МИНИСТЕРСТВО НАУКИ И ВЫСШЕГО ОБРАЗОВАНИЯ
РОССИЙСКОИ ФЕДЕРАЦИИ
РОССИЙСКАЯ АКАДЕМИЯ НАУК
ИНСТИТУТ БИОЛОГИИ ВНУТРЕННИХ ВОД ИМ. И.Д. ПАПАНИНА
РОССИЙСКОЙ АКАДЕМИИ НАУК

МЕТОДЫ
ГИДРОБИОЛОГИЧЕСКИХ
ИССЛЕДОВАНИЙ
ВНУТРЕННИХ ВОД

БОРОК 2024

УДК 574
ББК 28.082в
М54
А. В. Крылов, И. А. Барышев, Д. М. Безматерных, Н. А. Березина,
Л. В. Воронин, А. А. Герасимова, М. О. Дудаков, С. Ф. Комулайнен,
Н. И. Копытина, Л. Г. Корнева, Д. Б. Косолапов, Ю. В. Крылова,
Е. А. Курашов, С. А. Курбатова, В. И. Лазарева, А. С. Маврин,
Н. Ю. Метелёва, Н. М. Минеева, И. А. Мухин, С. Н. Перова,
А. А. Прокин, Е. Г. Пряничникова, А. С. Сажнев, Д. Г. Селезнев,
А. С. Семенова, Л. Е. Сигарева, Н. А. Тимофеева, Д. В. Тихоненков,
В. К. Чугунов, Т. А. Шарапова

Методы гидробиологических исследований внутренних
вод / А. В. Крылов, И. А. Барышев, Д. М. Безматерных [и др.] ; под
ред. А. В. Крылова ; Министерство науки и высшего образования
Российской федерации, Российская академия наук, Институт
биологии внутренних вод им. И. Д. Папанина РАН. – Борок,
Ярославская обл. : ИБВВ РАН ; Ярославль : Филигрань, 2024. – 592 с.
М54

ISBN 978-5-6052860-0-4
Представлены основы гидробиологического изучения внутренних
вод: принципы выбора станций, методов отбора проб планктона, бентоса
и перифитона с учетом таксономического состава гидробионтов и типа
водных объектов, порядок камеральной обработки и анализа данных.
Кроме этого, приведены методы изучения дрифта макробеспозвоночных,
околоводных беспозвоночных, определения мертвых особей зоопланктона, низкомолекулярного метаболома растений, описаны принципы организации экспериментальных работ в микро- и мезокосмах, культивирования и проведения лабораторных экспериментов с ракообразными,
представлены перспективы модернизации гидробиологического оборудования.
Книга рассчитана на широкий круг гидробиологов, преподавателей
и студентов профильных специальностей высших и средних учебных заведений, сотрудников гидрометслужбы, рыбоводческих предприятий.
Рецензенты:
И. В. Телеш, доктор биологических наук (Зоологический институт Российской академии наук)
В. П. Семенченко, член-корреспондент НАН Беларуси, доктор биологических наук (Государственное научно-производственное объединение “Научно-практический центр Национальной академии наук Беларуси по биоресурсам”)
Книга печатается по решению Ученого совета ИБВВ РАН
DOI: 10.47021/monography_670cd0a47a4437.24064368

УДК 574
ББК 28.082в
ISBN 978-5-6052860-0-4

© Коллектив авторов, 2024 г.
© Институт биологии внутренних вод
им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 2024 г.

Посвящается
300-летию Российской академии наук
130-летию И. Д. Папанина
170-летию Н. А. Морозова

ВВЕДЕНИЕ
Антуан де Сент-Экзюпери в бессмертном “Маленьком
принце” написал мудрые слова: “Ты навсегда в ответе за всех,
кого приручил”. И это несомненно! Как и то, что исследователь
навсегда в ответе за полученные и опубликованные данные.
В основе ответственности стоит использование обоснованных
методов сбора и обработки первичных материалов. Французский
математик Рене Декарт говорил: “Уж лучше совсем не помышлять об отыскании каких бы то ни было истин, чем делать это
без всякого метода”. Поэтому мы, помышляющие об отыскании
истин, в своих изысканиях должны опираться на тщательно продуманные методы и подходы. Только это позволяет нам быть уверенными в полученных результатах, дает возможность понимать
друг друга, говорить на одном языке, доверять каждой цифре...
За всю историю гидробиологии написано множество книг
и статей о методах изучения внутренних вод. Однако к настоящему времени часть из них стала библиографической редкостью,
часть ограничена описанием методов на больших водных объектах или без учета специфики работ на водоемах и водотоках разного типа. Филарет Дмитриевич Мордухай-Болтовской в предисловии к одной из лучших книг по методам гидробиологических
исследований – “Методика изучения биогеоценозов внутренних
водоемов” (1975) – писал: “Недостаток места не позволил
также включить первоначально запланированный раздел об особенностях методов изучения водоемов разных типов: проточных,
стоячих (озер, прудов) и искусственных (водохранилищ)” (с. 4).
3

Очевидно, наша задача несколько восполнить данный пробел.
Однако мы осторожно пишем “несколько”, т.к. относительно недавний обзор типов водных объектов, определенных государствами-членами Европейского Союза, выявил огромное их разнообразие: всего было выделено 2646 национальных типов, в том
числе 1599 типов рек, 673 типа озер, 261 тип прибрежных вод
и 116 типов переходных вод (Nixon et al., 2012).
В книге представлены основные методы сбора, камеральной
обработки и анализа планктона, бентоса и перифитона с учетом
таксономических и размерных групп организмов, особенностей
подходов к работе на водных объектах разного типа. Кроме этого,
описаны методы определения первичной продукции, мертвых особей зоопланктона, дрифта макробеспозвоночных, изучения околоводных беспозвоночных, низкомолекулярного метаболома макрофитов, представлены принципы организации микро- и мезокосмов, культивирования и проведения лабораторных экспериментов
с ракообразными. Даны основные критерии анализа состояния сообществ гидробионтов и определения качества среды по их качественному и количественному составу, структурным и функциональным характеристикам, а также наиболее распространенным
индексам и коэффициентам. Дан краткий обзор перспектив модификации традиционных орудий сбора и оборудования для обработки проб.
Книга написана специалистами ряда организаций (Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, Институт биологии Карельского научного центра
Российской академии наук, Зоологический институт Российской
академии наук, Институт проблем освоения Севера Тюменского
научного центра Сибирского отделения Российской академии
наук, Институт водных и экологических проблем Сибирского отделения Российской академии наук, Российский государственный
гидрометеорологический университет, Ярославский государственный педагогический университет им. К.Д. Ушинского)
на основе собственного опыта исследований, с использованием
богатой литературы и с учетом вопросов, которые чаще всего возникают у молодого поколения исследователей в ходе консультаций. Авторы, указанные в начале каждого раздела, подготовили

4

материалы в рамках выполнения государственных заданий
Министерства науки и высшего образования РФ –
№ 124032500016-4,
№ 124032500012-6,
№ 124032100076-2,
№ 121031200178-8; № FMEN-2022-0007, № FWRZ-2021-0006.
Часть материалов имеет устоявшийся и принятый в науке
статус, но часть материалов, в частности, классификация функциональных групп зоопланктона и трофических групп макрозообентоса, требует дальнейшей работы и служит поводом для
начала диалога между специалистами с целью выработки общепринятого взгляда.
Понимаем, что большинство пользователей книги в первую
очередь будут читать разделы, находящиеся в области их научных интересов. Именно поэтому часть информации в разных главах и разделах может дублироваться. Однако призываем ознакомиться со всеми главами и разделами книги, чтобы не потерять
потенциально полезную информацию, найти новые подходы и
методы из других областей изучения жизни водных экосистем.
Кроме этого, обращаем внимание на ряд рекомендаций по статистической обработке материала в разделах по макрозообентосу и
микроскопическим грибам в донных отложениях и на субстратах.
Особое значение для нас имеет тот факт, что книга выходит
в год 300-летия Российской академии наук, чья деятельность изначально была направлена на разработку и соблюдение строгих
подходов к методам исследований в самых разнообразных областях науки. Одновременно книга посвящается Николаю Александровичу Морозову и Ивану Дмитриевичу Папанину: в 2024 году
170 и 130 лет со дня их рождения. Есть что-то символическое в
том, что сумма их юбилеев также 300 лет. С именами и деятельностью этих двух великих людей связаны рождение и жизнь
Борка как научного центра. Именно благодаря им в глубинке
Ярославской области появился Институт, призванный исследовать жизнь континентальных вод – Институт биологии внутренних вод, который ныне с гордостью носит имя Ивана Дмитриевича Папанина. Данная книга – наш посильный вклад в сохранение памяти об Н.А. Морозове и И.Д. Папанине, знак благодарности и факт продолжения их дел.

5

Авторы искренне признательны рецензентам книги –
Ирине Викторовне Телеш (Зоологический институт Российской
академии наук) и Виталию Павловичу Семенченко (Государственное научно-производственное объединение “Научно-практический центр Национальной академии наук Беларуси по биоресурсам”) за потраченное время и детальное знакомство с рукописью. Благодарим за ценные консультации Максима Викторовича
Винарского (Санкт-Петербургский государственный университет) и Denis Copilaș-Ciocianu (Nature Research Centre, Vilnius,
Lithuania), за сверку ссылок на литературные источники, рисунки, таблицы и фотографии – Римму Зульфировну Сабитову
(ИБВВ РАН), за исправление и улучшение ряда рисунков –
Александра Игоревича Цветкова (ИБВВ РАН), за помощь в подготовке макета и многолетнее доброе сотрудничество – Евгению
Викторовну Ховрину (Издательское бюро “Филигрань”). Выражаем благодарность Ярославскому отделению Среднерусского
банка ПАО Сбербанк в лице Елены Федоровны Гореловой и
Артема Валерьевича Боброва за внимание и ключевую финансовую помощь в издании книги.
А.В. Крылов

6

ГЛАВА 1.
ИССЛЕДОВАНИЯ ПЛАНКТОНА
Как известно, планктон (от греч. πλαγκτоν – блуждающее) –
совокупность организмов, населяющих толщу воды водных объектов, которые не способны противостоять переносу течениями
и ветровому перемешиванию. Планктон включает организмы
разного размера, в зависимости от которого выделяют ультрапланктон, нанопланктон, микропланктон, мезопланктон и макропланктон. Также организмы толщи воды разделяются на истинно
планктонные формы, которые всю жизнь проводят в толще воды,
факультативные формы, которые входят в состав планктона
только в определенный период своего жизненного цикла, случайные планктонные формы, которые попадают в толщу воды, оторвавшись от своего привычного субстрата в условиях гидродинамического воздействия и, наконец, пассивно-планктонные формы,
которые ведут сидячий образ жизни, прикрепивших к истинно
планктонным организмам.
В главе представлены основные подходы и методы изучения водорослей и цианобактерий, фотосинтетических пигментов,
первичной продукции, микроорганизмов (бактерии, гетеротрофные и фототрофные нанофлагелляты, вирусы, грибы), коловраток
и ракообразных, а также определения мертвых особей метазоопланктона.

7

1.1. ФИТОПЛАНКТОН
Фитопланктон – часть планктона, осуществляющая фотосинтез, представляет собой совокупность различных таксономических групп микроскопических водорослей, обитающих в толще
воды, которые различаются по морфологии, жизненными формами, физиологическими потребностями в физико-химических
условиях водной среды и способами питания.
Водоросли планктона различаются по размерному составу.
Это важно учитывать при отборе проб и последующем лабораторном анализе их таксономического состава и количественных характеристик. Для оценки размерного состава фитопланктона предложено свыше десятка различных шкал (Михеева, 1988), но широко используют классификацию размеров планктона, разработанную Д. Сибуртом (Sieburth et al., 1978) (табл. 1.1).
Таблица 1.1. Планктонные размерные группы (по: Sieburth et al., 1978)
Название фракций
Пикофитопланктон
Нанофитопланктон
Микрофитопланктон

Размеры, мкм
<2
2–20
>20

Основную часть планктонных альгоценозов составляют водоросли нано- и микрофитопланктона. Методы определения количественных и размерных характеристик пикофитопланктона
(цианобактерий/цианопрокариот и эукариотных водорослей диаметром <2 мкм) представлен в разделе 1.4 настоящей книги.

ОТБОР ПРОБ
Отбор проб фитопланктона осуществляется планктонными
сетями или батометрами. Сетяной метод применяется для оценки
качественного состава сообществ путем траления планктонной
сетью Апштейна с размером ячеи газа 64 мкм (Киселев, 1969).


Н. М. Минеева, Н. Ю. Метелёва, Л. Е. Сигарева, Л. Г. Корнева
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: mineeva@ibiw.ru; nimet-work@mail.ru; sigareva@ibiw.ru;
korneva@ibiw.ru
8

Для оценки количественных показателей фитопланктона и для
сбора фотосинтетических пигментов используют прежде всего
батометрические пробы. Для сбора проб с борта судна рекомендуется использовать батометр с вертикально расположенными
откидными крышками (Методика …, 1975). В многолетних исследованиях ИБВВ РАН на крупных озерах и водохранилищах
применяется пластмассовый батометр типа Элгморка (модификация батометра Фридингера (Киселев, 1969)) длиной 1 м и объемом 4 л (фотовкладка, фото 1.1), который опускают в толщу воды
на лебедке. При работе с лодки на небольших озерах и реках
можно отбирать пробы более легким батометром Руттнера объемом от 0.5 до 2 л (фотовкладка, фото 1.2), а на мелководных станциях – пластмассовым ведром. При работе на мелководье водоемов и водотоков необходимо руководствоваться принципом отбора интегральных проб: сбор воды в ведро проводить кружкой
или ковшом из нескольких точек однотипного участка. Особенности сборов планктона в реках более подробно описаны в разделе
по изучению зоопланктона (см. раздел 1.5 настоящей книги).
Обследование крупных водоемов в режиме маршрутной
съемки проводится на разнотипных по гидрологическим параметрам участках, в разное время суток и при различной метеорологической ситуации, что определяет особенности сбора материала. Для получения репрезентативных данных пробы отбирают
из каждого метра водной толщи от поверхности до дна, равные
объемы воды из каждого батометра сливают в одну непрозрачную емкость, чтобы получить интегральную пробу. В зависимости от задачи исследования таким образом можно получить ряд
проб для определенных слоев воды (например, эпилимниона, металимниона и гиполимниона в стратифицированных водоемах),
сливая аликвоты воды в разные емкости. При работе на глубоководных водоемах с учетом вертикального распределения организмов облавливаемый слой можно ограничить глубиной, ниже
которой их численность мала и не влияет на полученные результаты (Методика …, 1975).
В полевой дневник записывают дату и время отбора пробы,
название станции, глубину, с которой взята проба, температуру
воды, прозрачность и др. фоновые характеристики; отмечают погодные условия (ясно, пасмурно, дождь; состояние поверхности –
9

штиль, волнение); отмечают наличие нефтяных пятен, сильной
мутности, “цветение” воды, развитие водной растительности и пр.

КОНЦЕНТРАЦИЯ, ФИКСАЦИЯ, КАМЕРАЛЬНАЯ ОБРАБОТКА
ПРОБ ФИТОПЛАНКТОНА

Из-за низкой плотности водорослей в воде для изучения их
состава и обилия необходимо применять различные методы концентрации. Это может достигаться путем осаждения, фильтрации
и центрифугирования. Исключением будут пробы, собранные в
период “цветения” воды, когда для количественного учета клеток
водорослей появляется необходимость их разведения, а не сгущения. Неоднократно обсуждались достоинства и недостатки каждого из предложенных методов (Lohmann, 1908; Усачев, 1961; Киселев, 1969; Кузьмин, 1975; Федоров, 1989; Михеева, 1989
и мн. др.). История количественных исследований планктона восходит к пионерному изучению его численности и продуктивности,
проведенному Гензеном (Hensen, 1887) в Кильской бухте Балтийского моря в 1883–1886 гг. До 1920-х годов общепринятым методом был микроскопический подсчет водорослей, собранных с помощью планктонных сетей. Но уже в начале 20-го века Ломанн
(Lohmann, 1908) обсуждал непригодность сетевого отбора проб
для количественного анализа и рекомендовал применять фильтрацию и центрифугирование. Но из-за деформации и гибели многих
нежных клеток водорослей эти методы были заменены на щадящую технику седиментации с использованием специальных цилиндров и инвертированных микроскопов (фотовкладка, фото 1.3).
Этот метод, называемый теперь методом Утермёля
(Utermöhl, 1958), был усовершенствован Лундом и др. (Lund et
al., 1958), когда были заложены статистические основы точности
метода подсчета. Он стал стандартным для количественных исследований фитопланктона как в морских, так и в пресных водах
за рубежом. Для концентрации (отстаивания) фитопланктона и


Л. Г. Корнева
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: korneva@ibiw.ru
10

его количественного учета используют цилиндры разного объема
(фотовкладка, фото 1.3): 5, 10, 25, 50 и 100 мл или 2, 5, 10, 20 и
50 мл. Продолжительность времени осаждения клеток водорослей в цилиндрах у разных авторов варьирует от 3 до 48 часов в
зависимости от объема цилиндра (Javornicky, 1958; Lund et al.,
1958; Willen, 1976). Подсчет клеток в осадке на дне цилиндра осуществляется путем передвижения поля зрения микроскопа по
схеме, представленной на рис. 1.1.
Разновидностью осаждения клеток в цилиндрах
является метод отстаивания
планктонных проб в емкостях, впервые предложенный
Р. Вольком (Volk, 1901) в
Германии, Р.Г. Гринбергом
(1915) в России и модифицирован П.И. Усачевым (1961).
Метод заключается в отстаивании
зафиксированной
пробы
воды
в темном проРис. 1.1. Прохождение всего дна
хладном
месте.
Объем пробы
цилиндра параллельными перезависит от степени развития
движениями окуляра по подсчитываемой площади (по: Edler, фитопланктона. Однако завиElbrächter, 2010).
симость результатов от жесткой фиксации, в результате
чего распадаются и деформируются жгутиковые формы, от полноты осаждения клеток, громоздкость и длительность процедуры
осаждения, трудность ее использования в экспедиционных условиях, особенно при необходимости сбора большого количества
материала, способствовали стремительной популярности метода
обратной и прямой фильтрации с использованием ядерных и
мембранных фильтров соответственно.
В морских исследованиях используют метод обратной фильтрации (Современные ..., 1983), основные принципы которого заложены Томасом и Додсоном (Thomas, Dodson, 1964). В дальнейшем Ю.И. Сорокин с соавторами (1975) разработали установку
для обратной фильтрации (фотовкладка, фото 1.4) через ядерные
фильтры. В последних рекомендациях использовали фильтры с
11

размером пор 1 мкм (Ратькова, 1980; Суханова, Беляева, 1980). Полученную пробу советуют просматривать сразу после фильтрации
в живом состоянии с целью наименьших потерь, особенно жгутиковых форм водорослей. Использование этого метода для концентрации пресноводного фитопланктона в ИБВВ РАН не имело
успеха из-за большого количества взвеси в воде, что приводило к
быстрому забиванию пор ядерных фильтров.
Для пресноводного фитопланктона обычно используют метод прямой фильтрации воды (фотовкладка, фото 1.5) под давлением (не более 0.2–0.3 атм.) последовательно через мембранные
фильтры с диаметром пор 5 и 1.2 мкм (Корнева, 1993, 2015).
В настоящее время основным производителем мембранных
фильтров
в
России
является
АО
“Владисарт”
(https://vladisart.ru/contacts.html).
После фильтрации каждый фильтр с осадком помещают в
пенициллиновую склянку, заливают 5 мл фильтрата и фиксируют. Для хранения пробы фитопланктона консервируют специальными химическими растворами. Перед количественным учетом фитопланктона под микроскопом осадок осторожно счищают мягкой кисточкой и равномерно перемешивают (Кузьмин,
1975). Поскольку при фильтрации и консервации неизбежно будут потери некоторых нежных организмов из жгутиковых водорослей, то необходимо просматривать под микроскопом живой
материал. Для изучения их видового состава и обилия Г.В. Кузьмин (1975) рекомендует концентрировать фитопланктон на мембранном фильтре с диаметром пор 1.2 мкм при минимальном разрежении. Затем фильтр с осадком помещают на часовое стекло,
осадок счищают и заливают 1 мл фильтрата, перемешивают и
наполняют счетную камеру.
Принцип обратной фильтрации в большей степени гарантирует сохранность всех таксономических групп фитопланктона.
Тем не менее, для более точной количественной оценки мелких
жгутиковых водорослей незаменимым является очень трудоемкий
метод счета в “живой капле” (Современные …, 1983). Но он редко
используется на практике при стандартной обработке массового
материала (Михеева, 1989). Для количественного учета мелких
фитофлагеллят применяют люминесцентную микроскопию.

12

Принцип метода состоит в подсчете обездвиженных раствором тизерцина светящихся клеток в счетных камерах или на ядерных
фильтрах. Живые клетки имеют красную флюоресценцию, характерную для хлорофилла а (Современные …, 1983).
При низкой плотности природного фитопланктона для его
концентрации можно использовать метод центрифугирования.
Но так как при этом наблюдаются потери клеток с удельным весом меньше единицы, не оседающих при центрифугировании, и
за счет их прилипания к стенкам пробирки и взмучивания осадка
при остановке центрифуги (Современные …, 1983), то этот метод
не нашел широкого применения. Для получения большей точности результатов рекомендуют комбинированный метод фильтрации и отстаивания (Федоров, 1979).
Для флористических исследований следует параллельно
отбирать качественные пробы. При детальном изучении видового состава необходимо готовить специальные препараты для
световой и, если необходимо, электронной трансмиссионной или
сканирующей микроскопии, следуя рекомендациям специалистов (Диатомовые …, 1974; Балонов, 1975; Крахмальный, 2011;
Анисимова, 2018; Anisimova, 2021 и др.).
Для консервации и хранения проб фитопланктона используют разные фиксаторы (Федоров, 1979), перечень которых представлен в таблице 1.2. Требования к химическому составу этих
растворов были выработаны специалистами еще в конце 1950-х
годов (Utermöhl, 1958).
Таблица
1.2.
Фиксаторы,
(по: Федоров, 1979)
Фиксатор

Формалин

Раствор Люголя

консервирующие

Состав фиксатора

фитопланктон

Расход мл Литературна 10 мл ный источник
пробы
38–43%-ный
формалин,
2–4
Киселев, 1969
нейтрализованный
CaCO3
(или NaHCO3)
15 г KJ + 50 мл дистиллиро1–3
Усачев, 1961
ванной H2O + 7–10 г J2 и доводят дистиллированной H2O
до общего объема 500 мл

13

Таблица 1.2. Продолжение
Фиксатор

Раствор Люголя
и ацетата натрия
Раствор Люголя
и уксусной
кислоты
Раствор Кифа

Раствор
мертиолата

Состав фиксатора

15 г KJ + 70 мл дистиллированной H2O + 5 г J2 + 5 г
CH3COONa (pH 7.0)
20 г KJ + 200 мл дистиллированной H2O+ 10 г J2 +20 г
CH3COOH (pH 2.5)
900 мл этанола (50%-го) +
50 мл формалина (40%-го)
+25 мл глицерина + 100 г
CuCl2 + 15 г уранил-нитрата
1 л дистиллированной H2O +
1 г мертиолата + 1 мл раствора Люголя (60 г KJ + 1 л
дистиллированной H2O +
40 г J2)

Расход мл Литературна 10 мл ный источник
пробы
0.15–
Utermöhl,
0.25
1958
1

Vollenweider,
1979

5

3.6

Standard
Methods …,
1971

Формалин в чистом виде не рекомендуют использовать для
консервирования водорослей, т.к. он способствует разрушению и
деформации нежных форм. В практике исследования фитопланктона в Беларуси при приготовлении смеси Люголя и ацетата
натрия растворяли 10 г KJ не в 70 мл, а в 20 мл дистиллированной
воды (Михеева, 1989). Кузьмин Г.В. (1975) предложил новую модификацию раствора Люголя, которую используют в ИБВВ РАН:
Раствор I
KJ– 10 г
Н2О – 50 мл
J2 –5 г

Раствор II
Хромовая кислота 1%-ная – 5 мл
Ледяная уксусная кислота – 10 мл
Формалин 40%-ный – 80 мл

Количественный учет клеток водорослей методом Утермёля
в цилиндрах под инвертированным микроскопом не нашел широкого применения у отечественных гидробиологов. Это связано с
тем, что при оседании на дно цилиндра клетки накладываются
друг на друга, что затрудняет их подсчет и идентификацию видов.
Кроме того, при высокой плотности фитопланктона отсутствие каких-либо ограничительных линий на дне цилиндра при передвижении поля зрения может приводить к значительным ошибкам

14

счета. Оценка таксономического состава и численности фитопланктона осуществляется отечественными гидробиологами в основном методом прямого микроскопирования с использованием
различных планктонных счетных камер (Горяева, Фукс-Розенталя,
Учинская), дно которых имеют определенную расчерченность в
виде квадратов или полос, которые необходимы для ориентации
исследователя в полях зрения. При этом следует использовать различные увеличения в зависимости от состава и морфологии организмов. Перечень планктонных счетных камер, используемых за
рубежом, представлен: https://www.faust.ch/en/Counting-Chambersaccording-to-Nageotte/6054974, https://www.ahdiagnostics.fi/article/140532,
https://www.faust.ch/en/Counting-Chambers-according-to-Nageotte/6054974,
https://www.ahdiagnostics.fi/article/140532.

Одна из популярных камер при камеральной обработке
проб фитопланктона –
камера Нажотта объемом 0.05 мл (фотовкладка, фото 1.6). Такую камеру лучше использовать для подсчета крупных организмов. В 1950-е годы
К.А. Гусевой (1956)
была опубликована
схема рисунка дна камеры объемом 0.01 и
0.05 мл (глубиной
Фото 1.7. Дно камеры Учинская № 2 0.1 и 0.5 мм, площа(по: Гусева, 1956).
дью 1 см2), разработанная А.В. Францевым, как модификация сетки камеры Нажотта
(фото 1.7), под названием “Учинская № 2” и “Учинская № 3” соответственно. Различные варианты камеры “Учинская № 2”, изготовленные отечественными производителями, представлены
на рис. 1.2 и фото 1.8 (фотовкладка).
В АО “ЛОМО” (Санкт-Петербург) по индивидуальным заказам специалистов изготавливали счетные камеры из стекла и
15

металла (фотовкладка, фото 1.8) под ошибочным названием камера “Нажотта”, которые по форме абсолютно отличались от
оригинала (фотовкладка, фото 1.6), а рисунок на дне камеры соответствовал таковому модели А.В. Францева (фото 1.7) и состоял из 40 полос. Основная методическая трудность количественного учета фитопланктона камеральным способом заключается в необходимости нахождения минимального объема выборки подсчитываемых организмов для репрезентативной
оценки генеральной совокупности организмов, обитающих в водоеме. При этом могут преследоваться две совершенно разные
задачи: во-первых, определение представительности пробы по
отношению к месту отбора проб, и, во-вторых, представительности выборки организмов в счетной камере по отношению к пробе.
В последнем случае следует различать объем выборки для
оценки флористического состава альгоценоза и таковой для определения численности фитопланктона (Кольцова и др., 1979).

Рис. 1.2. Чертеж камеры Учинская № 2.

Если при количественной обработке материала ставится задача по возможности учесть все виды, то на примере морского
фитопланктона показано, что число видов, регистрируемое для
достаточно полного представления об альгофлоре исследуемого

16

участка, связано с необходимостью учета некоторого минимального числа особей в пробе близкого к 3×103 при численности фитопланктона 104 кл./л (Кольцова и др., 1979; Лихачева и др.,
1979). Это, конечно, не говорит об исчерпывающей возможности
обнаружения новых таксонов. Она будет возрастать с увеличением частоты отбора проб как во времени, так и в пространстве.
При этом очевидно, что с критической точностью оценивается
плотность лишь небольшого числа доминирующих видов. Достоверно учесть количество редких видов трудно, так как для этого
потребуется неограниченное время обработки проб. Из практики
видно, что фитопланктонолог способен качественно обработать в
течение рабочего дня не более 1–2 количественных проб, причем,
чем меньше численность организмов, тем больше потребуется
времени для учета водорослей, т.к. объем выборки уменьшается
с ростом численности.
Вопрос о представительности выборки для определения
численности фитопланктона разработан в литературе лучше
(Javornicky, 1958; Lund et al, 1958; Кольцова и др., 1971, 1979; Кожова, Мельник, 1978; Nasev et al., 1978). Большинство авторов
придерживается мнения, что для достижения ошибки 10% достаточно ограничиться просчетом 100–600 особей из пробы, а для
ошибки 20% – 100 экз., независимо от численности планктона.
Однако формула расчета ошибки и соответственно определение
объема выборки, всегда связанной с предельно допустимой
ошибкой среднего значения варьирующего материала, зависит от
характера статистического распределения организмов (Elliot,
1977; Баканов, 1978, 1979, 1984).
Часто распределение планктонных организмов рассматривается как пример биномиального распределения, аппроксимируемого законом Пуассона на 5%-ном уровне значимости. Исходя
из этого, связь выборки (n) с задаваемой точностью просчета (∆)
будет находиться в зависимости:
Δ=

2×√

√
где x – средняя выборочная величина, 2 (1.96) – t-критерий при 95% доверительной вероятности (Elliot, 1977).

17

Если принять, что для регистрации одной клетки необходимо одно наблюдение и х = 1, то формула упрощается до следующего выражения относительной ошибки:
Δ=

2 × 100%
√

Это равенство принято на вооружение, в частности
Ю. Яворницким (Javornicky, 1958), О.М. Кожовой и Н.Г. Мельник (1978), а также И.И. Ведерниковым и А.С. Микаэляном
(1981), и рекомендовано к работе с фитопланктоном. Пуассоновское распределение считается хорошей теоретической моделью
для подсчета микроорганизмов.
Холмс Р. и Видриг Т. (Holmes, Widrig, 1956) считали, что в
природе различные виды фитопланктона имеют скорее контагиозное распределение, чем случайное или равномерное. Авторы
предложили графики, по которым можно получить оценку точности при известной степени агрегированности.
Назев Д. с соавт. (1978) показали, что характер рассеивания
организмов в камере зависит еще и от их численности в пробе.
При этом в ряде случаев при низкой численности особей к отдельным видам лучше принять отрицательное биномиальное распределение. Но исходя из опытных данных исследователей
видно, что на практике для учета численности фитопланктона методом Утермёля (Utermöhl, 1958) более всего пригодно логнормальное распределение. Случайное и отрицательное биномиальное – применимы только в исключительных случаях.
При нормальном распределении для нахождения числа
просчитываемых клеток с задаваемой точностью с некоторыми
допущениями В.Д. Федоров (1979) предложил уравнение:
Δ=

А×√

где а – среднее число клеток в выборке, А – коэффициент, полученный
эмпирическим путем на пробах морского фитопланктона, равный 8
при 95%-ной доверительной вероятности.

Тогда при допущении, например, относительной ошибки
20% необходимо просчитать не менее 1600 клеток. Поскольку константа А получена опытным путем на конкретном материале, то

18

использовать ее для пресноводного планктона представляется недостаточно надежным. На осторожность применения коэффициента указывал и сам автор. В каждом отдельном случае этот коэффициент необходимо вычислять исходя из собственных данных.
Попыткой оценить характер распределения планктонных
водорослей в камере была работа Т.И. Кольцовой и Е.Т. Угер
(1980). Авторы резонно отметили, что рассеивание организмов на
дне камеры зависит от степени перемешивания проб, которое
предшествует наполнению камеры. Два способа перемешивания,
используемые авторами, не обеспечили равномерного распределения материала. Сравнение распределения колониальных видов
в половине объема счетной камеры по критерию “хи-квадрат” показало, что их размещение происходило по биномиальной схеме.
Важнейшей предпосылкой этого распределения является независимость вероятности встречи одного организма от другого.
В лаборатории альгологии ИБВВ РАН для оценки характера
распределения фитопланктона в камере была использована проба
с общей численностью 5×106 кл./л, собранная в мае 1977 г. в Сиверском озере. Просчитывались тотально все встречаемые клетки
водорослей в 10-ти наполнениях камеры объемом 0.01 мл. Регистрировали количество клеток в каждой из 40 полос. Зависимость
числа обнаруженных видов от количества насчитываемых клеток
аппроксимировалась “логарифмической” кривой (рис. 1.3).

Рис. 1.3. Изменение числа видов в зависимости от объема выборки.
19

Быстрое насыщение видового разнообразия наступало примерно при просмотре 20 полос камеры или просчете около
2×103 клеток. Затем наблюдалось более плавное нарастание
числа обнаруживаемых видов. Увеличение объема выборки после этой границы резко меняло и характер изменения средней и
дисперсии количества клеток (рис. 1.4).

Рис. 1.4. Изменение дисперсии и средней количества клеток в зависимости от объема выборки.

Таким образом, чтобы оценить флористическое богатство
пробы при заданной плотности планктона достаточно просмотреть 20 полос камеры. Этот минимум будет вполне удовлетворительным в качестве выборки и для оценки общей численности.
Следует отметить, что все эти рассуждения верны для определенной численности фитопланктона, которую выбрали в данном случае. При ее увеличении распределение клеток в камере будет все
больше приближаться к равномерному, а ее уменьшение приведет к нарастанию контагиозности клеток. Поэтому важно установить границы численности, которым будет соответствовать тот
или иной характер распределения фитопланктона в камере.
20

В гидробиологических исследованиях в ИБВВ РАН для получения значимых результатов с 20%-ной точностью в случае монодоминантного сообщества просчитывают не менее 100 счетных единиц (особей) доминирующего вида, принимая их распределение случайным. В олигодоминантном сообществе, когда в
пробе лидируют несколько видов (обычно 2–3), учет каждого из
них проводят также до 100 счетных единиц (особей). Попутно регистрируют клетки всех остальных встреченных организмов.
В период “цветения” воды фитопланктоном для учета массовых
видов можно просматривать 2 выборочные полосы, расположенные в различных участках дна счетной камеры, считая, что водоросли распределены равномерно. Все остальные таксоны просчитывают в объеме (в количестве полос), в котором они в сумме составляют не менее 400 счетных единиц (10% точность). Крупные
клетки диатомовых, динофитовых, ценобии и колонии хлорококковых и цианобактерий учитывают в объеме одной или нескольких камер размером 0.01–0.02 мл или в более глубокой камере
0.05 мл. Крупные колонии, например, виды рода Gloeotrichia и
отдельные клетки, например, динофлагеллята Ceratium hirundinella, лучше даже подсчитывать в камере Богорова (фотовкладка, фото 1.22) под стереомикроскопом при малом увеличении. Бедные по видовому составу пробы зимнего фитопланктона
или пробы из олиготрофных озер необходимо просматривать тотально не менее чем в 10-ти наполнениях камеры.
Расчет численности (N) фитопланктона в виде количества
клеток в 1 л воды проводится по формуле (Кузьмин, 1975):
N = n×v×1000/w,
где n – число клеток в камере объемом 1 мл, v – объем фильтрата
в пробе, w – объем профильтрованной воды.

