199]. У одной голотурии известны два генетических варианта: «тол- стый» вариант имеет два вида гемоглобиновых цепей, а «тон- кий» — пять [129]. Очевидно, у большинства животных, обладающих гемоглоби- ном, этот пигмент одновременно представлен в крови несколькими формами. Аминокислотная структура цепей. Разделив гемоглобин на со- ставляющие его цепи, можно исследовать аминокислотный состав и структуру полученных полипептидов. Каждый тип цепи кодиру- ется определенным цистроном, и точечная мутация в нем может вызвать замену одного аминокислотного остатка в соответствую- щем пептиде. Гемоглобин взрослого человека (НЬА) состоит из двух a-цепей и двух p-цепей (с^Рг); фетальный гемоглобин (HbF) имеет структуру «272- Как показал генетический анализ, гены, оп- ределяющие синтез а- и p-цепей, находятся в разных хромосомах, а гены ,р- и у-цепей — в одной хромосоме. р-Цепь больше подвер- жена мутациям, чем а-цепь. N-концевая последовательность ами- нокислот в p-цепях четырех мутантных гемоглобинов человека вы- глядит следующим образом [90]: НЬА: Вал-Гис-Лей-Тре-Про-Глу-Глу-Лиз HbS: Вал-Гис-Лей-Тре-Про-Вал-Глу-Лиз НЬС: Вал-Гис-Лей-Тре-Про-Лиз-Глу-Лиз HbG: Вал-Гис-Лей-Тре-Про-Лей-Гли-Лиз Гемоглобин относительно нечувствителен к заменам амино- кислот на поверхности молекулы, но очень чувствителен к измене- ниям в области неполярных связей, особенно вблизи гемов. Кроме того, на функции молекулы сказываются замены аминокислот в местах соединения а- и р-субъединиц. Некоторые замещения ами- нокислот не влияют на функцию, в то время как другие изменяют сродство к кислороду, взаимодействие между гемами или констан- ту равновесия для агрегации субъединиц [146]. Третичная структура а- и p-цепей в окси- и дезоксигемоглобине одинакова, однако четвертичная структура может быть различной. Вообще a-цепи относительно более стабильны, и Ингрэм предпо- лагает, что у первых позвоночных дыхательный пигмент состоял из одной-единственной цепи (как миоглобин), а переход к гемо- глобину современного типа произошел путем удвоения а-цепей; в дальнейшем по мере эволюционной дивергенции появлялись раз- личия в аминокислотном составе этих цепей. Согласно этой гипоте- зе, у- и p-цепи дифференцировались значительно позже [91]. У человека а- и ip-цепи различаются по 85 из 141 аминокислот- ного остатка; в р- и у-цепях неидентичны всего лишь 7 или 8 остат-
20 Глава 8 ков. у-Цепь (в HbF) содержит больше глутаминовой кислоты и метионина, но меньше валина и пролина, чем p-цепь (в НЬА). Гемоглобины человека и человекообразных обезьян почти оди- наковы; видимо, устойчивые гены, ответственные за синтез а- и p-цепей, сформировались еще до разделения этих двух ветвей эво- люции. Сравнение гемоглобинов человека и гориллы показывает, что они различаются по двум аминокислотным остаткам в а-цепи и одному в p-цепи, в то время как между гемоглобинами человека и лошади имеется 15 различий в аминокислотах [214]. У низших приматов (лемуров) различия в p-цепях больше, чем в а-цепях [71]. Среди 153 аминокислотных остатков в каждой из четырех по- липептидных цепей гемоглобина млекопитающих обнаружено 25 различий между лошадью и кенгуру и 31 — между китом и кенгуру [3]. Для 141 остатка a-цепи гемоглобина число различий для некоторых видов приведено ниже [17]; видно, что оно тем больше, чем дальше отстоят друг от друга виды в эволюционном отношении. Чело- век Макак- резус Лошадь Коро- ва Кури- ца Гигантский се- рый кенгуру Карп Человек 0 4 18 17 35 27 71 Макак-резус 4 0 16 16 35 26 71 Лошадь 18 16 0 18 40 29 70 Корова 17 16 18 0 38 26 68 Курица 35 35 40 38 0 41 75 Гигантский серый кен- 27 26 29 26 41 0 74 ГУРУ Карп 71 71 70 68 75 74 0 Овцы полиморфны в отношении гемоглобина : две основные фракции, А и В, находятся у них в разных соотношениях в зависи- мости от породы. НЬА имеет большую электрофоретическую по- движность, чем НЬВ. При анемии НЬА заменяется третьим гемо- глобином (НЬС). Все три гемоглобина отличаются друг от друга структурой p-цепей (С от А — по 12 аминокислотным остат- кам, В от С — по 21 остатку) [22] и функциональными особенно- стями (см. стр. 43). Высказано предположение о наличии опре- деленной корреляции между соотношением гемоглобинов А и В и принадлежностью овец к линиям с высоким или низким содержа- нием калия в эритроцитах. Гемоглобин взрослых кур разделяется на две полосы; НЫ со- ставляет от 75 до 80% общего количества пигмента и содержит больше лизина, гистидина и аргинина и меньше аспарагина и глутамина, чем НЬП. У куриного эмбриона имеется третий тип (НЫП) [88]. У ряда воробьиных птиц электрофоретически обна- ружено по два и по три типа гемоглобина; каждый гемоглобин
Дыхательные функции крови 21 состоит из четырех цепей, причем а2- и ^-субъединицы в НЫ бо- лее сходны между собой, чем в НЬП. Два гемоглобина угря состоят из четырех полипептидных цепей каждый, как у большинства позвоночных; во всех цепях на N-koh- це находится валин, а С-концевые последовательности а- и р-цепей различны [212]. Гемоглобин речной миноги (Lampetra) состоит из. одной цепи, которая сильно отличается по своей первичной струк- туре от гемоглобина человека (менее 30% совпадающих последо- вательностей) [170]. У беспозвоночных гемоглобины содержат относительно меньше гистидина и лизина, больше аргинина и намного больше цистина„ чем у позвоночных. Гемоглобин миноги, так же как и у млекопи- тающих, содержит мало аргинина и много лизина, но он сходен с гемоглобинами некоторых беспозвоночных малым содержанием гистидина и высоким содержанием цистина [173]. Гемоглобин Аге- nicola состоит из полипептидных цепей двух типов: в более длин- ной цепи на N-конце находится аспарагиновая кислота, а на С-кон- це — аланин [201а]. Гемоглобин аскариды содержит 332 амино- кислотных остатка, среди которых относительно много изолейцина„ глутамина и аргинина [138а]. У человека при серповидноклеточной анемии эритроциты при- нимают характерную форму серпа или полумесяца и частично те- ряют способность переносить кислород. Серповидность проявляет- ся при низких значениях Ро2 и низких pH. У оленей (по данным электрофореза) имеется четыре гемоглобина. Один из них ответ- ствен за феномен серповидности, который проявляется у оленя при высоких Ро2 и щелочном pH [204]. Насколько часто различные формы гемоглобина встречаются в одних и тех же эритроцитах, неизвестно. У головастиков крас- ные кровяные клетки образуются в печени, а у взрослых лягу- шек — в костном мозге. Иммунофлуоресцентное исследование осо- бей в период метаморфоза показало, что эмбриональный и «взрос- лый» гемоглобины находятся в разных эритроцитах [121]. Предполагается, что у млекопитающих в одном эритроците могут одновременно присутствовать молекулы гемоглобина нескольких, (мутантных) типов. При исследовании эритробластов взрослого человека и плода, окрашенных с помощью флуоресцирующих ан- тител, в тех и других были выявлены как НЬА, так и HbF, причем соотношение между ними зависело от стадии развития организма; [34а, 59а]. Хлорокруорин Хлорокруорин — зеленый железосодержащий пигмент, находя- щийся в крови сабеллид и серпулид, — содержит порфирин, ко- торый отличается от гема тем, что в одном из пиррольных колец.
Рис. 8-4. Электронные микрофотографии Гемоцианин Helix pomatia-, Х184 000. (Фото любезно Х200 ООО А Гемоцианин Litnulus; X290 ООО. Б.
Дыхательные функции крови 23 винильный радикал заменен формильным: СН3— С—С— СНО N Хлорокруорин сходен по аминокислотному составу с гемогло- бинами беспозвоночных. Это близкое сходство с гемоглобином поз- воляет объяснить тот факт, что в крови некоторых червей содер- жатся оба пигмента, а иногда в пределах одного рода у одних видов имеется хлорокруорин, у других — гемоглобин (стр. 59). Полосы поглощения хлорокруорина, оксихлорокруорина и СО-хлорокруорина сдвинуты на 20—25 нм в сторону более длин- ных волн по сравнению с соответствующими полосами гемоглоби- на (см. табл. 8-1). У Spirorbis хлорокруорин имеет мол. вес около 3000000, а у Spirographis — около 2 750000 [64а]. Изоэлектриче- ская точка пигмента равна 4,2; он всегда растворен в плазме (см. табл. 8-2). Как и в гемоглобине, к одному атому железа присоеди- няются два атома кислорода [50]. У Spirographis молекула хло- рокруорина содержит 80 гемов [80]. Как показывают электронные микрофотографии, хлорокруорин Spirographis, подобно гемоглоби- ну некоторых других аннелид, состоит из двух одинаковых частей, каждая из которых построена из 6 субъединиц величиной 70 А, расположенных по углам шестиугольника [64а] (рис. 8-4,5). Гемоцианин В гемоцианине медь не входит в состав простетической группы, а связана непосредственно с белком. Некоторые гемоцианины об- разуют соединения с углеводами; например, гемоцианин Helix со- молекул гемоцианина и хлорокруорина. Предоставлены д-ром 1Ь4а]. Э. Бруггеном.) В. Дезоксихлорокруорин Spirographis при pH 7;
24 Глава 8 держит около 9% углеводов. Если в крови имеется гемоцианин, то он обычно составляет более 90% всего растворенного белка. У Loligo концентрация гемоцианина в крови 80 мг/мл, а у Busycon 40 мг/мл. У членистоногих содержание меди в гемоцианине равно = 0,17%, а у моллюсков — 0,25%. У ряда ракообразных и Limulus концентрация меди в крови колеблется от 4 до 9 мг%; у головоно- гих моллюсков она составляет 25 мг%. В дезоксигемоцианине медь находится в закисной форме; возможность ее присутствия в окисной форме в настоящее время оспаривается [74]. В дезоксигенированном состоянии гемоцианины бесцветны, но, как и все белки, поглощают в ультрафиолетовой зоне с максиму- мом при 280 нм. Оксигенированные гемоцианины имеют синий :цвет, у них широкий максимум поглощения при 570 нм и четкая полоса поглощения в области от 340 до 350 нм. Гемоцианины — очень крупные молекулы: у моллюсков кон- станты их седиментации соответствуют молекулярному весу в не- сколько миллионов, у членистоногих — в сотни тысяч. Молекула гемоцианина может диссоциировать на меньшие компоненты. При наибольшей степени агрегации молекулярный вес гемоцианина у членистоногих достигает сотен тысяч. Гемоцианины членистоногих могут иметь константу седиментации 35S (Lumulus, Callianassa) и 60S (Lumulus). При высоких значениях pH дезоксигенированный гемоцианин проявляет тенденцию к диссоциации, а по мере реокси- генации происходит обратная ассоциация субъединиц. Гемоцианин омара имеет мол. вес 825 000; в щелочном растворе удаление Са2+ способствует диссоциации на 12 субъединиц с мол. весом около 69 000 каждая. При дальнейшей диссоциации отщепляются актив- ные центры, связывающие кислород [148]. Гемоцианины членисто- ногих обычно состоят или из двух медьсодержащих цепей с мол. весом 37 000, или трех цепей с мол. весом 25 000, в одной из кото- рых атом меди отсутствует [74]. У Cancer гемоцианин не содер- жит субъединиц с мол. весом менее 75 000 [179а]. Как показала электронная микроскопия, гемоцианин омара с константой седиментации 24S имеет форму двойного диска, кото- рый построен из 168-субъединиц, образующих в проекции прямо- угольник или шестиугольник величиной до 100—125 А. Гемоцианин скорпиона в состоянии димера образует большой прямоугольник. У Limulus молекулы пигмента состоят из цилиндров с гексагональ- ным расположением осей [39, 74] (рис. 8-4, А). У моллюсков гемоцианины более разнотипны, чем у членисто- ногих. У брюхоногих молекулы пигмента имеют константу седи- ментации, равную 100S, и мол. вес от 8,7 до 9 млн. (рис. 8-5). По данным электронной микроскопии у Busycon молекулы с констан- той 100S имеют вид полого цилиндра диаметром 350 А и высотой 380 А. Молекулы с константой 60 S — результат поперечного рас- щепления цилиндра; кроме того, образуются и более мелкие час- титгы MIS. 15S и 30S). Присоединение кислорода способствует
Дыхательные функции крови 25- агрегации субъединиц; например, при pH 8,28 наблюдали следую- щую картину [39]: Полная оксигенация Дезоксигенация Реоксигенация 66% 17% 69% в виде компонентов 100S У некоторых улиток (Helix pomatia и др.) обнаружены две фор- мы гемоцианина — а и Р; в 1 М NaCl а-гемоцианин диссоциирует’ Рис. 8-5. Константы седиментации гемоцианина Helix, полученные при различ- ных pH (Eriksson-Quensel I., Svedberg Т„ Biol. Bull., 71, 498—547, 1936). на Две половины, а р-гемоцианин не диссоциирует вовсе. Обычна °' и P-формы присутствуют в соотношении 3:1; обе имеют констан- ту седиментации 100S и мол. вес около 9 млн. У Helix aspersa отношение а : р равно 1 : 3. Высокие значения pH способствуют Диссоциации на субъединицы с мол. весом в V2, Vio и ’/2о перво- начального. Ионы кальция стабилизируют полимер, а удаление Двухвалентных катионов способствует диссоциации. У кальмара Дезоксигенированный гемоцианин состоит преимущественно из компонентов 59S (т. е. с мол. весом 3,8-106) в диапазоне pH от До 8,4 и в присутствии магния. Без магния при pH 7,2 преоб-
26 Глава 8 ладают 195-единицы, а при pH 9,5—HS-единицы [38]. При 80 %-ном насыщении кислородом гемоцианин представлен только субъединицами; при 100%-ном насыщении происходит ассоциация их в полимер [39]. Г емоэритрин Этот пигмент содержит примерно в три раза больше железа, чем гемоглобин (0,9—1,0%); порфирина здесь нет, и железо свя- зано непосредственно с белком. Гемоэритрины находятся в особых Рис. 8-6. Спектры поглощения оксигемоэритрина (1), метгемоэритрина (II) и дезоксигемоэритрина (///; таков же спектр пигмента, освобожденного от желе- за) [56]. клетках крови. Большинство имеющихся данных получено при изу- чении гемоэритрина сипункулиды Golfingia [106]. Дезоксигениро- ванный гемоэритрин бесцветен, но он имеет максимум поглоще- ния в ультрафиолете, зависящий от белка. Оксигенированный ге- моэритрин имеет выраженный максимум при 330 нм и более сла- бую полосу поглощения в области 500 нм. Гемоэритрин в мет-фор- ме поглощает при 330 и 380 нм (рис. 8-6). Изоэлектрическая точка гемоэритрина Siptmculus лежит при pH 5,8.
Дыхательные функции крови 27 Гемоэритрины имеют константу седиментации 7S и мол. вес 108000. С помощью химических реагентов можно вызвать дис- социацию молекулы на субъединицы с константой 2S и мол. весом 13 500; каждая субъединица содержит два атома железа, тогда как в целой молекуле их 16. Есть данные о том, что гемоэритрин су- ществует в двух формах — в виде мономера и октомера, которые находятся в равновесии между собой, а димеры и тетрамеры прак- тически отсутствуют; при обычной высокой концентрации пигмента в кровяных тельцах большая часть пигмента находится в форме октомера [56]. По данным пептидного анализа мономер представляет собой цепь из 113 аминокислот с единственным цистином в 50-м положе- нии, большая часть цепи (75%) имеет структуру а-спирали. Оба атома железа двухвалентны и расположены примерно в середине свернутой цепи [56]. При переходе гемоэритрина в мет-форму же- лезо может присоединять различные лиганды — О2, С1, цианат, N з или ОН. Результаты новейших исследований (химический анализ, изу- чение эффекта Мёссбауэра, оптических и магнитных свойств) ука- зывают на то, что при оксигенации происходят значительные кон- формационные изменения. Предложены следующие структуры [56]: /Н2О Н2ОХ Дезоксигемоэритрин FeH. /FeH ХН2О Н2СУ /0\ Метгемоэритрин FeHi^ /FeHi L °ч Оксигемоэритрин FeilL /Fein of—О........................H— (L—лиганд) Соединение гемоглобина с кислородом Скорости ассоциации и диссоциации Скорости присоединения и отдачи лигандов пигментами были измерены с помощью быстрорегистрирующих спектрофотометров. Процесс связывания и освобождения О2 или СО гемоглобином со- стоит из четырех этапов, и кинетика его очень сложна [179]. Со- единение с СО идет на порядок медленнее, чем с О2. Константы
28 Глава 8 скорости суммарной реакции связывания для гемоглобина (моль-1* -с-1) равны [58]: Овца Lumbricus Arenicola Кислород 2,6-Ю6 2,3-106 2,3-10® Окись углерода 1,8-105 2,2-105 2,9-105 Присоединение лиганда идет быстрее, чем диссоциация. С мио- глобином млекопитающих реакции протекают быстрее, чем с гемо- глобином; время полунасыщения кислородом составляет для мио- глобина 0,0004 с, а для гемоглобина 0,038 с. Гемоцианин в этом отношении сходен с гемоглобином. При работе с интактными эритроцитами реакции идут медлен- нее, чем в растворе гемоглобина. Крупные эритроциты (опреде- ленных животных) больше замедляют реакцию, чем мелкие. Таким образом, размеры клеток, их проницаемость и скорость диффузии могут лимитировать скорость присоединения и отдачи лиганда [77]. Приводим данные о связывании Ог- Константы скорости оксиге- нации, мМ—1с—1 Объем эритроцита, мкмЗ эритроциты гемоглобин Овца 137 .— Лошадь — 2,4-103 Коза 133 2.7-103 20 Человек 80 2,4-103 90 Собака 65 — Лягушка 19 2,7-103 680 Структурные изменения при оксигенации Ряд данных говорит о том, что процессы присоединения и от- дачи кислорода сопровождаются конформационными изменениями. Так, расстояние между двумя реактивными остатками цистеина в р-цепях, составляющее в дезоксигенированном гемоглобине 37,6 А, уменьшается при оксигенации до 30 А; это связано с изменением положения p-цепей относительно a-цепей [135а]. При оксигенации освобождаются протоны гистидина — в среднем 3,8 протона в ге- моглобине мыши и 1,5 протона в гемоглобине слона. Это означает,' что оксигемоглобин — более сильная кислота (т. е. он в большей степени диссоциирует), чем дезоксигемоглобин. При оксигенации один электрон переходит от атома двухвалентного железа к кисло- роду, который превращается в отрицательно заряженный ион (об этом переносе заряда уже упоминалось на стр. 9). Сродство различных гемоглобинов к кислороду неодинаково. Например, у Rana catesbiana гемоглобин В наполовину насыщает-
Дыхательные функции крови 29 ся кислородом при Ро2 15,8 мм рт. ст., а гемоглобин С —уже при 7 9 мм рт. ст. [2]. Гемоглобин миноги состоит из одной цепи, но при дезоксигенации мономеры обнаруживают тенденцию полимери- зоваться в тетрамеры, которые вновь распадаются при оксигена- ции. У миноги процесс насыщения НЬ кислородом, по-видимому, включает три этапа: дезагрегацию, оксигенацию и высвобождение протонов [25]. У ужа (Natrix) присоединение О2 ведет к диссо- циации субъединиц гемоглобина [192]. Гемоглобин кошки дает при электрофорезе две полосы; величины Р50 для обоих компонен- тов сходны [194]. Взаимодействие цепей при оксигенации Для того чтобы получить кривую кислородного равновесия ге- моглобина, определяют процентное насыщение гемоглобина кисло- родом при различном парциальном давлении О2. Мерой сродства Рис. 8-7. Кривая кислородного равновесия (в двойных логарифмических коорди- натах) гемоглобина в эритроцитах Sebastodes ruberrimus (по данным Мануэлла, личное сообщение). шщерения п₽н 9,8—10,2; 7,4; 6,96 и 6,60 выявляют прямой эффект Бора, а также умень- в иие максимального насыщения крови при снижении pH (эффект Рута). Кроме того, можно деть уменьшение величины п при подкислении, что указывает на ослабление взаимодейст- вия. между гемами. служит парциальное давление кислорода при 50%-ном насыщении \”бо). Такой график приведен на рис. 8-7. Для миоглобина, имею- щего лишь один гем, кривая кислородного равновесия имеет вид иперболы. Однако для гемоглобина эта кривая имеет сигмоидную форму, что указывает на кооперативное взаимодействие субъеди- ИЙ при связывании кислорода. Иными словами, присоединение О2
30 Глава 8 одной субъединицей увеличивает сродство к Ог остальных субъеди- ниц. Кривую равновесия можно приближенно описать уравнением У=100х (Р/Р5о)я 1 + (Р/Р^у ’ где У — процент гемоглобина, связанного с кислородом, или Ю0(НЬО2) (НЬ+НЬО2) , а Р — парциальное давление кислорода в мм рт. ст. Если У/100—У выразить как функцию logP, то наклон кривой в точке полунасыщения (где У=50%) будет равен п, т. е. величине, которую принимают за показатель взаимодействия между гемами (см. фиг. 8-7). Наклон кривой на обоих ее концах может быть меньше п. Для миоглобина п=1, для гемоглобинов млекопитаю- щих эта величина в середине кривой варьирует в пределах от 2,4 до 2,9; для высокомолекулярных гемоглобинов беспозвоночных п больше 3, например для Hb Arenicola — от 5,0 до 5,7 [201а]. Ге- моглобин Nereis имеет два значения п [203]. Для хлорокруорина Spirographis п — 3,2. Сродство к кислороду одного из гемов в молекуле гемоглобина . зависит от состояния остальных гемов (от того, связаны ли они с кислородом). Такое взаимодействие между гемами облегчает присоединение О2 и является причиной сигмоидной формы кривой кислородного равновесия; численным выражением этого служит величина и, которая больше единицы, но меньше общего числа ге- мов в молекуле. Для гемоглобина миксины Eptatretus п = 1,0, для НЬ взрослой особи Ichthyomyzon— 1,0, а для личинки— 1,2 [127]. Для личинки Lampetra п = 1,25, а для взрослой особи—1,5; для разных фракций гемоглобина Petromyzon п колеблется в преде- лах от 1,1 до 1,55 [9]. Однако при высоких концентрациях гемо- глобина и 90 %-ном насыщении его кислородом п может возрас- тать до 3, что указывает на полимеризацию [170]. . Изучение гемоглобина у 54 видов черепах показало, что спо- собность его образовывать полимеры весьма различна у предста- вителей разных семейств. У черепах (в отличие от человека) ве- личина п зависит от pH; например, у Gopherus при pH 5 она равна 1,3, а при pH 7 — от 2,5 до 2,7 [192]. Дополнительные данные о структурных изменениях при окси- генации были получены при изучении гибридных молекул гемогло- бина. Отдельные цепи гемоглобинов мыши (т) и осла (d) смеши- вали in vitro; значения Р50 для различных комбинаций этих цепей составляли [171]: а-цепи p-цепи Р50, мм. рт. ст. та ^2 ^2 т2 т2 12,3 ^2 4,7 т2 14,4 d2 4,7
Дыхательные функции крови 31 Сродство гибридной молекулы к кислороду в основном определя- лось тем гемоглобином, который служил источником р-цепи [171]. О конформационных изменениях при оксигенации свидетельст- вуют также изменение расстояния между p-цепями (см. стр. 8—11) и различия в скорости расщепления окси- и дезоксигемоглобина карбоксипептидазой. В молекуле оксигемоглобина две титруемые SH-группы, а в дезоксигемоглобине таких групп нет. Величина п зависит от концентрации солей в окружающем растворе и, кроме того, может снижаться под влиянием дифосфоглицерата [145]. Сигмоидная форма кривой кислородного равновесия отражает способность гемоглобина легко присоединять и отдавать кислород, особенно в случае высокого сродства гемоглобина к О2. Влияние кислотных групп на связывание кислорода Эффект Бора. Когда в кровь позвоночного поступает углекис- лота (как это происходит в тканях), сродство гемоглобина к кис- лороду падает и кривая равновесия сдвигается вправо (прямой эффект Бора). При высоких парциальных давлениях СО2 или при низких pH напряжение кислорода, необходимое для насыщения гемоглобина, выше, чем при нормальных условиях. В тканях по- ступление СО2 (или молочной кислоты) облегчает отдачу кисло- рода; наоборот, в легких или жабрах по мере отдачи СО2 погло- щение кислорода гемоглобином растет (рис. 8-8). Эффект Бора от- ражает взаимосвязь между кислородным равновесием и отдачей протонов (т. е. кислотностью гемоглобина). При низких pH (обыч- но значительно ниже физиологических) эффект Бора может обра- щаться, и тогда сродство возрастает; таким образом, при некото- ром pH Р50 имеет максимальную величину. Количественной мерой эффекта Бора служит изменение величины Р50 на единицу pH; выражение дает количество протонов, освобождаемых на 1 моль гема. Для гемоглобина человека изменение P$q составляет 1,1 на единицу pH в диапазоне pH от 6,5 до 9,5 [7]. Величины эффекта Бора для крови различных животных приведены в табл. 8-3. Прямой эффект Бора свойствен также хлорокруорину полихет. Протоны, освобождающиеся при оксигенации, принадлежат главным образом имидазольным группам С-концевых гистидинов p-цепи, а также аминогруппам a-цепей. Если «-аминогруппы a-цепи блокированы, эффект Бора уменьшается, но не исчезает совсем [144]. Эксперименты по гибридизации указывают на боль- шой вклад p-цепей в эффект Бора [171]. Двуокись углерода мо- жет влиять и на связывание СО [7. Величина эффекта Бора падает с уменьшением концентрации гемоглобина, с повышением емпературы и с увеличением ионной силы раствора за счет со- ей. у мелких млекопитающих эффект Бора выражен в большей
32 Глава 8 степени, чем у крупных; например, для мыши AlogPso/ApH состав- ляет 0,9, для человека — 0,65, а для слона — 0,45 [195]. Эффект Холдена. Наряду с эффектом Бора существует обрат- ный эффект — облегчение отдачи СО2 кровью при оксигенации и О W 20 20 40 Парциальное давление Оъ,ммрт.ст. Рис. 8-8. Кривые кислородного равновесия гемоглобина головастиков и взрослых особей лягушки-быка [168]. поглощения СО2 (в тканях) при дезоксигенации гемоглобина (эф- фект Холдена). Кислые группы белка на каждой из субъединиц снижают свои рК при оксигенации, т. е. оксигемоглобин — более сильная кислота, чем дезоксигемоглобин. Поэтому по мере отдачи кислорода тканям гемоглобин становится лучшим буфером (см. стр. 67), а в легких, наоборот, в результате оксигенации отри- цательный заряд гемоглобина возрастает и происходит вытеснение соответствующего количества ионов НСО~, что облегчает отдачу СО2. Эффект Рута. При подкислении может уменьшаться не только сродство к кислороду, измеряемое величиной Р50, но и максималь- ное насыщение при больших парциальных давлениях О2. Такое
Дыхательные функции крови 33 Таблица 8-3 Величина эффекта Бора в крови различных животных Животное A log Р50/ДрН Животное A log P50/ApH /Млекопитающие Тюлень Cystophora —0,66 Человек —0,62 [32а] цельная кровь [194] Морской котик [118] —0,475 раствор гемоглоби- —0,48 Тюлень обыкновенный —0,534 на [164] —0,49 [ИЗ] Горилла [163] Тюлень-крылатка [118] —0,48 Шимпанзе [163] —0,59, —0,46 Морж [118] —0,525 Бабуин [112] —0,55 Морской лев [118] —0,696 Лев [142] —0,54 Морская выдра [118] —0,46 Кошка [194] —0,49 Кенгуру [164] —0,54 Собака [194] —0,65 Сумчатый дьявол [164] —0,47 Морская свинка [167] —0,79 Броненосец [38] —0,43 Мышь [167] —0,96 Ехидна [196] —0,54 Кролик [167] —0,75 Птицы Хомяк [198] —0,41 Пингвин Адели [120] -0,5 Землеройка [198] —0,63 Утка —0,40 Шиншилла [66] —0,53 Рептилии и амфибии Нутрия [66] —0,56 Iguana [210] —0,52 Лесной сурок [66] —0,63 Necturus [117] —0,131 Луговая собачка [66] —0,51 Amphiuma [117] —0,205 Еж [32а] —0,62 Rana catesbiana [117] —0,288 Полевка -0,54 Рыбы Лошадь [167] —0,68 Protopterus [116] —0,47 Як [12] —0,68 Neoceratodus [116] —0,42 Лама [12] —0,74 Ictalurus [62] —0,31 Верблюд [12] —0,84 Salmo gairdneri [42a] —0,54 Олень [12] —0,78 Беспозвоночные Африканский слон [12] —0,58 Lumbricus [33] —0,40 Свинья [167] —0,57 Gastrophilus 0,0 Тюлень Уэдделла [113] Spirographis (хлоро- —0,66 взрослый —0,613 круорин) плод —0,671 Chironomus [202] От —0,56 до Бурый дельфин [79] -0,55 —1,3 Бобр [32а] —0,56 Cancer (гемоцианин) —0,27 [96] снижение верхнего уровня насыщения особенно выражено в крови некоторых рыб. Это явление — эффект Рута — в присутствии СОг наступает быстрее, чем в присутствии эквивалентного количества молочной кислоты. Описанные выше три вида взаимодействий между связыванием О2 и СО2 кровью отражают влияние одной части молекулы гемо- глобина на другую. Влияние разведения, ионов и фосфатов на сродство к кислороду Р50 для гемоглобина в интактных эритроцитах, как правило, вы- чем для того же пигмента, перешедшего в раствор в результа- те гемолиза. Кроме того, при разведении раствора гемоглобина 3—1514
34 Глава 8 кривая равновесия может сдвигаться в сторону более низких пар- циальных давлений О2. При диализе раствора гемоглобина потеря солей приводит к сдвигу кривой влево. Гемоглобин миноги в раз- бавленном растворе при нейтральном pH представляет собой мо- номер, если он насыщен кислородом; при дезоксигенации он час- тично превращается в димер, а при высоких концентрациях пиг- мента и низких значениях pH может быть и тетрамером. Увеличение концентрации гемоглобина в 63 раза ведет к 10-крат- ному снижению его сродства к кислороду [170]. Р50 для цельной крови овцы при 6 °C составляет 7,2 мм рт. ст., а для раствора ге- моглобина той же концентрации — 5 мм рт. ст. Разведение раство- ра в 10 раз снижает эту величину примерно до 2,5 мм рт. ст. [143]. У миксины Polistotrema величина Р50 равна 3,5 мм рт. ст. для эритроцитов и 1,8 мм рт. ст. для раствора гемоглобина; соот- ветствующие величины для голотурии Cucumaria составляют 12,5 и 3,84 мм рт. ст. [123, 124]. Таким образом, микроокружение мо- лекулы гемоглобина в эритроците влияет на связывание кислоро- да. Как разведение, так и присутствие солей изменяют Р50. Поэто- му наблюдения, сделанные на цельной крови, не следует крличест- венно сравнивать с результатами, полученными при изучении очищенного белка. Давно известно, что кривые насыщения для гемоглобина в рас- творе располагаются левее, чем кривые для цельной крови, и что цельная кровь более чувствительна к изменениям pH. Важным компонентом эритроцитов, регулирующим сродство гемоглобина к кислороду, является дифосфоглицерат (ДФГ). В эритроцитах человека концентрация ДФГ равна 5-10~3 М, т. е. на каждую мо- лекулу гемоглобина приходится примерно одна молекула ДФГ. Это вещество сдвигает кривую кислородного равновесия гемогло- бина вправо; оно связывается с двумя1 0-цепями тетрамера НЬ (больше с дезокси-, чем с оксиформой). ДФГ, так же как и NaCl, увеличивает Р50 и является причиной многих различий в свойствах изолированного гемоглобина и эритроцитов [19]. У людей, адап- тированных к большим высотам, эритроциты содержат больше ДФГ, чем у тех, кто живет на уровне моря [111]. Содержание ДФГ в эритроцитах утробного плода и взрослого человека практически одинаково, но НЬА чувствительнее к ДФГ, чем HbF [197]. У ягненка в ранний период жизни содержание ДФГ возрастает с 8,2 (у плода) до 29,9 мкмоль РО4 на 1 г НЬ, а сродство НЬ к кислороду и pH внутриклеточной среды падают; позднее у взрослого животного, когда в клетке уже преобладает НЬА, содержание ДФГ снижается до 1,1 мкмоль РО4 на 1 г НЬ [15]. 1 ДФГ вклинивается между двумя 0-цепями тетрамера, взаимодействуя при этом с гистидином, лизином и валином каждой 0-цепи. — Прим, перев.
Дыхательные функции крови 35 В эритроцитах птиц и черепах вместо ДФГ содержится инозит- гексафосфат (ИГФ) (рис. 8-9). У рыб аналогичную функцию вы- полняет АТФ, который может присутствовать в концентрации от 1 до 2-Ю'3 М. На долю этих фосфорилированных соединений при- ходится 45% всего фосфора эритроцита; они снижают сродство гемоглобина к кислороду в 30 раз, облегчая таким образом отда- чу кислорода. log Р50 для НЬ человека для НЬ курицы 0,01 М NaCl —0,64 -0,59 0,01 М NaCl + ДФГ +0,87 +1,11 0,01 М NaCl + ИГФ + 1,35 + 1,35 У пресноводных рыб из семейства Cichlidae содержание АТФ соста(вляет 0,76 моля на 1 моль гемоглобина; эффект Бора возрас- тает с увеличением количества АТФ [59]. У круглоротых органи- ческих фосфатов в эритроцитах нет, и их гемоглобин к этим ве- ществам нечувствителен [170]. При добавлении ДФГ к гемоглобину млекопитающих или ИГФ к гемоглобину птиц эффект Бора увеличивается. Число протонов, освобождаемых при оксигенации гемоглобинов некоторых рыб, возрастает на 6О°/о при добавлении АТФ (рис. 8-10). Дифосфогли- церат снижает сродство гемоглобина к кислороду. Он сильнее свя- зывается с дезокси-, чем с окси-формой, и прочнее присоединяется при низких pH и небольшой ионной силе раствора. По-видимому, молекула ДФГ фиксируется между концевыми ЫН2-группами р-це- пей; СО2 конкурирует за участок связывания, и частичное освобож- дение ДФГ при оксигенации сопровождается выходом протонов Видовая специфичность и экологические аспекты сродства к кислороду Кислородная емкость Пигмент, переносящий кислород, прежде всего должен обла- дать способностью обратимо присоединять О2 в количестве, доста- точном для удовлетворения потребностей организма. Кислородная емкость — это наибольшее возможное содержание кислорода в ок- сигенированной крови. Содержание О2 обычно выражают в объем- ных процентах или в молях кислорода на 1 л цельной крови или эритроцитов. Уравновешивание с воздухом может не дать полного насыщения, если для насыщения требуется высокое давление кис- 3*
Рис. 8-9. Содержание инозитгексафосфата (ИГФ) в эритроцитах и сродство ге- моглобина к кислороду в различном возрасте у цыпленка [19]. Рис. при 8-10. Зависимость величины эффекта Бора (числа протонов, высвобождаемых соединении гемоглобина с одной молекулой Ог) от концентрации АТФ и уровня оксигенации при pH 6,7—7,2 [59]. Данные для гемоглобинов рыб сем. Cichlidae.
Дыхательные функции крови 37 порода, особенно в присутствии СО2 и при высокой температуре. Поэтому для точного определения кислородной емкости лучше производить насыщение чистым кислородом. Кроме того, нужно учитывать, что некоторые клетки крови, особенно ядерные эритро- циты, сами потребляют значительное количество О2. Кислородная емкость крови (за вычетом кислорода, физически растворенного в плазме) пропорциональна содержанию в ней гемоглобина или иного пигмента. В табл. 8-4 приведены значения кислородной емкости крови ряда животных. У млекопитающих и птиц кислородная емкость составляет обычно от 15 до 20 об.%. Некоторые ныряющие млеко- питающие обладают большей емкостью, а у ламы эта величина весьма значительна даже на уровне моря. У молодняка кислород- ная емкость, как правило, меньше, чем у взрослых животных. У холоднокровных позвоночных она составляет чаще всего от 5 до 12 об. %. У некоторых рыб, способных дышать воздухом, кис- лородная емкость высока. У таких активных рыб, как, например, скумбрия, она обычно выше, чем у малоподвижных форм вроде опсануса. У беспозвоночных весьма значительны индивидуальные различия. При достаточном количестве гемоглобина (например, у Arenicola, Urechis и ряда других животных) кислородная ем- кость может быть в 10 раз больше, чем она была бы без пигмента. Определение сродства к кислороду по кривым равновесия Большинство дыхательных пигментов полностью насыщается при более низком парциальном давлении кислорода, чем РОа в воз- духе на уровне моря (155 мм рт. ст.). Адаптивные различия меж- ду гемоглобинами у разных животных проявляются прежде всего в величинах РОа, при которых происходит отдача и присоединение кислорода. От этих величин зависит диапазон Р02, в котором дан- ный пигмент может эффективно функционировать. Так, например, у человека кровь в легких насыщается при парциальном давлении около 100 мм рт. ст. Выходя из легких, она содержит 19 об. % кис- лорода при 80 мм рт. ст., и гемоглобин в ней насыщен на 98%. В капиллярах кровь проходит через ткани, где напряжение О2 незначительно (5—30 мм рт. ст.), и здесь происходит отдача 25— <>О/о кислорода. Венозная кровь содержит 14 об. % кислорода при парциальном давлении около 40 мм рт. ст. Исходя из кривых кислородного равновесия, сродство лучше всего выражать величиной Р50 (см. стр. 29 и рис. 8-11). Опре- деленное значение Р50 имеет смысл лишь в том случае, если указа- Ь1 состояние пигмента, РСО2 (или pH) и температура. В табл. 8-4 представлены некоторые данные, взятые из очень обширной лите- нЯТУРЫ П° ЭТОМУ вопросу; они относятся в основном к гемоглобину, годящемуся в эритроцитах, и получены при условиях, близких
Таблица 8-4 Дыхательные характеристики крови. (Приведены величины для цельной крови при физиологических значениях pH или Рсо2 и температуры, если не указаны иные условия) Животное ^50 Pq , мм рт. ст. Кислородная емкость, мл Ог на 100 мл крови п Млекопитающие Человек [186] 27,8 Человек [112] 29,6—29,7 2,9 Человек [134] 27 Человек [134] взрослый 30 14,4 плод 20 8,4 Бабуин 33,2 Бабуин [112] 37,2 Резус [112] 35,2 Шимпанзе [163] 26,4 17,4 Горилла [163] 25 16,7 Макак [134] взрослый 32 15,5 плод 16 18,8 Макак [18] взрослый 32,9 плод 17,4 Олень [14] 22,2 Верблюд [14] 20,9 Овца [133] взрослая 32—37 2,9 плод 16 Овца [37] НЬА 20 НЬВ 30 Коза [134] взрослая 32,2 14,2 плод 19,0 12,2 Альпака [30] 18,4 18 Лошадь [134] 26 16,7, 14 2,9 Африканский слон [164] взрослый 22,8 2,65 плод 17,2 Тигр [142] 42,1 15,8 Лев [142] 42 19 Кошка [137] взрослая 36,2 15 плод 35,6 Собака [167] 29 2,8 Хомяк [65] 22; 27,8 Луговая собачка [65] 22 Крыса [65] 38 Кенгуровая крыса [65] 53 Мышь 41,5 2,8 Землеройка [198] 36,4 Шиншилла [66] 26,8 Кролик взрослый 31,6 15,6 плод 28 1
Продолжение р50 Кислородная Животное , мм рт. ст. е>2 мл Ог на 100 мл п крови Лесной сурок [65] 25 15,3 Еж [32а] 34 (38 °C) 8,9 (5 °C) Бобр [32а] 23,3 16,1 Водяная крыса (Arvicola) 38,4 19,4 Тюлень Cystophora [32а] 24 36 Tur slops [79] 24,6 18,20 Phocoenoides [79] 19,1 25,27 Морской лев (Zaophus) 32 17,5 2,6 [Н8] Косатка (Orcinus) [118] 30,7; 37,5 21,5 2,6 Тюлень обыкновенный 31 29,3 [118] Морж [118] 34,2 23,4 2,4 Морской котик [118] 29,7 19,6 2,5 Морская выдра [118] Тюлень Уэдделла [113] 30,8 21,3 2,6 взрослый 28,5 31,6 плод 22,1 27,7 Броненосец [38] 10,1 Ехидна [196] 19,5 19 Утконос [97] 10 (4 мм СО2) 36 (30 мм СО2) 23,5 Птицы Курица [13] взрослая 58 в возрасте 10 дней 54,8 10 в возрасте 1 дня 48,4 10,7 17-дневный эмбрион 31,3 10,3 Пингвин Адели [120] 34,4 22,4 Гусь [120] 45 Голубь [120] 42 Утка [120] Рептилии 54 Pseudetnys 19,5 6,6—10,8 Chrysemys 15 Crocodylus 38 8—10 Alligator 28 6,7 Heloderma [152] Eutneces 32 (18—20 °C) 19 10 12 5 Iguana [210] 51 10*5 Agama [152] Sauromalus [152] 34 (37 мм СО2) 24 Амфибии • Necturus [117] (жаберное 14,5 6,3 дыхание) Amphiuma [117] (жабер- 27 7,6 ное и легочное дыхание) Рапа catesbiana [117] (кожное и легочное ды- хание) Eana esculenta [168] 39 8,1 взрослая 13,2 9 8 головастик 4,6 (pH 7,2; 20 °C) 7,8
Продолжение Животное ^50 Pr. , мм рт. CT. U2 Кислородная емкость, мл O2 на 100 мл крови п Rana esculenta [55], адаптированная к 5 °C 42,5 13,3 адаптированная к 20 °C Bufo marinas 39,1 42 (25 °C) 38 (15 °C) 10,4 Рыбы Щука 9,0 Серебряный карась [6] Радужная форель [29] 30 (7—8 мм CO2, 15 °C) 10,7 Лосось Голец [20] 19 (1—2 мм CO2, 15 °C) 7 (1 мм CO2, 0 °C) 21 (1 мм CO2, 25 °C) Электрический угорь Японский угорь [212] 12 (0 мм CO2, 18 °C) 14 (7,4 мм CO2) 19,7 — НЬЕ, 2,1 (7,0 mm~CO2, 20 °C) 2,4 нье2 14 (7,0 мм CO2, 20 °C) 1 Тrematomus 21,5 (0,1 мм CO2, —1,5 °C) 5,3—7,7 Скумбрия 16 (1 мм CO2, 20 °C) 5 (1—2 мм CO2, 15 °C) 15,7 Карп 12,5 Сом 1,4 (0—1 мм CO2, 15 °C) 13,3 Bagrus (обитает в пресной воде на глубине) bates (обитает в пресной 1,5 (0 мм CO2) 17 (0 мм CO2) воде, богатой О2) Neoceratodus [116] 11 (3,5 мм CO2) 7,7 Protopterus [116] 10 (6 мм COo, 25 °C) 6,8 Lepidosiren [95] 10,5 (6 мм CO2, 23 °C) 4,9-6,8 Symbranchus [95] 5—6 14,7 Scyliorhynus [150] 12 (7,01мм CO2, 17 °C) 4,5 Squalus [115] Squalus 17 (0,5Гмм CO2, 11 °C) 4,35 взрослая 16,4 (7,3 мм CO2, 12 °C) плод 10,6 Lampetra planeri [9] взрослая 0,77 (Hb|5 мг/мл) личинка 0,37 Eptatretus [123] Hb 2 4 1 Myxine [123] Hb 8 (7,5 mm’CO2,*25 °C) 1 Petromyzon [123] Ichthyomyzon [123] 14—20 1,2 взрослая 17—19 (25 °C) 1,0 пескоройка 16 1,2 Членистоногие 5,4—11,6 1,1—1,2 Chironomus plumosus 0,39 (12 mm CO2) [202] 0,21 (0,6 мм CO2) Moina [10] 3,5 (7,2 мм CO2, 28 °C) Daphnia [10] 3,1 (7,2 мм CO2, 28 °C) Cyzicus [10] 0,035 (7,2 мм CO2, 28 °C) 2,3 Triops [78] Черви 6,6 (7,4 мм CO2) 3,2 Urechis 12,3 (8,6 мм CO2, 19 °C) 2,2—6,7 Glycera [72] 7,0 (7,4 мм CO2) 4,1 Glossoscolex [98] 7,0 (7,5 мм CO2, 20 °C) 14
Продолжение Животное Pso Pfy , мм рт. CT. Кислородная емкость, мл C>2 на 10 мл крови п Lumbricus [331 Tub if ex Arenicola Arenicdla [201a] Nephthys внутрисосудистая жид- кость целомическая жидкость Иглокожие Thyonella [129] Cucumaria Круглые черви Ascaris [191] полостная жидкость стенка тела Ascaris [138а] полостная жидкость Nematodirus Nippostrongylus Моллюски Phacoides [155] (Hb в жабрах) Cryptochiton Planorbis Простейшие Paramecium [190] Хлорокруорин Spirographis [8] Sabella Гемоэритрин Sipunculus Golfingia Гемоцианин Cancer [96] Речной рак [110] Gecarcinus [160] Cardisoma [157] Скорпион Heterometrus [140] Limulus Panulirus Homarus Helix [107] Cardita Neotia [126] Pusitriton Busycon Cryptochiton Chiton [156] Diodor a [156] Octopus [114] Sepia Loligo Mytilus Asterias 6,8 (7,4 мм CO2, 25 °C) 0,6 (0 мм CO2, 17 °C) 1,8—2 (7,4 мм CO2, 18 °C) 4,0 (pH 7,0) 6 (7,4 мм CO2, 20 °C) 7,4 (7,4 мм CO2, 20 °C) 8 12,5 (7,4 мм CO2, 10 °C) 0,05 0,2 0,001—0,004 0,05 0,2 0,19 (7,4 мм CO2) 18 (7,2 мм CO2, 10 °C) 7 (0 мм CO2, 20 °C) 0,6 1,65 27 (7,7 мм CO2, 20 °C) 8 6,9 (6,3 мм CO2, 20 °C) 19,6 (7,7 мм CO,) 1,6 17 (7,4 мм CO,, 27 °C) 3,5 (25 °C) 16,5 11 (0 мм CO2, 23 °C) 6,5 (7,5 мм CO2, 15 °C) 14 (0 мм CO2, 25 °C) 8; 10 2 7 11 (7,5 мм CO,) 13,5 2 7 (7,8 мм CO2, 25 °C) 15 (0 мм CO2, 23 °C) 18 20—26 5 (10 °C) 15 (0,4 мм CO2, 11 °C) 4 (0,7 мм CO2, 14 °C) 36 (0 мм CO2; 23 °C) 5,1-5,4 5,0 3 1,2 3,44 3,1 2,9 1,8 0,7—2,7 2,0 1,3 1,1—2,2 2,1-3,3 1,3 0,86 3,1 3,8—4,5 0,32 0,46 2,6 2,2—3,0 1,7
42 Глава 8 к физиологическим. При наличии у данного вида нескольких ге- моглобинов приводятся средние величины: функциональные осо- бенности отдельных фракций гемоглобина известны лишь у немно- гих животных. Гемоглобины сильно различаются по своему сродству к кисло- Рис. 8-11. Кривые кислородного равновесия для различных животных. I — Arenicola, 20° С, pH 6,9; II — Urechis, 19° С, pH 7,1; III — скумбрия, 20° С, Р со? 1 мм рт. ст.; IV — человек, 38° С, pH 7,47; V — крокодил, 29° С, pH 7,2; VI — голубь, 42° С, r’cOg 40 мм рт. ст. нии. Парциальное давление, при котором происходит отдача кисло- рода, определяет верхнюю границу величин РО2 в тканях и ниж- нюю границу РОг во внешней среде, при которых гемоглобин еще может функционировать. Эффект Бора облегчает насыщение крови кислородом в органах дыхания и отдачу кислорода в тканях; по- этому физиологическая кривая равновесия лежит между кривыми для артериальной и венозной крови. Мышечный гемоглобин (миоглобин) имеет большее сродство к кислороду, чем гемоглобин крови, и благодаря этому может пере- носить кислород от крови к клеточным ферментам. Если гемогло- бин (или миоглобин) нанести на тонкий фильтр, разделяющий два раствора с разной концентрацией кислорода, то скорость диффУ' зии кислорода через фильтр повысится в несколько сот раз. Это пример облегченной диффузии. Миоглобин собаки при Рс?