Если объем профильтрованной воды и фильтрата составляют 500 и 5 мл соответственно, то формула приобретает вид:
N = n×10

Для того, чтобы найти величину n и получить расчетный
коэффициент, исходя из того, что в одной полосе обнаружена
1 клетка, необходимо общее число полос в камере (40) разделить
на объем камеры (0.01 мл). Получаем 4000 кл./мл, или, исходя из
формулы N = n×10, – 40 000 кл./л (расчетный коэффициент 40).

21

Таким образом можно составить таблицу, по которой, исходя из
числа обнаруженных клеток и просмотренных полос камеры объемом 0.01 мл, где обнаружено 100 (10% ошибка счета) или
400 счетных единиц (10% ошибка счета), можно сразу же определить численность отдельных видов фитопланктона, выраженную в тыс. кл./л (табл. 1.3).
Таблица 1.3. Численность фитопланктона (тыс. кл./л) в зависимости от
числа клеток и просчитанных полос в камере Учинская № 2 объемом 0.01 мл
Клетки
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10

1
40
80
120
160
200
240
280
320
360
400

2
20
40
60
80
100
120
140
160
180
200

3
13.3
27
40
53
67
80
93
106
120
133

4
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100

Полосы
5
6
8 6.7
16
13
24
20
32
27
40
33
48
40
56
47
64
53
72
60
80
67

7
5.7
11
17
23
29
34
40
46
51
57

8
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50

9
4.4
9
13
18
22
26
31
35
40
44

10
4
8
12
16
20
24
28
32
36
40

Эту таблицу легко расширить в компьютерной программе
Excel. Если будет меняться объем профильтрованной воды, фильтрата или камеры, то легко можно внести коррективы и получить
соответствующий пересчетный коэффициент. Например, если
объем профильтрованной воды 1 л, то при всех остальных условиях (фильтрат 5 мл, объем камеры 0.01 мл) коэффициент будет
равен 20, если 200 мл, то – 100 и т.д. Учитывать необходимо недеформированные клетки, заполненные хлоропластами, в хорошем состоянии, чтобы сопоставлять результаты с продукционными показателями. Затем путем сложения численности отдельных видов получают общую суммарную численность фитопланктона в исследуемой пробе воды.
Для определения биомассы (В) фитопланктона в единицах
измерения мг/л или г/м3 используют счетно-объемный метод или
метод геометрического подобия. Для этого численность клетки

22

(N), выраженную в тыс. кл./л, умножают на ее объем (V), выраженный в мкм3, и делят на 106:
B = N×V/106

При этом удельный вес водорослей условно принимают
равным 1.0. Затем путем сложения получают общую суммарную
биомассу, а также биомассу отдельных таксономических, размерных и функциональных групп фитопланктона. Чтобы рассчитать
объем клеток, их форму приравнивают к различным геометрическим фигурам. При определении объема используют линейные
размеры, которые получают путем измерения каждой особи окуляр-микрометром. Ошибочно использовать какие-либо средние
размеры клеток, так как они варьируют даже у разных особей одного вида в пробе, а также в зависимости от абиотических и биотических факторов. Размер клетки является основным функциональным признаком, который влияет практически на все аспекты
биологии фитопланктона на клеточном, популяционном и ценотическом уровнях. Размерная структура фитопланктона, понимаемая как распределение биомассы между видами с разными размерами клеток, является ключевым свойством водных экосистем,
которое контролирует организацию их трофических сетей и биогеохимическое функционирование (Maran, 2015).
Для определения объемов клеток водорослей по их линейным размерам, форма которых приравнивалась к наиболее распространенным в природе простым геометрическим фигурам (шар,
эллипсоид, цилиндр, два сопряженных конуса = 1/2 объема эллипсоида), составлены таблицы (Кузьмин, 1984). Для видов, обладающих более сложной конфигурацией, можно использовать формулы объемов фигур, продемонстрированные различными исследователями (Hillebrand et al., 1999; Sun, Liu, 2003; Olenina et al.,
2006 и др.). В таблице 1.4 представлены формулы расчета объемов
некоторых геометрических фигур. Размерную структуру альгоценозов в зависимости от задачи исследования можно оценивать по
линейным и объемным размерам клеток. Для получения среднего
размера клеток в пробе можно рассчитать среднеарифметический
объем или частное от деления величин численности (N) и биомассы (B): N/B×10-3.

23

Таблица 1.4. Простые геометрические фигуры и уравнения для расчета
их объема
Фигура

Формула
объема

Фигура

Формула
объема

V=
π/6·d3

Круглый
конус

V=
π/12·d2·h

Пол
шара

V=
π/12·d3

Два
сопряженных
эллиптических
конуса

V=
π/12·d·h·l

Эллипсоид

V=
π/6·d·h·l

Эллиптический
конус

V=
π/12·d·h·l

Круглый
цилиндр

V=
π/4·h·d2

Два
сопряженных
круглых
конуса

V=
π/12·d2·h

Эллиптический
цилиндр

Два
усеченV=
ных
π/4 d·l·h
круглых
конуса

Шар

24

V=
π/12 h
(d12 +
d1·d2 +
d22)

Таблица 1.4. Продолжение
Фигура
Половина
эллиптического
цилиндра
Полумесяц
круглый в
сечении

Формула
объема

Фигура

ПараллелеV=
пипед
π/4 d·l·h
прямой

V=
π/6·h·d2

Параллелепипед
с ромбом в
основании

Формула
объема

V=
d·h·l

V=
½ d h·l

Таким образом, получив данные о таксономическом составе,
численности, биомассе и размерной структуре фитопланктона,
можно переходить к флористическому, популяционному, ценотическому и экологическому анализу полученного материала. Методические подходы, которые применимы к анализу различных аспектов изучения фитопланктона, хорошо проработаны в литературе (Грейг-Смит, 1967; Шмидт, 1980; Миркин, Розенберг, 1983;
Песенко, 1982; Мэгарран, 1992; Шитиков и др., 2005 и мн. др.).
Учитывая масштаб и скорость изменений, которые испытывают современные водные экосистемы под воздействием
природного и антропогенного влияния, в настоящее время для
целей мониторинга существует острая необходимость в получении большого количества данных наблюдений с более высоким
пространственным и временным разрешением, которые в идеале могут быть автоматизированы. Микроскопические методы
определения видового, размерного состава, численности и биомассы фитопланктона требуют длительного времени и, следовательно, ограничивают скорость обработки материала. Для получения статистически значимых данных при микроскопическом
подсчете клеток фитопланктона требуется набрать как минимум
400 счетных единиц (10% ошибка счета), что способствует мно-

25

гочасовому процессу обработки проб экспертом, хорошо владеющим знаниями в области таксономии и флористики. Из-за длительного времени анализа необходимо, чтобы пробы были зафиксированы, что может приводить к изменению морфологии и
клеточного содержимого, которые могли бы быть полезны для
идентификации видов. В связи с этим, в настоящее время одним
из возможных способов более быстрой пропускной способности
образцов и автоматизации их обработки является метод проточной цитометрии (FCM – flow cytometry). С момента появления
первых проточных цитометров в 1970-х годах для медицинских
целей многие исследователи начали использовать FCM в качестве инструмента в исследованиях морского и пресноводного
фитопланктона (Vaulot et al., 1989; Hofstraat, 1994; Toepel, 2004;
Hildebrand et al., 2016; Sosik, Olson, 2007; Dashkova et al., 2017).
Проточные цитометры – это счетчики частиц, которые изначально были разработаны для подсчета и дифференциации
клеток крови. Большинство моделей имеют один или несколько
лазеров для создания пучка света, который необходим для возбуждения флуоресцентных частиц. Для дифференциации клеток используются рассеивающие свойства частиц. Ранние модели, изготовленные в конце 1980-х годов, были очень большими. Сегодня доступны небольшие настольные устройства.
Проточные цитометры сначала использовались в основном для
изучения пико- и нанопланктона, а флуоресцентные и рассеивающие свойства водорослей применялись для идентификации
водорослей до уровня очень высокого таксономического ранга
– отдела. Позже были разработаны проточные цитометры с визуализацией, которые теперь доступны как приборы in situ
(Olsen, Sosik, 2007; Sosik, Olsen, 2007). Автоматизированный
анализ изображений можно использовать для идентификации
организмов, измерения их размеров и т.д. Одним из требований
к использованию проточных цитометров является то, что программное обеспечение прибора должно быть проконтролировано экспертами по фитопланктону. Необходимо наблюдение
со стороны специалиста-фитопланктонолога. В настоящее
время на рынке продаж предлагают по крайней мере три проточных цитометра с визуализацией, которые полезны для анализа
фитопланктона (фотовкладка, фото 1.9). Они доступны как в
26

виде настольных приборов, так и в виде инструментов in situ.
Подводя итог, можно сказать, что целями FCM являются определение численности фитопланктона, его состава и физиологических особенностей. В частности, в пресноводных экосистемах, используемых для питьевого водоснабжения, FCM дает
возможность оценить риск развития токсичных водорослей
(Toepel et al., 2004).

1.2. ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИЕ ПИГМЕНТЫ
Среди показателей, используемых при изучении водных
альгоценозов, к наиболее распространенным относятся фотосинтетические пигменты. Основной пигмент зеленых растений хлорофилл а считается универсальным эколого-физиологическим
маркером, который характеризует биомассу, фотосинтетическую
активность, продукционные возможности водорослей, а также
экологическое состояние водоема. Отбор проб воды описан в
начале раздела 1.1.
Существует несколько методов определения пигментов,
теоретические основы которых и практические рекомендации изложены в литературе (Методические вопросы …, 1993; Millie et
al., 2010; Сигарева, 2011). В практике рутинных гидробиологических исследований наибольшее распространение получили спектрофотометрический и флуоресцентный методы, к основным достоинствам которых относятся простота, доступность и возможность получать большой объем данных.

СПЕКТРОФОТОМЕТРИЧЕСКОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПИГМЕНТОВ
Спектрофотометрический метод определения пигментов,
разработанный в середине ХХ в. (Richards, Thompson, 1952), дал
начало новому направлению гидробиологических продукционных исследований. Метод изложен в руководствах ЮНЕСКО


Н. М. Минеева, Н. Ю. Метелёва, Л. Е. Сигарева
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: mineeva@ibiw.ru; nimet-work@mail.ru; sigareva@ibiw.ru
27

(SCOR-UNESCO, 1966; Lorenzen, Jefffrey, 1980) и был принят в
нашей стране в качестве Госстандарта (ГОСТ 17.04.02-90, 1990).
Метод позволяет определять содержание основного пигмента фотосинтеза хлорофилла а (Хл а), дополнительных пигментов –
хлорофиллов b и c (Хл b и Хл c), растительных каротиноидов и
продуктов распада хлорофилла – феопигментов. Хл а содержат
все без исключения растительные фотосинтезирующие клетки.
Присутствие дополнительных пигментов специфично для различных систематических групп. Хл b составляет примерно треть
общего количества хлорофилла у высших растений и зеленых водорослей; Хл с содержится в клетках диатомовых, золотистых,
динофитовых, криптофитовых и бурых водорослей. Цианопрокариоты (цианобактерии или синезеленые водоросли) содержат
только Хл а, а также синие пигменты фикобилины (фикоцианин
и фикоэритрин). Состав желтых пигментов каротиноидов многообразен (в общей сложности в природных системах идентифицировано около 500 желтых пигментов) и также специфичен. Каротиноиды образуются de novo только у растений и фотосинтезирующих бактерий, а животные приобретают каротиноидную пигментацию при потреблении пищи. Дополнительные пигменты не
участвуют в фотосинтетических реакциях, но играют роль дополнительных светосборщиков, передающих поглощенную световую энергию хлорофиллу а, благодаря чему более полно используется видимый спектр. Растительные каротиноиды выполняют
светособирающую, светозащитную и стабилизирующую функции, предохраняя хлорофилл от фотоокисления.
Процедура определения пигментов состоит из сбора полевого материала и лабораторного анализа проб. Сразу после отбора
проб воды водоросли концентрируют методом прямой вакуумной
фильтрации через мембранный фильтр из нитратцеллюлозы диаметром 35 мм с размером пор 3–5 мкм (например, фильтры марки
Владисарт ФМНЦ). Фильтровальная установка состоит из пластмассовой воронки объемом 0.5 л и колбы Бунзена или устройства
из нескольких воронок, установленных в специально изготовленный герметичный цилиндр (фотовкладка, фото 1.10).
В воронку вставляют смоченный дистиллированной водой
фильтр, на который наносят подложку из стекла (SiO2) и мела
(CaCO3) по 100 мг каждого компонента. Мел добавляется для
28

предотвращения возможного разрушения пигментов клеточными
кислотами, стекло – для лучшего разрушения клеточных оболочек при экстрагировании пигментов. Мел и стекло можно наносить в виде порошка на кончике скальпеля. Пробу воды хорошо
перемешивают и наливают в воронку, стараясь не взмучивать
подложку. В зависимости от количества фитопланктона объем
профильтрованной воды чаще составляет от 0.5 до 1.5 л. Режим
фильтрации должен быть максимально щадящим, препятствующим разрушению клеток.
Когда проба профильтровалась полностью, фильтр пинцетом переносят на кружок из фильтровальной бумаги и (вместе с
ним) – в чашку Петри (диаметром 40 мм) с крышкой. Остатки
мела и стекла с воронки счищают скальпелем на фильтр. Чашечку
заклеивают скотчем. Вместо чашки Петри можно использовать
пакетик из кальки, в который фильтр заворачивают, как аптечный
порошок; или пищевую фольгу. При использовании кальки или
фольги фильтр надо свернуть пополам осадком внутрь. На чашке
(или пакетике) должен быть подписан номер пробы. Делать
надпись на фильтре нельзя.
Чашку (пакетик) с фильтром хранят в контейнере с силикагелем в бытовом холодильнике не более 1 месяца или 2–3 месяца
в морозильной камере. В качестве контейнера можно использовать плотно закрывающиеся непрозрачные банки. Фильтр с осадком не должен находиться на свету.
В полевой дневник записывают дату и время отбора пробы,
название станции, номер пробы, глубину, с которой взята проба,
объем профильтрованной воды.
Анализ пигментов выполняют в лаборатории в вытяжном
шкафу. Фильтр помещают в фарфоровую ступку, добавляют 2–
3 мл 90%-ного ацетона и растирают в течение 3 мин. Смесь количественно переносят в центрифужную пробирку, смывая остатки
взвеси новой порцией ацетона. Общий объем экстракта составляет около 10 мл.
Экстракт центрифугируют в течение 15 мин при
8000 об/мин. Надосадочную жидкость переносят в стеклянную
мерную пробирку с притертой пробкой. Осадок заливают 5 мл
ацетона и повторно центрифугируют 15 мин. Экстракт сливают в
ту же мерную пробирку. Пробирки с экстрактом следует беречь
29

от попадания прямого света и накрывать темной тканью. Для центрифугирования желательно использовать центрифугу с охлаждением.
Оптическую плотность экстракта определяют на спектрофотометре, в качестве контроля используют 90%-ный ацетон. Измерения проводят на следующих длинах волн: 750 нм – неспецифическое поглощение; 665, 664, 647 и 630 нм – максимумы поглощения хлорофиллов (Хл) a, b, c; 480 нм – поглощение растительных каротиноидов (К). Затем экстракт подкисляют 2–3 каплями 0.5 N HCl и повторно измеряют его оптическую плотность
при длинах волн 665 и 750 нм, чтобы определить содержание продуктов распада хлорофилла – феопигментов. Для корректного
определения пигментов величина оптической плотности экстракта в максимуме поглощения хлорофилла а (665, 664 нм)
должна приближаться к 0.2.
Для расчета концентраций пигментов используют уравнения (1–6), которые приведены в соответствующих литературных
источниках: в работе (Jeffrey, Humphrey, 1975) – для хлорофиллов
а, b, с; в работе (Lorenzen, 1967) – для феопигментов и ‘чистого”
Хл а; в работе (Parsons, Strickland, 1963) – для каротиноидов.
Хл a = V1×(11.85×E6641.54×E6470.08×E630)/V2×l
(1)
Хл b = V1×(5.43×E664+21.03×E6472.66×E630)/V2×l
(2)
Хл c = V1×(1.67×E6647.60×E647+24.52×E630)/V2×l
(3)
Фео = 26.73×V1×(1.7×E665AE665o)/V2×l
(4)
(5)
Хл a* = 26.73×V1×(E665oE665A)/V2×l
К = 10×V1×(E4803×E750)/V2× l
(6)
где Хл a, Хл a*, Хл b, Хл c, Фео – соответственно концентрация общего
Хл a, “чистого” (без феопигментов) Хл a, Хл b, Хл с, феопигментов
(мкг/л); К – концентрация растительных каротиноидов (µSPU/л, SPU –
specific pigment unit, близкая к 1 мг); E – оптические плотности экстракта при соответствующей длине волны с поправкой на неспецифическое поглощение при 750 нм; E665o и E665A – оптическая плотность экстракта до и после подкисления; V1 – объем экстракта, мл; V2 – объем
пробы, л; l – длина кюветы, см.

Дополнительно рассчитывают относительное содержание
феопигментов (% от суммы с “чистым” Хл а); отношение концентраций каротиноидов и Хл а (К/Хл); отношение оптических плотностей ацетонового экстракта в максимумах поглощения каротиноидов и Хл а (Е480/Е664) (Watson, Osborne, 1979).
30

Современные модели спектрофотометров позволяют выводить результаты измерения на ПК. Для расчета концентраций
можно использовать программное обеспечение прибора или
электронные таблицы MS Excel.

ФЛУОРЕСЦЕНТНОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ ХЛОРОФИЛЛА
Флуоресцентный метод основан на способности молекул
хлорофилла испускать часть поглощенной световой энергии в
виде электромагнитного излучения при переходе из возбужденного синглетного состояния в основное (Holm-Hansen et al., 1965;
Falkowski, Kiefer, 1985). История вопроса и механизмы флуоресценции подробно описаны в литературе (Гольд и др., 1984; Raven,
Beardall, 2006; Маторин и др., 2011; Лысенко и др., 2013). Определение флуоресценции хлорофилла непосредственно в природной воде позволяет оценивать ряд характеристик фитопланктона
без воздействия на его целостность и оперативно анализировать
большой объем материала.
Особенности организации фотосинтетического пигментного аппарата водорослей разных отделов обусловливает различия спектров возбуждения хлорофилла и различный выход флуоресценции на единицу содержания пигмента (Yentsch, Yentsch,
1979; Millie et al., 2002). Конструкция флуориметров, предназначенных для натурных исследований, учитывает специфику светособирающих пигмент-белковых комплексов водорослей разных отделов. В зависимости от конструкции прибора существует
несколько модификаций метода.

Определение хлорофилла
с помощью стационарного флуориметра
Для определения хлорофилла в полевых и лабораторных
условиях в ИБВВ используется стационарный флуориметр ПФЛ3004, разработанный в Красноярском университете (Гольд и др.,
1986; Гаевский и др., 1993). Прибор позволяет оценивать суммарное количество хлорофилла а по его содержанию у трех крупных
таксонов фитопланктона – диатомовых водорослей, зеленых водорослей и цианопрокариот (синезеленых водорослей).

31

В ходе анализа природную воду наливают в кювету объемом 10 мл, снабженную магнитной мешалкой, и измеряют интенсивность флуоресценции Fλ0 в красной области спектра (~680 нм)
при возбуждении светом с длинами волн (λ) 410, 490 и 540 нм.
Измерение повторяют после добавления в кювету нескольких капель ингибитора ЭТЦ – симазина (в концентрации 10-5 М) или
DCMU, в результате чего выход флуоресценции увеличивается
до максимального уровня Fλmax. Чтобы ввести поправку на присутствие окрашенного органического вещества, при тех же длинах волн измеряют флуоресценцию воды (Fλф), профильтрованной через мембранный фильтр с диаметром пор ~0.5 мкм, т.е., лишенной водорослей. Для расчетов концентрации хлорофилла используют систему линейных уравнений (Гольд и др., 1986; Гаевский и др., 1993), включающих “чистый” сигнал флуоресценции
(Fλmax – Fλф и Fλ0 – Fλф) для трех указанных длин волн. В уравнения
входит удельный выход флуоресценции каждого из трех отделов
водорослей, который для данного прибора получают экспериментально при параллельном спектрофотометрическом определении
хлорофилла в культурах или природном фитопланктоне с преобладанием водорослей определенного отдела. В таблице 1.5 приведены величины удельного выхода флуоресценции хлорофилла
по данным Н.А. Гаевского с соавторами (Гаевский и др.,1993).
Таблица 1.5. Средние значения удельного выхода флуоресценции хлорофилла у водорослей различных отделов при возбуждении светом разной длины волны
Отдел
Зеленые, эвгленовые
Диатомовые
Цианопрокариоты

Удельный выход флуоресценции
400 нм
510 нм
540 нм
37.2 ± 6.2
22.7 ± 3.4
3.1 ± 0.5
11.2 ± 0.4
13.4 ± 0.3
3.2 ± 0.1
2.7 ± 0.4
4.0 ± 0.4
2.6 ± 0.2

Общее содержание хлорофилла а рассчитывают как сумму
концентрации пигмента трех названных выше отделов водорослей.
Флуоресцентное определение хлорофилла хорошо совпадает с
результатами спектрофотометрии (Гаевский и др., 1993; Минеева, 2016).

32

Определение хлорофилла
с помощью погружного флуориметра
Для определения пигментов непосредственно в водоеме
разработаны погружные флуориметры. Немецкая фирма bbe
Moldaenke выпускает модель FluoroProbe, предназначенную для
измерения хлорофилла (Beutler et al., 2002; Beutler, 2003). Это высокочувствительные приборы, работающие в режиме реального
времени in situ и предназначенные для оценки развития, состава
и состояния живых водорослей в естественных условиях обитания. Прибор состоит из герметичного цилиндрического корпуса
с кабелем (фотовкладка, фото 1.11). Внутри цилиндра находится
детектор флуоресценции пигментов. Прибор опускают в воду с
помощью троса. Сигнал флуоресценции передается на принимающее устройство и с помощью программного обеспечения преобразуется в концентрацию пигмента.
Принцип действия прибора основан на измерении выхода
флуоресценции хлорофилла а на длине волны 680 нм при возбуждении источниками света с длинами волн 370, 470, 525, 570,
590 и 610 нм. Прибор откалиброван для определения хлорофилла
четырех отделов водорослей: зеленых, цианопрокариот, диатомовых и криптофитовых. Предел измерения концентрации хлорофилла – до 400 мкг/л. Возможные помехи за счет окрашенных
растворенных органических соединений (“желтого вещества”)
корректируются встроенным поправочным коэффициентом. Одновременно фиксируется температура воды и глубина, на которой проводятся измерения. Измерения выполняются с заданным
интервалом времени (например, каждые 5 секунд). Сигнал передается на ПК или мобильное устройство.
Модель флуориметра PhycoProbe предназначена для измерения хлорофилла четырех перечисленных выше отделов водорослей,
а также синего пигмента цианопрокариот – фикоцианина.
Программное обеспечение прибора позволяет проводить
настройку режимов измерения и контроль калибровки; осуществлять сбор и хранение данных в численном и графическом виде;
формировать базы данных; экспортировать данные в MS Excel, а
также в текстовый или табличный формат. Примеры графического
изображения данных представлены на фото 1.12 (фотовкладка).

33

Определение хлорофилла с использованием погружного
зонда хорошо совпадает с результатами спектрофотометрии, а
также с данными, полученными на стационарном флуориметре
(Минеева, Мухутдинов, 2016).

ОЦЕНКА СОСТОЯНИЯ ВОДОЕМА
ПО СОДЕРЖАНИЮ ХЛОРОФИЛЛА

Содержание хлорофилла в планктоне положено в основу
шкал, разработанных для оценки экологического состояния водоемов – трофического статуса и качества воды (Винберг, 1960;
Likens, 1975; Vollenweider, 1979; OECD, 1982; Сигарева, 1993).
Для характеристики трофического статуса используют средние
за год, вегетационный (безледный) период или определенный сезон, а также наиболее часто встречаемые концентрации пигмента. Сопоставление существующих шкал позволило нам уточнить граничные концентрации хлорофилла для пресных вод разной трофии (Минеева, 2000) и сопоставить их с классами качества воды, согласно работе В.Д. Романенко с соавторами (1990)
(табл. 1.6).
Таблица 1.6. Оценка трофического состояния и качества воды водоема
по содержанию хлорофилла
Хлорофилл, мкг/л
<3
3–10
10–15
15–30
30–60
> 60

Трофия вод
Олиготрофные
Мезотрофные
Умеренно эвтрофные
Эвтрофные
Гипертрофные
Политрофные

34

Класс качества
1. Предельно чистые
2. Чистые
3. Удовлетворительной
чистоты
4. Загрязненные
5. Грязные

1.3. ПЕРВИЧНАЯ ПРОДУКЦИЯ
ПЛАНКТОНА
Автохтонное органическое вещество (ОВ) в водной экосистеме создается за счет процессов фотосинтеза и хемосинтеза
(Кузнецов, 1970). В большинстве пресных водоемов основными
продуцентами органического вещества являются фототрофы –
водоросли планктона, перифитона и бентоса, а также высшие
водные растения, осуществляющие фотосинтез. Настоящий раздел посвящен методам изучения продукции фототрофных организмов планктона.
Определение интенсивности фотосинтеза и дыхания
(первичной продукции и деструкции органического вещества)
составляет основу эколого-физиологических исследований
планктона и является обязательным элементом экологического
мониторинга. Детальный обзор и анализ методических подходов
приведен в литературе (A Manual …, 1974; Методика изучения …, 1975; Методические …, 1993; Principles …, 2007). В этом
разделе мы сосредоточимся на рассмотрении практических аспектов использования наиболее распространенных методов измерения первичной продукции фототрофов и деструкции ОВ
в полевых условиях.

ТЕРМИНЫ И ПОНЯТИЯ
Первичная продукция – это скорость, с которой в ходе
фотосинтеза лучистая энергия Солнца преобразуется в автохтонное ОВ. Общее количество автохтонного ОВ, образованного
организмами-продуцентами за определенный отрезок времени
(час, сутки, год) называется валовой первичной продукцией
или истинным фотосинтезом (Ф или А, assimilation). Вместе с
поступающим в водоем извне аллохтонным ОВ, автохтонное ОВ


Н. М. Минеева, Д. Б. Косолапов
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: mineeva@ibiw.ru, dkos@ibiw.ru
35

составляет материальную и энергетическую базу для всех последующих этапов продукционного процесса.
Количество доступного ОВ, израсходованного за определенный отрезок времени на обменные процессы всеми организмами планктона (бактериями, простейшими, грибами, водорослями, зоопланктоном), называется деструкцией органического
вещества или дыханием (Д или R, respiration). Разница между
валовым фотосинтезом и дыханием (деструкцией) всего планктона составляет чистую продукцию сообщества, а разница
между валовым фотосинтезом и собственным дыханием фототрофов – эффективную первичную продукцию.
Величины фотосинтеза и деструкции в единице объема
воды (в литре или метре кубическом) характеризуют интенсивность процессов. Для оценки масштабов и соотношения этих
процессов в водоеме, а также оценки баланса органического вещества используют интегральные показатели, пересчитанные
на единицу площади (обычно – квадратный метр).
Поглощаемая при фотосинтезе солнечная энергия называется фотосинтетически активной радиацией (ФАР). Она
близка к видимой части солнечного спектра с диапазоном длин
волн 380–700 нм и составляет около половины суммарного
энергетического потока. Фотосинтетические процессы в водоеме происходят только в том слое воды, в который проникает
достаточное количество световой энергии. Этот слой называется
трофогенным или эвфотной (фотической) зоной. За нижнюю
границу эвфотной зоны принимают глубину проникновения 1%
солнечной энергии, поступающей на поверхность водоема. Глубина эвфотной зоны обычно в 2–3 раза превышает величину
условной прозрачности, которую измеряют с помощью стандартного белого диска – диска Секки.

МЕТОДЫ ОПРЕДЕЛЕНИЯ ПЕРВИЧНОЙ ПРОДУКЦИИ
Для определения первичной используют прямые экспериментальные и косвенные расчетные методы (A Manual …, 1974;
Методика …, 1975; Principles …, 2007). К первым относится
наиболее распространенный скляночный метод (Романенко,
Кузнецов, 1974; Бульон, 1983; Методические …, 1993).

36

Классический метод “светлых” и “темных” склянок основан на определении маркеров фотосинтеза в склянках после
экспозиции. В результате получают скорость фотосинтеза и деструкции в 1 л или 1 м3, выраженную в единицах кислорода или
углерода за сутки или за час (мг О2/(л×сут) или мг С/(л×сут),
мг О2/(л×ч) или мг С/(л×ч)). Для перехода от одних единиц к
другим используют множитель 0.32 мг С/мг О2, основанный на
величине ассимиляционного коэффициента АК = 1.25 (Бульон,
1983). Ассимиляционный коэффициент представляет собой отношение поглощенного при дыхании организмов кислорода к
выделенной при этом двуокиси углерода.

Кислородный скляночный метод
В водоемах мезотрофного и эвтрофного типа интенсивность фотосинтеза и деструкцию органического вещества обычно определяют с помощью кислородной модификации скляночного метода. Суть метода состоит в измерении прироста концентрации растворенного кислорода за счет фотосинтеза фототрофов на свету и убыли кислорода за счет дыхания планктона в
темноте. Существует несколько способов определения кислорода, из которых наиболее предпочтительным для полевых условий и дающим хорошую сходимость результатов, на наш взгляд,
является метод прямого йодометрического титрования Винклера.
Подробное описание метода можно найти в литературе (Алекин
и др., 1973). Точность метода при соблюдении всех необходимых условий составляет 0.05 мг О2/л.
Пробу воды отбирают батометром с разных горизонтов
фотической зоны, за нижнюю границу которой принимают величину утроенной прозрачности. Воду либо смешивают в одной
емкости, либо с каждой выбранной глубины прямо из батометра
ей заполняют серию склянок. Емкость, в которую сливают воду
(фотовкладка, фото 1.13), и нижняя крышка батометра должны
быть снабжены сифоном – краном с надетым на него шлангом
со стеклянной трубочкой. При заполнении склянок необходимо
сменить два–три объема воды, в заполненной склянке не должно
быть пузырьков воздуха. Для работы хорошо подходят кислотные склянки из стекла пирекс объемом 100–200 мл с притертыми пробками и колпачками, которые заполнят водой.
37

В каждую опытную серию входят по две–три контрольных, “светлых” и “темных” склянки. “Темные” склянки помещают в мешочки из светонепроницаемого материала или заворачивают в фольгу. Склянки экспонируют в водоеме на специальных буйках. Чтобы получить вертикальный профиль фотосинтеза, “светлые” склянки располагают горизонтально на нескольких глубинах, которые в идеале должны соответствовать
горизонтам отбора проб. В условиях маршрутной экспедиции на
больших водоемах для экспонирования склянок используют инкубаторы с проточной водой или люминостаты. Если размеры
инкубатора не позволяют разместить “светлые” склянки на нескольких горизонтах, то создают имитацию ослабления света по
глубине, например – при помощи светофильтров (Александров,
2010) или обертывания склянок полиэтиленовой пленкой.
Концентрацию кислорода в контрольных склянках (К)
определяют сразу же после их заполнения, а в “светлых” (С) и
“темных” (Т) – после экспозиции. По разнице содержания кислорода в “светлых”, “темных” и контрольных склянках рассчитывают валовую первичную продукцию (ВП), чистую первичную
продукцию (ЧП) и деструкцию ОВ (Д) в единице объема воды:
ВП = С – Т
ЧП = С – К
Д=К–Т

Определение интенсивности фотосинтеза и деструкции
кислородным методом рекомендуют проводить (Винберг, 1960)
и чаще всего проводят при 24-часовом экспонировании проб.
Такая продолжительность опытов позволяет сопоставлять данные, полученные в разное время и для разных водоемов, отражая экологические особенности продукционно-деструкционных
процессов.
В опытах важно уловить максимальный фотосинтез (Amax),
который соответствует оптимальной освещенности или области
светового насыщения. Фотосинтетический максимум, как правило, достаточно четко выражен на вертикальном профиле.
В зависимости от подводных световых условий он может располагаться или у поверхности, или на некоторой глубине, тогда
как на нижней границе фотического слоя фотосинтез снижается
до нулевых значений. В водоемах умеренной зоны при прозрач38

ности до 2 м фотосинтетический максимум чаще наблюдается
на глубине 10–20 см, а при более высокой прозрачности он расположен глубже.
К основным недостаткам скляночного метода относится
изолирование пробы воды в замкнутом объеме, исключающее
обмен с окружающей средой. Приблизить условия опыта к
условиям водоема позволяют проточные установки. Примером
может служить стационарная установка для непрерывной регистрации динамики продукционно-деструкционных процессов в
водоеме по изменению содержания кислорода в погруженных в
воду сосудах, разработанная на географическом факультете
МГУ (Гончаров и др., 2018).

Радиоуглеродный метод
Наряду с кислородным скляночным методом для определения первичной продукции планктона в морских и пресных
водах используется радиоуглеродный метод, предложенный
Стиманном Нильсеном в 1952 г. (Steemann Nielsen, 1952). Этот
метод основан на внесении в изолированную пробу воды радиоизотопной метки обычно в форме гидрокарбоната натрия
(NaH14CO3), который потребляется фототрофами. После инкубации определяют 14C, включенный в клетки. Различные варианты этой методики подробно описаны в многочисленных руководствах, изданных в нашей стране и за рубежом (Романенко,
Кузнецов, 1974; A Manual …, 1974; Кузнецов, Дубинина, 1989;
Knap et al., 1996; Sorokin, 1999; IOCCG …, 2022).
Отбор проб проводится в светлое время суток лучше в
тихую погоду. Рекомендуется отбирать пробы до полудня, поскольку активность фитопланктона может значительно меняться в
течение дня, обычно достигая максимума около полудня (Behrenfeld et al., 2008). Можно отбирать пробы и в более позднее время
суток, но в этом случае полученные результаты могут повлиять на
расчеты суточной первичной продукции (Kulk et al., 2020).
Для отбора проб используют батометр из инертного материала (батометр Руттнера (фотовкладка, фото 1.2), Нискина или
др.), предварительно промытый последовательно 10% HCl, деионизированной водой и природной водой. Пробы воды отбирают из различных горизонтов фотической зоны или получают
39

интегральную пробу всего фотического слоя. При определении
фотосинтеза ставится контроль на темновую ассимиляцию СО2,
которая слагается из двух процессов: хемосинтеза и гетеротрофной ассимиляции.
Пробой воды прополаскивают и заполняют с помощью
сифона стеклянные или поликарбонатные флаконы объемом 60–
250 мл: три светлых, три темных и один контрольный. Темновые флаконы помещают в мешок из материала, не пропускающего свет. Во все флаконы с помощью микродозатора вносят по
200 мкл раствора Na14HCO3 активностью 0.4 мкKи, флаконы
аккуратно перемешивают. Все процедуры проводят в одноразовых медицинских перчатках. Воду в контрольном флаконе, который предназначен для оценки абиотической фиксации 14C,
сразу фиксируют 40%-м формалином, добавляя 5 мл на 100 мл
водной пробы. Флаконы инкубируют в водоеме в условиях
in situ; или в проточном аквариуме на палубе экспедиционного
судна при освещении и температуре, близким к естественным;
или при искусственном освещении в климат-камере (инкубаторе). Во избежание светового ингибирования фотосинтеза, флаконы не следует инкубировать на ярком солнце.
При использовании радиоуглеродного метода важен выбор времени инкубации проб. Этот выбор зависит от трофического статуса водоема, температурных и световых условий, которые оказывают значительное влияние на интенсивность фотосинтеза. Лучше всего инкубировать пробы в течение всего светового дня (~12–14 ч), однако в условиях проведения экспедиционных исследований инкубацию обычно проводят с момента
отбора проб и до наступления сумерек. При этом допускают линейное изменение скорости фотосинтеза в течение светового
дня, что позволяет рассчитать суточную скорость фотосинтеза.
По окончании инкубации пробы фиксируют формалином
и фильтруют весь объем воды или ее аликвоту через мембранные фильтры диаметром 25 мм из ацетатцеллюлозы или нитроцеллюлозы (например, фильтры марки “Владисарт”). Фильтрацию осуществляют при слабом вакууме (<0.3 атм.) во избежание
разрушения клеток и потери их содержимого. Воду из светлых
флаконов, предназначенную для определения первичной продукции, пропускают через фильтры c диаметром пор 0.45 мкм,
40

воду из темных флаконов, в которых определяют темновую ассимиляцию СО2 – через фильтры с диаметром пор 0.2 мкм.
Фильтры высушивают на воздухе, затем промывают 2% HCl и
дистиллированной водой для удаления не ассимилированных
карбонатов, помещая последовательно на 5 мин на поверхность
кислоты и дистиллированной воды, налитых в кюветы. Фильтры
высушивают и хранят в холодильнике.
Радиоактивность фильтров измеряют с помощью жидкостного сцинтилляционного счетчика. Для этого фильтры помещают в сцинтилляционные флаконы, заливают 5–10 мл сцинтилляционной жидкости, энергично встряхивают и оставляют на
сутки в темном месте. Из радиоактивности фильтров из светлых
склянок вычитают радиоактивность фильтров из контрольных и
темных склянок. Параллельно определяют радиоактивность рабочего раствора изотопа Na14HCO3. Скорость фотосинтеза
(A, мг С/(м3×ч)) рассчитывают по формуле:
A = (r × C × 1.05)/(R × t),
где С – суммарная концентрация в воде всех растворимых форм карбоната, мг С/м3; r – радиоактивность метки, перешедшей в биомассу
фототрофов (за вычетом абиотического контроля и темновой ассимиляции CO2), имп/мин; R – радиоактивность раствора изотопа, внесенного во флакон, имп/мин; t – время инкубации, ч; 1.05 – поправочный
коэффициент на дискриминацию потребления изотопа 14С.

Умножая величину A на длину светового дня (ч), получают фотосинтез за сутки.
Интегральную (под 1 м2) первичную продукцию
(PPHY, мг С/(м2 × сут)) можно рассчитывать по уравнению,
предложенному В.И. Романенко (1985) и связывающему продукцию планктона в фотическом слое (PPHY, мг С/(м3 × сут))
с прозрачностью воды по диску Секки (ZС, м):
PPHY = PPHY  3 × ZС  0.7

В этом случае интенсивность фотосинтеза надо определять в интегральной пробе воды из фотического слоя (слоя
утроенной прозрачности по диску Секки).
Концентрацию растворимых форм карбонатов в воде
(т.е. концентрацию растворенного неорганического углерода)
определяют или титрованием (Романенко, Кузнецов, 1974; Кузнецов, Дубинина, 1989), или методом высокотемпературного

41

каталитического сжигания с помощью автоматического анализатора углерода (Spyres et al., 2000).
К преимуществам радиоуглеродного метода относится его
высокая чувствительностью, что особенно важно при измерении
интенсивности фотосинтеза в олиготрофных водах; использование
краткосрочной экспозиции проб, позволяющей свести к минимуму
“скляночный эффект”; возможность измерять продукцию различных размерных фракций фотосинтезирующих организмов (Joint et
al., 1993). Полученные этим методом результаты выражены в единицах углерода, что, в отличие от результатов кислородного метода, не требует дополнительных пересчетов с использованием фотосинтетического коэффициента, который не постоянен.
В то же время, если кислородный метод позволяет измерить валовую первичную продукцию планктона, то с помощью
14
C-метода получаются значения, находящиеся между валовой и
чистой продукцией. При краткосрочной инкубации они близки к
валовой первичной продукции, при более длительной инкубации – к чистой первичной продукции, а при 24-часовой инкубации – к чистой продукции планктонного сообщества (Cullen,
2001; Regaudie-de-Gioux et al., 2014; IOCCG …, 2022). При использовании радиоуглеродного метода не учитывается часть
ассимилированного 14С, которая минерализуется до СО2 при
дыхании фототрофов; растворенные органические вещества,
которые выделяется прижизненно или после отмирания клеток;
возможные потери растворимых продуктов фотосинтеза при
фильтрации проб. Для учета прижизненных выделений фитопланктона (внеклеточной продукции), которые могут составлять
значительную часть ассимилированного 14С, измеряют радиоактивность фильтрата (Кузнецов, Дубинина, 1989).

Флуоресцентный метод
Флуоресцентный метод определения первичной продукции
планктона основан на зависимости между скоростью выделения
кислорода или фиксации углекислоты и количеством поглощенной клетками световой энергии, используемой в первичных фотохимических реакциях. Количество этой энергии пропорционально интенсивности свечения хлорофилла, которая возрастает
до максимума при блокировке электрон-транспортной цепи
42

(ЭТЦ) фотосинтетического переноса электронов. Этот эффект
достигается или при возбуждении хлорофилла импульсом света
после адаптации клеток к темноте, или при использовании специфических ингибиторов. Ингибиторы ЭТЦ (диурон, моноурон,
симазин) блокирует связывание пластохинона ФСII и нарушают
поток электронов без нарушения работы ФСI, не влияя на поглощение света и фиксацию углерода. Для определения фотосинтеза
используют флуориметры различной модификации (например,
флуориметр ПФЛ-3004, разработанный в Красноярском университете; погружной зонд, сконструированный на кафедре биофизики МГУ; Fluoroprobe bbe Moldenka, Германия; импульсный
PAM флуориметр Walz, Германия). Описание флуоресцентного
определения фотосинтеза приведено в литературе (Гольд и др.,
1984; Гольд, Попельницкий, 1993; Гаевский и др., 2000; Antal et
al., 2001; Vernet, Smith, 2007).
Рассмотрим определение фотосинтеза с использованием
флуориметра ПФЛ–3004.
Пробу воды, отобранную с определенной глубины, после
20-минутной экспозиции в темноте наливают в кювету флуориметра и измеряют выход флуоресценции (F0) при возбуждении
белым светом широкого спектрального диапазона (400–620 нм).
Конструкция прибора позволяет выполнять четыре измерения
при разной интенсивности возбуждающего света, которая меняется в диапазоне от 15 до 150 Вт/м2 за счет использования
нейтральных светофильтров, имитирующих ослабление света по
глубине. Измерения повторяют после добавления в кювету нескольких капель ингибитора ЭТЦ до концентрации 10-5 М, получая максимальный выход флуоресценции (Fmax). Интенсивность
фотосинтеза рассчитывают по формулам (Гаевский и др., 2000):
Ф = b ×F/Fmax × Cхл ×I
F = Fmax – F0,
где Ф – валовый фотосинтез, мг О2/(л×ч), F – переменная (вариабельная) флуоресценция (отн. ед.), F0 – стационарный выход флуоресценции (отн. ед.), Fmax – максимальный выход флуоресценции (отн. ед.)
после добавления ингибитора, Cхл – концентрация хлорофилла (мкг/л),
I – интенсивность фотосинтетически активной радиации (Вт/м2) на
заданной глубине, b – эмпирический коэффициент.

43

Для получения суточного фотосинтеза величину Ф умножают на продолжительность светового дня. Освещенность на
заданной глубине (I) получают или прямым измерением, или
расчетным путем по величине солнечной радиации, приходящей
на поверхность водоема (Арэ, Толстяков, 1969). Коэффициент b,
который нелинейно зависит от интенсивности света, можно рассчитать по формуле (Гаевский и др., 2000):
b = 6.227 × 10-3/√I

Этот коэффициент меняется от максимального 0.003 при
низкой (<4.4 Вт/м2) облученности до минимального 0.0003 при
высокой (~400 Вт/м2) облученности (Гаевский и др., 2000).
Результаты флуоресцентного анализа хорошо совпадают с
определением фотосинтеза скляночным методом. При параллельном использовании флуоресцентного (Фл) и кислородного
(О2) методов на Рыбинском водохранилище (Минеева, Попельницкий, 1990) получены близкие величины фотосинтеза (Ф),
связь между которыми описывается уравнением:
ФФл = 0.02 + 1.11 × ФО2 (r = 0.83)

Тесная связь получена также между относительным показателем переменной флуоресценции и фотосинтезом, измеренным радиоуглеродным методом (Öquist et al., 1982):
F/Fmax = 0.03 + 0.07 × ФС14 (r = 0.88)

Инструментальные методы контроля водных экосистем, к
которым относится флуоресцентная диагностика, дают возможность оперативного получения большого объема информации.

Расчетный метод
Один из расчетных методов определения фотосинтеза (Ф)
основан на соотношении количества хлорофилла а и показателя
его удельной фотосинтетической активности, который называется ассимиляционным числом (АЧ). АЧ представляет собой
максимальное количество двуокиси углерода, восстановленного
в единицу времени на единицу количества хлорофилла при оптимальных световых условиях. Ф рассчитывают по уравнению:
Ф = Cхл × САЧ,
где Cхл – концентрация хлорофилла, САЧ – суточное ассимиляционное
число.

44

Для приближенной оценки фотосинтеза можно использовать средние величины САЧ, полученные исследователями на
большом фактическом материале. По данным В.В. Бульона
(1984), среднее САЧ равно 40 мг С/(мг Хл × сут) или
125 мг О2/(мг Хл × сут). По нашим данным (Минеева, 2009)
средняя величина САЧ составляет 220 мг О2/(мг Хл × сут) в мезотрофных водах и 140 мг О2/(мг Хл × сут) в эвтрофных водах.

ПРОДУКЦИОННО-ДЕСТРУКЦИОННЫЕ ПОКАЗАТЕЛИ
И БИОТИЧЕСКИЙ БАЛАНС

Для оценки масштабов и соотношения продукционнодеструкционных процессов в водоеме используют суммарные
показатели, отражающие количество новообразованного и окисленного органического вещества во всей толще воды. Эти показатели называются соответственно интегральной первичной
продукцией (∑A) и интегральной деструкцией (∑R). Их получают расчетным путем, выражая, как и концентрационные показатели, в единицах кислорода или углерода за сутки, вегетационный сезон или год, но под единицей поверхности (г О2/м2 или
г С/м2). При оценке годовых или сезонных величин, а также при
составлении биотического баланса, учитывающего все трофические уровни, используют энергетические единицы – кДж/м2.
В основу расчетов интегральной первичной продукции
положены световые зависимости фотосинтеза. Интегральная
первичная продукция численно равна площади геометрической
фигуры, ограниченной вертикальным профилем фотосинтеза.
Вертикальный профиль фотосинтеза связан с ходом проникающей в воду солнечной радиации, поэтому для оценки интегральной первичной продукции используют количественные зависимости фотосинтеза от подводной облученности. Зная величину
максимального фотосинтеза (Amax) и облученность на определенных глубинах эвфотной зоны, рассчитывают фотосинтез на
этих глубинах и затем, используя численное интегрирование,
получают первичную продукцию под м2 (Пырина, 1979).
Поскольку измерение подводной облученности достаточно трудоемко и требует специальной аппаратуры, то для характеристики общих оптических свойств воды можно использовать

45

простой показатель – прозрачность по стандартному белому
диску, называемую условной или относительной прозрачностью. Сравнение вычисленных по схеме И.Л. Пыриной величин
∑A с измененными величинами Amax в Шекснинском и Рыбинском водохранилищах позволило нам получить простое уравнение с угловым коэффициентом, близким к средней прозрачности
воды в этих водоемах (Минеева, 2009):
A = 0.04 + 1.02 × Amax

Простое уравнение для расчета интегральной первичной
продукции приводит В.В. Бульон (1983) на основе обобщения
литературных данных. В уравнение входит максимальный фотосинтез и прозрачность воды на станции ZC:
A = Amax × ZC
Аэробная деструкция протекает в присутствии кислорода.
Поэтому в водоемах с небольшой глубиной при гомотермии и
благоприятном кислородном режиме интегральную деструкцию
∑R рассчитывают на всю толщу воды от поверхности до дна,
умножая измеренную величину R на глубину станции. В глубоких стратифицированных озерах расчет выполняют для слоя
воды, содержащего кислород. Чаще всего этот слой соответствует эпилимниону.
В ряде случаев при оценке интегральной первичной продукции и деструкции необходимо учитывать соответствующие
объемы водной массы при уровне в момент наблюдения. Это, в
частности, относится к водохранилищам – водоемам со сложной
морфометрией и сезонными колебаниями уровня, меняющими
их морфометрические параметры (глубину, площадь, объем).
Такой подход позволяет более точно и объективно оценить баланс органического вещества – соотношение A/R, которое
служит важной характеристикой функционирования и состояния экосистемы.
Для характеристики баланса ОВ используют средние за
конкретный период наблюдения, год или вегетационный сезон
величины интегральной первичной продукции и деструкции.
Отрицательный баланс (A/R <1) соответствует преобладанию
аллохтонного ОВ над автохтонным, что наиболее типично для
водохранилищ и глубоких низкопродуктивных озер. Положи-

46

тельный баланс (A/R >1), а также сбалансированность продукционно-деструкционных процессов (A/R ≈ 1) чаще наблюдаются в мезотрофных и эвтрофных озерах, где сток с водосбора не играет существенной роли в биологической продуктивности водоема.
Отношение A/R меняется в ходе сезонной сукцессии,
отражая особенности развития и функционирования сообществ.
В продукционную (автотрофную) фазу происходит накопление
энергии (A > R), а в деструкционную (гетеротрофную) фазу
(A < R) энергия расходуется.

47

1.4. ПЛАНКТОННЫЕ МИКРООРГАНИЗМЫ
В разделе кратко описаны основные методы исследования
планктонных микроскопических организмов: прокариотных (бактерий) и эукариотных (протистов, микроводорослей и грибов), а
также внеклеточной формы жизни – вирусов. Они принадлежат ко
всем царствам живого, являются наиболее многочисленным и разнообразным компонентом биотических сообществ и выполняют
множество важнейших функций в водных экосистемах.

ОТБОР ПРОБ ВОДЫ
Для изучения распространения и жизнедеятельности микроорганизмов в водной экосистеме с помощью определенных
процедур необходимо получить репрезентативные образцы, которые в дальнейшем будут использованы для получения репрезентативных данных. Отбор проб – это важнейшая стадия проведения микробиологических исследований. Правильная техника
отбора проб крайне важна для получения достоверной информации о водных микроорганизмах. Результаты исследования, их
точность и достоверность зависят от соблюдения требований к
отбору проб.
В зависимости от типа, морфометрии и географического
положения исследуемого водного объекта, и конкретных задач
микробиологических исследований определяют сетку станций
отбора проб, которая составляется на основе батиметрической
карты. В настоящее время батиметрические особенности водных
объектов обычно изучают при помощи эхолота-картплоттера.
Станции отбора проб должны располагаться в наиболее характерных и значимых для данного водного объекта биотопах: в его
прибрежной (минимум 2–3 станции) и глубоководной (1–2 станции, одна обязательно в самой глубоководной точке) частях.
Число точек отбора проб в каждом биотопе должно быть пропор

Д. Б. Косолапов, Д. В. Тихоненков
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: dkos@ibiw.ru; tikho-denis@yandex.ru
48

ционально доле, которую этот биотоп занимает в акватории водного объекта. Необходимо определить такое количество станций,
которое обеспечивает получение репрезентативных данных при
минимальном числе проб.
При изучении вертикального распределения микроорганизмов в толще воды следует учитывать тип перемешивания и
глубину водоема, глубину расположения термо- и хемоклинов,
прозрачность воды и другие параметры. Пробы воды отбирают
из поверхностного горизонта, слоя прозрачности по диску Секки,
слоя двойной и тройной прозрачности, слоя температурного
скачка, оксиклина и придонного горизонта. Интегрированные
(интегральные) пробы воды получают, смешивая в пластиковом
ведре равные объемы воды, отобранные по вертикали через каждый метр водной толщи от поверхности до дна, при большой глубине водного объекта, – отобранные из нескольких (≥5) слоев по
всему столбу воды, в мелководных водоемах, их литоральной
зоне и в реках – смешивая субпробы, отобранные на площади не
менее 5–10 м2.
Съемки выполняют в основные сезоны года: в водных объектах умеренной климатической зоны – это весна (май), лето (конец июля – начало августа) и осень (конец сентября – октябрь).
Исследованиями должны быть охвачены основные гидрологические периоды: весенней и осенней гомотермии, летней и зимней
стратификации и т.п. Одноразовые обследования водоемов и водотоков необходимо проводить во второй половине лета. При
проведении сезонных исследований пробы отбирают ежедекадно
в период открытой воды (с мая по октябрь) и не реже одного раза
в месяц в подледный период (с ноября по апрель).
При сравнительном микробиологическом исследовании
нескольких водных объектов отбор проб в них желательно проводить в одно время суток, лучше в первой половине дня.
Параллельно с отбором проб для микробиологических исследований должны проводиться измерения основных гидрологических и гидрохимических параметров воды: температуры,
электропроводности, прозрачности, цветности, рН, концентрации растворенного органического вещества и соединений биогенных элементов и др.

49

При отборе проб должна соблюдаться стерильность. Она
особенно необходима при всех работах, связанных с посевами
микроорганизмов на питательные среды и молекулярно-биологическими исследованиями. При отборе проб в них не должны попасть посторонние микроорганизмы, а должны присутствовать
только те микроорганизмы, которые обитают в изучаемой водной
экосистеме.
Для отбора водных проб обычно применяют батометры
Руттнера (фотовкладка, фото 1.2), Ван-Дорна (фотовкладка,
фото 1.14), Нискина, Молчанова и др., обычно используемых
гидробиологами. Необходимо обратить внимание на то, что они
должны быть сделаны из химически инертных материалов, таких
как оргстекло или пластик. При проведении микробиологических
исследований участков водотоков с быстрым течением часто используют горизонтальный батометр Ван-Дорна (фотовкладка,
фото 1.15) с навесными грузами. Для отбора проб воды и донных
отложений необходимо использовать чистые пробоотборники.
Внутренние поверхности батометров перед отбором обрабатывают тампоном, смоченным спиртом, и многократно промывают
водой с места отбора проб. Если отбор проб производится с лодки
или судна, они должны быть закреплены якорем.
В хемоклине и/или термоклине стратифицированных водоемов тонкослойный (через 5–20 см) отбор образцов воды осуществляют с помощью шприцевых пробоотборников и вакуумных насосов (например, Baker et al., 1985).
Сразу после отбора водные пробы помещают в флаконы,
которые должны быть стерильными или, по крайней мере, тщательно вымытыми. Для транспортировки и хранения проб используют полипропиленовые или стеклянные флаконы, которые
перед заполнением необходимо сполоснуть водой с места отбора
проб. Флаконы с пробами воды и донных отложений помещают
в ящик-охладитель со льдом, причем живые (нефиксированные)
пробы должны быть отделены от фиксированных, и транспортируют в лабораторию. Опыты или посевы с пробами должны быть
выполнены как можно быстрее, но не позже 4-х часов после их
отбора.

50

Отбор водных проб и манипуляции с ними лучше проводить, надев средства индивидуальной защиты, включая одноразовые перчатки, маску, лабораторный халат и шапочку.

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧИСЛЕННОСТИ И БИОМАССЫ
МИКРООРГАНИЗМОВ

Определение количества микроорганизмов имеет фундаментальное значение для водной микробиологии. Начиная с
1980-х гг. стандартным методом определения численности и биомассы бактерий и других микроорганизмов в воде становится
эпифлуоресцентная микроскопия.

Бактериопланктон
Общую численность и размеры бактериопланктона, а
также численность и размеры его размерно-морфологических
групп: одиночных клеток, крупных (длиной ≥2 мкм) палочек, агрегированных (прикрепленных к частицам детрита и образующих микроколонии и цепочки) и нитевидных форм, определяют
методом эпифлуоресцентной микроскопии с окраской клеток
флуорохромом 4,6-диамидино-2-фенилиндол (ДАФИ) (Sigma
Chemical Co, USA) (Porter, Feig, 1980; Kepner, Pratt, 1994;
Raymond et al., 1994). Для этого, в зависимости от типа исследуемого водного объекта, от 1 до 5 мл природной воды, фиксированной 40%-ным формалином до конечной концентрации 2%, окрашивают в течение 10 мин флуорохромом, конечная концентрация
которого в пробе составляет 1–10 мкг/мл. Водные пробы хранят
при 4 ºС в темноте не более 3 месяцев, поскольку при длительном
хранении численность бактериальных клеток уменьшается. Затем пробу фильтруют через черные (для гашения флуоресценции
предварительно окрашенные в течение суток в насыщенном растворе судана черного в 50% этаноле) ядерные фильтры диаметром 25 мм и диаметром пор 0.2 мкм (например, “Nuclepore”,
“Millipore”, “Poretics” или фильтры на лавсановой основе производства Объединенного института ядерных исследований
(ОИЯИ, г. Дубна, Россия)). Фильтры монтируют между предметным и покровным стеклами с использованием нефлуоресцирую-

51

щего иммерсионного масла, просматривают под эпифлуоресцентным микроскопом, снабженным системой компьютерного
анализа изображений, при увеличении 1000–1250 раз и освещении ультрафиолетовыми (УФ) лучами. На каждом фильтре подсчитывают не менее 400 бактериальных клеток в 10–20 случайно
выбранных полях зрения, и измеряют не менее 100 клеток. На
этих же фильтрах можно определять количество делящихся клеток и рассчитывать их долю в общей численности бактериопланктона (Hagstrom et al., 1979).
Объемы бактериальных клеток рассчитывают с использованием измеренных длины и диаметра по формуле объема цилиндра с закругленными концами или шара:
(W = L): V = (π/4) × W2 × (L – (W/3)),
где V – объем клетки, мкм3, W – ее диаметр, мкм и L – ее длина, мкм
(Massana et al., 1997).

Сырую биомассу бактерий вычисляют путем умножения
их численности на средний объем клеток (V, мкм3). Содержание
углерода в бактериальных клетках (С, фг С/кл) рассчитывают с
использованием аллометрического уравнения:
С = 120 × V0.72 (Norland, 1993).

Растворы флуорохромов, фиксаторов и все другие реактивы, используемые при приготовлении препаратов для микроскопического учета бактерий и других микроорганизмов, предварительно фильтруют через мембранные фильтры с диаметром
пор 0.2 мкм.
Необходимо сказать, что с применением этой методики
учитываются не только бактерии, но и археи. Бактерии обычно
доминируют в прокариотопланктоне пресноводных и морских
экосистем, и часто термин “бактерии” используют для учета всех
окрашиваемых ДАФИ прокариотных микроорганизмов.

Пикофитопланктон
Пикофитопланктон (цианобактерии и водоросли диаметром <2 мкм) является важным компонентом планктона морских
и пресноводных экосистем (Callieri, Stockner, 2002). Его количество и размеры определяют методом эпифлуоресцентной микроскопии по автофлуоресценции его клеток на черных ядерных
фильтрах с диаметром пор 0.2 мкм (MacIsaac, Stockner, 1993). 5–
52

10 мл природной воды, фиксированной глутаральдегидом до конечной концентрации 1%, фильтруют через фильтр, который затем монтируют между предметным и покровным стеклами с помощью нефлуорецирующего иммерсионного масла и просматривают под эпифлуоресцентным микроскопом при увеличении
1000–1250 раз и освещении голубыми лучами. При этом клетки
цианобактерий, содержащие фикоэритрин, светятся желтым или
оранжевым светом, а пиководоросли – красным. Линейные размеры пикофототрофов измеряют с помощью линейного окулярного микрометра, их объемы вычисляют по формулам шара или
эллипсоида. На каждом фильтре считают и измеряют не менее
100 клеток. Сырую биомассу пикофитопланктона вычисляют путем умножения их численности на средний объем клеток и переводят в углерод, допуская, что углерод составляет 16.5% их сырой биомассы (Jochem, 1988), или используя коэффициент, равный 200 фг C/мкм3 (Weisse, 1993).

Гетеротрофные и фототрофные нанофлагелляты
Численность и размеры гетеротрофных жгутиконосцев
(нанофлагеллят) – наиболее многочисленной группы протистов и
главных потребителей бактерий и пикофитопланктона во многих
водных экосистемах, учитывают методом эпифлуоресцентной
микроскопии на черных ядерных фильтрах с диаметром пор
0.5 мкм и использованием в качестве флуорохрома примулина
(Caron, 1983). В зависимости от уровня трофии водоема, через
ядерный фильтр под слабым вакуумом профильтровывают 5–
10 мл пробы природной воды, фиксированной глутаральдегидом
(конечная концентрация 1%). Фильтр монтируют между предметным и покровным стеклами с использованием нефлуоресцирующего иммерсионного масла, просматривают под эпифлуоресцентным микроскопом при увеличении 1000 раз и освещении УФ
лучами. Линейные размеры жгутиконосцев измеряют с помощью
линейного окулярного микрометра. На каждом фильтре подсчитывают и измеряют не менее 50 организмов. Выделяют два размерных класса гетеротрофных нанофлагеллят: мелких (2–5 мкм)
и крупных (>5 мкм). Их объемы рассчитывают с использованием
формул объемов шара, цилиндра или эллипсоида.

53

Фототрофных флагеллят учитывают на тех же фильтрах,
где считают гетеротрофных жгутиконосцев, по автофлуоресценции фитопигментов внутри их клеток при освещении голубыми
лучами. Для перевода биомассы флагеллят в единицы углерода
применяют коэффициенты, равные 220 фг C/мкм3 (Borsheim,
Bratbak, 1987) или 183 фг C/мкм3 (Caron et al., 1999).

Вирусы
Для определения численности вирусов пробы природной
воды объемом не менее 50 мл для минимизации потерь вирусов
при хранении, помещают в стерильные пластиковые флаконы и
для электронной микроскопии фиксируют предварительно профильтрованным через 0.02 мкм 25% глутаральдегидом до конечной концентрации 2%. Флакон с пробой аккуратно перемешивают и помещают в кулер со льдом для транспортировки в лабораторию. Микроскопические препараты можно начинать готовить через 10 мин после фиксации проб. Готовые препараты хранят при -20 ⁰С. Если нет возможности приготовить препараты в
течение 4-х часов после отбора проб, то для долговременного
хранения пробы быстро замораживают в жидком азоте при
-80 ⁰C. Имеется ряд исследований, свидетельствующих о том, что
для учета вирусов быстрая заморозка в жидком азоте фиксированных альдегидами проб является лучшим способом их хранения (Brussaard, 2004; Wen et al., 2004).
Количество планктонных вирусных частиц (вириопланктона, virus-like particles) определяют методом эпифлуоресцентной
микроскопии с использованием флуорохромов SYBR Green I или
SYBR Gold (Noble, Fuhrman, 1998; Chen et al., 2001; Shibata et al.,
2006). Для этого 1 мл фиксированной пробы природной воды окрашивают флуорохромом в темноте и фильтруют при слабом вакууме через мембранные фильтры “Anodisc” из оксида алюминия с
диаметром пор 0.02 мкм (Whatman, Kent, UK). Объем фильтруемой пробы зависит от типа исследуемого водного объекта: иногда
ее необходимо разбавлять Milli-Q водой, профильтрованной через
фильтр 0.02 мкм, или, наоборот, фильтровать больший объем.
Фильтры высушивают, окрашивают флуорохромом и монтируют
между предметным и покровным стеклами с помощью 0.1% рас-

54

твора фенилендиамина в глицерине и фосфатном буфере, или другой среды, ингибирующей фотообесцвечивание флуоресцентных
красителей. Препараты просматривают под эпифлуоресцентным
микроскопом с системой анализа изображений при увеличении
1000–1250 раз и освещении голубыми лучами. Считают не менее
400 вирусных частиц в 10–20 полях зрения.
При определении биомассы вириопланктона разные авторы допускают, что концентрация углерода в 1 вирусной частице составляет 0.055, 0.1 или 0.2 фг С (González, Suttle, 1993;
Wilhelm, Smith, 2000; Steward et al., 2007).

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПРОДУКЦИИ И ДЫХАНИЯ
БАКТЕРИОПЛАНКТОНА

Определение только количества бактерий недостаточно
для понимания их роли в функционировании водных экосистем,
поскольку не всегда количество бактерий коррелирует с их активностью. Поэтому необходимо определять функциональные
показатели бактериальных сообществ, и, в первую очередь, такие
как их продукция и дыхание.

Продукция гетеротрофного бактериопланктона
Продукция, т.е. скорость образования биомассы – это фундаментальное свойство всех организмов в природе, но особенно
важен и информативен этот параметр для водных одноклеточных
микроорганизмов, поскольку они размножаются простым делением клетки надвое, имеют короткий жизненный цикл и высокую
скорость роста. Продукция популяции или сообщества микроорганизмов – это прирост их биомассы за единицу времени в единице объема или на единицу площади поверхности водного объекта. Существует множество методов для определения продукции бактерий в водных местообитаниях, однако стандартными в
настоящее время являются радиоактивные тимидиновый (по
включению [3H]-тимидина в ДНК) и лейциновый (по включению
[3H]- или [14С]-лейцина в белок) методы (Ducklow, 2000).
Для определения продукции гетеротрофного бактериопланктона тимидиновым методом по 5 мл природной воды разливают в опытные и контрольные (фиксированные формалином)

55

флаконы (Bell, 1993). Опыты проводят в 3–5-кратной повторности. Во все флаконы вносят по 100 мкл раствора [метил-3H]-тимидина, конечная концентрация которого в пробе составляет
30 нмоль/л. После инкубации в течение 1 ч при температуре
in situ пробы фиксируют формалином. В каждый флакон добавляют ледяную (0 ⁰C) 100%-ную трихлоруксусную кислоту до конечной концентрации 10%. Флаконы ставят на 15 мин на лед, после чего пробы отфильтровывают при слабом вакууме через
0.2-мкм мембранные фильтры с использованием металлической
фильтровальной воронки. Затем фильтры последовательно промывают ледяной 5%-ной трихлоруксусной кислотой и ледяным
96%-ным этанолом. Фильтры помещают в сцинтилляционные
флаконы, высушивают и измеряют их радиоактивность на жидкостном сцинтилляционном счетчике. Для перевода количества
3
H-тимидина, включенного в ДНК бактерий, в бактериальную
продукцию
используют
следующие
коэффициенты:
2 × 109 кл/нмоль (Bell, 1993) и 20 фг С/кл (Lee, Fuhrman, 1987).

Интенсивность дыхания бактериопланктона
Бактерии вносят значительный вклад в дыхание планктонного сообщества. Интенсивность дыхания гетеротрофного бактериопланктона определяют по уменьшению концентрации растворенного кислорода в предварительно профильтрованной природной воде, инкубируемой в отсутствии света (темных склянках)
при температуре in situ в течение 24 ч (когда наблюдается линейное уменьшение кислорода, т.е. интенсивность дыхания постоянна). Для удаления фитопланктона, простейших и зоопланктона
природную воды предварительно фильтруют при слабом вакууме
(≤100 мм Hg во избежание разрушения клеток) через мембранные
фильтры с диаметром пор 0.8 мкм (Robinson, 2008). Оценивают
вклад бактерий в дыхание планктонного сообщества как отношение скоростей процессов потребления кислорода в отсутствии
света в фильтрованных и нефильтрованных пробах природной
воды.
Зная продукцию (BP) и дыхание (BR) бактериопланктона,
можно рассчитать его потребности в углероде (bacterial carbon demand, BCD = BP+BR) и эффективность роста (bacterial growth
efficiency, BGE = BP/BCD). Эффективность роста бактерий, т.е.
56

доля ассимилированного углерода, которая идет на прирост их
биомассы, является важнейшим параметром для оценки функционирования водной экосистемы, ее способности накапливать углерод и обмениваться СО2 с атмосферой, а также составления
прогнозов ее реакции на изменения условий окружающей среды,
в т.ч. вызванные потеплением климата (Del Giorgio, Cole, 1998,
Biddanda et al., 2001). При высокой эффективности роста бактерий больше углерода и энергии поступает на высшие уровни трофических сетей. При низких значениях этого показателя в бактериальную биомассу переходит меньше углерода субстратов, а
больше окисляется до СО2.
Необходимо отметить, что в последнее время для определения количества, активности и разнообразия различных групп
водных микроорганизмов – прокариотов и эукариотов, гетеротрофов и автотрофов, а также вирусов – все более широкое применение получает проточная цитометрия (Marie et al., 1999;
Brussaard, 2004; Props et al., 2016).