Дыхательные функции крови 43 5 мм рт. ст. дезоксигенирован лишь на 40%, в то время как кровь при этом парциальном давлении дезоксигенирована уже на 95%. Концентрация миоглобина в поперечнополосатых мышцах может быть в 10 раз выше, чем в гладких, причем особенно много мио- глобина в A-дисках некоторых поперечнополосатых мышц. J____!___I___I____I___! t I I I I I I i -0,4 -0,5 -0,6 -0,7 -0,8 -0,9 -1,0 л tog Р50 4рН Рис. 8-12. Зависимость между размерами тела и величиной эффекта Бора у мле- копитающих [167]. У овец имеется гемоглобин (НЬС), который становится прео - ладающей формой НЬ в крови (вытесняя обычные гемоглобины А и В) при сильной анемии. Эта форма отличается повышенным сродством к кислороду и более выраженным эффектом Бора, так что она, по-видимому, приспособлена к условиям анемии [о7]. У тех млекопитающих, которым свойственны быстрые движе- ния (мышь, кошка), величины Р50 обычно выше, чем у более мед- лительных и спокойных животных (собака). Р50 У мыши достигает 72 мм рт. ст., а у лесного сурка — всего лишь 24 мм рт. ст. 1 50 уменьшается с увеличением размеров тела согласно уравнению Л>о= 50,34№~°.°54 (рис 8-12) у крупных животных эффект Бора обычно выражен слабее, чем у мелких. У обитателей нор (например, у луговой собачки) Р50 ниже, чем У тех млекопитающих, которые живут на открытой местности или на деревьях. Как глубинные ныряльщики, так и обитатели боль-
44 Глава 8 ших высот имеют гемоглобин с высоким сродством к О2 [65]. У зайца-беляка содержание миоглобина в мышцах зимой почти в два раза больше, чем летом [176]. У овцы гемоглобин А имеет большее сродство к кислороду, чем гемоглобин В, и те породы овец, у которых преобладает НЬА, могут страдать от хронической гипоксии даже на уровне моря из-за низкого РОг венозной крови [37]. Тюлень Уэдделла способен нырять на глубину 400 м и на- ходиться под водой до 43 мин. Его гемоглобин отличается сильно выраженными эффектами _Бора и Холдена и может, связывать большие количества НСОз [ИЗ]; у утконоса эти два эффекта также весьма значительны [97]. Кровь тюленя хохлача обладает высокой кислородной емкостью благодаря высокому содержанию гемоглобина — 26,4 г на 100 мл [32а]. У зимнеспящих животных,, например у ежа, насыщение гемоглобина кислородом намного меньше зависит от температуры, чем у остальных млекопитающих. У ежа составляет 0,017, а у человека — 0,023 [32а]. Эф- фект Бора у ежа во время зимней спячки также незначителен. Как правило, для полного насыщения гемоглобинов птиц нуж- ны более высокие парциальные давления кислорода, чем для пиг- мента млекопитающих. У уток и голубей артерио-венозная разни- ца в насыщении соответствует использованию 60% кислорода (у человека используется 27%, у черепахи 44%, у ската Raja 66%). У такой хорошо ныряющей птицы, как пингвин Адели, Р50= ! = 34,4 мм рт. ст. [13]. У амфибий, проводящих много времени на суше, кривые кис- лородного равновесия сдвинуты вправо по сравнению с кривыми | для чисто водных амфибий [117]. У взрослых особей лягушки-бы-| ка отмечено увеличение Р$о при снижении pH до 6,2 (этот эффект ] обратим); у головастиков же Р$о не зависит от pH в диапазоне от 9,0 до 6,2 [168]. В ряду амфибий эффект Бора оказался наимень- ' шим у водной формы (Rana>Amphiuma>Necturus}. У черепах была найдена обратная зависимость; у водных форм эффект Бора выражен сильнее, чем у наземных. У сухопутной коробчатой чере- пахи Р5о составляет 28,5 мм рт. ст., а у ложной каретты, живущей в воде,— 12 мм рт. ст. У малоподвижной Теггарепе величина Р50 равна 11 мм рт. ст., а у активного пловца Chelydra — 32 мм рт. ст. У некоторых головастиков, лягушек и черепах содержание гемо- глобина можно снизить до величины менее 1 % нормы путем введе- ния фенилгидразина, и они могут выжить, если содержать их в воде, хорошо насыщенной воздухом: количества О-, растворен- ного в крови, достаточно для поддержания основного обмена. Как правило, рыбы, живущие в стоячей воде, имеют низкие значения Р50, и эффект Бора (который может быть значителен по относительной величине) не сдвигает у них кривую диссоциации за физиологические пределы. Однако у рыб с высоким Р50 увеличение напряжения СО2 с 2 до 10 мм рт. ст. может настолько сдвинуть кривую вправо, что рыба начинает задыхаться даже при избытке
Дыхательные функции крови кислорода: углекислота, способствуя отдаче кислорода тканям, в то же время препятствует насыщению НЬ в жабрах. Например, когда Ро поддерживали на уровне 160 мм рт. ст., нотропис поги- бал при 80 мм рт. ст. СО2, в то время как сомик выживал при по- вышении РСо2 ДО 338 мм рт. ст. [20]. Добавление СО2 в закрытый сосуд, содержащий кровь форели, может вызвать появление пу- зырьков кислорода из-за большого эффекта Бора. Незначительное повышение уровня СО2 может-заставить рыбу с низким сродством НЬ к кислороду переходить в воды с высоким содержанием О2. У рыб с высоким сродством НЬ к кислороду эффект СО2 менее выражен. У некоторых пресноводных рыб (у сома, карпа и ильной рыбы) при РСо2 Ю мм рт. ст. Р50 не превышает 10 мм рт. ст., в то время как у чукучана и трех видов форели Р50 в тех же условиях поднимается выше 35 мм рт. ст. У рыб с низким сродством к О2 и значительным эффектом Бора (таких, как форель) при мышеч- ной активности в крови появляется больше молочной кислоты, чем у сома и карпа, которые переносят низкое напряжение кислорода и обладают НЬ со слабо выраженным эффектом Бора. Среди мор- ских рыб к СО2 чувствительны опсанус, скумбрия и морской пе- тух; акулы и скаты отличаются меньшей чувствительностью. Из крови японского угря были выделены два гемоглобина: Ei с Р50 2,1 мм рт. ст. и показателем взаимодействия между гемами (и) 2,4 и Е2, у которого Р50 = 14 мм рт. ст. и п = 1,0. Гемоглобин Е2 обнаруживает эффект Бора, а у гемоглобина Ei этого эффекта нет. Экологическое значение обеих форм, которые обычно находят- ся в определенном количественном соотношении (Ei:E2=3:7), остается неизвестным [212]. У личинки Lampetra planeri два гемо- глобина — один с высокой, другой с низкой электрофоретической подвижностью — имеют сходные значения Pso- Из шести гемогло- бинов взрослой особи Petromyzon marinas один имеет высокую, а остальные — низкую величину Р50 [9]. Эффект Рута — уменьшение насыщения крови при подкисле- нии — наблюдается у мнбгих рыб. У Tautoga и Sebastodes для про- явления эффекта Pj^ra после гемолиза требуется более сильное подкисление, чем в цельной крови. Кроме того, для эритроцитов форма кривой кислородной диссоциации ближе к гиперболической и значение п снижается по мере подкисления [128]. У озерной форели (Salvelinus fontinalis) эффект Рута весьма значителен [20] (рис. 8-13), а у прилипала (Gobiesox) его нет вовсе. В гемоглобине ^corpaenichthys, находящемся в эритроцитах, взаимодействие меж- ду гемами почти не проявляется, а эффекты Бора и Рута ослабле- Н(Ъж ДвоякоДышащая рыба Neoceratodus обладает значительньш эффектом Бора, но не эффектом Рута [116]. Когда такая рыба аходится на воздухе, дыхательный ацидоз компенсируется мета- ллическим алкалозом. У одной южноамериканской рыбы, живу- щеи вблизи водопадов, повышение Рсс>2 до 5 мм рт. ст. вызывает
46 Глава 8 снижение оксигенации крови на 25%, тогда как у рыб, обитающих в заболоченных прудах, оксигенация снижается на 7—13%. Кровь некоторых рыб очень чувствительна к температуре. У трех видов форели Ръ0 увеличивается на 1 мм рт. ст. при повы- шении температуры на 1°. При более высоких температурах содер- жание кислорода в воде уменьшается, поэтому одновременное влияние температуры на кривую равновесия и на растворенный Рис. 8-13. Эффект Рута (уменьшение кислородной емкости крови под влия нием СО2) у различных рыб и осьминога [115]. кислород заставляет рыбу искать более прохладную воду. Чувстви- тельность форели Salmo gairdneri к высокой температуре и СО2 характеризуют приводимые ниже данные о величинах Ры> при раз- личных значениях Рсо.2 [29]: Температура, °C Без СО2 3 мм СО2 7—8 мм СО2 10 9 18,5 15 14 20 38 20 18,5 27 38 Гемоглобин тунца отличается от многих других гемоглобинов тем, что реакция его с кислородом практически не зависит от из- менений температуры [178]. У акулы Squalus эффекты Бора, Рута и Холдена отсутствуют и буферная емкость крови невелика [115]. У Myxine тоже нет эффекта Бора, однако у миноги Petromyzon он выражен весьма заметно [127].
Дыхательные функции крови 47 О значении гемоглобина для выживания того или иного вида можно судить по эффекту отравления угарным газом (СО). Пове- дение серебряных карасей при инактивированном СО гемоглобине' не изменяется в течение длительного времени [6J, а радужная форель выживает лишь около 30 мин (при 10—15°C) [76]. У че- ловека 1,28% СО вызывает токсическое действие уже через 3 мин. Относительное сродство гемоглобина к СО и к О2 выражается величиной М в уравнении СО-НЬ м Рю (СО-НЬ)Ро2 о^нь м РОг' (02-НЬ)(Рсо) Приводим данные об относительном сродстве различных гемо- глобинов к СО и О2 [6, 76, 138а]: м м Лошадь 550 Карп 60,5 Человек 300 Серебряный карась 63 Плотва 210 Мышцы млекопитающих 21—51 Щука 100 Клубеньковые бактерии 37 Угорь 99—114 Овод Gastrophilus 0,67 Форель 66 Аскарида 0,036 Из различия между форелью и серебряным карасем очевидно, что высокое сродство гемоглобина к СО — это только один из факторов, определяющих выживание после инактивации гемогло- бина. У антарктических рыб из сем. Chaenichthyidae эритроцитов нет, а уровень потребления кислорода почти такой же [45 мл/(кг-ч)], как и у видов, имеющих гемоглобин. Кожа их сильно васкуляризо- вана [154]. Если путем введения фенилгидразина уменьшить коли- чество эритроцитов в крови Lagodon до 2,9% нормальной величи- ны, то потребление кислорода почти не изменится: вероятно, гемо- гос^ИН здесь слУжит только резервным переносчиком кислорода 0 09 Chaen°cephalus потребление кислорода составляет при 1 °C 0,02 мл/(г-ч), а критическая величина РО2равна 50 мм рт. ст., объем крови очень велик, и высока интенсивность кожного дыха- ния (8 /0 приходится на долю хвоста) [70]. 4 J а™™еск°й рыбы Trematomus повышение температуры до ’ С (при норме 1 °C) действует подобно СО2 — уменьшает на- сыщение крови кислородом, а Р50 зависит от температуры в боль- ей степени, чем у других рыб; поэтому Trematomus может жить только в холодных водах [62]. 3 всего сказанного видно, что СО2 и температура оказывают сьма различное влияние на сродство гемоглобинов разных рыб обхоСЛ°Р°АУ’ ДЛЯ Т0Г0 чтобы сделать какие-то общие выводы, не- димы дополнительные данные об экологии многих видов.
48 Глава 8 Изменения транспортной функции в процессе эмбрионального развития Мы уже говорили о структурных различиях между гемоглоби- нами плода и взрослого организма (стр. 17). В фетальном гемо- глобине человека (HbF) на месте p-цепей находятся у-цепи. Р50 для крови взрослого человека составляет 28 мм рт. ст., а для крови плода — 20 мм рт. ст. [183]. Однако в растворе гемоглобина эта разница исчезает, и при pH от 6,5 до 7,5 величина Р^о равна 14,3 для фетального и 14,7 для «взрослого» гемоглобинов, а при pH ни- же 6,5 Р5о для HbF выше, чем для НЬА [9]. Кривые кислородного равновесия для крови плода лежат намного левее, чем кривые для крови взрослого (рис. 8-14). У коз Р50 для цельной крови с возра- стом увеличивается, а кислородная емкость падает [12, 14]. У коз и овец HbF в растворе обнаруживает большее сродство к Ог, чем НЬА, хотя это различие не так .велико, как в цельной крови. У приматов кровеносные сосуды плаценты проходят через мно- жество ворсинок, и в норме существует градиент РОз от маточной артерии к венам плода. У овец и коз капилляры плода примыкают к «резервуарам» с материнской кровью. У кроликов артерии пло- да идут параллельно материнским артериям, но кровь в них течет в противоположном направлении, и диффузия кислорода между этими сосудами приводит к тому, что в венах плода РОг выше, чем в материнских венах. Поэтому у кролика более важную роль игра- ет принцип противотока, а у человека, овцы и козы — различие в сродстве к кислороду [14, 134] (рис. 8-15). Это видно из данных, приводимых ниже [134] (РО2И Ао даны в мм рт. ст.). Кровь матери артериальная венозная р»о Кислородная емкость, % РО2 PH ро2 PH Человек 100 7,4 33 7,36 27 15,5 Коза 84 46 Кролик 80 25 Макак 30 32 15,5 Кровь плода венозная артериальная f’so Кислородная емкость, % РО2 pH % PH Человек 29 7,32 17 7,24 19 Коза 33 14 Кролик 46 17 (противоток) Макак 16 12 19,2 17,8 .
Дыхательные функции крови 49 У верблюда Р5о крови плода ниже, чем у взрослого животного, а кислородная емкость выше; у слона переход от HbF к НЬА происходит в первой трети внутриутробного периода [163, 164]. у кошки нет никакого различия между гемоглобином плода и взрослой особи. У человека HbF обладает большим сродством к кислороду и более устойчив к щелочной денатурации, чем НЬА; значение п одинаково для обоих гемоглобинов [197]. У ягнят сни- жение сродства к кислороду в эритроцитах частично обусловлено высоким уровнем ДФГ; у взрослой овцы содержание ДФГ ниже, чем у ягненка или плода [15]. По данным электрофореза у цып- лят имеется пять форм гемоглобина. НЬ4— один из основных ком- понентов в первые 7 дней инкубации. Количество НЬ2 вначале не- велико, но к моменту вылупления становится значительным. НЬз— второстепенный компонент как у зародыша, так и у вылупляюще- гося цыпленка. Синтез гемоглобина в костном мозге начинается на 14-й день инкубации, но если яйца выдерживать при понижен- ном РОа, то этот процесс задерживается [187]. Ген «взрослой» фор- мы НЬ активируется у домашних кур на 6-й день инкубации, а у индейки — двумя-тремя днями позже [130]. У цыплят по мере их развития хориоаллантоис все меньше и меньше обеспечивает Пс^, мм рт сгл ~ Рис. 8-14. Различия между кровью .плода и кровью матери в отношении сродства к кислороду. А- Содержание кислорода как функция Pq в крови человека [134]. Продолжение см. на стр. 50. 4—1514
Рис. 8-14 (продолжение). Б. Кривые кислородного равновесия для крови матери и плода и соответствующих гемогло- бинов тюленя Уэдделла. Свойства гемоглобинов в растворе сходны, однако цельная кровь плода обладает меньшей кислородной емкостью, меньшим значением Р50 и большей величи- ной эффекта Бора. У взрослой особи: кислородная емкость 31,6 об.%, л=2,56 (37° С); у пло- да: кислородная емкость 27,7 об.%, /1=2,40 (37 °C) [113].
Дыхательные функции крови 51 эмбрион кислородом; это видно при сравнении величин РО2 и РСО2 (в мм рт. ст.) для крови хориоаллантоисной артерии и вены [54]. Вена ро2 Артерия Ро2 Вена РСО2 Артерия РСО2 14 дней инкубации 70 29 33 46 18 дней инкубации 50 20 46 58 Период дыхания внутрен- ним воздухом яйца 68 37 35 47 ' 1-й день после вылупления 34 109 43 28 Рис. 8-15. Схема противоточного механизма в плаценте человека [134]. У живородящей змеи Thamnophis разница между гемоглобина- ми матери и плода обнаруживается только в интактных эритро- цитах; в растворе оба гемоглобина дают кривую насыщения сход- ной формы [125]. Кровь головастика лягушки-быка насыщается кислородом при меньших парциальных давлениях, чем кровь взрослой особи: у головастика Р50 равно 4,6 мм рт. ст., а у взрос- лягушки—13,2 мм рт. ст.; величина п в обоих случаях равна Л Кровь взрослой лягушки обнаруживает прямой эффект Бора вплоть до pH 6,2, а у головастика эффект Бора отсутствует. „ яйцеживородящей колючей акулы Squalus плод в течение всей 22-месячной беременности имеет гемоглобин с более высоким родством к кислороду, чем у взрослой рыбы. У яйцекладущего етсТЭ змбРИ0Нальный гемоглобин с высоким сродством к О2 име- я только в первые месяцы развития. Даже у яйцекладущей кос- 4*
52 Глава 8 тистой рыбы Scorpaenichthys происходит изменение НЬ на постли- чиночной стадии [122]. Разница в сродстве к кислороду между кровью матери и плода у млекопитающих, некоторых змей и Elasmobranchia служит при- мером облегчения транспорта кислорода, так как между первичной кровью с высоким парциальным давлением 0% и эмбриональной тканью с низким напряжением кислорода функционирует пигмент с промежуточным сродством к кислороду. У птиц и лягушек это может быть связано с переходом от эмбриональной жизни в вод- ной среде к дыханию воздухом. У яйцекладущих рыб значение этой смены пигментов неясно. Функция гемоглобина у беспозвоночных У одних беспозвоночных гемоглобин участвует в переносе кис- лорода при атмосферном давлении, у других он функционирует только при низких Pq2. У некоторых форм гемоглобин обеспечивает запас кислорода на случай гипоксии, а есть виды, у которых он служит источником гематина для нужд клетки. Для оценки роли пигмента в транспорте О2 могут быть полезны следующие крите- рии: 1) положение кривой кислородного равновесия (т. е. способен ли пигмент присоединять и отдавать кислород при величинах РОа, свойственных дыхательной поверхности и тканям); 2) наличие эф- фекта Бора (т. е. облегчает ли присутствие СО2 отдачу кислорода при тканевом PQz и присоединение его при более высоких РО2)’ 3) кислородная емкость крови и содержание в ней связанного и растворенного кислорода; 4) разница в содержании кислорода между артериальной и венозной кровью; 5) влияние окиси уг- лерода, инактивирующей пигмент, на потребление кислорода ор- ганизмом при различных парциальных давлениях Ог. При экспери- ментальном отравлении окисью углерода следует контролировать спектроскопически процесс соединения СО с гемоглобином и не до- пускать избытка СО, который может повлиять на тканевое ды- хание. Некоторые кольчатые черви живут в условиях, близких к ана- эробным, и все же имеют функционально активный гемоглобин. Африканская олигохета Alma emini живет в болотах, где уже на глубине нескольких миллиметров от поверхности практически нет кислорода. Гемоглобин у этого вида насыщается при Ро2 меньше 2 мм рт. ст., и его функция не зависит от СО2 [16]. У червя Tubifex, обитающего в застойных дренажных канавах, гемоглобин полунасыщен при 0,6 мм рт. ст., однако при измерении in vivo по- лосы поглощения оксигемоглобина исчезают, когда РО2 у поверх- ности тела снижается до 10 мм рт. ст. [53]. Окись углерода угне- тает дыхание, особенно при высоких парциальных давлениях кис- лорода. При повышенных давлениях О2 у этих червей наступает
Дыхательные функции крови 53 кислородное отравление. В норме должен существовать чрезвы- чайно крутой градиент РО2 между водой и тканями. Большинство кольчатых червей живет в умеренно аэрируемой почве или воде. Потребление кислорода у дождевого червя Lumbricus уменьшается под влиянием СО при парциальных дав- лениях О2 40 мм рт. ст. и выше (рис. 8-16). Повышение темпера- туры с 15 до 25°C ведет к повышению Р50 с 3,9 до 6,8 мм рт. ст.; наблюдается также прямой эффект Бора (см. табл. 8-3). При Р<\ от 70 до 152 мм рт. ст. потребление кислорода относительно по- Рис. 8-16. Влияние СО на дыхание при различных значениях Ро2- A. Lumbricus (Johnson М. L., J. Exp. Biol., 18, 266—277, 1941); Б. Chlronomus (Ewer S. F., J. Exp. Biol., 18, 197—205, 1941). стоянно и гемоглобин переносит около 40% О2 [33], У гигантского дождевого червя Glossoscolex кислородная емкость крови состав- ляет 14 об.%, гемоглобин в крови спинной артерии насыщен на 41%, а эффект Бора крайне незначителен [98]. У трех видов пиявок, обладающих гемоглобином, СО угнетает потребление кис- лорода при 10—20% О2, но не при 3% О2, в то время как у двух видов, не имеющих НЬ, такого эффекта не наблюдалось [184]. Кольчатые черви, обладающие гемоглобином, при высоких Ро2 обычно более чувствительны к окиси углерода; в этом случае их метаболизм зависит от функции гемоглобина, а при низких РОг °н д’ вероятно, теряют активность и переключаются на гликолиз. У Nereis diversicolor в отличие от большинства других кольчатых червей дыхание полностью блокируется окисью углерода при ю мл О2 на 1 л, а при более высоких концентрациях кислорода оно снижается лишь наполовину. У некоторых видов Arenicola сродство НЬ к О2 не очень велико — Р50=1,8 мм рт. ст., а насыще- но наступает при РОг от 5 до 10 мм рт. ст. [209]. Гемоглобин rerucola мог бы обеспечить запас кислорода не более чем на ГемМИН намног° меньше, чем длится период отлива [99]. В этом оглобине очень велико взаимодействие между гемами (п>5),
54 Глава 8 а эффект Бора весьма незначителен [201а]. У Nephthys равно 5,5 мм рт. ст. для гемоглобина крови и 7,5 мм рт. ст. для гемо- глобина целомической жидкости. В воде, которая остается во время отлива в песке, окружающем червя, среднее парциальное давление О2 около 5,7 мм рт. ст., а в свежезаполненных водой норах — 13,7 мм рт. ст. У многощетинкового червя Glycera гемоглобин содержится в целомических клетках. Величина Р5о оказалась у него весьма из- менчивой, но в среднем составляла 7 мм рт. ст. Окись углерода снижает потребление О2 на 20%, но полностью не подавляет даже при низких РО2. Гемоглобин из целомических клеток был разделен на две фракции: легкую с высоким сродством и тяжелую с низким сродством [72]. Многие брюхоногие и двустворчатые моллюски имеют миогло- бин в некоторых тканях (например, в красных мышцах радулы). У одного боконервного моллюска мол. вес миоглобина радулы 33 800 и молекула содержит два гема; миоглобин представлен ди- мерной и мономерной формами. В жабрах двустворчатого моллюс- ка Phacoides миоглобин находится, вероятно, в форме тетрамера [155]. У моллюсков этот пигмент широко распространен, а гемо- глобин встречается значительно реже. У Cardita гемоглобин крови растворен в плазме (Г’5о:=11 мм рт. ст.). У мышечного миоглобина Mercenaria Р50 = 0,55 мм рт. ст. [126]. У пресноводной и болотной улитки Planorbis гемоглобин хоро- шо приспособлен для переноса кислорода: при 20 °C Р5о = — 7,4 мм рт. ст., имеется прямой эффект Бора, полосы поглощения оксигемоглобина исчезают при снижении Pq2 в наружной воде до 25 мм рт. ст. Высокие концентрации СО2, по-видимому, никогда не встречаются. При РО2 выше 54 мм рт. ст. (насыщение 7,7%) достаточно бывает кожного дыхания. При насыщении О2 от 7,2 до 3% улитки часть времени проводят у поверхности воды, чтобы дышать легкими, а при насыщении ниже 3% они находятся у по- верхности постоянно. Судя по данным о содержании О2 в легких и артериальной крови, гемоглобин Planorbis активно выполняет функцию переноса кислорода в диапазоне РО2 от 20 до 60 мм рт. ст. При больших величинах Pq2 высокое содержание кислорода в ве- нозной крови препятствует отдаче его тканям. При Pq2 ниже 40 мм рт. ст. артериальная кровь уже не насыщается полностью, а при давлениях ниже 20 мм рт. ст. гемоглобин теряет способность служить как переносчиком, так и резервуаром кислорода. Нижний предел для кожного дыхания выше, чем для легочного. Минималь- ное Pq2, при котором возможно полное насыщение, составляет 39 мм рт. ст. при РСО2 3,1 мм и 61,5 мм — при РСо2 1,9 мм [100]. Другая улитка, Lymnaea, питается у поверхности воды. У нее нет гемоглобина и поэтому РО2 в легких не снижается так сильно, как у Planorbis [100].
Дыхательные функции крови 55 У некоторых мелких ракообразных кровь содержит гемоглобин, особенно в тех случаях, когда вода бедна кислородом. Пресновод- ный рачок Moina (Cladocera) при низком содержании кислорода в среде в течение нескольких дней синтезирует гемоглобин. Р50 та- кого гемоглобина составляет 3,5 мм рт. ст. при 25 °C и 1,1 при 15°C; эффект Бора отсутствует (рис. 8-17). Розовые (содержащие гемоглобин) особи потребляют больше кислорода, чем неокрашен- Рис. 8-17. Интенсивность дыхания Moina при различном содержании кислорода в воде. Кривые для желтых особей (с кровью, бедной НЬ) и для розовых особей (с кровью, бога- той НЬ)—нормальных и отравленных СО [82]. ные. При отравлении СО потребление кислорода падает, особенно при пониженном Pq2 [81]. Гемоглобин синтезируется в тех слу- чаях, когда возрастает потребность в кислороде, и он выполняет транспортную функцию. У жаброногого рачка Triops содержание кислорода в крови in vivo составляет 0,93 об.%, а кислородная емкость при насыщении — 3,2 мл О2 на 100 мл; Р50 = 6,8 мм рт. ст., эффект Бора имеется, окись углерода не подавляет дыхания [78]. У красной дафнии Simocephalus СО снижает потребление кисло- рода только при концентрации его ниже 2,5 мл/л [80]. У Artemia при низком содержании кислорода в воде количество гемоглобина может увеличиваться в 20 раз. Водные личинки двукрылых рода Chironotnus также имеют ге- ^50 ПРИ измеРении in vitro оказывается очень низким . > 0,6 мм рт. ст.), однако in vivo гемоглобин полностью дезок-
56 Глава 8 сигенирован при содержании кислорода в воде, соответствующем 13 мм рт. ст. Повышенное потребление кислорода после анаэробио- за снимается добавлением СО. При насыщении НЬ выше 50% СО не влияет на интенсивность дыхания. Гемоглобин может обеспечи- вать запас кислорода на период остановки дыхания для приема пищи. Как правило, розовые виды перестают питаться при насы- щении воды воздухом ниже 10%, а в присутствии СО — при 26%; неокрашенные виды продолжают активно кормиться при низком POs и даже в присутствии цианида. У розовых и неокрашенных ви- дов не обнаружено никаких различий в погашении кислородной задолженности после анаэробиоза. У личинки Chironomus plumosus кислородная емкость крови варьирует в пределах от 5,4 до 11,6 об.% в зависимости от количества гемоглобина; Р50 составля- ет 0,2 мм рт. ст. при pH 8 и 0,6 — при pH 7,4 [202]. Потребление кислорода равно 250 мл/(кг • ч); вычислено, что кислорода, связанно- го с гемоглобином, хватило бы всего лишь на 9 мин, что близко к обычному интервалу между периодами вентиляции. При высокой температуре сродство к кислороду понижается, а эффект СО2 воз- растает. Другой вид, Ch. thiimmi, менее чувствителен к снижению Рое чем Ch. plumosus-. потребление кислорода поддерживается на постоянном уровне вплоть до РО2 18 мм рт. ст. [202]. Кажется ве- роятным, что свойства ферментов у различных ракообразных и хи- рономид могут варьировать в зависимости от того, нуждается ли данный вид в гемоглобине. Для того чтобы понять биологическую роль различного содержания гемоглобина, необходимо изучить не только потребление О2, но и ряд других функций. У некоторых водных насекомых (например, Notonectidae) име- ются трахеальные клетки, богатые гемоглобином. Насекомое под- нимается на поверхность для дыхания каждые 2—5 мин; под влия- нием СО время пребывания под водой сокращается [134а]. Однако у некоторых видов гемоглобина нет. У эндопаразитов функция гемоглобина неясна. У ряда нематод Ры для гемоглобина в разбавленном растворе меньше 0,05 мм рт. ст. [174]. Однако in vivo гемоглобин Nippostrongylus дезоксигениро- ван даже тогда, когда черви находятся в среде с Ро2 13 мм рт. ст. Обычно концентрация кислорода в кишечнике, где живут паразиты (4—9 мм рт. ст.), значительно ниже критической точки для их аэробного обмена. При РОг от 30 до 5 мм рт. ст. потребление кис- лорода не уменьшается в присутствии СО. Значит, эти черви в обычных условиях не встречаются с такими концентрациями кис- лорода, при которых интенсивность обмена и насыщение гемогло- бина достигали бы у них возможного максимума. У Ascaris имеются два весьма различных гемоглобина — один в полостной жидкости, а другой в стенке тела. В атмосфере азота гемоглобин стенки тела явно дезоксигенируется в отличие от ге- моглобина полостной жидкости. Время дезоксигенации в присутст-
Дыхательные функции крови 57 вии восстановителя составляет для полостного гемоглобина Ascaris 150 с (для гемоглобина овцы всего лишь 0,008 с) [35]. Темпера- турный коэффициент (Сю) для дезоксигенации гемоглобина из стенки тела равен 3, и этот процесс очень чувствителен к pH. Для полостного гемоглобина Qio = 5, и дезоксигенация нечувствительна к pH; очевидно, что этот гемоглобин не участвует в транспорте Ог- Смит [189] предполагает, что этот пигмент может служить источ- ником гематина, который необходим для созревания яиц. Пресноводная немертина Prostoma имеет гемоглобин, и потреб- ление ею кислорода при низком РО2 снижается в присутствии СО [151]. Давно известно, что гемоглобин есть и у Paramecium', на его роль в переносе кислорода указывает тот факт, что СО угнетает дыхание этой инфузории [190]. Таким образом, гемоглобин спорадически встречается у пред- ставителей нескольких типов беспозвоночных; при этом виды, не имеющие гемоглобина, выживают, по-видимому, не хуже тех, у которых он есть. Некоторым беспозвоночным гемоглобин необхо- дим для транспорта кислорода; у других градиент кислорода меж- ду средой и тканями может быть очень крутым. У нескольких ви- дов, имеющих гемоглобин, функция его не выяснена. Влияние пониженного содержания кислорода в среде на синтез гемоглобина Животным, обитающим на больших высотах, обычно свойствен- но высокое содержание гемоглобина в крови. Если животное под- нимается с уровня моря в горы, то количество гемоглобина в его крови возрастает и вместе с ним увеличивается кислородная ем- кость крови. Когда животное впервые попадает в условия гипо- ксии, как это происходит на больших высотах, эритроциты выходят из кровяных депо, например из селезенки, в циркулирующую кровь, позднее под влиянием гормона эритропоэтина усиливается крове- творение. У человека при сильной гипоксии синтез гемоглобина возрастает уже в первые 12 ч, а через три дня он достигает мак- симума [188]. Объем крови увеличивается — главным образом за счет увеличения числа эритроцитов. Одновременно с повышением кислородной емкости кривая кислородного равновесия крови у че- ловека может сдвигаться вправо, однако изменения величины п или эффекта Бора не происходит [111]: "'.'Г" |>|”' Кислородная емкость, об. % Psq, мм рт. ст. Емкость для СОг, % Уровне моря 18,9 26,8 43,6 ра высоте, у аборигенов 26,4 30,7 36,4 высоте, у вновь прибыв- ших 20,7 30,4 36,6
58 Глава 8 Числа эритроцитов и гематокрит у акклиматизированных овец, кроликов, собак и людей возрастают; однако у местных живот- ных— ламы и викуньи (в Южной Америке) — эти величины не очень заметно меняются в зависимости от нахождения в горах или низине [65]. Кривые кислородного равновесия у этих животных, так же как и у других обитателей гор, сдвинуты влево по сравне- нию с кривыми для родственных видов, живущих на уровне моря. У собак, выросших на высоте 4500 м, оказалось на 40% больше гемоглобина в крови и на 67,5% больше миоглобина в мышцах, чем у собак на равнине [200]. У высокогорных перуанских грызу- нов диафрагма и мышцы конечностей содержат вдвое больше мио- глобина, чем у равнинных видов [161, 162]. Увеличение количества гемоглобина при акклиматизации к вы- соте может оказаться недостаточным для надлежащего снабжения тканей кислородом. У ягнят обнаружены следующие различия в зависимости от высоты местности [64]: 1580 м 3870 м Среднее насыщение, % 84 59 Ро2 в артериальной крови, мм рт. ст. 70 40 Артерио-венозная разность Ро2, мм рт. ст. 28 11 Время жизни эритроцитов в крови человека на большой высоте и на уровне моря одинаково (111—121 день). У крыс, находивших- ся в атмосфере с 10% О2 в течение шести месяцев, концентрация гемоглобина возросла с 14,8 до 22,3 г на 1 мл. У плода эритроциты образуются в печени, а у взрослого жи- вотного-—в костном, мозге. Гемоглобин синтезируется в ядерных проэритроцитах или ретикулоцитах. Из ретикулоцитов, циркулиру- ющих в крови, выделена система РНК, регулирующая этот синтез. Потеря крови, а также пониженное парциальное давление кисло- рода стимулируют образование ретикулоцитов. Активность гормо- на эритропоэтина оценивают по нарастанию количества ретикуло- цитов при введении этого гормона мышам с полицитемией; уровень его в крови возрастает при гипоксии и кровопотере, а также при введении кобальта. В норме эритропоэтин образуется в почке, скорее всего в юкстагломерулярных клетках. Возможно, что имен- но почка является органом, «чувствующим» гипоксию [93]. Тесто- стерон и пролактин усиливают действие эритропоэтина, а эстроге- ны ослабляют его. Эритропоэтин обнаружен у млекопитающих, птиц, лягушек и рыб [177]. Он воздействует главным образом на стволовые клетки костного мозга, побуждая их поглощать железо и продуцировать ретикулоциты. Гормон способен также стимули- ровать синтез гемоглобина в культуре печеночной ткани от 13- дневного плода мыши; при этом синтез ДНК возрастает через 20 мин, а синтез РНК и самого гемоглобина — через 2 ч [89]. Синтез рибонуклеопротеидных частиц с константой седиментации 150S можно обнаружить через несколько минут. Эритропоэтин млекопитающих неэффективен в отношении низших позвоночных,
Дыхательные функции крови 59 однако сыворотка частично обескровленной рыбы усиливает эрит- ропоэз при введении другой рыбе. Следовательно, образование гормона у рыб, так же как и у млекопитающих, возможно, стиму- лируется гипоксией [213]. У некоторых ракообразных синтез гемоглобина заметно возрас- тает при низком парциальном давлении кислорода. Дафнии, со- бранные или выдержанные в воде, бедной кислородом, имеют крас- ную окраску — в отличие от тех, которые росли в хорошо оксиге- нированной воде. Существуют и генетические различия в способ- ности к образованию гемоглобина. Дафния синтезирует или теря- ет гемоглобин в течение примерно 10 дней; кроме того, при низ- ком Ро у нее активируется синтез цитохрома и миоглобина в мышцах. Artemia может быть ярко-красной от гемоглобина, если живет в очень соленой воде, бедной кислородом. Концентрация гемоглобина в крови возрастает при снижении POz не только у ряда ракообразных (главным образом Cladocera и Phyllopoda), но и у личинок двукрылых (Chironomus и Anatopynia), а также у улиток (Planorbis). Однако у многих других беспозвоночных (кольчатые черви, различные моллюски и др.) подобной стимуля- ции синтеза НЬ не обнаружено [49, 51]. Участвуют ли в такой стимуляции гормоны (как у позвоночных), неизвестно. Функция хлорокруорина Несмотря на значительно большие размеры молекулы, хлоро- круорин весьма сходен с гемоглобином по функциональным свой- ствам. Кривая кислородного равновесия имеет S-образную форму; константа п Хилла в области полунасыщения равна 4,5. Величина Ao (30—40 мм рт. ст.), по-видимому, достаточно высока для того, чтобы пигмент был дезоксигенирован в тканях и насыщен кисло- родом в пальпах. Кислородная емкость крови, содержащей хлоро- круорин, весьма велика (9,1 мл Ог на 100 мл) [50]. Сродство пиг- мента к СО выше, чем у любого гемоглобина, и потребление кис- лорода червями-сабеллидами, у которых переносчиком его служит хлорокруорин, подавляется окисью углерода на всем диапазоне концентраций О2. Кровь Serpula содержит как гемоглобин, так и хлорокруорин; оба пигмента дезоксигенируются одновременно [52]. у Potamilla в крови находится хлорокруорин, а в мышцах — гемоглобин; последний, вероятно, облегчает диффузию кислорода °т хлорокруорина, обладающего низким сродством к Ог. В целом можно считать, что хлорокруорин приспособлен для переноса кис- лорода при высоких уровнях Pq2. Функция гемоцианина Как мы уже видели, гемоцианины членистоногих и моллюсков Различаются по своим физическим свойствам. Однако все гемо- цианины обладают способностью обратимо связывать кислород—
60 Глава 8 по одной молекуле О2 на два атома меди. У ряда членистоногих один связывающий центр приходится на 1 частицу с мол. весом около 75 800, а у моллюсков — на 1 частицу с мол. весом 50800 [74]. В окси-форме гемоцианин имеет голубой цвет и дает интен- сивные полосы поглощения, а в дезокси-форме бесцветен. У головоногих моллюсков Loligo и Octopus практически весь кислород транспортируется с помощью гемоцианина. Артериальная кровь кальмара насыщена кислородом и содержит 4,27% О2 и 3,82% СО2, а венозная — 0,37% О2 и 8,27% СО2 (по объему). Сле- довательно, ткани поглощают около 92% кислорода крови, что в три раза превышает соответствующую величину для человека. Зна- чение Р50 (36 мм рт. ст. при 23 °C в отсутствие СО2) достаточно высоко для того, чтобы сделать организм кальмара чувствитель- ным к колебаниям Pq2 в окружающей воде. Из-за сильно выражен- ного эффекта Бора кривая кислородного насыщения сдвигается при добавлении СО2 вправо. Кроме того, взаимодействие между субъединицами зависит от pH и ионов магния; оно невелико при низких и высоких pH, но при pH 7,4 п = 3,9 (рис. 8-18). При pH от 6 до 10 дезоксигемоцианин находится в недиссоциированном со- стоянии (59S), при 80%-ном насыщении кислородом происходит полная диссоциация на субъединицы 19 S и 11S; однако при 100%-ном насыщении субъединицы реассоциируют [39]. У Octopus кислородная емкость составляет от 3 до 5 об. % [208]. Присутствие СО2 повышает величину Роа, при которой ге- моглобин отдает кислород (эффект Бора), и уменьшает общее ко- личество связанного кислорода при полном насыщении (эффект Рута); высокая температура также уменьшает связывание О2 [114]. Артериальная кровь при РО2 77,5 мм рт. ст. оказалась на- сыщенной на 82%, венозная при Pq2 9,7 мм рт. ст. — на 9,6; более 90% кислорода в артериальной крови связано с гемоцианином. Octopus извлекает из прокачиваемой воды 27% кислорода [94]. Видимо, у головоногих перенос кислорода в основном осуществля- ется гемоцианином; резерв кислорода в крови крайне мал. Про- цесс агрегации субъединиц весьма сложным образом зависит от РОа, pH и двухвалентных катионов. У улитки Helix pomatia обнаружены две молекулярные разно- видности гемоцианина, различающиеся по диссоциации в 1 М NaCl, но сходные по своим функциональным свойствам. Оксигемо- цианин Busycon в разбавленном растворе представляет собой аг- регат с константой седиментации 100 S; в дезокси-форме такую константу имеют всего лишь 17% молекул, остальные имеют кон- ри станты 60S и 19 S (рис. 8-19) [39]. В отсутствие Са и Mg кривая кислородного равновесия гиперболическая (ц^1,1); в присутствии этих катионов кривая становится сигмоидной (п равно 2,3 для a-формы и 1,4—4,6 для p-формы). В физиологическом диапазоне pH a-форма обнаруживает небольшой прямой эффект Бора, а
Рис. 8-18. Кривые кислородного равновесия гемоцианина Loligo. Измерения проводились при pH, указанных цифрами у кривых ([39], 1960). с- 8-19. Влияние оксигенации на содержание 100S-компонента в гемоцианине Busycon при pH 8,2 ([39], 1970).
62 1 лава 8 [3-форма — обратный эффект Бора. Возможно, что [3-форма лучше функционирует при низких концентрациях СО2, а а-форма — при высоких [107]. У Busycon Р50 ниже, чем у Helix, но, так же как и у Helix, значение п возрастает в присутствии двухвалентных катионов; эффект Бора обратный или вообще отсутствует. РС)2 ар- териальной крови равно 36 мм рт. ст., а венозной — 6 мм рт. ст. У другой морской улитки, Fusitriton, эффект Бора при физиологи- ческих значениях pH отрицательный. Высказано предположение, что из-за очень медленной циркуляции крови накопление СО2 в каком-либо участке тела вызывает приток кислорода к этому участку [158, 159]. У Diodor а и Chiton больше половины кисло- рода транспортируется гемоцианином и величина Р50 мало чувст- вительна к pH [156, 158]. Некоторые брюхоногие моллюски (Busy- con, Cryptochiton) используют гемоцианин для переноса кислорода кровью, но содержат миоглобин в некоторых мышцах, особенно в мышце радулы; поскольку сродство миоглобина к кислороду выше, чем у гемоцианина, мышечный пигмент, видимо, облегчает (как и у позвоночных) диффузию кислорода. Перенос кислорода гемоцианином изучен также у ракообраз- ных, Limulus и некоторых скорпионов (рис. 8-20). У омара гемо- цианин составляет 88,2% белков крови; Р50 равно 6 мм рт. ст. при РСО2 мм и 25 мм — при РС0.2 9,9 мм. Степень агрегации субъ- единиц при физиологических значениях pH выше, нежели в щелоч- ной или кислой зонах; ионы кальция увеличивают значение п. Удаление кальция ведет к диссоциации крупного агрегата и сдви- гает кривую кислородного равновесия вправо [148]. В крови, про- шедшей через жабры, гемоцианин насыщен кислородом на 49%, а в притекающей к жабрам крови — на 20%. У речного рака при повышении температуры с 15 до 25 °C Р50 возрастает с 1,57 до 2,79 мм рт. ст., а значение п падает с 3,1 до 2,9. Значение Р5о максимально при pH 7 и уменьшается при изменении pH как в кислую, так и в щелочную сторону; в отсутствие Са уменьшение Р5о при подщелачивании выражено слабее (рис. 8-21) [НО]. В длительном опыте с введенными внутрь катетерами были по- лучены дыхательные характеристики крови краба Cancer magister, которые ясно демонстрируют роль гемоцианина в переносе кисло- рода. У этого краба кислородная емкость крови составляет 3,44 об. % и из воды, пропускаемой через жабры, извлекается 16% кислорода. Ро,2 в артериальной крови равно 91 мм рт. ст., что соответствует полному насыщению, а в венозной — 21 мм рт. ст. (50% насыщения). После пятиминутной физической нагрузки на- сыщение кислородом падает до 10%, а повышение температуры! сдвигает кривую насыщения в сторону больших Ро [96]. У двух наземных крабов гемоцианин переносит большую часть кислорода: у Cardisoma артериальная кровь содержит 1,6— 1,7 об.% О2, а венозная— 0,85—0,99 об.%; у Gecarcinus соответ-
Рис. 8-20. Кривая кислородного равновесия для крови краба Cancer [96]. Рис. 8-21. Зависимость Рьо гемоцианина речного рака от pH. Кривая имеет характерный максимум, положение которого изменяется в присутствии ионов кальция [НО].
64 Глава 8 ствующие величины равны 1,45 и 0,61 об.% [157, 160]. У обоих ви- дов наблюдается прямой эффект Бора; насыщение крови кислоро- дом в жабрах достигает примерно 85%, а венозная кровь насыще- на на 20—40%. У скорпиона Heterometrus кислородная емкость крови состав- ляет 1,82 об.%, а Ао равно 16,5 мм рт. ст. при 30°С. Эффект Бо- ра— прямой при pH от 10 до 8 и обратный при pH от 8 до 6; зна- чение п возрастает по мере оксигенации [140]. У Limulus также отмечен прямой эффект Бора при pH от 9,1 до 8,2; при более низ- ких pH он становится обратным. Это означает, что Р$о достигает максимума при pH выше физиологической границы. Значение об- ратного эффекта Бора, свойственного почти всем гемоцианинам, неясно; возможно, он облегчает извлечение кислорода из воды, на- сыщенной СО2. У многих ракообразных кровь перикарда далека от насыщения, хотя кислорода, связанного с гемоцианином, намно- го больше, чем растворенного. При этом надежные измерения по- казали, что пигмент работает как переносчик. Возможно, что мно- гие животные с малоподвижным образом жизни (особенно брюхо- ногие моллюски и Limulus), обладающие гемоцианином, могли бы обходиться и без него. Функция гемоэритрина У Golfingia (а также Sipunculus) кривая диссоциации оксиге- моэритрина проходит через Р50 при 8 мм рт. ст. Повышение тем- пературы сдвигает кривую вправо, теплота оксигенации для гемо- эритрина много выше, чем для гемоглобина. Величина п близка к 1,0 (или чуть больше), т. е. мономеры почти не взаимодействуют между собой. У Golfingia pH не оказывает заметного влияния на кривую кислородного равновесия. Эффект Бора не был обнаружен и при изучении гемоэритринов Dendrostomum и Sipunculus. У пле- ченогих (Lingula) наблюдается прямой эффект Бора, но гемо- эритрин у этих животных менее изучен в химическом отношении, чем у сипункулид. СО не отравляет гемоэритрин. В этом пигмен- те 1 атом кислорода приходится на 1 атом железа, тогда как в оксигемоглобине соотношение О: Fe равно 2:1, а в гемоцианине 1 атом О приходится на 1 атом Си. В сосудистой системе сипункулиды Dendrostomum zosteriocolum (в сосудах щупалец и главных сократимых сосудах) имеется гемо- эритрин, электрофоретически отличный от гемоэритрина целомиче- ской жидкости. А>о Для клеток, содержащих сосудистый гемоэри- трин, составляет 40—50 мм рт. ст., для целомического гемоэри- трина— всего лишь 4,5 мм рт. ст. Очевидно, сосудистый гемоэри- трин переносит кислород от дыхательной поверхности, соприка- сающейся с хорошо насыщенной О2 морской водой, к целому, а целомический гемоэритрин доставляет кислород тканям. У зарыва-
Дыхательные функции крови 65 ющейся в ил сипункулиды Siphonosoma ingers), у которой щупаль- ца не используются для дыхания, сосудистый пигмент обладает большим сродством к кислороду, чем целомический (так же как и гемоглобин у Nephthys)-, кислород сначала проходит здесь через стенку тела в целом, а затем переносится к сосудистому гемоэри- трину, обладающему высоким сродством к О2 [125]. Транспорт двуокиси углерода В крови лишь незначительная доля всей СО2 (так же как и О2) находится в растворенном состоянии. В плазме крови имеет место равновесие между растворенными СО2, Н2СО3, НСОз и СО|" Равновесие реакции СО2 с Н2О сильно сдвинуто в сторону образования Н2СО3, и эту реакцию ускоряет карбоангидраза, по- этому концентрация растворенной СО2 определяется концентра- цией Н2СО3. Значение pH, при котором ион НСОзГ диссоциирован, достаточно высоко, поэтому при физиологических pH концентрация СО|~ крайне незначительна. Таким образом, общее содержание СО2 определяется суммой концентраций Н2СО3 и НСОз . При Рсо2 760 мм рт. ст. и 37,5 °C растворимость СО2 в крови человека равна 48 об.%. Поскольку парциальное давление СО2 в альвеолярном воздухе составляет 40 мм рт. ст., количество СО2, которое могло бы быть растворено в крови, равно 2,5 об. % (ко- эффициент растворимости, умноженный на парциальное давление). Однако на самом деле артериальная кровь содержит от 40 до 50 об.% СО2, а венозная — от 55 до 60 об.%. Аналогичный расчет показывает, что морская вода (коэффициент растворимости в ней СО2 равен 0,71 при 24°C), находящаяся в равновесии с воздухом, в котором Рсо2 =0,23 мм рт. ст., должна была бы содержать 0,0215 об. % СО2; однако в действительности она содержит 4,8 об. % СО2. Это различие обусловлено взаимодействием НСОз с катиона- ми различных буферных систем. Для любой жидкости, содержащей буферы, можно построить кривую насыщения СО2, уравновешивая жидкость с СО2 при известном парциальном давлении и определяя количество поглощенной СО2 в об.%. В двух приведенных приме- рах 40—50 об. % СО2 в крови соответствуют РСО2 40 мм рт. ст., а 4,8 об. % СО2 в морской воде соответствуют РСОл 0,23 мм рт. ст. Зависимость между величиной pH и концентрациями НСОз и Н2СО3 выражается уравнением Гендерсона—Гассельбаха: ₽H=p*+'°gs- гДе р/(=6,1. Зависимость между РСО2 и концентрацией НСОз (или Н2СО3) нелинейна, и ее невозможно выразить простым уравнением (рис. 8-22). Однако зависимость каждой из этих величин (обычно берут концентрацию НСОз) от pH линейна в средней зоне значе- 5—1514
66 Глава 8 ний pH, и буферная емкость соответствует наклону этой линии (т. е. изменению концентрации НСОз в ммоль/л при изменении pH на единицу). На трехкоординатных графиках представлены буфер- ные кривые при различных РСО2 (рис. 8-23). Общее содержание СО2 в циркулирующей крови зависит от бу- ферной емкости крови, парциального давления СО2 в тканях и ре- гуляции кислотно-щелочного баланса почками и органами дыха- Рис. 8-22. Кривые углекислотного равновесия для дезоксигенированной (/) и окси- генированной (II) крови Octopus [114]. ния. У наземных позвоночных парциальное давление СО2 в легких высоко (40 мм рт. ст. у многих млекопитающих), в то время как в воде, омывающей жабры водных животных, величина РСО2 мала (0,23 мм рт. ст.). Парциальное давление СО2 в крови водных поз- воночных намного меньше, чем у наземных, так что градиент в области дыхательной поверхности у тех и других примерно одина- ков и составляет около 6 мм рт. ст. У млекопитающих артерио- венозная разница в содержании СО2 показывает, что в легких кровь отдает около 10% углекислоты. У водных позвоночных об- щее содержание СО2 в крови ниже, поэтому относительные коли- чества СО2, поступающие из тканей и отдаваемые в жабрах (или через кожу), больше, чем у млекопитающих. Углекислота, диффундирующая из тканей в кровь, переходит главным образом в эритроциты, где карбоангидраза ускоряет ее реакцию с водой: Карбоангидраза СО2 + Н2О — >•. Н2СО3.