МИКРОСКОПИЧЕСКИЕ ГРИБЫ
Грибы – филогенетически разнородная группа гетеротрофных организмов, которые обладают некоторыми признаками растений и животных. Организмы, ранее относившиеся к царству
Mycota (грибы в традиционном понимании), по современной
классификации входят в состав трех царств: Fungi (собственно
грибы), Chromista (куда включены и многие водоросли), Protozoa
(простейшие животные) (Переведенцева, 2012). С эколого-трофической точки зрения к грибам относят гетеротрофные эукариотные
организмы с исключительно осмотрофным типом питания. Грибы
– обязательный компонент воздушных, наземных, почвенных,
Н. И. Копытинаа, Л. В. Воронинb
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, Некоузский р-н, Ярославская обл., пос. Борок, д. 109;
e-mail: kopytina_n@mail.ru
b
Ярославский государственный педагогический университет
им. К.Д. Ушинского, Ярославль; e-mail: voroninfungi@mail.ru


a

57

подземных, пресноводных и морских экосистем, которые способствуют биологическому очищению среды, разлагая материалы органической и неорганической природы, некоторые виды патогенны и вызывают микозы и микотоксикозы растений и животных.
В экосистемах грибы выполняют функцию посредников между
живым и косным веществом биосферы (Каратыгин, 1994). Грибы
представляют собой малоизученную группу водных микроорганизмов потому, что исторически микология была отделена от микробной экологии во всех гидробиологических исследованиях
(Grossert et al., 2021).
В водоемах разной солености обитает большое количество
разнообразных грибов. В состав группы входят типично водные (облигатные) и терригенные (наземные) виды, которые попадают в водоемы с почвой, сточными водами, субстратами различной природы, заносятся ветром (Литвинов, Дудка, 1975; Jones et al., 2014).
Пресноводные грибы – важная большая экологическая
группа микромицетов, которые встречаются в пресных водоемах
по всему миру. Грибы обитают в водоемах (озера, пруды, водохранилища, торфяные болота и др.) и водотоках (реки, ручьи,
родники и др.). Поймы рек и прибрежные зоны являются важной
промежуточной средой обитания для выживания и размножения
пресноводных грибов, они также встречаются в искусственных
водоемах, таких как градирни, водопроводные трубы, уличные
сточные канавы, системы очистки сточных вод и канализационные системы (Calabon et al., 2020).
Определение “пресноводный гриб” проблематично. Некоторые виды встречаются в наземных местах обитания, поэтому
неизвестно, их обнаружение в пресной воде случайно, или они
способны расти, воспроизводить свою популяцию без постоянной миграции с суши (https://fungi.life.illinois.edu/about/intro).
Одно из современных определений “пресноводный гриб” – любой микромицет, который в течение всего или части своего жизненного цикла проводит в пресной воде или использует в качестве субстрата любые ресурсы преимущественно водной или полуводной природы (Thomas, 1996). Следовательно, если в процессе исследований пресной воды, донных отложений, пены и
гидробионтов в пресноводных водоемах документально подтверждено нахождения гриба, то он считается пресноводным.
58

Предполагаемое количество пресноводных грибов и грибоподобных организмов составляет около 3069–4145 видов, но эти
данные занижены, многие места обитания и субстраты не исследованы или недостаточно изучены (Jones et al., 2014). Пресноводные грибы относятся к восьми отделам: Aphelidiomycota,
Ascomycota, Basidiomycota, Blastocladiomycota, Chytridiomycota, Monoblepharomycota, Mortierellomycota и Rozellomycota, доминируют представители отдела Ascomycota (33 порядка; 622 вида, исключая аскомицетные дрожжи) (Jones et al.,
2014; Calabon et al., 2020).
Ознакомиться с самой новой информацией по пресноводным сумчатым грибам (Ascomycota) и их бесполым формам (анаморфам) можно на веб-сайте http://fungi.life.illinois.edu/. Веб-сайт
www.freshwaterfungi.org разработан для документирования всех
пресноводных грибов на всех таксономических уровнях, для
предоставления актуальной информации. Инструкция по работе на
сайтах дана в статье “www.freshwaterfungi.org, an online platform for
the taxonomic classification of freshwater fungi” (Calabon et al., 2020).
Морские грибы. Разделение грибов на группы облигатно и
факультативно морских носит формальный характер и во многом
зависит от личного мнения ученого. Грибы, выделяемые из морских осадков, ранее считали “наземными”, но их многократная
изоляция из разных биотопов в разных лабораториях мира, а
также молекулярные исследования, убедительно доказали, что их
можно отнести к морским организмам. Это относится и к сапротрофным видам грибов, которые выделяют из морских трав, мангровых растений, животных (Jones et al., 2009, 2015). Поэтому
определение термина “морской гриб” также проблематично.
“Морской гриб” – любой гриб, который многократно был выделен из морских сред обитания: 1) он способен расти и/или образовывать споры на субстратах в морской среде; 2) образовывать
симбиотические связи с другими морскими организмами или
3) имеются доказательства его адаптации и развития в морской
среде (Pang et al., 2016). Экологическая группа грибов очень разнообразна, так по данным сайта About Marine Fungi
(https://www.marinefungi.org/) на 5 марта 2024 г. указано, что морские микромицеты включают 2041 вид, из 814 родов, 278 семейств, 108 порядков, 34 классов, 10 отделов (Aphelidiomycota,
59

Ascomycota, Basidiomycota, Blastocladiomycota, Chytridiomycota,
Monoblepharomycota,
Mortierellomycota,
Rozellomycota,
Mucromycota, Microsporideae).
В последнее время для решения вопроса о разнообразии
грибов применяется молекулярная идентификация изолятов на
базе участка кластера рибосомальных генов и использования данных GenBank. Маркирование генома с применением универсальных праймеров способно дать продукты ПЦР при минимальных
количествах ДНК организма. По этой причине образец ДНК изучаемого организма должен быть свободен от примесей чужеродных ДНК. К настоящему времени молекулярно-генетические
подходы по выявлению состава грибов в природном образце используется для идентификации крупных таксонов (Кураков, Кокаева, 2023). Использование таких подходов для филогенетических исследований требует наличия порой недоступных данных
о секвенировании экс-типовых культур, а также сведений о белковых генах.
В данной работе мы не рассматриваем методы молекулярных и генетических исследований, а также физиологических особенностей и биохимической активности грибов.
Для экологических целей мы используем приемлемые морфолого-культуральные методы, позволяющие получить интересующие результаты.
Водные грибы, независимо от того, в водоеме какой солености они обитают, принадлежат к одинаковым таксономическим отделам, а часто родам, есть общие виды. Поэтому методы
их исследования и выделения схожи. Некоторые особенности исследований уточняются по тексту.

Термины
Микобиота представляет собой группу всех грибов, присутствующих
в определенном географическом регионе или типе среды обитания.
Комплекс грибов (микокомплекс) – совокупность таксонов грибов, занимающих одно функционально дискретное местообитание, без доказательств их функциональный отношений (Мирчинк, 1988; Марфенина, 2005). Комплексы приурочены к определенным условиям и
географическим зонам. Независимо от названия – “сообщество”
(биоценоз, комплекс) – это система надорганизменного уровня, имеющая специфические свойства и характеристики, отличающие ее и
60

от популяции, и от организма (Терехова, 2007). В зарубежной литературе обычно используют термин “сообщество” (community).
Микромицеты, или микроскопические грибы, формально объединяют
большую группу видов, не образующих крупных плодовых тел (Терехова, 2007).
Аскокарп – плодовое тело грибов отдела Ascomycota. Основа аскокарпа
состоит из плотного сплетения вегетативных гаплоидных гиф. Три
основных типа аскокарпа: клейстотеций, перитеций, апотеций.
Клейстотеций – замкнутое шарообразное или округлое плодовое
тело, в котором располагаются сумки с сумкоспорами без выходного
отверстия для выхода спор. Перитeций – плодовое тело сумчатых
грибов обычно грушевидной, овальной, шаровидной формы, в полости которого в определенном порядке развиваются сумки со спорами. У многих грибов имеются также одно- или многоклеточные
стерильные нити – парафизы и перифизы, имеет на верхушке узкое
отверстие, через которое выбрасываются аскоспоры. Апотеций –
открытый тип плодового тела, в форме чаши, блюдца или шляпки, к
моменту созревания споры лежат на поверхности (Микология: основные понятия …, 2003).
Анаморфа – бесполая стадия сумчатого гриба, некоторые виды грибов
проводят весь жизненный цикл в этой стадии.
Телеоморфа – стадия, на которой происходит половой процесс и образование половых структур – плодовое тело с аскоспорами.
Ксилотрoфы (ксилофилы, лигнотрoфы, лигнофилы – дереворазрушaющие грибы) – экологическая группа грибов, которые разрушают древесину. Разложение древесины – одно из основных звеньев биологического круговорота в природе (Микология: основные …, 2003).
“Мягкая гниль” означает разложение погруженных в воду, одревесневавших частей растения до мягкого состояния под воздействием грибов и бактерий.
Мицелий (= грибнuца) – вегетативное тело гриба, состоящее из тонких
нитей либо сифональной структуры, либо нитей, поделенных поперечными перегородками на клетки.
Конидии (= конидиеспоры) – споры бесполого размножения свободноживущих и лихенизированных грибов. Конидии покрыты оболочкой, лишены жгутиков; образуются экзогенно (реже эндогенно) на отростках
гиф или специализированных ответвлениях –конидиеносцах – и легко
от них отделяются (Микология: основные понятия …, 2003).
Видовой состав – перечень видов, из которых состоит сообщество.

61

Пропагула (биспора, КОЕ) – это единица, способная воспроизвести новый грибной организм (клетки дрожжей, фрагменты гиф и споры
разных типов).
Таксономическое разнообразие – подразумевает иерархическую организацию сообщества, состоящего из нескольких таксономических
групп высокого ранга, каждая из которых характеризуется определенной таксономической структурой (Неврова и др., 2015).
Иерархuческая систeма (организация) – расположение таксономических категорий в ряд последовательно соподчиненных уровней и
рангов (Микология: основные понятия …, 2003).

Особенность объектов исследования
В природных условиях на твердых субстратах мицелий с
конидиями микроскопических грибов можно увидеть невооруженным глазом в виде плесени на продуктах питания, пленок разного цвета на строительных материалах, белый или темный налет
на древесных субстратах (фотовкладка, фото 1.16а). Плодовые
тела микромицетов на древесине выглядят как темные точки (фотовкладка, фото 1.16б–г).
При исследовании воды и донных отложений современные
методы микологических исследований не позволяют оценить всю
совокупность микромицетов. Для идентификации видов необходимо иметь описание органов спороношения, а их, как правило,
трудно наблюдать в природе. Поэтому применяют способ посева
воды, осадков, частей гидробионтов на питательные среды или используют субстраты-приманки (в естественных водоемах и лабораторных условиях). На среде прорастают споры и клетки мицелия
грибов, но установить какая структура дала рост невозможно, поэтому подсчитывают все колонии – колониеобразующие единицы
(КОЕ), потом пересчитывают их количество на грамм, литр, квадратный сантиметр и другие меры веса или объема.
Вырастив колонии грибов, можно описать их вегетативные
и генеративные структуры, это невозможно увидеть прямыми
микроскопическими методами наблюдения. Поэтому используя
прямые методы, исследователь, обычно, видит то, что нельзя
идентифицировать (Марфенина, 2005).
Применение методов посева и прямой микроскопии дают
разные результаты. При культивировании грибов на селективных

62

средах определенного состава вычисляют количество КОЕ и видовой состав быстрорастущих видов грибов, на субстратах-приманках (лигнин и целлюлозосодержащие субстраты, фрагменты
гидробионтов, семена растений и другие) – информацию о видовом составе микромицетов с медленными темпами роста и определенной субстратной приуроченностью, но без количественных
характеристик. Методом прямого микроскопирования получают
численность, биомассу пропагул грибов и определяют некоторые
виды (роды) грибов, имеющих споры с характерным морфологическим строением в момент исследования, без доказательства их
функционирования в экосистеме.
Начиная с 1972 г., Е.А. Кузнецовым разрабатывался метод
прямого счета водных грибов. Автор подчеркивал, что метод технически прост, не требует сложного оборудования и электричества, результаты получаются в сравнительно короткое время (не
более 1 часа на пробу). Пробы должны быть обработаны и подсчитаны сразу же после их отбора. Максимальная отсрочка по
времени – 2 часа, но при условии нахождения проб в холодильнике, а в полевых условиях, в термосумке. Иначе основное число
зооспор садится на стенки сосуда, в котором транспортируется
проба, сбрасывают жгутики и становятся недоступными для подсчета и своей макроидентификации. Метод заключается в следующем. Не фиксированная проба воды или разбавленная проба
грунта просчитывается в камере Горяева и параллельно в камере
Богорова. В камере Горяева учитывают мелкие, но многочисленные пропагулы грибов – зооспоры, споры, конидии, мелкие талломы, спорангии и обрывки мицелия. Под бинокуляром в камере
Богорова, имеющей объем в тысячи раз больше, чем камера Горяева, подсчитываются единичные крупные пропагулы, которые
часто принадлежат терригенным грибам и в обычной планктонной пробе воды обнаруживаются редко, это необходимо учитывать при расчете биомассы. Поэтому большинство пропагул истинно водных грибов подсчитывается в камере Горяева. Большинство пропагул – зооспоры, которые активно двигаются в
воде. При быстром движении зооспор подсчет их невозможен.
При фиксации их каким-нибудь раствором, зооспоры останавливаются, но при этом сбрасывают жгутики и инцистируются, либо

63

разрушаются. Остановить зооспоры, не нарушая их жизнеспособности, возможно добавлением в камеру капли водного раствора
растительного клея – гуммиарабика, вишневого или сливового.
Наличие в вязкой среде рефрактивных волн от спор позволяет
увидеть число и тип жгутиков, что помогает определять макросистематическое положение зооспоровых грибов. В камере Горяева
обычно просчитывают весь объем воды (1 мм³) или 20–25 полей
зрения при большой концентрации пропагул. Если концентрация
пропагул в воде незначительна, то пробу воды концентрируют до
объема в 2–15 мл медленным фильтрованием через плотные мембранные фильтры, помещенные в прибор Зейтца, не допуская обсушивания фильтра, либо (что лучше) методом обратной фильтрации в камере Сорокина. Часть пропагул теряется при этом на
фильтре и стенках воронки, но и эту часть можно учесть предварительными опытами. Концентрат переливают в мерную пробирку, из которой он в объеме 0.1 мл переносится в счетную камеру. Вакуум в приборе Зейтца создается различными насосами,
в том числе и ручными, что позволяет проводить исследования в
полевых условиях (Кузнецов, 2003).

Выбор станций отбора проб
Перед выбором места исследования необходимо узнать его
гидрологические и гидрохимические особенности, выяснить источники поступления природных или антропогенных стоков, изрезанности береговой линии, степень зарастания водной растительностью, наличие гидротехнических сооружений. Перечисленные факторы могут каким-либо образом повлиять на природный фон и тем самым изменить видовой состав организмов. Исследование надо проводить в условно ненарушенных биотопах и
подверженных влиянию природных (выход метана, повышенная
радиация, высокая соленость и других) и техногенных неблагоприятных факторов (нефтяное загрязнение, бытовые или промышленные сточные воды).
При проведении комплексных экспедиций в любом водоеме
следует отбирать пробы на станциях, включенных в программу
для отбора проб на гидрохимию, бактерио-, фито- и зоопланктон.
Гидрохимические параметры воды, иногда помогают определить

64

особенности распределения микромицетов и выявить группы индикаторных видов (Копытина, 2020; Копытина и др., 2023).
В реках исследуют русловую (медиаль) и прибрежную (рипаль) зоны, в зоне рипали – заросли макрофитов. Для оценки антропогенного влияния следует отбирать пробы выше и ниже по
течению от населенного пункта или сброса хозбытовых и промышленных стоков (Милько, Захарова, 1984; Voronin, 2014; Abdel-Wareth, Sayed, 2023).
В больших озерах следует отбирать пробы по разрезу через
весь водоем, точки отбора выбирать в зависимости от глубины,
перемешиваемости воды, степени зарастания. Исследования в
прибрежной зоне больших озер и морей планируют в местах с
разным типом акватории (открытая или закрытая); грунтом – песчаный, каменистый; наличием антропогенного или речного
стока; портовых и гидротехнических сооружений; рекреационной нагрузки и других условий.
В малых озерах и прудах достаточно отбирать одну интегрированную по глубине пробу, в зарастающих водоемах – одну
интегрированную в центре и пробы в зарослях (их количество зависит от разнообразия состава гидрофитов и площади водоема).

Пленка поверхностного натяжения
Споры грибов разного генезиса (конидии, аскоспоры, хламидоспоры и другие структуры грибов) концентрируются в
пленке поверхностного натяжения, которая образуется на поверхности воды пресных водоемов и море. Пленку можно собрать
пластиковой рамкой, обтянутой сеткой, которую используют на
окнах для защиты от комаров. К углам рамки крепят леску, соединяют концы воедино и крепят к канату. Рамку опускают на поверхность воды, затем быстро поднимают, а один из углов рамки
располагают около горлышка бутылочки, вода стекает в бутылочку, так можно повторить несколько раз. После доставки пробы
в лабораторию сразу или после непродолжительного (в течение
нескольких часов) хранения в холодильнике образец просматривают под микроскопом. Длительное хранение нефиксированных
проб недопустимо, т.к. в них происходит обильное развитие бактерий и прорастание спор терригенных (наземных) грибов. 40–
100 мл отстоя пленки (или максимально возможное количество)
65

фильтруют через фильтры “Millipor” с диаметром пор 8 мкм в
колбу Бюхнера используя велосипедный насос. Метод прост в использовании и дает хорошие результаты, поэтому его можно использовать в полевых условиях. Фильтры подсушивают, фиксируют и окрашивают 0.1%-ным раствором лактофуксина кислого.
В лаборатории фильтры нагревают до 50–60 ºС в течение 40 мин.
Просветленные иммерсионным маслом и разрезанные на фрагменты фильтры просматривают под микроскопом. Подсчитывают
количество спор с идентификацией грибов до уровня рода, и производят пересчет на литр отстоя или воды (Воронин, 2023). Таким
способом выявляют и крупные конидии другой экологической
группы грибов – воздушно-водных гифомицетов (Воронин,
1997). Попытки использовать фильтры с более мелкими порами
не дали положительных результатов, т.к. они забивались мелкими
водорослями, скоплениями бактерий и т.д., делая конидии водных
гифомицетов трудно различимыми.

Пена
Пена – составной элемент поверхностного биотопа пелагиали и ее экологическое значение исключительно велико. В пене
содержится в десятки и сотни раз больше органических и минеральных веществ, чем в воде, с преобладанием поверхностно-активных веществ. Различают неустойчивую (динамическую) пену
и устойчивую (стабильную) пену. Время жизни динамической
пены – секунды. Стабильная пена образуется на поверхности
воды, пропитана мертвым органическим веществом. В виде хлопьев, полос или целых полей она сохраняется в течение многих
часов, что соизмеримо с продолжительностью жизни бактерий и
других микроорганизмов, населяющих пену. Пена, порожденная
загрязняющими веществами, например, синтетическими моющими средствами, и насыщенная ими, для живых существ непригодна (Зайцев, 2006).
Стабильную пену отбирают на берегу шумовкой в сосуд с
широким горлом (лучше в миску). После того, как пена осядет, и
превратиться в грязную суспензию, ее переливают в бутылочку
для хранения проб. В лаборатории суспензию просматривают

66

под микроскопом при увеличении 400–1000×, споры по возможности идентифицируют. Количество спор рассчитывают на мл
отстоя пены.
Для длительного хранения проб пленки и пены их фиксируют раствором Люголя или 4%-ным формалином (Литвинов,
Дудка, 1975).

Планктон
Река, пруд, озеро. Для учета распределения пропагул грибов в воде, пробу отбирают ведром и батометрами разной конструкции (фотовкладка, фото 1.2, 1.14, 1.15). Образцы воды берут
с поверхностного горизонта (0.2–0.3 м, с берега или лодки, в случае работы с высокобортного судна – 0.5–1.0 м), срединного и придонного (выше дна на 0.5–2 м, во избежание взмучивания осадков).
Если водоем мелкий, ограничиваются приповерхностным и придонным слоем воды, иногда интегральной пробой (от дна до поверхности).
В стратифицированных озерах и морях исследуют поверхностный, придонный (если запланировано изучение глубоководных слоев) и несколько промежуточных горизонтов воды.
Например, в зоне выраженного термоклина (слой воды, в котором температура резко отличается от температуры в выше- и нижележащих слоях воды) или начала сероводородной зоны (Черное море, плотность воды 16.2 кг/м3). В этих слоях изменяются
физические и химические показатели воды, что влечет за собой и
изменение биоты.
Воду отбирают в стерильную посуду объемом 100–500 мл,
предварительно 2–3 раза ополоснув емкость водой из батометра,
закрывают крышкой. До обработки методом посева воду хранят
в холодильнике, не более суток. Для дальнейшего исследования
воды методом прямого микроскопирования воду фиксируют
40%-ным формалином (0.5 мл на 100 мл воды) (Кузнецов, Дубинина, 1989; Терехова и др., 1991).
Перед посевом воду размешивают стерильной пипеткой, затем той же пипеткой отбирают 3–5 мл воды и производят посев
на агаризованную среду. Чашки Петри выдерживают 5–7 суток
при комнатной температуре, затем подсчитывают количество колоний (колониеобразующих единиц, КОЕ), как общее для всех

67

дрожжей и мицелиальных грибов, так и количество каждого типа
колоний с последующим выделением гриба в культуру. При анализе загрязненных вод в гипертрофных водоемах следует производить посев меньшего объема воды (до 1 мл) или разведенных
проб (1:100). Посев проводят в 2–5 повторностях на каждую используемую среду, численность вычисляют из общего среднего
числа колоний, выросших в каждой пробе с пересчетом на 1 мл
или 1 л.
Для проверки способности грибов к росту в воде культуры
пересевают на агаризованную среду в чашки Петри и заливают
стерильной морской или дистиллированной водой; в качестве
контроля используют посев на такую же среду без заливки водой
(Бубнова, 2005).

Подавление роста бактерий в средах
для культивирования
В стерилизованную расплавленную и охлажденную примерно до 40–50 ºС среду вносят антибиотики, чтобы подавить
рост бактерий. Применяют следующие дозировки: 1000000 ед.
бензилпенициллина растворяют в 10 мл стерильной дистиллированной воды и вносят 2 мл раствора на 1 л среды. 1000000 ед.
стрептомицина растворяют в 90 мл воды, добавляют 4 мл раствора на 1 л среды (Методы …, 1982). Можно использовать и другие антибиотики широкого спектра действия: цефтриаксон –
0.5 г/л (Bubnova et al., 2020), 3% спиртовой раствор левомицетина
– 1 мл на 1 л среды (Копытина и др., 2024). Для подавления роста
бактерий среду можно подкислять соляной, серной, лимонной,
фосфорной, молочной кислотами. Кислоты к средам добавляют
до тех пор, пока pH не достигнет значения 4.2–4.5. Кислоты
можно заменить бенгальским розовым (кислотный ксантеновый
краситель) в концентрации 1:15000 (Методы …, 1982). Далее в
тексте, где написано, добавляют антибиотики, имеется в виду такая же схема.

Прямой метод обработки проб воды
Для подсчета пропагул грибов фильтруют 20–30 мл воды
через черные ядерные фильтры с диаметром пор 1.5 мкм. Фильтры фиксируют в парах этанола, окрашивают водным раствором

68

люминесцентного красителя калькофлуора белого (концентрация
1:100 000, время окрашивания – 15 мин). Краситель связывается
с хитином и целлюлозой клеточных стенок грибов, поэтому грибные структуры приобретают ярко-зеленую люминесценцию (Терехова и др., 1991). Препараты просматривают при увеличении
×1000, объекты подсчитывают в десяти полях зрения. Численность микроорганизмов вычисляют по формуле:
N = е×106×д/а×ж×г,
где N – количество микроорганизмов в 1 мл воды; е – площадь фильтра,
мм2; 106 – переводной коэффициент (мм2 в мкм2); д – сумма подсчитанных микроорганизмов в полях зрения г; а – площадь окулярного сетчатого микрометра (мкм2); ж – объем профильтрованной воды, мл; г –
число полей зрения, где подсчитывали микроорганизмы на площади а.

Определить численность пропагул грибов в нативной воде
можно и методом сгущения проб с использованием установки обратной фильтрации воды, применяемой в практике обработки
проб фитопланктона (Копытина, Бочарова, 2019).
Пробу объемом 2.0 л сгущают в воронке обратной фильтрации, используя трековые мембраны с диаметром пор 1 мкм (Радченко и др., 2010). Полученный концентрат фиксируют кислым
раствором Люголя, который в микологии широко применяется
для контрастного окрашивания мицелия. Благодаря такому окрашиванию, нет необходимости в использовании фазово-контрастной микроскопии, как это требуется при фиксации проб формалином (Методы …, 1982). Споры микромицетов идентифицируют до рода.
Пропагулы грибов учитывают в камере Нажотта (объем =
0.05 мл) с помощью светового микроскопа при увеличении ×200,
×400. Просматривают 2 камеры. Для пересчета количества клеток
на 1 л составляются математические пропорции. В камере Нажотта 0.05 мл → n клеток. В 1 л при концентрировании объема V л
до v мл → N кл. Следовательно:
N(кл/л) = n(кл)×v(мл)/0.05(мл)×V(л) = 20nv/V (Радченко и др., 2010).

Данные метод дает заниженный результат, так как не учитываются споры округлой формы, имеющие диаметр до 5 мкм,
по окраске споры не отличаются от мелких клеток водорослей.
Биомассу микроорганизмов рассчитывают по формуле:
B = N×V×d,
69

где B – биомасса микроорганизмов, мг сырой биомассы; N – численность
микроорганизмов; V – объем клетки, мкм3; d – удельный вес равный
1 г/мл (Кузнецов, Дубинина, 1989). Для вычисления объемов микроорганизмов используют формулы аналогичных геометрических фигур.

Предложены и другие методы расчета биомассы. Биомасса
сухого вещества 1 м грибного мицелия диаметром 5 мкм равна
3.9×10-6 г и одной грибной споры 1×10-11 г. С учетом замеренного
диаметра спор и мицелия грибов, реальную биомассу вычисляют
по формуле для спор 0.083 r3×10-11 г, для мицелия 0.628 r2×10-6 г
(Дроздова и др., 2001).
Соотношение численности мицелия и спор характеризует
биоморфологическую структуру комплексов грибов. В случае
получения значения  1 (преобладание спор, не активное состояние микобиоты), условия для развития грибов считаются не благоприятными.

Определители микромицетов
В связи с тем, что в водных экосистемах присутствуют
грибы наземного и водного происхождения различных систематических групп, то для их идентификации используют большое
количество определителей:
Билай В.И., Коваль Э.З. Аспергиллы. Киев: Наукова Думка, 1988. 204 с.
Голубева О.Г. Определитель грибов России. Класс Хитридиомицеты.
Вып. 1. Порядок Хитридиевые. СПб.: Мир и семья, 1995. 168 с.
Егорова Л.Н. Почвенные грибы Дальнего Востока: Гифомицеты.
Л.: Наука, 1986. 192 с.
Кириленко Т.С. Атлас родов почвенных грибов. Киев: Наукова Думка,
1977. 127 с.
Кириленко Т.С. Определитель почвенных сумчатых грибов. Киев: Наукова Думка, 1978. 134 с.
Литвинов М.А. Определитель микроскопических почвенных грибов. Л.:
Наука, 1967. 312 с.
Мельник В.А. Определитель грибов России. Класс Hyphomycetes.
Вып. 1. Сем. Dematiacea. СПб.: Наука, 2000. 373 c.
Милько А.А. Систематика рода Achlya // Микология и фитопатология.
1983. Т. 17. Вып. 4. С. 289–296.
Милько А.А. Систематика рода Saprolegnia // Микология и фитопатология. 1979. Т. 13. Вып. 4. С. 288–294.
Пидопличко Н.М. Грибы-паразиты культурных растений. Определитель.
Т. 2. Грибы несовершенные. Киев: Наукова Думка, 1977. 299 с.
70

Пидопличко Н.М., Милько А.А. Атлас мукоральных грибов. Киев: Наукова Думка, 1971. 303 с.
Пыстина К.А. Определитель грибов России. Класс Оомицеты. Вып. 1.
Порядки Сапролегниевые, Лептомитовые, Лагенидиевые. СПб.:
Наука, 1994. 185 с.
Пыстина К.А. Определитель грибов России. Класс Оомицеты. Вып. 2.
Род Pythium Pringsh. СПб.: Наука, 1998. 126 c.
Bensch K., Braun U., Groenewald J.Z., Crous R.W. The genus Cladosporium
// Studies in Mycology. 2012. Vol. 72. P. 1–401. doi: 10.3114/sim0003
Booth C. The genus Fusarium. Kew: Commonw. Mycol. Inst., 1971. 2237 p.
Cavaliere A.R. Marine Flora and Fauna of the Northeastern United States
Higher Fungi: Ascomycetes, Deuteromycetes, and Basidiomycetes. U.S.
Department of commerce, 1974. 53 p.
De Hoog G.S., Guarro J., Gene J., Figueras M.J. Atlas of clinical fungi. 2nd
edition. Central bureau-voor Schimmel cultures, 2000. 1126 р.
Ellis M.B.D. Dematiaceous hyphomycetes. Commonweals Mycological Institute. Kew: Surrey. England, 1971. 608 p.
Gulis V., Marvanová L., Descals E. An illustrated key to the common temperate species of aquatic hyphomycetes // Metods to study litter decomposition: A Practical Guide. / eds. Graҫa M.A.S., Bärlocher F., Gessner
M.O. Springer, 2005. P. 153–167.
Hyde K.D., Sarma V.V. Pictorial key to higher marine fungi. In Marine Mycology. A Practical Approach. Hong Kong, China: Fungal Diversity
Press, 2000. P. 205–270.
Jones E.B.G., Sakayaroj J., Suetrong S., Somrithipol S., Pang K.L. Classification of marine Ascomycota, anamorphic taxa and Basidiomycota //
Fungal Diversity. 2009. V. 35. P. 1–187.
Kidd S., Halliday C., Alexiou H., Ellis D. Descriptions of medical fungi. Australia, 2016. 278 p.
Klich M.A. Marine Flora and Fauna of the Northeastern United States. New
Orleans. Louisiana. USA. 1981. 167 p.
Kohlmeyer J., Kohlmeyer E. Marine mycology. The Higher fungi. N.Y.,
1979. 690 p.
Navi S.S., Bandyopadhyay R., Hall A.J., Bramel-Cox P.J. A pictorial guide
for the identification of mold fungi on sorghum grain. Information Bulletin no. 59 (In En. Summaries in En, Fr). Patancheru 502 324, Andhra Pradesh, India: International Crops Research Institute for the Semi-Arid
Tropics. 1999. 118 p.
Pang K.L., Jheng J.S., Jones E.B.G. Marine mangrove fungi of Taiwan.
Printed in Taiwan (R.O.C.), 2011. 131 p.

71

Refai M.K., El-Yazeed H.A., Hassan A., El-Hariri M. Monograph on Equine
mycoses & mycotoxicoses a guide for postgraduate students. 2016. 200 p.
Refai M.K., Hassan A.A. Monograph on mycotoxins and mycotoxigenic
fungi. 2013. 193 p.
Refai M.K., Marouf S., Abuelala N., El-Ahl R.H.S. Monograph on Fungal Diseases of Fish. A guide for postgraduate students, Part 1. 2016. 343 p.
Refai M.K., Marouf S., Abuelala N., El-Ahl R.H.S. Monograph on Fungal Diseases of Fish. A guide for postgraduate students, Part 2. 2016. 398 p.
Rifai M.A. A revision of the genus Trichoderma // Mycol. Paper. 1962.
Vol. 1, N 16. P. 3–56.
Scott W.W. A monograph of the genus Aphanomyces // Technical bulletin.
1961. Virginia agricultural experinent station. V. 151. 95 p.
Shearer C.A. The freshwater Ascomycetes // Nova Hedwigia. 1993. Vol. 56.
N 1–2. P. 1–33.
Visagie C.M., Houbraken J., Frisvad J.S., Hong S.-B., Klassen C.H.W., Perrone G., Seifer K.A., Varge J., Yaguchi T., Samson R.A. Identification and
nomenclature of the genus Penicillium // Studies in Mycology. 2014.
Vol. 78. P. 343–371. http:// dx.doi.org/10.1016/j.simyco.2014.09.011
Voglmayr H. Die aero-aquatischen Pilze des Sauwaldgebietes // Beitr. Nauk.
Oberösterrechs. 2000. Bd. 9. S. 705–728.

В настоящее время основным источником информации
стал интернет, в том числе и в области водной микологии. В работе “An online resource for marine fungi” (Jones et al., 2019) дан
список нескольких веб-сайтов, посвященных различным направлениям микологии наземных и водных видов:
http://www.mycobank.org/
http://www.indexfungorum.org/
http://www.theyeasts.org
http://fungalgenera.org/
http://www.marinespecies.org/
http://www.mykoweb.com/index.html
https://www.gbif.org/
http://www.sp2000.org/
https://www.sanger.ac.uk/resources/downloads/fungi/
http://www.fgsc.net/
http://www.facesoffungi.org/
https://www.genome.jp/
http://www.lias.net/
http://www.fungi.com/

72

В этой работе также представлен список морских грибов,
зарегистрированных на веб-сайте https://www.marinefungi.org/ с
указанием систематического положения (на время выхода работы – 2019 г.).
Обращаем внимание, что часть полезной информации, посвященной, в частности, анализу данных и оценке состояния водных объектов по микологическим показателям, представлена в
разделе 2.3

МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
ПРОКАРИОТНЫХ И ЭУКАРИОТНЫХ МИКРООРГАНИЗМОВ

Подавляющее большинство природных микроорганизмов
не поддается культивированию в лабораторных условиях. Поэтому основным источником информации об этих некультивируемых, но важных для функционирования экосистем организмах,
являются их биомолекулы, такие как нуклеиновые кислоты, липиды и белки. Подходы к исследованию нуклеиновых кислот
включают анализ геномов и метагеномов, транскриптомов и метатранскриптомов, или же выбранных маркерных генов, таких
как 16S и 18S рРНК (рибосомальная РНК) для прокариот и эукариот соответственно. За последние несколько десятилетий в области экологии микроорганизмов произошел огромный прогресс,
и было разработано большое число молекулярных методов для
описания и характеристики филогенетического и функционального разнообразия одноклеточных прокариот и эукариот.
В целом применяют два основных подхода к изучению
ДНК и РНК, включая секвенирование, направленное на отдельные таксоны, например, клональные культуры, а также секвенирование всего пула ДНК (или РНК) природного микробного сообщества. Секвенирование ДНК (environmental DNA, eDNA) позволяет идентифицировать виды с неизвестной морфологией и выявлять новые, неизвестные ранее филогенетические линии.


Д. В. Тихоненков, Д. Б. Косолапов
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: tikho-denis@yandex.ru; dkos@ibiw.ru
73

Молекулярно-генетические исследования разнообразия
водных экосистем включают метагеномику (секвенируется тотальная ДНК) и метатранскриптомику (секвенируется тотальная
РНК), а также метабаркодинг, представляющий собой высокопроизводительное секвенирование отдельных молекулярных
маркеров. В настоящее время метабаркодинг является, пожалуй,
наиболее часто используемым методом для оценки разнообразия
природных микробных сообществ. Метабаркодинг позволил выявить неизвестное ранее микробное разнообразие и в настоящее
время является рутинным методом, результаты применения которого быстро накапливаются для множества природных экосистем. Эта масса данных предоставляет беспрецедентные возможности для изучения таксономического и функционального разнообразия микроорганизмов, а также для понимания, как это разнообразие организовано в пространстве и времени. При этом метабаркодирование в настоящее время находится на пороге фундаментальных изменений благодаря развитию технологий высокопроизводительного секвенирования третьего поколения, позволяющих прочитывать длинные последовательности ДНК (до нескольких десятков тысяч пар оснований), что значительно повышает точность таксономических аннотаций и разрешающую способность результатов применения этого подхода.
Метабаркодирование (также известное как секвенирование
ампликонов) состоит из нескольких взаимосвязанных этапов, которые необходимо критически оценить для правильной интерпретации получаемых результатов. Вероятно, самым важным шагом при изучении разнообразия микроорганизмов является научный вопрос, ради решения которого проводится исследование.
В зависимости от решаемой научной проблемы исследование может, например, быть сосредоточено на одной или нескольких средах обитания, на конкретном таксоне или функциональной
группе, на заданном временном интервале или временном ряду.
Следовательно, научный вопрос будет определять стратегию отбора проб, т.е. место и частоту отбора проб, метод отбора проб,
объемы проб, биологические повторы, хранение и биоинформатический анализ.

74

Суть метабаркодингового подхода состоит в том, что из
отобранной пробы выделяется имеющаяся в ней ДНК, и определенные маркерные последовательности ДНК (или баркоды) прочитываются на высокопроизводительном секвенаторе. По полученным последовательностям нуклеотидов можно понять, какие
организмы и в каком соотношении присутствовали в той или
иной пробе (фотовкладка, рис. 1.5).
В зависимости от задач исследования на каждой станции
водного объекта может отбираться как интегральная проба воды
по всей водной толще, так и с ее разных горизонтов. В зависимости
от плотности организмов и концентрации взвешенных частиц, до
500 мл водной пробы фильтруют сначала через планктонный газ с
диаметром ячеи 82 мкм, чтобы избавиться от большей части многоклеточных организмов, а затем – через стерильные мембранные
фильтры. Предпочтительно использовать фильтры из нитроцеллюлозы, которые практически не вступают в химические взаимодействия с другими веществами и применимы для большинства
коммерческих наборов и протоколов по выделению ДНК.
Для изучения микроорганизмов разных размерных фракций используются фильтры с разным диаметром пор, например,
0.2 и 3 мкм. В результате фильтрования на этих фильтрах собираются клетки микроорганизмов двух размерных фракций: от 0.2
до 3 мкм, от 3-х мкм и больше. Для проведения фильтрования
удобны в использовании вакуумные фильтрационные системы
(например, ПВФ-35, Владисарт, Россия). После фильтрования
каждый мембранный фильтр помещают в стерильную пластиковую пробирку объемом 1.5 мл. Если выделение ДНК проводится
не сразу и необходимо хранение отобранного материала, мембранный фильтр с клетками микроорганизмов рекомендуется залить стабилизирующим реагентом 2x DNA/RNA Shield (Zymo
Research, США) или аналогичным раствором. Для мембранного
фильтра диаметром 35 мм, свернутого и помещенного в пробирку
1.5 мл, вполне достаточно 400 мкл стабилизирующего раствора.
Такие пробы могут храниться при комнатной температуре около
одного месяца. Для более долгосрочного хранения пробы рекомендуется заморозить при -80 ⁰С. При этом, разморозка и оттаивание и повторная заморозка не способствуют повышению качества выделения ДНК с мембранных фильтров.
75

Далее следует шаг выделения ДНК. Тотальную ДНК микроорганизмов можно экстрагировать с мембранных фильтров про
помощи фенол-хлороформного метода, или же с использованием
коммерческих наборов для выделения ДНК, например, QuickDNA Fecal/Soil Microbe Kit (Zymo Research, США). Для этого
мембранный фильтр со 100 мкл стабилизирующего реагента
(в котором хранился фильтр) из пробирки переносят в пробирки
для лизиса, например, ZR Bashing Bead (Zymo Research, США).
В этих пробирках происходит гомогенизация в течение 15 мин
при 50 Гц (можно использовать гомогенизатор Tissue-Lyser LT,
Qiagen или аналог). Качество выделенной ДНК проверяется с помощью электрофореза в 1% агарозном геле. Концентрацию ДНК
определяют с помощью флуорометра (например, Qubit 4, Invitrogen, США с использованием набора Qubit 1x dsDNA HS Assay
Kit, Invitrogen, США). Стоит заметить, что по тому же самому
протоколу с использованием пробирок для лизиса и гомогенизации может быть выделена тотальная ДНК из образцов донных отложений и почв, минуя этап концентрации клеток на мембранном
фильтре.
После выделения тотальной ДНК необходимо амплифицировать (или многократно преумножить) определенные маркерные последовательности ДНК, которые, собственно, и являются
баркодами тех или иных организмов. Далее эти баркоды будут
прочитаны секвенатором.
Для микроорганизмов универсальным баркодом являются
определенные регионы гена рибосомной РНК малой субьединицы рибосом. Используясь при биосинтезе белка, рибосомы
есть у всех живых клеток, а рибосомальные гены 16S РНК и
18S рРНК характеризуются высокой копийностью в клетках (относительно легко амплифицируются) и высокой эволюционной
консервативностью, что важно для таксономической диагностики. Так, ген малой субъединицы рибосом эукариот имеет
длину порядка 1800 пар нуклеотидов и имеет вторичную структуру, в которой выделяется несколько гипервариабельных регионов, обозначаемых буквами от V1 до V9 (фотовкладка, рис. 1.6).
Чаще всего у протистов в качестве баркода используются регион
V4 или V9, а у бактерий – V3–V4.

76

К гипервариабельным регионам подбираются комплементарные им праймеры, с которыми производится полимеразноцепная реакция (ПЦР), и изучаемые последовательности генов
амплифицируются.
В качестве праймеров для ПЦР-амплификации региона
V4 18S рРНК протистов можно использовать последовательности UNonMet (Bower et al., 2004; Simon et al., 2015), которые амплифицируют участки рибосомальных генов всех эукариот, за
исключением многоклеточных животных:
UNonMetF 5'-GTGCCAGCAGCCGCG-3',
UNonMetR 5'-TTTAAGTTTCAGCCTTGCG-3'.
Для амплификации бактериальных последовательностей
V3-V4 16S рРНК часто используют пару праймеров, рекомендованную в работе Klindworth et al. (2013):
Forward primer 5’-CCTACGGGNGGCWGCAG-3’,
Reverse primer 5’-GACTACHVGGGTATCTAATCC-3’.
Одним из вариантов постановки ПЦР является следующий
протокол: ПЦР-смесь объемом 25 мкл содержит 0.25 мМ каждого
праймера, 0.125 мМ dNTP (New England Biolabs, Ipswich, MA,
USA), ПЦР-буфер и 0,25 U ДНК-полимеразы Q5 HF (New England
Biolabs, Ipswich, MA, USA). Для амплификации необходим автоматический термоциклер, например, Bio-Rad T100 (Bio-Rad Laboratories, Hercules, CA, USA).
Программа ПЦР амплификации может быть следующей:
начальная денатурация при 95 ⁰С, 3 мин, 25 циклов (95 ⁰С, 30 с,
56 ⁰С, 30 с, 72 ⁰С, 30 с) и финальная элонгация при 72 ⁰С в течение
5 мин. Продукты ПЦР реакции визуализируются на агарозном
геле, после чего осуществляется их очистка из ПЦР-смеси. Для
очистки удобно использовать магнитные частицы, например,
AMPure XP beads (Beckman Coulter, Brea, CA, USA).
На основе полученных ампликонов создаются NGSбиблиотеки, содержащие нуклеотидные индексы (например, Nextera), с помощью которых в дальнейшем можно будет отличить
одну пробу от другой. NGS-библиотеки готовят по протоколу Illumina (Illumina protocol, Part #15044223, Rev. B). Качество полученных библиотек можно проверить с помощью капиллярного электрофореза на TapeStation 4150 (Agilent Technologies, Santa Clara,
CA, USA) или аналогичном приборе. Ампликонные библиотеки из
77

разных проб смешиваются и секвенируются на высокопроизводительных секвенаторах. Для смешения библиотек из большого количества проб в равных пропорциях необходимо их предварительно нормализовать, это можно сделать, в том числе, при помощи qPCR с использованием, например, CFX Connect real-time
PCR system (Bio-Rad Laboratories, Hercules, CA, USA). Для метабаркодинга протистов рационально использовать секвенатор
Illumina MiSeq (llumina, San Diego, CA, USA) с проточной ячейкой
и реагентами MiSeq Reagent Kit v3 (чтение по 300 пар оснований с
двух сторон, 600 циклов) (фотовкладка, рис. 1.7).
На выходе, после одного такого запуска с использованием
одной проточной ячейки, получается порядка 45 млн прочтений
последовательностей ампликонов длиной до 300 нуклеотидов.
Для высокопроизводительного секвенирования ампликонов бактерий может быть использован MiSeq Reagent Kits v2 (Illumina,
San Diego, CA, USA) с меньшей длиной прочтений.
Далее происходит биоинформатическая обработка результатов высокопроизводительного секвенирования ампликонов:
оценка качества, фильтрация ридов, сборка данных. Несколько
примеров возможного пайплайна биоинформатической обработки ампликонов V4 рРНК приведены ниже:
1) Кластеризация (формирование OTU, операционных таксономических единиц) на примере алгоритма, реализованного в
программе usearch.
– Удаление технических адаптерных последовательностей
(trimmomatic и др.). Демультипликация. Данный шаг опциональный, т. к., чаще всего, не требуется.
– Объединение парно-концевых последовательностей.
– Фильтрация прочтений V4 региона 18S рРНК по качеству с помощью метода maxee (maximum expected errors), или с помощью других методов, например, по среднему значению качества прочтения.
– Дерепликация парно-концевых прочтений.
– Кластеризация OTU с параллельным удалением химерных последовательностей.
– Генерация “таблицы OTU” выравниванием объединенных
парно-концевых последовательностей на полученные OTU.

78

– Присвоение таксономии для последовательностей OTU алгоритмом SINTAX (usearch), blastn и др.
– Формирование выходных данных (таблицы OTU) с последующей обработкой в R (phyloseq, vegan, ape).
2) Шумоподавление (формирование ASV) на примере алгоритма,
реализованного в программе DADA2.
– Удаление технических адаптерных последовательностей
(trimmomatic и др.). Демультипликация. Данный шаг опциональный, т. к., чаще всего, не требуется.
– Очистка прочтений от праймерных последовательностей и удаление последовательностей, не содержащих праймеры
(cutadapt и др.).
– Фильтрация прочтений V4 региона 18S рРНК по качеству с помощью метода maxee (maximum expected errors), или с помощью других методов, например, по среднему значению качества прочтения.
– Построение модели ошибок на основе парно-концевых прочтений.
– Дерепликация парно-концевых прочтений.
– Шумоподавление и генерация ASV (amplicon sequence varaint)
из коротких чтений V4 региона 18S рРНК.
– Соединение парно-концевых последовательностей ASV.
– Фильтрация химерных последовательностей.
– Формирование “таблицы ASV”, в данном алгоритме называемой “таблица прочтений”.
– Присвоение таксономии для последовательностей ASV алгоритмом SINTAX (usearch), blastn и др.
– Формирование выходных данных (таблицы ASV) с последующей обработкой в R (phyloseq, vegan, ape).
При анализе результатов метабаркодингового секвенирования микроорганизмов часто применяют алгоритмы, реализованные в QIIME2 2022.11 (Callahan et al., 2016; Bolyen et al., 2019).
Следует пояснить, что для таксономической аннотации полученных нуклеотидных последовательностей используется 2 основных подхода: это OTU (operational taxonomic unint, операционные таксономические единицы) и ASV (amplicon sequence
variant, вариант последовательности ампликона). Более традици-

79

онным является подход OTU, при котором все полученные нуклеотидные последовательности кластеризуются и объединяются
друг с другом с порогом сходства 97%. То есть сиквенсы (последовательности ДНК) похожие друг на друга на 97% и более объединяются в одну операционную таксономическую единицу, которая в идеале, примерно соответствует видовому уровню, т.е.
виду. Шумоподавление (генерация ASV) начинается с определения точных последовательностей, которые были получены в ходе
секвенирования, и сколько раз каждая точная последовательность была отсеквенирована. Эти данные будут объединены с моделью ошибок, полученных в ходе секвенирования, что позволит
сравнить похожие прочтения и определить вероятность того, что
данное прочтение при данной частоте не является следствием
ошибки секвенатора. Это создает, по сути, p-значение для каждой
точной последовательности, где нулевая гипотеза эквивалентна
тому, что эта точная последовательность является следствием
ошибки секвенирования.
Для того, чтобы понять, каким именно таксонам соответствуют OTUs или ASVs их аннотируют по хорошо верифицированными базами сиквенсов, в настоявшее время это SILVA и PR2
(Guillou et al., 2012; Quast et al., 2013; Robeson et al., 2021). Присвоение таксономии микроорганизмов может осуществляться с
использованием классификатора q2‐feature‐classifier (Bokulich et
al., 2018). Таксономию в дальнейшем рекомендуется верифицировать вручную с использованием BLASTN и EzBioCloud (Yoon
et al., 2017). Для прокариот сходство по 16S рРНК в 97% является
пороговым значением для разделения видов. Таксономические
границы для разделения более высоких таксонов могут быть следующими: 94.5% для рода, 86.5% для семейства, 82.0% для отряда, 78.5% для класса и 75.0% для типа/филума (Yarza et al.,
2014). Для эукариотических микроорганизмов подобные общепринятые границы между таксонами в настоящее время отсутствуют.
В результате такого метабаркодингового исследования
природных проб генерируется таблица с аннотированными до
разных таксономических уровней операционными таксономиче-

80

скими единицами или вариантами последовательностей ампликонов в каждой пробе, и числом каждой из операционных таксономических единиц в пробе.
Прогнозирование функциональных характеристик микробных сообществ может быть проведено согласно базе данных Киотской энциклопедии генов и геномов (Kyoto Encyclopedia of
Genes and Genomes, KEGG; http://www.genome.jp/kegg/) посредством алгоритма PICRUSt2 (https: //github.com/picrust/picrust2),
который прогнозирует функции микробного сообщества согласно доле последовательностей маркерных генов в пробах
(Douglas et al., 2020).
Для воспроизводимости результатов данные секвенирования размещают в свободном доступе в публичных базах данных,
например, NCBI.
В этом разделе дано описание лишь малой части огромного
количества методов, используемых для изучения водных микроорганизмов. Типы микробного метаболизма очень разнообразны,
микроорганизмы участвуют в круговоротах всех макро- и микроэлементов, поэтому, конечно, невозможно в одной главе или
даже книге описать все методы, необходимые для изучения микроорганизмов и осуществляемых ими процессов. Более подробное описание методов отбора проб и микробиологического исследования водных объектов можно найти в многочисленных
отечественных и зарубежных руководствах (например, Романенко, Кузнецов, 1974; Романова, Фурсенко, 1984; Кузнецов, Дубинина, 1989; Handbook of Methods …, 1993; Вайнштейн и др.,
2007; Okafor, 2011; Хахинов и др., 2016; Manual of Environmental …, 2016).

81

1.5. МЕТАЗООПЛАНКТОН
Пресноводный зоопланктон включает две большие таксономические группы организмов: простейшие (инфузории и гетеротрофные нанофлагелляты – протозоопланктон) и многоклеточные животные (коловратки и ракообразные – метазоопланктон). Кроме них в планктоне обитают личинки ряда моллюсков,
наиболее многочисленными из них и важными для трофической
сети планктона являются велигеры рода Dreissena, которые временно присутствуют в толще воды и составляют меропланктон
(Лазарева и др., 2015). Также к меропланктону относятся личинки комаров сем. Chaoboridae, ряд молодых Chironomidae на
планктонной стадии (Методика …, 1975). В данном разделе рассмотрим только многоклеточный зоопланктон.
К метазоопланктону относятся, обитающие в толще воды
водоемов и водотоков коловратки (Rotifera) и ракообразные
(Crustacea). Обычно как метазоопланктон учитывают всех коловраток кроме отряда Bdelloida, всех ветвистоусых раков (Cladocera) и два отряда (Calaniformes и Cyclopiformes) веслоногих
раков (Copepoda). В указанных группах присутствуют не только
планктонные, но и бентосные, и фитофильные формы. Однако
исторически сложилось так, что все виды этих групп, попадающие в планктонные сборы, включаются в списки видов зоопланктона, но с указанием их биотопической приуроченности.

СБОР ПРОБ ЗООПЛАНКТОНА ВОДОЕМОВ
Планирование расположения станций
и сроков отбора проб на водоеме
Количество станций (точек) отбора проб зависит от размера
и степени расчлененности акватории водоема. Для получения статистически значимых результатов рекомендуют устанавливать ми

В. И. Лазарева
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: laz@ibiw.ru
82

нимум три станции в каждой зоне водоема (пелагиаль, литоральная
зона (открытая и защищенная; лишенная зарослей макрофитов и с
зарослями макрофитов), заливы, плесы) (Методические …, 1984).
При работе на малых озерах и прудах (менее 0.25 км2) можно устанавливать по 1–2 станции в центре акватории и различных биотопах литоральной зоны (Лазарева и др., 2003). В крупных озерах и
водохранилищах сетка станций должна охватывать все основные
плесы и заливы (Методические …, 1984).
Количество станций также зависит от задачи исследований. Для ежегодного мониторинга определяют меньшее количество точек отбора проб, нежели для подробного изучения распределения зоопланктона по акватории. Так, “стандартные”
станции (шесть) гидробиологического мониторинга на Рыбинском водохранилище (площадь 4550 км2), располагаются в трех
участках Главного плеса и в двух участках Волжского плеса
(рис. 1.8) (Рыбинское …, 1972; Структура …, 2018). При исследовании пространственного распределения зоопланктона количество точек отбора проб возрастает до 20–35 и более (рис. 1.8).
Для анализа вертикальных профилей структуры и обилия сообщества обычно устанавливают 1–4 станции в наиболее глубоких
участках акватории.
В больших маршрутных экспедициях, охватывающих несколько крупных озер и водохранилищ, например, 12 водохранилищ Волго-Камского каскада, количество точек отбора проб,
помимо задач исследования, определяется также ограничениями
в работе судна и запланированной продолжительностью рейса.
Оптимально на каждое водохранилище каскада необходимо
устанавливать не менее 8–10 станций, преимущественно расположенных вдоль судового хода (Лазарева и др., 2018б). Кроме
этого, на речном, переходном и озерном участках каждого водохранилища организовать сборы на полу- или полных разрезах,
охватывающих литоральную зону, сублитораль и русло.
Сроки отбора проб зоопланктона определяются сезонным
циклом развития сообщества и конкретными задачами работ.
При изучении сезонного хода развития зоопланктона пробы отбирают не реже одного раза в две недели. Для описания видового состава зоопланктона необходимы подробные исследования
максимального количества участков водоема в разные сезоны
(лето, зима, весна, осень).

83

Рис. 1.8. Схема расположения основных точек отбора проб в комплексных экспедициях на Рыбинском водохранилище в 2004–2014 гг.
(по: Структура …, 2018). 1 – станции стандартных наблюдений, 2 –
прочие станции.

Задача маршрутных экспедиций – в максимально короткие сроки одного сезона получить сопоставимые данные по
структуре и обилию сообщества большого количества водоемов
или разных участков одного крупного водоема. Как правило, эти
работы планируют на июль–август летом и февраль–март зимой. В эти сроки зоопланктон наиболее стабилен по структуре,
что позволяет получить сопоставимые данные для всего ряда
обследованных водоемов.

84

Методы сбора зоопланктона водоемов
Не существует универсальных или, как часто пишут в статьях, “стандартных” методов лова и учета зоопланктона. Для
каждой задачи исследования и каждой группы водоемов подбирают свой наиболее оптимальный способ (Жизнь …, 1956; Киселев, 1969; Лазарева и др., 2003; Лазарева, 2010а). Поэтому при
написании отчетов и подготовке публикаций необходимо подробно описывать выбранный способ сбора.
Пелагический зоопланктон озер и водохранилищ. Для тотального лова озерного зоопланктона в качестве основного орудия рекомендуют малую количественную планктонную сеть
Джеди (Методические …, 1984; Лазарева, 2010а). Она удобна для
работы как с небольшой лодки, так и с экспедиционного судна.
Последнее проверено более чем 20-летней работой сотрудников
ИБВВ РАН на водохранилищах Волги и Камы (Лазарева, 2010б,
2019, 2020; Лазарева и др., 2018а). Удобство работы малой сетью
Джеди состоит в том, что она позволяет облавливать глубокие и
мелководные участки водоемов. Высота сети составляет чуть более 60 см и при опускании нижнего кольца на грунт сеть начинает облов толщи воды всего в 12–15 см над дном. Эта сеть пропускает через сито около 11 л на 1 м хода, в водоемах с глубиной 10–
20 м получаем 110–220 л профильтрованной воды на один лов от
дна до поверхности. Этого достаточно, чтобы определить численность всех массовых видов и обнаружить большинство даже
редких форм. Осенью, зимой и ранней весной обилие зоопланктона в пелагиали не велико. Для его сбора в эти сроки, а также в
олиготрофных водоемах, можно использовать количественные
среднюю сеть Апштейна или большую сеть Джеди, которые на
1 м хода облавливают 31 и 49 л соответственно (табл. 1.7).
Заметим, что соотношение диаметров нижнего и входного
(верхнего) колец сетей Апштейна и Богорова (2–2.3) больше по
сравнению с таковым у сетей Джеди (1.2–1.5). Это приводит к
более сильному сопротивлению движению в воде сетей Апштейна, что формирует ударную волну и отпугивает от входа в сеть
крупных и быстро двигающихся ракообразных (например, представителей родов Heterocope, Cercopagis, Bythotrephes).

85

Таблица 1.7. Параметры количественных планктонных сетей, пригодных для лова пресноводного зоопланктона (по: Киселев, 1969)
Параметр
Диаметр верхнего
кольца
(Д1), см
Диаметр нижнего
кольца
(Д2), см
Высота конуса
из сита, см
Высота конуса
из ткани, см
Д2/Д1
Площадь входа, м2
Объем воды /
1 м, дм3

малая
12

Сети Джеди
большая большая
1
2
25
33

Сети Апштейна
малая средняя

Сеть
Богорова

11

20

20

18

30

49

25

40

40

47–50

70

86

40

100

100

12

33

36

20

20

25

1.5
0.0113

1.2
0.0491

1.5
0.0855

2.3
0.0095

2.0
0.0314

2.0
0.0314

11

49

109

10

31

31

Примечание. Д – диаметр, В – высота, Д2/Д1 – соотношение диаметров нижнего и верхнего колец, площадь входа – площадь входного
кольца (константа сети), объем воды/1 м – объем профильтрованной
воды на 1 м хода сети.

Количественные планктонные сети характеризуются наличием надставного верхнего тканевого не фильтрующего конуса
(фотовкладка, фото 1.17), который компенсирует неполную
фильтрацию воды через мелкоячеистое сито за счет формирования пониженного давления воды в верхнем отделе сети (Киселев,
1969). В том же обзоре помечено, что скорость протягивания сети
через столб воды должна быть не менее 0.5 м/с. Параметры основных сетей (табл. 1.7) не следует произвольно менять, поскольку они предложены и испытаны опытными гидробиологами с
учетом наилучшей фильтрующей способности сети.
При работе в штормовых условиях, а также на глубоководных озерах, где нет возможности зафиксировать на якоре
судно или лодку, сотрудники ИБВВ РАН используют сеть в
утяжеленном корпусе, который состоит из 3–4 металлических
колец, соединенных между собой цепями и утяжеленную снизу

86

дополнительным грузом (фотовкладка, фото 1.18). Это позволяет осуществлять ее максимально вертикальный спуск и подъем.
С 1960-х годов в ИБВВ РАН при оборе интегральных
проб зоопланктона с судна на крупных водохранилищах используют тяжелые планктобатометры системы Фридингера в модификации Дьяченко и Кожевникова (батометры ДК) объемом 5 и
10 л (Методика ..., 1975). Большой батометр ДК был рекомендован для сбора тотальных проб зоопланктона с судна, как более
уловистый по сравнению с планктонными сетями (Методика ...,
1975). Однако конструкция этого орудия окончательно не была
доработана. Его основной недостаток – очень большая масса
(с водой более 20 кг), на корабле с ним работают три человека, а
отбор тотальных проб с интервалом 1 м на больших глубинах
(более 10 м) занимает 40–60 мин на каждой станции. Кроме того, неровный ход троса лебедки приводит к произвольному закрыванию батометра, не достигая нужного горизонта, а в закрытом состоянии нижняя крышка пропускает или полностью сбрасывает воду. В целом эти батометры более удобны для фракционного лова зоопланктона с целью исследования его вертикального распределения (Лазарева, 2010а). Поскольку они закрываются рывком троса, то для работы без лебедки, например, зимой
со льда, эти орудия не пригодны.
Среди многочисленных конструкций планктобатометров
для лова планктона “с рук” заслуживает внимания легкая вертикальная модель Ван-Дорна в модификации Wildlife Supply Company®, USA (Vertical Beta Bottle) объемом 4.2 л
(A Copmrehensive …, 2010) (фотовкладка, фото 1.14).
Эту модель уже много лет (с 2014 г.) с успехом используют сотрудники ИБВВ РАН, работающие на озерах и водохранилищах (Жданова и др., 2019; Жданова, 2023; Жданова, Малин,
2023). Данный батометр хорошо зарекомендовал себя при сборе
зоопланктона летом и зимой подо льдом, при отборе интегральных проб со всего столба воды и послойном лове для анализа
вертикального распределения зоопланктона. В целом, существует широкий набор современных орудий лова, который предлагают исследователям зарубежные фирмы (Sampling …, 2004;
А Copmrehensive …, 2010).

87

Воду с планктоном, собранную любым типом батометров,
концентрируют процеживанием через конический сачок из сита
или качественную сеть Апштейна (фотовкладка, фото 1.17). Для
минимизации продавливания животных через сито, сачок или
сеть при этом должны быть погружены в емкость с профильтрованной заранее водой (Методика ..., 1975).
Для изготовления сачков и планктонных сетей в настоящее время используют техническую нейлоновую ткань для сит
(табл. 1.8). Для тотального лова зоопланктона подходят российские ткани артикулов 70–81 с ячейками 93–74 мкм, эти сита
улавливают организмы крупнее 100–130 мкм.
Таблица 1.8. Варианты современной технической нейлоновой ткани
для сит, пригодной для изготовления планктонных сетей и сачков
(ПромТекстиль, https://promtextil.ru/internet-magazin/product/tkan-dlyasit-art-56-64-pa-razm-106mkm)
Наименование
ткани
Арт. 41
Арт. 67
Арт. 70
Арт. 73
Арт. 76
Арт. 81
Арт. 90
Арт. 100

Состав

белый полиамид
–//–
–//–
–//–
–//–
–//–
–//–
-//-

ПлотШирина Ячея,
Диагоность, г/м полотна, мкм
наль
см
ячеи, мкм
48
122
150
212
50
122
99
140
50
122
93
132
50
122
87
123
50
122
82
116
50
122
74
105
43
122
67
95
43
122
56
79

Для сбора ракообразных можно использовать сети и сачки
из ткани артикула 41, которые улавливают организмы крупнее
200 мкм. Для лова микропланктона (коловратки) подойдет ткань
артикулов 90–100, улавливающая организмы размером от 80 мкм.
Не следует выбирать для рутинных сборов общего зоопланктона сети с очень маленьким размером ячеи (<70 мкм),
особенно в условиях массового развития водорослей. Такая сеть
очень быстро забьется фитопланктоном и детритом. При частой
и тщательной отмывке мягкая ткань этих сит быстро рвется. Все
сети и сачки нужно промывать чистой водой и желательно вы-

88

сушивать после отбора каждой пробы. Это важно не только для
очистки сети от грязи, но и для предотвращения заноса организмов из одной пробы в другую.
Для сбора микропланктона, особенно для выявления видового богатства мелких коловраток, может быть также использован отстойный метод (Киселев, 1969; Лазарева и др., 2003).
Суть его состоит в том, что собранная любыми зачерпывающими орудиями вода наливается в бутыль емкостью 0.5–1.5 л,
планктон фиксируют и ставят на отстаивание на 10–15 суток.
После этого пробу аккуратно концентрируют отсасыванием
лишней воды с помощью сифона с трубкой, нижний конец которой закрыт ситом (см. подробно Киселев, 1969, с. 293–294).
Такую пробу просматривают обычно целиком. Преимущество
этого метода состоит в том, что исследователь точно знает объем отобранной воды, может оценить состав микропланктона,
включая самые мелкие формы. Но у этого простого метода есть
и недостатки. Самый большой из них – очень маленький объем
пробы, что не позволяет точно оценить численность видов, единично попавших в сборы. Например, находка 1 экз. какого-либо
вида в пробе 0.5 л дает в пересчете на 1 м3 численность 2 тыс.
экз., в пробе 1.5 л – 670 экз. Как следствие, применение этого
метода приводит к завышенной оценке обилия малочисленных
видов и затрудняет обнаружение форм с численностью менее
1 тыс. экз./м3. Вместе с тем в условиях высокой численности
микропланктона он дает хорошие результаты.
Прибрежный, фитофильный и придонный зоопланктон.
Прибрежная (литоральная) зона больших водоемов ограничена
урезом воды и нижней границей распространения макрофитов.
В зависимости от типа водоема нижняя граница литорали может
располагаться на глубинах от 1–3 до 7–8 м (МордухайБолтовской, 1976; Лазарева и др., 2003; Курашов и др., 2011).
При небольших глубинах (менее 4 м) в малых лесных и болотных водоемах почти вся их акватория может быть занята куртинами макрофитов, что приближает их к литорали крупных водоемов. В таких озерах литораль либо вообще не выделяют, либо
отождествляют с зоной плотных зарослей на расстоянии 10–
20 м от уреза воды на глубинах около 1 м (Лазарева и др., 2003).
Из этого короткого экскурса следует, что в прибрежье обитают
89

виды зоопланктона, жизненный цикл которых связан с мелководьем, дном водоема и зарослями высших водных растений. Методы сбора прибрежного метазоопланктона определяются глубиной, а также наличием и плотностью макрофитов.
На глубине более 2 м в отсутствие макрофитов и/или в
разреженных зарослях для лова зоопланктона подойдет малая
модель сети Джеди (фотовкладка, фото 1.17) или вертикальный
батометр Ван-Дорна (фотовкладка, фото 1.14). На меньших глубинах может быть использована горизонтальная модель
4-литрового батометра Ван-Дорна в модификации Wildlife Supply Company®, USA (Horizontal Beta Bottle) объемом 4.2 л
(A Copmrehensive …, 2010) (фотовкладка, фото 1.15). Диаметр
цилиндра этого батометра 10 см, что позволяет проводить с его
помощью фракционный сбор придонного зоопланктона, начиная от 0.15 м над дном водоема. Ранее придонный зоопланктон
собирали отечественным батометром системы Жуковского
(см. Киселев, 1969), но в настоящее время этот раритетный прибор почти не доступен исследователям.
Чаще всего для сбора зоопланктона на малых глубинах
используют мерный сосуд (кружка или ведро) объемом от 1 до
10 л, с помощью которого через сачок или коническую сеть
Апштейна профильтровывают 50–100 л воды (Жизнь …, 1956;
Киселев, 1969; Методика …, 1975; Шурганова и др., 2021).
При лове зоопланктона в плотных зарослях макрофитов
также удобно использовать подобный мерный сосуд. При этом
следует немного поворошить растительность, прежде чем зачерпывать воду. Это поможет вспугнуть со стеблей и листьев
тех зоопланктеров, которые неохотно плавают (кладоцеры семейств Chydoridae, Macrotricidae, некоторые Sididae, а также
копеподы родов Macrocyclops, Eucyclops и Paracyclops). Вполне
успешно для отбора проб в зарослях макрофитов используются
батометры Руттнера (фотовкладка, фото 1.2).
Отдельно хочется обратить внимание на особенности сезонных работ в литоральной зоне в условиях изменения уровня
воды, что характерно для озерных экосистем, но наиболее выражено в искусственных водных объектах – водохранилищах.
Как нам представляется, необходимо учитывать динамику
изменения глубины в течение суток, недель или сезонов (в зави90

симости от типа регулирования конкретного водохранилища).
В начале периода сборов необходимо обозначить конкретные
глубины с помощью кольев (лучше использовать ветки или тонкие стволы деревьев, что в большей степени гарантирует их сохранность, так как не привлекает излишнего внимания людей).
В дальнейшем сборы проб целесообразно проводить как в местах, где пробы собирали изначально (даже при изменении глубины вплоть до возможного обсыхания участка), так и на изначально выбранных глубинах, то есть на новых точках, которые
также необходимо отметить кольями. Детали работы можно посмотреть на примере работ по мейобентосу (Гусаков, 2007).
Кроме этого, необходимо обратить внимание на несколько
моментов. Очевидно, что при изучении планктона литоральной
зоны наиболее приемлем интегральный сбор проб на разных
глубинах разреза от 0.5 м до выбранной максимальной глубины
с шагом 0.5 м. При работе в зарослях макрофитов нужно учитывать степень зарастания: не заросшие или почти не заросшие –
площадь зарослей менее 1% от площади акватории; очень слабо
заросшие – 1–5%; слабо заросшие – 6–10%; умеренно заросшие
– 11–25%; значительно заросшие – 26–40%; сильно заросшие –
41–65%; очень сильно заросшие – 66–95%; сплошь заросшие –
96–100% (Папченков, 2001). Важным также представляется учет
интенсивности зарастания: почти не зарастающие – менее
0.1 кг/м2; очень слабо зарастающие – 0.11–1.0 кг/м2; слабо зарастающие – 1.01–2 кг/м2; умеренно зарастающие – 2.01–3.0 кг/м2;
значительно зарастающие – 3.01–4.0 кг/м2; сильно зарастающие
– 4.01–5.0 кг/м2; очень сильно зарастающие – более 5 кг/м2
(Папченков, 2001).
Методы фракционного (послойного) лова зоопланктона.
Фракционный лов используют обычно для изучения вертикального распределения организмов зоопланктона в толще воды
глубоководных участков озер и водохранилищ. Прежде, чем
начинать эту работу, необходимо провести регистрацию вертикальных профилей температуры и растворенного кислорода,
чтобы установить границы эпи-, мета- и гиполимниона. Это
особенно важно для водоемов, где наблюдается расслоение воды (стратификация) по температуре, содержанию растворенного
кислорода и другим физико-химическим характеристикам. Сбор
91

зоопланктона можно проводить по указанным трем слоям, либо
более дробно с интервалом 1–2 м. Первым всегда облавливают
верхний горизонт, затем последовательно все остальные (Киселев, 1969). Следует избегать ситуаций, при которых пограничные горизонты эпи-, мета- и гиполимниона “размываются”, попадая в разные пробы.
В качестве основных орудий фракционного лова пресноводного зоопланктона, как правило, используют батометры различной конструкции объемом 4–10 л. Послойный лов микрозоопланктона можно выполнять батометрами меньшего объема
(0.5–2 л), в частности, широко распространенным батометром
Руттнера с пластиковым или металлическим цилиндром (фотовкладка, фото 1.2).
Для фракционного лова зоопланктона на глубине более
15 м используют замыкающиеся сети Джеди, Апштейна или
Нансена (Жизнь …, 1956; Киселев, 1969; Sampling …, 2004).
Особенностью конструкции этих сетей является более высокий
тканевый конус, который минимизирует потери планктона при
закрывании сети в толще воды (табл. 1.9). Конструкция одного
из замыкателей описана в книге (Жизнь …, 1956, с. 193). В морях и глубоких озерах фракционный лов зоопланктона можно
делать морской сетью Нансена высотой 3 м, ее замыкатель срабатывает от посыльного груза (см. Киселев, 1969, с. 158–161).
Таблица 1.9. Параметры замыкающихся количественных планктонных сетей для фракционного лова пресноводного зоопланктона
(по: Жизнь …, 1956; Киселев, 1969; Sampling …, 2004)
Сети Джеди

Сети
Сеть Нансена и ее
Апштейна
модификации
малая большая малая средняя Nansen WP2 Indian
standart
Ocean
Диаметр верхнего 12
25
11
20
70
57
113
кольца (Д1), см
Диаметр нижнего 17
30
25
40
–
–
–
кольца (Д2), см
Высота конуса из 47
70
40
100
200
260 400
сита, см
Высота конуса из 40
70
40
100
100
–
70
ткани, см
Примечание: Прочерк – конструктивный элемент отсутствует.
Параметр

92

Современные производители предлагают готовые закрывающиеся сети нескольких моделей Nansen Closing Net, WP2
Closing Net и Indian Ocean Standard Net (рис. 1.9), они различаются диаметром входного отверстия (от 57 до 113 см) и высотой
фильтрующего конуса (от 2 до 4 м) (Sampling …, 2004). Сети
Нансена и WP2, а также большую линейку других орудий лова
планктона можно заказать в российской компании “ЭБИСУ”
(г. Королев) (Производственная …, 2023).
3
2

1

Рис. 1.9. Современные замыкающиеся сети для фракционного
лова
зоопланктона
(по:
Sampling …, 2004). 1 – Indian
Ocean Standard Net, 2 – WP2 Closing Net, 3 – Nansen Closing Net.