Дыхательные функции крови 67 Затем происходит диссоциация: Н2СО3 НСО3 + Н+ и большая часть НСОз выходит из клеток, обмениваясь на ионы С1" из плазмы. Эти ионы переходят из плазмы в эритроциты, ког- да кровь проходит через ткани, и возвращаются обратно в плазму в легких. Вся реакция протекает по схеме: Ткань Плазма Эритроциты СО2 > СО2 --> СО2 — Н2О ---> Н2О — Карбоангидраза нсо; н2со3 НСОз н+ сг —> сг Эритро- Плазма Легочные циты альвеолы СО2 -----> СО2 ---> Карбоангидраза •—►Н2О -----> Н2О Н2СО3 t н+----------нсо- ч--- нсо- СГ ---> СГ В артериальной крови около 67% НСОз’ растворено в плазме; для венозной крови эта величина составляет около 66,5%. В плазме основным катионом, уравновешивающим НСОз, является Na+. Внутри эритроцитов буферные свойства среды в основном опреде- ляются гемоглобином: ВНЬ + Н+ =₽=* ннь + в+, где В означает катион, главным образом К+. Дезоксигенированный гемоглобин — более слабая кислота (р/(=7,95 для пигмента лошади), чем оксигенированный (р/С= = 6,68). В связи с этим по мере отдачи кислорода тканям в эритро- цитах высвобождаются катионы. При отдаче СО2 в легких более кислый оксигемоглобин связывает большее количество катионов, кто способствует дополнительному высвобождению СО2. Присоеди- нение одной молекулы кислорода увеличивает отрицательный за- ряд молекулы гемоглобина на 0,6 эквивалента, и при этом вытесня- ется соответствующее количество НСОз. С этим влиянием оксиге- нации на кислотные свойства гемоглобина связан перенос большей Пасти СО2. 5*
68 Глава 8 Помимо углекислоты, переносимой описанными выше буферны- ми системами, около 15% СО2 в эритроцитах артериальной крови и 20% СО2 в эритроцитах венозной крови присоединено к NH- группам гемоглобина, т. е. транспортируется в виде карбамино- групп. В процентном отношении такой углекислоты немного, но было вычислено, что на ее долю приходится примерно 20—30% общего обмена СО2 крови в дыхательном цикле, а в обмене СО2 внутри эритроцитов эта доля значительно больше. Эффект Холде- Рис. 8-23. Буферная емкость дезоксигенированной (треугольники) и оксигениро- ванной (кружочки) крови взрослой особи и плода тюленя Уэдделла [ИЗ]. Кривые отражают содержание НСОз' в крови в зависимости от pH. Отдельно показаны парциальные давления СО2, соответствующие различным сочетаниям концентрации НСОГ и pH. на более чем наполовину определяется углекислотой, связанной в форме карбаминогрупп [179]. Нарушения кислотно-щелочного равновесия бывают двух ви- дов— дыхательные и метаболические. При респираторном ацидозе (например, после физической нагрузки) pH крови снижается, а концентрация НСОз возрастает, в то время как при респираторном алкалозе (обычно при гипервентиляции) происходят обратные из- менения. При метаболическом ацидозе,_например в случае кетоза или накопления лактата, уровень НСОз в крови падает, а при метаболическом алкалозе (в результате потери связанных кислот при выведении их почками, рвоте и т. п.) — возрастает. У некоторых птиц гиперпноэ как механизм охлаждения тела может вести к снижению артериального Pqq на 50% и умеренно- му повышению pH крови [27] (рис. 8-24). В табл. 8-5 приведены некоторые сравнительные данные о бу- ферной емкости крови. Большая часть их была получена путем определения бикарбоната плазмы после уравновешивания цельной крови с СО2 при различных парциальных давлениях. У человека
Дыхательные функции крови 69 общая буферная емкость составляет 29 мМ НСОз/ед. pH, из них g 2 мэкв— за счет буфера плазмы, а 20,7 мэкв — за счет гемогло- бина [36]. Чем больше остатков гистидина содержится в гемогло- бине, тем сильнее выражены его буферные свойства. У форели и скумбрии буферная емкость велика, а у карпа, опсануса и ската низка. Буферная емкость белков сыворотки (в пересчете на 1 г 50f я 5= 40 L_ (человек •) 30 : Бентамка,утка, белый плимутрок ' — г в® а, ' Пеликан, голубь Гриф, чайка ® Белый плимутрок ® - Гусь,калмфорнийская ку-9 кушка 20 ф - - о Белый плимутрок Гриф, пеликан ф 15 Калифорнийская кукушка ф Бентамка ®о Голубь, утка ф© 10 9 8 Утка, чайка о — © Дыхание. Гись, голубь, пеликан — ® обычное (в покое) о ф учащенное о о — о максимально учащенное 6. 7,2 7,3 7,4 7,5 7,6 7,8 - 7,9 7 Рис. 8-24. Зависимость между Pcof и pH для крови различных птиц в покое и при учащенном дыхании [27]. белка) у ската и крокодила больше, чем у млекопитающих. У аку- лы Squalus цельная кровь представляет собой слабый буфер, од- нако плазма обладает такой же буферной емкостью, как и у че- ловека [5, 115]. Гиперкапния вызывает у акулы повышение арте- риального Рсо 2 с 5 до 20 мм рт. ст., а у млекопитающих — с 30 100 мм рт. ст. Для наземных позвоночных характерны более высокие значе- ня Лю8 и буферной емкости, чем для водных (например, амфи- ии) [117]. Скорость диффузии СО2 в воде очень велика; кроме DbrP’ количество воды, которое может пропустить через жабры Р оа, по весу в 30 раз больше того количества воздуха, которое
70 Глава 8 Таблица 8-5 Буферная емкость крови (приведены значения для цельной крови, если не указано иное) днсоу (мМ) днсоу (мМ) ДрН ДрН Человек 30,8 Бобр [32а] 27 плазма 6,5 Водяная крыса [32а] 24 Акула [115] 9 Аллигатор 22,6 плазма 6,5 Крокодил 18,2 Акула [5] 10 Necturus [117] 8,0 плазма 9,8 Amphiuma [117] 9,2 Двоякодышащие рыбы 13 Rana catesbiana [117] 16,4 [П5] Urechis 4,9 Лошадь 25,3 Sipunculus 3,5 пропускают через легкие наземные животные. У животных, дыша- щих воздухом, выведение электролитов с мочой играет более важ- ную роль в поддержании кислотно-щелочного равновесия, поэтому нарушение функции почек может привести к изменению pH крови. У двоякодышащей рыбы переход к воздушному дыханию сопро- вождается снижением артериального РО2 и повышением PCOs; ПРН этом у рыбы развивается метаболический алкалоз, компенсирую- щий дыхательный ацидоз [116]. При pH 7,0 вода имеет нейтральную реакцию только при 22 °C. При повышении температуры нейтральное значение pH снижается, а при понижении температуры возрастает; например, при 35 °C оно равно 6,84, а при 5 °C — 7,365. У лягушек, жаб и черепах, ак- климированных к различным температурам, pH крови изменяется с температурой согласно уравнению ДрН/Д°С =—0,016. Для буфе- ров крови характерна та же зависимость, что и для воды, поэтому при различных значениях pH отношение [ОН~] к [Н+] остается постоянным [83, 84] (рис. 8-25). У беспозвоночных буферные свойства определяются в основном белками крови, а главные белки крови — это дыхательные пигмеи- i ты. У Urechis, например, целомическая жидкость практически ли- шена буферных свойств, однако буферная сила гемоцитов пример- но такая же, как у кровяных клеток позвоночных, имеющих сход- ную кислородную емкость крови. Целомическая жидкость морского, ежа содержит очень мало белка и является слабым буфером. Тнтрационные кривые гемоцианинов Limulus и Helix свидетель- ствуют о наличии нескольких кислотных и основных групп. У Maja, Octopus и Loligo дезоксигенированный гемоцианин — более слабая кислота, чем оксигемоцианин, и поэтому связывает больше COs- Кривые углекислотного равновесия (т. е. зависимости содержания СО2 от Рсо2 ) вначале круто идут вверх, а затем постепенно вырав*
Дыхательные функции крови 71 Температура, °C ниваются. У многих беспозвоночных, имеющих кровь с малым со- держанием белка, физиологические процессы протекают в усло- виях низких концентраций СО2. У животных, раковины или пан- цири которых содержат кальций (некоторые моллюски и ракооб- разные), эти структуры служат важным источником щелочи для нейтрализации кислот крови. У дву- в,2 створчатого моллюска, находящего- ся на воздухе, по мере образования so молочной кислоты вещество рако- вины может растворяться со сторо- ны мантии. 7,8 У насекомых, дышащих возду- хом, СО2 выходит из тканей прямо 76 в трахеи. Кровь забуферена частич- но за счет аминокислот. У овода ^4 Gastrophilus белки сыворотки (со- ставляющие 10,75% по весу) обес- 7 печивают около 62% общей буфер- ной емкости. Величина Рсо2 весьма высока (300—500 мм рт. ст.), а pH 70 крови сдвинут в кислую сторону 16, 64]. " 6.8 У животных широко распростра- нена карбоангидраза. Она играет 66 важную роль в подкислении мочи в почках позвоночных и в секреции 6,2 Рис. 8-25. Величины pH и рОН в крови жаб, qq лягушек и черепах, акклимированных к раз- личным температурам [84]. Измерения проводились при температуре, к кото- рой данное животное было акклимировано. Сред- няя линия — кривая нейтральности (0,5 р/() для воды. кислоты желудком. У всех позвоночных этот фермент имеется в тканях глаза, а также в сосудистых сплетениях мозга и в подже- лудочной железе. Карбоангидраза обнаружена в солевых железах Птиц и ректальных железах акул и скатов; у рыб большие коли- чества ее содержатся в жабрах, а у пресноводных рыб также и в почках [132]. У мелких млекопитающих активность карбоангид- разы выше, чем у крупных, возможно, в связи с большей интенсив- остью обмена. Карбоангидраза, вероятно, может облегчить диф- фузию СО2; при одном и том же градиенте через миллипоровый
I 72 Глава 8 ww фильтр с карбоангидразой проходит значительно больше СОг, чем через фильтр, не содержащий фермента. Карбоангидраза обнаружена у кишечнополостных (например, в щупальцах Anthozoa); она имеется в дыхательных путях и поло- вых железах иглокожих, в крови дождевых червей и нереид, в больших количествах содержится в жабрах полихет, кальмара и двустворчатых моллюсков, у которых ее много также в мантии. В жабрах Limulus карбоангидразы больше, чем в жабрах Homarus и Libinia. В эритроцитах человека карбоангидраза представлена тремя изоферментами, которые можно разделить с помощью электрофо- реза, а в жабрах и мышцах Sepia — двумя формами [1]. У чело- века все три изофермента содержат 0,2% цинка. У утки аналогич- ный фермент содержит 0,14% цинка, у черепахи 0,2, а у тунца ; 0,09% [132]. Ингибиторами карбоангидразы являются ненасыщен- j ные ароматические сульфонамиды. ‘ i Карбоангидраза ускоряет гидратацию дыхательной СО2 в эрит- 1 роцитах наземных позвоночных и в жабрах многих водных жи- вотных. Она может облегчать диффузию СО2 подобно тому, как миоглобин облегчает диффузию кислорода. Карбоангидраза игра- ет важную роль и в других тканях, где перенос СО2 и образование , НСОз не связаны с дыханием. ! Заключение Дыхательные пигменты, переносящие кислород, представляют интерес для исследователей, работающих в области физиологиче- ской экологии, физической биохимии, генетики и эволюции. Все дыхательные пигменты представляют собой металлопроте- иды; ферменты, содержащие металл, возникли, вероятно, уже в самом начале аэробной фазы биохимической эволюции. Для пе- реноса кислорода в организме животных служат три основных ти- па пигментов: 1) гемоглобин и сходный с ним хлорокруорин; 2) железосодержащий белок гемоэритрин у сипункулид и плече- ногих; 3) медьсодержащий гемоцианин у моллюсков и членисто- ногих. Гемоглобин встречается спорадически у представителей отда- ленных филогенетических групп; поэтому можно думать, что ок возникал неоднократно в процессе эволюции. В пользу этого го- ворят обнаруженные недавно многочисленные различия между ге- моглобинами аннелид (особенно Arenicola) и позвоночных. Одна- ко имеются также факты, которые легче согласовать с противо- положной точкой зрения: широкая распространенность миоглобина, разнообразие форм гемоглобина у позвоночных и легкость, с ко- торой можно индуцировать синтез этого пигмента у многих жИ' вотных. Многие специфические свойства пигментов крови можно рас* сматривать как адаптивные в данных экологических условияХ-Я
Дыхательные функции крови 73 у водных животных, ведущих очень активный образ жизни и оби- тающих в быстрых реках, значение Р50 пигмента крови выше, чем у малоподвижных форм, которые часто живут в стоячей воде (на- пример, гемоцианин кальмара отличается в этом отношении от гемоцианина некоторых крабов, гемоглобин форели — от гемогло- бина карпа или сома). Кривая кислородного равновесия для кро- ви эмбриона или плода у большинства позвоночных сдвинута вле- во по сравнению с кривой для крови взрослого организма. В ус- ловиях гипоксии синтез гемоглобина активируется, как, например, у человека на больших высотах или у Artemia в соленых водое- мах. Некоторым антарктическим рыбам и многим беспозвоночным вполне достаточно того количества кислорода, которое растворено в плазме крови, однако у других близких видов пигмент играет важную роль, особенно в условиях стресса. Животным, обитаю- щим в среде с низким содержанием кислорода,— таким, как червь Tubifex, живущий в иле,— свойственны очень низкие значения Р Ой в тканях и крутые градиенты кислорода от дыхательной поверх- ности к тканям. У животных с высоким уровнем активного обмена добавление к крови СО2 (или кислот) сдвигает кривую кислородного равно- весия вправо; напротив, у малоподвижных видов СО2 почти не влияет на сродство гемоглобина к кислороду. Как правило, СО2 облегчает отдачу О2 тканям, а выход СО2 из крови, наоборот, спо- собствует ее насыщению кислородом в органах дыхания. Обрат- ное явление — увеличение буферной емкости пигмента при дезо- ксигенации — имеет очень большое значение для тех животных, у которых буферные свойства крови в основном определяются ды- хательным пигментом. Уменьшение кислородной емкости в присут- ствии СО2 может играть важную роль в механизме секреции и на- копления кислорода в плавательных пузырях рыб. Для некоторых пигментов крови (например, гемоцианина Limulus) характерно уменьшение сродства к кислороду при подкислении крови до ве- личин pH несколько ниже физиологических; значение этого эф- фекта неизвестно. В стенке тела паразитической нематоды Asca- ris имеется гемоглобин, хотя РО2 здесь никогда не понижается настолько, чтобы он отдавал кислород; этот факт тоже не получил еще объяснения. Применение физических методов при изучении пигментов кро- пи позволило узнать много нового об их белковых компонентах. Гемоглобины позвоночных (за исключением круглоротых) состо- ят из 4 цепей, обычно из двух цепей одного типа и двух — друго- Го- Для многих гемоглобинов уже установлена последовательность аминокислот в отдельных полипептидных цепях. С помощью рент- пеноструктурного анализа и других физических методов уже уда- лось определить пространственное расположение всех четырех це- Пеи и групп гема. Однако современные методы еще не позволяют
74 Глава 8 провести такой же анализ структуры гемоцианинов. Валентность ионов металла и природа связи металла с лигандами еще не вы- яснена окончательно. Давно установлено, что медь в гемоцианине и железо в гемоэритрине изменяют свою валентность при связыва- нии кислорода; судя по новейшим данным, и в гемоглобине воз- можен перенос электрона с железа на кислород при оксигенации. Присоединение кислорода сопровождается также конформацион- ной перестройкой молекулы пигмента. Некоторые гемоцианины при оксигенации распадаются на субъединицы, и по крайней мере один из них снова переходит в полимерную форму при полном на- сыщении кислородом. Ассоциация мономеров характерна и для гемоглобина круглоротых. Гемоцианины — очень крупные молеку- лы, нередко состоящие из большого числа субъединиц, которые агрегируют в определенном диапазоне pH и концентраций Са2+ и Mg2+. Гемоцианин улиток состоит из двух цепей, аналогичных а- и p-цепям гемоглобина. Влияние pH на сродство гемоглобина к О2 обусловлено осво- бождением одного протона из каждой цепи при оксигенации. Та- ким образом, оксигемоглобин является более сильной кислотой, а дезоксигемоглобин — лучшим буфером. Еще одно загадочное явление, происходящее при оксигена- ции,— это кооперативное взаимодействие цепей в гемоглобине или субъединиц в гемоцианине. Присоединение кислорода проис- ходит постепенно, и одна молекула НЬ связывает в среднем боль- ше одной, но меньше четырех молекул О2. Сильное влияние на степень агрегации молекул гемоцианина и на его сродство к кис- лороду оказывает pH. Уже давно известно, что гемоглобин, находящийся внутри эри- троцитов, обладает меньшим сродством к кислороду, чем тот же гемоглобин в растворе. Судя по новейшим данным, основную роль в увеличении Р50 и заметную роль в определении величины эф- фекта Бора играет присутствие в эритроцитах дифосфоглицерата (у млекопитающих), инозитгексафосфата (у птиц) и аденозин- трифосфата (у рыб). Соединение пигментов крови с кислородом происходит очень быстро — период полупревращения составляет несколько миллисекунд. Реакция гемоглобина с окисью углерода протекает медленнее, но сродство НЬ к СО выше, чем к О2. Мно- гие детали столь быстрых и обратимых изменений в молекуле пигмента при связывании и отдаче кислорода остаются невыяснен- ными. Дыхательные пигменты — хороший материал для изучения на- следственности и эволюции. Полипептидные цепи гемоглобинов млекопитающих (а- и p-цепи в НЬА и а- и у-цепи в HbF) обла- дают видовой специфичностью, но это не исключает получения гибридных молекул. В гомологичных цепях у разных видов отме- чаются различия в последовательности аминокислот, и делались даже попытки судить о филогенетической удаленности тех или
Дыхательные функции крови 75 иных форм по числу различий в первичной структуре этих цепей. Эти попытки вряд ли можно считать достаточно обоснованны- ми. Дело в том, что различия в первичной структуре цепей зави- сят не только от видовой принадлежности: обнаружено много му- тантных цепей и, кроме того, у большинства позвоночных одно- временно имеется несколько гемоглобинов. У некоторых животных, например у большей части млекопитающих, в крови взрослых особей электрофоретически выявляется один или иногда два главных типа НЬ, однако у других животных (например, у большинства рыб) обнаруживается несколько электрофоретически различимых НЬ; у лосося, например, находят около дюжины анод- ных и столько же катодных фракций. Соотношение различных форм гемоглобина в крови меняется в процессе развития организ- ма, некоторые из них различаются по своему сродству к О2; био- логическое значение такого полиморфизма еще не выяснено. Две различные формы гемоцианина обнаружены только у од- ного животного (улитки Helix). Однако для этого пигмента ха- рактерен полиморфизм иного рода — различной может быть сте- пень полимеризации, что не свойственно гемоглобину (за возмож- ным исключением гемоглобина круглоротых). Так как последовательность аминокислот в цепях многих ге- моглобинов известна, можно восстановить и генетические коды для каждой из них. Гемоглобин синтезируется непрерывно, что обеспечивает его медленное обновление в организме; однако ско- рость синтеза заметно возрастает при длительной гипоксии или анемии. Синтез гемоглобина, по крайней мере у позвоночных, ре- гулируется гормоном эритропоэтином. Вводя этот гормон в куль- туру клеток, из которых образуются ретикулоциты (а затем и эри- троциты), можно изучать влияние его на белковый синтез. Появ- ление новых форм гемоглобина в процессе развития организма, вероятно, означает, что на разных этапах онтогенеза активиру- ются различные гены. Структура и функция пигментов крови — превосходный при- мер взаимосвязи молекулярного- и физиологического уровней в биологии, а также пример влияния внешней среды на функцио- нальную адаптацию специфических макромолекул. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 1- Addink A. D. F., Dissertation, Utrecht University, 1968, 161 рр. Carbonic an- hydrase of Sepia. 2- Aggarwal S. J., Riggs A., J. Biol. Chem., 244, 2372—2383, 1969. Hemoglobin in bullfrog. 3- Air G. M., Thompson E. О. P., J. Biol. Sci., 24, 75—95, 1971. Amino acid se- quence, myoglobin of red kangaroo. 4. Albers C., In: Fish Physiology, Vol. 4, pp. 173—208, edited by W. S. Hoar Ч ля? D- J- Randall. Academic Press, New York, 1970. Acid-base balance. Albers C., Pleschka K„ Respir. Physiol., 2, 261—273, 1967. Buffering bv elasmobranch blood.
76 Глава 8 6. Anthony F. H., J. Exp. Biol., 38, 109—125, 1961. Survival of goldfish in car- bon monoxide. 7. Antonini E., In: Oxygen in the Animal Organism, edited by F. Dickens and E. Neil, Pergamon Press, New York, 1965, pp. 121—137; also Physiol. Rev., 45, 123—170, 1965. Structure and function of hemoglobin and myoglobin. 8. Antonini E. et al., Arch. Biochem. Biophys., 97, 336—342, 343—350, 1962. Studies on chlorocruorin. 8a. Antonini E., Rossi-Fanelli A., Caputo A., Arch. Biochem. Biophys., 97, 343— 350, 1962. Size and structure of chlorocruorin. 9. Antonini E., Wyman J., Bellelli L., Rumen N., Siniscalco M„ Arch. Biochem. Biophys., 105, 404—408, 1964. Oxygen equilibrium of lamprey hemoglobins. 10. Ar A., Scheffer A., Comp. Biochem. Physiol., 33, 481—490, 1970. Hemoglobin in clam shrimp Cyzicus. 11. Atassi M. Z., J. Theor. Biol., 11, 227—241, 1966. Amino acid composition, hemoglobin. 12. Bartels H., Lancet, 2, 601—604, 1964. Oxygen transport in mammals. 13. Bartels H., Hiller G., Reinhardt W., Respir. Physiol., 1, 345—356, 1966. Oxy- gen affinity of chicken blood. 14. Bartels H. et al., Amer. J. Physiol., 205, 331—336, 1963; also H. Bartels, D. E. Yassin, and W. Reinhardt, Respir. Physiol., 2, 149—162, 1967. O2 and CO2 transport, adult and fetal mammals. 15. Battaglia F. C., McGaughey H., Makowski E. L., Meschia G., Amer. J. Phy- siol., 219, 219—221, 1970. Effect of diphosphoglyceric acid on O2 affinity of red cells. 16. Beadle L. C., J. Exp. Biol., 34, 1—10, 1957. Respiration in oligochaete Alma. 17. Beard J. M., Thompson E. О. P., Austral. J. Biol. Sci., 24, 765—786, 1971. Amino acid sequences in kangaroo hemoglobin. 18. Behrman R. E., J. Appl. Physiol., 25, 224—229, 1968. O2 dissociation curve, rhesus monkeys. 19. Benesch R., Benesch R. E., Yu С. I., Proc. Nat. Acad. Sci., 59, 526—532, 1968; also Benesch R. E., Benesch R., Fed. Proc., 29, 1101—1104, 1970. Reaction between hemoglobin and diphosphoglycerate and inositol hexaphos- phate. 20. Black E. C., Kirkpatrick D., Tucker H. H., J. Fish. Res. Bd. Canad., 23, 1—13, 1966. O2 dissociation curves of brook trout. 21. Bowen S. T., Lebbenz H. G., Poon M., Chow V. H. S., Grigliatti T. A., Comp. Biochem. Physiol., 31, 733—747, 1969. Hemoglobins of Artemia. 22. Boyer S. H. et al., Science, 153, 1539—1543, 1966. Hemoglobins in sheep. 23. Bradshaw R. A., Rogers L. A., Hill R. L., Buettner-Janusch J., Arch. Biochem. Biophys., 109, 571—578, 1965. Amino acid composition of primate hemoglo- bins. 24. Braun V., Crichton R. R., Braunitzer G., Z. physiol. Chem., 349, 197—210, 1968. Polymers of hemoglobin in Chironomus. 25. Briehl R. W., J. Biol. Chem., 238, 2361—2366, 1963. O2 equilibrium and aggre- gation of subunits, lamprey hemoglobin. 26. Brunoni M„ Antonini E., Wyman J., Tentori L., Vivaldi G., Carta S., Comp. Biochem. Physiol., 24, 519—524, 1968; also Biochim. Biophys. Acta, 133, 177—180, 1967. Equilibrium kinetics of frog hemoglobin. 27. Calder W. A., Schmidt-Nielsen K., Amer. J. Physiol., 213, 883—889, 1967; 215, 477—482, 1968. Acid-base balance in birds. 28. Cameron I. N., Comp. Biochem. Physiol., 32, 175—192, 1970. Hematology, pinfish Lagodon and striped mullet. 29. Cameron J. N„ Comp. Biochem. Physiol., 38A, 699—704, 1971. O2 equilibrium curve of rainbow trout. 29a. Chew M. У. et al., Biochem. J., 94, 378—383, 1965. Size of Hb molecule in polychaete. 30. Chiodi H., Acta Physiol. Lat. Amer., 12, 208—209, 1962. O2 affinity in high altitude animals.
Дыхательные функции крови 77 31. Chiodi Н., Terman J. W., Amer. J. Physiol., 208, 798—800, 1965. Blood gases 32. 'chumley J. H., Holland R. A. B„ Respir. Physiol., 7, 287—294, 1969. Respira- tory properties of sheep hemoglobin. __ 32a. Clausen G., Ersland A., Resp. Physiol., 5, 221—233, 350—359, 1968; 7, 1 6, 1969. Respiratory properties of blood of hedgehog, beaver, water vole, and bladdernosed seal. w 33. Cosgrove W. B., Schwartz J. B., Physiol. Zool., 38, 206—212, 1965. Properties of earthworm hemoglobin. 34. Crompton D. W., Smith M. H., Nature, 197, 118—119, 1963. Flatworm he- moglobin. 34a. Dan M., Hagiwara A., Exp. Cell. Res., 46, 596—598, 1967. HbA and HbF in same red cell, human. 35. Davenport H. E., Proc. Roy. Soe. bond. B, 136, 255—270, 271—280, 1949. Hemoglobins of nematodes. 36. Davenport H. W., ABC of Acid-Base Chemistry. University of Chicago Press, 1969, 86 pp. 37. Dawson T. J., Evans J. V., Austral. J. Biol. Sci., 15, 371—378, 1962. Relation between К levels and O2 transport, sheep red cells. 38. DePhillips H. A., van Hodde К. E., Biol. Bull., 133, 462, 1967. O2 equilibrium of hemocyanin. 39 DePhillips H. A., Nickerson K. W., Johnson M., van Holde К. E., Biochemistry, 8, 3665—3672, 1960; also J. Molec. Biol., 50, 471—479, 1970. O2 dissociation of hemocyanin, subunit structure, Busycon, squid. 40. Di Giamberardino L., Arch. Biochem. Biophys., 118, 273—278, 1967. Dis- sociation of Eriphia hemocyanin. 41. Eaton J. W., Brewer G. J., Grover R. F., J. Lab. Clin. Med., 73, 603—609, 1969. Diphosphoglycerate in man at altitude. 42. Eddy F. B., J. Exp. Biol., 55, 695—711, 1971. Blood gas data for Salmo gairdneri. 43. Ellerton H. D., Carpenter D. E., van Holde К. E., Biochemistry, 9, 2225—2232, 1970, Subunits of hemocyanin of Cancer. 44. Ellis R., Giuliani A., Tentori A. L., Chiancone E., Antonini E., Comp. Biochem. Physiol., 36, 163—171, 1970. Hemoglobin of amphibians. 45. Evans J. V. et al., Nature, 178, 849—850, 1956. Genetics of hemoglobin diffe- rences in sheep. 46. Faura J. et al., Blood, 33, 668—676, 1969. Effect of altitude on erythropoiesis. 47. Flores G., Frieden E., Science, 159, 101—103, 1967. Bullfrogs lacking hemoglo- bin. 48. Forster R. E., Steen J. B., J. Physiol., 204, 259—282, 1969. The Root shift in eel blood. 49. Fox H. M., Proc. Roy. Soc. bond B, 135, 192—212, 1948; 136, 388—399, 1949; 138, 514—528, 1951; 141, 179—189, 1953; also Nature, 166, 609—610, 1950; also Bull. Soc. Zool. France, 80, 288—298, 1955. Hemoglobin synthesis and function in Daphnia. 50. Fox H. M., Proc. Roy. Soc. bond. B, 136, 378—388, 1949. Comparison of chlo- rocruorin and hemoglobin. 51. Fox H. M., Proc. Roy. Soc. Lond. B, 143, 203—214, 214—225, 1955. Effect of O2 on hemoglobin synthesis and function, invertebrates. 52. Fox H. M., Nature, 168, 112, 1951. Blood pigments of Serpula. 53. Fox H. M., J. Exp. Biol., 21, 161—164, 1945. O2 affinities of invertebrate he- moglobins. 54. Freeman M. В. M., Misson В. H., Comp. Biochem. Physiol., 33, 763—772, 1970. Respiratory properties of blood of chickens. 55. Gahlenbeck H., Bartels H., Z. vergl. Physiol., 59, 232—240, 1968. O2 affinity of blood of bullfrog. 56. Garbett K., Darnall D. W., Klotz I. M., Arch. Biochem. Biophys., 142, 455— 470, 1971. Reactivity of residues in hemerythrin.
78 Глава 8 57. Ghosh J., Comp. Biochem. Physiol., 16, 341—360, 1965. Chemical properties of avain hemoglobins. 58. Gibson Q. H„ Prog. Biophys., 9, 1—53, 1959. Kinetics of reactions between Hb’s and gases. 59. Gillen R. G., Riggs A., Comp. Biochem. Physiol., 38B, 585—595, 1971. Effect of ATP on hemoglobin properties in fish. 59a. Gitlin D. et al., Blood, 32, 796—810, 1968. ImmunofIncrescent detection of two Hb’s in same cell. 60. Gordon A. S„ Physiol. Rev., 39, 1—40, 1959. Hemopoietine. 51. Gray L. H., Steadman J. M., J. Physiol., 175, 161—171, 1964. Dissociation cur- ves for mouse and rat blood. 62. Grigg G. C., Comp. Biochem. Physiol., 23, 139—148, 1967. Blood of Antarctic 63. Grover R. F„ Ann. N. Y. Acad. Sci., 121, 662—673, 1965. Pulmonary tension at altitude. 64. Grover R. F. et al., J. Appl. Physiol., 18, 560—566, 567—574, 575—579, 909—• 912, 1963. Oxygen transport at high altitudes. 64a. Guerritore D. et al., J. Molec. Biol., 13, 234—237, 1965. Electron microscopy of Spirographis chlorocruorin. 65. Hall F. G., J. Biol. Chem., 115, 485—490, 1946; also J. Mammal., 18, 468— 472, 1937. Blood of animals living at high altitudes. 66. Hall F. G„ Proc. Soc. Exp. Biol. Med., 119, 1071—1073, 1965. O2 transport in chinchilla. 67. Hall F. G., J. Cell. Biol, 68, 69—74, 1966. Hemoglobin properties in toad. 68. Hamada R. et al., J. Biochem. (Tokyo), 55, 154—162, 1964. Eel hemoglo- bins. 69. Harkness D. R., Ponce J., Grayson V., Comp. Biochem. Physiol., 28, 129—138, 1969. Phosphoglyceric acid cycle in mammalian red cells. 70. Hemmingsen E. A., Douglas E. L., Grigg G. C., Comp. Biochem. Physiol., 29, 467—470, 1969. O2 transport in hemoglobin-free fish. 71. Hill R. L., Buettner-Janusch J., Buettner-Janusch V., Proc. Nat. Acad. Sci., 50, 885—893, 1963. Evolution of primate hemoglobins. 72. Hoffman R. J., Mangum С. P., Comp. Biochem. Physiol., 36, 211—228, 1970. Coelomic hemoglobin in Glycera. 73. van Holde R. E., Cohen L. B., Biochemistry, 3, 1803—4808, 1809—1813, 1965; 6, 93—99, 1967. Ultrastructure of hemocyanins. 74. van Holde R. E., van Bruggen E. F. J., in: Biological Macromolecules, Vol. 5, edited by G. D. Fasman and S. N. Timasheff. Marcel Dekker, Inc. New York, 1971. The hemocyanins. 75. Holeton G. F., Comp. Biochem. Physiol., 34, 457—471, 1970. Antarctic fish without hemoglobin. 76. Holeton G. F., J. Exp. Biol., 54, 239—254, 1971. O2 uptake in Salmo exposed to CO. 77. Holland R. A. B., Forster R. E., J. Gen. Physiol., 49, 140—146, 199—220, 1968. Kinetics of uptake of O2 and CO by red blood cells. 78. Horne F. R„ Beyenbach R. W., Amer. J. Physiol., 220, 1875—1881, 1971. He- moglobin in branchiopod crustaceans. 79. Horvath S. M., Chiodi H., Ridgway S. H., Azar S., Comp. Biochem. Physiol., 24, 1027—1033, 1968. Respiratory properties of hemoglobin of porpoise and sea lion. 80. Hoshi T., Sci. Rep. Tohoku Univ., 23, 35—58, 1957. Hemoglobin in a daphnid. 81. Hoshi T., Robayashi M., Sugano H., Sci. Rep. Niigata Univ. D, 5, 87—98, 1968; also Hoshi T., Sugano H., Sci. Rep. Niigata Univ. D, 2, 13—26, 1965. Oxygen dissociation curve of hemoglobin in cladocerans. 82. Hoshi T., Shimada T., Sci. Rep. Niigata Univ. D, 2, 1—12, 1965. Hemoglobin in freshwater cladocerans. 83. Howell B. J., Fed. Proc., 29, 1130—1134, 1970. Acid-base balance in transition from water to air breathing.
Дыхательные функции крови 79 \-----—--------------------- 84 Howell В. J„ Baumgardner F. W., Bondi К., Rahn Н., Amer. J. Physiol., 218, 600—606, 1970. Acid-base balance, cold-blooded vertebrates. 85. Huber R., Formanek H., Epp 0., Naturwissenschaften, 55, 75—77, 1968. Cry- stal structure analysis of erythrocruorin. 86 Huehns E. R., Dance N., Beaver G. H., Keil J. V., Hecht F., Motulsky A. G„ Nature, 201, 1095—1097, 1964. Human embryonic hemoglobins. 87. Huisman T. H. I., Kitchens J., Amer. J. Physiol., 215, 140—146, 1968. Fun- ctional properties of Hb A, В and C in sheep. 88. Huisman T. H. J., Van Veen M. S., Biochim. Biophys. Acta, 88, 352—366, 367—374, 1964. Studies in animal hemoglobins. 89. Hunter J. A., Paul J., J. Embryol. Exp. Morph., 21, 361—368, 1969. Adult and fetal hemoglobin, rat. 90. Ingram V. M., Biochim. Biophys. Acta, 28, 539—545, 1958; 36, 402—411, 1959. Normal and sickle cell hemoglobins, man. 91. Ingram V. M., The Hemoglobins in Genetics and Evolution. Columbia Uni- versity Press, New York, 1963, 165 pp. 92. Itazawa У., Bull. Jap. Soc. Sci. Fish., 36, 571—577, 1970. Respiratory chara- cteristics of fish. 93. Jacobsen L. 0., Krantz S. B., Ann. N. Y. Acad. Sci., 149, 578—583, 1968. Sum- mary on erythropoietin. 94. Johansen K., Lenfant C., Amer. J. Physiol., 210, 910—918, 1966. Gas exchange in Octopus. 95. Johansen K., Lenfant C., J. Exp. Biol., 46, 205—218, 1967. Respiratory function in lungfish, Lepidosiren. 96. Johansen K-, Mecklenburg T. A., Z. vergl . Physiol., 70, 1—19, 1970. O2 transport in Cancer. 97. Johansen K., Lenfant C., Grigg G. C., Comp. Biochem. Physiol., 18, 597—608, 1966. Respiratory properties of blood of platypus. 98. Johansen K., Martin A. W., J. Exp. Biol., 45, 165—172, 1966. O2 transport by blood of giant earthworm. 99. Jones J. D., J. Exp. Biol., 32, 110—125, 1955. Hemoglobin function in po- lychaetes Nephthys and Arenicola. 100. Jones J. D., Comp. Biochem. Physiol., 4, 1—29, 1961; 12, 283—295, 1964. Function of hemoglobin in aquatic snails. 101. Jonxis J. H. P. In: Haemoglobin, edited by F. J. W. Roughton and J. C. Kend- rew. Interscience Publishers, New York, 1949, pp. 261—267. Properties of fe- tal hemoglobin. 102. Keilin D., Wang Y. L., Biochem. J., 40, 855—867, 1946. Hemoglobin of Gastro- philus. 103. Kendrew J. C. et al., Nature, 174, 946—949, 1954; 181, 662—666, 1958; 185, 422—427, 1960. Structure of myoglobin. 104. Kendrew J. C., Science, 139, 1259—1266, 1963. Structure of myoglobin. 105. Kleihauer E., Stoffler G., Molec. Gen. Genet., 101, 59—69, 1968. Embryonic hemoglobins. 106. Klotz 1. M. et al., Arch. Biochem. Biophys., 68, 284—299, 1957. Active sites in hemerythrin. 107. Konings W7. N., van Driel R., van Bruggen E. F. J., Gruber M., Biochim. Bio- phys. Acta, 194, 55—66, 1969. Properties of Helix hemocyanin. 108. Kunkel H. G. et al., J. Clin. Invest., 36, 1615—1625, 1967. Types of human hemoglobin, especially A2. 109. Kunzer W„ Nature, 179, 477—478, 1957. Human embryo hemoglobin. HO. Larimer J. L., Riggs A. F., Comp. Biochem. Physiol., 13, 35—46, 1964. Pro- perties of crayfish hemocyanin. Hl. Lenfant C. et al., J. Clin. Invest., 47, 2652—2656, 1968. Effect of altitude on O2 binding by hemoglobin in man. 112. Lenfant C., Aucutt C., Respir. Physiol., 6, 284—291, 1969. Respiratory pro- perties of blood of monkeys. 113. Lenfant C„ Elsner R., Kooyman G. L., Drabek С. M., Amer. J. Physiol., 216, 1595—1597, 1969. Respiratory properties of blood of seal.
80 Глава 8 114. Lenfant С., Johansen К., Amer. J. Physiol., 209, 991—998, 1965. Oxygen transport by blood of Octopus. 115. Lenfant C., Johansen K., Respir. Physiol., 1, 13—29, 1966. Respiratory fun- ction of blood in dogfish, Squalus. 116. Lenfant C., Johansen K., Grigg G. C., Respir. Physiol., 2, 1—21, 1966. Respi- ratory function of blood of lungfish. 117. Lenfant C., Johansen K., Respir. Physiol., 2, 247—260, 1967. Respiratory adaptations in amphibians. 118. Lenfant C., Johansen K., Torrance J. D., Respir. Physiol., 9, 277—286, 1970. Respiratory properties of Hb in sea mammals. 119. Lenfant C., Kenney D. W., Aucutt C„ Amer. J. Physiol., 215, 1506—1511, 1968. Properties of hemoglobin in whale, Orcinus. 120. Lenfant C. et al., Amer. J. Physiol., 216, 1598—1600, 1969. Respiratory pro- perties of blood of penguin. 121. Maniatis G. M., Ingram V. M., J. Cell. Biol., 49, 390—404, 1971. Erythro- poiesis in amphibians. 122. Manwell C., Science, 126, 1175—1176, 1957; also Physiol., Zool., 31, 39—100, 1958. Larval and adult hemoglobins in ovoviviparous dogfish and oviparous teleost. 123. Manwell C., Biol. Bull., 115, 227—238, 1958. Hemoglobin of hagfish. 124. Manwell C., J. Cell. Comp. Physiol., 53, 75—84, 1959. Absence of Bohr effect in Cucumaria hemoglobin. 125. Manwell C., Ann. Rev. Physiol., 22, 191—244, 1960. Respiratory pigments. 126. Manwell C., Comp. Biochem. Physiol., 8, 209—218, 1963. Hemoglobin in mari- ne clams. 127. Manwell C. In: Biology of Myxine, edited by A. Brodal and R. Fange, Oslo University Press (Universitetsforlaget), Oslo, 1963, pp. 372—455. Blood pro- teins of cyclostomes. 128. Manwell C., In: Oxygen in the Animal Organism, edited by F. Dickens and E. Neil, Pergamon Press, New York, 1965, pp. 49—116. Review, comparative properties of blood pigments. 129. Manwell C., Science, 152, 1393—1395, 1966. Hemoglobins of holothurians. 130. Manwell C., Baker С. M. A., Proc. Nat. Acad. Sci., 49, 496—504, 1963. Survey of hemoglobins in wild birds. 131. Manwell C„ Baker С. M. A., Childers W., Comp. Biochem. Physiol., 10, 103— 120, 1963. Genetics of hemoglobins in hybrid fish. 132. Maren T. H., Fed. Proc., 26, 1097—1103, 1967. Carbonic anhydrase in the animal kingdom. 133. Meschia G. et al., Quart. J. Exp. Physiol., 46, 156—160, 1961. Properties of fetal and adult hemoglobin in sheep at altitude. 134. Metcalfe J., Bartels H., Moll W., Physiol. Rev., 47, 782—838, 1967. Gas ex- change across placenta. 134a. Miller P. L., J. Exp. Biol., 44, 529—543, 1966. Function of hemoglobin in wa- ter bug Anisops. 135. Moll W., Pfliiger W., Arch., 299, 247—251, 1968. Facilitated diffusion of oxy- gen by myoglobin. 135a. Muirhead H. et al., J. Molec. Biol., 28, 117—156, 1957. Structure of hemo- globin. 136. Needham A. E., Nature, 221, 572, 1969. Absorption spectra of leech hemo- globin. 137. Novy M. J., Parer J. T., Respir. Physiol., 6, 144—150, 1969. Oxygen affinity in blood of fetal cat. 138. Novy M. J., Parer J. T., Behrman R. E., J. Appl. Physiol., 26, 339—345, 1969. O2 dissociation curves, adult and fetal macaque. 138a. Okazaki T. et al., Biochim. Biophys. Acta, 111, 496—502, 503—511, 1965; 140, 258—265, 1967. Properties of hemoglobin from Ascaris perienteric fluid and body wall. 139. Padlan E. A., Love W. E., Nature, 220, 376—378, 1968. Structure of hemoglo- bin of Glycera.
Дыхательные функции крови____________81 140. Padmanabhanaidu В., Comp. Biochem. Physiol., 17, 167—181, 1966. Properties of hemocyanin in scorpion. 141. Parer J. T., Respir. Physiol., 2, 168—172, 1967. O2 dissociation curve of rhesus monkey. „ 142. Parer J. T., Hoversland A. S., Metcalfe J., Respir. Physiol., 10, 30—37, 1970. Respiratory properties of blood lion and tiger. 143. Paul W., Roughton F. J. W., J. Physiol., 113, 25—35, 1951. O2 equilibrium cur- ve of sheep hemoglobin. 144. Perutz M. F., Proc. Roy. Soc. bond. B, 173, 113—140, 1969. The hemoglobin molecule. 145 Perutz M. F., Nature, 228, 726—734, 1970. Stereochemistry of hemoglobin. 146. Perutz M. F. et al., Nature, 219, 29—32, 131—139, 1968; also Perutz M. F., Lehmann H., Nature, 219, 902—909, 1968. Crystal analysis and molecular mo- del of hemoglobin. 147. Perutz M. F. et al., Nature, 222, 1240—1243, 1969. Function of specific resi- dues in hemoglobin. 148. Pickett S. M., Riggs A. F., Larimer J. L., Science, 151, 1005—1007, 1966. Su- bunit structure of lobster hemocyanin. 149. Piiper J., Schumann D., Respr. Physiol., 2, 129—134, 1967. O2 exchange in gills of dogfish. 150. Piiper J., Schumann D., Respir. Physiol., 5, 317—325, 326—337, 1968. Respi- ratory functions of blood of dogfish. 151. Poluhowich J. L., Comp. Biochem. Physiol., 36, 817—821, 1970. Respiratory pigment in a nemertean. 152. Pough F. H., Comp. Biochem. Physiol., 31, 885—901, 1969. O2 and CO2 trans- port by lizard blood. 153. Rahn FL, Yokoyama T., eds., Physiology of Breath-holding; the Ama of Japan. Publ. 1341, Nat. Acad. Sci., Washington, 1967, 369 pp. 154. Ralph R., Everson I. Comp. Biochem. Physiol., 27, 299—307, 1968. Metabolism of Hb-less Antarctic fish Chaemocephalus. 155. Read R. R. FL, Biol. Bull., 122, 605—717, 1962; Comp. Biochem. Physiol., 15, 137—138, 1963. Hemoglobin in bivalve mollusc. 156. Redmond J. R., Physiol. Zook, 35, 304—313, 1962. Respiratory function in Chiton. 157. Redmond J. R., Biol. Bull., 122, 252—262, 1962. O2 transport in crab Cardi- soma. 158. Redmond J. R., Science, 139, 1294—1295, 1963. Molluscan hemocyanin. 159. Redmond J. R„ Helg. wiss. Meeresunters., 9, 303—311, 1964. O2 transport by blood of various invertebrates. 160. Redmond J. R., Amer. Zool., 8, 471—479, 1968. Transport of O2 in crab Car- cinus. 161. Reynafarje C. et al., Proc. Soc. Exp. Biol. Med., 116, 649—650, 1964. Humoral control of erythropoietic activity in man at altitude. 162. Reynafarje C., Morrison P. R„ J. Biol. Chem., 237, 2861—2864, 1962. Myoglo- bin in rodents at high altitudes. 163. Riegel R., Bartels FL, Rleihauer E., Lang E. M., Metcalfe J., Respir. Physiol., 1, 138—144, 145—150, 1966. Respiratory properties of mammalian blood. 164. Riegel R., Bartels FL, Yassin D. E., Oufi J., Rleihauer E., Parer J. T., Metcal- fe J., Respir. Physiol., 2, 173—181, 182—195, 1967. Respiratory functions in mammalian blood. 165. Riggs A., Canad. J. Biochem., 42, 763—775, 1964. Structure and function of hemoglobins. 166. Riggs A., Physiol. Rev., 45, 619—673, 1965. Functional properties of hemoglo- bins. 167. Riggs A., J. Gen. Physiol., 43, 737—752, 1960. Bohr effect, mammalian hemo- globins. 168. Riggs A., J. Gen. Physiol., 35, 23—40, 1951. Frog and tadpole hemoglo- bin. 6—1514
82 Глава 8 169. Riggs A., Proc. Nat. Acad. Sci., 68, 2062—2065, 1971. Enhancement of Bohr effect in mammalian hemoglobins by diphosphoglycerate. 170. Riggs A., Biology of Lampreys, Academic Press, New York, 1971. Lamprey hemoglobins. 171. Riggs A., Hemer A. E., Proc. Nat. Acad. Sci., 48, 1664—1670, 1962. Hybridi- zation of hemoglobins. 172. Riggs A., Rona M., Biochim. Biophys. Acta, 175, 248—259, 1969. Aggregation of polymerizing mouse hemoglobins. 173. Roche J., Fontaine M., Ann. Inst. Oceanogr. Monaco, 20, 77—87, 1940. Amino acid composition of various blood pigments. 173a. Roche J. et al., Biochim. Biophys. Acta, 41, 182—194, 1960. Electron micro- graphs of Hb of annelids. 174. Rogers W. P., Austral. J. Sci. Res. B. Biol. Sci., 2, 287—303, 399—407, 1949. Hemoglobin function in nematode parasites. 175. Rosenberg M., Proc. Nat. Acad. Sci., 67, 32—36, 1970. Electrophoretic analy- sis of hemoglobin. 176. Rosenmann M., Morrison P. R., J. Biol. Chem., 240, 3353—3356, 1965. Myo- globin in snowshoe hare. 177. Rosse W. F., Woldmann T., Hull E., Blood, 22, 66—72, 1963; also Rosse W. F., Waldmann T., Blood, 27, 654—661, 1966. Stimulation of erythropoiesis in frogs and birds. 178. Rossi-Fanelli A., Antonini E., Nature, 186, 895—896, I960; also Rossi-Fanel- li A., Antonini E., Giuffre R., Nature, 186, 896—897, 1960. Crystalline hemo- globin from tuna fish. 178a. Rossi-Fanelli M. R. et al., Arch. Biochem. Biophys., 141, 278—283, 1970. Size and structure of earthworm Hb. 179. Roughton F. J. W., In: Handbook of Physiology, Vol. 1, Sec. 3, pp. 767—825, edited by W. F. Hamilton. Amer. Physiol. Soc., Washington, D.C., 1964. Transport of O2 and CO2 (review). 179a. Roxby R., van Holde K., 1972. Molecular size, Hey of Busycon (личное сооб- щение) . 180. Rumen N. M., Love W. E., Arch. Biochem. Biophys., 103, 24—35, 1963. He- moglobins of sea lamprey. 181. Saha A., Ghosh J., Comp. Biochem. Physiol., 15, 217—235, 1965. Properties of avian hemoglobins. 182. Sarcini M., Orlando M., Tentori L., Comp. Biochem. Physiol., 34, 751—753, 1970. Polymorphism of hemoglobin of salamander. 183. Schruefer J. J. P. et al., Nature, 196, 550—552, 1962. Dissociation curves of hemoglobin and whole blood. 184. Schweer M., Z. vergl. Physiol., 42, 20—42, 1959. Metabolism of leeches with and without hemoglobin. 185. Seal U. S., Comp. Biochem. Physiol., 31, 799—811, 1969. Hemoglobins of car- nivores. 185a. Serfaty A. et al., Rev. Canad. Biol., 24. 1—5, 1965. Cardiac reaction to emer- gence in carp. 186. Severinghaus J. W., J. Appl. Physiol., 21, 1108—1116, 1966. Blood gas calcu- lator. 187. Simons J. A., J. Exp. Zool., 162, 219—230, 1966. Embryonic development of hemoglobin in chicken. 188. Siri W. E. et al., J. Appl. Physiol., 21, 73—80, 1966. Erythropoietic responses of man to hypoxia. 189. Smith M. H., Biochim. Biophys. Acta, 71, 370—376, 1976, 1963. Combination of Ascaris hemoglobin with O2 and CO. 190. Smith M. H., George P., Preer J. R., Arch. Biochem. Biophys., 99, 313—318, 1962. Hemoglobin from paramecium. 191. Smith M. H., Lee D. L., Proc. Roy. Soc. Lond. B, 157, 234—257, 1963; also Smith M. H., Morrison M., Biochem. Biophys. Acta, 71, 364—370, 1963. Isola- tion and metabolism of hemoglobin from Ascaris.
Дыхательные функции крови 83 192. Sullivan В., Riggs A., Comp. Biochem. Physiol., 23, 437—447, 449—458, 459— 474, 1967. Structure, function, and evolution of turtle hemoglobin. 193. Svedberg T., Pederson К. O., The Ultracentrifuge. Oxford University Press, New York, 1940; Johnson Reprint Corp., 1959, 478 pp. 194. Taketa F., Morell S. A., Biochem. Biophys. Res. Comm., 24, 705—713, 1966. Oxygen affinity of cat hemoglobin. 194a. Terwilliger R. C., Read K. R., Comp. Biochem. Physiol., 29, 551—560, 1969. Myoglobin in radular muscle, mollusc. 195. Tomita S., Riggs A., J. Biol. Chem., 246, 547—554, 1971. Effects of body size on Bohr effect. 196. Tucker V. A., Comp. Biochem. Physiol., 24, 307—310, 1968. O2 dissociation curve in Echidna. 197. Tyuma I., Shimizu K., Fed. Proc., 29, 1112—1114, 1970. Effect of organic phosphates on O2 affinity of hemoglobin. 198. Ulrich S., Hilpert P„ Bartels H., Pflug. Arch., 277, 150—165, 1963. Respiratory properties of rodents. 199. Vanstone W. E. et al., Canad. J. Physiol. Pharmacol., 42, 697—703, 1964. Mul- tiple hemoglobins in coho salmon. 200. Vaughan В. E., Pace N., Amer. J. Physiol., 185, 549—556, 1956. Myoglobin changes at high altitudes. 201. Wald G., Riggs A., J. Gen. Physiol., 35, 45—53, 1951. Hemogibbin of (lamprey, Petromyzon. \ 201a. Waxman L., J. Biol. Chem., 246, 7318—7327, 1971. Properties of Arenico- la Hb. 202. Weber R. E., Konink. Nederl. Akad. van Wetenschappen, 66, 284—295, 1963. Hemoglobin in larva of Chironomus. 203. Weber R. E., Comp. Biochem. Physiol., 35, 179—189, 1970. Properties of an- nelid hemoglobins. 204. Weisberger A. S., Proc. Soc. Exp. Biol. Med., 117, 276—280, 1964. Sickling phenomenon of deer hemoglobin. 205. Whittenberg B. A., Okuzuki T., Whittenberg J. B., Biochem. Biophys. Acta, 111, 485—495, 1965. Hemoglobin of Ascaris. 206. Whittenberg J. B. et al., Proc. Nat. Acad. Sci., 67, 1846—1853, 1970. State of iron in oxyhemoglobin. 207. Wilkins N. P., Iles T. D., Comp. Biochem. Physiol., 17, 1141—1158, 1966. Hemoglobin polymorphism in fishes. 208. Wolvekamp H. P., Z. vergl. Physiol., 25, 541—547, 1938. Oxygen transport and hemocyanin in Octopus. 209. Wolvekamp H. P. et al., Arch. Need. Physiol., 25, 265—267, 1941; 28, 620— 629, 1947. Respiratory function in blood of Arenicola, Helix and Homarus. 210. Wood S. C., Moberly W. R„ Respir. Physiol., 10, 20—29, 1970. Respiratory properties of blood of Iguana. 211. Wyman J., Adv. Protein Chem., 4, 407—531, 1948. Heme proteins. 212. Yoshioka M. et al., J. Biochem. (Tokyo), 63, 70—76, 1968. Eel hemoglobins. 213. Zanjani E. D., Yu M.-L., Perlmutter A., Gordon A. S„ Blood, 33, 573—581, 1969. Hormonal control of erythropoiesis in fish. 214. Zuckerkandl E., Jones R. T., Pauling L., Proc. Nat. Acad. Sci., 46, 1349—1360, 1960. Evolution of hemoglobins. 6*
Глава 9 Температура Л. ПРОССЕР Введение Экологические и физические соображения Температура ограничивает распространение животных и опре- деляет уровень их активности. Диапазон температур на Земле значительно шире тех границ, в которых возможна активная жизнь. Температура поверхностных слоев воды в открытом океане варьирует в пределах от —2 до +30 °C, а в воздухе — от —70 до +85 °C. Как общее правило, процессы жизнедеятельности возмож- ны лишь при температурах от 0 до +40 °C; для большинства жи- вотных температурные границы намного уже. Некоторые организ- мы выживают в неактивном состоянии и при температурах ниже 0 °C, а иные даже выдерживают замораживание. Ряд животных обитает в горячих источниках, а отдельные виды бактерий и во- дорослей живут и размножаются в источниках с температурой во- ды до 70 °C. Размножение животных возможно в более узком диа- пазоне температур, чем выживание взрослых особей, хотя для эмбрионов многих гомойотермных видов пределы переносимых температур шире, чем для взрослого организма. Температура, как мера скорости движения молекул, определяет скорость химиче- ских реакций и является одним из факторов, ограничивающих рост и метаболизм. Научных работ о температуре очень много, поскольку ее так легко измерять — ртутным термометром, терми- стором или термопарой. Теплота — одна из форм энергии, и тем- пература характеризует содержание тепловой энергии в данном теле. У многих животных температура тела изменяется вслед за температурой внешней среды — это так называемые «холоднокров- ные», или пойкилотермные, животные. «Пойкилотермия» означает изменчивость, лабильность температуры. У пойкилотермных жи- вотных температура тела не обязательно равна температуре окру- жающей среды. Например, у рыбы весом 40 г измерение мышеч- ной температуры дало величину на 0,44 °C выше внешней темпе- ратуры [445]. Относительно меньшая часть животных регулирует температу- ру своего тела — это так называемые «теплокровные», или гомойо- термные, животные. Промежуточное место между* пойкилотерм- ными и гомойотермными формами занимают гетеротермные жи-
Т емпература 85 вотные, способные к частичной регуляции температуры тела. Эта регуляция ограничивается либо определенными условиями среды, либо какими-то областями тела. Температура любой метаболизирующей клетки обязательно должна быть выше температуры окружающей^ среды, так как при окислительных процессах и гликолизе происходит выделение теп- ла. Температура тела животного зависит от соотношения ряда факторов, влияющих на тепловой баланс организма противопо- ложным образом. Источником тепла может быть метаболический термогенез (эндотермия) или же внешняя среда, главным образом солнечная энергия (эктотермия). Теплоотдача происходит путем излучения, конвекции, теплопроводности и испарения воды. Поте- ре тепла способствует циркуляция жидкостей от внутренних ча- стей организма к поверхности тела, а препятствует-теплоизоляция. Пойкилотермные животные не совсем лишены способности к тер- морегуляции. Средствами такой регуляции могут служить пове- денческие реакции, впадение в спячку, метаболические и нервные компенсаторные механизмы. Относительное постоянство темпера- туры тела у гомойотермных животных поддерживается теплопро- дукцией, а также с помощью защитного поведения и изменений теплоизоляции, кровообращения и других факторов, изменяющих перенос тепла. У некоторых «теплокровных» животных периоды ле- таргии сопровождаются снижением температуры тела, а у других во время зимней спячки физиологический термостат переключает- ся на более низкую температуру. Сенсорные механизмы сообща- ют об изменениях температуры, вызывая соответствующие ком- пенсаторные и защитные реакции. Термические свойства воды как главного компонента тела во многом определяют тепловой баланс организма. Теплопроводность воды [0,0014 кал/(см-с-град)] ниже, чем, например, у металлов, но выше, чем у многих жидкостей (у этилового спирта 0,00042, у оливкового масла 0,000395). Кроме того, вода имеет высокую удельную теплоемкость— 1,0 кал/(г-град), тогда как, скажем, для меди соответствующая цифра будет 0,09, а для этилового спир- та — 0,535. Удельная теплоемкость большинства животных тканей (за исключением компактного вещества кости) составляет от 0,7 до 0,9 кал/(г-град). Есть еще одна характеристика — коэффици- ент температуропроводности, который равен теплопроводности, де- ленной на произведение удельного веса и удельной теплоемкости. Низкая температуропроводность приводит к медленному прогрева- нию или охлаждению тканей и к ограниченному распространению тепла внутри организма; хорошим теплоизолятором оказывается жир, хотя он и уступает в этом отношении воздуху. Животные с большой тканевой массой медленно согреваются и медленно ох- лаждаются; внутреннюю передачу тепла у них обеспечивают глав- ным образом циркулирующие жидкости тела, так что вялость цир- куляции обусловливает медленное распространение тепла. Рыба
86 Глава 9 весом 1 г охлаждается со скоростью 1,8 град/мин на разность температур 1 °C, тогда как у рыбы весом 100 г эта величина со- ставляет всего 0,4 град/мин [445]. Благодаря высокой теплоемкости и низкой теплопроводности воды температура естественных водоемов (за исключением горя- чих источников) обычно не превышает максимальной температу- ры, при которой может существовать большинство водных живот- ных. Точка замерзания тканей у водных животных (кроме неко- торых, в частности морских костистых рыб и ракообразного артемии) обычно близка к точке замерзания окружающей среды или ниже этой точки (гл. 1). Поскольку удельный вес льда мень- ше, чем у воды, водные животные, находящиеся в воде подо льдом, не замерзают. Наземные животные подвержены действию гораздо больших колебаний внешней температуры, чем водные, и температура их тела тесно связана с водным балансом организ- ма. Вода имеет высокую теплоту плавления (79,7 кал/г); водные растворы, особенно в капиллярных пространствах, могут переох- лаждаться на несколько градусов, а связанная вода устойчива к замерзанию. Некоторые животные, переохлажденные или частич- но обезвоженные (а также те, у которых часть воды замещена по- лигидроксильными органическими растворителями), могут выдер- живать температуру намного ниже точки замерзания воды, и при этом их ткани не замерзают. Испарение воды заметно охлаждает любую влажную поверхность (на испарение 1 г воды при 20 °C за- трачивается 585 кал), и при высоких температурах воздуха оно предотвращает перегревание тела у животных. Температура и скорость химических реакций. Энергия активации Кинетическая активность, или частота соударения молекул, пропорциональна абсолютной температуре и возрастает приблизи- тельно на 3% на каждые 10 °C. Один из методов количественной оценки влияния температуры на скорости реакций, состоит в оп- ределении Qio. Qio — коэффициент увеличения скорости реакции при повышении температуры на 10°С — вычисляется по формуле 10 __/ К1 \ *1—*2 V1° \ К2 / где Ki и К2— константы скорости реакции при температурах и t2. Обычно вместо констант скоростей в формулу подставляют ско- рости Vi и У2. В большинстве случаев при определении темпера- турной зависимости мы имеем дело не с линейными, а с логариф- мическими функциями. Величина Qi0 зависит от температурного диапазона — при низких температурах она больше, чем при высо- ких. Поэтому необходимо указывать область температур, для ко-
Температура 87 --- торой вычислен Qi0. Физические свойства растворов меньше изме- няются с температурой, чем скорость катализируемых реакций. Величина Qio, равная 2,5, соответствует увеличению скорости ре- акции на 9,6% на один градус; для многих химических реакций коэффициент Qio близок к этой величине. Критической энергии активации той или иной реакции соответ- ствует величина р (иногда обозначаемая как £*) в уравнении Аррениуса _1п (\ — _Е_ (—_______L\ Ч Ki / Я \ 7\ /’ —2,37? (log К2 —log КО Tz Л где Ki и К2 — константы скорости реакции (пропорциональные из- меренным скоростям) при абсолютных температурах 7\ и Т2, а К — газовая постоянная (1,98 кал/моль). Для большинства биоло- гических и всех простых химических реакций зависимость лога- рифма скорости реакции от величины, обратной абсолютной тем- пературе, выражается прямой линией, наклон которой равен —р/2,ЗД, или —р/4,6. Из этого видно, что при повышении темпера- туры на 10 °C число молекул, энергия которых превышает крити- ческую (например, 12 ккал), может удвоиться, хотя прирост ки- нетической энергии (пропорциональный абсолютной температуре) будет гораздо меньшим. Специфические катализаторы характери- зуются определенными величинами р, не зависящими от концент- рации субстрата, если последняя достаточно высока и скорость ре- акции лимитирует сам катализатор. Однако при более низких, более физиологических концентрациях субстрата величины темпе- ратурных характеристик понижаются. Обычно предполагают, что для сложной биохимической реакции в целом значение р будет таким же, как для этапа, лимитирующего ее скорость, но это, ко- нечно, крайнее упрощение. В биологическом диапазоне температур величины Qio для мно- гих метаболических реакций лежат в пределах от 2 до 2,5. В то же время некоторые сложные изменения скоростей физиологиче- ских процессов, например циркадные ритмы, относительно неза- висимы от температуры, а величина Qio для потребления кислоро- да у некоторых пойкилотермных животных в определенном диапа- зоне температур лежит между 1 и 2. Сравнивая потребление кислорода животным, находящимся в активном состоянии и в по- кое, можно определить характерные для этих состояний уровни обмена при различных температурных условиях. У моллюска Саг- dium величины Qi0 для активного состояния и покоя равны соот- ветственно 1,84 и 1,20; вообще при низких нормальных температу- рах окружающей воды для многих беспозвоночных в состоянии покоя характерны невысокие величины Qi0 [344, 345]. У насеко-
88 Глава 9 мых (например, у Calliphora) Qio для мышц и для организма в целом составляет около 2 [463]. Температурные характеристики (ц или Qio) ферментативных реакций могут понижаться по мере снижения концентрации субстрата до нормальных внутриклеточ- ных уровней, при которых лимитирующим фактором становится уже концентрация субстрата, а не активность фермента. Если ки- нетика катализируемой реакции соответствует уравнению Миха- элиса—Ментен, мерой сродства фермента к субстрату будет Км (см. гл. 6) или концентрация субстрата, при которой фермент на- сыщен наполовину (Ks). С понижением температуры у большинст- ва ферментов кажущееся сродство возрастает (т. е. Лм уменьша- ется). Это противодействует снижению энергии активации и может уменьшить кажущуюся величину Qio [206, 436]. В случае слож- ных реакций — с параллельными и последовательными этапами и с противоположными влияниями на Км и на Qio для актива- ции— попытки элементарного анализа температурных эффектов безнадежны. Замораживание и холодоустойчивость Протоплазма, будучи водным раствором, замерзает при темпе- ратуре на несколько градусов ниже нуля. Медленное заморажива- ние часто сильнее повреждает организм, чем быстрое. Если ох- лаждение происходит быстро (около 100 град/с) на протяжении всего температурного диапазона замерзания, кристаллы льда обычно не образуются и организм просто затвердевает. Если по- местить мелких нематод, простейших, мышечные волокна или тка- невые культуры прямо в жидкий воздух (—197°C), они застыва- ют, а при быстром отогревании оживают. Одной из адаптаций, создающих устойчивость к замерзанию, может быть повышение концентрации растворенных веществ, при- водящее к понижению точки замерзания. В природе этот меха- низм действительно имеет некоторое распространение. В крови холодноводных морских рыб несколько повышена концентрация солей, а иногда также содержатся значительные концентрации специфических неэлектролитов (антифризов). Зимующие насеко- мые и некоторые растения накапливают органические вещества, повышающие осмотическую концентрацию жидкостей организма. Более важную роль в механизмах зимовки и адаптации к по- лярным широтам играет переохлаждение. Если охлаждать воду или водный раствор, температура падает ниже точки замерзания еще до появления центров кристаллизации; далее при кристалли- зации воды и высвобождении теплоты плавления температура по- вышается. После замерзания возможно дальнейшее охлаждение льда. При кристаллизации происходит образование водородных связей между молекулами воды; в случае переохлаждения этот процесс замедляют различные неполярные органические вещест-»
Температура 89 ва, растворенные в воде. Накопление такого рода защитных ве- ществ обычно сопровождается умеренной дегидратацией [11]. У многих животных и растений внеклеточная жидкость замер- зает раньше, чем клетки. Клеточные мембраны каким-то неизвест- ным образом защищают протоплазму от замораживания. При медленном замерзании солевого раствора вода кристаллизуется, а соль накапливается между кристаллами, повышая осмотическую концентрацию оставшегося раствора. Если это происходит во вне- клеточной жидкости, то более концентрированный раствор отсасы- вает воду из клеток и они могут быть чрезмерно обезвожены. Ча- стичное замещение свободной воды неполярными органическими молекулами предохраняет от замерзания, изменяя структуру кри- сталлической решетки и распределение водородных связей (см. обзор Смита [424]). Скорость роста кристаллов льда обратно пропорциональна концентрации групп, образующих водородные связи, в защитных веществах [ПО]. Как показали опыты на аме- бах, растительных клетках и яйцах морского ежа, замерзание вну- триклеточной жидкости может приводить к механическому разру- шению структур протоплазмы [10]. Гидратационная вода или во- да, связанная с заряженными растворенными веществами, особенно с белками, замерзает в последнюю очередь, и ее замер- зание обычно приводит к смерти. Коллаген может связывать боль- шое количество воды, и с помощью ядерного магнитного резонан- са было показано, что она, по-видимому, сохраняет жидкое состо- яние при температурах до —50 °C [102]. Температуры ниже 0°С не только вызывают осмотическую де- гидратацию, механические разрушения и изменения в распреде- лении связанной воды, но и резко снижают активность фермен- тов. Кислород и СО2 диффундируют во льду в 104 раз медленнее, чем в жидкой воде. При температурах, близких к точке замерза- ния, может также происходить денатурация некоторых фермент- ных белков. Многие клетки выдерживают кратковременное замерзание, но не могут переносить длительного замораживания, особенно при очень низких температурах. В портняжной мышце лягушки лед ооразуется при —0,42 °C, но в переохлажденном состоянии ее можно сохранять без повреждения в течение двух суток при —4°. 1 пЛо оттаивания этой мышцы, замороженной на неделю при 0,9 °C, на 20 ч при —2 °C или на полчаса при —3,5 °C, ее разд- ражимость восстанавливается. Основной причиной повреждения здесь может быть удаление воды из молекулярных структур. Ин- фузория Tetrahymena после охлаждения в 10%-ном диметилсуль- со скоростью 4,5 град/мин выжила при температуре У5 С более 128 дней. У инфузории Paramecium после экстре- мального замораживания восстанавливалась подвижность, но не пособность к клеточному делению [483].
90 Глава 9 Морские беспозвоночные, особенно моллюски литоральной зоны и усоногие раки, часто замерзают зимой. У таких животных при —15 °C замерзает только 55—65% воды, содержащейся в ор- ганизме. При дальнейшем понижении температуры процент замер- зающей воды растет, однако при данной температуре процент воды, замерзшей в организме, ниже процента замерзшей морской воды [250] (рис. 9-1). Обитатели литорали Balanus, Littorina и Mytilus зимой выносят замораживание при температурах от —10 до —20 °C, но летом при таком охлаждении погибают [438—439]. Mytilus повреждается при —10 °C, когда замерзает 64% внутри- клеточной воды, но животное, предварительно акклимированное к 150%-ной морской воде, выдерживало —15°C и замерзание 80% воды в организме. При выдерживании животных в 150 %-ной мор- ской воде количество небелкового азота в жидкостях возрастает непропорционально их осмотической концентрации [491]. Переохлаждение играет важную роль у холодостойких насеко- мых. Некоторые насекомые, например пилильщик Cephas, вы- держивают переохлаждение при температурах от —23 до —30°C, тогда как другие, менее холодостойкие виды переносят лишь от —5 до —8 °C [396]. При более быстром снижении температуры те- ла может быть достигнуто большее переохлаждение [397, 399]. У наездника Вгасоп, паразитирующего на пилильщиках, наблю- дали переохлаждение до —47,2 °C и рост концентрации глицерина в гемолимфе до 2,7 М. При исследовании 10 видов зимующих на- секомых у одного вида был найден высокий уровень сорбита, у двух других накапливался, вероятно, маннит, а у остальных — глицерин [438] (рис. 9-2). Увеличение концентрации глицерина (до 16%) коррелирует со способностью к переохлаждению; с ве- сенним прекращением диапаузы концентрация глицерина падает. У гусениц мучной моли Anagasta при холодовой акклимации воз- растает содержание в организме различных нингидринположи- тельных веществ, а также глюкозы и глицина; это в большей сте- пени повышает способность к переохлаждению, чем снижает точку замерзания [437]: Температура Время Предел пере- Точка замерзания акклимации, СС акклимации охлаждения, СС гемолимфы, °C —6 7 дней —21 — 1,1 +6 7 дней —18,3 —1,0 Яйца кольчатого шелкопряда Malacosoma зимой накапливают глицерин, концентрация которого в январе достигает 35,2% су- хого веса, и выдерживают переохлаждение до —40,8 °C, а летом только до —29,5 °C [155] (рис. 9-3). У аляскинской жужелицы Pte- rostichus обнаружены следующие сезонные изменения [326]: Способность Точка замерзания Содержание Содержание к переохлаждению (оттаивания) глицерина воды Зима до —35 °C —3,5 °C 25% 54% Лето до —6,6 °C —0,7 °C 0 65%
100 Рис. 9-1. Доля воды, замерзающей в морской воде и в тканях Mytilus при различ- ных температурах ниже нуля [250]. Содержание глицерина, % Рис. 9-2. Зависимость возможного переохлаждения от содержания глицерина в рганизме у различных насекомых зимой (Somme L., Canad. J. Zool., 42, 87—101, 1964).
92 Глава 9 Эритроциты или сперматозоиды можно много месяцев сохра- нять без повреждения в замороженном состоянии, если предвари- тельно обработать их глицерином, пропиленгликолем или диме- тилсульфоксидом, быстро заморозить и хранить при температуре ниже —40 °C. Другие клетки, например в культурах тканей мле- копитающих, лучше выживают при быстром (100 град/мин), чем при медленном (1 град/мин) охлаждении; их можно защитить по- ливинилпирролидоном или сахарозой. Хорошее защитное действие при замораживании костного мозга оказывают аминокислоты, а Рис. 9-3. Изменения содержания глицерина и точки переохлаждения (т.п.) у ли- чинок насекомых, находящихся зимой на открытом воздухе (в Канаде) (Semme L., Canad. J. Zool., 43, 765—770, 1965). декстраны задерживают замерзание внеклеточной жидкости в тка- нях [251]. Производились успешные пересадки роговицы после ее хранения в замороженном состоянии. Симпатические ганглии, об- работанные глицерином, обнаруживали электрическую активность после замораживания до —79 °C и последующего оттаивания [424]. Представители двух родов нематод при достаточно быстром охлаждении и отогреве переносили замораживание до температур не ниже —30 °C [343]. Полагают, что при быстром охлаждении большее количество внутриклеточной воды оказывается в пере- охлажденном состоянии; при медленном же охлаждении вода вы- ходит из клеток, что приводит к их повреждению. Гибель клеток при медленном замораживании, по-видимому, в большей мере обусловлена повреждением мембран, чем инактивацией фермен- тов [309—312]. Поразительное повышение холодостойкости в зимнее время обнаруживают деревянистые растения: зимой данное растение пе- реносит гораздо более низкие температуры, чем летом, В начале
Температура 93 зимы метаболически активные слои коры синтезируют большие количества РНК и белков [419]. Выявлены различные уровни ак- климатизации; первый из них связан с многообразными метаболи- ческими изменениями, происходящими под влиянием гормонов, а на следующем этапе возможна полимеризация макромолекул с уменьшением количества связанной воды [485]. Одна из гипотез придает большое значение увеличению числа внутримолекулярных дисульфидных связей при замораживании, так как агенты, тор- мозящие образование этих связей, оказывают защитное действие о сн3 о н || I н || N С CH N С СН3 Рис. 9-4. Повторяющаяся структурная единица гликопротеида антарктической ры- бы Trematomus (De Vries A. L., J. biol. Chem., 246, 305—309, 1971). Этот гликопротеид снижает точку замерзания больше, чем можно было бы ожидать исходя из его концентрации. '[9]. Другая теория особо выделяет роль конформационных изме- нений, делаюш‘их макромолекулы устойчивыми к обезвоживанию Значительная устойчивость к замораживанию обнаружена у арктических и антарктических рыб. У двух видов Trematomus, жи- вущих подо льдом в Антарктике, точка замерзания крови варьи- рует в пределах от —1,87 до —2,07 °C [107]. При этом NaCl, мо- чевина и аминокислоты составляют лишь половину осмотически активных растворенных веществ. Кровь содержит много гликопро- теидов, которые при электрофорезе разделяются на пять полос, соответствующих мол. весам от 10 500 до 78 000. Концентрация этих веществ в плазме достигает 1870 мг%, и они обладают по- разительными противозамораживающими свойствами, которые ис- чезают при ацетилировании или при расщеплении пептидных свя- еи [106, 269]. Гликопротеиды содержат 16% треонина, 26% ала- ина, 29% N-ацетилгалактозамина и 28% галактозы; строение соответствующего мономера представлено на рис. 9-4. Эти веще- ва снижают точку замерзания больше, чем можно было бы ожи-
94 Глава 9 дать исходя из их концентрации; каким образом достигается та- кой эффект, не установлено. У рыб, живущих в глубоких фиордах Лабрадора с темпера- турой воды —1,7°C зимой и летом, температура замерзания рав- на —0,9 °C. Эти рыбы замерзают сразу, если в их теле появляют- ся кристаллы льда. У рыб, живущих в поверхностных водах с лет- ней температурой -J-5 и зимней —1,5 °C, точка замерзания крови зимой —0,8, а летом —1,6 °C. Глубоководные же рыбы все время находятся в переохлажденном состоянии [417]. Камбала Pseudo- pleuronectes, выдерживаемая как при —1,0, так и при 4-15 °C, имеет Ат. з. крови —0,71 °C; в то же время эта камбала благодаря переохлаждению выживает при —1,8 °C [355, 469]. У карпозубой рыбы Pundulus в Новой Англии описаны следу- ющие сезонные изменения растворенных веществ в крови [469]: Лето Зима Глюкоза, мг на 100 мл 68 348 Холестерин, мг на 100 мл 201 307 Аминокислоты, мг N 11,9 13 Белок, г на 100 мл 4 2,2 Натрий, мМ 183 205 Хлорид, мМ. 145 170 Осмоляльность, моем 394 401 Подъем уровня глюкозы в крови и снижение содержания гликоге- на в печени, наблюдаемые у этих рыб при холодовой акклимации, зимой выражены сильнее, чем летом (летняя температура воды была 4~20, а зимняя —1,5°C). При этом точка замерзания зимой снижается лишь ненамного больше, чем летом, тогда как устойчи- вость к переохлаждению очень сильно возрастает. Как предпола- гают, образованию водородных связей при замерзании воды здесь препятствуют молекулы, богатые оксигруппами [469]. Хомяков наркотизировали с помощью СОг, перфузировали не- большим количеством глицерина и охлаждали до ректальной тем- пературы 15—20 °C, после чего погружали в ледяную воду. Дыха- ние у них прекращалось при температуре от 2 до 6 °C, а сердеч- ная деятельность — при 0,8—2,5 °C [424]. Далее животных замо- раживали в пропиленгликоле при температуре от —3 до —14 °C. Пробыв более 50 мин при температуре —5 °C, они становились совершенно твердыми. Но если затем их постепенно отогревали и делали им искусственное дыхание, то большинство животных ожи- вало и возвращалось к норме. После замораживания, продол- жавшегося 1 ч, оживали все животные, у которых замерзло 15% воды организма, и одна треть животных, у которых замерзло 45% воды [8, 424]. Подводя итоги, можно сказать, что замерзание тканей ведет к их повреждению в тех случаях, когда во время образования ле- дяных кристаллов происходит концентрирование внеклеточной жидкости, что ведет к обезвоживанию клеток, в которых тоже по-
Температура 95 являются кристаллы льда. Некоторые ткани устойчивы к замора- живанию, особенно если оно совершается быстро. У некоторых животных небольшое повышение устойчивости к замерзание в зимнее время обусловлено повышением осмотической концентра- ции. Чаще, однако, происходит накопление органических веществ, что делает возможным более сильное переохлаждение. Летальные температуры; устойчивость и адаптация Причины смерти при действии высоких или низких температур как следует не изучены и, без сомнения, многообразны. Живот- ные, не приспособленные к зимовке и не переносящие заморажи- вания, гибнут при температурах значительно выше точки замер- зания. Снижение температуры тела как у гомойотермных, так и у пойкилотермных животных ведет к замедлению ритма сердца и дыхания, в результате чего может наступить гипоксия. Очень часто клеточные мембраны становятся проницаемыми и не могут более поддерживать ионные градиенты, а ионные насосы переста- ют работать. Выработка энергии может стать недостаточной для осуществления жизненных функций. Зависимость Км от темпера- туры может быть неодинаковой у разных компонентов сопряжен- ных ферментативных реакций. Исчезает интеграция, осуществляе- мая центральной нервной системой, и многие животные при тем- пературах, значительно превышающих летальные, впадают в со- стояние холодовой комы. Кривые, отображающие зависимость смертности от времени воздействия различных низких температур, показывают, что причины гибели могут быть различными и каж- дая из них действует в определенном диапазоне продолжительно- сти п интенсивности охлаждения. При перегреве смерть также может быть вызвана многими при- чинами— в зависимости от того или иного сочетания продолжи- тельности и интенсивности теплового воздействия. При повышении температуры тела уменьшается перенос кислорода пигментами крови, а у наземных животных возросшее испарение воды может привести к обезвоживанию организма. С повышением температу- ры изменяется состояние липидов и возрастает проницаемость кле- точных мембран; ферменты становятся более активными, но выше температурного оптимума инактивация начинает преобладать над активацией. При еще более высоких, нефизиологических темпера- турах происходит денатурация белков и из поврежденных клеток могут высвобождаться токсичные вещества. При очень высоких температурах становится нестабильной двойная спираль ДНК. Механизмы гибели оказываются неодинаковыми при изучении их на уровне организма, ткани и ферментного аппарата. Темпера- туры, вызывающие при 15-минутной экспозиции тепловую смерть, составляют для интактных головастиков Rana pipiens 37,5 °C, це- лых лягушек 38,6, икроножной мышцы 40,2, сердца in situ 42 и
96 Глава 9 седалищного нерва 43 °C [351]. Как общее правило, диапазон пе- реносимых температур наиболее узок для целых животных, не- сколько шире для тканей и клеток и значительно шире для изоли- рованных ферментов. Однако оптимальный температурный диапа- зон данного фермента, определяемый точкой его максимального сродства к субстрату, может быть очень узким [433]. Пределы пе- реносимости высоких и низких температур могут изменяться в результате акклимации, и в то же время они могут быть ге- нетически связаны с экологией данных животных. Иногда точки холодовой и тепловой смерти смещаются при акклимации в одном и том же направлении, а в других случаях изменяются независи- мо друг от друга; механизмы этих сдвигов могут быть различ- ными. Измерение верхней и нижней летальных температур, проводи- мое после акклимации к различным температурам без рассмотре- ния причин гибели, позволяет определить характерную для данно- го вида «зону толерантности». Можно экспериментально акклими- ровать к различным температурам большое число особей какого-либо вида водных животных. Далее группы животных, акклимированных к различным температурам, помещают в серию ванн с высокими температурами воды для определения точки теп- ловой смерти, а другие группы — в ванны с низкими температура- ми воды для определения точки холодовой смерти. Затем строят графики, отражающие зависимость смертности (в пробитах) от времени воздействия данной температуры (рис. 9-5) и зависимость времени, необходимого для гибели 50% животных данной группы, от температуры (рис. 9-6) [46]. С увеличением времени экспози- ции температура, переносимая половиной животных (LD50), сни- жается, пока не дойдет до уровня, когда даже при длительной (около 48 ч) экспозиции животные больше не погибают. Этот уро- вень называют пороговой летальной температурой (верхней); точ- но так же определяют и соответствующую нижнюю границу. За- тем вычерчивают две линии, отображающие зависимость пороговых температур (верхней и нижней) от температуры акклимации (рис. 9-7); эти линии образуют замкнутый «полигон толерантности». Скорость акклимации у разных видов различна. Тепловая аккли- мация обычно происходит быстрее, в течение нескольких дней, тогда как холодовая занимает 10—20 дней. У нерки верхняя ле- тальная температура изменяется приблизительно на 1° при изме- нении температуры акклимации на 4° [46]. У серебряного карася верхняя летальная температура повышается на 1° при повышении температуры акклимации на каждые 3° вплоть до 36,5 °C; при этом верхняя летальная температура достигает 41 °C — макси- мальной возможной величины. Нижняя летальная температура понижается на 2° при понижении температуры акклимации на каждые 3° вплоть до 17 °C, когда нижняя летальная температура доходит до возможного предела (0°С) [131]. У дождевого червя
50 100 500 1000 5000 Время наблюдения, мин io Рис. 9-5. Зависимость смертности (в пробитах) у гольяна от продолжительности воздействия верхних летальных температур (Tyler А. V., Canad. J. Zool., 44, 349—361, 1966). Изменения наклона графиков указывают иа наличие разных причин гибели. Температуры (°C) указаны цифрами около кривых. ^ис. 9-6. Среднее время переносимости различных температур рыбами, акклими- рованными к 20 °C (по Бретту, 1956 [46]). *—1514
98 Глава 9 Pheretima с повышением температуры акклимации на Г граница теплоустойчивости повышается на 0,3°. Для средиземноморского переднежаберного моллюска Littorina neritoid.es верхняя леталь- ная температура составляет 46—47 °C, тогда как для L. littorina из Новой Англии она равна всего 40—41 °C [126]. Полигон толерантности имеет довольно четкую видовую спе- цифику (рис. 9-7); внутри него находятся меньшие многоугольни- Рис. 9-7. Полигон толерантности для нерки и зависимость предпочитаемых тем ператур от температуры акклимации [47]. ки — для зародышевого развития и для локомоции; эти функции возможны в более узком диапазоне температур, чем простое вы- живание. Было проведено сравнение полигонов толерантности у 14 видов пресноводных рыб, обитающих на различных широтах в восточной части Северной Америки. Только у трех видов (в том числе Notropus cornutus) были обнаружены расовые особенности популяций из Онтарио и из Теннесси [164]. У гольца (Salvelinus fontinalis) две географические расы имеют разные верхние ле- тальные температуры. У двух рас Daphnia atkinsoni (термальной и приспособленной к умеренным температурам) верхние леталь- ные температуры различаются на 6°. У бактерий известны теплолюбивые и холодолюбивые штаммы. В горячих источниках Йеллоустона бактерии можно найти в почти кипящей воде — при 90 °C, простейшие могут существовать при 45—51 °C, а сине-зеленые водоросли выдерживают до 73 °C, хотя быстрее всего растут при 55 °C [49]. Для разных бактерий может быть характерна различная температура плавления нитей ДНК
Температура 99 [2551. Белок флагеллин, выделенный из термофильных бактерий, содержит больше аминокислот, легко образующих стабильные во- дородные связи; это указывает на возможную большую стабиль- ность белка [267]. Величины Qi0 для роста у термофилов ниже, чем v Е. coli; иными словами, термофильные штаммы менее чувст- вительны к изменениям температуры [49]. Ферменты этих бакте- рий (например, фосфофруктокиназа) стабильны вплоть до 95 °C, хотя их Км зависит от температуры [500]. Известны многие при- меры генетически обусловленной термостабильности белков [473]. Термостабильность коллагена, измеряемая температурой перехо- да («точкой плавления», рис. 9-8), пропорциональна содержанию пролина вместе с оксипролином (пирролидином) [243] (рис. 9-9): Число остатков Коллаген Ascaris Коллаген Lumbricus Пролин 291 .7,7 Оксипролин 19 165 Полуцистин 16 0 Температура перехода 52 °C 22 °C В коллагене тропических рыб этих аминокислот больше, чем в коллагене холодповодных рыб [144]. Наиболее термостабильны триплеты аминокислот, соседствующие с пирролидином [243]. Высокая температура может также блокировать определенные пу- ти биосинтеза: например, некоторые бактерии при 37°C нуждают- ся в аминокислотах и витаминах, без которых могут обходиться при 26 °C [279]. Исследование аспартат-глутаматтрансаминазы у 11 родственных видов двустворчатых моллюсков показало, что у сублиторальных форм она более термостабильна, чем у обитате- лей верхней литорали [379, 380]; приводим данные об относитель- ной инактивации этого фермента при 2-минутном нагревании до 56 °C [378]. Инактивация Средняя летальная трзнсаминазы, % температура, °C Modiolus (сублитораль) 80—100 25 Mytilus (литораль) 40—50 28 Brachidontes (литораль) -• 0—10 38 Теплоустойчивость мышц, определяемая по их реакции на электрическое раздражение после нагревания, у самых разнооб- разных водных животных тесно коррелирует с термостабильностыо многих мышечных ферментов — альдолазы, холинэстеразы, сукци- натдегидрогеназы, а также АТФазной активности миозина [473]. При сравнении глубоководных рыб и рыб мелководья обнаружи- вается параллелизм таких показателей, как термостабильность мышц, устойчивость к тепловому наркозу и температура, вызы- 47л1Щ'а? 50%-ную инактивацию мышечной холинэстеразы [275, 4'4]. у ряда рептилий термостабильность АТФазной активности миозина обнаруживает хорошую корреляцию с температурой мак- симального мышечного напряжения и с предпочитаемой животным температурой [295]. 7*
Верхняя, граница обычных температур среды, °C Рис. 9-8. Соотношение между точками плавления молекулярного коллагена и приблизительными верхними границами температуры среды у разных живот- ных [383]. 1 — аскарида и свинья; 2 — крыса и корова; 3 — улитка Helix; 4 — кожа тунца; 5 — кожа трески; 6 — антарктические рыбы. о 100 200 Оксипролин Оксипролин* пролин Количество остатков (на 1000 всех остатков) Рис. 9-9. Зависимость точек плавления коллагена у разных видов от числа остат- ков оксипролина, пролина и суммы оксипролин + пролин на каждую тысячу ами- нокислотных остатков коллагена [243].
Т емпература 101 у некоторых амфибий обнаружены наследственные различия в нижней летальной температуре; животные, обитающие в Цен- тральной Америке на больших высотах, сходны с формами из уме- ренной зоны, а обитатели низких участков — с тропическими ви- дами [44]. Среди австралийских Anura широко распространен- ные виды обнаруживают лучшую приспособляемость к температу- ре, чем виды с узким ареалом [45]. ’Температурные границы развития часто хорошо коррелируют с температурными границами выживания, что можно видеть на примере двух видов жаб [44]: Границы развития, °C Границы выживания, °C Bufo cognatus (Аризона) 19,1—32,0 10—31 Bufo leutkeni (Гватемала) 32,1—34,8 22—39 Rana pipiens из северных штатов США развивается при более низких температурах по сравнению с южными популяциями (хотя возможно, что это разные виды) [395]. У клопа Oncopeltus ниж- няя температурная граница для выживания яиц 5 °C, для эмбрио- нального развития 14 °C и для формирования жизнеспособных ли- чинок 18 °C [382]. Верхняя граница теплоустойчивости у Balanus balanoides из Северной Каролины на 5° выше, чем у того же вида на побережье Англии; у тепловодных и холодноводных усоногих сходным образом различаются как верхние, так и нижние темпе- ратурные границы биения усиков. Проводились эксперименты по отбору и поддержанию термофильных штаммов бактерий, жгути- ковых и других организмов. Холодолюбивые нематоды растут при 18°C и погибают при 24,5°C; однако путем постепенного повыше- ния температуры среды и отбора в течение 100 поколений удалось получить формы, хорошо растущие при 24,5 °C [53]. Летальная температура зависит не только от температуры ак- климации и генетических факторов, но также от возраста, разме- ров тела, гормональных влияний, питания и таких внешних фак- торов, как длительность фотопериода, аэрация и соленость. У ома- ров верхняя летальная температура понижается при уменьшении солености и при низких уровнях Ог [316]. Устойчивость Mytilus к высоким температурам также понижается при уменьшении со- лености [409]. Получено много данных о влиянии липидов пищи на температурную устойчивость пойкилотермных животных. При кормлении серебряных карасей свиным салом их теплоустойчи- вость повышается больше, чем при кормлении рыбьим жиром. Теплоустойчивость личинок мясной мухи возрастает при кормле- нии насыщенными жирами [210]. У Hemigrapsus oregonensis чув- ствительность к температуре и к солености зимой и летом неоди- накова; высокие внешние температуры повышают теплоустойчи- вость, а низкая соленость понижает ее [461]:
102 Глава 9 Соленость, % от солености MopcKoii воды Летальная температура, °C после акклима- ции к 20 °C после акклима- ции к 5 °C 35 33,3 30,2 75 34,3 32,6 У речного рака Astacus тканевое дыхание продолжается в течение часа при высоких температурах, летальных для животного в це- лом; эти температуры приводят, однако, к понижению уровня Na и повышению уровня К в крови, и если перфузировать нормальное животное солевым раствором, в котором содержание Na и К со- ответствует таковому у перегретых особей, то это ведет к выклю- чению нервно-мышечных функций. Следовательно, смертность здесь может быть связана в большей степени с ионными, чем с ферментативными сдвигами. При температурах от 15 до 20 °C эвригалинная рыба Cyprinodon растет лучше всего в пресной воде, а при температурах от 25 до 35 °C — в воде с соленостью 35—55%о [261, 262]. Высокое парциальное давление кислорода (более 1 атм) способствует выживанию серебряного карася при высоких температурах [484]. Температуры, при которых наступает тепловая или холодовая кома, хорошо коррелируют с соответствующими летальными тем- пературами и изменяются при акклимации. Кома — показатель обратимого угнетения функций центральной нервной системы. У гуппи (Lebistes) температура тепловой комы повышается на 0,4° с каждым повышением температуры акклимации на 3°, а тем- пература холодовой комы при снижении температуры акклимации на 3° понижается на Г [465]. При изучении ряда моллюсков литоральной зоны обнаружены видовые различия в температуре тепловой комы, соответствующие их экологии, а также значительные эффекты акклимации [147]. Вид Местообитание Темпера- тура аккли- мации, °C Средняя (температу- ра тепловой комы, °C Nerita peleronta Nerita versicolor Nerita tesselata Littorina littorea Температуры тепловой температурами, при кот Верхняя литораль, Би- мини Средняя литораль, Би- мини Ниже среднего уровня воды, Бимини Литораль, Вудс Хоул комы у Littorina npi орых наступает тепло! 15 37 25 37 25 37 5 15 25 шерно зая блок 37 45,8 43 44,6 41 44,2 32,5 35,0 38,8 совпадают с ада спонтан-
Температура 103 ной активности в центральной нервной системе. У моллюсков, обитающих в жарких пустынях Израиля, средняя летальная тем- пература при двухчасовой экспозиции равна 55 °C [415а]. Температура, необходимая для возникновения холодовой комы при 30-минутной экспозиции, коррелирует у насекомых с Qio Для АТФазной активности миозина [339]: Температура комы, *С <210 Musca 6,1 3,9 Periplaneta 7,9 2,7 Tenebrio 7,4—10,8 2,2 Galleria 8,8 2,0 У таракана Blattella температура холодовой комы может изме- няться при акклимации следующим образом [84]: Температура акклимации, “С Температура комы, *С 35 7 15 —4,4 10 —4,3 Если подвергнуть лосося Salmo действию циклически изменяющей- ся температуры (с периодом 24 или 48 ч), то температура тепло- вой комы после этого будет почти такой же, как и после акклима- ции к постоянной температуре, соответствующей верхней точке цикла [180]. То же самое для температуры холодовой комы уста- новлено в опытах на равноногих рачках (но определяющей здесь оказывается нижняя точка цикла) [116]. Высшие нервные центры функционируют в более узких темпе- ратурных пределах, чем периферические нервы и мышцы. На рис. 9-10 представлены данные, полученные при изучении холодовой блокады на пресноводных рыбах [371]. У ската различные реф- лексы при повышении температуры исчезают в определенной по- следовательности, причем уже после исчезновения спинальных рефлексов можно активировать мышцы, раздражая двигательные нервы [32]. В опытах на изолированной портняжной мышце лягуш- ки показано, что температура холодовой блокады снижается при акклимации к холоду [236], однако при этом повышается темпе- ратура тепловой блокады, что можно рассматривать как неадап- тивное изменение [365]. Таким образом, гибель от перегревания или охлаждения мо- жет быть обусловлена различными механизмами, которые еще плохо изучены. У сложных организмов большое значение могут иметь вторичные эффекты, например гипоксия. Вообще в гибели клеток важную роль могут играть такие факторы, как повышение мембранной проницаемости и блокада ионных насосов, нарушение равновесия сопряженных ферментативных реакций и кинетиче- ские ограничения. Выживание при крайних температурах стано- вится возможным благодаря множеству генетических адаптаций, апример изменению первичной структуры определенных белков.
104 Глава 9 Как правило, нервная система, по-видимому, более чувствительна и функционирует в более узком диапазоне температур, чем дру- гие ткани. Летальные температуры могут изменяться при аккли- мации; другие внешние факторы также могут влиять на послед- ствия экстремального перегрева или охлаждения. Простой рефлекс J--------1------о-------1---------------1-----, 5 10 15 20 25 30 35 Рис. 9-10. Температура холодовой блокады (*) нервного проведения, спинномоз- говых рефлексов и условных рефлексов у рыб, акклимированных к различным температурам [3711. А — сомик, Б и В — серебряный карась. Цифрами около стрелок обозначено число опытов. Скорость биологических процессов Температурные адаптации. У пойкилотермных животных ак- климация может влиять не только на летальные температуры, но и на скорости различных биологических процессов, поведение и биохимическую активность. По временным масштабам следует различать три группы явлений: 1) изменения температуры, про- должительность которых измеряется часами, непосредственно влияют на скорость биологических процессов, причем характер
Температура 105 наблюдаемых реакций определяется внутренними свойствами дан* ной системы; 2) температурное воздействие, продолжающееся в течение многих дней или недель, приводит к компенсаторной ак- климации; 3) на протяжении многих поколений идет отбор гене* тических вариантов, приспособленных к существующему темпера* турному режиму. Естественный отбор может использовать те осо* бенности прямых реакций, которые сводят к минимуму изменение скорости биологических процессов; он может влиять также на способность к компенсаторной акклимации. У большинства пойкилотермных животных резкое повышение или понижение температуры приводит к избыточной первичной ре- акции (первичному перерегулированию) или даже к шоковой ре* акции; этот эффект продолжается секунды или минуты. У Artemia потребление О2 чрезмерно повышается под действием тепла и чрезмерно понижается при охлаждении; у серебряного карася из* быточный подъем интенсивности обмена наблюдается при быстром изменении температуры в том и в другом направлении. Амплитуда этого первичного эффекта зависит от величины температурного сдвига. Эта первичная метаболическая реакция может быть ча* стично обусловлена повышением двигательной активности в ре- зультате сенсорной стимуляции, но возможно, что здесь участвует и какой-то общий клеточный эффект, поскольку первичное пере- регулирование наблюдается и у дрожжей. Затем интенсивность обмена стабилизируется в соответствии с температурой и может оставаться на этом новом уровне многие часы; именно этот уровень обычно используют при определении Qio. Стабильный уровень зависит от состояния акклимации, и если в этот период животное снова окажется в прежних температурных условиях, то восстановится и первоначальная скорость изучаемых процессов. Для периода прямой реакции на температурное воздей- ствие характерно повышение или понижение выработки энергии и концентраций промежуточных продуктов метаболизма; кроме того, возможны перераспределения ионов, в особенности натрия и калия, между клетками и внеклеточной жидкостью и изменения pH. Может усиливаться или ослабевать спонтанная активность в центральной нервной системе. У ряда морских беспозвоночных основной обмен на всем диа- пазоне «обычных» температур относительно стабилен, в то время как для активного обмена характерен высокий Qio [344, 345] (рис. 9-11). Потребление кислорода и частота сокращений сердца У рептилии Thamnophis из Манитобы (но не из Флоридцу) , умень- шаются по мере снижения температуры с 30 до 20 °C, затем снова возрастают, достигая максимума между 15 и 20 °C, и резко пада- ют при температурах ниже 15 °C [4]. Величину Qlo для ферментативных реакций обычно определяют ври насыщающих концентрациях субстратов, т. е. при максималь- ных скоростях реакций. Однако in vivo концентрации субстратов
Рис. 9-11. Минимальное потребление кислорода при различных температурах (по Ньюэллу и Норткрафту [344]). А — Actinia, Б — ракообразное Nephros, В — брюхоногий моллюск Littorina, Г — двуствор- чатый моллюск Cardium, Рис. 9-12. Влияние концентрации сукцината на Qio для сукцинатдегидрогеназы мышц из надосевой мышцы серебряного карася, акклимированного к 5 и к 25 °C [172].
Температура 107 редко бывают насыщающими, так что измерение в условиях полу- насыщения дает более физиологические результаты. Величина Qio снижается при уменьшении концентрации субстрата; поэтому мно- гие данные, полученные при измерении Qio in vitro, практически не имеют физиологического смысла. При физиологических концен- трациях субстрата величина Qw может приближаться к 1 (рис. 9-12). Основные типы акклимации. Если животное в течение мно- гих дней содержать при измененной температуре, то у него про- изойдет компенсаторное изменение скорости биологических процессов, т. е. акклимация. В случае возвращения в первоначальные температурные условия скорость этих про- цессов теперь уже не вернется просто к пер- воначальному уровню, а будет выше или ниже в соответствии с направлением аккли- мации. Прехт [363] предложил удобную Рис. 9-13. Типы температурной акклимации по Прехту. Т2 — исходная температура, Т\ и Те — более низкая и бо- лее высокая температуры соответственно. Объяснение см. в тексте. классификацию типов акклимации (рис. 9-13). Т% означает здесь промежуточную температуру, из которой животное переносят в ус- ловия более низкой (Л) или более высокой (Т3) температуры. Пря- мой реакцией на эту новую температуру будет соответственно по- нижение или повышение скорости биологических процессов, кото- рое в дальнейшем может оказаться стабильным (тип 4 по Прехту). Если же в ходе акклимации эта скорость вернется к исходному уров- ню, то можно констатировать полную компенсацию (тип 2 по Прехту). Частичную (неполную) акклимацию относят к типу 3, пе- ререгулирование (избыточную компенсацию) — к типу 1, а обрат- НУЮ> или парадоксальную, акклимацию —к типу 5. Можно получить более полную картину акклимац , если из- мерять стабилизированные скорости биологических процессов не только в двух крайних температурных точках, а на всем диапазо- не температур (рис. 9-14). При полном отсутствии акклимации ривые, отражающие зависимость скорости от температуры, сов- *да-т Для всех температур, при которых содержались животные I )• Часто наблюдается сдвиг кривой без изменения ее наклона, ак что при всех температурах скорость биологических процессов ри холодовой акклимации выше (II, А) или ниже (II, Б), чем при пловой. Возможен также поворот кривой температурной зави-
Температура. Рис. 9-14. Типы кривых, отображающих зависимость интенсивности биологиче- ских процессов от температуры у животных, акклимированных к двум различным температурам. Сплошные кривые — холодовая акклимации, пунктирные кривые — тепловая акклимации.
Т емпература 109 симости около некоторой средней точки — изменение ее наклона, т е. Qio (Я^)« Обычно акклимации приводит к некоторому сочета- нию сдвига и поворота кривой. Если Qio при холодовой акклимации ниже, чем при тепловой, изменение носит компенсаторный харак- тер (/Е,Д), тогда как обратная ситуация (Qio при холодовой ак- клима’цйи выше, чем при тепловой) соответствует некомпенсатор- ному эффекту (IV, Б). Если же кривые пересекаются при низкой температуре (V), то высокий Qio при холодовой акклимации (V,B) будет компенсаторным, а низкий (V,Г)—некомпенса- торным. : При' одном из обычных типов акклимации сдвиг кривой соче- тается с ее поворотом по часовой стрелке (рис. 9-14, IV, А), так что экстраполяция двух кривых температурной зависимости При- водит К их пересечению выше нормального диапазона температур и Qio При холодовой акклимации уменьшается. Примерами такого эффекта может служить изменение просасывания воды у Мидии или частоты сокращений сердца у тритона. Сдвиг кривой без изменения ее наклона (рис. 9-14, II, А) об- наружен у многих животных — жуков, карпа, Planaria, Pachygrap- sus и-в жабрах мидии — при изучении потребления кислорода. Примером почти полной компенсации служит акклимация Chiro- nomus к 20 и 30°C: при обеих температурах потребление кислоро- да одинаково [359]. В опытах на язе (Idas} обнаружено, что в случае суточных температурных циклов акклимационная кривая занимает проме- жуточное положение между кривыми для непрерывной акклима- ции к каждой из двух крайних температур цикла [36]. Классификация акклиманионных реакций по Прехту позволяет установить, существует ли для даной функции компенсация тем- пературных эффектов. Описанные выше типы акклимации по Проссеру отражают еще один параметр — Q10. Обе эти классифи- кации применяли к интактным животным, тканям и ферментам от различным образом акклимированных особей, а также при сравнении популяций или видов, различающихся по географиче- ской Широте обитания, и при анализе сезонных различий. Ни одна из этих классификаций не позволяет делать обобщения относитель- но механизмов акклимации. Однако выделение типов акклимации в сочетании с другими подходами помогает понять долговременные реакции животных на температуру среды. Модифицирующие факторы при акклимации. Говоря о типе акклимации, следует прежде всего учитывать, в каком диапазоне температур проводились измерения. По последним данным, ком- пенсаторная акклимация возможна лишь в некоторой средней об- ласти температур, но не выше и не ниже этой области. У комара Culex компенсаторные изменения в потреблении О2 хорошо вы- ражены только между 15 и 25 °C [56]. Потребление кислорода ушастым окунем, измеренное при различных температурах аккли-
110 Глава 9 мации, обнаруживает эффект компенсации (тип 2 по Прехту) только в диапазоне 16—17,5 °C (рис. 9-15) [388]. Таким образом, любые данные об акклимации следует приводить с указанием тем- пературного диапазона. Близкий характер имеет усложнение, обусловленное тем, что кратковременные измерения Qi0, производимые в разных условиях и в разных температурных диапазонах, приводят к различным ре- зультатам. В случае ферментативных реакций Qi0 уменьшается с понижением концентрации субстрата (см. стр. 119). На холоду кинетическая активность (число столкновений) уменьшается, но зато возрастает кажущееся сродство фермента к субстрату (стр. 119); поэтому в сложных системах интерпретация температурных характеристик затруднена, а их измеренные величины сомнитель- ны. Потребление О2, особенно в покое, может относительно мало зависеть от температуры, т. е. иметь низкий Qio в ограниченном диапазоне «обычных» температур. У Littorina и некоторых других литоральных беспозвоночных Qio для стандартного обмена в среднем диапазоне температур составляет около 1,0, тогда как для активного обмена в том же температурном диапазоне Qio зна- чительно выше [345]. У Balanus balanoides при температурах от 10 до 15 °C Qio всегда, за исключением января, близок к 1,0 [18]. В отличие от этого у мухи Calliphora интенсивность обмена про- порциональна температуре, причем у особей, акклимированных к 10 °C, наклон кривой (Qio) больше, чем у особей, акклимирован- ных к 20 или 30 °C [463]. Характер компенсаторной акклимации изменяется в зависимо- сти от сезона, гормонального баланса и питания. Основной обмен Salvelinus в период нереста (поздняя осень) вдвое превышает уровни марта и апреля, что отражается на температурных реакци- ях [33]. Обмен у речного рака изменяется в зависимости от ста- дии линочного цикла. В гепатопанкреасе при этом не обнаружено компенсации температурных эффектов в отношении VO8 , но при холодовой акклимации возрастает использование гексозомонофос- фатного шунта в обход гликолиза в межлиночный период (но не на стадии предлиньки) [321]. Данные об акклимации ферментов пищеварительного тракта крайне противоречивы — вероятно, по- тому, что питание животных во время опытов не контролировали. У Schistocephalus— паразита колюшки — кривые VOa, построен- ные для зимнего и летнего сезонов, пересекаются в точке около 35 °C, a Qio выше у летних животных. Таким образом, летние жи- вотные, акклимированные к 15 °C, на всех участках температур- ного диапазона сходны по величине VO2 с зимними животными, акклимированными к 10 °C [89]. Еще одна причина различий в характере акклимации — то, что он неодинаков для разных тканей и функций одного и того же жи- вотного. Например, из рис. 9-16 видно, что развитие и потребление кислорода у кобылки Melanoplus по-разному зависят от темпера-
Рис. 9-15. Основной обмен ушастого окуня Lepomis gibbosus, измеренный при температурах акклимации (данные Дж. Робертса). Черные кружки — продолжительность фотопериода 9 ч, белые кружки — 15 я. t/T-104 Рис. 9-16, Кривые Аррениуса для потребления кислорода (белые кружки) и ско- рости развития (черные кружки) кобылки Melanoplus [382].
112 Глава 9 туры [382]. В опытах на лососях Salmo gairdneri, акклимирован- ных к 8 и к 16 °C, при этих же температурах измеряли тканевое дыхание; акклимация организма в целом соответствовала типу 3 по Прехту, жабр — типу 4, мозга — типу 2 и печени — типу 1 [122]. В другой работе [418] угрей помещали в трубку с входны- ми отверстиями для воды на обоих концах и оттоком в середине; затем брали мышечную ткань из головного и хвостового концов тела и измеряли потребление ею кислорода. Если температура во- ды была везде одинаковой, то величина VO2 для мышц головы составляла 3Д для хвостовых мышц; после охлаждения голо- вы, продолжавшегося в течение недели, эта разница не обнару- живалась, а после охлаждения хвоста она, наоборот, возрастала. Причина этих региональных различий мышечного метаболизма не- известна. Частота сокращений сердца у ящерицы Sauromalus возрастает по мере повышения температуры от 15 до 45 °C, в то время как артериальное давление остается постоянным в диапазоне темпе- ратур от 25 до 45 °C, а пульсовое давление — в диапазоне от 10 до 45 °C; таким образом, регуляция сосудистого русла резко от- личается от реакции сердца [455]. У улиток при повышении тем- пературы с 20 до 30 °C гепатопанкреас и гонады обнаруживают быструю и полную акклимацию, тогда как у мышцы ноги компен- сация оказывается лишь частичной [368]. Акклимация краба Uca pugnax из Северной Каролины соответствует типу 3 по Прехту для животного в целом и типу 2 для цитохромоксидазы мозга; ?<к- климация U. гарах (как всего организма, так и мозга) соответст- вует типу 4 [478]. Для цитохромоксидазы жабр Libinia '{no не Callinectes и Ocypode) описана акклимация типа 3, для мышц Libinia — обратная акклимация (тип 5) ['479, 480]. Сердце и жабры речного рака обнаруживают некоторую компенсацию,. в гепато- пакреасе компенсации не отмечается, а акклимация мышц брюш- ка соответствует типу 5 (парадоксальная, или обратная, акклима- ция) [43, 245]. Таким образом, обобщения, касающиеся акклима- ционных реакций, невозможны даже в случае разных тканей од- ного и того же животного. При изучении акклимации в большинстве случаев измеряли потребление кислорода. Однако кривые зависимости максимально- го активного обмена от температуры акклимации образуют пик, а кривые для обмена в покое обнаруживают постепенное повышение [33] (рис. 9-17); между тем в экспериментах чаще всего не про- водилось различия между активным состоянием и покоем. У Gam- marus oceanicus величина VOa в диапазоне от 5 до 10 °C относи- тельно независима от температуры акклимации, в то время как интенсивность обмена, в том числе активного, в этом диапазоне круто возрастает [146]. Наряду с температурой на форму кривых акклимации. могут влиять и другие внешние факторы. Мы уже говорили о взаимодей-
Температура 113 ствии температуры и солености (т. I, гл. 1). У одного бокоплава в водоемах Аляски обменные процессы летом протекают интенсив- нее, чем зимой, что, вероятно, связано с адаптацией к пониженно- му в зимнее время содержанию кислорода в воде. Влияние темпе- ратуры на метаболизм ракообразных Hemigrapsus [103] и Но- Рис. 9-17. Потребление кислорода молодью нерки, измеренное при различных температурах акклимации и при разных скоростях плавания, выраженных в £/с (£ — расстояние, равное длине тела) [47]. tnarus [316] сложным образом изменяется в зависимости от со- лености. Взаимодействие этих двух факторов обнаружен® также при изучении скорости развития бычков (Gobiidae) [262]. В усло- виях низкой солености VO2 у краба Hemigrapsus после летней акклиматизации выше, чем после зимней, в то время как при вы- сокой солености акклиматизация может вообще отсутствовать, а иногда у зимних животных интенсивность обмена несколько вы- ше [ЮЗ]. Как правило, животные, впадающие на холоду в оцепенение или летаргию, гораздо менее способны к акклимации, чем живрт- 8—1514
114 Глава 9 ные, сохраняющие активность в широком диапазоне температур. Попытки обнаружить метаболическую акклимацию у речных ра- ков, лягушек, жаб и черепах не привели к однозначным результа- там, и обнаруженные изменения оказались незначительными по сравнению с аналогичными изменениями у активных рыб. У неко- торых рыб, например у таутоголабруса, нет никаких различий между результатами зимних и летних измерений. У лягушки- сверчка Acris при разных температурах практически отсутствуют какие-либо метаболические различия, связанные с акклимацией [114]. Улитка Doroceras и насекомое Carausius не обнаруживают никакой акклимации к низким температурам; обе формы относят- ся к числу зимнеспящнх. У видов, впадающих в сезонную спячку, в активной фазе возможна некоторая температурная акклймация, однако ценность многих работ по этому вопросу снижает то, что в них не учитывается оцепенение при низких температурах. Мета- болическая акклимации четко выражена у краба Callinectes, ак- тивного в течение всего года, за исключением 2—3 холодных ме- сяцев, в то время как сухопутный краб Ocypode, впадающий в оцепенение при температуре ниже 15 °C, почти не обнаруживает способности к акклимации [480]. У животных, обитающих в зонах со значительными годовыми и суточными колебаниями температуры (например, в умеренном поясе), генетически закрепленная способность к температурной акклимации может быть выражена сильнее, чем у родственных жи- вотных из областей с относительно постоянным температурным режимом (тропики и полярные области). Потребление О2 акти- ниями Metridium из Вудс-Хоула обнаруживает акклиманионные изменения типа 3 по Прехту, тогда как у актиний Haliplanella и Diadumene из Виргинии подобных явлений нет [401]. Ферменты антарктических рыб гораздо меньше способны к акклимации, чем соответствующие ферменты форели ['435]. У одной полихеты из северной Атлантики Qio составляет около 2 в широком диапазоне температур, в то время как для южных популяций характерна большая величина Qio при крайних температурах и малая — при средних [305]. Популяциям бычков, обитающим в низких широтах, при всех температурных условиях свойственно невысокое значение Qio, а популяциям высоких широт — низкий коэффициент Qi0 при высоких температурах и высокий—при низких температурах [16]. У крабов широко распространенного рода Uca наблюдаются зза- метные видовые и широтные различия. У Uca pugnax из Северной Каролины обнаружена температурная компенсация типа 3 (т. е. частичная), тогда как при лабораторной акклимации U. гарах ни- какой компенсации не выявлено. Не обнаружено акклимации и у U. pugnax из Флориды и с Ямайки [478]; бразильские особи так- же акклимируются очень слабо. При метаболической акклимации для одних ферментов харак- терна выраженная компенсация, а для других — нет. В табл. 9-1
Температура 115 Таблица 9-1 Ферменты с выраженной температурной компенсацией (типы 2 и 3 по Прехту) [171] Фермент Организм, ткань Источник данных Ферменты гликолиза Фосфофруктокиназа Серебряный карась,, М [129| Альдолаза Карась, Ж Орфа, М, П, Ж [1201 Альдолаза [231а] Лактатдегидрогеназа Серебряный карась, М, П; го- [201] г лец, М, П; озерная форель Ферменты гексозомонофосфат- ного шунта 6-фосфоглюконатдегидро- Карась, Ж [1201 геназа Ферменты цикла Кребса и си- стемы переноса электронов Сукцинатдегидрогеназа Rhodeus, П [273] Малатдегидрогеназа Серебряный карась, М Орфа, М Дождевой червь, М Орфа, М, П, Ж Серебряный карась, М [172] [231а] [400] [231а] Цитохромоксидаза [128] Серебряный карась, М, П, Ж, [69] Сукцинат-цнтохром-с-редук- ГМ Краб Uca, М Орфа, М, П, Ж Серебряный карась, Ж [479] [231а] [69] таза НАД-цитохром-с-редуктаза То же [69] Ферменты анаболизма Амнноацилтрансфераза Опсанус, П [1671 Разные ферменты Серебряный карась, К [430] Протеаза Серебряный карась, Ж Tenebrio, К; Helix, К М — мышца; П — печень; Ж — жабра; ГМ—головной мозг; К — кишечник. приведены ферменты, обнаруживающие частичную или полную акклимации) (2-го и 3-го типа по Прехту) [171]; все они имеют отношение к выработке энергии — это ферменты гликолиза, пен- тозного шунта, цикла трикарбоновых кислот, переноса электро- нов, окисления жирных кислот. К этому можно добавить, что при акклимации к холоду белковый синтез идет интенсивнее, чем при акклимации к теплу. Активность аминоацилтрансферазы в печени Рыбы Opsanus, акклимированнор! к 10°C, на 60% выше, чем при акклимации к 21 °C [167, 168, 169]. Конечный эффект этих ком- пенсаций состоит в том, что акклимированные животные могут поддерживать относительное постоянство активности (она меньше Понижается на холоду и меньше повышается в тепле).