В водоемах не глубже 15 м можно делать фракционный
лов количественной сетью без замыкателя. В этом случае для
закрывания сети используется дополнительная веревка, которая
карабином крепится к нижнему кольцу сети. В воду сеть опускается в строго вертикальном положении, равномерно стравливаются обе веревки. Когда нужно закрыть сеть, дополнительную
веревку подтягивают на высоту, близкую к диаметру нижнего
кольца. После чего поднимают закрытую сеть.

93

Методы изучения суточных вертикальных миграций зоопланктона. Вертикальное распределение организмов планктона
изменяется не только в течение вегетационного сезона, но и за
более короткое время (несколько часов). Считают (Киселев,
1980; Гладышев, 1990; Задереев и др., 2012), что это связано с
изменением температуры, освещенности, доступности пищи и
прессом хищников. Факторы, определяющие темп и направление миграции одних и тех же видов, варьируют от водоема к
водоему, механизм их действия до конца не выяснен.
Восходящие и нисходящие вертикальные миграции
планктонных животных в течение суток можно исследовать в
лабораторном эксперименте, визуально наблюдая перемещение
организмов в цилиндрическом аквариуме (Дроботов, 2014).
Также это делают с помощью видеокамеры в специальных трубах, погруженных в водоем, или же методом подсчета животных
в отдельных частях этих труб (Tolomeyev, Zadereev, 2005; Задереев и др., 2012; Задереев, Толомеев, 2013). Однако чаще всего о
перемещении планктона в водоеме судят по наблюдениям за
изменением его вертикального распределения, то есть динамики
смещения максимальной концентрации организмов по глубинам
(Киселев, 1980; Маркевич, 1982; Гладышев, 1990; Добрынин,
2009). Этот способ широко распространен, хотя следует заметить, что скопления планктона на той или иной глубине не всегда вызваны его вертикальными миграциями. На формирование
таких скоплений влияют также горизонтальные перемещения
организмов и их рассеяние при атаках хищников. Тем не менее,
изучение динамики вертикальной структуры зоопланктона и
выявление определяющих ее факторов представляет важное
направление гидробиологических работ.
Орудия лова, используемые для отбора зоопланктона при
анализе вертикального распределения, описаны в предыдущем
разделе. Сборы зоопланктона проводят в течение суток с интервалом в 2–3–4 или 6 часов (Маркевич, 1982; Гладышев, 1990;
Добрынин, 2009; Жданова, 2018), а также с привязкой начала/окончания работ к восходу или заходу солнца (Гладышев,
1990). Это важно, поскольку многие виды совершают так называемые “сумеречные миграции”, состоящие в подъеме скоплений животных с дневного уровня к поверхности перед заходом
94

солнца и опускании их на глубину перед рассветом (Киселев,
1980). Часто при исследовании суточных миграций используют
следующую схему отбора проб: 23, 1, 3, 5, 7, 9, 11, 13, 15, 17, 19
и 21 час (Маркевич, 1982; Добрынин, 2009) или близкую к ней с
интервалом 3 часа (Жданова, 2018).
В неглубоких водоемах пробы отбирают последовательно
в каждом метровом слое воды, в глубоких (более 20 м) через 2–
3–4 м, реже делают облов нескольких горизонтов различной
мощности. Так, в работе М.И. Гладышева (1990) указано, что в
Красноярском водохранилище при глубине 25 м облавливали
слои 0–5, 5–15 м и придонный.
Послойное распределение зоопланктона представляют в
единицах численности (экз./м3) (Добрынин, 2009; Жданова,
2018), а также в долях (%) численности во всем столбе воды под
1 м2 (Маркевич, 1982; Гладышев, 1990; Задереев и др., 2012).
Последний вариант предпочтительнее, поскольку численность в
столбе воды в разное время суток может существенно различаться. При отборе проб с каждого метра столба воды количество зоопланктона или отдельных видов в нем вычисляется как
сумма значений численности (экз./м3) по всей глубине и выражается в экз./м2. При отборе проб с интервалом 2 м и более
необходимо принять, что выявленная в каждом слое концентрация организмов относится ко всему 2-метровому слою. В этом
случае для определения количества планктона в столбе воды
(экз./м2), численность (экз./м3) в каждом горизонте удваивается,
а при отборе через 3 м – утраивается и т.д.
Пример: пробы зоопланктона отбирали на станции с глубиной 10 м послойно через каждые 2 м (0, 2, 4, 6, 8, 10). Всего
получили шесть проб, из которых первые две (0 и 2 м отобраны
фактически через 1 м). Получены шесть значений численности:
сверху вниз: 100, 120, 300, 250, 500 и 200 экз./м3. Расчет количества планктона под 1 м2: 100+120 + (300+250+1500+200) × 2 =
4720 экз./м2. Таким образом, наибольшая концентрация планктона наблюдается на глубине 6–8 м, здесь находится 32% его
количества (1500/4720 × 100).

95

Сравнение некоторых способов лова
пелагического метазоопланктона
Весь планктон, собранный количественными сетями или
батометрами с последующим процеживанием через сито, называется “сетным” (Киселев, 1969). Существует обширная литература по сравнению оценок обилия планктона, собранного сетями, планкточерпателями и батометрами разной конструкции
(Воронина, 1959; Дьяченко, 1960, 1963; Киселев, 1969; Павельева, Сорокин, 1972; Лазарева, 2010а). Отмечают (Павельева, Сорокин, 1972), что численность планктона в пробах, собранных
батометром, выше, чем в пробах, собранных сетью и планкточерпателем.
Однако бывает, что сеть улавливает зоопланктон лучше
или, по крайней мере, не хуже, чем батометр (Воронина, 1959;
Лазарева, 1991, 2010а). В условиях Рыбинского водохранилища
Н.М. Воронина (1959) считала “вполне представительными”
сборы зоопланктона сетью даже в период цветения воды. Спустя более полувека и учитывая 40-летний опыт работы разными
орудиями сбора планктона, можно уверенно поддержать это заключение (Лазарева, 2010а).
Список видов, полученный при анализе проб, собранных
сетью всегда более полный, чем при работе батометром. Поэтому обычно для описания видового состава рекомендуют отбор
проб сетями (Методика ..., 1975). Главное достоинство сети –
простота и удобство работы, возможность быстро обловить достаточно большой объем воды (до 300 л и более), облавливать
весь столб воды от дна до поверхности и производить вертикальные, горизонтальные и фракционные ловы одним и тем же
орудием. Известно, что по мере возрастания объема пробы увеличивается вероятность выявления редких и малочисленных
форм (Песенко, 1982; Лазарева, 1993). Отбор проб большого
объема – обычный прием, который используют при описании
видового состава зоопланктона и его изменений (Киселев, 1969;
Методика ..., 1975).
Батометр вырезает фиксированный объем воды с фиксированного горизонта, что представляет несомненное его достоинство. К недостаткам планктобатометров большого объема от-

96

носятся их громоздкость, большая масса (более 10 кг), продолжительное время (>40 мин) облова столба воды на каждой станции в глубоких водоемах и малый (<50 л) объем профильтрованной воды в мелководных. С целью уменьшения времени отбора одной интегральной (тотальной) пробы планктобатометром
ДК и большим планкточерпателем Богорова в условиях Рыбинского водохранилища было предложено облавливать столб воды
с интервалом 2 м (Луферова, Монаков, 1966; Методика …,
1975). Однако высота цилиндра 10-литрового батометра ДК
35 см, с открытыми крышками – 75 см, и при отборе проб через
2 м на каждом из горизонтов не облавливается слой воды 1.3–
1.5 м. Фактически при этом получаем фракционный лов.
Смена методов сбора и анализа материала сопровождает
каждое серьезное изменение задачи исследования. Поэтому
сравнивать обилие зоопланктона в сборах разными орудиями
приходится довольно часто. Для уравнивания результатов ловов
сетью и батометром в глубоких водоемах было предложено
удваивать численность зоопланктона в пробах, собранных сетями (Павельева, Сорокин, 1972). Но использование постоянного
коэффициента пересчета не получило распространения среди
гидробиологов. На практике оказалось, что значения коэффициента в значительной мере варьируют для сетей и батометров
разной конструкции, а также в разных водоемах. Вероятно, гораздо более продуктивным, следует считать рекомендованный
И.А. Киселевым (1969) подбор такой конструкции количественной планктонной сети, которая в условиях однотипных водоемов давала бы оценки численности зоопланктона, сравнимые с
полученными при работе зачерпывающими орудиями.
Согласно И.П. Дьяченко (1960, 1963), большой (50 л)
планкточерпатель Богорова с ячеей сита 92 мкм (диагональ
130 мкм) улавливает в 1.3–3 раза меньше организмов планктона
по сравнению с 10-литровым планктобатометром ДК и последующим процеживанием воды через сито с ячеей 85 мкм (диагональ 120 мкм). Пробы отбирали через каждые 2 м от поверхности до дна, сборы зоопланктона со всех горизонтов на одной
станции объединяли и обрабатывали как одну интегральную
пробу (обработано А.В. Монаковым, архив лаборатории экологии водных беспозвоночных ИБВВ РАН). В 2000-х гг. выполнен
97

статистический анализ этих архивных материалов по численности и биомассе зоопланктона на “стандартных” станциях Рыбинского водохранилища в июле–сентябре 1961 г. (планкточерпатель) и в те же сроки в 1962 г. (планктобатометр). Здесь и в
последующих сравнениях уловистости приборов статистическую значимость различия средних значений численности и
биомассы зоопланктона оценивали по критерию Стьюдента и
ранговой статистике Манна-Уитни (Nonparametric Mann-Whitny
Test). Установлено, что общая биомасса зоопланктона и численность кладоцер в ловах планкточерпателем и батометром достоверно не различались, тогда как численность копепод, коловраток и общее количество зоопланктона были статистически значимо (p < 0.05) вдвое выше в сборах планкточерпателем, а не
батометром (Лазарева, 2010а).
Поскольку сравнивали сборы планктона в разные годы,
была сделана оценка влияния на численность и биомассу особенностей сезонного цикла развития зоопланктона (фактор “месяц”), разницы условий обитания год от года (фактор “год”) и
способа отбора проб (фактор “прибор”). Использовали пошаговый метод (forward selection procedure) множественного регрессионного анализа. Вклад независимых переменных в вариации
зависимых оценивали по коэффициенту детерминации (R2) согласно рекомендациям (Sokal, Rohlf, 1995). Анализ показал, что
основной вклад (R2 = 13–17%) в вариации обилия сообщества
давали первые два фактора (Лазарева, 2010а). Смена орудия лова обусловливала всего 2% изменений биомассы и 4% численности, в обоих случаях в пользу планкточерпателя. Таким образом, в пелагиали Рыбинского водохранилища не выявлено статистически значимого изменения обилия зоопланктона при
смене орудия отбора проб с планкточерпателя на планктобатометр. Анализ многолетней динамики зоопланктона на “стандартных” станциях также не выявил заметного скачка численности и биомассы в этот период (Лазарева и др., 2001).
Летом 2005 г. на Рыбинском водохранилище сравнивали
уловистость зоопланктона в параллельных сборах 10-литровым
планктобатометром ДК (послойный лов от поверхности до дна с
интервалом 1 м) и малой сетью Джеди с ячеей сита 85 мкм и
площадью входного кольца 0.0105 м2 (тотальный лов от дна до
98

поверхности). Пробы (13 проб) отбирали по всей акватории водохранилища и фиксировали 4%-м формалином. Камеральную обработку проводили в камере Богорова под микроскопом МБС-9.
Малочисленные виды с длиной тела >0.4 мм просчитывали в трети, в половине или в целой пробе. В результате не выявлено значимых различий в оценке общей численности и биомассы, количества кладоцер и копепод, а также большинства массовых видов
летнего зоопланктона водохранилища (табл. 1.10).
Таблица 1.10. Статистический анализ различий численности и биомассы зоопланктона в сборах планктобатометром ДК и малой сетью Джеди
в Рыбинском водохранилище в июле 2005 г. (по: Лазарева, 2010а)
Таксон

Численность, тыс. экз./м3
Сеть
Батометр
(n = 7)
(n = 6)
27±11
16±7
62±10
71±6
22±8
16±4
6±2
7±1
13±5
7±2
4±3
2±2

t

р

U

р

Cladocera
0.76
0.46
15.0
0.39
Copepoda
-0.73
0.48
15.0
0.39
Rotifera
0.64
0.53
19.0
0.78
Veliger Dreissena
-0.19
0.85
20.0
0.87
Daphnia galeata
1.02
0.33
18.0
0.67
Limnosida
0.32
0.75
18.0
0.67
frontosa
Leptodora kindtii
0.7±0.2
0.3±0.06
1.98 0.07** 8.5 0.07**
Bythotrephes x
0.2±0.05
0.1±0.03
2.37
0.04*
6.0
0.03*
hybridus
Heterocope
0.05±0.02
0.02±0.005
1.45
0.18
15.0
0.39
appendiculata
Cyclops vicinus
0.03±0.01
0.04±0.02
-0.19
0.85
20.0
0.89
Mesocyclops
39±5
44±4
-0.78
0.45
14.0
0.32
leuckarti
Eudiaptomus
10±3
8±2
0.75
0.47
18.0
0.67
gracilis
Conochilus
14±8
7±5
0.67
0.52
20.5
0.94
hippocrepis et
unicornis
Nобщ, тыс. экз./м3
111±19
103±11
0.32
0.76
18.0
0.67
Bобщ, г/м3
3.2±0.96
2.2±0.72
0.85
0.41
14.0
0.32
Примечание. Сеть Джеди (ячея сита 85 мкм, диагональ 120 мкм) – тотальный,
вертикальный лов от дна до поверхности; батометр ДК (10 л) – послойный лов
от поверхности до дна с интервалом 1 м с последующей фильтрацией через
сито с ячеей 85 мкм. Здесь и в табл. 1.11 численность и биомасса: среднее ±
ошибка, n – количество проб, t – критерий Стъюдента, U – ранговый критерий
Манна–Уитни, р – уровень значимости. Различия статистически значимы: * – с
вероятностью >95%, ** – с вероятностью ~90%.

99

Лишь при фракционном лове батометром ДК с интервалом 2 м и лабораторной обработке материалов разными специалистами (ловы батометром обработаны Н.К. Овчинниковой, сетью – В.И. Лазаревой) получены статистически значимые различия в оценке обилия коловраток в пользу батометра (Лазарева, 2010а). По остальным таксонам и суммарным численности и
биомассе сообщества значимой разницы между ловами сетью и
батометром также не найдено. Таким образом, наши данные не
подтверждают заключение ряда авторов (Дъяченко, 1960, 1963;
Методика …, 1975), что батометр ДК улавливает в пять раз
больше планктона по сравнению с сетью Джеди.
Принято считать, что планктонные сети с большим входным отверстием и редким ситом лучше улавливают крупные
подвижные формы зоопланктона по сравнению с приборами,
имеющими небольшой вход. Однако сравнительные ловы ракообразных сетью Апштейна с относительно большой (S =
0.0254 м2) площадью входного отверстия и сетью Джеди с малой площадью входа (S = 0.0105 м2) неожиданно показали обратное (Лазарева, 2010а). В условиях водохранилища крупные
кладоцеры достоверно лучше улавливались малой сетью с плотным ситом, нежели большой сетью с редким ситом (табл. 1.11).
Причины этого окончательно выяснить не удалось. Но есть
предположение, что ракообразные чувствуют сопротивление
воды, которое возникает при протягивании сети Апштейна по
причине большого диаметра ее нижнего кольца. Возможно,
наиболее подвижные рачки успевают уйти из зоны облова.
Таким образом, подобрана конструкция планктонной сети,
которая дает возможность получить данные об обилии зоопланктона, сопоставимые с таковыми в пробах, собранных
10-литровым батометром ДК. Сравнительный анализ уловистости зоопланктона четырьмя приборами дает основание рекомендовать малую сеть Джеди как одно из основных орудий сбора
зоопланктона в крупных водохранилищах. Во всех случаях, когда необходимо наиболее полно учесть видовой состав сообщества, обилие редких малочисленных форм и видов-вселенцев,
предпочтительно использовать для сбора зоопланктона сеть
Джеди. Установлено, что различия в инструментах и технологии
отбора проб зоопланктона не служат непреодолимым препят100

ствием для сопоставимости данных по его численности и биомассе в водохранилищах и крупных озерах. В большинстве случаев оценки общего количества зоопланктона статистически
значимо не различаются.
Таблица 1.11. Статистический анализ различий численности наиболее
крупных видов зоопланктона в сборах малой сетью Джеди и средней
сетью Апштейна в Рыбинском водохранилище в июле 2005 г. (по: Лазарева, 2010а)
Численность,
t
р
U
р
тыс. экз./м3
Сеть
Сеть
Джеди Апштейна
(n = 12) (n = 11)
Daphnia galeata
6±1
2±0.5
2.61 0.02* 33.0 0.04*
Limnosida frontosa
3±2
1±0.9
0.86 0.40 27.0 0.02*
Leptodora kindtii
0.7±0.1 0.2±0.09 2.92 0.008* 18.0 0.003*
Bythotrephes × hybridus
0.2±0.04 0.09±0.04 1.38 0.18 35.0 0.06**
Heterocope appendiculata 0.1±0.06 0.09±0.06 0.22 0.83 55.0 0.50
Cyclops vicinus
0.3±0.18 0.05±0.02 1.33 0.20 56.0 0.54
Megacyclops viridis
0.1±0.06 0.09±0.06 0.22 0.83 55.0 0.50
Примечание: Сеть Джеди (ячея сита 85 мкм, диагональ 120 мкм), сеть
Апштейна (ячея сита 150 мкм, диагональ 213 мкм) – везде тотальный,
вертикальный лов от дна до поверхности.
Таксон

Особенности работы планктонной сетью
и планктобатометром на водоеме
Тотальный количественный сбор зоопланктона сетью
предполагает облов столба воды от дна до поверхности. Сеть
аккуратно опускают ко дну так, чтобы на дно легло ее нижнее
(большое) кольцо. Затем осторожно поднимают ее к поверхности по возможности вертикально и равномерно со скоростью
0.5–1.0 м/с. Отклонение от вертикали не редкость при смещении
судна на волне, но важно, чтобы сеть достигла дна водоема. Если сеть все же не достигла дна, делают повторный лов. Тот
факт, что при тотальном лове так и не удалось достать придонный горизонт, обязательно надо указать в записях журнала отбора проб. Шнур, на котором крепится сеть, должен быть раз-

101

мечен на метровые участки, чтобы при подъеме можно было
измерить расстояние, пройденное сетью. Это необходимо для
последующего расчета объема профильтрованной воды. Количество воды, профильтрованное сетью, рассчитывают по формуле объема цилиндра:
V = (π r2) × h,
где V – объем профильтрованной воды, π r2 – площадь входного отверстия сети (константа сети, м2), h – расстояние (м), пройденное сетью в
толще воды.

Пример: диаметр входного кольца малой сети Джеди по
внутреннему краю 12 см (0.12 м), радиус (r), соответственно
6 см (0.06 м). Рассчитываем константу сети: π r2 = 3.14×0.062 =
0.0113 м2. От дна до поверхности сеть прошла 10 м. Объем профильтрованной воды: 0.0113×10 = 0.113 м3 или 113 л.
Для качественного сбора планктона часто применяют горизонтальные ловы сетью. В этом случае ее протягивают за лодкой на малом ходу или забрасывают в водоем с берега. Если
удалось подсчитать пройденное сетью расстояние за лодкой или
при протягивании ее с берега, то можно использовать горизонтальные ловы как количественные. Разумеется, имеем в виду
работу количественной сетью.
Сеть, вынутую из воды, держат вертикально и, открыв
стаканчик, аккуратно сливают его содержимое в банку для фиксации и хранения улова. После этого, закрыв кран стакана, сеть
снова 1–2 раза опускают в водоем до нижнего кольца, чтобы
смыть весь планктон с сита в стаканчик. Затем эту часть улова
также сливают в банку с пробой, объединяя весь улов. После
этого пробу фиксируют способом, соответствующим задаче исследования (см. ниже).
Сбор зоопланктона батометрами любой конструкции состоит из последовательного облова орудием каждого метрового
слоя воды, начиная от ее поверхности. Зачерпнутую батометром
воду сливают в сачок или сеть, которые должны быть погружены в ведро с профильтрованной заранее водой. Это делают для
того, чтобы избежать деформации и потери мелких организмов,
которая неизбежно возникнет при процеживании воды в воздушной среде. Затем сито сачка (сети) дважды ополаскивают в

102

ведре, сливают улов в банку для хранения пробы и фиксируют.
При тотальном лове зоопланктона батометром все сборы сливают и концентрируют в одну пробу. При фракционном лове сборы разделяют соответственно необходимому количеству обловленных горизонтов.
После работы сети и сачки необходимо тщательно промыть водой и высушить. Во избежание порчи сита сеть хранят в
подвешенном состоянии или складывают так, чтобы металлические части (кольца, стакан) не касались сита. Свернутую сеть
хранят в полиэтиленовом или тканевом пакете. Перед работой
сети и сачки проверяют на наличие разрывов сита. Мелкие разрывы (менее 5 мм) аккуратно зашивают или заклеивают тонкой
плотной тканью. При наличии у сети и сачка 2–3 разрывов длиной более 1 см, изношенное сито необходимо заменить новым.

Особенности работы в подледный период
Отдельный вопрос – работа на водоеме в зимнее время со
льда. В этом случае возникает ряд проблем, касающихся сохранения приборов (сети, батометры, датчики температуры и кислорода и т.п.) в рабочем состоянии при минусовой температуре.
Обычно работы на водоеме зимой организуют при температуре
воздуха выше -10 ºС, как исключение – до -15 ºС. Оптимальные
условия для работы складываются при температуре от +2
до -5 ºС, когда не сыро, не холодно и не замерзают орудия лова
и приборы. В случае работы в морозную погоду необходимо
взять с собой термостатированные пластиковые боксы, куда
укладывают согревающие элементы (например, пластиковые
бутылки с горячей водой). В них пакуют влажные сети, батометры, приборы и пластиковые контейнеры с пробами.
Важно: ни в коем случае нельзя допускать замерзания
проб зоопланктона! В противном случае организмы окажутся
порванными льдом, их будет крайне трудно идентифицировать
при просмотре сборов в лаборатории.
В процессе работы в проруби планктонную сеть и батометр держат опущенными в воду на 0.5–1 м, чтобы они не замерзали. Также поступают, если орудия все же замерзли. Обыч-

103

но вода подо льдом имеет температуру от 0 до 4 ºС, опущенные
в нее орудия оттаивают до рабочего состояния за 10–15 мин.
Если зимой возникает необходимость отбора проб в стеклянную посуду (вода на химический анализ), необходимо держать склянки по горло опущенными в емкость с водой (ведро,
тазик). После наполнения склянку оборачивают сухим полотенцем и быстро переносят в утепленный пластиковый бокс.
Также следует учитывать, что не все конструкции батометров сохраняют работоспособность при минусовой температуре. Обычно зимой работают металлическим батометром с
внешним фиксатором крышек (фотовкладка, фото 1.2). Пластиковый батометр с внутренним фиксатором крышек замерзает
намертво и не пригоден для работы со льда.
Крайне тяжело работать зимой 5-литровым батометром
ДК. У него обмерзают пружины и петли, которые держат крышку, что создает проблемы с приведением прибора в заряженное
положение. Кроме того, при закрывании батометра лед попадает
под крышки, и они начинают пропускать воду.

CБОРЫ ЗООПЛАНКТОНА ВОДОТОКОВ
До недавнего времени право существования самого
понятия “зоопланктон рек” ставилось под сомнение.
В большинстве случаев планктонные беспозвоночные рек
считались дрифтом случайного набора организмов (Богатов,
1994; Лебедев, 2001 и мн. др.). Однако это совсем не так. На
реках ранее были выделены два основных типа участков,
различающихся по скорости течения: 1) с медленным течением
(скорость менее 0.2 м/с) и 2) с быстрым течением (скорость
выше 0.3 м/с) (Jllies, 1958; Цимдинь и др., 1985). На участках с
медленным течением условия жизни зоопланктеров могут быть
приравнены к таковым в “стоячих” водоемах (Цимдинь, 1989).
Здесь происходит оседание органических остатков, которые


А. В. Крылов
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: krylov@ibiw.ru
104

формируют биологически богатую среду, а на участках с
быстрым течением процессы транспорта веществ преобладают
над накоплением (Сытник и др., 1987). Следовательно, тезис об
отсутствии зоопланктона, как самостоятельной группы
гидробионтов, справедлив для ненарушенных горных и
предгорных рек, где скорость течения редко бывает ниже
0.3 м/с.
Для равнинных рек, особенно малых и средних, характерно наличие большого количества участков с медленным течением воды. Так, при изучении очень малой реки в бассейне Рыбинского водохранилища было показано, что на всем протяжении водотока (всего 11331.3 м) преобладали участки со стоячей
водой, что вызвано активной строительной деятельностью бобров (табл. 1.12) (Крылов и др., 2007).
Таблица 1.12. Количество участков разного типа по продольному
профилю р. Латка (по: Крылов и др., 2007)
Участок
течения
реки

Типы участков
Стоячие воды –
Стоячие воды
Скорость
подпор бобровых
– бобровые
течения
прудов
пруды
< 0.1 м/с
I*
II
I
II
I
II
Верхнее
10
2037.1
2
688.5
1
494.1
Среднее
3
1343.3
4
2391.4
1
382.4
Нижнее
8
3351.4
1
550.3
0
0
Всего
21
6731.8
7
3430.2
2
876.5
* I – количество; II – общая протяженность, м.

Скорость
течения
> 0.2 м/с
I
II
0
0
0
0
1
93.0
1
93.0

Таким образом, наиболее яркая и распространенная причина увеличения количества участков с медленным течением
воды – зарегулирование стока бобрами. Также этому способствует изменение климата, в частности, снижение суммы атмосферных осадков, что приводит к сокращению интенсивности
половодий, отсутствию или резкому сокращению летних и
осенних паводков. В результате этого, а также вторичного эвтрофирования, возрастает степень зарастания водотоков, образующиеся заросли макрофитов “гасят” скорость течения даже
при резком подъеме уровня после дождей.

105

При сборах проб зоопланктона на отдельных участках малых и средних рек нужно учитывать несколько принципиальных
моментов. 1). Сбор пробы должен происходить не в какой-либо
отдельной “точке”, а на однотипном участке, выделяемом по
ряду гидрологических и морфометрических характеристик. На
малых реках выделяется участок длиной 10–30 м, на средних –
20–50 м. Участок должен характеризоваться одинаковой скоростью течения, типом грунтов, степенью зарастания. 2). От исследуемого участка реки необходимо пройти вверх по течению
(100–200 м на малых реках, до 500 м – на средних) с целью характеристики выше расположенного участка. Это может иметь
ключевое значение для объяснения показателей сообщества на
изучаемом участке реки.
На участках, глубины которых позволяют проводить отбор проб “на ногах” (обычно при глубинах, не превышающих
1.2 м), исследователь начинает зигзагообразное (рипаль – медиаль – рипаль) движение против течения, отбирая субпробы
(аликвоты) с помощью ведра (при глубинах не более 0.5 м), сачка или батометра (при глубинах более 0.5 м), процеживая через
планктонный сачок каждую (рис. 1.10).

Рис. 1.10. Схема отбора интегральной пробы зоопланктона на участке
реки. Точками обозначены места сбора субпроб, стрелками – движение
исследователя против течения.

106

При глубине более 1.2 м для сборов субпроб на русле используется лодка, которую на верхней границе выделенного
участка рекомендуется заякорить, постепенно стравливая линь и
двигаясь вниз по течению. Субпробы на рипали собираются “на
ногах”, двигаясь против течения. При задаче изучить только сообщества рипали или медиали, пробы собираются аналогично,
но только соответственно в прибрежье или на русле.
На средних и больших реках может быть достаточно 1–
2 разрезов от берега до берега. Как показывает практика, на реках шириной до 100 м перед началом отбора проб целесообразно протянуть веревку от берега до берега, что позволяет легко
двигаться на лодке, перебирая веревку руками, и проводить отбор проб по разрезу, фиксируя лодку в выбранной точке. При
работе на участках рек шириной более 100 м сбор проб проводится на лодке (с мотором или на веслах) и якорем. Необходимо
указать, что отбор проб на средних и больших реках возможно
проводить с использованием как описанных выше батометров,
так и сетью с металлическим каркасом (фотовкладка, фото 1.18).
В результате сбора получается интегральная проба зоопланктона участка реки с учетом и рипали, и медиали, а объем
профильтрованной воды составляет не менее 25–100 л. Еще раз
обращаем внимание на необходимость “нежного” процеживания собранной ведром или батометром воды: для минимизации
травмирования и продавливания животных сито, сачок или сеть
должны быть погружены в емкость (чаще всего это ведро), или,
при сборе “на ногах”, просто в воду реки, но таким образом, чтобы верхний край всегда оставался над поверхностью воды.
Как правило, необходимость изучения отдельного участка
реки чаще всего связана с выполнением прикладных работ, в
задании к которым четко указано его местоположение. В других
случаях задача изучения водотока гораздо шире и не может
быть ограничена отдельным участком. Поэтому при постановке
научно-исследовательских задач важно учесть необходимость
исследования как можно более широкого разнообразия речных
участков независимо от масштаба изучения реки.
Исследования малых рек показало, что для их зоопланктона характерно сочетание слабо и сильно заселенных участков
– “биотических лакун” и “сгущений жизни” (Крылов, 2005):
107

“БИОТИЧЕСКИЕ ЛАКУНЫ”
временные
1.
2.

постоянные

После дождевых паводков
В зонах поступления стоков на стадии угнетения

Стремнины (участки с быстрым течение, V течения
> 0.25 м/c)

“СГУЩЕНИЯ ЖИЗНИ”
временные

постоянные

В зонах поступления стоков на
стадиях стимуляции и промежуточной

1.
2.
3.

В открытых и зарастающих
плесах
В устьевых областях реки и
ее притоков
В бобровых прудах

Очевидно, что при изучении зоопланктона отдельной реки
или участка ее течения сборы важно проводить на всем многообразии “биологических лакун” и “сгущений жизни”.
Может возникнуть вопрос, с какой целью изучать участки
с быстрым течением воды? Во-первых, чередование участков с
разными гидрологическими условиями характерно для всех типов водных объектов, включая водоемы. Так, в водохранилищах
наблюдается не меньшее воздействие гидродинамических факторов (турбулентность, ветровые и компенсационные течения).
Например, при ветре 1.9–2.4 м/с формируется дрейфовое течение 5–6 см/с, которое значительно трансформирует состав и количественные характеристики фитопланктона (Гончаров и др.,
2002). Во-вторых, от состава и количественной представленности зоопланктона на участках с быстрым течением зависит состав и количественные характеристики сообществ на участках с
медленным течением воды, расположенных ниже.
Имеется еще один важнейший момент, который необходимо учитывать при изучении речных экосистем. Как справедливо отмечал А.Ф. Алимов (2001, с. 10) – “… в любых реках

108

условия существования в верхнем, среднем и нижнем течении
совершенно различны …”. В связи с этим, при планировании
работ на всем протяжении реки важно учесть, что сборы проб
необходимо провести на участках верхнего, среднего и нижнего
течения. При этом важно на каждом участке течения выделить
все многообразие типологии экотопов. В дальнейшем, при проведении анализа особенностей распределения сообществ по
продольному профилю рек, учитывать, что сравнение качественного и количественного состава, структуры и функционирования зоопланктеров необходимо проводить, опираясь на два
простых принципа.
1). В анализ должны быть заложены данные с однотипных
экотопов, полученные на каждом участке течения реки. В противном случае полученные результаты сравнения будут некорректными.
Важно: аналогичный подход должен применяться не
только по отношению к сравнительному анализу сообществ на
разных участках течения реки, но и при проведении любых исследований, требующих оценки влияния какого-либо фактора в
пределах ограниченной протяженности реки. Так, например,
при оценке влияния сточных вод какого-либо предприятия в
качестве фонового выбирается аналогичный по гидрологоморфометрическим характеристикам участок. Одновременно
необходимо учесть, что на всем его протяжении не должно быть
притоков, плотин, а само расстояние до фонового участка не
должно превышать 200–300 м (оптимально 50–100 м).
2). Проведение полноценного сравнительного анализа и
выявление закономерностей распределения сообществ зоопланктеров по продольному профилю требует детального изучения протяженности каждого типа участков в верхнем, среднем
и нижнем течении реки (см. табл. 1.12). Однако, как известно,
“Бог кроется в деталях”. При таком детальном подходе возрастает объем первичного материала, так как он должен быть собран не только на участках разного типа, но и в устьевых областях притоков, выше и ниже их впадения, а также в заливах и
сообщающихся с рекой водоемах поймы. Безусловно, такие сборы мало реальны, поэтому при анализе ситуации на каждом
участке просто необходимо учитывать количество притоков,
109

количество зарегулированных участков, а также типологию
участка в 100–500 м выше.
Существует также проблема выделения верхнего, среднего и нижнего течения рек. Как правило, для больших и ряда
средних рек имеются литературные сведения, основанные на
данных исследований гидрологов и географов. Для малых рек
такие сведения в большинстве случаев отсутствуют, поэтому
приходится их выделять механически – по величине соотношения расстояния от истока до станции отбора проб (l) к общей
длине реки (L). Участки с величинами соотношения l/L <0.33
относим к верхнему течению, от 0.33 до 0.66 – к среднему течению, от 0.66 до 1.0 – к нижнему.
Отдельно хочется отметить еще несколько моментов.
Важно: для зоопланктона рек характерна вторичная циклическая (сезонная) сукцессия (Крылов, 2005). Поэтому при
проведении исследований и обсуждении полученных данных
необходимо учитывать сезон вегетационного периода, в который получены результаты; желательно проведение работ запланировать с учетом начала, середины и окончания периодов гидрологической весны, лета и осени.
Важно и интересно: при работе в районе впадения притоков оценить распространение их вод в главной реке, провести
там сборы проб, а также выше и ниже места впадения
(см., например, Болотов и др., 2012).
Важно и интересно: при работе в устьевых областях
притоков водохранилищ сбор проб и дальнейшее описание результатов проводить с учетом зон, выделяемых по ряду характеристик (Гидроэкология устьевых областей …, 2015).
Важно и интересно: при обследовании фронтальных зон
устьевых областей притоков водохранилищ, а также глубоководных плесов рек измерить вертикальное распределение температуры воды и содержания растворенного в воде кислорода с
целью выявления стратификации и последующего отбора проб
(Крылов и др., 2009; Болотов и др., 2014).
Важно: при анализе полученных данных и обсуждении
результатов учитывать следующие факторы, которые не требуют дорогостоящих и сложных процедур определения: скорость
течения; температуру воды; степень зарастания участка; тип
110

грунтов; дату окончания половодья; сумму атмосферных осадков (после окончания половодья, среднемесячные величины до
даты отбора проб) и количество дождевых паводков, при которых возможно затопление поймы; температуру воздуха (среднемесячные после окончания половодья до даты отбора проб).
Представленное описание особенностей сборов зоопланктона в водотоках, безусловно, не охватывает всего многообразия
вопросов, задач и проблем. Любое исследование реки – это
творческий поиск. Однако мы надеемся на то, что настоящий
раздел позволит несколько облегчить поиск, а также разнообразить задачи, которые исследователь ставит перед собой.