116 Глава 9 Таблица 9-2 Ферменты с обратной температурной компенсацией или неспособные к компенсации (типы 4 и 5 по Прехту) Фермент Организм, ткань Источник данных Ферменты лизосом и перокси- сом, * • Катййаза Речной рак, М [367] Угорь, М » Карп, М, Ж рад Серебряный карась, Пк [1711 Пероксидаза То же [1711 Дрожжи [363] Кислая фосфатаза Серебряный карась, Пк [171] Оксидаза D-аминокислот То же 1171] Разные ферменты М22+-АТФаза Серебряный карась, Ж, ГМ [431] Холйнацетилтрансфераза Серебряный карась, К Серебряный карась, ГМ [182] Ацётилхолинэстераза То же [171] Фундулюс, ГМ Ц71! Щелочная фосфатаза Ящерицы [296] Аллантоиназа, аллантоиказа, Карп, П [476] уриказа Амилаза Tenebrio, К Липаза Зимующая улитка, К «Яблочный» фермент Лягушка, П [151 Г-6-Ф-дегидрогеназа Карп, Ж [1ЭД Лягушка (после голодания), П [15] Пк—лючка; остальные сокращения те же, что и в табл. 9-1. В табл. 9-2 перечислены ферменты, которые либо не способны к акклимации, либо обнаруживают обратную акклимацию. Это главным образом ферменты катаболизма (пероксидазы, каталаза, кислая фосфатаза, оксидаза D-аминокислот, ацетилхолинэстераза, аллантоиказы и аллантоиназа). Так как ни одна система, участвующая в выработке энергии, не обнаруживает полной акклимации (типа 2), концентрация про- дуктов метаболизма может оказаться более высокой в тепле и бо- лее низкой на холоду. Поэтому понижение активности катаболиче- ских ферментов в тепле или повышение ее на холоду было бы не- адаптивным. В отношении пищеварительных ферментов вопрос неясен: некоторые из них способны к компенсации, другие — нет. Вероятно, эти различия зависят от условий питания животного. С транспортными ферментами дело обстоит по-разному. В ки- шечнике серебряного карася активный транспорт глюкозы сопря- жен с переносом Na (см. гл. 2). Чувствительная к уабаину Ыа+К+-АТФаза в кишечнике рыб, акклимированных к холоду, более активна, чем у рыб, акклимированных к теплу; при аккли-
Температура 117 мации к 30°C ее сродство к Na выше, чем при акклимации к 8°C. Мд2+_дтФаза изменяется противоположным образом [427, 428, 430, 431]. Перенос аминокислот (особенно нелипофильных) у рыб, акклимированных к 8 °C, происходит втрое быстрее, чем у рыб, акклимированных к 30 °C. Ыа+К+-АТФаза в жабрах серебряного карася также обнаруживает температурную акклимацию. Подведем итоги. Характер акклимации может быть различным в зависимости от температурного диапазона — компенсация мо- жет быть хорошо выражена в области средних температур И от- сутствовать при экстремальных температурах. На тип акклимации могут влиять сезон, фаза репродуктивного цикла, гормональный баланс и питание. Характер метаболических ответов на темпера^- турное воздействие оказывается различным в зависимости от того, измеряют ли основной (стандартный) обмен или обмен при обыч- ной жизнедеятельности и активном состоянии. Разным тканям и функциям данного животного не обязательно свойствен один и тот же тип акклимации. Акклимацию к температуре могут видоизме- нять другие важные параметры среды, например количество кис- лорода или соленость воды. У животных, впадающих в зимнее оцепенение, акклимация, как правило, выражена гораздо слабее, чем у тех, которые остаются активными. Некоторые виды, живу- жие в относительно постоянных условиях среды, могут быть менее способными к компенсаторной акклимации, чем виды, подвержен- ные сильно варьирующим внешним воздействиям. У ферментов, участвующих в выработке энергии, отмечается большая тенденция к компенсации, чем у ферментов, расщепляющих промежуточные и конечные продукты обмена. И компенсаторная акклимация (ти- пы 1, 2 и 3), и неспособность к акклимации (тип 4), и обратная акклимация (тип 5) могут иметь приспособительное значение в определенных физиологических и экологических условиях. Механизмы акклимации ферментов. Многие ферменты жи- вотных, наследственно приспособленных к определенным темпе- ратурам или акклимированных к холоду или теплу, обнаруживают способность к адаптации. Для оценки происходящих изменений определяют активность экстрактов, содержащих ферменты, актив- ность метаболических путей, температурный коэффициент или ки- нетические характеристики, например Км- Молекулярные меха- низмы компенсации могут состоять в изменениях синтеза или ки- нетических свойств данного фермента, в изменениях пропорций изоферментов, приспособленных к определенным температурам, в изменениях кофакторов (липидов, коферментов), pH, ионной сре- ды и т. п. Изменения первичной структуры (последовательности амино- кислот) во время акклимации маловероятны, так как они должны быть закодированы в генетическом материале, а процессы аккли- мации совершаются в течение коротких периодов времени у от- дельных особей. Однако некоторые факторы, влияющие на актив-
118 Глава 9 ность ферментов (см. ниже), могут изменять их конформацию или четвертичную структуру. При холодовой акклимации усиливается биосинтез белков, из- меряемый по включению меченых аминокислот. У акклимированно- го к холоду серебряного карася наиболее интенсивное включение радиоактивного лейцина в белки наблюдается в печени, мышцах и жабрах [88]. При одной и той же температуре интенсивность белкового синтеза в перфузируемой печени рыбы Opsanus состав- ляет 29 мкг/(г-мин) у особей, акклимированных к 21 °C, и 46 мкг/(г-мин)—у особей, акклимированных к 10°С. Активность аминоацилтрансферазы в микросомах печени у последних на 60% выше, чем у рыб, акклимированных к 21 °C [167]. У дождевых чер- вей и рыб на холоду ускоряется обновление РНК [87]. Возможно, что одним из первых звеньев биохимической адаптации является стимуляция переноса РНК, связанной с белковым синтезом. С по- мощью иммунологических методов было показано, что холодовая акклимация приводит к избирательному синтезу определенных белков (цитохромоксидазы) [495а]. Судя по некоторым данным, в мультиферментных системах при акклимации возможен сдвиг равновесия между взаимосвязанными путями, координация которых осуществляется путем воздействия метаболитов на отдельные ферменты. Потребление О2 жабрами серебряного карася при акклимации к холоду повышается и ста- новится более чувствительным к цианиду и менее чувствительным к иодацетату, чем при тепловой акклимации [119]. Клетки Strep- tococcus cremoris, растущие при высокой температуре, синтезиру- ют больше ацетоина и меньше бутиленгликоля; культуры, росшие при низких температурах, продуцируют при одной и той же тем- пературе больше молочной кислоты, чем «высокотемпературные» культуры. Антарктическую рыбу Trematomus, обитающую при —1,9 °C, акклимировали к —2 и к +4 °C; торможение метаболиз- ма нодацетатом (ингибирующим гликолиз) было сильнее выраже- но во второй группе рыб, а чувствительность к цианиду — в пер- вой группе [’435]. Гольца (Salvelinus fontinalis) акклимировали к 15 и к 4 °C; включение ,4СО2 в положения 1. 2, 5 и 6 глюкозы бы- ло относительно более высоким в тканях рыб, акклимированных к теплу; отношение C6/Ci при утилизации глюкозы было большим при более высокой температуре. Активность гексозомонофосфатно- го шунта у рыб, акклимированных к холоду, была втрое выше, чем при тепловой акклимации; гликолиз на холоду был ослаблен, а об- разование жира (включение ацетата в жиры) повышено ['203]. Холодовая акклимация у рыб благоприятствует глюконеогенезу [34]. Обмен липидов у лосося Salrno при холодовой акклимации более интенсивен, чем при тепловой [101]. Ферменты, которые в естественных условиях должны функцио- нировать при низких температурах, приспособлены к своей работе иначе, чем ферменты, функционирующие при высоких температу-
Температура 119 pax. В ряде случаев (главным образом у некоторых изоферментов) кривая зависимости /См от температуры проходит через минимум (максимальное сродство к субстрату), соответствующий темпера- туре акклимации (см. стр. 120). Однако в большинстве случаев Температура измерений, °C Рис. 9-18. Влияние температуры на сродство к сукцинату мышечной сукцинат- Дегидрогеназы серебряного карася, акклимнрованного к 5 и к 25 °C [172]. ^См непрерывно уменьшается по мере снижения температуры, и таким образом компенсируется нормальное влияние Qw на кине- тическую активность (рис. 9-18), так что Qio в определенных диа- пазонах температур может приближаться к 1,0; это позволяет объяснить относительную независимость стандартного обмена от температуры у животных, находящихся в обычных для них темпе- ратурных условиях. Вероятно, большинство ферментативных ре- кций в клетках протекает при таких концентрациях субстрата,
120 Глава 9 которые весьма далеки от насыщающих. Поэтому происходящие прд температурной акклимации изменения формы или положения кривых, отражающих зависимость скорости реакции от концентра- ции субстрата, позволяют ферментам функционировать при изме- нившейся температуре и обычных внутриклеточных концентрациях субстратов, тогда как при максимальных концентрациях субстра- тов работа ферментов могла бы оказаться невозможной [202, 436]. Вероятно, в процессе эволюции отбор шел больше по при- знаку сродства фермента к субстрату, чем по признаку „молеку- лярной активности”, показателем которой служит число оборотов [433, 436]. Одним из механизмов акклимации ферментного аппарата мо- жет быть избирательный синтез изоферментов, которые лучше все- го функционируют (т. е. имеют минимальные Км) в соответствую- щем диапазоне температур [205, 436]. В головном мозгу радужной форели <ацетилхолинэстераза представлена двумя изоферментами, один из которых образуется при акклимации к 17 °C, а другой — при акклимации к 2 °C; у рыб, акклимированных к 12 °C, имеются оба изофермента. Величины их Км соответствуют температурам их синтеза [14] (рис. 9-19). Пируваткиназа в мышцах камчатско- го краба также представлена двумя формами; одна из них функ- ционирует при температурах ниже 10 °C и имеет минимальную Км при 5 °C, а другая действует при температурах выше 9 °C и имеет минимальную Км при 12°C [434]. В печени форели содержатся две формы цитратсинтазы — «холодовая» и «тепловая»; при тем- пературах ниже 15 °C константы Михаэлиса этих форм близки, но при более высоких температурах Км «холодовой» формы возрас- тает (т. е. сродство ее к субстрату снижается) гораздо больше, чем у «тепловой» формы [205] (рис. 9-20). При повышении темпе- ратуры с 20 до 42 °C Км лактатдегидрогеназы из мышц пред- плечья ленивца возрастает в 16 раз, а аналогичный фермент мио- карда менее чувствителен к температуре [204]. У рыб обнаружено несколько генетически детерминированных изоферментов лактатдегидрогеназы (ЛДГ). Относительные коли- чества их в тканях серебряного карася и ушастого окуня при тем- пературной акклимации не изменяются [495а], однако существует отбор по этому признаку, связанный с географическими условия- ми. У карпозубой рыбы Fundulus heteroclitus описаны широтные различия по двум формам ЛДГ печени (и соответствующие раз- личия в соотношении гомозигот и гетерозигот). Кинетические ис- следования показали, что одна из этих форм (В'В') имеет пре- имущество в теплых водах, а другая (ВВ) — при температурах ниже 12,2 °C [362а]. Таким образом, можно дать кинетическую интерпретацию географическому полиморфизму в отношении изо- ферментов ЛДГ. Еще один важный механизм акклимации состоит в изменении липидов. У микроорганизмов, растений и животных при низких
Температура 121 температурах обычно откладываются липиды с большим содержа- нием ненасыщенных жирных кислот, большим иодным числом и поэтому более высокими точками плавления, чем при высоких тем- пературах. Это установлено, в частности, на личинках мух, на жи- ровой ткани и печени лягушки [15], на мозге ['392] и других тка- нях [265] серебряного карася и на планктонных веслоногих рач- Рис. 9-19. Зависимость /См ацетилхолинэстеразы головного мозга от температуры у антарктической рыбы Trematomus (I), форели, акклимированной к 2 °C (II) и к 18 °C (III), и электрического угря из Амазонки (IV) (Baldwin J., Ph. D. The- sis, Univ, of Brit. Columbia, 1970). ках. У хлореллы, выращенной при 38 °C, 46% липидов построено из насыщенных жирных кислот с короткой цепью; при 22 °C в ли- пидах содержатся главным образом триеновые жирные кислоты [353]. У Bacterium megaterium понижение температуры с 30 до 20 °C вызывает синтез фермента, катализирующего превращение паль- митиновой кислоты в ненасыщенную жирную кислоту; при 30 °C оп°оГО ФеРмента практически нет, а при постоянной температуре С он синтезируется в меньших количествах, чем при переходе °т 30 к 20 °C [134]. Холодовая акклимация ускоряет обновление всей фракции фосфолипидов, судя по включению меченого ацетата и меченого фосфора [6, 265]. У акклимированных к холоду серебряных кара- еи содержание ненасыщенных жирных кислот в фосфатидилхоли-
152 Глава 9 Рис. 9-20. Влияние температуры на /См цитратсинтазы форели, акклимированной к 2 °C (7) и к 18 °C (II) [204]. не и фосфатидилэтаноламине плазмалогенов мозга выше, чем при акклимации к теплу [391, 392], а фосфолипиды жабр после ак- климации к 5 °C содержат больше фосфатидилхолина и фосфати- дилинозита, чем после акклимации к 25 °C [6]. При тепловой ак- климации содержание жирных кислот Сгон, С20:4, и С22:6 в фосфо- липидах серебряного карася уменьшается вдвое, а содержание жирных кислот С18.-0 и С20;з почти удваивается [254]. Сукцинатде- гидрогеназа серебряных карасей — независимо от их акклима-
Температура 123 и__активируется фосфолипидами из митохондрий особей, ак- климированных к холоду, на 50% сильнее, чем фосфолипидами особей, акклимированных к теплу (рис. 9-21). По-видимому, бел- Рис. 9-21. Активирующее действие митохондриальных фосфолипидов на освобож- денную от липида сукцинатдегидрогеназу из мышц серебряного карася: влияние акклимации (Hazel J., Comp. Biochem. Physiol., 43, 837—888, 1972). Л фермент рыб, акклимированных к 5 °C, Б — к 25 °C. Кружками показано действие липи- дов от рыб, акклимированных к 5° С, треугольниками — к 25° С. Активность фермента без добавления липидов принята за 100%. ки при обеих температурах акклимации одни и те же, так что компенсаторное изменение активности можно объяснить разли- чиями в липидных кофакторах [172]. При понижении температуры текучесть липидов уменьшается; их ненасыщенность противодействует этому физическому измене- нию. Поэтому соответствующие изменения состава жирных кислот
124 Глава 9 (особенно в фосфолипидах) могут способствовать сохранению надлежащего физического состояния как клеточных, так и мито- хондриальных мембран. В искусственных мембранах термотроп- ный (обусловленный температурой) переход фосфолипидов, на- пример лецитина, из кристаллического состояния в жидкокристал- лическое, так же как и лиотропный переход из ламеллярной фазы в гексагональную, зависит от типа и степени ненасыщенности фос- Рис. 9-22. Влияние температуры на перенос галактозида у Е. coli, растущей на среде с олеиновой или с линолевой кислотой [496]. фолипида. Лецитин образует мембраны при 36, но не при 20 °C [38, 79]. Клетки Е. coli активно поглощают глюкозу и галактозу, и транспорт этих сахаров, измеренный при различных температу- рах, дает два различных наклона кривой Аррениуса, что отражает два разных физических состояния мембраны. Эта кривая образует перелом в точке, соответствующей 13 °C, если культуральная сре- да содержит олеиновую кислоту (рис. 9-22). Если же среда будет содержать линолевую кислоту, перелом кривой произойдет при 7°C. Это говорит о зависимости физического состояния мембраны от состава жирных кислот [496]. Можно поэтому заключить, что поддержание жидкого состояния клеточных и внутриклеточных мембран путем соответствующих изменений в составе их липи- дов— один из важных аспектов температурной акклимации. Другой возможный механизм температурной акклимации связан с тем, что ферменты находятся под контролем веществ-модулято- ров, изменение концентрации которых составляет часть непосред-
Температура 125 ственной реакции организма на изменение температуры. Кроме того, изменения концентраций промежуточных продуктов обмена могут репрессировать или индуцировать синтез ферментов. Образо* вание таких промежуточных метаболитов, как фосфорилированные сахара и нуклеотиды, повышается под прямым воздействием теп- ла и понижается на холоду [129]. У лягушек, черепах и некоторых рыб с повышением температуры понижается pH крови и, вероятно, тканей, так что ДрН/ДТ=—0,016; в результате сохраняется посто- янным’отношение ОН/Н [211]. Некоторые важнейшие ферменты, например фосфофруктокиназа [129], работают в узких диапазонах pH. При pH 7,5 Лм пирувата для лактатдегидрогеназ форели и тунца резко возрастает с повышением температуры, а при pH 7,0 этот эффект практически вообще отсутствует [204, 205]. Имеются данные о небольших изменениях концентрации ионов в крови; у рыб, находящихся в тепле, уровни Mg2+ и Са2+ повышаются, а уровни Na+ и С1~ понижаются [375], однако эти ионные сдвиги, вероятно, слишком малы для того, чтобы изменить тканевый обмен. Если какой-либо фермент чувствителен ко многим модулято- рам— промежуточным продуктам обмена, ионам, pH и т. д., то его активность может заметно измениться. Например, фосфофрук- токиназа серебряного карася подвержена влиянию фруктозо-6- фосфата, АТФ, АМФ, Mg2+ и цитрата и очень чувствительна к pH. Однако роль прямых изменений концентрации клеточных компо- нентов в долговременной акклимации ферментных систем еще не выяснена. Таким образом, молекулярные механизмы температурной ак- климации не вполне ясны. Они могут включать стимуляцию син- теза или обновления белков и фосфолипидов, избирательный син- тез адаптивных изоферментов, видоизменение мембранных липи- дов (повышение степени их ненасыщенности на холоду), возмож- ные эффекты кофакторов и ионов, в том числе Н+. Механизмы температурной акклимации многообразны, и это не удивительно — ведь температура является всеохватывающим параметром внешней среды. Прямые или косвенные клеточные эффекты. Пока еще не ясно, каким образом инициируются биохимические изменения при ак- климации— путем прямого действия температуры на клеточном Уровне или же при участии нервной или гормональной стимуля- ции. У микроорганизмов при отсутствии генетического отбора или в изолированных жабрах и щупальцах моллюсков изменение ак- тивности ферментов должно быть прямой реакцией [368]. Темпе- ратурная акклимация карася и ушастого окуня зависит от длины фотопериода — при 9-часовом фотопериоде эти рыбы акклимиру- Ются лучше, чем при 15-часовом [388]. Серебряный карась при Длинном фотопериоде более устойчив к внезапному повышению температуры, а при коротком — к охлаждению; это указывает на
126 Глава 9 возможный гормональный контроль. В то же время гипофизэкто- мия не влияет на метаболическую акклимацию ильной рыбы [159], а тиреоидэктомия или инактивация щитовидной железы — на ме- таболическую акклимацию серебряного карася [263]. Обработка тиомочевиной не изменяет верхнюю летальную температуру для рыбы Tanichthys [81]. Тироксин повышает холодоустойчивость рыбки-меченосца (Xiphophorus), но не влияет на ее устойчивость к теплу [457]; экстракт щитовидной железы млекопитающего не- сколько повышает холодоустойчивость серебряного карася, но экстракт железы карася не оказывает подобного действия [200]. Таким образом, данные о гормональном контроле температурной акклимации у рыб весьма противоречивы; получены, в частности, и отрицательные результаты. Сезонные различия в акклимацион- ных возможностях могут быть отражением годичных гормональ- ных циклов, й это затрудняет интерпретацию многих данных, ка- сающихся действия гормонов. Поведенческие и локомоторные адаптации Метаболическая акклимация способствует выживанию при экстремальных температурах и обеспечивает нормальную жизне- деятельность пойкилотермных животных в широком диапазоне температур. Кроме того, у большинства животных наблюдается адаптивное поведение. Таким образом, нервная система играет ключевую роль как в устойчивости, так и в способности к адап- тации. Выбор градиента и таксисы. При наличии теплового градиента простая адаптивная реакция сводится к движению животного в сторону «избираемой», или «предпочитаемой» температуры. Пара- меции, помещенные в камеру, теплую на одном и холодную на другом конце, скапливаются в зоне средней температуры; «пред- почитаемой» здесь может быть температура, соответствующая ми- нимальному термотаксису [127]. Свободноживущие нематоды движутся к оптимальной средней температуре, тогда как немато- ды, паразитирующие на теплокровных животных, перемещаются в сторону более высоких температур, даже если это приводит к термическому повреждению [314]. Слизни Umax передвигаются в сторону предпочитаемой температуры, которая несколько выше температуры акклимации и изменяется вместе с последней [387]. Избирательное скапливание сельди наблюдается при перепаде температур воды 0,5°C; однако сельдь способна различать и мень- шие градиенты. Температура, избираемая рыбой Girella, повыша- ется с 18 до 24,3°C при повышении температуры'акклимации с Ю до 30 °C [347]. Аналогичное повышение предпочитаемых темпера- тур при повышении температуры акклимации наблюдается у нер- ки и карпа. Чем определяется предпочитаемая температура, неяс- но; возм1___., это та температура, при которой ионные насосы
Температура 127 одерживают определенную величину мембранных потенциалов. Серебряных карасей обучили надавливать на рычаг с интервала- ми 1 мин, чтобы получать пищу; при изменении температуры чув- ство времени не нарушалось [394]. Насекомые также скапливаются в определенной точке терми- ческого градиента; положение этой точки у пчел, муравьев, саран- човых, мучных хрущаков и клещей зависит от температуры ак- климации. Муравьи, акклимированные к 3—5 °C, скапливаются в точке 23,5 °C, а акклимированные к 25—27 °C — в точке 32 °C. В опытах с одной аляскинской жужелицей жуки, помещенные в термический градиент, летом скапливаются в интервале 7—9 °C, а зимой идут в сторону минимальной температуры (—25 °C) и за- мерзают [326]. Избираемые температурные зоны могут быть и от- носительно узкими, и достаточно широкими; возможно их измене- ние в зависимости от сезона, питания и стадии жизненного цикла. Личинки навозных мух во время активного питания избирают температуры 30—37 °C, соответствующие обычным для них усло- виям среды, а личинки, готовые к уходу в землю для окукливания, при помещении их в температурный градиент скапливаются в зоне 15 °C. Питающиеся личинки комнатной мухи предпочитают зону температур от 15 до 33 °C, а личинки перед окукливанием — от 8 до 20 °C. Кровососущие насекомые — комары, клоп Rhodnius — нахо- дят свою добычу отчасти по запаху, но также и по исходящему от нее теплу. Поведение насекомых в тепловом градиенте в боль- шей степени зависит от температуры воздуха, чем от температуры субстрата. У рыб поведение в температурном градиенте коррелирует с об- щей активностью, таксисами и максимальной скоростью дли- тельного плавания. В опытах на форели найдены две температу- ры, которым соответствует максимальная спонтанная двигатель- ная активность, — это предпочитаемая температура и температура чуть ниже верхней летальной. В свободных от льда озерах нерка плавает с максимальной скоростью при 15,5 °C, а кижуч в более теплых реках при 20 °C. У серебряного карася максимальная ско- рость наблюдается при предпочитаемой температуре [133]. Мак- симальное расстояние, проплываемое лососем или форелью в от- вет на толчок, резко увеличивается при предпочитаемой темпера- туре, которая варьирует в зависимости от акклимации. Если вычесть величину потребления Ог в покое (стандартный обмен), найденную при различных температурах акклимации и измерения, из величины потребления О2 при максимальной актив- ности (активный обмен), то полученная разность будет опреде- лять «цену» активности. У озерной форели эта разность достигает максимума при температуре, приблизительно соответствующей температуре максимальной плавательной активности. Скорость плавания может определяться энергетическими воз- можностями; в то же время электрическое раздражение может
128 Глава 9 больше повысить потребление Ог, чем максимальная двигательная активность. Повреждения мозга могут приводить к изменению скорости плавания и предпочитаемой температуры. Возможно, что потребление кислорода не ограничивает скорость, а само опреде- ляется энергетическими нуждами, связанными с активностью. У мальков нерки интенсивность пищеварения возрастает с повы- шением температуры до 25 °C и более, но количество поедаемой пищи оказывается максимальным при 15 °C; таким образом, рост мальков больше зависит от поведенческих реакций, чем от интен- сивности пищеварения [48]. При акклимации возможно не только изменение метаболизма, но и лучшее приспособление контролируе- мых нервной системой поведенческих реакций к определенным температурам. Манитобская жаба с усилением зимних морозов все глубже зарывается в почву, так что всегда оказывается ниже замерзшего слоя [456]. Существуют также поведенческие адаптации, связанные с вы- работкой тепла в результате мышечной активности и с получени- ем тепла от солнца или нагретого субстрата. Таким образом, ог- раниченная регуляция температуры тела возможна и у пойкило- термных животных. Поглощение солнечного тепла играет большую роль у назем- ных насекомых и рептилий и может быть связано с пигментацией. Светлоокрашенный жук-долгоносик Compus niveus поглощает 26% падающих на него инфракрасных лучей, а темный жук-мерт- воед Silpha obscura — 95%. Пустынная саранча (Schistocerca) совершенно неактивна при температуре ниже 17 °C и начинает двигаться при 17—20 °C; при этих температурах утром она распо- лагается на восточных склонах так, чтобы ее тело было перпен- дикулярно солнечным лучам. При 28 °C саранча начинает мигри- ровать, а при 40 °C иногда садится на куст, ориентируя тело па- раллельно солнечным лучам, т. е. так, что их поглощение сводится к минимуму. При снижении температуры в поздние послеполуден- ные часы саранча снова располагается перпендикулярно солнеч- ным лучам. Некоторые бабочки греются на солнце, поглощая сол- нечные лучи своими крыльями; при высоких температурах они ищут тень и усиливают охлаждение путем испарения влаги. Дру- гие бабочки перед полетом разогреваются с помощью движений, особенно при низких окружающих температурах. Например, Va- nessa при 11 °C затрачивала на это свыше 6 мин, при 23— 1,5 мин, при 34— 18 с, а при 37 °C не разогревалась совсем. Danaus повы- шает температуру грудного отдела со скоростью 1,3 град/мин до уровня, на 5—8° превышающего внешнюю температуру [247]. Метаболический «разогрев». Многие ночные бабочки, например бражники, обладают теплоизолирующими волосками и относятся к эндотермным, активно продуцирующим тепло животным. Поле- ту у них предшествует некоординированная дрожь летательных мышц, которая приводит к повышению температуры грудного от-
Температура 129 дела до 32 °C или более. Если согреть грудные ганглии с помощью термода, полет становится возможным без предварительного мы- шечного разогрева. Температура груди повышается со скоростью 4 град/мин и доходит до 32—36 °C при внешней температуре 17— 29 °C. Во время предполетного разогрева потребление кислорода увеличивается примерно в 2,3 раза, главным «топливом» служит жир [1, 156]. У одного бражника скорость разогрева достигала 4,2 град/мин, а полетная температура варьировала у разных осо- бей от 34 до 45 °C [111]. Бражник Manduca не начинает полет, пока температура его груди не повысится до 38 °C; в полете под- держивается температура 42 °C при окружающей температуре 17—32 °C. Образующееся в груди тепло передается брюшку с кровью, протекающей по спинному сосуду; пережатие этого сосуда приводит к перегреву груди и прекращению полета [184]. Сатурния цекропия (Hyalophora) не может лететь при темпе- ратуре тела ниже 32 °C, и во время полета она поддерживает температуру 37 °C. Поведенческая регуляция температуры тела сохраняется и после перерезки связей между сердцем и грудью, однако повреждение связей в грудных ганглиях нарушает работу терморегуляторных центров [313]. При местном обогревании грудного нервного тяжа цекропия переключается с предполетного разогрева на двигательную активность полетного типа. Значит, температура нервного тяжа важнее, чем температура мышц [156]. Как видно из приводимых ниже данных, у цикад и бабочек температура определяет характер поведения ['177]. Magiclcada, °C Hyalophora, °C Тепловая смерть 45 46 Тепловое оцепенение 43 44 Полет максимальной продолжительности 37 38 Пение хором 30-34 Минимальная температура для полета 22 34 Холодовое оцепенение 14 15 Холодовая смерть 0 0 Жук Acillius совершает предполетные разогревающие движе- ния, издавая звуки частотой до 140 Гц [294]. Кузнечик Neocono- cephalus начинает стрекотать на частотах 150—200 гц при темпе- ратуре тела 33,5 °C и может в это время разогреваться, поддержи- вая температуру тела 34,4 °C, т. е. примерно на 15 °C выше окру- жающей температуры [178]. Колониальные перепончатокрылые и термиты эффективно ис- пользуют тепло, образующееся при метаболизме. У танцующей Медоносной пчелы температура тела может быть на 1 °C выше внешней температуры, а температура грудного отдела может до- стигать 36 °C [121]. У муравья Formica rufa температурный опти- мум для развития потомства составляет 23—29 °C, а у пчелы — ^4,5—35 °C. Температура гнезда при выведении потомства доста- точно хорошо регулируется. В жаркую погоду при температуре 9" 1514
130 Глава 9 воздуха 48 °C температура в улье поддерживается ниже 37,6 °C с помощью испарения влаги. При этом вентиляционная активность пчел пропорциональна температуре гнезда [293]. Рабочие пчелы приносят воду, разбрызгивают ее в улье и, создавая крыльями движение воздуха, усиливают испарение. Зимой пчелы сбиваются в гроздья, плотность которых изменяется в зависимости от темпе- ратуры; при ее понижении возрастает использование сахара и по- Рис. 9-23. Максимальные мышечные температуры у голубых тунцов, пойманных при разных температурах воды [73]. вышается интенсивность метаболизма [421]. Падение температу- ры воздуха до 8—10 °C вызывает беспокойство пчел; особи, нахо- дящиеся на поверхности скопления, более активны, чем особи вну- три грозди, те и другие часто меняются местами. При температу- ре тела около 7 °C наступает холодовая кома, и если она длится более 50 ч, то приводит к смерти [121]. В термитнике, занятом термитами, температура может быть на 14—18° выше, чем в пустом. Поразительным примером гетеротермии, связанной с моторной активностью и теплопродукцией, служит использование сосуди- стых сетей как систем противоточного теплообмена у крупных рыб. У тунца температура действующих при плавании мышц под- держивается в среднем на уровне 30 °C (с диапазоном колебаний 5°), тогда как температура внешней среды варьирует от 10 Д° 22 °C (рис. 9-23). Голова и хвост разогреваются в меньшей степе- ни; например, при температуре воды 21 °C температура мышц Д0' стигает 30 °C, а головного мозга — только 27 °C. Мощная красная мускулатура сельдевых акул может быть на 7—10° теплее окрУ*
д Рис. 9-24. п’ Расположение сосудистых сетей у голубого тунца. Б. Схематические разрезы тела тунца, зываюгцие распределение внутренних температур при температуре воды 19,3° С (по Ф. Кэри и Дж. Тилу). 9*
132 Глава 9 жающей воды; большая часть крови у этих рыб проходит через боковые артерии и вены, между которыми находятся сосудистые сети. Эта система аналогична описанной у тунца ['71—74] (рис. 9-24). Терморецепторы пойкилотермных животных. Терморегулятор- ные поведенческие реакции осуществляются у этих животных при участии периферических рецепторов и соответствующих отделов центральной нервной системы. Эти нервные структуры были изу- чены у насекомых, рыб и змей. У сверчков и многоножки Lithobius антенны воспринимают температуру воздуха, а лапки — температуру почвы. Эксперимен- ты с ампутацией позволили установить наличие антеннальных тер- морецепторов у клопа Rhodnius, постельного клопа, пчелы и фаз- мид; у жуков терморецепторы найдены на антеннальных и мак- силлярных щупиках. Саранча Locusta migratoria имеет чувстви- тельные к теплу парные сенсорные бляшки на антеннах, груди и брюшке; после разрушения одной из антеннальных бляшек насе- комое перестает поворачиваться в соответствующую сторону к ис- точнику тепла. Спонтанный разряд антеннальных терморецепторов Periplaneta имеет частоту 45 имп/с; охлаждение ведет к фазиче- скому повышению частоты импульсов, а обогревание — к ее по- нижению с максимальной скоростью 200 имп/(с-град) и абсолют- ной чувствительностью 0,6 имп/(с-град) [299]. На лапках Peri- planeta имеются термочувствительные подушечки, активность ко- торых возрастает при охлаждении насекомого ниже 10 °C или со- гревании до температур выше 30 °C [259]. У сверлящей дерево златки Melanophila на тазиках ног находятся специфические ре- цепторы, чувствительные к инфракрасным лучам (с длиной волны 2—4 мкм). Эти рецепторы могут воспринимать тепло на большом расстоянии — например, тепло лесного пожара, по направлению к которому насекомые могут затем лететь [123, 124]. У таракана, речного рака и слизней повышение температуры приводит к временному угнетению спонтанной активности ганглиев, а понижение — к временному усилению этой активности. Нервный тяж таракана, акклимированного к 30 °C, реагирует таким обра- зом при 27 °C. Оптимальная температура, соответствующая наи- меньшей частоте импульсов, совпадает с оптимальной температу- рой для поведенческой агрегации животных и с температурой акклимации (по крайней мере в среднем диапазоне температур) [257]. У рыб имеются кожные терморецепторы и, кроме того, соко- вая линия и головной мозг очень чувствительны к температуре- Скопление рыб в температурном градиенте, рефлекторные ответы плавников на местное воздействие холодной или теплой воды, тем- пературные условные рефлексы — все эти реакции, вероятно, опо- средуются через кожные рецепторы, так как не исчезают после перерезки боковой линии. У Ictalurus и форели возможна выра*
Температура 133 ботка условных рефлексов на очень малые (менее 0,1°) быстрые изменения температуры. У рыб рода Leuciscus не найдено рецеп- торов, чувствительных только к температуре; однако после аккли- мации рыб к 5 °C механорецепторы оказывались максимально чувствительными к прикосновению при 18 °C, а после акклимации к 15 °C —при 22 °C [442]. У акул и скатов на поверхности головы имеются большие сен- сорные луковицы — ампулы Лоренцини, чувствительные к различ- ным раздражителям, в том числе к температурным. Частота спон- танной ритмической активности в афферентных нервных волокнах, идущих от этих ампул, достигает максимума при 20 °C и снижает- ся до нуля при температурах ниже 2 и выше 34 °C. Быстрое ох- лаждение приводит к резкому кратковременному повышению ча- стоты импульсов, а обогревание — к быстрому ее снижению. Та- кого рода реакции можно обнаружить даже при изменении тем- пературы на 0,05° [189]. Ампулы Лоренцини весьма чувствитель- ны к механическому раздражению и слабым электрическим полям; функционируют ли они как терморецепторы, не установлено, но продемонстрирована тоническая и фазическая модуляция их ак- тивности температурой. Температурная рецепция хорошо развита у ямкоголовых змей (Crotalidae), имеющих на лицевой поверхности головы термочув- ствительные ямки, и у некоторых удавов, у которых такие ямки расположены на губе. У ямкоголовой змеи перепонка, находящая- ся на дне ямки, содержит множество свободных нервных оконча- ний, оплетающих площадь свыше 1500 мкм2. Эта перепонка отде- лена от подлежащей ткани воздушной полостью, уменьшающей потери тепла [58]. В идущих к ямке волокнах тройничного нерва наблюдается спонтанная активность. Этот орган служит специали- зированным рецептором теплового излучения; он чувствителен к инфракрасным лучам с длиной волны 0,5—15 мкм, но не реаги- рует на более коротковолновое инфракрасное излучение и на ви- димый свет. Змея способна определять, в каком направлении ле- жит источник тепла, и легко замечает, когда на ямку падает теп- ловая тень. По изменению фоновой импульсации было вычислено, что перепонка ямки может сигнализировать об изменении своей температуры на 0,003°, что соответствует порогу, равному 5-10-4 кал в 0,1 с. При повышении температуры на 0,4° частота нерв- ных импульсов возрастает с 18 до 68 в 1 с [58]. У другого вида ямкоголовых змей, чувствительного к инфракрасным лучам с дли- ной 2,7 мкм и более, пороговая величина оказалась равной о,1 мВт/см2. Реакция на тепло выражается в фазической вспышке импульсов с последующим новым тоническим уровнем разряда; ЭТа реакция не зависит от температуры тела [139]. Приспособи- тельное значение этих высокочувствительных рецепторов направ- ленного восприятия состоит в том, что змея может находить в тем- ноте добычу — теплокровных животных.
134 Глава 9 Действие температуры на возбудимые мембраны Многие рецепторы, так же как и центральные нервные струк- туры, обладают спонтанной активностью, и температура модулирует частоту их разрядов. Кроме того, она влияет на возбудимость ней- ронов и проведение импульсов. Эти температурные эффекты могли бы быть связаны с воздействием либо на ферментные системы, от которых зависит обеспечение мембранных процессов энергией, ли- бо непосредственно на возбудимые мембраны. Для поведенческих температурных адаптаций, вероятно, существенны оба механизма.. Потенциалы покоя относительно независимы от температуры вплоть до верхнего предела переносимости. Амплитуда потенциа- лов действия в аксонах кальмара с повышением температуры уменьшается, и максимум ее лежит в области низких температур; эти потенциалы регистрируются даже при температурах, близких к точке замерзания [208]. Скорости подъема и спада потенциала действия уменьшаются при охлаждении. В безмякотных волокнах подкожного нерва кош- ки холодовая блокада наступает при 2,7 °C, а в миелинизирован- ных волокнах — при 7,2 °C. В аксонах омара тепловая блокада наступает при 26, а холодовая — при 3°С. У дождевых червей Lumbricus, акклимированных к холоду, скорость проведения в ги- гантских аксонах выше, чем при тепловой акклимации, которая приводит также к удлинению периода абсолютной рефрактерно- сти [278]: Акклимация Акклимация к 13 °C к 23 °C Период рефрактерное™ при 6 °C, мс 6,5 12 Период рефрактерности при 13°C, мс 3,1 3,7 При охлаждении Callinectes в аксонах возникают потенциалы дей- ствия. Если животные находятся в среде, содержащей 10 мМ Саг этот эффект возникает при снижении температуры на 0,5°; при более низкой концентрации Са (8 мМ) для стимуляции достаточ- но и охлаждения на 0,3° [418а]. Генераторный потенциал меха- норецепторов, например телец Пачини у кошки, с повышением температуры увеличивается (Qi0 для скорости подъема потенциа- ла составляет 2,5, а для амплитуды — 2,1) [227]. В рецепторах растяжения речного рака генераторный потенциал, напротив, воз- растает при охлаждении, которое приводит и к уменьшению поро- га для импульсации [59]. Как правило, нервы зимнеспящих животных перестают прово- дить импульсы при более низких температурах, чем нервы живот- ных, не впадающих в зимнюю спячку, а безмякотные волокна чув- ствительнее к холоду, чем миелинизированные [328]. Проведение в диафрагмальном нерве активного хомяка блокируется при 5 °C, тогда как у хомяка, находящегося в состоянии зимней спячки, оно
Температура 135 охраняется при температурах вплоть до О °C [441]. Болыпеберцо- ьш нерв хомяка блокируется при 2,7 °C, а тот же нерв крысы — в и и—12 °C [327, 328]. Температуры, блокирующие проведение в хвостовом нерве, коррелируют с обычными условиями жизни жи- вотного: у бобра —5 °C, ондатры —4,4, аляскинского суслика —3,8, койота +1,0 и лисицы +3,1 °C [325]. Проведение нервных им- пульсов с понижением температуры замедляется; это замедление в расчете на 1 °C сильнее выражено у крыс, живущих в помеще- нии, чем у крыс, выдерживаемых на открытом воздухе. У лисицы скорость проведения снижается больше, чем у ондатры. У серебристых чаек из холодных районов проведение в боль- шеберцовом нерве блокируется при температурах 11,7—14,4 °C, а по плюсневому нерву — при 2,8—3,9 °C [80]. Q10 для скорости проведения в одиночных нервных волокнах млекопитающих со- ставляет 4,0 в диапазоне 8—18 °C, 2,5 в диапазоне 18—28 °C и 1,6 в диапазоне 27—37 °C [352]. Данные о влиянии холода на прове- дение импульсов позволяют заключить, что свойства нервных мембран приспособлены для функционирования в определенных температурных диапазонах и что эти свойства могут видоизме- няться. Центральная нервная система настолько чувствительна к тем- пературе, что сама может служить терморецептором. В некоторых мелких нейронах брюшной нервной цепочки Lumbricus спонтанная активность достигает максимума -при 12 °C [288]. У отдельных гигантских нейронов в ганглиях Aplysia мембранный потенциал покоя обнаруживает неодинаковую зависимость от температуры: У одних нейронов он минимален при 20—25 °C, у других — при 15 °C, тогда как у третьих электроотрицательность прогрессивно , нарастает по мере снижения температуры [337]. Мотонейроны |спинного мозга жабы гиперполяризуются под влиянием холода и |цеполяризуются теплом; возможна индукция импульсного разряда ^повышенными температурами [454]. У серебряного карася темпе- ратура холодовой блокады для «высших» уровней центральной нервной интеграции выше, чем для «низших» [371, 393]. У кошки спинномозговые рефлексы усиливаются при охлажде- нии и достигают максимальной величины при 20—30 °C [50]. Ана- логичное усиливающее действие холода описано для вызванных потенциалов в мозжечке серебряного карася при зрительном раз- дражении. У рыб, акклимированных к 25 °C, максимальная реак- ция наблюдалась при 15—20 °C [357а]. Как правило, проводящие мембраны аксонов или мышечных иолокон способны функционировать в более широком диапазоне емператур, чем синапсы и концевые пластинки. У волокон порт- яжной мышцы лягушки потенциал покоя относительно незави- м от температуры; мышечные и нервные мембраны сохраняют Р активность при температурах до 0 и даже до —3°С, тогда как нцевые пластинки блокируются при 1 °C (данные получены на
136 Глава 9 лягушках, акклимированных к 10°C). Охлаждение снижает ча- стоту спонтанных (миниатюрных) потенциалов концевой пластин- ки; амплитуда их возрастает при охлаждении до 20—15 °C, но при более сильном охлаждении снижается. Реакция на прямое воздей- ствие ацетилхолина также повышается в диапазоне 15—20 °C [236]. Передача возбуждения с диафрагмального нерва крысы на диафрагму блокируется при 10°C, а проведение по этому нерву — при 5 °C. Сокращения сердца обычно возможны в более широком диа- пазоне температур, чем сокращения скелетной мышцы. Однако у ската Rafa тепловая блокада сердечной функции наступает при 22—25 °C, а блокада нервно-мышечной передачи — при 26—28 °C [32]. Различные функции центральной нервной системы более чув- ствительны к понижению или повышению температуры, чем функ- ции периферических нервов и мышц. Так, например, у ушастого окуня и серебряного карася плавательные реакции и условные рефлексы исчезают при меньшем охлаждении, чем спинальные рефлексы (рис. 9-10). В мозжечке серебряного карася реакции клеток Пуркинье на антидромную стимуляцию прекращаются при 6,5 °C, а синаптические ответы на раздражение параллельных во- локон— при 8—9 °C. Охлаждение рыбы приводит к сужению так- тильных рецептивных полей для центральных сенсорных нейро- нов, расположенных в лицевой доле [357а]. Верхняя и нижняя температурные границы для дыхательных движений и для реак- ции челюсти на раздражение ствола мозга изменяются при аккли- мации следующим образом [365]: Температура акклимации, °C Температурные границы, °C для дыхательных движений для реакций челюсти верхняя нижняя верхняя нижняя 31 40 10,6 40,8 5,6 19 38 8,6 39,6 3,1 У Phoxinus верхняя граница различения частоты звука при 16°C лежит в области 800—1260 Гц, а при 25 °C — в области 1260— 1420 Гц. В мозгу низших позвоночных найдены чувствительные к темпе- ратуре нейроны, сходные с некоторыми нейронами в центрах тер- морегуляции млекопитающих. При исследовании большого числа нейронов промежуточного мозга форели 12 из них реагировали на обогревание и 5 — на охлаждение [141]. У ящерицы Tiliq^ некоторые нейроны преоптической области промежуточного мозга усиливают импульсацию при согревании мозга, а некоторые — при охлаждении [63, 152].
Температура 137 Время, проводимое оычком-подкаменщиком в теплом участке аквариума, уменьшалось при обогревании переднего мозга вжив- ленным термодом; охлаждение мозга давало обратный эффект Г154]. Более или менее сильное местное обогревание мозга вы- зывает у ящериц поведенческие терморегуляторные реакции [150, 152, 173]. Ящерица Tiliqua перемещается в теплые или холодные участки таким образом, чтобы обеспечить «предпочитаемую» тем- пературу мозга (29,3°C). При повышении внешней температуры понижается та температура тела, при которой животное перехо- дит в более прохладное место. Локальное согревание преоптиче- ской области мозга также понижает эту критическую температу- ру, охлаждение же дает обратный эффект. По-видимому, терморе- гуляторное поведение этой рептилии определяется с учетом инфор- мации как о температуре мозга, так и об общей температуре те- ла [341]. Роль испарения влаги и поведенческих реакции в регуляции температуры у наземных пойкилотермных животных Если воздух не насыщен влагой полностью, температура тела у наземной улитки или лягушки ниже, чем показывает сухой или черный термометр, и выше показаний влажного термометра. В во- де температура тела не отличается от температуры внешней среды. При отсутствии ветра температура тела лягушки ближе к показа- ниям сухого термометра, а при движении воздуха приближается к показаниям влажного термометра. У жабы при внешней темпе- ратуре 27,6 °C и относительной влажности 82% клоакальная тем- пература составляла 26,5 °C, а при той же внешней температуре и относительной влажности 27% температура в глубине тела была всего лишь 17,5 °C [322]. При 20 °C интенсивность обмена у ля- гушки соответствует теплопродукции 6 кал/ч, но при этом лягушка за 1 ч теряет путем испарения 3,2 г воды, на что расходуется 1850 кал [322]. Таким образом, во влажном воздухе потери тепла при испарении обычно превышают теплопродукцию и температура тела оказывается ниже, чем у животного, помещенного в воду той же температуры. Насекомые. У насекомых и равноногих раков температура тела может отличаться от температуры воздуха в результате потери тепла при испарении влаги, выработки метаболического тепла и поглощения тепловой радиации [83]. У таких крупных насекомых, как тараканы Blatta и Periplaneta, саранча Schistocerca и кобыл- ка Gastrimargus, температура тела оказалась на 2,6° ниже темпе- ОГ)А^Ы В03Духа’ пРичем эти насекомые теряли путем испарения ,06 г воды в 1 ч. Температура тела мокрицы Armadillidium была О На 0’4° ниже температуры воздуха, а потеря воды составляла , U2 г/ч. Во влажном воздухе температура живых особей Ligia хРавноногий рак, обитатель верхней литоральной зоны) выше,
138 Глава 9 чем мертвых, а в сухом воздухе на солнце наблюдается обратная картина, так как поглощение тепла за счет теплопроводности не- велико, а поглощение тепловой радиации уравновешено потерей тепла в результате конвекции и испарения. Насекомые теряют большую часть воды через дыхальца, и при- чиной гибели в теплом сухом воздухе может быть не перегрева- ние как таковое, а высыха- ° ние. Верхняя летальная тем- , пература для некоторых мелких насекомых (Хепо- psylla, Pediculus, Lucilia и Tenebrio) при часовой экспо- зиции не зависела от влаж- ности. Однако при 24-часо- вой экспозиции летальные температуры в сухом возду- хе оказались гораздо ниже, чем во влажном [322] (рис. 9-25). Очевидно, в пер- вом случае причиной гибели был перегрев, а во втором— высыхание. Выживанию бе- локрылых клопов при темпе- ратурах ниже 50 °C способ- ствует высокая влажность, а при более высоких темпе- ратурах—низкая влажность. Рис. 9-25. Наивысшая температу- ра, выдерживаемая насекомыми в течение 24 ч при различной влаж- ности [322]. I — Tenebrio molitor, II — Xenopsylla cheopis (имаго), III — X. cheopis (ли- чинки), IV — Pediculus humanus, V — Lucilia sericata. Причиной смерти при температурах ниже 48—50 °C бывает высы- хание, тогда как при более высоких температурах гибель обуслов- лена каким-то прямым тепловым эффектом. При внешней температуре около 40 °C температура тела Sc hi- stocerca gregaria в сухом воздухе на 3—4° ниже, чем во влажном- Эпикутикулярный липидный слой при температуре около 30 °C становится проницаемым [83]. Таракан Blatta orientalis во влаж- ном воздухе переносит в течение 24 ч температуру 37—39 °C, а в сухом — только до 34—36 °C. У жуков-чернотелок вентиляция тра"
Температура 139 хей заметно усиливается при высоких внешних температурах, у мухи цеце (Glossina) дыхальца начинают открываться и закры- ваться примерно при 30 °C, а при 39—41 °C они постоянно откры- ты. Температура тела мухи цеце, находящейся в сухом воздухе, при 45 °C может быть ниже внешней температуры на 1,66°, а во влажном воздухе такой разницы нет [117, 196]. Очевидно, испаре- ние воды через дыхальца у некоторых насекомых служит для ох- лаждения тела. Потеря воды через кутикулу не контролируется и возрастает при повреждении воскового слоя высокими температу- рами; в последнем случае высыхание может свести на нет пользу от охлаждения. Рептилии. Поведенческие и метаболические адаптации позво- ляют рептилиям нормально существовать даже при температурах, близких к критическому тепловому максимуму. О достижении это- го максимума будут свидетельствовать дезорганизация движений и последующая смерть. Доусон [95] разделил семейства ящериц на две группы — термофильную, или теплоустойчивую (предпочи- таемые температуры выше 35°C), и менее термофильную, более чувствительную к теплу (предпочитаемые температуры 30—35°C). Некоторые змеи отличаются высокой теплоустойчивостью, мало изменяющейся под влиянием акклимации ['229]. Температура аккли- Температура аккли- мации 15 °C мации 30 °C критические температуры, °C верхняя нижняя верхняя нижняя Natrix 40 6 41 8,2 Thamnophis 39 4 42 8 используются весьма и ящерицы греются на В температурной адаптации рептилий различные формы поведения. Многие змеи солнце, поглощая лучистое тепло и получая также тепло от на- гретых камней и песка. Способность кожи отражать тепловое из- лучение изменяется в зависимости от пигментации [414]: Отражение от кожи, % Поглощение, % Iguana 26 74 Phrynosoma 35 65 Морские игуаны выбирают на берегу такие температурные усло- вия, при которых температура тела равна 35—37 °C, а в море кор- мятся при 25 °C. На береговых скалах, где черный термометр по- казывает свыше 50°C, игуана благодаря принимаемым ею позам охраняет температуру тела ниже 40 °C [20]. Морские змеи гре- Тся в солнечных лучах, лежа на поверхности океана. Жабовидная ящерица Phrynosoma, помещенная в террариум с вещенными и теневыми участками, обычно перемещается так.
140 Глава 9 чтобы поддерживать температуру тела на уровне 35 °C при мак- симальной добровольно переносимой температуре 39 и минималь- ной 28 °C. Она ищет тень при 37,7, зарывается в песок при 40,5 и тяжело дышит при 43,2 °C [173]. Iguana прячется при 39,2 °C, выходит при 38,3 °C, а при темпе- ратурах ниже 36 °C становится неактивной [315]. Пустынная яще- рица Amphibolurus гибнет при 49,3 °C, но может жить при темпе- ратурах, очень близких к этой летальной границе, сохраняя спо- собность к координированным движениям вплоть до 48,5 °C [181]. Игуана Dipsosaurus регулирует свою температуру, изменяя позу; эта ящерица предпочитает температуру тела 38,5 °C, но может про- извольно выдерживать до 42 °C [108]. К поведенческим реакциям на температуру относятся также ориентация по отношению к сол- нечным лучам, способствующая большему или меньшему обогре- ванию, поиски тени или укрытия, бег «на ходулях», когда тело приподнято над субстратом. Многие ящерицы и змеи, обитающие в пустынях, в жаркое время прячутся в норах и ведут ночной об- раз жизни. Самка питона, высиживая яйца, вырабатывает тепло с помощью мышечных сокращений. При внешней температуре 33 °C температура ее тела может на 7,3° превышать температуру субстрата; при 25 °C она потребляет в 9,3 раза больше кислорода, чем самка, не высиживающая яиц ['221]. У рептилий кожа менее проницаема, чем у амфибий, и поэто- му они теряют меньше воды путем испарения. При понижении от- носительной влажности со 100 до 7% (при 20°C) температура те- ла у жабовидной ящерицы, черепахи и аллигатора снизилась все- го лишь на 1°, а у лягушки и саламандры — на 8°. Многие репти- лии, например, сцинки, при приближении температуры тела к верхней критической границе начинают тяжело дышать, а другие просто держат рот открытым. В температурном диапазоне 32— 40 °C игуана отдает половину всего метаболического тепла путем испарения воды, а при 44 °C эта отдача тепла уже на 25% превы- шает его выработку [414]. Потеря воды у Sauromalus характери- зуется следующими величинами [85]: Температура акклимации 26 °C 43,5 °C Кожное испарение воды, мг/(см2-сут) 2,0 9,5 Потеря воды при дыхании, 1,3 8,0 мг/(см2-сут) Теплопроводность кожи у этой рептилии втрое выше, чем у мле- копитающих. Sphenodon активен ночью и согревается быстрее, чем остывает [497]. Медленно остывает и ящерица Amphibolurus-, выбор поло- жения, в котором она греется на солнце, может влиять на скорость изменения температуры тела [28]. На воздухе морская игуана охлаждается со скоростью 0,3 град/(кг-мин)—втрое медленнее,
Температура 141 чеМ в воде [25]. Греющийся на солнце варан утром повышает тем- пературу своего тела со скоростью 0,14 град/мин, а ночью осты- вает со скоростью 0,02 град/мин [443]. Черепахи Pseudemys в во- де согреваются быстрее, чем остывают, а на воздухе, наоборот, остывают быстрее. Во время согревания кровоток в сосудах кожи возрастает, а во время охлаждения уменьшается. Эти изменения зависят от местной температуры кожи, а не от общей температу- ры тела. У рептилий различие скоростей согревания и охлаждения обусловлено главным образом циркуляторными адаптациями. Ин- тенсивность обмена у рептилии ниже, а теплопроводность выше» чем у млекопитающего сравнимых размеров. Гомойотермные животные Согласно определению, у пойкилотермных животных темпера- тура тела непостоянна, у гомойотермных поддерживается на по- стоянном уровне, а у гетеротермных регулируется не полностью или резко различна в разных частях организма. Как мы уже ви- дели, многие так называемые пойкилотермные животные в опре- деленных условиях (особенно в период активности) могут поддер- живать относительно постоянную температуру тела. Это может достигаться за счет поглощения внешнего тепла (эктотермия), на- пример путем соответствующей ориентации тела по отношению к его источнику, или за счет собственной теплопродукции (эндо- термия), как, например, при мышечном разогреве. В то же время у многих так называемых гомойотермных животных температура тела не всегда постоянна, и они могут становиться по существу пойкилотермными. Несмотря на эту нечеткость границ, способ- ность регулировать температуру тела позволяет все же выделить среди животных группу «теплокровных», к которым относятся пти- цы и млекопитающие. Сопоставим некоторые параметры для эктотермных животных (ящериц), гетеротермных и гомойотермных млекопитающих и Двух групп птиц, различающихся по степени активности [92]: Нормальная темпера- тура тела, °C Метаболическая теплопродукция при обычной темпе- ратуре тела, ккал/(кг3• сут) Теплопродукция, рассчитанная для температуры тела 38СС, ккал/(кг3/а • сут) Ящерицы 30 7,5 19,5 Однопроходные 30 34 62 Сумчатые 35,5 49 62 Высшие млекопитающие 38 69 62 Птицы (кроме воробьи- 39,5 83 72 пЫд ] Воробьиные 40,5 143 114
142 Глава 9 Из приведенных данных видно, что у рептилий, располагающих только поведенческими и сосудодвигательными средствами термо- регуляции, теплопродукция намного ниже, чем у гомойотермных животных — даже у форм с относительно несовершенной гомойо- термией. Реакции на охлаждение. Птицы и млекопитающие отвечают на 'раздражение холодовых рецепторов кожи серией рефлексов, на- правленных на сохране- ние тепла. Кровеносные сосуды кожи сужаются, волосы или перья могут приподниматься, а иногда животное принимает еще такую позу, при которой уменьшается поверхность тела, контактирующая с внешней средой. У челове- ка вазоконстрикция мо- жет уменьшить потерю тепла на Ve—Уз- У многих Рис. 9-26. Температура на раз- личных глубинах носового хода у кенгуровой крысы, дышащей влажным (I) или сухим (II) воздухом. Указаны также рек- тальная температура (III) и температура воздуха (IV) [228]. животных для теплоизоляции может использоваться слой поверх- ностных тканей, в особенности жир. При внешних температурах до 34 °C крысы, лишенные шерсти, теряют за счет теплопроводности, конвекции и излучения больше тепла, чем нормальные животные [198]. У животных с относительно длинным носовым ходом конден- сация влаги и поверхностный теплообмен позволяют сохранять во- ду и тепло при дыхании [228] (рис. 9-26). Если физическое охлаждение продолжается и механизмы теп- лоизоляции недостаточны для поддержания температуры тела, мо- жет возникнуть мышечная активность и повыситься потребление кислорода. Поверхностные ткани (например, жировая), служащие у многих животных для теплоизоляции, могут иметь более низкую температуру, чем глубинные ткани. Центр терморегуляции, находящийся в гипоталамусе, коорди- нирует периферические рефлексы и активирует гормональную стимуляцию метаболизма еще до того, как понизится температур3
Температура 143 крови. Часть тепла вырабатывается в результате мышечной дро- >кИ (у птиц и млекопитающих), а часть — с помощью иных меха- низмов в мышцах, бурой жировой ткани и других тканях (у мле- копитающих). Термогенез при охлаждении тела обычно активи- руется у млекопитающих норадреналином; подъем потребления О2 пропорционален уровню этого гормона в крови [234]. Инъек- ция норадреналина оказывает калоригенное действие, которое при. акклимации к холоду выражено сильнее, чем при акклимации к. теплу; оно может проявляться у кураризированных животных и у животных с удаленными брюшными внутренностями, т. е. гормон непосредственно воздействует на метаболизм мышечной ткани. Эффект норадреналина наиболее значителен у мелких животных и пренебрежимо мал у животных весом более 10 кг [187]. В об- щем повышении интенсивности обмена на холоду участвует также щитовидная железа; удаление ее приводит к исчезновению реак- ции на норадреналин. При реакции на холод снижается содержа- ние ненасыщенных жирных кислот в митохондриях печени, но по- сле введения тиоурацила этого не происходит. В норме крыса спо- собна регулировать температуру своего тела при температурах воздуха до —10 °C, после удаления щитовидной железы или над- почечников— до —2 °C, а после удаления обеих этих желез — всего лишь до 4-10 °C. У млекопитающих непосредственным сти- мулятором термогенеза служит норадреналин, тогда как у птиц ведущая роль принадлежит щитовидной железе. В опытах на мно- гих видах птиц инъекции адреналина или норадреналина не ока- зывали никакого стимулирующего действия [96, 165]. Пребывание в течение нескольких часов на холоде активирует кору надпочечников — вероятно, через гипофиз (АКТГ); в резуль- тате могут появляться общие признаки стресса, например умень- шение числа эозинофилов и лимфоцитов. У человека иногда уменьшается объем циркулирующей крови и возрастает ее кон- центрация. У различных животных сохранению тепла способст- вуют такие поведенческие реакции, как скучивание особей, устрой- ство гнезд, закапывание в снег или свертывание в клубок, умень- шающее охлаждаемую поверхность. Норадреналин вызывает липолиз и ускоряет окисление жир- ных кислот [214]. Уровень липидов сыворотки у крысы вначале понижается, а затем медленно восстанавливается. На холоде у крыс может отмечаться двукратное повышение уровня норадре- налина в крови и при этом соответственно возрастает потребление и2 мышцами (но не почками) [233]. Максимальная возможная теплопродукция у человека — 370 ккал/ч; постоянная температура ела может поддерживаться при температурах воздуха от —6,7 до С [222]. У эскимоса при внешней температуре 17 °C интенсив- ость обмена повышается на 22 кал/(м2-ч) [уровень основного ПрМе?о— 55 кал/(м2-ч)] [2], У японского перепела (Coturnix) Ри 4 С снижается содержание гликогена в мышцах и возрастает
144 Глава 9 Рис. 9-27. Зависимость потребления кислорода некоторыми А. Броненосец [238]. Б. Красная американская лисица (а) и тюлень обыкновенный (б)’ Г. Человек (без одежды); теплопродукция измерялась концентрация жирных кислот в плазме крови [130]. Повышенная теплопродукция при охлаждении тела — результат метаболиче- ских реакций, связанных или не связанных с мышечной дрожью, относительное значение этих двух компонентов варьирует. Заме- ной дрожи может служить действительная мышечная работа- У крыс, акклимированных к холоду, область переносимых темпе-
Температура 145 млекопитающими от внешней температуры. Ехидна 14131- белыми кружками представлены летние данные, черными зи при трех различных скоростях ветра L22ZJ. ратур расширяется благодаря термогенезу, не связанному с ь шечной дрожью, который не увеличивается при работе мышц [ J- Измеряя интенсивность обмена (Л4) при различных температу Pax воздуха, можно обнаружить нейтральный температурный диа пазон, соответствующий минимальному потреблению Ог и о ычно •лежащий несколько ниже температуры тела. Для крупных млеко Ю—1514
146 Глава 9 питающих эта термонейтральная зона может быть широкой, а для мелких млекопитающих и птиц соответствовать точке минимума на кривой, отражающей зависимость М от температуры. У неко- торых птиц М продолжает снижаться по мере приближения к максимальной переносимой температуре [486]. У большинства птиц и млекопитающих нижней границе термонейтральной зоны соответствует критическая температура (нижняя Ткрит), ниже ко- торой физические механизмы терморегуляции уже недостаточны и для поддержания температуры тела необходима активация ме- таболизма. Верхней границе термонейтральной зоны также соот- ветствует критическая температура (верхняя Гкрит), выше кото- рой уровень обмена возрастает из-за неэффективности механизмов охлаждения (рис. 9-27). У домового воробья термонейтральная зона во время дневной активности имеет характер точки, а во время ночного сна представляет собой плато [218, 283, 284]. В табл. 9-3 приведены данные о верхней и нижней границах тер- монейтральной зоны для различных млекопитающих и птиц. Низ- кие уровни нейтральной температуры (Гн) характерны для видов с низкими величинами отношения поверхности тела к весу и с хо- рошей теплоизоляцией, будь то перья или мех. Если теплоизоля- ция зимой улучшается, то происходит снижение Гн. Понижение термонейтральной зоны коррелирует с условиями обитания. Так, например, у живущей в пустыне тауи Аберта Гн соответствует 25—35 °C, а у обитающей на холодных прибрежных склонах корич- невой тауи — 23—33 °C; Тн для садовой овсянки из южной Кали- форнии 32—38 °C, а для обыкновенной овсянки из более северных районов 25—32 °C. Для крупных тропических животных и для человека нижняя Ткрит (ниже которой интенсивность обмена возрастает) равна +26 °C, а для полярной лисицы —30 °C. Температурные кривые метаболизма для животных с низкой Гкрит имеют обычно меньший наклон и часто экстраполируются до температуры тела. Малый наклон кривой свидетельствует о небольшой теплоотдаче (удель- ной теплопроводности). Когда все регуляторные механизмы оказываются недостаточ- ными и температура тела падает, это приводит к замедлению кро- вотока и может привести к нарушению функций мозга. У крысы кровоток в сосудах брыжейки слепой кишки прекращается при 20 °C, а у хомяка в сосудах защечного мешка — при 5—10 °C. Кошка теряет сознание при температуре тела 25—27 °C, но неко- торые рефлексы сохраняются при снижении температуры пример- но до 16 °C. У человека некоторое изменение психики отмечается уже при температуре тела 35 °C; дыхание продолжается при тем- пературах до 25 °C. У собаки дыхание останавливается при тем- пературе тела 20—25 °C. У крысы нижняя температурная граница для локомоции 21, для дыхания 13 и для сердечной деятельности 8 °C [362]. При кормлении крыс пищей, содержавшей 50% жиров,
Таблица 9-3 Температура тела в период активности и термонейтральные зоны — Термонейтральная зона, °C Животное Температура тела, °C НИЖНЯЯ граница верхняя граница Коупные млекопитающие Человек [499] Бабуин [135] Снежный баран [41] Коза [451] Морской котик [225] Верблюд [411] Кит-горбач [330] Грызуны и родственные животные Baiomys [215] Perognathus [468] Р. hispidus [482] Р. longimembris [82] Liomys [219] Microdipodops [51] Peromyscus eremicus [320] P. californicus [320] Tamias [482] a Citellus [300] Даман, Procavia [453] Летучие мыши Macroderma [292] Pteropus polycephalus [31] P. scaphilalus [31] Syconycteris [31] Dobsonia [23] Eutnops [291] Myotis [349] Eptesicus [264] Miniopterus [332] Примитивные млекопитающие Броненосец Dasypus [238] Ехидна [413] Кенгуру Macropus [92] Опоссум Marmosa [333] Сумчатое Cercaertus [24] Крупные птицы Куропатка Lophortyx [217] Lophortyx [54] Голубь инка [316а] Голубь [377] Иволга [386] Красноногая олуша [21] Олуша обыкновенная [21] Малый козодой [283] Козодой Eurostopodius [96] Домашняя курица [130] 37 38,1 37,9 (ночь) 39,8 (день) 37—40 38 38,1 36 35 36—38 36,8—38,7 34,7 38,8 36,6 36,4 36—40,3 35,5—39,5 37—38,5 35—39 35-39 36,4 37 31,4—33,1 35,6 37—39,1 34—36 30,7 33,9—34,5 33,2 (день) 35,7 (ночь) 32—38 40,6 40,6 38,8—42,7 40,0 40,3 (день) 38,0 (ночь) 40,7 (день) 38,3 (ночь) 36—40 39—42 39,8 27 20 (вода) 0—3 (воздух) 29 32 30 31 31 30 30 27 28,5 20 30 18 24 3 3 31 32,5 30 20 30,5 28 31 30 27,3 35 25 34 35 ',5 3 4 ,5 32 36 33,5 34 35 35 34,5 32 30 35 35 35 34,5 30 35 37,5 30
148 Глава 9 Продолжение Животное Температура тела, °C Термонейтральная зона, °C нижняя граница верхняя граница Страус [86] Сова 39,3 38 25 37 Баклан 39—40 40 Лесной аист [246] Буревестник [212] Куропатка [241] 40,7 39,5 (день) 37,7 (ночь) 39,6 4 36 Американская вечерница [486] 41 (день) 16 34 Клёст Loria [98] 38,5 (ночь) 38,5—40 15 28,5 Серая сойка (Perisoreus) [475] 42,3 (день) 36 (лето) Воробьиные Зебровый ткачик [65] 41 (ночь) 41,5—42,2 7 (зима) 36 42 Зебровый ткачик [67] 39,8—42,4 30 40 Воробей Харриса [385] 41,1 (день) 38,3 (ночь) 2 5 Домовый воробей [218] Колибри Patagona [287] 27 Eugenes [287] 31 Lampornis [285] 31 Синегорлый колибри [285] 38,5—40 31- -33 Eulampia [145] 40 30 Stellula [281] 35-40 27- -30 остановка сердца происходила при температуре тела 2,9 °C, если это были насыщенные жиры, и при 7,2 °C в случае ненасыщенных жиров [163]. Для оценки эффективности теплоизоляции использовались раз- личные показатели. Критические температуры (верхняя и ниж- няя) и ширина термонейтральной зоны зависят от размеров тела и от теплоизоляции. Удельная теплопроводность равна теплопотере с единицы по- верхности тела при разности температур в 1 °C: К =кал/(см2 • ч • град). Площадь поверхности тела можно вычислить с помощью пра- вила 2/3 (см. гл. 5), но ввиду ненадежности получаемых резуль- татов лучше относить потерю тепла к весу тела. В этом случае удельная теплопроводность С=мл О2/(г-ч-град), или Г— м Тт-Тс ’
1 Температура 149 где М— потребление кислорода, мл/(г-ч), Тт — температура тела — температура внешней среды. Если С надо выразить в ккал/(г-ч-град), вводят коэффициент 4,74, соответствующий ка- лорическому эквиваленту 1 л О2. Мерой эффективности метаболизма служит отношение всей метаболической энергопродукции к величине теплопотери, т. е. М1С. Испарение с поверхности кожи и дыхательных путей приводит к значительной потере тепла; поэтому при вычислении теплопро- водности необходимо ввести соответствующую поправку: Р___М—(Теплопотеря при испарении) (Площадь) • (Тт — Тс) Некоторые величины С приведены в табл. 9-4. Если животное подчиняется ньютоновскому закону охлаждения и поддерживает постоянную температуру тела, то рост теплопро- дукции находится в линейной зависимости от снижения внешней температуры. Наклон кривой MfTc будет мерой теплопроводности. В табл. 9-4 приведено также несколько величин теплопровод- ности, измеренной по потреблению О2 при различных внешних температурах и постоянной температуре тела. Данные, полученные при измерении скорости охлаждения мертвых животных, удовле- творительно согласуются с представлением о том, что мелкие мле- копитающие остывают быстрее крупных [335] (рис. 9-28). Вес, г Теплопроводност ь, кал/(см2 ч • град) Sorex 2,3 0,31 (конечности выпрямлены) Clethrionomys 14,3 0,47 Microtus 20,4 0,43 Как правило, наклон кривой метаболизм — внешняя темпера- тура зимой (а также у арктических животных) меньше, чем летом (или у тропических животных). Это обусловлено лучшей теплоизо- ляцией и, следовательно, меньшей теплопроводностью при адап- тации к холоду (рис. 9-29; см. также стр. 157). О сезонных изме- нениях теплопроводности свидетельствуют и другие данные [385]. Теплопроводность, мл О2/(г • ч-град) зима лето Кардинал Американская вечер- ница Воробей Харриса Зонотрихия белоголо- вая 0,098 0,10 0,125 0,205 0,23
Таблица 9-4 Теплопроводность при температурах ниже термонейтральной зоны Животное Вес тела, г Удельная тепло- проводность, мл О2/(г • ч • град) Теплопровод- ность, мл О2/ (см2 . г • град) Мелкие млекопитающие Perognathus [468] 21 0,19 Р. hispidus [482] 39,5 0,201 Р. longimembris [82] 11,55 0,28 Peromyscus maniculatus [317] 24 0,17 Р. eremicus [320] 21,5 0,18 0,22 Р. californicus [320] 45,5 0,10 0,18 Microtus [335] 47 0,166 Dipodomys [93] 35 0,174 Sorex [333] 3,3 0,54 Marmosa [333] 13 0,26 Летучие мыши Macroderma [292] 148 0,11 Eumops [291] 56 0,56 Pteropus polycephalus [23] 598 0,026 P. syconycteris [23] 0,66 Другие млекопитающие Морская свинка 430 0,04 Кролик [166] 1581 0,029 Procavia [453] 2630 0,02 Собака [150] 6666 0,022 Кенгуру Macropus [92] 4960 0,16 Американская красная лисица [92] 0,14 Птицы Серая сойка (Perisoreus) [475] 71,2 0,06 Козодой [96] 88 1,7 Американская вечерница [98] 60 1,8 Голубь Scardafella [316а] 42 0,20 (день) 0,14 (ночь) Кардинал Richmondena [280] 40 0,10 Колибри Patagona [287] 19,1 0,17 Eugenes [287] 0,30 Archilochus [287] 3,3 0,50 Lampornis [285] 7,9 0,23 Eugenes [285] 6,6 0,30 Calypte [280] 5,4 0,44 Stellula [280] 3 0,61 Selasphorus [280] 3 0,57
Температура 151 У некоторых животных, например у впадающих в холодовое оцепенение Miicroichiroiptera, изучение теплопроводности затрудне- но, так как у них снижение температуры может приводить к умень- шению активности. Акклимация к холоду. У птиц и млекопитающих, находившихся несколько недель в условиях холода, появляются различные при- Рис. 9-28. Связь между теплопроводностью и весом тела у различных мелких птиц (черные кружки) и млекопитающих (белые кружки) (буквы — сокращения названий видов) [281]. знаки акклимации — иные, чем у пойкилотермных животных. Из- меняется нижняя летальная температура, а также температура, при которой животное еще может поддерживать тепловой баланс, собаки, помещенные в холодную воду, погибали, когда температу- ра тела снижалась до 18,6 °C, но после предварительной акклима- ции к низкой внешней температуре они выживали при охлажде- нии тела до 14,9 °C. Когда крыс, живших при 28 °C, переводили в помещение с температурой 5 °C, потребление кислорода возрастало У них за трое суток с 55 до 88 мл/(ч • Ц7°>52), а через три недели ыло вдвое выше, чем при 28 °C. Если интенсивность обмена изме- рять при 30, а не 5 °C, то вначале она не окажется повышенной, но осле недели пребывания животных на холоде усиление метабо- изма будет заметно при любой температуре [232]. У крыс, аккли-
152 Глава 9 мированных к холоду, реакция на норадреналин выражена гораз- до сильнее, чем при акклимации к теплу. Крысы, содержавшиеся при 9 °C, потребляли за сутки количе- ство кислорода, равное 5,5% веса тела, а у крыс, содержавшихся при 28 °C, эта величина составляла лишь 3,0%. Потребление пищи Внешняя температура, °C Рис. 9-29. Зависимость интенсивности обмена от внешней температуры у птиц. А. Американская белохвостая куропатка [241]. Б. Колибри Eulampis в покое (черные круж- ки) и в состоянии оцепенения (белые кружки) [145]. в первой из этих групп было на 8,6% больше, чем во второй [258]. Доля мышц в общем метаболизме составляет у крыс 57, печени — 22, а кожи — 6% [232]. Для поддержания повышенного потребле- ния кислорода необходима щитовидная железа, и активность ее после недельного пребывания на холоде усиливается. У людей после 9 дней, проведенных при 8 °C, потребление Ог в состоянии
Температура 153 покоя возросло с 0,23 до 0,46 л/мин, а в активном состоянии — с 1,50 до 1,53 л/мин; таким образом, основной обмен повысился в гораздо большей степени, чем активный обмен [390]. Данные о биохимических изменениях при холодовой акклима- ции носят противоречивый характер. Это обусловлено тканевыми и видовыми особенностями, несовпадением результатов, получен- ных на гомогенатах и на интактных митохондриях, и т. п.; при низ- ких температурах различия могут также зависеть от того, способно ли данное животное впадать в зимнюю спячку, а если способно, то находится ли оно в данный момент в состоянии спячки или в ак- тивном состоянии. Кроме того, ферменты большей частью иссле- довали при насыщающих концентрациях субстратов; сведения о величинах Км и активности ферментов при физиологических кон- центрациях субстратов практически отсутствуют. У крыс, акклимированных к холоду (5 °C в течение более 10 дней), потребление кислорода различными тканями при 37°C повышено. У тиреоидэктомированных крыс метаболизм мышц и печени повышается в меньшей степени. У леммингов, акклимиро- ванных к 1 °C, потребление кислорода скелетными мышцами на 40% выше, чем при акклимации к 17°C. В гомогенатах печени и мышц крыс, акклимированных к холо- ду, повышена активность сукцинатдегидрогеназы, малатдегидроге- назы и цитохромоксидазы, отмечается усиленное окисление изо- цитрата, а-кетоглутарата и глутамата, но понижена активность ферментов пентозного шунта — 6-фосфоглюконатдегидрогеназы и глюкозо-6-фосфатдегидрогеназы. Активность лактатдегидрогеназы и НАД-Н-зависимой цитохром-с-редуктазы снижена или остается на прежнем уровне [157, 158]. Почечная ткань крыс и хомячков, содержавшихся две недели при 5 °C, обнаруживает повышенную способность к глюконеогенезу, т. е. образованию глюкозы из пи- рувата и из аминокислот [62]. У крыс, адаптированных к 28 °C, содержание цитохрома с в брюшных мышцах равно 33 мкг/г, а у адаптированных к 6 °C — 50,5 мкг/г [105]. Акклимированные к холоду крысы обладают повышенной способностью к окислению жирных кислот и сильнее реагируют на инъекцию норадреналина [213, 214]. У крыс и хомячков при холодовой акклимации возрас- тает степень ненасыщенности белого жира, а у хомячков — также и ненасыщенность жиров в печени [490]. Кроме того, у хомячков, снижается содержание линолевой и пальмитиновой кислот в около- почечном и подкожном жире, тогда как относительные количества олеиновой и стеариновой кислот, наоборот, возрастают [266]. В пе- чени крысы заметно уменьшается отношение P/О, особенно при окислении p-оксибутирата; это говорит о более интенсивном НАД- зависимом окислении жирных кислот [158]. Многие из этих сдви- гов могут быть вызваны при более высоких температурах с по- мощью инъекции тироксина; на холоде заметны признаки повы- шенной активности щитовидной железы.
154 Глава 9 В отличие от тканевых гомогенатов изолированные митохонд- рии крыс, акклимированных к холоду, не обнаруживают никаких изменений в способности окислять сукцинат, глутамат и р-оксибу- тират и в активности цитохромоксидазы [78, 298]. В митохондриях не изменяется и отношение P/О. Однако митохондрии из печени хомячков, содержавшихся на холоде, но не находившихся в состоя- нии зимней спячки, более активно окисляли сукцинат и р-оксибу- тират, а величина P/О оказывалась пониженной, особенно в тех случаях, когда измерения производились при низкой температуре [298]. У крыс, акклимированных к 5 °C, понижено содержание не- насыщенных жирных кислот в митохондриях. Этот эффект холо- довой акклимации можно предотвратить введением тиоурацила и воспроизвести при более высоких температурах путем инъекции тироксина [354]. В митохондриях из печени хомячков, акклимиро- ванных к 35 °C, отмечалось пониженное использование сукцината, глутамата, изоцитрата и p-оксибутирата по сравнению с мито- хондриями от животных, акклимированных к 23 °C. В митохондри- ях из тканей хомячков и сусликов, находившихся в состоянии зим- ней спячки, при 37 °C можно обнаружить заметно повышенное окисление сукцината и p-оксибутирата и возросшую активность’ цитохромоксидазы. В митохондриях из бурой жировой ткани таких животных окисление «-глицерофосфата и изоцитрата повышено в 3—4 раза больше, чем в печени [77, 78]. Таким образом, у животных, не впадающих в зимнюю спячку, например у крыс, повышение дыхания на холоде обусловлено, по- видимому, действием внемитохондриальных механизмов, вероятно находящихся под контролем щитовидной железы, а у зимнеспящих животных в реакции на холод участвуют и митохондрии. При воз- действии холода в обеих этих группах животных наблюдается тен- денция к уменьшению насыщенности жирных кислот, к усиленному окислению жиров и к уменьшению отношения P/О вследствие воз- росшего потребления О2. В конечном итоге больше энергии расхо- дуется на теплопродукцию и меньше — на образование АТФ. В лабораторных условиях холодовая акклимация крыс и кроли- ков не приводит к понижению нижней Ткрит, т. е. температуры, ни- же которой интенсивность обмена возрастает. Между тем при акклиматизации в природных условиях эта критическая температу- ра понижается. В лаборатории воздействие холода на крыс и кро- ликов ведет к усиленной васкуляризации кожи, что, по-видимому, не имеет приспособительного значения. Частота сокращений серд- ца in vivo при понижении температуры тела возрастает, a in vitro наблюдается обратная реакция. Однако после акклимации к 30—33 °C сердце сокращается in vitro медленнее, чем после ак- климации к холоду (в опытах при одной и той же температуре) [215]. Акклиматизация к холоду. Увеличение теплопродукции, наблю- даемое при холодовом воздействии в лаборатории, в условиях хо-
Температура 155 годного климата может лишь временно разрешить проблему холо- дового стресса. В зимнее время, а также в Арктике или Антарктике у животных наблюдаются совсем иные изменения, чем после не- скольких недель акклимации в холодном помещении. В природе температура понижается на более долгое время, зимние холода усиливаются постепенно; к тому же взаимодействие таких факто- ров, как фотопериод, питание и поведение, тоже существенно из- меняет ситуацию по сравнению с лабораторными условиями. Зимой млекопитающие и птицы лучше переносят сильное охлаждение, чем летом. Peromyscus maniculatus зимой выдержива- ет в течение 200 мин температуру —35 °C, а летом — только — 15°C. Уменьшение наклона кривой метаболизм — температура, наблюдаемое, в частности, у Peromyscus, Zapus и Citellus, свиде- тельствует о более эффективной теплоизоляции. Возможно, что по- вышенная устойчивость к холоду связана и с изменениями в цент- ральной нервной системе. У диких крыс холодовая дрожь слабее, а не связанный с дрожью термогенез при введении норадреналина выражен сильнее, чем у лабораторных крыс в холодном помеще- нии [194]. Кривые метаболизм — температура, построенные для мелких птиц (домового воробья, дубоноса, голубя), не обнаружи- вают заметных сезонных особенностей. В зимнее время возраста- ет потребление пищи, а вызванная холодовым стрессом теплопро- дукция поддерживается дольше, чем летом [165, 166] (рис. 9-30). Зимний жир отличается большей ненасыщенностью, чем летний. У многих птиц, а также у дикобразов, белок, собак и кроликов теплоизолирующие свойства оперения или меха зимой улучшают- ся. У английского домового воробья общий вес перьев возрастает зимой на 29%, а переносимая температура в осенний период сни- жается со скоростью 6° в месяц [19]. Величина теплоизоляции воз- растает у серой сойки (Perisoreus) с 0,16 (град-м2-ч)/ккал летом до 1,0 зимой [475]; нижняя критическая температура летом 36, а зимой 7 °C. Зимние нижние критические температуры для амери- канской вечерницы, кардинала и пуночки равны соответственно 16, 18 и 10 °C [98]. У вечерницы большую роль играет интенсив- ность обмена, а у сойки — теплоизоляция. Нижняя переносимая температура у домового воробья равна —25 °C в январе и 0°С в августе; при этом зимой у него больше жира и выше ненасыщен- ность жирных кислот [19]. У белых крыс, содержавшихся зимой вне помещения при средней температуре 10 °C, толщина шерстного ________________________________________________ _ ___...........r.i С, этого не произошло; у животных обеих групп усилилась вас- Л ' — ------ A XAXV А А ж ж.л и* А 11^ 11 KJ ц 1111 AYjyiyiv, W V/ 1ГХ V/ jp/ KJ t A ХА/А (например, ушей) наблюдались реже, чем у акклимированных покрова увеличилась, а у крыс, находившихся в помещении при куляризация кожи. У акклиматизированных крыс обморожения [194]. п0 У круглохвостого суслика (Citellus tereticaudus) ТКрИТ летом на выше, чем зимой [216]. Критическая внешняя температура, при которой у диких зайцев возникает недостаточность терморегуля-
10,0- 9,0- 8,0- 7,0- 6.0- 5,0- 4,0- 3,0~ 2,0~ 1,о- -50 -40 SO -20 -Ю О 10 20 30 40 Внешняя температура, °C Рис. 9-30. Средняя теплопродукция (I) и средняя потеря тепла в результате испарения (II) у американского зайца-беляка (черные значки — лето, белые — зима) [166]. Гч’ х го X £ рВата 40 Песец, 30 Кролик 20 10 ф о ]Волк Гризли * Баран Далла о® сица емминг Ледяная вода . Землеройка верная поверхность 70 80 10 20 30 40 50 Толщина меха, мм Куница Белка 3 1 бобр Белый медведь 1 * Белый меовеоь ! I г I I Тйиеж ’ ‘ TiВоздух Рис. 9-31. Зависимость максимальной теплоизоляции у арктических и тропиче- ских млекопитающих от толщины меха (по П. Шоландеру). Для водных животных приведены результаты, полученные на воздухе (черные кружки) и в ледяной воде (белые кружки). Заштрихованная область — тропические виды. Пунктир- ной линией показана величина теплоизоляции, создаваемой слоем ваты.
Температура 157 ции, летом равна +10 °C, а зимой —5 °C; вес меха зимой на 27% больше, чем летом. Реакция дрожи летом выражена сильнее, чем зимой, а потребление пищи приблизительно одинаково. Когда обритых кроликов выдерживали при 6 и при 28 °C, потребление пищи в первой группе возросло на 41%; введение одной и той же дозы норадреналина повышало интенсивность обмена в первой группе на 113, а во второй на 41% [194]. У арктических млекопитающих мех не только толще, но и обла- дает лучшими теплоизолирующими свойствами. Максимальная теп- лоизоляция создается (если не считать вакуума) неподвижным воздухом; она равна 1,9 кло/см. («кло» — это единица, применяе- мая для измерения теплоизоляционных свойств одежды и харак- теризующая теплоотдачу при данной разности температур с едини- цы площади за единицу времени.) Наклон кривой зависимости теплоотдачи от толщины меха у ряда арктических животных соот- ветствует 1,5 кло/см (рис. 9-31). Теплоизоляция у арктических млекопитающих в среднем в 9 раз лучше, чем у тропических. Тю- лений жир — настолько эффективный теплоизолятор, что темпера- тура внутренних органов у тюленя поддерживается на постоянном уровне 37 °C, в то время как кожа лишь ненамного теплее окру- жающей воды. Зимнее повышение теплоизоляции сильнее выраже- но у крупных млекопитающих (на 52% у барибала и на 41% у волка), чем у мелких (на 21% у оленьей мыши и на 16% у зайца). Теплоизоляция увеличивается в ряду от землеройки до кролика [163, 166]. Конечности теплокровных животных гораздо устойчивее к охлаждению, чем животное в целом, и могут продолжать функ- ционировать при очень низких температурах. Так, температура ног чайки на плавучей льдине, нижней части ног северного оленя, ластов тюленя или плавников кита может быть ниже 10 °C. У свиньи, находящейся на открытом воздухе при 10—12 °C, темпе- ратура кожи спины равна 10—12 °C, рыла 17—18, нижней части ног 9, а температура в глубине тела 38,4 °C [224]. Ниже приведе- ны некоторые свойства подкожного жира свиньи [100]: Жир Точка плавления, °C Отношение насыщенных жиров к нена- сыщенным Спинной, наружный слой 26,4 0,66 Спинной, внутренний слой 27,8 0,79 Околопочечный 29,6 У У карибу точка плавления жира арктических' млекопитающих ноги понижается от бедра книзу, (песца, карибу, эскимосской со-
158 Глава 9 баки) температура плавления костного жира фаланг может со- ставлять 10—15 °C, тогда как у жира из области головки бедра она равна 45°C. Жир в подушечках лап может не затвердевать даже при охлаждении до 0°С [226]. Ферменты в клетках кожи и различных придатков тела у мно- гих млекопитающих гетеротермны, т. е. имеют температурный диа- пазон устойчивости около 35° — шире, чем у многих пойкилотерм- ных животных. Разные части одной и той же клетки (например, нервного волокна) химически разнородны. У акклимированной к холоду серебристой чайки проведение в плюсневом участке нерва ноги прекращается при 2,8—3,9 °C, а в тибиальном участке того же нерва — при 11,7—14,4° С [80]. Проводимость большеберцо- вого нерва у хомячка, не акклимированного к холоду, сохраняется при понижении температуры до 3,4, а у крысы — до 9 °C. Существуют многообразные поведенческие адаптации. Если со- держать крыс вне помещения не поодиночке, а группами, то они дольше выживают на холоде, обнаруживают большую способность к теплопродукции, у них менее выражена мышечная дрожь, выше уровень основного обмена; они более чувствительны к норадрена- лину, а теплоизолирующие свойства шерстного покрова улучша- ются у них в меньшей степени. У крыс, которых содержат порознь, наблюдается большее повышение активности щитовидной железы [194]. Колонию мышей в течение 10 лет разводили при —3°С, и они больше ели, имели меньшие выводки, лучше строили гнезда, обнаруживали меньший исследовательский рефлекс и были мель- че, чем контрольные мыши, выращенные в тепле; особенно выра- женной была разница в величине выступающих придатков тела. В то же время ректальная температура была у животных обеих групп одинаковой [19а]. Вазомоторные адаптации особенно важны для конечностей. У некоторых животных артерии и вены проходят близко друг к другу или переплетаются, образуя сеть. В случае такого тесного контакта артериальной и венозной крови между ними происходит передача тепла по принципу противоточного обмена. Переход тепла из артериальной крови в венозную приводит к тому, что ко- нечности могут оставаться относительно холодными, получая в то же время достаточно кислорода. У ленивца, у которого есть такие сосудистые сети, охлажденная конечность согревается медленно; конечности носухи или обезьяны, не имеющие подобных сетей, со- греваются после охлаждения в 5 раз быстрее, чем у ленивца [416]. Сосудистые сети есть и в подмышечных впадинах пингвинов. Всюду, где имеются такие сосудистые сплетения, теплоотдача уже не пропорциональна общей поверхности тела. У куропаток и фа- занов такого рода сеть (сплетение вен вокруг артерии) есть в верхней части ноги; на холоде температура бедра равна 37,5 °C, тогда как двумя сантиметрами ниже температура ноги составляет
Температура 159 g 7 °C, а температура пальцев всего лишь 2,7 °C. У чаек и цапель ноги обеспечивают отведение большей части избыточного тепла, особенно при высоких внешних температурах. У этих птиц сразу прекращается характерное «охлаждающее» дыхание, как только ноги погружаются в воду [444а]. У рыбаков Гаспе, привыкших работать с обледенелыми сетями, погружение одной руки в ледяную воду вызывает меньшее повы- шение артериального давления, чем у контрольных индивидуумов; при этом температура пальцев у рыбаков оказывается более высо- кой, что свидетельствует о вазомоторной регуляции [290]. Средняя температура пальцев после их 10-минутного погружения в ледяную воду (0°С) равна 2,5 °C у представителей кавказской расы и 4,8 °C у эскимосов (в том числе у эскимосов, живущих в теплом климате) [115]. Одну группу людей выдерживали в течение пяти недель в тепле, а другую — на холоде, с минимальной защитой от температурных воздействий; в каждой группе часть людей регуляр- но занималась физической работой, и у этих людей интенсивность обмена во время ночного холода была более высокой. Кроме того, у них отмечали большую теплопроводность кожи, большую частоту сокращений сердца и некоторые изменения реакции на холод: относительно уменьшалась роль мышечной дрожи и увеличивался вклад других видов термогенеза. Только у этих лиц имело место усиление кровотока в пальцах. Таким образом, физическая нагруз- ка может повышать устойчивость к холоду за счет большей интен- сивности обмена и кровообращения [5]. У людей, проживших 12 месяцев в Антарктике, пальцы ног меньше охлаждаются при погружении их в воду с температурой 5 °C, однако термонейтраль- ная зона метаболизма остается такой же, как и у обитателей уме- ренного пояса [498]. Таким образом, акклиматизация к холоду связана с увеличени- ем толщины и эффективности термоизолирующего покрова, повы- шением чувствительности к норадреналину, улучшением кожного кровообращения и адаптивными реакциями со стороны централь- ной нервной системы. Реакции на высокую температуру и акклимация к теплу. Вы- сокая температура окружающей среды, стимулируя тепловые ре- цепторы кожи, вызывает у животных рефлекторные реакции, повы- шающие теплоотдачу. Кожные сосуды расширяются, объем крово- тока в коже возрастает и теплопроводность периферических тканей увеличивается в 5—6 раз, что приводит к большей теплоотдаче. Возрастает также незаметное испарение влаги с поверхности те- Ла- Если этого окажется недостаточно для поддержания теплового равновесия, то повысится температура кожи; у животных, имею- щих потовые железы, начнется рефлекторное -потоотделение, а У Других животных усилится отдача тепла при дыхании.
160 Глава 9 Относительная роль дыхания, потоотделения и незаметного ис- парения с поверхности кожи в общей потере воды у разных видов различна. Человек в покое теряет за счет испарения воды около 20% тепла, а при мышечной работе 75—80%. При низких темпе- ратурах потеря тепла путем излучения больше, чем за счет испа- рения, а при температурах выше 31 °C главную роль в теплоотдаче у человека, находящегося в состоянии покоя, играет испарение. Теплоизоляция уменьшает теплоотдачу, происходящую за счет из- лучения, конвекции или теплопроводности. У млекопитающих, имеющих волосяной покров или лишенных его, теплоотдача в воде вдвое больше, чем на воздухе. Человек в холодном воздухе теряет за счет испарения около 1 л воды в сутки, а при напряженной фи- , зической работе в условиях пустыни эта величина может достичь 1,5 л/ч. Пороговая температура кожи, при которой начинается потоотделение, варьирует для различных участков тела в пределах от 30 до 32 °C. Потоотделение увеличивается на 20 г/ч при повыше- нии внешней температуры на Г. У верблюда испарение резко воз- растает при 35°С, а у осла — при 31 °C [414]. Человек теряет с потом большое количество солей; содержание хлоридов в поте осла гораздо ниже. Потеря воды и солей с потом компенсируется умень- шением мочеотделения. У человека активность потовых желез в коже ладоней нахо- дится под эмоциональным контролем; работа других потовых же- лез контролируется термическими факторами. Потоотделение и секрецию жидкости эккринными железами стимулируют симпати- ческие нервные волокна, относящиеся к числу холинэргических. Апокринные железы разрушаются при выделении секрета и долж- ны постоянно замещаться новыми; они активируются норадрена- лином и адреналином. Все высшие млекопитающие, за исключени- ем грызунов и зайцеобразных, имеют кожные железы, способность которых секретировать пот сильно варьирует. У барана, собаки и свиньи секреция пота происходит непрерывно, но на поверхность кожи он выделяется периодически в результате сокращения мио- эпителиальных клеток, и это не связано с воздействием тепла или адреналина [40]. Большинство млекопитающих, не относящихся к приматам, имеет апокринные железы, которые открываются в во- лосяные фолликулы или поблизости от них, тогда как эккринные железы приматов часто обособлены от фолликулов. У осла пото- отделение носит циклический характер — оно происходит синхронно на всей поверхности кожи с частотой до 2 циклов в минуту. При охлаждении кожа выделяет меньше пота, но цикличность сохраня- ется; потоотделение зависит и от температуры кожи, и от глубин- ной температуры. У газели и сернобыка это тоже циклический про- цесс, а у буйвола — непрерывный [58, 389]. У коров, акклимиро- ванных к различным температурам, теплоотдача распределяется следующим образом [241]:
Температура 161 Порода Вклад в общую теплоотдачу, % при аккли- мации к 10 °C при аккли- мации к 27 °C Коричневая швей- Кожа 16 41 царская Дыхательные 8 12 Брамин пути Кожа 19 46 Шортгорн « 26 53 При повышении температуры среды с 20 до 44 °C легочная вен- тиляция возрастает у коровы в три раза. Животные с выраженной тепловой одышкой (например, собаки и коровы) испаряют воду с поверхности дыхательных путей, что могло бы привести к повы- шению уровня хлоридов крови и к развитию алкалоза; однако у собаки основная часть воздуха поступает при этом через нос и сра- зу же выводится через рот, так что вентиляция легких существенно не увеличивается [412]. У барана при температуре кожи мошонки выше 35,3 °C начинается потоотделение и температура тела сни- жается; таким образом, тепловые рецепторы мошонки могут сти- мулировать потоотделение независимо от температуры тела. Мест- ное согревание молочных желез у овцы также активирует потовые железы [481]. Благодаря потоотделению человек может переносить внешние температуры до 49,3 °C. Тепловая одышка хуже защища- ет организм собаки от перегрева: при температуре среды 41,1 °C температура тела может достичь 42 °C. Бабуин занимает промежу- точное положение — его ректальная температура может повысить- ся с 38,1 до 40,6 °C при температуре воздуха 45 °C [135]. У некото- рых копытных главную роль в охлаждении тела играет тепловая одышка, а у других — потоотделение. При сильной инсоляции охлаждение кожи за счет испарения воды с ее поверхности иногда начинается еще до повышения глубинной температуры тела; зна- чит, потоотделение может быть отчасти местной реакцией. Некоторые млекопитающие (например, опоссум и ряд грызу- нов) при высокой температуре выделяют обильную слюну и обли- зывают свой мех. Большинство млекопитающих обладает меньшей, чем у человека, способностью увеличивать отдачу тепла путем ис- парения воды, и температура тела повышается у них сильнее. Ре- акция человека на температуру среды отражает его тропическое происхождение. Многие млекопитающие ищут тень или спасаются от жары, за- капываясь в землю; в условиях пустыни они активны по ночам. Свиней можно обучить включению обогревателя или выключению °хлаждающего устройства [13]. И-1514
162 Глава 9 Рога козы хорошо снабжаются кровью. Их температура близка к внешней при 15 °C и ниже и превышает внешнюю температуру, если последняя лежит в пределах 30—39 °C. При искусственной теплоизоляции рога наблюдается опасное повышение температуры мозга. При 30°C с поверхности рогов рассеивается 3% метаболиче- ского тепла, а при 22 °C — 2%. В теплом воздухе кровеносные со- суды рогов расширяются, в холодном — сужаются [450, 451]. Когда механизмы охлаждения оказываются недостаточными и температура тела повышается, потребление Ог возрастает вслед- ствие прямого действия тепла на клетки и усиленной вентиляции легких. Возможно, что это повышение интенсивности обмена со- ставляет часть общего регуляторного механизма, поскольку оно бывает слабее выражено у крыс после удаления щитовидной же- лезы или гипофиза. Термонейтральная зона не распространяется на высокие температуры воздуха, т. е. верхняя Ткрит обычно близка к температуре тела или чуть ниже ее. У мелких птиц и млекопи- тающих верхняя и нижняя 7\;р11Т могут совпадать. У крыс после повышения внешней температуры с 28 до 34 °C уровень обмена воз- растает и остается повышенным в течение 48—72 ч. То же самое происходит вначале у коров при повышении внешней температуры с 21 до 29°C, но через 9 недель уровень обмена снижается на 15%, а испарение с поверхности кожи возрастает на 85%. Действие го- рячего воздуха на коров приводит к усилению экскреции натрия и глюкокортикоидов, уменьшению задержки азота и снижению экскреции минералокортикоидов. На холоду вначале увеличивает- ся объем плазмы крови, а затем и объем эритроцитов. Выше было дано определение теплопроводности (стр. 148) и приведены ее величины у ряда животных (табл. 9-4). С пониже- нием внешней температуры теплопроводность у Perognathus умень- шается следующим образом [82]: Теплопроводност ь, мл. Оз/(г • ч град) Внешняя температура, °C 2,5 1,3 0,58 0,43 0,42 35 32 25 15 5 При недостаточности терморегуляции и критическом повышении температуры тела наступает тепловой шок (гиперпирексия). У че- ловека тепловое истощение может развиться и без повышения тем- пературы тела — главным образом в результате обезвоживания ор- ганизма и изменений солевого баланса. В случае потери слишком большого количества солей тепловое истощение возможно и при достаточном содержании воды в организме. В результате повреж- дения мозга происходит так называемый тепловой удар. Смерть от перегрева наступает в значительной мере вследствие нарушений
Температура 163 кровообращения. При согревании извне переносимая температура тела ниже, чем при гипертермии эндогенного происхождения. Че- ловек теряет сознание, если в результате внешнего обогрева его ректальная температура достигает 38,6 °C, тогда как при лихорад- ке она может повышаться до 42 °C, а при физической работе — до 40 °C без вреда для организма. В результате акклиматизации к теплу вырабатывается способ- ность легче переносить жару и сохранять при этом высокую актив- ность. Предельная интенсивность потоотделения у человека может удваиваться, оно начинается при более низкой температуре кожи и пот содержит меньше солей. У акклиматизированных людей быстрее снижается температура кожи и повышается эффективность работы сердечно-сосудистой системы; например, у уроженцев Ни- герии учащение ритма сердца при повышении температуры возду- ха выражено слабее, чем у европейцев. При одной и той же высо- кой температуре воздуха у банту ректальная температура ниже и потоотделение менее интенсивно, чем у представителей кавказской расы. Для банту характерны также более низкий температурный порог для повышения уровня метаболизма (Гкрит) и меньшая теп- лоизоляция [499]. Многие тропические млекопитающие обладают наследственной приспособленностью к жаре. Так, например, индийские коровы лег- че переносят жару, чем европейские; при 27 °C они так же при- бавляют в весе, как и при 10 °C, в то время как шортгорны на жаре меньше едят и рост их замедляется [240]. Африканские копытные используют два способа адаптации к климату жарких пустынь. Крупные животные (антилопа канна) утром имеют низкую темпе- ратуру тела (32,8 °C) и медленно согреваются; мелкие животные (газель) согреваются быстро, и температура тела у них оказывается выше температуры воздуха (42°C при внешней температуре 40°C); оба эти способа обеспечивают сохранение воды в организме. По достижении критической температуры тела в обоих случаях усили- вается испарение — за счет потоотделения или вследствие усилен- ного дыхания. У дегидратированного животного тепловая одышка наступает при более высокой температуре, чем у животного, орга- низм которого содержит достаточно воды [452]. Шерстный покров замедляет не только отдачу тепла, но и его поглощение; у остри- женного верблюда температура тела повышается на солнце быст- рее, чем у нормального животного. В отсутствие воды ректальная температура у верблюдов колеблется от 34 до 40 °C; у животных, получающих воду, эти колебания выражены слабее. Если живот- ное может выдерживать высокую температуру тела, то темпера- турный градиент между телом и внешней средой меньше, так что Меньшим будет и поступление тепла извне [411]. У птиц, обитающих в пустыне, имеются разнообразные адапта- ции, позволяющие переносить жару, в том числе много поведенче- ских адаптаций [97]. У птиц нет потоотделения, но существует два 11*
164 Глава 9 метода охлаждения, связанных с дыханием, — усиленное дыхание и трепетание горла. Частота дыхания у голубя инка при темпера- туре воздуха ниже 40 °C равна 30 в 1 мин, а при 45 °C повышается до 650 в 1 мин; при этом, судя по химизму крови, легочная вен- тиляция возрастает меньше, чем общая вентиляция, так что послед- няя, очевидно, в значительной части связана с функцией воздуш- ных мешков. Однако и легочная вентиляция возрастает настолько, что заметно увеличивается потеря СОя, и это может привести к раз- витию алкалоза. Кроме того, одновременно с усилением вентиля- ции при высоких температурах возникает и трепетание горла [68, 316а]. У молодой белой цапли при тепловом стрессе оно может иметь частоту 965 в 1 мин при частоте дыхания всего лишь 44 в 1 мин. У калифорнийской куропатки (Lophortyx) возникает как тепловая одышка, так и трепетание горла; кроме того, птица мо- жет увлажнять свои ноги испражнениями, что приводит к допол- нительной отдаче тепла путем испарения влаги [54]. При повы- шении температуры воздуха с 35 до 47 °C испарение воды возрас- тает у козодоя Phalaenoptilus nuttalli с 2,9 до 23 мг/(г-ч) [282]. У козодоя температура тела 36 °C, и испарение воды резко возрас- тает у него только тогда, когда температура воздуха поднимается выше 35 °C: при 1,2 °C потеря воды равна 1,1 мг/(г-ч), при 35,5 °C — всего лишь 2,8 мг/(г-ч), а при 44 °C достигает уже 17,9 мг/(г-ч) [283]. Африканский страус за одно и то же время на холоде теряет при дыхании 0,4 г воды, а при температуре воздуха 45 °C — 4,5 г [86]. У аляскинской куропатки Lagopus теп- ловая одышка начинается при внешней температуре 21 °C [241]. При умеренных температурах потеря воды путем испарения (£) обнаруживает тесную корреляцию с весом тела птицы (IF); на- блюдаемая зависимость соответствует эмпирическому уравнению £=0,432 IF0-585 [85а]. Различные поведенческие реакции птиц уменьшают поглощение лучистого тепла и усиливают охлаждение за счет испарения влаги. Африканский страус при температуре воздуха выше 25 °C взъеро- шивает перья. Терморегуляция у этой птицы настолько эффектив- на, что позволяет сохранять постоянную интенсивность обмена в широком диапазоне внешних температур [86]; температура тела в естественных условиях остается ниже 40 °C даже при температу- ре воздуха 50 °C. Охлаждение, связанное с испарением, усилива- ется по мере усиления тепловой одышки, которая благодаря су- ществованию воздушного шунта в обход легких не приводит к развитию алкалоза [415]. Мелкие птицы «купаются» в пыли, воз- можно, увеличивая таким образом теплоотдачу за счет теплопро- водности. Птицы, обитающие в пустыне, расправляют крылья, прячутся в тени или парят на значительной высоте. У многих из них нормальная температура тела лежит в пределах 41—42,6 °C (см. табл. 9-3, стр. 147), а переносимая внешняя температура не превышает 46—47 °C [97]. Олуша, нормальная температура тела
Температура 165 которой 38,3—40,7 °C, принимает определенное положение относи- тельно солнца, держа свои лапы в тени; у этой птицы наблюдается также трепетание горла. Олуша насиживает яйца при 38—40 °C и может ощущать температуру яиц и птенцов с помощью терморе- цепторов лап [21]. У водяных птиц — цапель и чаек — отдача метаболического теп- ла может происходить через поверхность ног и лап. Аист при пе- регреве тяжело дышит и увлажняет свои ноги экскретами; после охлаждения тела оба явления прекращаются [246]. У альбатроса имеется брюшное наседное пятно, температура которого ниже об- щей температуры тела; он высиживает птенцов при 38,8 °C. При более высоких температурах птенцы альбатроса тяжело дышат и могут балансировать на пятках, не опуская лапы на землю [212]. Развитие гомойотермии. У новорожденных млекопитающих и только что вылупившихся птенцов температура тела почти не ре- гулируется. Двухдневные лабораторные мышата по существу пойкилотермны; потребление ими О2 достигает максимума при рек- тальной температуре 32 °C [358]. Десятидневные мышата способны к терморегуляции при средних температурах воздуха, а двадцати- дневные— и при экстремальных температурах. У самых мелких диких мышей (вес взрослой особи 8 г) до 5—8-дневного возраста охлаждение не вызывает характерной метаболической реакции; у более крупных видов эта реакция появляется уже в первые сутки. С момента первого появления мышечной дрожи и пиломоторной реакции наблюдается устойчивое повышение интенсивности обмена [82]. В раннем возрасте лабораторные мыши могут переносить более сильное охлаждение, чем взрослые особи, и отличаются бо- лее высокой активностью сукцинатдегидрогеназы в клетках бурой жировой ткани. В течение первых 4 дней мышата не обнаруживают метаболической реакции на введение адреналина, и только через 3 недели эта реакция достигает уровня, характерного для взрослых животных: в этот период начинает функционировать щитовидная железа. Новорожденных мышат также можно сделать чувствитель- ными к норадреналину, впрыснув им тироксин [276]. Хомяк в первые 10 дней жизни является пойкилотермным животным: при повышении внешней температуры с 25 до 36 °C потребление О2 у него возрастает. В течение последующих 7 дней увеличение VO2 при повышении температуры воздуха снижается до нуля, а между 17-м и 21-м днями жизни достигается гомойотермная стабильность в термонейтральной зоне (30—36°C); более высокие и более низ- кие внешние температуры вызывают теперь повышение интенсив- ности обмена [384]. У шестидневных крысят температура тела всего лишь на 1,3— выше температуры среды; уровень терморегуляции, характер- ный для взрослых животных, достигается к 25 дням жизни. Темпе- ратура тела 10—12-дневных полевок-экономок в гнезде равна
166 Глава 9 35,4 °C, но. вне гнезда при температуре воздуха О °C она варьирует в пределах от 2,5 до 16 °C. Поросята обладают хорошей терморе- гуляцией уже в возрасте 1 дня. У опоссума, который рождается в недоразвитом состоянии, первые признаки терморегуляции появ- ляются в 2-месячном возрасте. У птенцовых птиц, например у цапель, неоперившиеся птенцы требуют большой родительской заботы, и температура их тела подвержена значительным колебаниям, которые уменьшаются толь- ко после вылета птенцов из гнезда. Выводковые птицы, например чайки, уже с момента вылупления обладают хорошей способностью к терморегуляции. Птенцы домового крапивника в 9-дневнем воз- расте способны к частичной терморегуляции при внешних тем- пературах не ниже 26 °C, а в 15-дневном возрасте поддерживают температуру тела 40 °C даже при 10 °C. Птенцы гнездарей нахо- дятся в невыгодном положении не только из-за отсутствия перьев, но и вследствие большой величины отношения поверхности тела к объему. У вечернего воробья в течение 2-го дня после вылупле- ния температура тела превышает температуру воздуха менее чем на 3°, на 4-й день эта разница увеличивается до 10°, а на 7-й— 9-й дни становится возможным поддержание температуры тела на уровне выше 35°C. Интенсивность обмена в возрасте 1—4 дней повышается или понижается вместе с температурой, в последую- щие два дня наблюдается некоторый разброс величин VCv а в воз- расте 7 дней потребление О2 уже возрастает при охлаждении так же, как у взрослых особей [94] (рис. 9-32). У птенцов разрисован- ной куропатки (Excalfactoria) 70% теплоотдачи обусловлено кож- ным испарением, а у взрослых особей эта величина снижается до 13%. Таким образом, становление гомойотермии связано с умень- шением кожного испарения и повышением метаболической тепло- продукции [37]. Отсутствию терморегуляции у птенцов и у новорожденных мле- копитающих соответствуют более низкие, чем для взрослых живот- ных, нижние летальные температуры [3]. Становление терморегу- ляции нельзя связать с каким-либо отдельным фактором — нерв- ным, эндокринным или метаболическим. Водные млекопитающие. Термические стрессы могут достичь для водных млекопитающих большей силы, чем для наземных, по- скольку теплопроводность воды значительно выше теплопроводно- сти воздуха. Кроме того, многие водные млекопитающие проводят часть времени на суше, т. е. могут подвергаться действию сильно- варьирующих температур. У мелких животных, например у водя- ных землероек весом 8—18 г, мех содержит прослойку воздуха, что уменьшает теплоотдачу. Мелким животным свойствен значи- тельно более высокий, чем у крупных видов, показатель теплопро- водности [66]. Мех с заключенным в его толще воздухом может обеспечивать прекрасную теплоизоляцию, пока не намокнет. Шерстный покрои
40\ Рис. 9-32. Развитие гомойотермии. пй<»^Та^ильная температура тела у мышей разного возраста (в сутках, цифры у кривых) при различных внешних температурах [276]. Б. Потребление кислорода (слева) и температура тела (справа) у вечернего воробья в период от вылупления до 7 суток [94].