СПОСОБЫ ФИКСАЦИИ И ЭТИКЕТИРОВАНИЕ СБОРОВ
ЗООПЛАНКТОНА*

Существует несколько способов фиксации сборов зоопланктона. К наиболее распространенным методам относится
фиксация 4%-м формалином. Заметим, что 4% – это конечная
концентрация формалина в том объеме, в котором проба будет
храниться. Саму фиксацию обычно производят 20-ным или
40%-ным формалином. При этом на 100 мл пробы зоопланктона
необходимо добавить 20 мл 20%-го формалина и 10 мл 40%-го.
Пробы, которые предполагается хранить непродолжительное
время (менее 1 мес.) при температуре не выше 20 ºС, можно
фиксировать более мягко, доводя концентрацию фиксатора до
2%. Напротив, если предполагается длительное хранение коллекции зоопланктона, концентрацию формалина в пробе увеличивают в 1.5–2 раза (до 8–10%).
Для фиксации микропланктона (коловратки, науплиусы копепод) можно использовать фиксатор на основе раствора Люголя
и смеси 40%-го формалина, хромовой и ледяной уксусной кислот
(табл. 1.13) (Методика …, 1975). Раствор хранят в темной склянке. Фиксацию производят добавлением 2–5 капель реактива, а
через 2–3 часа дополнительно добавляют фиксатор, добиваясь


В. И. Лазарева
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: laz@ibiw.ru
111

окрашивания пробы в цвет хорошо заваренного чая. Этот фиксатор не растворяет слизистые покровы, сохраняет и оттеняет выросты и слабо деформирует нежные формы планктона.
Таблица 1.13. Состав фиксатора на основе раствора Люголя (по: Методика …, 1975)
Раствор Люголя
Раствор № 2
Йодид калия (KJ) кристаллический 10 г
1%-хромовая кислота 5 мл
Йод (J) порошок
5 г Ледяная уксусная кислота 10 мл
Вода
50 мл
40%-й формалин
80 мл
Смешать оба раствора

Сборы зоопланктона также можно фиксировать этанолом.
Необходимая для сохранности проб концентрация этанола должна быть не менее 70%, то есть для фиксации применяют 96%этанол. При этом пробы зоопланктона максимально концентрируют (до 20–30 мл), иначе расход этилового спирта будет слишком большим. Так, на 50 мл пробы (минимальный объем планктонного стаканчика) нужно 140 мл этанола для достижения его
концентрации 70%, при этом объем пробы увеличится до 190 мл.
В полевых условиях часто нет времени заниматься дополнительным уменьшением объема пробы. Поэтому возможно
применить двойную фиксацию, при которой сборы сначала
фиксируют 4%-м формалином, дают отстояться в течение 12–
24 ч, после чего убирают сифоном всю лишнюю воду и добавляют в пробы этанол. Заметим, что такая двойная фиксация позволяет сохранить животных без потери их прижизненной формы
тела. Фиксация непосредственно 96%-этанолом приводит к резкому обезвоживанию ракообразных и коловраток, что сопровождается скручиванием тела, слипанием ног, антеннул, щетинок и прочим деформациям, затрудняющим таксономическую
идентификацию животных.
В настоящее время чрезвычайно актуальны сборы зоопланктона
для
идентификации
видов
молекулярногенетическими методами. Для этого анализа подходят только
пробы, фиксированные 96%-этанолом. Причем не желательно,
чтобы концентрация спирта была ниже 90%. Поэтому общую
пробу зоопланктона концентрируют на сите в небольшом сачке,
максимально убирая воду. После этого животных переносят

112

непосредственно в 96%-этанол и помещают в холодильник.
Спустя 1–2 сут в лаборатории спирт сливают из пробы и заменяют его свежим.
Сравнительно часто для молекулярного анализа приходится выбирать из общей пробы отдельные таксоны (формы,
виды, роды) зоопланктеров, которые могут быть малочисленными. В таком случае бывает необходимо просмотреть 1–2 качественные не фиксированные пробы целиком, выбирая нужных
животных пипеткой или пинцетом. Для обездвиживания (наркотизации) животных в предварительно сконцентрированной пробе можно использовать 96%-этанол, который добавляется в пробу до достижения содержания спирта ~5% (кладоцеры) или
~10% (копеподы). Спустя 3–5 мин после наркотизации можно
легко выбрать нужных особей среди обездвиженных животных
и перенести в 96%-этанол. Поскольку с пипеткой в спирт попадает сравнительно много воды, то в пробирке с животными по
окончании отлова фиксатор заменяют свежим. В лаборатории
необходимо еще раз проверить содержимое пробы, убрать мусор и случайно попавших животных других видов. Затем пробу
заливают свежим спиртом и помещают в холодильник.
Наркотизированные спиртом кладоцеры сохраняют естественную окраску, прозрачные покровы, у них в течение 20–
30 мин работает сердце и кишечник, они не сбрасывают яйца,
поэтому этот метод используют для учета их индивидуальной и
популяционной плодовитости (Лазарева, 2022б). Также возможно различить половозрелых и неполовозрелых кладоцер. У половозрелых особей (дафнии, босмины, диафанозомы) хорошо
просматриваются парные яичники, обычно наполненные голубовато-зеленой или серо-зеленой яйцевой массой. У неполовозрелых особей яичники не просматриваются. Кроме того, по основному цвету содержимого кишечника можно определить, потребляют ли они водоросли (зеленая, голубовато-зеленая и желто-зеленая окраска) или питаются в основном детритом (коричневая или черно-коричневая окраска).
Все банки с пробами зоопланктона снабжаются этикетками, в которых указаны водоем, дата отбора проб, орудие лова,
количество подъемов сети и расстояние (м) хода сети в воде, а
также название таксона при выборочных сборах. Для батометра
113

указывают количество зачерпываний с каждого горизонта и расстояние (м) между обловленными слоями воды. При отборе
большого (более 15) количества проб можно заменять надписи
на этикетке номером пробы, а полное описание сборов приводить в полевом журнале. В этом журнале регистрируют все, что
записано на этикетке банки, а также указывают орудие лова,
координаты точки отбора проб, приводят краткое описание биотопа, отмечают наличие и близость макрофитов, близость берега
водоема, силу и направление ветра, высоту волны, глубину, прозрачность, цветность, электропроводность и температуру воды,
содержание растворенного кислорода и прочие измеренные в
точке отбора проб характеристики. Желательно также указать
фамилию сборщика проб.

ЛАБОРАТОРНЫЙ АНАЛИЗ
И ОСНОВНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ ЗООПЛАНКТОНА

Методы обработки собранного материала в лаборатории
До сих пор при обработке сборов зоопланктона в лаборатории исследователи пользуются преимущественно старым проверенным и очень трудоемким счетным методом (Жизнь …, 1956;
Киселев, 1969; Методика …, 1975). К сожалению, для точного учета видового состава сообщества, оценки его таксономической
структуры ничего лучшего и более легкого пока не придумали.
Перед камеральной обработкой пробу зоопланктона концентрируют до 30–50 мл. При очень высоком содержании животных используют объем 60–80 мл, как правило, лишь для учета массовых мелких форм коловраток. Подсчет зоопланктеров
проводят порциями под стереомикроскопом в камере Богорова
(фотовкладка, фото 1.19), обычно при увеличении от 20 до 50×.
Камера представляет собой лабиринт из 4-х дорожек, куда помещают и по возможности равномерно распределяют порцию
(подпробу) из сконцентрированной пробы, разбавляя ее при
необходимости дистиллированной водой. Для отбора небольших порций применяют штемпель-пипетки объемом 1, 2 или
5 мл (фотовкладка, фото 1.20). Пробу перед отбором каждой
подпробы тщательно взбалтывают.

114

Объем каждой подпробы из штемпель-пипетки целесообразно просматривать дважды. Первый раз при увеличении 20–
25× подсчитывают мезопланктон – ракообразных (кроме
науплиусов) и крупных коловраток рода Asplanchna. Второй раз
при увеличении 40–50× подсчитывают всех остальных коловраток, науплиусов копепод, велигеров моллюсков рода Dreissena и
прочий меропланктон. При таком способе учета меньше устают
глаза. Под микроскопом просматривают минимум две подпробы
из штемпель-пипетки. Проба перед обработкой должна быть
сконцентрирована так, чтобы численность массовых видов в
каждой подпробе была не менее (а лучше более) 10 экз. Однако
в случаях, когда какой-либо таксон формирует очень высокую
численность (например, Nauplii Cyclopoida, Synchaeta oblonga,
см. рис. 1.11), можно ограничиться подсчетом его особей в одном объеме штемпель-пипетки.
Следующий этап лабораторной обработки – это учет
сравнительно крупных организмов (длина тела более 0.4 мм), не
попавших в просмотренные подпробы. С этой целью подсчитывают зоопланктон в большем объеме (5 или 10 мл), при низкой
численности зоопланктона можно просматривать сразу четверть
или половину пробы. В сильно загрязненных водорослями и
детритом пробах не следует пытаться подсчитать микропланктон в 5 или 10 мл, поскольку мелкие формы очень трудно увидеть и правильно учесть. Замеченные в такой подпробе мелкие
виды (например, коловраток), не учтенные ранее, следует регистрировать без подсчета численности. Крупные формы (роды
Leptodora, Bythotrephes, Heterocope), а также редкие и инвазионные виды подсчитывают во всей пробе. Результаты просмотра
пробы записывают в карточку обработки зоопланктона
(табл. 1.14). Для удобства дальнейшего анализа данных целесообразно записывать в карточку обнаруженные виды сразу по
группам: Cladocera, Copepoda, Rotifera и меропланктон
(рис. 1.11). В примечаниях можно указать индивидуальную плодовитость видов, особенности морфологии и прочие важные пометки.

115

Рис. 1.11. Пример заполненной карточки обработки зоопланктона
(расчет численности).

116

117

№
п/п

Вид
__ мл

В штемпель-пипетке
__ мл __ мл ___ мл

В
пробе

Размер,
мм

В 1 куб. м
N, экз.
B, мг

Примечание

Объем концентр. пробы (мл) _______ Примечание _________________________________________

Орудие лова ______________________________ Объем профильтрованной воды (л) ____________

Температура воды (℃): пов. ________ дно _________ Кислород (мг/л) пов. ________ дно ________

Глубина (м) ______ Прозрачность (м) ______ Цветность (град) ______ Течение (волнение) _______

Станция № ____ Местонахождение ______________________________________________________

Водный объект _____________________________________ Дата ________________ Время _______

Институт биологии внутренних вод РАН

Таблица 1.14. Форма карточки обработки зоопланктона, принятая в ИБВВ РАН (образец)

Первичный анализ данных, расчет численности
и биомассы
Оценки численности и биомассы таксонов, найденных в
пробе зоопланктона, обычно делают в расчете на 1 м3 или 1 л
(тыс. экз./м3 = экз./л, г/м3 = мг/л).
Оценка численности. Основных способов пересчета данных, записанных в карточке, на 1 м3 всего два: через вычисление
численности видов в пробе с последующим пересчетом на объем профильтрованной воды и путем вычисления констант для
каждой подпробы с получением сразу численности в 1 м3. Оба
способа дают одинаковые результаты, выбор того или иного –
решение исследователя.
Способ 1. Вычисление обилия каждого вида (формы, размерной группы) в пробе по данным подпроб. Разумеется, учтенные в целой пробе виды никак пересчитывать не надо.
Пример (см. рис. 1.11): из концентрированной до 50 мл
пробы зоопланктона просчитано две подпробы по 1 мл и 1 подпроба 10 мл, часть видов просчитаны во всей пробе.
На первом этапе для массовых таксонов оцениваем количество особей в пробе по подсчетам только в одной подпробе
объемом 1 мл – Nauplii Cyclopoida в 1 мл учтено 130 экз.;
Synchaeta oblonga в 1 мл учтено 394 экз. Умножаем это количество на 50 мл и получаем 6500 экз./проба для науплиусов и
19700 экз./проба – для синхеты. Исходя из того, что численность
видов в 50 мл концентрированной пробы фактически равна численности в объеме профильтрованной воды (в данной пробе
203 л), делаем пересчет на 1 м3 по формуле:
N = n/V
где, N – численность вида (экз./м3), n – численность вида в пробе
(экз./проба), V – объем профильтрованной воды (пробы, м3).
N (Nauplii Cyclopoida) = 6500/0.203 = 32020 экз./м3
N (Synchaeta oblonga) = 19700/0.203 = 97040 экз./м3

Второй этап – оценка численности видов, подсчитанных в
двух подпробах объемом 1 мл. Здесь сначала нужно вычислить
среднее количество особей в 1 мл (см. рис. 1.11):
N (Daphnia galeata 1.4–1.8 мм) = (23+31)/2 = 27 экз.
N (Daphnia galeata 0.6–0.9 мм) = (20+26)/2 = 23 экз.

118

Полученные средние умножаем на объем концентрированной пробы (50 мл) и получаем численность обеих размерных
групп в пробе: 1350 и 1150 экз./проба. Далее определяем их численность в 1 м3 по указанной выше формуле:
N (Daphnia galeata 1.4–1.8 мм) = 1350/0.203 = 6650 экз./м3
N (Daphnia galeata 0.6–0.9 мм) = 1150/0.203 = 5670 экз./м3

Третий этап – вычисление численности в 1 м3 для видов и
размерных групп, которые подсчитывали в 10 мл или во всей
пробе. При объеме концентрированной пробы 50 мл подпроба
10 мл составляет пятую часть всей пробы. Соответственно, численность вида в 10 мл следует умножить на 5, чтобы получить
количество особей в пробе. Так, на рис. 1.11 Daphnia cristata и
Bosmina crassicornis обнаружены по 1 экз. в 10 мл, их количество в пробе составит по 5 экз./проба, а в 1 м3 – 5/0.203 =
25 экз./м3.
Немного сложнее рассчитать численность взрослых особей Eudiaptomus gracilis и E. graciloides (см. рис. 1.11), поскольку они были найдены не только в 10 мл, но и еще в двух подпробах по 1 мл. То есть эти виды подсчитаны в 12 мл, что составляет чуть более четверти концентрированной пробы
(50 мл/12 = 4.2). Учтенное количество обоих видов надо умножить на индекс 4.2:
N (Eudiaptomus gracilis 1.3 мм) = 9×4.2 = 38 экз./проба или 38/0.203 =
190 экз./м3
N (Eudiaptomus graciloides 1.2–1.3 мм) = 3×4.2 = 13 экз./проба или
13/0.203 = 60 экз./м3.

Конечные цифры численности в карточке немного выше,
поскольку в этом конкретном случае не отбирали 10 мл штемпель-пипеткой. Вместо этого оставшиеся после отбора двух
подпроб (по 1 мл) 8 мл сливали до риски 40 мл на мерном стакане. При этом подсчет организмов производился не в 12, а в 10
мл, что равно пятой части пробы. Следовательно
N (Eudiaptomus gracilis 1.3 мм) = 9×5 = 45 экз./проба или 45/0.203 =
222 экз./м3
N (Eudiaptomus graciloides 1.2–1.3 мм) = 3×5 = 15 экз./проба или
13/0.203 = 74 экз./м3 (см. рис. 1.11).

Численность в 1 м3 видов, подсчитанных во всей пробе,
определяем, как n/V. Так, для Leptodora kindtii 2–3 мм при коли-

119

честве в пробе 48 экз. получим 236 экз./м3, а для того же вида
размерной группы 5–6 мм с количеством особей в пробе 28 экз.
получим 138 экз./м3.
Допустимо и даже желательно округлять значения численности вида до десятков, что упрощает дальнейшие расчеты.
Подсчет численности групп (Cladocera, Copepoda, Rotifera) проводится простым сложением численностей всех составляющих
их видов и форм.
Способ 2. Расчет численности в 1 м3 для видов и размерных групп путем вычисления пересчетного коэффициента для
каждой подпробы. Этот способ базируется на общей формуле
определения численности в 1 м3 (N) при объеме концентрированной пробы (А, мл), объеме профильтрованной воды (V, м3) и
объеме просчитанных подпроб (s, мл), которую можно записать
как:
N = k×[А/(V×s)]
где: k – количество учтенных особей (экз.) в подпробе объемом s (мл),
при объеме концентрированной пробы (А, мл) и объеме профильтрованной воды (V, м3).

Множитель [А/(V×s)] – это и есть коэффициент (К), который рассчитывается для каждой подпробы объемом s (мл). Коэффициент К показывает численность в 1 м3 вида, обнаруженного в подпробе в одном экземпляре. При учете особей вида во
всей пробе s = А и формула приобретает вид:
N = k/V
Пример (по: рис.1.11): из концентрированной до 50 мл пробы
зоопланктона просчитано две подпробы по 1 мл и 1 подпроба
10 мл, часть видов просчитаны во всей пробе. Для массовых
таксонов (например, Nauplii Cyclopoida) подсчитывали количество особей только в одной подпробе объемом 1 мл. Согласно
формуле, пересчетные коэффициенты К для оценки численности вида в 1 м3 будут:
Для одной подпробы в 1 мл: К = 50/(0.203×1) = 50/0.203 = 246.3.
В 1 мл учтено особей Nauplii Cyclopoida 130 экз. N = 130×246.3 =
32020 экз./м3.
Для двух просмотренных подпроб в 1 мл: К = (50/(0.203×2) = 50/0.406
= 123.2. В 2 мл учтено особей Daphnia galeata 1.4–1.8 мм) = 54 экз.;
Daphnia galeata 0.6–0.9 мм) = 46 экз.

120

N (Daphnia galeata 1.4–1.8 мм) = 54×123.2 = 6650 экз./м3;
N (Daphnia galeata 0.6–0.9 мм) = 46 ×123.2 = 5670 экз./м3.
Для подпробы 10 мл: К = (50/(0.203×10) = 24.6. В подпробе 10 мл
учтено Eudiaptomus gracilis 1.3 мм – 9 экз., Eudiaptomus graciloides 1.2–
1.3 мм – 3 экз. Соответственно:
N (Eudiaptomus gracilis 1.3 мм) = 9×24.6 = 221 экз./м3;
N (Eudiaptomus graciloides 1.2–1.3 мм) = 3×24.6 = 74 экз./м3.

Рассчитанные коэффициенты применяются для всех учтенных в той или иной подпробе таксонов. Этот способ ускоряет
расчеты в “ручном” режиме и дает возможность легко программировать их в приложениях для компьютера (например, в Excel).
Оценка численности популяций копепод. При обработке
сборов зоопланктона, в которых присутствуют Copepoda, учитывают отдельно их основные возрастные стадии: науплиусы,
копеподиты, взрослые самки и самцы. При этом до вида идентифицируют чаще всего лишь взрослых особей, а возрастные
стадии записывают как Nauplii Copepoda, Copepodit Cyclopoida,
Copepodit Calanoida. Даже в публикациях можно увидеть эти три
группы, обозначенные как отдельные самостоятельные таксоны,
без указания видовой принадлежности рачков, молодью которых большинство из них являются. Однако при анализе структуры сообщества с выделением доминантных таксонов возникает необходимость оценить численность массовых (доминантных) видов копепод с учетом их молоди.
Копеподиты большинства пелагических Cyclopoida (роды
Mesocyclops, Thermocyclops, Acanthocyclops) могут быть идентифицированы до вида, начиная с третьей или четвертой стадий
развития. Копеподиты родов Cyclops и Megacyclops хорошо отличаются от прочих уже с первой копеподитной стадии. Проблемы с их видовой идентификацией возникают лишь в том
случае, если в пробе присутствуют несколько видов этих двух
родов, что бывает не часто. Копеподиты и науплиусы Calanoida
(роды Eudiaptomus, Heterocope, Eurytemora) легко могут быть
идентифицированы до рода, а в некоторых случаях и до вида
(Сажина, 1985; Лазарева, 2019, 2022а). В общем, для учета полной (с молодью) численности доминантных видов копепод следует всего лишь расширить список отдельно учитываемых их
возрастных групп. Так, в карточке учета зоопланктона
121

(см. рис. 1.11) выделены не три, а семь групп молоди. Это Nauplii Cyclopoida, Nauplii Eudiaptomus, Copepodit Cyclopoida (I–III),
Copepodit Thermocyclоps, Copepodit Mesocyclops leuckarti, Copepodit Eudiaptomus (I–V), Copepodit Heterocope (I–V). При наличии в пробе можно выделить дополнительно Nauplii Heterocope,
Copepodit Cyclops, Copepodit Megacyclops и другие. Конечно, это
усложняет анализ сборов зоопланктона, но полученный результат того стоит. Ниже приведен пример оценки численности доминантных видов копепод с учетом их молоди (табл. 1.15).
Таблица 1.15. Оценка численности популяций пелагических видов
копепод с учетом их молоди (по: рис. 1.11)
№ Размерная
группа

Mesocyclops
leuckarti
5660

Численность, экз./м3
ThermocyCyEudiaptomus
clops
clops
gragracioithonoides vicinus cilis
loides
860
25
225
75

Heterocope

1 Взрослые
40
♀и♂
2 Копеподиты
2960
250
–
–
–
15
IV–V
3 Копеподиты
–
555
185
–
8930
1140
I–III
4 Науплиусы
28330
3610
80
1570
520
–
5 Соотноше345
44
1
3
1
–
ние
6 Числен45880
5860
105
2350
780
55
ность
популяции
Примечание. В строке 5 рассчитано соотношение численности размерных
групп, определенных до вида, отдельно для циклопоидных и каляноидных
копепод. Прочерком помечены отсутствующие в пробе группы.

Суть этого подхода состоит в расчете соотношения численности размерных групп, определенных до вида, отдельно для
циклопоидных и каляноидных копепод. После чего обилие
науплиусов и копеподитов, не идентифицированных до вида,
разделяется между присутствующими видами согласно рассчитанному соотношению. В пресноводном зоопланктоне обитают
не много видов каляноидных копепод. Для них этот способ дает
довольно точную оценку численности популяций, так как копеподиты и науплиусы диаптомусов и гетерокопы хорошо различаются. Копеподиты младших возрастов и науплиусы цик-

122

лопоидных копепод могут принадлежать не только к трем указанным видам. В частности, в таблице не учтен Megacyclops viridis, так как единично были найдены только самцы этого вида.
На этом основании было принято, что вид закончил размножение, но небольшое количество науплиусов могло еще присутствовать в планктоне. В целом, этот расчет для Cyclopoida не
идеален. Но он все же отражает вклад доминантных видов копепод в структуру сообщества намного точнее, чем использование обилия только взрослых особей. Так, по табл. 1.15 доля
Mesocyclops leuckarti в общем количестве ракообразных составляет более 60%. Тогда как с учетом только взрослых рачков –
всего 8%, с учетом его копеподитов старших возрастов – немногим больше (12%). Это сильно занижает роль данного вида в зоопланктоне водохранилищ.
Оценка биомассы. Планктонные организмы имеют слишком малую массу, их прямое взвешивание возможно, но трудоемко. Поэтому при оценке биомассы зоопланктона используют индивидуальную массу планктонных организмов, рассчитанную по
модели связи массы с длиной (реже шириной) их тела. Эти модели индивидуальны для каждого вида и получены в экспериментальных условиях (Мордухай-Болтовской, 1954; Численко, 1968;
Гламазда, 1971; Ruttner-Kolisko, 1977; Балушкина, Винберг, 1979;
Методические …, 1984; Иванова, 1985; Александров, 2001; Крылов, Чернова, 2006). Анализ и оценку численности в пробах зоопланктона для крупных форм проводят по двум (например,
Daphnia galeata) или трем (например, Leptodora kindtii) размерным группам (см. рис. 1.11). Возможна разбивка и на большее
количество размерных групп, это определяется задачей исследования. Выделение таких групп необходимо для более точного
расчета биомассы популяций планктонных организмов, поскольку рост массы тела ракообразных и коловраток при увеличении
длины тела происходит не линейно (табл. 1.16).
Общая формула для этой зависимости представляет степенное уравнение:
w = g Lx,
где w – индивидуальная масса зоопланктера (сырая масса), L – длина
тела (мм), g – коэффициент регрессии, индивидуальный для каждого
таксона, х – степень (для коловраток х = 3, для ракообразных – около 3).

123

Таблица 1.16. Формулы зависимости индивидуальной массы
(w, мг сырой массы) от длины (L, мм) или ширины (B, мм) тела основных пелагических планктонных организмов пресных вод
Таксон
Формула
Crustacea
Limnosida, Sida
w = 0.176 L2.975 [4] Cyclops strenuus
w = 0.039 L2.313 [4]
3.000
Род Holopedium
w = 0.016 L
[2] C. kolensis, C. vicinus w = 0.034 L2.838 [4]
Daphnia longispina, w = 0.065 L2.896 [4] C. scutifer
w = 0.031 L2.515 [4]
D. galeata*
Daphnia galeata**, w = 0.052 L2.529 [4] Род Megacyclops
w = 0.042 L3.161 [4]
D. hyalina
Daphnia cucullata, w = 0.051 L3.021 [4] Род Acanthocyclops w = 0.039 L2.812 [4]
D. cristata
Род Daphnia
w = 0.075 L2.925 [4] Род Mesocyclops,
w = 0.033 L3.254 [4]
3.050
Род Moina
w = 0.074 L
[4] Thermocyclops
Род Ceriodaphnia w = 0.141 L2.766 [4] Надотряд Cyclopoida w = 0.037 L2.762 [4]
Род Chydorus
w = 0.203 L2.771 [4] Род Eudiaptomus
w = 0.036 L2.738 [4]
Род Bosmina
w = 0.074 L2.727 [4] Род Calanipeda
w = 0.039 L2.600 [3]
2.911
Род Bythotrephes
w = 0.077 L
[4] Род Arctodiaptomus w = 0.038 L3.178 [4]
Род Bythotrephes
w = 0.085 L3.110 [5] Eurytemora affinis,
w = 0.012 L2.466 [6]
2.719
Род Cercopagis
w = 0.021 L
[5] E. caspica
Polyphemus
w = 0.448 L2.686 [4] Acartia tonsa
w = 0.019 L2.849 [6]
pediculus
Род Leptodora
w = 0.006 L2.850 [4] Надотряд Calanoida w = 0.037 L2.805 [4]
Сем. Sididae,
w = 0.068 L3.019 [4] род Heterocope
Daphniidae
Сем. Chydoridae,
w = 0.140 L2.723 [4]
Macrotricidae
Rotifera
w = 0.23 L3 [7]
Keratella quadrata
w = 0.22 L3 [7]
Род Asplanchna
3
Род Brachionus
w = 0.12 L [7]
K. cochlearis
w = 0.02 L3 [7]
Род Euchlanis
w = 0.10 L3 [7]
Bipalpus hudsoni
w = 0.10 L3 [7]
3
Род Synchaeta
w = 0.10 L [7]
w = 0.18 B3 [7]
Род Colloteca
Род Polyarthra
w = 0.28 L3 [7]
w = 0.52 L B2 [7]
Род Trichocerca
3
Род Notholca
Род Ploesoma
w = 0.23 L [7]
w = 0.035 L3 [7]
Род Pompholix,
w = 0.08 L3 [7]
w = 0.13 L3 [7]
Род Filinia,
Testudinella
Hexarthra
Род Kellicottia,
w = 0.03 L3 [7]
Род Conochilus,
w = 0.26 L B2 [7]
Anureopsis
Conochiloides
Veliger Dreissena w = 0.18 L2.87 [1]
Примечание. * – крупные особи D. galeata из водохранилищ р. Волги, ** – обычные озерные дафнии. В квадратных скобках источники: 1 – Методические …,
1984, 2 – Иванова, 1985, 3 – Гламазда, 1971, 4 – Балушкина, Винберг, 1979, 5 –
Крылов, Чернова, 2006, 6 – Александров, 2001, 7 – Ruttner-Kolisko, 1977.
Таксон

Формула

124

При рутинном учете зоопланктона не следует перегружать
карточку множеством промеров от и до. Обычно для каждой
размерной группы указывают интервал длины тела, в который
укладывается основная часть животных (см. рис. 1.11). Для
микропланктона разумно записать модальное значение длины
или ширины тела одной цифрой. Расчет биомассы производится
простым умножением численности (экз./м3) на индивидуальную
массу тела (w, мг сырой массы), соответствующую средней или
модальной длине (ширине) тела организмов каждой размерной
группы или вида. Расчет значений w удобно сделать для всех
потенциальных размеров каждого вида зоопланктона, образец
дан в табл. 1.17.
Таблица 1.17. Пример расчета индивидуальной массы (мг сырой массы) организмов зоопланктона по формулам из табл. 1.16
Daphnia galeata
L,
мм
0.5
0.6
0.7
0.8
0.9
1.0
1.1
1.2
1.3
1.4
1.5
1.6
1.7
1.8

w = 0.065
L2.896
0.0087
0.0148
0.0231
0.0341
0.0479
0.0650
0.0857
0.1102
0.1390
0.1722
0.2103
0.2535
0.3022
0.3566

Mesocyclops,
Thermocyclops
L,
w = 0.033
мм
L3.254
0.15
0.00006
0.2
0.0005
0.3
0.0007
0.4
0.0017
0.5
0.0035
0.55
0.0050
0.6
0.0063
0.65
0.0081
0.7
0.0103
0.75
0.0129
0.8
0.0160
0.9
0.0234
1.0
0.0330
1.1
0.0450

Polyarthra
L,
мм
0.1
0.12
0.14
0.15
0.16
0.18
0.2
0.21
0.22
0.24
0.26
0.27
0.28
0.30

w = 0.28
L3
0.0003
0.0005
0.0008
0.0009
0.0011
0.0016
0.0022
0.0026
0.003
0.0039
0.0049
0.0055
0.0061
0.0076

Synchaeta
w = 0.10
L3
0.0001
0.0001
0.0002
0.0003
0.0004
0.0006
0.0008
0.0009
0.0011
0.0014
0.0018
0.0020
0.0022
0.0027

Результирующее значение биомассы для всей размерной
группы получим в мг/м3 сырой массы. Как правило, расчет биомассы зоопланктона делают в сырой массе, но при необходимости возможен пересчет на сухую массу или в единицы углерода
(Обозначения …, 1972).

125

Пример (по рис. 1.11). Численность Daphnia galeata размерной группы 1.4–1.8 мм составляет 6650 экз./м3. Средний
размер дафний в группе составляет 1.6 мм, индивидуальная масса дафний с таким размером 0.2535 мг. Общая биомасса (В) данной размерной группы составит:
В = 6650 экз./м3 × 0.2535 мг = 1685.8 мг/м3

Полученные данные записывают в графу “B, мг” карточки
обработки зоопланктона (табл. 1.14). Расчет биомассы для видов, у которых не определена формула связи индивидуальной
массы тела с линейными размерами (обычно это редкие и экзотические виды) можно проводить по формулам близких по размерам и габитусу форм зоопланктона. Так, формула для родов
Mesocyclops и Thermocyclops подойдет также для копепод родов
Diacyclops и Microcyclops. В других случаях можно использовать общие формулы для семейств и надотрядов (табл. 1.16).

Оценка продукции зоопланктона
Продукция сообщества представляет функцию его биомассы, а также скорости роста составляющих его популяций.
Применительно к популяции – это суммарный за некоторый
промежуток времени прирост особей, как выживших, так и элиминированных (Винберг, 1979). В него входит прирост за счет
увеличения массы тела, образования генеративных продуктов,
экзувиев и жидких метаболитов (Иванова, 1985). Продукция –
это функциональный показатель, который позволяет получить
общую характеристику потока энергии на всех трофических
уровнях, что можно считать одной из основных задач исследования структуры водных экосистем (Винберг, 1969).
Следует различать такие понятия как скорость продуцирования в момент времени и количество продукции (или суммарная интегральная продукция) за интервал времени (месяц,
год). Размерность продукции – это единицы биомассы (мг/м3,
г/м3 или г/м2) отнесенные к временному интервалу (сут, мес.,
год). Поскольку продукцию зоопланктона чаще всего оценивают
с целью анализа потоков энергии и структуры пищевой сети, то
обычно показатель рассчитывают в единицах углерода. Это необходимо для адекватного сопоставления продукции и рационов

126

различных групп организмов с разным содержанием углерода в
сырой массе. Обычно принимают, что сухая (беззольная) масса
организмов планктона составляет 10% сырой, для коловраток
Asplanchna – 5% (Обозначения …, 1972), в ней содержится 50%
углерода (Dumont et al., 1975). При переходе от углерода к энергетическим эквивалентам считают, что 1 мг С = 10 кал = 42 Дж
(Обозначения …, 1972; Иванова, 1985; Копылов и др., 2010; Лазарева, Копылов, 2011). Уравнения для расчета содержания углерода (С) в объеме или сырой биомассе планктона приведены в
табл. 1.18. Для оценки кормовой базы рыб возможны расчеты
продукции зоопланктона в единицах сырой массы.
Таблица 1.18. Коэффициенты, используемые для расчета содержания
органического углерода (С) в биомассе планктона (по: Копылов и др.,
2010; Лазарева, 2010)
Группа организмов
Бактерии
Пикофитопланктон
Нанофитопланктон
Гетеротрофные
флагелляты
Инфузории
Фитопланктон
Мелкие Rotifera

С
0.12 × V0.72
0.165 × V
0.14 × V
0.22 × V

Источник
Norland, 1993
Jochem, 1988
Rocha, Duncan, 1985
Borsheim, Brathak, 1987

0.11 × V
25 × [Chl a]
0.085 × V или
0.05 × w
0.025 × w
0.05 × w

Turley et al., 1986
Reynolds, 2006
Обозначения…, 1972;
Bamstedt, 1986
Asplanchna
Андроникова, 1996
Ракообразные
Обозначения…, 1972;
Dumont et al, 1975
Примечание: V – объем клетки или тела, мкм3, Сhl a – содержание хлорофилла а в воде, мг/м3, w – сырая масса, мг.