168 Глава 9 ондатры содержит 21,5% воздуха. У гренландского тюленя первые полтора месяца жизни проходят на воздухе и теплоизоляция до- стигается с помощью шерстного покрова, тогда как у взрослых особей для этой цели служит слой жира [89]. Детеныши морского котика могут переносить гипотермию, и их мех смачивается (в от- личие от меха взрослых котиков) [225]. У детенышей тюленя в отличие от взрослых особей обмен ве- ществ при погружении в воду усиливается: потребление О2 у бель- ков равно 1048 мл/(кг-ч), а у взрослых тюленей — 444 мл/(кг-ч). Нижняя критическая температура воздуха для тюленя близка к 0 °C; оценка этой величины в воде дает цифру —20 °C [163]. Та- ким образом, подкожный жир обеспечивает настолько эффектив- ную теплоизоляцию, что становится невозможным определить ниж- нюю Ткрит в воде с помощью кривых метаболизм — температура. У гренландского тюленя при температуре воды 10 °C температура поверхности кожи также равна 10 °C, но под кожей на глубине 22 мм регистрируются 22 °C, а на глубине 35 мм 39 °C. Властах тюленей и плавниках китообразных артерии и вены образуют сеть, причем всем крупным артериям соответствуют трабекулярные вены (ср. стр. 131, рис. 9-24). У белого медведя теплоизоляция достигается с помощью меха, жира и периферических мышц; при температуре воздуха от —15 до —2 °C температура кожи равна 30—36 °C [350]. В хвостовом и грудных плавниках китов имеется противоточная система кровеносных сосудов: большая центральная артерия окру- жена спиральными кольцами мелких вен. Плавники могут функ- ционировать при более низких температурах, чем остальное тело. Иногда водные млекопитающие сталкиваются с противополож- ной трудностью — с проблемой теплоотдачи, борьбы с перегревом. У китообразных теплоотдача вдвое выше, чем у наземных млекопи- тающих, но вследствие высокой удельной теплопродукции она ока- залась бы недостаточной для защиты организма от перегрева на суше. Температура мертвого кита, даже находившегося частично в воде, снижалась за 28 ч меньше чем на 1°, а период полуохлаж- дения составлял около 2 недель [249]. У дельфина слою ворвани толщиной 2 см соответствует разность температур 30 °C. Дельфин потребляет всего лишь 380 мл О2 в 1 мин, т. е. приблизительно вдвое меньше, чем наземное животное сходных размеров [249]. Бобр, находящийся на воздухе, способен успешно регулировать температуру своего тела, если его хвост опущен в холодную воду; в противном случае становится возможным перегрев. Таким обра- зом, хвост используется для регуляции теплоотдачи [444]. Примитивные млекопитающие. Однопроходным, некоторым сумчатым, броненосцам, ленивцам и муравьедам обычно свойст- венна невысокая температура тела, изменяющаяся в некоторых пределах в зависимости от внешней температуры. У ехидны в по- левых условиях отмечались суточные колебания температуры тела
Температура 169 от 28,7 до 31,5 °C; в лабораторных условиях температура тела со- ставляла в среднем 30,7 °C при внешних температурах от 5 до 25 °C, причем термонейтральная зона соответствовала 20—30 °C. При 33 °C у ехидны возможна гипертермия, при этом около трети метаболического тепла теряется в результате испарения влаги Г413]. На холоде может наступать оцепенение, особенно при недо- статке пищи; при температуре воздуха 5 °C температура тела па- дает до 5,7 °C. Оцепенение может продолжаться 5—10 дней [12]. Утконос {Platypus) на воздухе способен удерживать температуру тела на уровне 30—31 °C даже при 0°С, но не может сохранять нормальную температуру тела в холодной (11 °C) воде и поэтому при добывании пищи ныряет лишь на короткое время. У утконоса в отличие от ехидны не бывает холодового оцепенения [62а]. Наи- более совершенной терморегуляцией среди австралийских сумчатых обладают кенгуру рода Macropus. У фалангеров терморегуляция менее эффективна, а у сумчатых мышей развита слабо. Централь- ноамериканский опоссум Metachirus, ведущий ночной образ жиз- ни, ночью имеет довольно стабильную температуру тела около 36°C при внешних температурах 10—30 °C; однако при 10 °C тем- пература тела у него может снижаться до 33 °C; а при 30 и 35 °C— повышаться соответственно до 34 и 40 °C [333]. Активный в ночное время броненосец Dasypus имеет ночью тем- пературу тела 35 °C, сохраняющуюся при температуре воздуха до О °C. На холоде он сворачивается в шар, а в жару прибегает к учащенному дыханию при одновременном расширении кровенос- ных сосудов, но не способен к потоотделению. К гетеротермным животным относится и примитивное насекомоядное тенрек, термо- регуляция у которого носит нестабильный и ограниченный харак- тер. Интенсивность обмена у тенрека примерно на 50% ниже, чем у «типичного» млекопитающего той же величины. В жаркое время температура тела у него может понижаться за счет испарения во- ды [197]. Большинство сумчатых по своим температурным реакциям сход- но с высшими млекопитающими. У американского опоссума DI- delphis интенсивность обмена на холоде возрастает; удаление коры больших полушарий не ведет к нарушению терморегуляции, тогда как спинальные животные утрачивают способность сохранять на колоде постоянную температуру тела. Интенсивность обмена у сумчатой куницы на 32% ниже, чем у плацентарного млекопитаю- щего сходных размеров, но особи весом более 100 г поддерживают температуру тела 37,2 °C [316а]. У тасманийского фалангера тем- пература тела варьирует в пределах от 32 до 38 °C, составляя в 'Среднем 34,9 °C; термонейтральная зона для этого вида 31—35 °C 1^4]. Очевидно, что у низших млекопитающих используются в общем Те же механизмы терморегуляции, что и у плацентарных, но они Поддерживают несколько более низкую температуру тела.
170 Глава 9 Животные, способные впадать в оцепенение. Летучие мышц (Chiroptera) существенно различаются между собой по характеру терморегуляции. У большинства Megachiroptera и крупных Micro* chiroptera температура тела хорошо регулируется. Холод вызыва- ет у плодоядных летучих мышей реакцию тревоги и не приводит их в летаргическое состояние. Мелкие Microchiroptera днем впада- ют в оцепенение; большинство их относится к зимнеспящим видам. Несколько семейств летучих мышей — Vespertilionidae, Rhinolophi- dae и Desmodontidae — занимает промежуточное положение, при- чем у каждого вида терморегуляция имеет свои особенности [301]. Летучая мышь Dobsoma (Megachiroptera) весит 80 г и имеет постоянную температуру тела 36—38 °C, сохраняющуюся даже при температуре воздуха 40 °C. У этого вида потеря воды за счет испа- рения при внешних температурах от 5 до 35 °C составляет 4,5 мг/(г-ч), а при температурах выше 35 °C возрастает [23]. У ложного вампира Macroderma температура тела остается в пре- делах 35—39 °C при внешней температуре от 0 до 35 °C; при 38 °C наблюдается усиленная саливация, животное учащенно дышит и облизывает свои конечности, как это делают и многие грызуны [292]. При температуре воздуха 10 °C теплопроводность на 29% меньше, чем при 30 °C. В ряду Megachiroptera весом от 17,5 до 598 г потребление кислорода в термонейтральной зоне снижается по мере увеличения веса тела (W) в соответствии с уравнением [23] VOa мл/(г.ч)=3,8Г-°»27 У ряда Microchiroptera температура тела на 2,5° выше темпе- ратуры воздуха. При внешней температуре 41,5 °C температура тела благодаря испарению влаги оказывалась ниже 42,5 °C, но при 43,5 °C животные погибали [297]. Летучая мышь Eptesicus fascus использует для охлаждения свои крылья. При ректальном обогре- вании у животного происходит расширение сосудов и температура крыльев может увеличиваться на 4°. Местное согревание преопти- ческой области гипоталамуса ведет к повышению температуры крыльев, а охлаждение — к ее понижению. После повреждения ги- поталамуса способность к терморегуляции не исчезает, но для стимуляции регуляторных процессов требуется большее повышение ректальной температуры, чем у нормальных животных. При вду- вании воздуха в рот температура гипоталамуса становится ниже ректальной температуры. Возможно, что малая температурная чув- ствительность гипоталамуса — это адаптация к полету с открытым ртом. Крайняя гетеротермия, вероятно связанная с малой термо- чувствительностью гипоталамуса, свойственна насекомоядным ле- тучим мышам и птицам [264]. Летом у Myotis наблюдаются суточные колебания температуры тела или периоды дневной торпидности. Зимой эта летучая мышь впадает в спячку, и если температура воздуха опускается ниже
Температура 171 - 5°C, то температура тела обычно снижается в меньшей степени, а отдельные особи пробуждаются [381]. Если Myotis проснется во время зимней спячки при низкой температуре воздуха, то темпе- ратура тела может за 40—60 мин подняться с 3 до 35 °C. Если же охладить животное до 3°С во время летнего оцепенения, то темпе- ратура тела может повыситься не более чем на 1—2 °C [323]. Зи- мой летучие мыши способны пробуждаться при более низкой тем- пературе тела, чем летом. Введение норадреналина может повы- сить потребление кислорода при пробуждении в 10 раз. Переход Myotis в негомойотермное состояние происходит в конце сентября, у летучей мыши Eumops наблюдается дневное оцепенение, но нет зимней спячки [291]. Легко впадают в оцепенение мелкие насеко- моядные летучие мыши неотропической области. Эта способность могла выработаться в условиях тропиков как приспособление, поз- воляющее в период покоя сохранять энергетические резервы путем снижения температуры тела [318]. Вес различных колибри варьирует в пределах от 1,7 до 19,1 г. В термическом отношении колибри весом 3 г напоминает трехграм- мовую землеройку. В дневное время потребление кислорода у са- мых мелких колибри в состоянии покоя составляет 11—16, а во время полета 70—85 мл/(г-ч). Основной обмен у синегорлого ко- либри соответствует 2,3, а у гигантского колибри — 2,7 мл О2 на 1 г в 1ч. Эти энергетйческие потребности относительно высоки по сравнению с тем, что мы находим у крупных птиц и млекопи- тающих. Высок у колибри и индекс теплопроводности С, который у крупных видов равен 0,17, а у синегорлой разновидности 0,3 мл О2/(г-ч-град) [145]. Очень высока частота сокращений сердца, со- ставляющая у синегорлого колибри от 7 до 21 в 1 с. В полете расход энергии в 6—12 раз больше, чем в состоянии покоя. Таким обра- зом, для колибри характерны высокие энергетические потребно- сти, и эти птицы могут выключать свои механизмы гомойотермии, когда в них нет надобности. Потребление О2 синегорлым колибри в состоянии оцепенения может составлять всего лишь 0,1 мл/(г-ч) при температуре воздуха 15 °C и 1,18 — при 27 °C. Переход к тор- пидности быстр и резок (его Qio равен 3,7—4,8), при этом он не Bee тела, г Потребление Ог, мл/(г • ч) оцепенение покой Колибри Calypte costae 3,2 0,17 10,1 Calypte anna 6,8 0,17 'фку. 9,8 Eugenes 6,6 0,12 7,0 Latnpornis 7,9 0,12 6,5 (2,3 Козодои Phalaenoptilus 40,0 0,15 при 31 °C) 2,7 Chordeiles 75,0 0,18 2,4
172 Глава 9 сопровождается «пробными» снижениями температуры, как у мле- копитающих при переходе в состояние зимней спячки [145, 285]. Температура тела ниже 8 °C для колибри гибельна. Метаболиче- скую экономичность торпидности можно проиллюстрировать дан- ными о потреблении Ог некоторыми птицами, находящимися в оце- пенении или просто в покое при 15—16 °C (см. стр. 171) [287]. Выход из состояния оцепенения происходит очень быстро. Ко- либри весом 4 г, повышая температуру тела с 25 до 37,5 °C, расхо- дует 0,057 кал, тогда как козодою Phalaenoptilus весом 40 г для этого необходимо 0,57 кал. Для охлаждения тела очень мелким птицам достаточно нескольких секунд, а у крупной птицы время охлаждения измеряется часами. Поэтому оцепенение (обычно дневное) может быть полезной адаптацией только у мелких птиц и млекопитающих. Кроме колибри, в торпидное состояние могут впадать лишь не- многие птицы. Козодои Phalaenoptilus и Caprimulgus могут в те- чение нескольких часов переносить понижение температуры тела до 5—8 °C. Эти птицы в отличие от зимнеспящих животных не про- буждаются при дальнейшем охлаждении тела. Выход из оцепене- ния происходит только при повышении температуры тела до 13 °C (колибри) или 15 °C (Phalaenoptilus) [282, 283] (рис. 9-33). В оцепенение могут также впадать некоторые грызуны, обитаю- щие в пустыне. При этом их метаболизм оказывается в прямой зависимости от изменений внешней температуры, тогда как у ак- тивного животного наблюдается обратная зависимость. У карлико- вой мыши Baiomys при отсутствии пищи температура тела может опускаться до 23—25°C (при норме 32—36°C), но не ниже. Эта мышь выживает при искусственном охлаждении до 15 °C в тече- ние 4 дней и до 6 °C в течение 5 ч [215]. Карманчиковая мышь (Perognathus) впадает в оцепенение при падении температуры те- ла ниже 30 °C; потребление кислорода при этом снижается с 0,9 до 0,19 мл/(г-ч) [468]. Голодающая карманчиковая мышь оцепе- невает при внешних температурах от 0 до 23 °C; температура тела остается у нее значительно выше температуры воздуха. Оцепенение длится не более полусуток, и ему не предшествуют «пробные» по- нижения температуры тела; у голодных животных оно продолжи- тельнее, чем у животных, получающих достаточное количество пи- щи [306]. Бразильский карликовый опоссум Marmosa впадает в оцепенение ежедневно с 9 до 18 часов. У кенгуровой мыши Micro- dipodops продолжительность оцепенения может измеряться часами или днями в зависимости от внешней температуры и условий пи- тания; это позволяет более экономно использовать пищу [51]. Таким образом, способность впадать в оцепенение встречается у ряда неродственных видов мелких птиц и млекопитающих; по- видимому, она неоднократно возникала в процессе эволюции. Меж- ду торпидностью и зимней спячкой нельзя провести резкой грани- цы; однако торпидность в отличие от спячки не носит сезонного ха-
Температура 173 пактера и часто бывает ежедневной, животное выходит из нее быс- трее, а температура тела снижается не так сильно. У некоторых летучих мышей наблюдаются оба эти феномена. Торпидность — специфическое приспособление для сохранения энергии, возможное только у мелких животных, которые способны быстро согреваться или охлаждаться. Интенсивность обмена при оцепенении сильно понижается; к сожалению, мы ничего не знаем ни об отдельных Рис. 9-33. Зависимость частоты сокращений сердца у колибри Patagona gigas от температуры тела в начале оцепенения (белые кружки) и при выходе из него (черные кружки) [287]. ферментах, ни о функциях центральной нервной системы в период торпидности. Бурая жировая ткань. У детенышей большинства млекопитаю- щих и у всех зимнеспящих форм имеется особая активная ткань— так называемая бурая жировая ткань, гистологически весьма не- сходная с белой жировой тканью и обладающая поразительной способностью к теплопродукции. У новорожденного крольченка на бУРую жировую ткань приходится 4,3% веса всего тела, с возрас- том эта величина быстро уменьшается [220]. Уменьшение количе- ства бурой жировой ткани идет параллельно с развитием го- Моиотермии. Термогенная реакция на норадреналин у крольчат Ропорциональна количеству бурого жира. Бурая жировая ткань стощается при выдерживании кроликов на холоде; однако пере-
174 Глава 9 резка шейного симпатического нерва приводит к замедлению этого процесса, а раздражение симпатических нервов усиливает выра- ботку тепла в бурой жировой ткани. Следовательно, окисление жи- ра в ней активируется симпатической нервной системой [220]. У новорожденных хомячков и у взрослых хомячков, акклимирован- ных к холоду, шейная бурая жировая ткань прогревает шейные позвонки и подавляет холодовую дрожь [52]. У крыс в первые три дня жизни весь термогенез, не связанный с дрожью, осуществля- ется в бурой жировой ткани, а позднее на ее долю приходится до трех четвертей такого термогенеза [17]. У многих млекопитающих при холодовой акклимации количество этой ткани возрастает; у акклимированных к холоду землероек и у сурков и сусликов во время зимней спячки оно приближается к 3% от веса тела. Одно- временное введение тироксина и норадреналина животному, нахо- дящемуся в тепле, может привести к такому же увеличению коли- чества бурого жира [289]. При холодовой акклимации в бурой жи- ровой ткани повышается активность сс-глицерофосфатдегидрогена- зы и лактатдегидрогеназы, а также содержание кофермента А. Особенность метаболических путей этой ткани состоит в том, что выработка тепла сопровождается лишь незначительным син- тезом АТФ, т. е. отношение P/О имеет малую величину. Процессы фосфорилирования и окисления в митохондриях разобщены [143]. У крыс, акклимированных к 6 °C, бурая жировая ткань окисляет сс-кетоглутарат вдвое быстрее, чем при акклимации к 26 °C, но ве- личины P/О в обоих случаях остаются сходными [432]. Основным источником тепловой энергии служит окисление жирных кислот. Норадреналин, действуя через циклический АМФ, стимулирует высвобождение жирных кислот из триглицеридов, составляющих здесь 99% всех липидов. Адреналин, норадреналин и циклический АМФ (а также олеат) усиливают дыхание в 30—40 раз; разобща- ющие агенты стимулируют дыхание и уменьшают реакцию на нор- адреналин [492]. В бурой жировой ткани летучей мыши энергия активации (температурный коэффициент) и скорость окисления пальмитиновой, олеиновой и янтарной кислот ниже, чем у крысы [113]. Жирные кислоты, освобождающиеся в этой ткани под влия- нием норадреналина, не только дают, окисляясь, тепловую энер- гию, но регулируют также перенос энергии, действуя, по-видимо- му, еще до включения неорганического фосфата (подобно агентам, разобщающим окисление и фосфорилирование) [374]. Двухнедельная обработка крыс ингибитором белкового синте- за окситетрациклином предотвращает метаболическую реакцию бурой жировой ткани на холод и на норадреналин. Важную роль в холодовой акклимации играет синтез специфических окислитель- ных ферментов в митохондриях бурой жировой ткани (но не в ми- тохондриях печени и мышц) [200].
Температура 175 Нервные механизмы терморегуляции Действие холода на нервы было рассмотрено ранее (см. стр. 134). Терморецепция. Механизмы терморегуляции активируются при раздражении терморецепторов кожи, внутренних органов и различ- ных отделов центральной нервной системы. Периферическая термо рецепция. Тепловые и холодовые рецеп- торы распределены в коже определенным образом; тепловые обыч- но лежат глубже холодовых; холодовые рецепторы более много- численны. Некоторые терморецепторы инкапсулированы, но в большинстве случаев это голые нервные окончания. Значительно выражен эффект суммации, благодаря которой порог ощущения при раздражении больших участков ниже, чем при стимуляции одиночных сенсорных окончаний. Для восприятия может быть до- статочно изменения температуры на несколько тысячных долей градуса в секунду. Тепловые (инфракрасные) лучи могут вызы- вать также ощущение боли. Как тепловые, так и болевые сенсор- ные сигналы передаются по тонким волокнам, но возникают они, вероятно, в различных нервных окончаниях. Некоторые холодовые рецепторы чувствительны также к давлению. У разнообразных млекопитающих зарегистрированы нервные импульсы, идущие в нервных стволах и отдельных нервных волок- нах от холодовых и тепловых рецепторов [192]. Рецепторы обоих типов обладают постоянной (спонтанной) активностью. Волокна, идущие от тепловых рецепторов, активны в диапазоне 20—47 °C, причем максимальная частота импульсов наблюдается при 38— 43 °C; волокна от холодовых рецепторов активны в диапазоне 10— 40°C, а наибольшую частоту импульсов дают температуры от 20 до 34°C (рис. 9-34). Максимальный постоянный разряд холодовых рецепторов имеет частоту около 10 имп/с, а тепловых рецепторов — 3,7 имп/с; раз- ряд тепловых рецепторов менее регулярен. Внезапное повышение температуры кожи приводит к резкому кратковременному усилению разряда тепловых рецепторов, про- должающемуся 1—2 с, а затем частота импульсов снижается до Уровня, характерного для данной температуры. Устранение тепло- вого стимула приводит к временному урежению или прекращению разряда в волокнах от тепловых рецепторов. Подобным же обра- зом снижение температуры приводит к короткому экстраразряду холодовых рецепторов (до 140 имп/с), после чего устанавливается новая частота импульсации, более высокая, чем при первоначаль- ной температуре. После прекращения холодовой стимуляции ак- тивность холодовых рецепторов временно затормаживается. При температурах от 35 до 45°C волокна от холодовых рецепторов неактивны, но при 45—50 °C в них снова возникает импульсация; это парадоксальный ответ холодовых рецепторов на тепло. Опыты
176 Глава 9 с измерением температуры кожи и с обогреванием поверхности кожи и подкожного слоя показали, что раздражение терморецеп- торов зависит от абсолютной температуры нервных окончаний, а не от температурного градиента [192]. У кошки терморецепторы носовой полости посылают сигналы по подглазничному нерву с максимальной частотой 45—47 имп/с для тепловых и 27 имп/с для холодовых рецепторов [190, 191]. Скорость изменения импульсации при изменении температуры Рис. 9-34. Частота импульсов в афферентных нервных волокнах от кожных тер- морецепторов приматов [223]. У — группа волокон; // — одиночное волокно. варьирует от 20 до 80 имп/(с*град). Тепловые рецепторы у мака- ка-резуса имеют устойчивую частоту разряда при 32 °C; при повы- шении температуры со скоростью 20 град/с частота импульсации возрастает, достигая максимума при 40—44 °C, а при дальнейшем повышении температуры опять снижается [191]. Импульсация не- которых кожных терморецепторов носит характер вспышек, тогда как другие дают непрерывный разряд; у собаки максимальная чувствительность холодовых волокон отмечается при 31—37, а теп- ловых — при 40 °C [223]. Терморецепторы есть и в глубине тела; раздражение их может вызвать реакцию дрожи даже тогда, когда температура кожи и головного мозга остается постоянной. Некоторые из этих рецепто- ров находятся в венах. Обогревание бедренной вены у собаки при- водит к повышению кровяного давления [460]. Центральные терморецепторы и центр терморегуляции. Охлаж- дение спинного мозга вызывает у собаки мышечную дрожь и су- жение кровеносных сосудов, тогда как обогревание его останав- ливает дрожь, а также приводит к расширению сосудов и тепло-
Температура 177 вой одышке. Эффект изменения температуры спинного мозга сум- мируется с эффектом изменения температуры гипоталамуса; при этом температурные эффекты, возникшие на уровне гипоталамуса, можно нейтрализовать соответствующим температурным воздейст- вием на спинной мозг [237]. Не исключено, что холодовой тремор может начинаться на уровне спинальных мотонейронов. Данные о чувствительности спинного мозга к охлаждению и согреванию уда- лось получить не только на собаке [237], но также на кошке [270] и голубе [377]. При согревании или охлаждении спинного мозга или гипоталамуса изменяется частота разряда некоторых нейро- нов гипоталамуса, непосредственно не подвергавшихся темпера- турному воздействию [142]. Импульсы от периферических рецепторов идут вверх по лате- ральным спиноталамическим путям и проходят через таламус к гипоталамусу, где активируют центры различных автономных реф- лексов. В гипоталамусе имеются также центры, которые сами чув- ствительны к температуре. Гипоталамические нейроны, чувстви- тельные к холоду и к теплу, по-видимому, пространственно не обо- соблены, а перемешаны и могут в некоторой степени тормозить друг друга. После разрушения заднего отдела гипоталамуса соба- ки утрачивают способность регулировать температуру тела на хо- лоде, а кошки с повреждениями в заднелатеральном отделе гипо- таламуса становятся в известной мере пойкилотермными. Местный обогрев передней части гипоталамуса вызывает у кошки расшире- ние периферических сосудов и учащение дыхания. При внешней температуре 25 °C местное охлаждение преоптической области гипоталамуса приводит к гипертермии, тогда как при 35°C такое же охлаждение не дает эффекта. У летучих мышей местный обо- грев преоптической области гипоталамуса вызывает расширение сосудов в крыльях, что увеличивает отдачу тепла; охлаждение ги- поталамуса оказывает обратное действие. Крысы, обученные при охлаждении нажимать на рычаг, делают то же самое и при охлаждении гипоталамуса термодом [75]. У бабуина местное охлаждение преоптической области гипота- ламуса вызывает мышечную дрожь, сужение сосудов, высвобожде- ние норадреналина и адреналина уменьшается и уровень 17-кето- Роидов плазмы; когда охлаждение прекращают, происходит рас- ширение сосудов. При обогревании того же участка высвобожде- ние норадреналина и адреналина уменьшается и уровень 17-кето- стероидов в плазме падает [136, 462]. У козы местное охлаждение переднего отдела гипоталамуса с помощью термодов активирует китовидную железу и симпатическую нервную систему; при этом Уисе через несколько минут возрастает содержание в плазме иода, связанного с белком. Перерезка ножки гипофиза предотвращает Развитие этих эффектов и блокирует действие норадреналина [7]. У кошек была исследована электрическая активность примерно Ысячи нейронов переднего отдела гипоталамуса; из них 60% не 12—1514
178 Глава 9 реагировали на местное изменение температуры, а из остальных нейронов 4/5 усиливали импульсацию при обогревании и Vs — при охлаждении [162]. У кролика 10% исследованных нейронов, на- ходившихся в 1—2 мм от средней плоскости гипоталамуса, реаги- ровали на температуру; из них 2/з отвечали повышением частоты разряда на обогрев и снижением — на охлаждение, а 7з давала обратную реакцию; было найдено несколько нейронов, у которых в узком диапазоне температур (не более чем на 2° выше или ниже температуры тела) частота разряда была пропорциональна темпе- ратуре [64, 188]. Локальное охлаждение преоптической области гипоталамуса вызывает дрожь или поведенческую реакцию, на- правленную на использование внешнего источника тепла (если он доступен для животного). У крыс с повреждениями гипоталамуса нарушено физиологическое повышение теплопродукции, но сохра- нены соответствующие поведенческие реакции [403, 404]. Очевидно, что термочувствительные нейроны широко распро- странены; при этом в координированных процессах терморегуля- ции могут участвовать как периферические рецепторы, так и ре- цепторы внутренних органов, спинного мозга и гипоталамуса. Ги- поталамус служит регуляторным центром, действующим через ве- гетативную и нейроэндокринную системы. Согласно одной из гипотез о механизме действия гипоталамуса [125], его реакции зависят от баланса между выделением норадре- налина и серотонина в промежуточном мозгу. У кошки, собаки или обезьяны введение в гипоталамус норадреналина вначале приво- дит к расширению кровеносных сосудов и падению температуры тела; серотонин оказывает противоположное действие — вызывает мышечную дрожь и повышение температуры тела. При тепловом воздействии содержание норадреналина в гипоталамусе возра- стает. В опытах на кроликах, овцах, козах, коровах и крысах по- лучена обратная картина: норадреналин вызывает гипертермию, а серотонин — снижение температуры тела [125]. Эффекты серо- тонина подробнее рассмотрены в другом месте (гл. 11). Согласно другой гипотезе, в критических участках мозга изме- няется соотношение между натрием и кальцием; в опытах с пер- фузией мозговых желудочков обезьяны увеличение концентрации Na приводило к повышению температуры тела, а увеличение кон- центрации Са — к ее понижению [340]. Гипотеза «точки включения», выдвинутая Хэммелом, состоит в том, что каждая данная регуляторная реакция (например, суже- ние сосудов) возникает при определенной пороговой температуре: R — Rq—Ar (^гт ^вкл.д)» где R— регуляторная реакция, выраженная в кал/(кг-ч); Rg— ис- ходный уровень; AR — коэффициент, положительный в случае теп- лоотдачи и отрицательный в случае теплопродукции, 7,ГТ’— темпе-
Температура 179 аТура гипоталамуса, Твкл. л— пороговая температура (которая служит точкой отсчета). реакция пропорциональна разности Тщ—TBKJ1.R. TBK3i.r может зависеть как от температуры кожи, так и от температуры внутрен- них органов. Например, 7ВКЛ для сужения сосудов может пони- жаться при высокой температуре тела или высокой внешней тем- пературе и повышаться при низких температурах тела или возду- ха. Таким образом, потеря тепла при испарении зависит и от Тгт, и от внешней температуры [153]. Для каждого регуляторного от- Вь1сокий Q/e Низким Qio Таламус Холодовые реце- пторы 1 Тепловые рецед пторы Афферентные волокна от кожи, идущие через таламус Дыхательная область ' (тепловая одышка) * Прессорно-депрессорная область, связанная с симпатической це- почкой (кожная вазоконстрикция) Скелетные мышцы (дрожь) ' Рис. 9-35. Схема возможной организации нейронных связей в терморегуляторном центре гипоталамуса [149]. Афферентные волокна от кожных рецепторов идут к нейронам, которые сами обладают раз- личной термочувствительностью. Эти нейроны в свою очередь воздействуют на центры, уп- равляющие дыханием, сосудистыми реакциями и мышечной дрожью. Каждый из этих цент- ров имеет свою собственную «установку» на поддержание определенного баланса между входными сигналами от терморецепторов. вета — тепловой одышки, дрожи или вазомоторных реакций — имеются свои точки включения (пороговые температуры). Порого- вые температуры преоптической области гипоталамуса могут изме- няться в зависимости от температуры кожи [230]. Предложены многочисленные модели терморегуляции в виде блок-схем [153, 160, 161, 446]. В каждой из этих моделей имеется регулируемая система (температура определенной области тела), от которой поступает сигнал обратной связи в регулятор, находя- щийся в гипоталамусе, и здесь происходит сравнение его с «точ- кой включения». После этого регулятор посылает сигналы, вызы- вающие такие реакции, которые переводят регулируемую систему в точку с минимальным сигналом обратной связи [148] (рис. 9-35). В технике используется четыре основных типа терморегули- РУющих устройств — двухпозиционные (on-off) регуляторы, систе- мь! пропорционального регулирования, регуляторы по скорости и интегральные регуляторы; все эти системы сравнивали с биологи- чкой терморегуляцией [160, 446]. Работа этих регуляторов опи- рается следующими уравнениями: 12»
180 Глава 9 а) двухпозиционный П>7’нач, Г=тах; т < т У=0- 1 т 2 нач’ * б) пропорциональный ^0 ~ ® (Тт ^нач)» в) регулятор по скорости г) интегральный h где Гт— регулируемая температура, 711ач— начальная, или задан- ная, температура, У — эффекторная реакция, (У1—Уо)—дифферен- циальная эффекторная реакция, а, [3, у — коэффициенты пропор- циональности. В качестве приближенных моделей биологической терморегуля- ции наиболее полезны системы двухпозиционного и пропорцио- нального регулирования [161]. Двухпозиционные модели могут быть использованы при описании поведенческих и физиологиче- ских терморегуляторных реакций типа «все или ничего» (напри- мер, когда ящерица переходит с освещенного солнцем участка в тень) [177]. Система пропорционального регулирования пригодна как модель управления теплопродукцией и потерей тепла при ис- парении [150]. Пропорциональный регулятор может обеспечить постоянную температуру тела, если Гнап изменяется в зависимости от температуры среды, внутренней температуры тела и состояния активности [150]. Изменение Тнач обратно пропорционально раз- мерам тела [179]. Зимняя спячка Существует целая гамма различных типов гипотермии — от ежесуточного оцепенения, при котором температура тела обычно снижается незначительно, до зимней или иной сезонной спячки, ко- торая может быть глубокой или неглубокой. Зимняя спячка отли- чается от кратковременного оцепенения тем, что ей обычно пред- шествуют «пробные» понижения температуры тела; кроме того, температура тела во время спячки может понижаться значительно больше, чем при оцепенении. Выход из обоих состояний осуществ- ляется путем выработки тепла в самом организме. Спячка обычно бывает один раз в году и наступает после ряда подготовительных процессов. Оцепенение может наступать ежедневно или при всЯ'
Температура 181' ком умеренном охлаждении и нехватке пищи. Биохимия и нейро- физиология обоих состояний пока не расшифрованы и, возможно, имеют разный характер. Во время зимней спячки терморегуляторная система организма переключается на более низкий уровень (часто около 2°C), а ра- бота большинства систем органов перестраивается так, что даже в относительно неактивном состоянии поддерживается гомеокинез. В настоящую спячку впадают лишь немногие млекопитающие — представители однопроходных, насекомоядных, грызунов и лету- чих мышей. Некоторые крупные млекопитающие, например медве- ди, длительное время обходятся без пищи, но продолжают поддер- живать температуру тела около 31 °C. Согласно одной из рассмот- ренных выше теорий терморегуляции, точки включения реакций,, служащих для сохранения тепла, могли бы в таких случаях пони- жаться под действием сигналов от ретикулярной активирующей системы мозга. При выходе из спячки периферическая теплопро- водность уменьшается, резко возрастает теплопродукция (особен- но в грудной клетке) и температура тела быстро повышается. Получены убедительные данные о существовании годичного цикла, лежащего в основе спячки. У сусликов (Citellus), которых, в течение двух лет содержали при постоянной температуре (0, 21 или 36°C) и 12-часовом фотопериоде, наблюдался одногодичный цикл изменений веса и потребления пищи. Животные, выдержи- ваемые при 0 или 21 °C, впадали в спячку, особенно при ограни- ченном количестве пищи. У других животных, содержавшихся в те- чение четырех лет при 12 или 3°С, также были обнаружены годич- ные циклы температуры тела и спячки. При постоянных внешних, условиях эти циклы были примерно на 15% короче календарного года [356, 357]. Имеются данные о том, что сыворотка крови сусликов, находя- щихся в состоянии зимней спячки, даже летом может вызвать спячку у животных-реципиентов [91]. Подготовка к спячке. У многих зимнеспящих животных, напри- мер у сусликов, осенью в организме накапливается жир, дыхатель- ный коэффициент становится больше 1,0 и идет интенсивный син- тез жира из углеводов. Другие животные, например хомячки Ме~ socricetus, не накапливают жира, но, помещенные на холод, начи- нают запасать корм и строить гнездо. На холоду (5 °C) у хомяков откладываются ненасыщенные жиры с более низкой точкой плав- ления. У ежей во время зимней спячки повышается содержание инсулина в крови, а щитовидная железа подвергается инволюции; инъекции тироксина могут задерживать наступление спячки. Вво- Дя хомяку питуитрин, можно вывести его из состояния зимней, спячки. Во время зимней спячки наблюдается истощение коры над- почечников, а животные с удаленными надпочечниками в спячку е впадают. Введение норадреналина во время зимней спячки не взывает реакции термогенеза. Зимняя спячка не связана с функ-
82 Глава 9 цией какой-либо отдельной эндокринной железы, но многие из этих желез имеют к ней какое-то отношение. У некоторых животных, например у хомяков, холод задержи- вает переход в состояние зимней спячки, который затем совер- шается постепенно; у других животных, таких, как карманчиковая мышь (Рего gnat has), подобной задержки нет; наконец, у третьих спячке ’предшествуют периодически возникающая мышечная дрожь, подъемы и падения температуры тела. Обычно температу- ра понижается медленно, со скоростью 2—4 град/ч, спады тем- пературы связаны с расширением периферических сосудов и уменьшением мышечного тонуса. При температуре тела 33—34 °C частота сокращений сердца резко снижается. Дыхание замедляет- ся постепенно, и дыхательная система все еще сохраняет чувстви- тельность к стимулирующему действию гипоксии. Состояние зимней спячки. При понижении температуры тела частота сердечных сокращений становится минимальной, а при температуре чуть ниже 3°С у большинства видов возникает арит- мия. У суслика в состоянии активности частота сокращений сердца равна 200—400 ударов в 1 мин, а у спящего — всего лишь 7—10. Интервал Р—Т электрокардиограммы удлиняется; атриовентрику- лярная блокада может приводить к десинхронизации сокращений предсердий и желудочков. Изолированные сердца животных, впа- дающих в зимнюю спячку, способны сокращаться при более низ- кой температуре (у суслика ниже 1 °C), чем сердца животных, не впадающих в спячку (у белки 13—16 °C) [299а]. Сокращения сер- дец ежа и хомяка прекращаются соответственно при 1,5 и 6,0 °C, .а крысы и кролика — при 16—18 °C. Если предсердия суслика охладить до 6 °C, потенциал покоя почти не изменится, а потенциал действия даже повысится, тогда как у кролика потенциал покоя уменьшается уже при температурах ниже 25 °C, а потенциал действия исчезает при тем- пературе ниже 17 °C [308]. Минутный объем сердца у суслика во время зимней спячки в 65 раз меньше, чем у активного животно- го [361]. Остановка сердца происходит у морской свинки при 13,4 °C, у крысы при 6, у бодрствующего хомяка при 10,2, а у хо- мяка в состоянии спячки при 1 °C [426]. У ежа (Erinaceus) при температурах ниже 6,4 °C блуждающий нерв почти не влияет на работу сердца и кровяное давление, а при согревании животного сердце не отвечает на раздражение блуждающего нерва, пока не будет достигнута температура 20 °C. В то же время при низкой температуре сохраняются некоторые реакции на ацетилхолин и адреналин [239]. Такая же нечувствительность сердца к раздра- жению блуждающего нерва во время спячки обнаружена у сус- .лика [300]. В изолированном препарате диафрагмальный нерв — диафрагма блокада нервно-мышечной передачи наступает при 10 (крыса), 5 (бодрствующий хомяк) и ниже 5°C (хомяк в со- стоянии спячки ) [441].
Температура 183 При охлаждении тела функции нервной системы не выключают- ся полностью. Активность коры у хомяка, судя по волнам ЭЭГ, прекращается при температуре около 19 °C, но некоторые корти- кальные реакции на раздражение периферических нервов могут наблюдаться даже при 9,1 °C. У суслика электрическая активность мозга сохраняется при снижении температуры тела до 12 °C, а у североамериканского лесного сурка — до 11 °C. У суслика при 5 °C еще можно обнаружить низкоамплитудные волны в коре,, а при температуре мозга 6,1 °C он способен издавать и восприни- мать звуки, настораживать уши и двигаться [447]. Хомяки при повреждении заднего отдела гипоталамуса утрачи- вают способность впадать в спячку. Суслики с повреждениями переднего гипоталамуса сохраняют эту способность, но не могут пробуждаться [404, 406]. Вдувание СО2 во время спячки повышает частоту дыхания, а затем и сокращений сердца; у хомяка такая стимуляция дыхания не приводит, однако, к пробуждению. У млекопитающих температура тела во время зимней спячки почти совпадает с температурой окружающего воздуха и иногда изменяется в соответствии с колебаниями последней. Температура толстых кишок и пищевода может быть на 2—3°С выше температу- ры воздуха. У суслика при внешней температуре 2 и 5,5° С температу- ра мозга равна соответственно 6 и 8,7 °C. Если температура возду- ха приближается к нулю, некоторые зимнеспящие животные (хо- мяк, лесной сурок, соня) имеют тенденцию удерживать темпера- туру тела около 2 °C, а потребление ими кислорода может увеличиться. Таким образом, они сохраняют некоторую способ- ность противостоять чрезмерному охлаждению. Многие зимнеспящие животные периодически пробуждаются; некоторые при этом едят и пьют. У меченых летучих мышей было обнаружено много индивидуальных различий в зимней двигательной активности. У сусликов периоды пробуждения составляют 7% времени зимней спячки; они повторяются в среднем 1 раз в 11 суток и длятся по нескольку часов. За один такой период животное расходует столь- ко же резервов организма, сколько за 10 суток спячки. Хомяки пробуждаются через каждые несколько дней. Интенсивность обмена во время спячки уменьшается в 20— 100 раз. У сурка она обычно составляет 2,8 ккал/(кг-ч), а в период спячки — всего лишь 0,09 ккал/(кг-ч). При этом дыхательный ко- эффициент имеет величину, характерную для обмена жиров. Не- смотря на низкую интенсивность метаболизма, животные во время спячки сильно теряют в весе. Например, у бурого кожана потеря Веса за 180 дней составляет 33%, а содержание жира уменьшается с 28 до 10% веса тела. У ежей, сусликов и сурков во время зимней спячки обнаружено пьтсокое содержание магния в сыворотке крови; то же самое най- дено у летучих мышей, находящихся в спячке при 13, но не при 20 °C, когда содержание магния оказывается нормальным..
384 Глава 9 Высокий уровень Mg не играет причинной роли в поддержании спячки, поскольку он сам по себе не препятствует пробуждению. У некоторых зимнеспящих видов сахар.крови удерживается на низком уровне, тогда как у других концентрация сахара вначале падает, а затем вновь поднимается до уровня, близкого к нормаль- ному. Число лейкоцитов может быть меньше обычного, гемато- крит слегка понижен. Свертывание крови замедлено — вероятно, вследствие уменьшения количества протромбина. Суслики и лету- чие мыши во время зимней спячки обнаруживают временную устойчивость к рентгеновскому облучению. Вначале эффект облу- чения почти незаметен, но спустя несколько дней, после пробуж- дения, происходит обычное снижение количества клеток крови. В срезах различных тканей суслика (за исключением печени) уровень эндогенного дыхания осенью выше, чем весной; ниже все- го он оказывается в тканях животных, находившихся в состоянии зимней спячки [158]. Срезы почек, взятых во время спячки, обна- руживают повышенную способность к глюконеогенезу и гликолизу, <с чем, возможно, связана наблюдаемая в этот период устойчивость к гипоксии [60, 61]. У суслика во время зимней спячки найдена также большая величина Qi0 для дыхания митохондрий печени, т. е. чувствительность их к температуре повышена [298]. Однако у хомяков измерения Qio для окислительного фосфорилирования в митохондриях сердца и для дыхания и гликолиза в ткани мозга не выявили существенных различий между периодами спячки и активности [440]. В то же время были отмечены различия в дей- ствии внемитохондриальных факторов между зимнеспящими и не- зимнеспящими видами. Дыхание митохондрий, выделенных из пе- чени крыс после 5—7 недель содержания животных при 5 °C, оставалось на обычном уровне, тогда как потребление кислорода гомогенатами (с добавкой сукцината) возрастало, а отношение P/О уменьшалось. В отличие от этого дыхание митохондрий из пе- чени бодрствующих хомяков, находившихся на холоде, оказыва- лось повышенным, а отношение Р/О — пониженным, тогда как во время зимней спячки наблюдалась обратная картина [298]. У вы- держиваемых на холоде крыс митохондрии бурой жировой ткани обнаруживают усиленное дыхание (опыты с добавкой сукцината), а чувствительность к стимулирующему действию АДФ при 5-у 15 °C уменьшается. В то же время митохондрии из бурой жировой ткани хомяков, выдерживаемых на холоде, или из печени сусли- ков, находившихся в состоянии спячки, обнаруживают при 5— 15 °C повышенную чувствительность к АДФ [298]. Приходится за- ключить, что не существует какой-то общей схемы метаболических различий между животными, впадающими и не впадающими в зимнюю спячку. Способность печени к липогенезу у хомяков вчетверо выше» чем у крыс. Когда хомяк пробуждается от спячки, интенсивность липогенеза у него быстро возрастает [104].
Температура 185 Очень существенно то, что зимнеспящие животные могут под- держивать нормальные ионные градиенты при низких температу- рах. Накапливается все больше данных о необычных свойствах клеточных мембран у этих животных. Способность сохранять нор- мальное распределение ионов ведет к тому, что клетки на холоду не набухают, проведение импульсов не блокируется, продолжается белковый синтез, по-прежнему происходит поглощение сахара и аминокислот. В поддержании ионных градиентов участвуют как пассивные перемещения ионов, так и механизмы активного пере- носа. Достоверно установлены различия в функции этих механиз- мов у животных, впадающих и не впадающих в зимнюю спячку, у зимнеспящих форм холод меньше подавляет перенос К+. Напри- мер, срезы почек суслика могут несколько дней сохранять нормаль- ную концентрацию калия, если хранить их при 3°С, тогда как срезы почек крысы в этих условиях теряют калий [493]. Срезы сердца и диафрагмы крысы при 6 °C набухают сильнее, чем срезы тех же органов хомяка или суслика [494]. Активное (т. е. чувстви- тельное к уабаину) поглощение калия эритроцитами при 5 °C со- храняется у суслика, но падает до нуля у морской свинки или че- ловека [259]. На+К+-АТФаза почек хомяка или головного мозга ежа, находящегося в состоянии зимней спячки, устойчива к холо- ду, тогда как у животных, не впадающих в спячку, этот фермент чувствителен к охлаждению. Ыа+К+-АТФаза почек хомяка во вре- мя спячки вдвое активнее, чем у бодрствующего хомяка (рис. 9-36), это говорит о компенсаторной акклимации вроде той, которая об- наружена у пойкилотермных животных (см. стр. 107). Вполне возможно, что свойства мембран гораздо более важны для выжи- вания зимнеспящих животных при низких температурах, чем осо- бенности энергетического обмена [495]. Пробуждение. Выход из состояния зимней спячки носит харак- тер быстрого пробуждения при самосогревании, начинающемся в области грудной клетки. Летучие мыши, находившиеся без пищи в холодильнике в течение 144 дней, были способны к полету уже через 15 мин после переноса в обычные условия. У суслика темпе- ратура тела может за 4 ч повысится с 4 до 35 °C, а лесная мы- чювка согревается со скоростью 1 град/мин. Пробуждение млеко- питающего протекает как процесс самосогревания, не требующий притока тепла извне. Сначала повышается температура грудной клетки, а затем — благодаря распределению крови — и темпера- тура передней половины тела. В задней половине тела сосуды сжимаются, и приток крови к грудным мышцам возрастает в 16 раз [239]. Быстро согревается бурая жировая ткань, находя- щаяся в грудной клетке; активируется окисление триглицеридов — од воздействием адренэргических симпатических нервов, а может Ь1ть, и косвенно, при участии АКГТ [422]. За первый час после Р°оуждения образование СО2 возрастает в 15 раз; дыхательный Оэффициент достигает 0,7, что говорит об использовании жиров.
Рис. 9-36. Влияние температуры на Na+K+'АТФазу животных, впадающих и не впадающих в зимнюю спячку (по С. Голдмэну и Дж. Уиллису). А. Активность фермента в срезах почки крысы (I), бодрствующего хомяка (II) и хомяка, находившегося в состоянии спячки (III) (в логарифмическом масштабе). Б. Отношение ак- тивности в мозгу хомяка во время зимней спячки к активности у бодрствующего животного.
Т емпература 187 [449]. Действительно, у суслика сразу после пробуждения обнару- жен повышенный обмен триглицеридов [449]. У летучей мыши температура бурой жировой ткани повышается быстрее, чем темпе- ратура сердца; в данном случае термогенез не связан с мышечной дрожью: пробуждение возможно у кураризированных животных, хотя и протекает замедленно. Однако у суслика и сони Glis бло- када мышечной дрожи сильно задерживает согревание. У летучей мыши Myotis уровень глицерина в крови повышается в этот период с 1,3 до 25 мг %• Блокада |3-адренорецепторов пропранололом вдвое увеличивает время, необходимое для пробуждения; на долю термогенеза, не связанного с дрожью, приходится 55% общей теп- лопродукции при пробуждении [186]. Частота сокращений сердца быстро возрастает; например, у су- слика во время спячки (при температуре тела 5 °C) она составля- ет 3 в 1 мин, а в период пробуждения увеличивается до 20 (при 8°C), затем до 200 (при 14°C) и 300 в 1 мин (при 20°C). Дыха- ние уже в самом начале становится регулярным, а затем учащает- ся. При выходе из спячки наблюдается метаболическое «перерегу- лирование»; например, потребление кислорода у хомяка возраста- ет с 0,5 до 8000 мл/(кг-ч), а позднее, после стабилизации темпе- ратуры, снижается до уровня около 5000 мл/(кг-ч). Электрическая активность коры больших полушарий заметно повышается при температуре около 20 °C. Сигнал к окончанию спячки поступает из вегетативной нервной системы, поэтому важно было бы иметь данные об электрической активности базальных ганглиев и ретику- лярной системы. Таким образом, животные, впадающие в зимнюю спячку, во многом отличаются от остальных млекопитающих. Для зимнеспя- щих животных характерны, например, отложение больших коли- честв бурого жира, способность клеточных мембран сохранять активность при низких температурах, малая чувствительность нер- вов к холоду, уникальные свойства многих ферментов и процессов белкового синтеза. При погружении в спячку наибольшее значе- ние имеет предполагаемая перенастройка центра терморегуляции,. а при пробуждении — активация симпатической нервной системы. Зимнюю спячку нельзя связать с функцией какой-либо одной си- стемы: по-видимому, существенно то, что зимнеспящие животные и на низких уровнях активности сохраняют интеграцию всех си- стем организма. Заключение Температура является мерой количества тепловой энергии Физическом теле. Температура отражает кинетическую энергию олекул в растворах и, таким образом, определяет скорость хими- еских реакций. Измерив скорость реакции при различных темпе-
.188 Глава 9 р атурах, можно вычислить энергию активации для данной реак- ции. При изучении таких сложных систем, как живые клетки, ценным показателем служит Qlo, хотя его величина зависит от температурного диапазона, концентрации субстрата и модулирую- щих факторов. Кроме того, с понижением температуры возрастает кажущееся сродство фермента к субстрату (Км) — может быть, вследствие большей стабильности фермент-субстратного комплек- са. Величины Км генетически детерминированы и имеют приспо- собительное значение в определенных температурных диапазонах, соответствующих условиям жизни данного организма. Температурные границы биологической активности тесно связа- ны со свойствами воды, денатурацией белков и физическим состоя- нием липидов. Внутриклеточное образование твердых кристаллов льда несовместимо с жизнью; замерзание внеклеточной воды при- водит к дегидратации клеток. Устойчивость животных к заморажи- ванию может быть обусловлена: 1) замещением части воды каким- либо органическим растворителем, например глицерином; 2) пони- жением точки замерзания вследствие повышения количества растворенных веществ (в этом отношении особенно эффективны некоторые гликопротеиды); 3) переохлаждением, которое стано- вится возможным благодаря органическим молекулам, связываю- щим водород; 4) устойчивостью к образованию льда, обусловлен- ной какими-то неизвестными свойствами клеточных мембран. В то же время гибель от холода наступает при температурах значитель- но выше точки замерзания: причиной ее может быть замедление процессов, доставляющих энергию, рассогласование различных ме- таболических реакций, центральные нервные нарушения или недо- статочное снабжение клеток кислородом, а также, несомненно, из- менение клеточных мембран, которые начинают «протекать» — отчасти в результате замедления работы ионных насосов. Высокие температуры могут быть неблагоприятными для жиз- ни или летальными вследствие денатурации ферментов (в экстре- мальных случаях), относительного ускорения одних реакций по сравнению с другими, создания неоптимальных температурных условий для отдельных реакций и «расплавления» липидов, осо- бенно в клеточных и митохондриальных мембранах, которые ста- новятся при этом свободно проницаемыми. Изолированные клетки и ткани выживают в более широком диапазоне температур, чем интактные животные, а для экстраги- рованных из тканей ферментов температурные границы еще шире. Как правило, узкий температурный диапазон активности интакт- ных животных зависит от центральной нервной системы. Однако причины нарушений нервной деятельности при высоких и низких температурах пока не установлены. Как для целых животных, так и для некоторых тканей температурные границы выживания могут изменяться в результате акклимации, которая, вероятно, ускоряет синтез специфических липидов и белков. Выработка холодоустои-
Температура 189 чивости у растений связана с целым рядом биохимических изме- нений. Кроме того, многие ферменты животных и микроорганизмов представлены генетически детерминированными вариантами, при- способленными к определенным температурным условиям. Нормальный ход биологических процессов в пределах «обыч- ного» диапазона внешних температур возможен благодаря много- образным компенсаторным механизмам. У пойкилотермных живот- ных температура тела изменяется вместе с температурой окружаю- щей среды, но «метаболические компенсации» позволяют им под- держивать относительно постоянный уровень активности в опре- деленных температурных границах. У гомойотермных животных сама температура тела относительно постоянна; в случае охлаж- дения интенсивность обмена у них повышается и доставляет орга- низму добавочное тепло. Кроме того, у некоторых представителей обеих этих групп встречаются компенсаторные реакции третьего типа: на холоде у них может наступать состояние диапаузы, оце- пенения или спячки. Приспособления, компенсирующие перегрев, носят более ограниченный характер и более специфичны для от- дельных групп животных, чем адаптации, компенсирующие охлаж- дение. Реакции организма на изменение внешней температуры можно разделить по их временному масштабу на три категории. К первой группе относятся прямые ответы, длительность которых может из- меряться минутами или часами; они состоят в непосредственном адаптивном ускорении или замедлении определенных процессов. Амплитуда таких прямых реакций зависит от величины и скорости изменения температуры, а характер ответа — от особенностей дан- ного животного. Вторую группу составляют более медленные реак- ции — процессы акклимации и акклиматизации, которые компен- сируют изменение внешней среды. И наконец, к третьей группе относятся генетические изменения: на протяжении многих поколе- ний может происходить отбор мутантов, более приспособленных к определенным температурным условиям. У пойкилотермных животных способность к акклимации может быть различной в зависимости от температурного диапазона, обыч- ного для данного вида, от гормонального баланса, от уровня пита- ния и от того, впадает ли данное животное на холоде в оцепенение или остается активным. Животные, обитающие в относительно по- стоянной среде, могут обладать меньшим «акклимационным по- тенциалом», чем виды, живущие в изменчивых условиях. Компен- саторные изменения характерны для ферментов, связанных с вы- работкой энергии; ферменты, участвующие в деградации метабо- литов, часто не обнаруживают компенсаторных изменений, а иног- да их активность изменяется в противоположном направлении. Пекулярные механизмы компенсации включают ускоренное об- овление белков (и, вероятно, РНК), избирательный синтез изо- ферментов с подходящими кинетическими свойствами и изменение И
190 Глава 9 модулирующих факторов, особенно фосфолипидов (повышение сте- пени их ненасыщенности на холоде). Предполагается, что как для устойчивости, так и для адаптации к температуре решающее зна- чение могут иметь мембранные липиды. У гомойотермных животных процесс акклимации включает: 1) изменения теплоизоляции (вазомоторные механизмы, подкож- ный жир, шерстный или перьевой покров); 2) изменение чувстви- тельности к гормональным регуляторам, особенно к гормонам над- почечников и щитовидной железы; 3) изменения активности неко- торых ферментов, пока еще мало изученные; 4) изменение общей чувствительности к экстремальным температурам. Холодовая ак- климация более эффективна, чем тепловая. Между пойкилотермными и гомойотермными животными нет резкой границы. Пойкилотермные животные не находятся в полной зависимости от Qi0. Многие из них способны к долговременной ме- таболической компенсации в условиях холода или тепла, некото- рые теряют активность при определенном снижении температуры, а некоторые (в особенности насекомые и рептилии) благодаря своим поведенческим реакциям могут поглощать тепло извне или рассеивать избыток тепла; у ряда пойкилотермных животных (главным образом ночных бабочек и крупных рыб) выработка тепловой энергии в мышцах делает возможным эндотермное повы- шение температуры тела. Иногда такого рода поведенческие или физиологические реакции запускаются благодаря наличию пери- ферических терморецепторов или способности нервной системы к непосредственному восприятию температуры. При этом некого- , рые структуры мозга могут обладать повышенной температурной чувствительностью. Подобным же образом многие гомойотермные животные могут «перенастраивать» свои терморегуляторы и со- хранять энергию на холоде, впадая в летаргическое состояние или зимнюю спячку. Терморецепторы у гомойотермных животных имеются и в коже, и в глубинных сосудах, и в центральной нерв- ной системе — в спинном мозгу и особенно в гипоталамусе. Иерар- хия терморегуляторных механизмов хорошо выявляется при тем- пературном стрессе. Широко распространенным способом пониже- ния температуры тела служит испарение влаги; однако у ряда животных возможно повышение температуры тела ради экономии ; воды. Необходимо подчеркнуть, что у всех животных в определенном диапазоне температур сохраняется координация функций различ- ных систем организма. У зимнеспящих животных головной мозг и сердечно-сосудистая система способны к упорядоченной работе и при 37, и при 5 °C. Стоит отказать одной системе (как это проис- ходит с мозгом животных, не впадающих в зимнюю спячку, при температуре ниже 25 °C) — и жизнь оказывается в опасности. При температурной компенсации у пойкилотермных животных проиС' ходит адаптивное изменение многих ферментных систем. Темпе- l
Температура 191 сатура — это такой физический параметр, который влияет на все биологические функции, и поэтому реакции на ее изменения и приспособления к этим изменениям носят многосторонний харак- тер. В процессе эволюции было отобрано огромное множество мутаций, способствующих выживанию в широком диапазоне внеш- них температур и расширению ареала того или иного вида. Фер- ментные системы «теплолюбивых» или «холодолюбивых» организ- мов приспособлены к работе соответственно при высоких или низ- ких температурах. СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ 1. Adams Р. A., Heath J. Е., Nature, 201, 20—21, 1964. Temperature regulation in sphinx moth Celerio. 2. Adams T., Covino B. G., J. Appl. Physiol., 12, 9—12, 1958. Racial variations in response to cold stress. 3. Adolph E., Origins of Physiological Adaptations. Academic Press, New York, 1968, 144 pp. Development of thermal tolerance. 4. Aleksiuk M., Comp. Biochem. Physiol., 39A, 495—504, 1971. Temperature-de- pendent metabolism of reptile Thamnophis. 5. Andersen K. L., Wilson O., Acta Univ. Lundensis, Sec. II, 1966. Nos. 11—20. Tolerance of men to cold in field conditions. 6. Anderson T. R., Comp. Biochem. Physiol., 33, 663—687, 1970. Temperature adaptation, membrane phospholipids in goldfish. 7. Andersson B. et al., Acta physiol, scand., 59, 12—33, 1963; 61, 182—191, 1963. Control of secretion of thyrotropic hormone and of catecholamines by heat loss center. 8. Andjus R. Symp. Soc. exp. Biol., 23, 351—394, 1969. Mammalian tolerance of low body temperature. 9. Andrews S., Levitt J., Cryobiology, 4, 85—89, 1967. Cryoprotective agents in protection against freezing. 10. Asahina E. In: Cryobiology, edited by H. T. Meryman, Academic Press, New York, 1966, pp. 451—486. Freezing and frost resistance in insects. 11. Ashwood-Smith M. J. In: Current Trends in Cryobiology, edited by A. U. Smith, Plenum, Press, New York, 1970, pp. 5—42. Resistance to freezing in microorganisms. 12. Augee M. L. et al., J. Mammal., 49, 446—454, 1968; 51, 561—570, 1970. Body temperature and torpor in echidna. 13. Baldwin B. A., Ingram D. L„ Physiol, and Behav., 2, 15—21, 1967. Behavioral thermal regulation in pigs. 14. Baldwin J., Hochachka P. W., Biochem. J., 116, 883—887, 1970. Interpretation of isozymes in thermal acclimation. 15. Baranska J., Wlodawer P., Comp. Biochem. Physiol., 28, 553—570, 1969. Effect of temperature on fatty acids and lipogenesis in frog tissues. 16. Barlow G. W., Biol. Bull., 121, 209—229, 1961. Metabolic differences in nor- them and southern populations of gobiids. 17. Barnard T., Skala J., Lindberg O., Comp. Biochem. Physiol., 33, 499—508, 509—528, 1970. Brown fat in developing rats. Barnes H., Barnes M., J. Exp. Marine Biol. Ecol., 4, 36—50, 1969. Effects of temperature on Ог consumption of barnacles. 19. Barnett L. B., Comp. Biochem. Physiol., 33, 559—578, 1970. Seasonal tempe- 10 rature acclimatization of house sparrow. ’ z,arnett Biol. Rev., 40, 5—51, 1965. Adaptations of mice to cold. u. Bartholomew G. A., Copeia, 241—250, 1966. Temperature relations of marine iguanas.
192 Глава 9 ___________________________ 21. Bartholomew G. A., Condor, 68, 523—536, 1966. Behavioral regulation of tem- perature in booby. „ „ , 22. Bartholomew G. A., Symp. Soc. Exp. Biol., 18, 7—29, 1964. Behavioral ther- mal regulation in desert animals. 23. Bartholomew G. A., Dawson W. R., Lasiewski R. C„ 1. vergl. Physiol., 70, 196—209, 1970. Thermal regulation and heterothermy in small flying 24. Bartholomew G. A., Hudson J. W., Physiol. ZooL, 35, 94—107, 1962. Tempera- ture relations of pygmy possums, Cercaertus. 25. Bartholomew G. A., Lasiewski R. C., Comp. Biochem. Physiol., 16, 573—582, 1965. Heating and cooling rates in marine iguana. 26. Bartholomew G. A., MacMillen R. E., Physiol. ZooL, 34, 177—183, 1961. Tem- perature regulation in kangaroo mouse. 27. Bartholomew G. A., Rainy M., J. Mammal., 52, 81—95, 1971. Regulation of body temperature in hyrax. 28. Bartholomew G. A., Tucker V. A., Physiol. ZooL, 36, 199—218, 1963. Tempera- ture control in agamid lizard. 29. Bartholomew G. A., Tucker V. A., Physiol. ZooL, 37, 341—354, 1964. Tempe- rature relations in varanid lizards. 30. Bartholomew G. A., Tucker V. A., Lee A. K., Copeia, 169—173, 1965. Thermal relations in Australian skink Tiliqua. 31. Bartholomew G. A. et al., Physiol. ZooL, 37, 179—198, 1964. Temperature re- lations of bats. 32. Battle H. L, Trans. Roy. Soc. Canad., 20, 127—143, 1926; also Contrib. Canad. Biol, and Fisheries, N. S., 4, 497—526, 1929. Lethal temperatures in relation reflexes of skste 33. Beamish F. W. H., Mookherji P. S„ Canad. J. ZooL, 42, 161—175, 1964. Routi- ne and standard metabolism in trout at different seasons. 34. Behrisch H. W., Hochachka P. W„ Biochem. J., 111, 287—295, 1969. Fructose diphosphatase in poikilotherms. 35. Berg K., Hydrobiologia, 5, 331—350, 1953. Temperature and metabolism of freshwater limpets. 36. Berkholz G., "L. wiss. ZooL, 174, 377—399, 1966. Temperature adaptation in ' fish Idas. 37. Bernstein M. H., Comp. Biochem. PhysioL, 38A, 611—617, 1971. Cutaneous and respiratory regulation of temperature, quail. 38. Bishop D. G., Still J. L., Lipid Res., 4, 87—90, 1963. Temperature and fatty acid metabolism in bacteria. 39. Blazka P., PhysioL ZooL, 36, 117—128, 1958. Metabolic depression in winter, crucian carp. 40. Bligh J., Envir. Res., 1, 28—45, 1967. Mechanism of sweat secretion. 41. Bligh J. et al., J. PhysioL, 176, 136—144, 1965. Telemetered temperatures in ungulates. 42. Bollinger R. E., McKinney С. O., J. exp. ZooL, 161, 21—28, 1966. Development of temperature tolerance in anuraris. 43. Bowler K., J. Cell. Comp. PhysioL, 62, 119—132, 133—146, 1963. Mechanisms of acclimation and heat death in Astacus. 44. Brattstrom В. H., Comp. Biochem. PhysioL, 24, 93—111, 1968. Thermal accli- mation of anurans at different latitudes and altitudes. 45. Brattstrom В. H„ Comp. Biochem. PhysioL, 35, 69—103, 1970. Thermal accli- mation in Australian amphibians. 46. Brett J. R„ Publ. Ontario Fish Res. Lab., 63, 1—49, 1944; J. Fish. Res. Bd. Canad., 9, 265—323, 1952; 21, 1183—1226, 1964; 22, 1491—1501, 1965; Quart. Rev. Biol., 31, 75—87, 1956. Lethal temperatures of freshwater fish. 47. Brett J. R., Amer. ZooL, 11, 99—113, 1971. Energetic responses of salmon to temperature. 48. Brett J. R., Higgs D. A., J. Fish. Res. Bd. Canad., 27, 1767—1779, 1970. Effect of temperature on gastric digestion in young salmon.
Температура 193 ~ ,о n-ock Т D„ Science, 158, 1012—1019, 1967. Life at high temperature. 50 ‘Brooks С. M., Koiaumi K., Malcolm J. L., J. Neurophysiol., 18, 205—216, 1955. Fffects of temperature on cat spinal cord. 5j Brown J. H., Bartholomew 0. A., Ecology, 50, 705—709, 1969. Energetics of toroor in kangaroo mouse. 52 Bruck K., Wunnenberg W., Pflug. Arch., 290, 167—183, 1966. Role of brown fat in thermal regulation of guinea pigs. 53 Brun J. L., Ann. Biol. Anim. Biochem. Biophys., 6, 127—158, 267—300, 439— 466, 1966. Adaptation to high temperatures in a nematode. 54. Brush A., Comp. Biochem. Physiol., 15, 399—421, 1965. Temperature relations of California quail. 55. Buetow D. E., Exp. Cell. Res., 27, 137—142, 1962. Effects of temperature on growth of Euglena. 56. Buffington J. D„ Comp. Biochem, Physiol., 30, 865—878, 1969. Temperature acclimation in Culex. 57. Bullard R. W., Dill D. B., Yousef M. K-, J. Appl. Physiol., 29, 159—167, 1970. Responses of burro to desert heat. 58. Bullock T. H., Fed. Proc., 12, 666—672, 1953. Pit viper perception of heat. 59. Burckhardt D., Biol. Zentralbl., 78, 22—62, 1959. Effect of temperature on crayfish stretch receptors. 60. Burlington R., Comp. Biochem. Physiol., 17, 1049—1052, 1966. Biochemistry of kidney from cold-exposed rats and hamsters. 61. Burlington R., Klein J., Comp. Biochem. Physiol., 22, 701—708, 1967. Gluco- neogenesis during hibernation and arousal. 62. Burlington R., Wiebers J. E., Comp. Biochem. Physiol., 17, 183—189, 1966. Glycolysis in heart of hibernators and nonhibernators. 62a. Bui wick R. E., personal communication. 63. Cabanac AL, Hammel T„ Hardy J. D., Science, 158, 1050—1051, 1967. Tempe- rature-sensitive units in lizard brain. 64. Cabanac AL, Stolwijk J. A., Hardy J. D., J. Appl. Physiol., 24, 645—652, 1968. Single unit responses in temperature center of rabbit brain. 65. Cade T. J. et al., Physiol. Zool., 38, 9—33, 1965. Temperature relations of finch. 66. Calder W. A., Comp. Biochem. Physiol., 30, 1075—1082, 1969. Temperature relations of water shrew. , 67. Calder IF. A., King J. R., Experientia, 19, 603—604, 1963. Evaporative cooling in zebra finch. 68. Calder IF. A., Schmidt-Nielsen K., Proc. Nat. Acad. Sci., 55, 750—756, 1966. Evaporative cooling and respiratory alkalosis in pigeon. 69. Caldwell R. S., Comp. Biochem. Physiol., 31, 79—93, 1969. Thermal compen- sation of respiratory enzymes, goldfish. 70. Caldwell R. S., Vernberg J. F., Comp. Biochem. Physiol., 34, 179—191, 1970. Temperature effects on lipid composition of fish mitochondria. 71. Carey F G„ Teal J. M„ Proc. Nat. Acad. Sci., 56, 1464—1469, 1966. Heat con- servation in tuna fish muscle. 72. Carey F. G., Teal J. M., Comp. Biochem. Physiol., 28, 199—204, 1969. Warm bodied sharks. 73. Carey F. G., Teal J. AL. Comp. Biochem. Physiol., 28, 205—213, 1969. Regula- tion of body temperature in tuna. 74. Carey F. G., Teal J. M„ Kanwisher J. IF., Lawson K. D„ Amer. ZooL, 11, 137— 145, 1971. Temperature regulation in tuna. 5. Carlisle H. J., Nature, 209, 1324—1325, 1966. Hypothalamic temperature-sen- sitive cells in rat. 76. Carpenter D. O., Comp. Biochem. Physiol., 35, 371—385, 1970. Temperature effects on membrane Na pump in Aplysia neurones. ‘i. Cassuto Y., Chaffee R. R. J., Amer. J. Physiol., 210, 423—426, 1966. Effect of heat on cell metabolism of hamster. °- Chaffee R. R. J. et al., Lipids, 5, 23—29, 1970. Temperature effects on enzymes of brown fat. 13—1514
194 Глава 9 79. Chapman. D. In: Thermobiology, edited by A. H. Rose, Academic Press, New York, 1967, pp. 123—146. Effect of heat on cell membranes. 80. Chatfield P. O., Lyman С. P„ Irving L., Amer. J. Physiol., 172, 639—644, 1953. Temperature adaptations of nerves in leg of gull. 81. Cheverie J. C., Lynn W. G., Biol. Bull., 124, 153—162, 1963. High temperature tolerance, thyroid activity of teleosts. 82. Chew R. M., Lindberg R. G., Hayden P„ Comp. Biochem. Physiol., 21, 487— 505, 1967. Temperature regulation in mouse Perognathus. 83. Cloudsley-Thompson J. L., Ann. Rev. EntomoL, 7, 199—222, 1970. Thermal relations of insects. 84. . Colhoun E. H., Entomol. Exp. AppL, 3, 27—37, 1960. Acclimation to cold in 85. Crawford E. C„ Kampe G„ Amer. J. Physiol., 220, 1256—1260, 1971. Respon- ses of lizard to temperature changes. 85a. Crawford E. C., Lasiewski R. C., Condor, 70, 333—339, 1968. Water loss and body temperature of large birds. 86. Crawford E. C., Schmidt-Nielsen K., Amer. J. Physiol., 212, 347—353, 1967. Temperature regulation and evaporative cooling in ostrich. 87. Das A. B., Comp. Biochem. Physiol., 21, 469—485, 1967. RNA and protein turnover in cold acclimation. 88. Das A. B., Prosser C. L., Comp. Biochem. Physiol., 21, 444—467, 1967. Protein synthesis. 89. Davies P. S., Walkey M., Comp. Biochem. Physiol., 18, 415—425, 1966. Tempe- rature effects on metabolism of cestodes. 90. Davydoff A. F„ Makarova A. R., Fed. Proc. Trans. Suppl., 24, T563—T566, 1964. Newborn seals entering water. 91. Dawe A. R., Spurrier W. A., Science, 163, 298—299, 1969. Hibernation indu- cing factor in blood of ground squirrel. 92. Dawson T. J., Denny M. S., Hulbert A. J., Comp. Biochem. Physiol., 31, 645— 653, 1969. Thermal balance in marsupial Macropus. 93. Dawson T. J., Hulbert A. J., Amer. J. Physiol., 218, 1233—1238, 1970. Meta- bolism, body temperature, and surface area of Australian marsupials. 94. Dawson W. R., Evans F. C., Condor, 62, 329—340, 403—405, 1960. Deve- lopment of temperature regulation in young vesper sparrow. 95. Dawson W. R. In: Lizard Ecology: A Symposium, edited by W. W. Milstead, University of Missouri Press, Columbia, Mo., 1967, pp. 230—257. Temperature relations of lizards. 96. Dawson W. R., Fisher C. D„ Condor, 71, 49—53, 1969. Responses to tempera- ture changes by nightjar Eurostopodius. 97. Dawson W. R., Schmidt-Nielsen K. In: Handbook of Physiology, Sec. 4, edited by D. B. Dill et al. Amer. Physiol. Soc., Washington, D. C., 1964, pp. 481—492. Terrestrial animals in dry heat. 98. Dawson W. R., Tordoff H. B„ Condor, 61, 388—395, 1959; Auk, 81, 26—35, 1964. Metabolism in relation to temperature in evening grosbeak and cross- bills. 99. Dawson W. R., Templeton J. R„ Physiol. Zool., 36, 219—236, 1963; Ecology, 47, 759—765, 1966. Physiological responce to temperature in lizards. 100. Dean H. K., Hilditch T. P., Biochem. J., 27, 1950—1956, 1933. Body fat in Pig- 101. Dean J. M., Comp. Biochem. Physiol., 29, 185—196, 1969. Metabolism of ther- mally acclimated trout. 102. Dehl R. E., Science, 170, 738—739, 1970. Water content of collagen fibers. 103. Dehnel P. A., Biol. Bull., 118, 215—249, 1960. Temperature and salinity effects on metabolism of crabs. 104. Denyes A., Baumberg J., Ann. Acad. Sci. Fenn. A. IV 71/9, 131—139, 1964. Lipogenesis of cold and hibernating hamsters. 105. Depocas F., Canad. J. Physiol. Pharmacol., 44, 875—880, 1966. Cytochrome C in rat muscles.
Температура 195 infi DeVries A. L., Science, 172, 1152—1155, 1971; also DeVries A L S. К Ko- matsu and R. E. Feeney, J. Biol. Chem., 245, 2901—2908, 1970. Chemistry of' anti-freeze glycoproteins from Antarctic fishes. 106a DeVries A. L. In: Fish Physiology, Vol. 6, edited by W. S. Hoar and D J- Randall, Academic Press, New York, 1971, pp. 157—190. 107. DeVries A. L„ Wohlschlag D. E„ Science, 163, 1073—1075, 1969. Freezing resistance of Antarctic fishes. , , . 108. DeWitt С. B., Physiol. Zool., 40, 49—66, 1967. Thermoregulation in desert iguana Dipsosaurus. 109. Dingley F., Smith J. M., J. Insect. Physiol., 14, 1185—1194, 1968. Temperature acclimation in Drosophila. 110 Doebber G. F., Cryobiology, 3, 2—11, 1966. Cryoprotective compounds. Ill’ Dorsett D. A., J. Exp. Biol., 39, 579—588, 1962. Preparation for flight by hawk moths. 112. Drury D. E., Eales J. G„ Canad. J. Zool., 46, 1—9, 1968. Temperature influence on thyroid activity in brook trout. 113. Dryner R. L., Paulsund J. R., Brown D. J., Mavis Lipids, 5, 15—22, 1970. Oxidation of fatty acids by brown fat. 114. Dunlap D. G., Comp. Biochem. Physiol., 38A, 1—16, 1971. Metabolism-tempe- rature curves in frog Acris. 115. Eagan C. J., Int. J. Biometeor., 10, 293—304, 1966. Effect of cold on circula- tion in fingers of Eskimos and whites. 116. Edney E. B., Physiol. Zool., 37, 364—394, 1964. Acclimation to temperature in terrestrial isopods. 117. Edney E. B., Barrass R., J. Insect Physiol., 8, 469—481, 1962. Body tempera- ture of tsetse fly. 118. Edwards G. A., Nutting W. L., Psyche, 57, 33—44, 1950. Metabolism of fi- rebrat and snow cricket. 119. Ekberg D. R., Biol. Bull., 114, 308—316, 1958. Temperature acclimation and tissue metabolism, goldfish. 120. Ekberg D. R., Comp. Biochem. Physiol., 5, 123—128, 1962. Anaerobic and me- tabolism of carp gills in relation to temperature. 121. Esch H., Z. vergl. Physiol., 43, 305—335, 1960. Temperature relations of ho- neybee. 122. Evans R. M., Purdie F. C., Hickman С. P., Canad. J. Zool., 40, 107—118, 1962. Temperature effects on metabolism of rainbow trout. 123. Evans W. G., Nature, 202, 211, 1964. Infrared receptors in buprestid beetles. 124. Evans W. G., Ann. Entomol. Soc. Amer., 59, 873—876, 1966. Infrared receptors in beetles. 125. Feldberg W. et al., Nature, 200, 1325, 1963; also J. Physiol., 191, 501—515, 1967; 197, 221—231, 1968. Regulation of body temperature by monoamines in hypothalamus. 126. Fraenkel G., Ecology, 42, 604—616, 1961. Resistance to high temperatures in anail Littorina. 127. Fraenkel G., Gunn D. L., Orientation of Animals. Dover Press, New York, 1961. 128. Freed J. M., Comp. Biochem. Physiol., 14, 651—659, 1965. Temperature accli- mation of cytochrome oxidase in goldfish. 129. Freed J. M., Comp. Biochem. Physiol., 39B, 747—764, 765—774, 1971. Phosphofructokinase in temperature adaptation. 130. Freeman В. M., Comp. Biochem. Physiol., 33, 219—230, 1970; 34, 871—881, 1970. Thermoregulation in quail and other fowl. 131. Fry F. E. J., Publ. Ontario Fish. Res. Lab., 66, 1—35, 1946; 68, 1—52, 1947. Environmental effects on activity of fish. !32. Fry F. E. J., Brett J. R., Clawson G. H„ Rev. Canad. Biol, 1, 50—56 1942 Lethal temperatures vor young goldfish. 3. Fry F. E. J Hart J. S., J. Fish. Res. Bd. Canad, 7, 169—175, 1949. Swimming speed of goldfish at different temperatures. 13»
1 196 Глава 9 134. Fulco A. J., Biochem. Biophys. Acta, 218, 558—560, 1970. Induction of fatty acid desaturation by temperature in bacteria. 135. Funkhouser G. E., Higgins E. A., Adams T., Snow С. C., Life Sci., 6, 1615— 1620, 1967. Response of savanna baboon to heat. 136. Gale С. C„ Jobin M., Proppe D. W., Hotter D„ Fox H„ Amer. J. Physiol., 219, 193—201, 1970. Endocrine responses to hypothalamic cooling in baboons. 137. Galster VF. A., Morrison P., Amer. J. PhysioL, 218, 1228—1232, 1970. Carbo- hydrate changes during hibernation in ground squirrel. 138. Gatt S„ Science, 164, 1422—1423, 1969. Thermal lability of galactosidase from salmon liver. 139. Goris R. C., Nomoto M., Comp. Biochem. Physiol., 23, 879—892, 1967. Infra- red reception by facial pits of crotaline snakes. 140. Grainger J. N. R., Comp. Biochem. PhysioL, 29, 665—670, 1969. Heat death in terrestrial snail Arianta. 141. Greer G. L., Gardner D. R., Science, 169, 120—122, 1970. Temperature-sensi- tive neurones in brain of brook trout. 142. Guieu J. D., Hardy J. D., J. Appl. PhysioL, 29, 675—683, 1970. Effect of tem- perature change of spinal cord on hypothalamic neurones in rabbit. 143. Guillory R. J., Racker E., Biochim. Biophys. Acta, 153, 490—493, 1968. Brown fat oxidation. 144. Gustavson К. H., Chemistry and Reactivity of Collagen. Academic Press, New York, 1956, 342 pp. 145. Hainsworth F. R., Wolf L. L-, Science, 168, 368—369, 1970. Metabolism and body temperature in torpor, hummingbird. 146. Halcrow K., Boyd M., Comp. Biochem. PhysioL, 23, 233—242, 1967. Metabo- lism of Gammarus. 147. Hamby R., Ph. D. Thesis, Univ. Chicago, 1969. Heat coma in intertidal snails. 148. Hammel H. T., Spec. Rep. Univ. Missouri Agric. Exp. Station, 73, 1—34, 1966. Theory of temperature regulation in mammals. 149. Hammel H. T. In: International Symposium on Natural Mammalian Hiberna- tion 1965; Mammalian Hibernation III, edited by К. C. Fisher, American Else- vier Publ. Co., New York, 1968, pp. 86—96. Theory of temperature regula- tion. 150. Hammel H. T., Ann. Rev. PhysioL, 30, 641—710, 1968. Regulation of internal body temperature. 151. Hammel H. T. In: Physiological Controls and Regulations, edited by W. S. Yamamoto and J. R. Brobeck, W. B. Saunders Company, Philadelphia, 1965, pp. 71—97. Neurons and temperature regulation. 152. Hammel H. T„ Caldwell F. T„ Abrams R. M., Science, 156, 1260—1262, 1967. Regulation of body temperature in lizard Tiliqua. 153. Hammel H. T., Jackson D. C., Stolwyk J. A. J., Hardy J. D., Stromme S. B., J. Appl. PhysioL, 18, 1146—1154, 1963. Temperature regulation by hypothala- mic control center. 154. Hammel H. T., Stromme S. B., Myhre R., Science, 165, 83—85, 1969. Beha- vioral thermal regulation in Arctic sculpins. 155. Hanec W., J. Insect PhysioL, 12, 1443—1449, 1966. Cold hardiness in tent ca- terpillar Malacosoma. 156, Hanegan J. L., Heath J. E., J. Exp. Biol., 53, 349—362, 1970. Control ol body temperature in moth Hyalophora. 157. Hannon J. P., Fed. Proc., 19, 100—105, 1960. Intermediary metabolism in cold- acclimated rat. 158. Hannon J. P„ Larson A. M., Amer. J. PhysioL, 203, 1055—1061, 1962. Fatty acid metabolism in thermogenesis of cold-acclimated rat. 159. Hanson R. C„ Stanley J. G„ Comp. Biochem. PhysioL, 33, 871—879, 1970. Hypophysectomy and thermal acclimation in mud minnow. 160. Hardy J. D., PhysioL Rev., 41, 521—605, 1961. Thermoregulating center in mammalian brain.
Температура 197 iri Hardy J- D. In: Physiological Controls and Regulations, edited by W. S. Yama- 101 ’ moto and J. R. Brobeck, W. B. Saunders Comnapy, Philadelphia, 1965, DD 98—Ц6. The «set-point» concept in temperature regulation. 162 Hardy J. D., Helion R. F., Sutherland R., J. Physiol., 175, 242—253, 1964. Tem- perature-sensitive neurones in dog hypothalamus. 163 Hart I- S" sYmP- Soc- Exp. I8> 31—48, 1964. Insulative and metabolic adaptation to cold in vertebrates. 164^ Hart J. S., Publ. Ontario Fish. Res. Lab., 72, 1—79, 1952. Lethal temperatures of fish from different latitudes. 165. Hart J. S., Physiol. Zool., 35, 224—236, 1962. Seasonal acclimation in small birds. 166. Hart J. S., Pohl H., Tener J. S., Canad. J. Zool., 43, 731—744, 1965. Seasonal acclimatization in hare. 167. Haschmeyer A. E. V., Proc. Nat.'Acad. Sci., 62, 128—135, 1969. Synthesis of polypeptide chains in temperature acclimation of Opsanus. 168. Haschmeyer A. E. V., Biol. Bull., 135, 130—140, 1968; Comp. Biochem. Phy- siol., 28, 535—552, 1969. Protein synthesis by liver in temperature acclimation of toadfish. 169. Haschmeyer A. E. V., Biol. Bull., 136, 28—32, 1969. Oxygen consumption in temperature acclimation of toadfish. 170. Hayward J. S., Lyman С. P. In: International Symposium on Natural Mam- malian Hibernation 1965; Mammalian Hibernation III, edited by К. C. Fisher, American Elsevier Publ. Co., New York, 1968, pp. 346—355. Nonshivering heat production in arousal from hibernation. 171. Hazel J., Prosser C. L., Z. vergl. Physiol., 67, 217—228, 1970. Interpretation of inverse acclimation to temperature. 172. Hazel J., Ph. D. Thesis, University of Illinois, 1971. Effects of mitochondrial lipids on succinic dehydrogenase. 173. Heath J. E., Univ. Calif. Publ. Zool., 64, 97—134, 1965. Temperature regula- tion by behavior in horned lizards. 174. Heath J. E. In: Evolution and Environment, edited by E. T. Drake, Yale Uni- versity Press, New Haven, Conn., 1968, pp. 259—278. Evolution of thermal regulation. 175. Heath J. E., The Physiologist, 13, 399—410, 1970. Theory of behavioral regu- lation of temperature in poikilotherms. 176. Heath J. E., Adams P. A., J. Exp. BioL, 47, 21-—33, 1967. Regulation of heat production by large moths. 177. Heath J. E. et al., Amer. Zool., 11, 147—158, 1971. Behavioral thermoregula- tion in insects. 178. Heath J. E., Josephson R. R., Biol. Bull., 138, 272—285, 1970. Body tempera- ture and singing in katydids. 179. Heath J. E., Williams A., Mills S., Int. J. Biometeor., 15, 254—257, 1971. Hy- pothalamic thermosensitivity. 180. Heath W. G„ Science, 142, 486—488, 1963. Thermoperiodism in trout. 181. Heatwole H., Ecol. Monogr., 40, 425—457, 1970. Thermal regulation in desert dragon Amphibolurus. 182. Hebb C., Morris D., Smith M. W., Comp. Biochem. Physiol., 28, 29—36, 1969. Acetyl transferase in brain of goldfish from different temperatures. 183. van Heel W. H. D., Experientia, 12, 75—77, 1956. Temperature effect on pitch discrimination in minnow, Phoxinus. 184. Heinrich B., Science, 168, 580—582, 1970. Thoracic temperature in free flying moths. 185. Heinrich B., J. Exp. Biol., 54, 141—152, 1971. Temperature regulation of sphinx moth Manduca. 186. Heldmaier G., Z. vergl. Physiol., 63, 59—84, 1969. Heat production in bat Myotis. 187. Heldmaier G., Z. vergl. Physiol., 73, 222—240, 1971. Calorigenic responses to noradrenaline.
198 Глава 9 188. Helion R. F., J. Physiol., 193, 381—395, 1970. Thermal stimulation of hypo thalamic neurones in rabbit. 189. Hensel H., Z. vergl. Physiol., 37, 509—526, 1955; Pfliiger. Arch., 263, 48—53, 1956. Temperature sensitivity of ampullae of Lorenzini. 190. Hensel H., Pfliiger. Arch., 313, 150—152, 1969. Cutaneous heat receptors in primates. 191. Hensel H., Kenshalo D. R., J. Physiol., 204, 99—112, 1969. Warm receptors in nasal region of cat. 192. Hensel H., Zotterman У., Acta Physiol. Scand., 22, 96—105, 106—113, 1951; 23, 291—319, 1951. Heat and cold receptors. 193. Henshaw R. E., Folk G. E., Physiol. Zool., 39, 223—236, 1966. Thermal regu- lation in seasonally changing climate, bats. 194. Heroux O., Fed. Proc., 22, 789—794, 1963. General patterns of temperature adaptation in mammals. 195. Herreid C. F., Kessel B., Comp. Biochem. Physiol., 21, 405—414, 1967. Ther- mal conductance in birds and mammals. 196. Heusner A., Stussi T., Insectes Sociaux, 11, 239—265, 1964. Energy metabolism of bee. 197. Hildwein G., Arch. Sci. Physiol., 24, 55—71, 1970. Seasonal thermoregulation in tenrec. 198. Hildwein G., Champigny O., Arch. Sci. Physiol., 21, 45—58, 1967. Thermore- gulation of hairless rats. 199. Himms-Hagen J., Canad. J. Physiol. Pharmacol., 49, 545—553, 1971. Effect of tetracycline on noradrenaline action on brown fat. 200. Hoar W. S., Eales J. G., Canad. J. Zool., 41, 653—669, 1963. Thyroid and tem- perature resistance in goldfish. 201. Hochachka P. W., Arch. Biochim. Biophys., Ill, 96—103, 1965. LDH isozymes in temperature adaptation of goldfish. 202. Hochachka P. W., Comp. Biochem. Physiol., 25, 107—118, 1968. Glucose and acetate metabolism in temperature adaptation. 203. Hochachka P. Hayes F. R., Canad. J. Zool., 40, 261—270, 1962. Tempera- ture acclimation and pathways of glucose metabolism in trout. 204. Hochachka P. II7., Lewis J. K-, J. Biol. Chem., 245, 6567—6573, 1970. Enzyme variance in thermal acclimation. 205. Hochachka P. W., Lewis J. K., Comp. Biochem. Physiol., 39B, 925—934, 1971. Effects of temperature and pH on fish LDH. 206. Hochachka P. II7., Somero G. N., Comp. Biochem. Physiol., 27, 659—668, 1968. Adaptation of enzymes to temperature. 207. Hochachka P. W. In: Fish Physiology, Vol. I, edited by W. S. Hoar and D. J. Randall, Academic Press, New York, 1970, pp. 351—389. Adaptation of enzymes to temperature. 208. Hodgkin A. L., Katz B., J. Physiol., 109, 240—249, 1949. Effect of temperatu- re on action potentials in squid giant axon. 209. Horowitz B. A., Nelson L., Comp. Biochem. Physiol., 24, 385—394, 1968. Mi- tochondrial respiration in hibernator and nonhibernator. 210. House H. L. et al., Canad. J. Zool., 36, 629—632, 1958. Effect of diet on tem- perature resistance, insects. 211. Howell B. J., Baumgartner F. W., Bondy K., Rahn H„ Amer. J. Physiol., 218, 600—606, 1970. Acid-base balance as a function of body temperature. 212. Howell T. R., Bartholomew G. A., Auk, 78, 343—354, 1961; Condor, 63, 185— 197, 1961. Temperature regulation in petrels and shearwaters: incubation tem- perature of albatross. 213. Hsieh A. C. L., J. Physiol., 169, 851—861, 1964. Metabolism of cold-adapted rats. 214. Hsieh A. C. L. et al., Fed. Proc., 25, 1205—1212, 1966. Metabolic effects of noradrenaline in cold-adapted rats. 215. Hudson J. W. In: International Symposium on Natural Mammalian Hiberna- tion 1965; Mammalian Hibernation III, edited by К. C. Fisher, American Else-
Температура 199 216. 217- 218. 219. 220. 221. 222. 223. 224. 225. 226. 227. 1964. vier Publ. Co., New York, 1968, pp. 30—40. Patterns of torpidity in small Sn/. W., Ann. Acad. Sci. Fenn. A. IV, 71/15, 217-233, 1964. Tempera- ture regulation in ground squirrel. Hudson J. W., Brush A. H., Comp. Biochem. Physiol., 12, 157—170, Comparative metabolic study of quail and dove. Hudson J. IF., Kjmsey S. L., Comp. Biochem. Physiol., 17, 203—217, Metabolism and temperature regulation in house sparrow. Hudson J. IF., Rummel J. A., Ecology, 47, 345—354, 1966. Temperature 1966. regu- lation of primitive rodent, Liomys. Hull P., Segall M. M., J. Physiol., 181, 449—457, 468—477, 1965. Brown fat in heat production of newborn rabbit. Hutchinson V. M., Dowling H. G., Vinegar A., Science, 151, 694—696, 1966. Thermal regulation in brooding Indian pythons. lampietro P. F. et al., J. Appl. Physiol., 15, 632—634, 1960. Heat production from shivering. Iggo A., J. Physiol., 200, 403—430, 1969. Cutaneous thermal receptors in mammals. Irving L., J. Appl. Physiol., 9, 414—420, 1956. Temperature of skin in pig. Irving L., Peyton L. J. Bahn С. H., Peterson R. S., Physiol. ZooL, 35, 275— 284, 1962. Temperature regulation in fur seal. Irving L., Schmidt-Nielsen K., Abrahamson N. S., Physiol. ZooL, 30, 93—105, 1957. Melting points of animal fats in cold climates. Ishiko N., Loewenstein W. R., J. Gen. PhysioL, 45, 105—124, 1961. Effects of temperature on pacinian corpuscles. 228. Jackson D. C., Schmidt-Nielsen K., Proc. Nat. Acad. Sci., 51, 1192—1197, 1964. Temperature relations of kangaroo rat. 229. Jacobson E. R., Whitford W. G„ Comp. Biochem. PhysioL, 35, 439—449, 1970. Effect of acclimatization on responses to temperature in snakes. 230. Jacobson F. H., Squires R. D., Amer. J. PhysioL, 218, 1575—1582, 1970. Ther- mal regulation center in brain of cat. 231. Jankowsky H. D., Helg. wiss. Meeresunters., 13, 402—407, 1966. Metabolism and temperature adaptation of eel. 231a. Jankowsky H. D., Personal communication. Metabolic acclimation in golden orfe. 232. 233. 234. 235. 236. 237. 238. 239. 240. 241. 242. 243. Jansky L., Canad. J. Biochem., 41, 1847—1854, 1963. Cytochrome oxidase in cold- and warm-acclimated rats. Jansky L., Hart J. S., Canad. J. Biochem., 41, 953—964, 1963. Nonshivering thermogenesis in cold-acclimated rats. Jansky L. et al., PhysioL Bohemoslov., 16, 366—371, 1967. Noradrenaline thermogenesis in rats. Javaid M. У., Anderson J. M., J. Fish. Res. Bd. Canad., 24, 1507—1513, 1967. Thermal acclimation and temperature selection in salmon trout. Jensen D., Comp. Biochem. PhysioL, 41A, 685—695, 1972. Effect of cooling on frog endplate. Jessen C„ Simon E., Rullman R., Experientia, 24, 694—695, 1968. Interaction of spinal and hypothalamic temperature detectors in dog. Johansen K., PhysioL ZooL, 34, 126—144, 1961. Temperature regulation in armadillo, Dasypus. Johansen R., Frog J., Reite O., Ann. Acad. Sci. Fenn. A. IV, 71/17, 245—253, 1964. Nervous control of heart in hypothermic regulator. Johnson H. D. et al., Univ. Missouri Coll. Agric. Res. Bull., 683, 1—31, 1958. Temperature tolerance of cattle. Johnson R. E„ Comp. Biochem. PhysioL, 24, 1003—1014, 1968. Temperature regulation in ptarmigan. Johnston P. V., Roots B. J., Comp. Biochem. PhysioL, 11, 303—310, 1964. brain lipid fatty acids and temperature acclimation. Josse J., Harrington W. F., J. Molec. Biol., 9, 269—287, 1964. Composition of collagen as a function of temperature.
00 Глава 9 244. Jungreis А. М., Comp. Biochem. Physiol., 24, 1—6, 1968. Glycogen and long- term temperature acclimation in crayfish. 245. Jungreis A. M., Hooper A. B., Comp. Biochem. Physiol., 26, 91—100, 1968. Cold resistance adaptation in crayfish. 246. Kahl M. P., Physiol. Zool., 36, 141—151, 1963. Thermal regulation in wood stork. 247. Kammer A. E., Z. vergl. Physiol., 68, 334—344, 1970. Thoracic temperature and flight in monarch butterfly. 248. Kanungo M., Prosser C. L„ J. Cell. Comp. Physiol., 54, 259—263, 265—274, 1960. Biochemical changes in temperature acclimation, goldfish. 249. Kanwisher J., Topics in the Study of Life in the Sea. Harper and Row, New York, 1970, pp. 209—214. Temperature regulation in marine mammals. 250. Kanwisher J. In: Cryobiology, edited by H. T. Meryman, Academic Press, New York, 1966, pp. 487—494. Freezing in intertidal animals. 251. Karow A. M„ Webb W. A., Cryobiology, 2, 99—108, 1965. Tissue freezing. 252. Kayser C., Rev. Canad. Biol., 16, 303—389, 1957; Ann. Rev. Physiol., 19, 83—120, 1957. Hibernation. 253. Keister M„ Back J., J. Insect Physiol., 7, 51—72, 1961. Temperature and respi- ration in Phornrm 254. Kemp P., Smith M. W., Biochem. J., 117, 9—15, 1970. Effect of temperature on fatty acid composition in goldfish. 255. Kempner C. L., Science, 142, 1318—1319, 1963. Upper temperature limits of life. 256. Kendeigh S. C., Wilson Bull., 81, 441—449, 1969. Energy responses of birds to thermal environment. 257. Kerkut G. A., Taylor B. J. R., Nature, 178, 426, 1956; J. Exp. Biol., 34, 486— 493, 1957; Behaviour, 13; 259—279, 1958. Effects of temperature on nervous system of cockroach, slug, and crayfish. 258. Kibler H. H., Silsby H. D., Johnson H. D., J. Geront., 18, 235—239, 1963. Cold acclimation in rats. 259. Kimzey S. L„ Willis J. S., J. Gen. Physiol., 58, 620—633, 634—649, 1971. Re- sistance of red blood cells to loss in hibernation and in cold storage. 260. King J. R., Comp. Biochem. Physiol., 12, 13—24, 1964. Oxygen consumption and body temperature in whitecrowned sparrow. 261. Kinne O., Oceanogr. Marine Biol. Ann. Rev., 1, 301—340, 1963. Effects of temperature and salinity on invertebrates. 262. Kinne O., Kinne E. M„ Canad. J. Zool., 40, 231—253, 1962. Development of fish embryos at different temperatures. 263. KHcka J. K., Physiol. Zool., 38, 177—189, 1965. Physiological effects of ACTH, TSH, and thyroid hormones in goldfish. 264. Kluger M. J., Heath J. E., Comp. Biochem. Physiol., 32, 219—226, 1970. Ther- mal regulation by bat wing. 265. Knipprath W. G., Mead J. F., Lipids, 3, 121—128, 1968. Temperature effects on fatty acids in goldfish. 266. Kodama A. M., Pace N., Fed. Proc., 22, 761—765, 1963. Cold-dependent chan- ges in tissue fat. 267. Koffler H., Mallett G. E., Adye J., Proc. Nat. Acad. Sci., 43, 464—477, 1957. Molecular basis of heat stability of bacteria. 268. Kohler H., Amarine Biol., 5, 315—324, 1970. Acclimation to temperature and salinity in an oligochaete. 269. Komatsu S. K., DeVries A. L., Feeney R. E., J. Biol. Chem., 245, 2909—2913, 1970; also Komatsu S. К., H. T. Miller, A. L. DeVries, D. T. ’tisuga, and R. E. Feeney, Comp. Biochem. Physiol., 32, 519—527, 1970. Glycoproteins and lipoproteins in blood of Antarctic fish. 270. Kosaka M., Simon E„ Pflugers Arch., 302, 357—373, 1968. Spinal receptors for cold. 271. Kosaka M„ Simon E., Thauer R., Walther О. E., Amer. J. Physiol. 217 858— 863, 1969. Thermal stimulation of spinal cord.
Температура 201 979 Krog J., Biol. Bull., 107, 397—410, 1954. Seasonal effects on metabolism and lethal temperature in Alaskan gammarid. 973 Kruger G., Z. wiss. Zool., 167, 87—104, 1962. Temperature adaptation in bit- terling Rhodeus. 274 Kulzer E„ Z. vergl. Physiol., 50, 1—34, 1965. Temperature regulation bats from different climates. 975 Kusakina A. A., Tsitologiya, 4, 68, 1962; transl. in Fed. Proc. Transl. Suppl., 22, T123 —T126, 1963. Thermal stability of muscle enzymes in fishes. 276. Lagerspetz K. Y. H., Helg. wiss. Meeresunters., 14, 559—571, 1966. Deve- lopment of thermal regulation in laboratory mice. 277. Lagerspetz K. Y. H., Dubitscher D., Comp. Biochem. Physiol., 17, 665—671, 1966. Temperature acclimation of cilia in gill of Anodonta. 278. Lagerspetz K. Y. H., Talo A., J. Exp. Biol., 47, 471—480, 1967. Temperature acclimation and conduction in nerve fibers, Lumbricus. 279. Langridge J., Ann. Rev. Plant Physiol., 14, 441—462, 1963. Biochemical aspects of temperature response. 280. Lasiewski R. C„ Proc. XIII Int. Ornith. Cong., 1095—1103, 1963. Energetic cost of small size in hummingbirds. 281. Lasiewski R. C., Physiol. Zool., 36, 122—140, 1963. O2 consumption of torpid, resting and active hummingbirds. 282. Lasiewski R. C., Amer. J. Physiol., 217, 1504—1509, 1969. Physiological response to heat stress in the poorwill. 283. Lasiewski R. C., Dawson W. R., Condor, 66, 477—490, 1964; 72, 332—338, 1970. Temperature responses in night hawk and frogmouth Podargus. 284. Lasiewski R. C., Condor, 66, 212—220, 1964. Energetic relationships of very small passerine birds to temperature. 285. Lasiewski R. C., Lasiewski J.