Существует несколько способов оценки продукции зоопланктона, главные из них приведены ниже.
1. По темпу роста, плодовитости и динамике численности
доминантных популяций, которые определены в экспериментальных условиях (микро- и мезокосмы) или расчетным способом, а также графическим способом на основе известных скоростей роста особей, плодовитости, смертности, темпа эмбрионального и постэмбрионального развития (Винберг, 1979; По127

лищук, Романовский, 1980; Иванова, 1985; Полищук, 1986; Тимохина, 2000; Науменко, 2010). В расчетном варианте в природных популяциях зоопланктеров учитывают плодовитость, динамику численности и биомассы с разделением популяций на половозрелых и неполовозрелых особей (Полищук, 1986; Науменко, 2010). Продукция сообщества в этом случае представляет
сумму соматической и генеративной продукции массовых видов
за некоторый период времени. Среднюю скорость продукции за
сутки (Рср.) в популяциях ракообразных можно вычислить по
формуле (Винберг, 1979):
Рср. = ⅀ wi (Ni–Ni+1)/Di,
где wi – средняя масса тела, Ni–Ni+1 – разница в численности популяции
за период времени между наблюдениями (Di).

Примеры оценки продукции зоопланктона этим методом
можно посмотреть в работах (Науменко, 2010; Науменко и др.,
2012).
2. Физиологический метод основан на оценке продукции с
использованием трат на обмен (R) и коэффициента (k2) – использование усвоенной пищи на рост (Иванова, 1985, Андроникова, 1996). Формула расчета продукции (Р) этим методом имеет вид:
Р = R× k2/(1–k2)

Данный метод не точен и его используют только для ориентировочной оценки продукции, его точность очень сильно
зависит от выбора значений коэффициента k2 (Иванова, 1985).
Траты на обмен оценивают по суммарному дыханию всех видов
(хищных и нехищных), составляющих зоопланктон. Формулы
связи между скоростью потребления кислорода и индивидуальной массой животных крупных таксономических групп зоопланктона приведены в работах (Сущеня, 1972; Галковская,
Винберг, 1979; Хлебович, 1981):
Cladocera: R = 0.143w0.803,
Copepoda: R = 0.200w0.777,
Rotifera: R = 0.0237w0.721,
где: R – скорость потребления кислорода, мл О2/экз. в час при 20 ºС;
w – индивидуальная масса особи, г сырой массы.

128

Можно делать расчеты в микролитрах О2/экз. в час, тогда
индивидуальная масса особи должна быть указана в мг сырой
массы. Для продукционных расчетов скорость потребления кислорода пересчитывают на сутки. При переводе потребленного
зоопланктоном кислорода в калории используют оксикалорийный коэффициент. Он составляет 3.86 кал/мг О2 для коловраток
и 4.86 кал/мг О2 для ракообразных (Обозначения …, 1972; Тимохина, 2000), 1 мл О2 = 1.43 мг О2 (Обозначения …, 1972).
Пример (по: рис. 1.11). Мы имеем две размерные группы
дафний:
Группа 1 Daphnia galeata 1.4–1.8 мм, wср = 0.2535 мг, численность
6650 экз./м3;
Группа 2 Daphnia galeata 0.6–0.9 мм, wср = 0.0286 мг, численность
5670 экз./м3.
Для кладоцер R, мкл О2/экз. час = 0.143w0.803, получаем группа 1 +
группа 2: 0.332 + 0.058 = 0.390 мкл О2/экз. час или 9.36 мкл О2/экз. сут.
Для всей популяции D. galeata получаем: 9.36 × (6650+5670) =
115315.2 мкл О2/м3 сут или 115.32 мл О2/м3 сут. Переводим в единицы
массы: 115.32 × 1.43 = 164.9 мг О2/м3 сут, в энергетических единицах
имеем 801.4 кал/м3 сут при 20 ºС.

3. В настоящее время часто продукцию зоопланктона оценивают по уже известным значениям средней за вегетационный
период суточной удельной скорости продукции (Св) популяции,
трофической или таксономической группы (суточным
Р/В-коэффициентам) (Иванова, 1985, Андроникова, 1996; Лазарева, 2010; Лазарева, Копылов, 2011; Лазарева, Соколова, 2015;
Лазарева и др., 2015). Реже используют месячные и сезонные
(май–октябрь) Р/В-коэффициенты, которые интерпретируют как
скорость оборота вещества в сообществе (Андроникова, 1996).
В гидробиологии часто используют понятия “удельная
скорость продукции” и коэффициент Р/В. Средняя за вегетационный период суточная удельная скорость продукции (Св) популяции, трофической или таксономической группы – это, по сути,
суточный коэффициент Р/В, то есть суточный прирост биомассы
этих групп. Все прочие коэффициенты Р/В отражают скорость
оборота биомассы за месяц, вегетационный период или год.
Их сравнительно часто используют при оценке продуктивности
зоопланктона как кормовой базы рыб, хотя это очень грубый

129

способ расчета, не учитывающий структуру и сезонную динамику зоопланктона в конкретном водоеме. Критика расчета
продукции по коэффициентам Р/В за длительный период времени дана в работе (Андроникова, 1996).
Использование Св для оценки продукции зоопланктона
дает возможность сравнительно быстро оценить продукцию сообщества по данным о биомассе основных трофических групп
при использовании ряда коэффициентов, полученных на основе
многолетнего экспериментального изучения роста и размножения разных видов зоопланктона. Сутки – минимальный временной интервал, за который обычно рассчитывают продукцию зоопланктона. Суточную продукцию рассчитывают по формуле:
Р = Св×В
где, Р – суточная продукция, мг/м3 сут; Св – средняя суточная удельная
скорость продукции за вегетационный сезон май–сентябрь, сут-1
(средне суточный коэффициент Р/В); В – средняя биомасса популяции,
таксономической и/или трофической группы зоопланктона, мг/м3 за
время одной съемки (приравнивается к суткам).

Значения Св различны для разных таксонов зоопланктона.
Наибольшие Св характерны для коловраток, наименьшие для
копепод (табл. 1.18). Обычно принимают Св для мирных кладоцер 0.16 сут–1 (Иванова, 1985; Андроникова, 1996; Лазарева,
2010, 2022в; Лазарева, Копылов, 2011), для копепод – 0.10–
0.12 сут–1 (науплиусы 0.2 сут–1, копеподиты I–III стадии
0.06 сут–1 и копеподиты IV–VI стадии 0.04 сут–1) (Петрович,
1973; Лазарева, 2010, 2022в; Лазарева, Копылов, 2011), для мирных коловраток – 0.3 сут–1, для Asplanchna – 0.25 сут–1 (Тимохина, 2000; Лазарева, 2010, 2022в; Лазарева, Копылов, 2011). Продукцию хищных кладоцер часто рассчитывают по их рациону
(Копылов и др., 2010; Лазарева, Копылов, 2011), который различается в течение сезонного цикла и летом у Leptodora достигает
40% массы тела (Мордухай-Болтовская, 1960). При этом применяют коэффициент использования потребленной пищи на рост
(k1) 0.32 и усвояемость пищи (1/U) 0.8 (Лазарева, Копылов, 2011;
Лазарева и др., 2015; Лазарева, Соколова, 2015). По данным перечисленных работ Св для хищных кладоцер составляет 0.13,
другие исследователи указывают более высокие значения 0.21–
0.27 (табл. 1.19). Согласно анализу (Иванова, 1985), средние
130

значения Св мало изменяются от водоема к водоему и год от года (см. табл. 1.19).
Таблица 1.19. Коэффициенты, наиболее часто используемые в расчетах продукции и баланса энергии в сообществе зоопланктона
Группа
зоопланктона
Мирные Cladocera
Мирные Copepoda
Науплиусы
Мирные
Diaptomidae
Мирные Cyclopoida

Св, сут-1

k2

k1

1/U

0.16 [7, 9]
0.07 [9]
0.2 [4]
0.1 [7]

0.35 [9]
0.15 [9]
0.15 [9]
0.2 [9]

0.22 [10, 16]
0.22 [10, 16]
0.22 [10, 16]
0.22 [10, 16]

0.6 [3, 11]
0.6 [3, 11]
0.6 [3, 11]
0.6 [3, 11]

0.07 [7]

0.1 [19]

0.22
0.6 [3, 11]
[10, 16]
Мирные Rotifera
0.3 [11]
0.4 [1, 2]
0.22 [10, 16]
0.6 [3, 11]
Хищные Cladocera
0.13 [19]
0.26–0.37 [11]
0.32
0.8
0.21–0.27 [18]
[12, 13, 14]
[3, 6, 11]
Хищные Cyclopoida
0.04 [4]
0.26–0.37 [11] 0.16 [10, 16]
0.8 [6, 11]
Всеядные Copepoda
0.07 [9]
0.15 [9]
0.16 [10, 16]
0.6 [3, 11]
0.06 [4]
Всеядные Rotifera 0.2*, 0.1** [10]
0.4 [10]
0.28 [12]
0.8*, 0.6**
(Asplanchna)
0.25 [11]
0.38 [8]
[10, 11, 12, 14]
Инфузории
1.7 [10]
0.46 [10]
0.35 [17]
0.7 [10]
0.5 [17]
Велигеры
0.26–0.29
0.4 [10]
0.13 [13]
0.6*,
Dreissena
[5, 13, 15]
0.15*** [13]
Примечание. Св, сут-1 – суточная удельная скорость продукции популяции или
группы зоопланктона, k2 – коэффициент использования ассимилированной
(усвоенной) пищи на рост, k1 – коэффициент использования потребленной
пищи на рост, 1/U – коэффициент усвояемости пищи. Потребляемая пища: * –
животная, ** – растительная, *** – детрит. В квадратных скобках источники:
1 – Галковская, 1985; 2 – Крючкова, 1971; 3 – Обозначения.., 1972; 4 – Петрович, 1973; 5 – Алимов, 1981; 6 – Винберг, 1985; 7 – Иванова, 1985; 8 – Тимохина, 1983б; 9 – Андроникова, 1996; 10 – Бульон и др., 1999; 11 – Тимохина,
2000; 12 – Лазарева, Копылов, 2011; 13 – Лазарева и др., 2015; 14 – Лазарева,
Соколова, 2015; 15 – Hillbricht-Ilkowska, Stanczykowska,1969; 16 – Hart et al.,
2000, 17 – Simek et al., 1996; 18 – Науменко, 2010; 19 – наш расчет по данным:
Лазарева, Копылов, 2011; Лазарева, Соколова, 2015.

Зоопланктон озер и водохранилищ с учетом способа захвата пищи разделяют как минимум на восемь трофических
групп: мирные кладоцеры, копеподы и коловратки, всеядные
копеподы и коловратки, хищные кладоцеры, копеподы и коло-

131

вратки (Лазарева, 2010; Копылов, Лазарева, 2011). К мирным
кладоцерам относят все виды кроме Leptodora kindtii Focke и
Bythotrephes spp. Мирные копеподы включают науплиусов Cyclopoida, все возрастные стадии каляноидных копепод рода
Eudiaptomus и других растительноядных видов. В состав мирных коловраток включают все таксоны, кроме рода Asplanchna.
Аспланхн (Asplanchna priodonta Gosse, A. herricki Guerne), а
также копеподитов I–III стадии Cyclopoida и копеподитов I–III
родов Heterocope и Eurytemora, для которых характерно смешанное питание (Монаков, 1998), выделяют в отдельную группу
всеядных животных (полифагов). В состав хищной части сообщества включают взрослых особей и копеподитов IV–V стадий
Cyclopoida и ряд каляноидных копепод (роды Heterocope, Eurytemora), способных к захвату животной пищи. Также к хищникам относят кладоцер родов Leptodora, Bythotrephes и Cercopagis, тогда как мелких представителей родов Cornigerius, Podonevadne и других Podonidae считают всеядными (Монаков,
1998; Телеш и др., 2001; Laxson et al., 2003; Науменко, 2010;
Науменко и др., 2012). При массовом развитии к хищникам относят ряд коловраток рода Asplanchna (A. girodi Guerne,
A. brightwelly Gosse, A. sieboldi (Leydig)), потребляющих преимущественно животную пищу (Кутикова, Гутельмахер, 1979;
Тимохина, 1983б; Монаков, 1998; Лазарева, 2004).
По данным работы (Лазарева, Копылов, 2011), в водохранилищах животная пища составляет ~30% рациона коловраток
Asplanchna priodonta и A. herricki и ~25% рациона всеядных копеподитов I–III стадий развития Copepoda. Половину потребляемой аспланхнами животной пищи составляют простейшие,
т.е. на многоклеточный зоопланктон приходится ~15% рациона
этих двух видов аспланхн. Около 40% рациона копеподитов IV–
V стадий и взрослых Heterocope caspia (Sars, 1897) представляют водоросли, простейшие и мелкий сестон, потребляемые за
счет фильтрационного типа питания (Монаков, 1998; Науменко
и др., 2012; Лазарева, 2022). Заметим, что взрослые Cyclopoida и
их копеподиты с третьей стадии развития при недостатке животной пищи переходят на потребление детрита (Монченко,
1974; Монаков, 1998). Поэтому при оценке хищничества Cyclopoida учитывают потребление детрита (в том числе животного
132

происхождения), которое в водохранилищах достигает 13% рациона (Лазарева, Копылов, 2011).
Для оценки продукции за месяц или весь вегетационный
период необходимо знать продолжительность временного интервала в сутках, а также иметь данные о средней биомассе трофических групп зоопланктона за каждый месяц. Так, при оценке
сезонного изменения продукции зоопланктона Рыбинского водохранилища принимали (Лазарева, Копылов, 2011): продолжительность вегетационного периода 180 сут, из них весна (1 мая –
9 июня) – 40 сут, первая половина лета (лето–1, 10 июня –
14 июля) – 35 сут, вторая половина лета (лето–2, 15 июля –
12 сентября) – 60 сут и осень (13 сентября – 27 октября) –
45 сут. Интервал между наблюдениями в оптимальном варианте
не должен превышать двух недель.
Также следует учесть, что продукция зоопланктона зависит от температуры среды обитания. Для весеннего и осеннего
периодов с низким прогревом воды ее рассчитывают с температурной поправкой h(T) (Ивлева, 1981):
h(T) = Q100.10(T-20),
где Т – текущая температура, Q10 – коэффициент Вант-Гоффа, показывающий во-сколько раз возрастает скорость процесса при повышении температуры на 10 ºС. Значение Q10 принимают равным 2.25
(Винберг, 1983).

Примеры расчета продукции зоопланктона этим методом
можно посмотреть в работах (Копылов и др., 2010; Лазарева,
2010, 2022; Лазарева, Копылов, 2011).

Баланс вещества и энергии в планктоне
Построение трофической сети
Изучение межвидовых взаимодействий и распределения
потоков энергии в трофических сетях водоемов способствуют
выявлению механизмов управления состоянием экосистем, пониманию важных факторов, влияющих на модификацию трофической структуры, внедрение и распространение чужеродных
видов (Hart et al., 2000; Gliwicz, 2002; Казанцева, 2003; Науменко, 2010; Науменко и др., 2012; Бульон, 2019). Зоопланктон озер
и водохранилищ традиционно подразделяют на три большие
трофические группы: мирные (нехищные) животные фито-

133

детритофаги, всеядные виды и стадии развития со смешанным
питанием, и хищники-зоофаги (Монаков, 1998; Казанцева, 2003;
Бульон, 2019). При построении трофической сети используют
детализацию этих групп по таксономической принадлежности
(нехищные Cladocera, Copepoda, Rotifera, всеядные Copepoda,
Rotifera и т.д.) вплоть до уровня доминантных видов (Бульон и
др., 1999; Казанцева, 2003; Лазарева, Копылов, 2011; Науменко
и др., 2012; Лазарева, 2022).
Для анализа трофических взаимодействий внутри сообщества зоопланктона, также во всей трофической сети планктона
необходимо знать не только продукцию, но и потребность каждой трофической группы в пище (рацион), траты на дыхание и
количество неусвоенной пищи, которая вместе с экзувиями животных пополняет детрит. Эти характеристики сообщества связаны друг с другом балансовым равенством:
С = P + R + F,
где: С – суточное количество пищи, необходимое для обеспечения
нормальной жизнедеятельности (рацион), Р – суточный прирост биомассы (продукция), R – траты на обмен (дыхание), F – неусвоенная
часть рациона.

Суточный рацион (С) зоопланктона обычно рассчитывают
по формуле:
С = Р/k1,
где: Р – суточная продукция, k1 – коэффициенты использования потребленной пищи на рост.

Для озер и водохранилищ принимают (табл. 1.19), что k1
для мирных животных составляет 0.22, для хищных и всеядных
копепод – 0.16 (Бульон и др., 1999; Копылов и др., 2010; Hart et
al., 2000; Лазарева, Копылов, 2011), для всеядных Asplanchna –
0.28 (Лазарева, Копылов, 2011). Для велигеров дрейссены в водохранилищах – 0.13 (Лазарева и др., 2015).
Дыхание зоопланктона (R) можно оценить по формулам,
приведенным выше, или же с учетом коэффициента использования ассимилированной (усвоенной) пищи на рост (k2) и продукции по формуле:
R = Р (1–k2)/k2.

134

Неусвоенную часть рациона (F), пополняющую детрит,
рассчитывают по балансовому равенству:
F = C – (P+R).

Пример баланса энергии в планктоне пелагиали Рыбинского водохранилища приведен в табл. 1.20.
Таблица 1.20. Элементы энергетического баланса (ккал/м2) в пелагиали Рыбинского водохранилища за вегетационный сезон (180 суток) в
1990–1995 гг. (по: Лазарева, Копылов, 2011)
Трофическая
P
R
F
C
Потребле- G/P,%
группа
ние (G)
Фитопланктон
689 229 138 1056
193
28
Бактериопланктон
398 924
0 1325
268
67
Вирусы
4.4
−
60
65
−
−
Гетеротрофные
37
37
32
106
13.6
37
флагелляты
Инфузории
59
59
50
169
15.3
26
Мирные Rotifera
9.9 14.8 20.2
45.0
2.6
26
Мирные Cladocera
47.2 70.8 96.6 214.6
13.6
29
Мирные Copepoda
6.9 10.3 25.9
43.1
3.0
43
Всеядные Rotifera
1.1
1.6
1.2
3.9
0.3
27
Всеядные Copepoda
1.8
2.7
6.8
11.3
1.5
83
Хищные Cladocera
3.5
5.0
2.1
10.4
0.3
8
Хищные Copepoda
2.3
3.4
8.6
14.4
1.2
51
Примечание. Приведены средние значения показателей по шести
“стандартным” станциям за 6 лет наблюдений, расчеты выполнены на
среднюю глубину водохранилища (5.8±0.2 м) с учетом сезонной и
многолетней динамики уровня наполнения. Потребление (G) – выедание организмов группы прочими консументами.

Для понимания трофических взаимодействий между видами зоопланктона и другими компонентами планктона необходимо знать не только рацион консументов и их примерный пищевой
спектр, но и наличие доступной для зоопланктеров пищи в водоеме. Потребление (G) зоопланктерами различных групп планктона определяют как сумму частных рационов (Копылов и др.,
2010; Лазарева, Копылов, 2011, Лазарева, 2010, 2022). Эти рационы для каждого консумента рассчитывают пропорционально
биомассе в водоеме потенциальных пищевых объектов, учитывая
избирательность питания и доступность трофических ресурсов
(концентрация, размер пищевых частиц или жертв для хищников
135

и их распределение по акватории). На основе этого оценивают
реальное потребление мирным зоопланктоном водорослей, простейших и детрита, а хищным – мелких зоопланктеров. Примеры
оценки потребления зоопланктоном различных источников пищи
можно посмотреть в работах (Копылов и др., 2010; Лазарева,
2010). Трофические взаимодействия между хищными, всеядными
и мирными видами зоопланктона проанализированы в работах
(Телеш и др., 2001; Laxson et al., 2003; Телеш, 2004; Науменко,
2010; Лазарева, Копылов, 2011; Лазарева, 2022). В табл. 1.21 показан пример пищевых взаимодействий внутри сообщества зоопланктона пелагиали Цимлянского водохранилища.
Таблица 1.21. Вклад разных видов хищников в потребление зоопланктона Цимлянского водохранилища в августе–сентябре 2018 г.
(по: Лазарева, 2022)
Хищник

Потребление (G, мг С/(м3 · сут)) хищником продукции трофических групп и уровень его воздействия (G/Рzoo, %)
CladF CopFN CopFC RotF RotOM CopOM CopP Сумма G
(% Рzoo)
0.12
0.03
0
0.01 0.09
0.14 0.15 15 0.53 (6)
5
5
1
12
34
0.07
0.13
0.04
0.25
0
0.33 0.15 15 0.96 (11)
3
21
8
14
83
0.53
0.06
0.02
0.12
0
0.10 0.58 58 1.41 (17)
20
10
4
7
25

Leptodora
kindtii
Heterocope
caspia
Acanthocyclops
americanus
Thermo0.68
0.29
0
1.08
0
0.38
0.79 3.22 (38)
cyclops
26
48
60
95
79
taihokuensis
0.03
0
0.07
0
0.03
0.02
0.14 (2)
Eurytemora 0.002
caspica
<1
4
4
7
2
Примечание. Над чертой – потребление (G, мг С/(м3 · сут)) хищником продукции трофических групп, под чертой – уровень его воздействия (G/Р, %) на
каждую группу; сумма G (% Рzoo) – суммарное потребление хищником продукции зоопланктона. Нуль – вид не входит в рацион хищника или хищник и
жертва разобщены в пространстве. Фильтраторы: CladF – кладоцеры, CopFN –
науплиусы копепод, CopFC – копеподиты I–VI cтадий Calanipeda, RotF – коловратки; всеядные животные: CopOM – копеподиты I–III Cyclopoida и Calanoida,
RotOM – коловратки Asplanchna; хищники: CopP – копеподиты IV–VI стадий
Acanthocyclops и Thermocyclops, нуль – группа отсутствует или недоступна
планктонным хищникам.

136

Трофическую сеть зоопланктона (или планктона в целом)
конструируют с различным уровнем детализации в зависимости
от поставленной задачи. От крупных таксономических групп
(фитопланктон, простейшие, детрит, мирный и хищный зоопланктон, рыбы) при анализе трофических связей в планктоне до
доминантных видов, если необходимо продемонстрировать взаимодействия только внутри зоопланктона (Иванова, 1985; Андроникова, 1996; Науменко, 2010; Лазарева, 2022). Исходными данными для ее построения являются продукция нижних уровней
сети (Р) и ее потребление (G) каждым последующим уровнем или
видом консументов. Пример детализации потоков энергии в трофической сети зоопланктона различных участков водоема с количеством доступного ресурса для рыб показан на рис. 1.12.
Сравнительно часто при описании кормовой базы рыб
возникает необходимость оценки доступной для рыб части продукции зоопланктона, такие расчеты приведены в работах (Иванова, 1985; Андроникова, 1996; Лазарева, 2010, 2022; Лазарева,
Копылов, 2011; Лазарева, Соколова, 2016).
Продукцию, доступную для рыб, ее еще называют “реальной” или “чистой” (Рреал), можно оценить двумя способами:
1. Традиционно как сумму продукции хищного и нехищного зоопланктона за вычетом рациона хищников (Иванова,
1985; Андроникова, 1996):
Рреал = Рнехищ + Рхищн − Схищн,
где: Рнехищ + Рхищн = общая продукция зоопланктона, Схищн – рацион
хищников.

2. По разнице между продукцией зоопланктона (Рзоо) и ее
потреблением (Gзоо) беспозвоночными планктонными хищниками (Лазарева, 2010, 2022; Лазарева, Копылов, 2011).
Рреал = Рзоо − Gзоо

Иногда полагают, что рыбы более активно потребляют зоопланктон по сравнению с беспозвоночными хищниками
(Науменко и др., 2012). В этом случае доступной для рыб считают всю продукцию зоопланктона.
Расчеты показывают (Лазарева, 2010; Лазарева, Копылов,
2011), что первый способ оценки доступности зоопланктона для
рыб дает заниженные результаты. Это объясняется тем, что в

137

рацион многих видов хищного зоопланктона (копеподы, коловратки Asplanchna) входят также другие ресурсы (водоросли,
детрит, простейшие), а часть видов зоопланктона вообще не доступна планктонным хищникам из-за слишком больших размеров или разобщения в пространстве.

Рис. 1.12. Структура трофической сети зоопланктона основных участков Цимлянского водохранилища (по: Лазарева, 2022). Участки: (а) –
Верхний, (б) – Чирской, (в) – Потемкинский, (г) – Приплотинный.
Цифрами показаны основные потоки энергии (кал/(м3 · сут)), обозначенные жирными стрелками.

138

Так, для Рыбинского водохранилища при расчете первым способом для рыб оказалось доступно 52% Рзоо
(~40 ккал/м2), а вторым – почти 70% Рзоо (50 ккал/м2) (Лазарева,
Копылов, 2011).
Согласно рис. 1.12, при почти одинаковом наборе доминантов в четырех участках Цимлянского водохранилища существенно различается структура сообщества и потоки энергии от
нехищных животных к хищникам (Лазарева, 2022). Так, в Верхнем и Чирском участках основной поток энергии от фильтраторов к верхнему трофическому уровню проходит через циклопоидных копепод (рис. 1.12а, б). Более 70% продукции их копеподитов потребляли взрослые особи видов Thermocyclops taihokuensis и Acanthocyclops americanus. Между ними формировались “циклические” взаимодействия (вид А потребляет вид Б и
наоборот). Сравнительно небольшой, но многочисленный Thermocyclops taihokuensis выедал ~60% суммарной продукции обоих видов, уровень каннибализма также был выше в его многочисленной популяции T. taihokuensis (27–43% собственной продукции) (Лазарева, 2022). В популяции Acanthocyclops americanus в результате каннибализма элиминировалось лишь 12–
16% продукции. Рыбам в Верхнем участке водоема было доступно 24 кал/(м3 · сут) (17% Рzoo). В основном это кладоцерыфильтраторы Moina micrura (16 кал/(м3 · сут)), хищная Leptodora
kindtii (2 кал/(м3 · сут)) и часть продукции копеподитов IV–V
стадий Cyclopoida (25%, или 6 кал/(м3 · сут)). В менее продуктивном Чирском участке рыбы могли питаться кладоцерами Diaphanosoma orghidani (4 кал/(м3 · сут)) и Leptodora kindtii
(1 кал/(м3 · сут)), а также очень небольшой частью Cyclopoida
(10% продукции, или 1.6 кал/(м3 · сут)) – в сумме <7 кал/(м3 · сут)
(16% Рzoo). Здесь рыбы-планктофаги были в 3.5 раза менее обеспечены кормовым зоопланктоном по сравнению с Верхним
участком водохранилища.
В Потемкинском и Чирском участках основной поток
энергии от фильтраторов к рыбам проходит через каляноидных
копепод, коловраток Asplanchna и кладоцеру Leptodora kindtii
(рис. 1.12в, г). Даже с учетом того, что ~60% рациона Heterocope
caspia приходилось на водоросли и детрит, количество съеденного этим видом зоопланктона достигало >30 кал/(м3 · сут)
139

(36% Рzoo) (Лазарева, 2022). Уровень каннибализма у Н. caspia
был существенно ниже (6–10%), чем у Cyclopoida. Наиболее
сложные трофические взаимодействия наблюдали в продуктивном Потемкинском участке, здесь сравнительно многочисленная
(100–500 экз./м3) Leptodora kindtii перехватывала на себя значительное количество энергии (9 кал/(м3 · сут)) или 10% Рzoo) фито-детритофагов и всеядных животных (рис. 1.12в). Еще 10%
Рzoo потребляла коловратка Asplanchna, ее продукция в основном доставалась рыбам (15.5 кал/(м3 · сут)). Для рыб было доступно 45% Рzoo, или 41.1 кал/(м3 · сут), основная часть (>60%)
приходилась на взрослых особей Heterocope caspia
(17 кал/(м3 · сут)), Calanipeda aquaedulcis (4 кал/(м3 · сут)) и
кладоцер Leptodora kindtii (4 кал/(м3 · сут)). В самом малопродуктивном Приплотинном участке рыбы могли потребить
22.3 кал/(м3 · сут) (64% Рzoo), в основном, это копеподы последних стадий развития Calanipeda aquaedulcis (15 кал/(м3 · сут)) и
Heterocope caspia (~6 кал/(м3 · сут)) (рис. 1.12г), недоступные
беспозвоночным хищникам.

Экологические группы беспозвоночных планктона
Подавляющее количество исследований посвящено взаимосвязи между биоразнообразием и неоднородностью окружающей среды в широком диапазоне масштабов, хотя большинство из этих исследований сосредоточены на идентичности видов – таксономическом разнообразии, игнорируя разнообразие
экологических признаков – функциональное разнообразие
(Levin, 1992; Declerck et al., 2011; Heino et al., 2013). Экологические признаки – это морфологические, физиологические и фенологические особенности, влияющие на приспособленность
организма посредством их воздействия на рост, размножение и
выживание (Violle et al., 2007). В целом, функциональный признак – это характеристика организма, имеющая отношение к его


А. В. Крылов
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: krylov@ibiw.ru
140

реакции на окружающую среду и/или его влиянию на функционирование экосистемы (Díaz, Cabido, 2001).
Мы полагаем, что “классический” подход исследований сообществ зоопланктона на конкретных видах и их взаимосвязи с
окружающей средой может (и должен) быть существенно дополнен анализом групп, основанном на признаках (Чуйков, 1978,
1981, 1995; Litchman et al., 2013). Это позволяет получить информацию о сообществах, сформированных в результате изменения
условий окружающей среды, в которых группы формируются в
соответствии с функциональными признаками и потребностями
видов (Kuczyńska-Kippen et al., 2020; Zhao et al., 2020).
Первые исследования функциональных особенностей зоопланктеров принадлежат Н.Н. Смирнову (1971), который проанализировал функциональные комплексы, обеспечивающие
захват пищевых объектов и перемещения животных в пространстве. Это позволило Ю.С. Чуйкову объединить трофические и
топические классификации беспозвоночных, и предложить
классификацию экологических групп (Чуйков, 1978, 1981,
1995). Практически одновременно исследования функциональных особенностей зоопланктона были проведены за рубежом
(Sprules, Holtby, 1979; Threlkeld, 1983). В дальнейшем подходы к
классификации функциональных групп и их анализ в разнотипных водных объектах развивались (Gomes et al., 2019; Гаврилко
и др., 2020; Dorak et al., 2023), однако до сих пор не заняли достойного места в практике гидробиологических исследований.
Функциональные группы зоопланктона формируются на основе морфологических, физиологических, поведенческих и жизненных характеристиках вида (Gomes et al., 2019; Goździejewska et
al., 2021). Признаки видов для выделения функциональных групп
могут включать три экологические функции: питание,
рост/воспроизведение и выживание (Litchman et al., 2013). Используется основа ниши (бактерио- и альгофаги, хищники) (Špoljar et
al., 2005), размеры тела (Barnett, Beisner, 2007), кормовые гильдии
(хищные / микрофаги) (Obertegger et al., 2011), тип питания (Vogt et
al., 2013) и образ жизни (литоральный / промежуточный / пелагический) (Kuczyńska-Kippenet al., 2020).
Остановимся подробнее на классификации экологических
групп, предложенной Ю.С. Чуйковым (1978, 1981, 1995). Спосо141

бы передвижения планктонных беспозвоночных – парение (плавание), ползание и прикрепление к субстрату; способы захвата
пищи – у коловраток вертикация, всасывание и захват, у копепод
– фильтрация, собирание и захват, у кладоцер – первичная фильтрация, собирание, вторичная фильтрация и захват. В результате
было выделено 9 экологических групп зоопланктеров:
1–3 – организмы, добывающие пищу в толще воды:
группа 1 – плавание/первичная фильтрация или вертикация: а) плавание/вертикация – Rotifera (рода Polyarthra, Keratella, Kellicottia,
Notholca, Filinia); б) плавание/первичная фильтрация – Cladocera
(рода Diaphanosoma, Daphnia, Moina, Ceriodaphnia, Bosmina); в)
плавание/фильтрация – Copepoda (р. Eudiaptomus);
группа 2 – плавание/фильтрация + захват: а) плавание/захват + всасывание – Rotifera (рода Asplanchna, Asplanchnopus); б) плавание/фильтрация + захват – Copepoda (р. Eurytemora); в) плавание/фильтрация + активный захват – Copepoda (р. Heterocope);
группа 3 – плавание/активный захват: а) плавание/захват, всасывание –
Rotifera (р. Bipаlpus); б) плавание/активный захват – Copepoda (рода Cyclops, Acanthocyclops); Cladocera (рода Leptodora, Bythotrephis,
Polyphemus).
4–7 – организмы, добывающие пищу с поверхности субстрата:
группа 4 – плавание + ползание/фильтрация + всасывание: а) плавание
+ ползание/вертикация – Rotifera (рода Epiphanes, Trichotria, Mytilina, Lophocharis, Lepadella, Euchlanis, Brachionus, Platyias, Testudinella); б) плавание + ползание/вертикация + всасывание – Rotifera
(р. Lecane);
группа 5 – ползание + плавание/всасывание или вторичная фильтрация: а) ползание + плавание/всасывание – Rotifera (рода Cephalodella, Trichocerca); б) ползание + плавание/вторичная фильтрация –
Cladocera (сем. Chydoridae);
группа 6 – ползание + плавание/собирание: а) ползание + плавание/собиратели-фито-, детритофаги – Cladocera (род Macrotrix),
Copepoda (Macrocyclops distinctus); б) ползание + плавание/собиратели-эврифаги – Copepoda (рода Eucyclops, Paracyclops,
Microcyclops, отр. Harpacticoida);
группа 7 – ползание + плавание/активный захват: Copepoda (рода Macrocyclops, Mesocyclops).
8–9 – прикрепленные к субстрату и способные к плаванию организмы:
группа 8 – плавание + прикрепление к субстрату/первичная фильтрация: Cladocera (рода Sida, Simocephalus, Scapholeberis);
группа 9 – прикрепление к субстрату + плавание/вертикация: Rotifera
(р. Rotaria).

142

В ряде современных публикаций имеются иные и более
детальные классификации функциональных групп планктонных
беспозвоночных, включающие тип питания, приуроченность к
определенным зонам водоемов, размерную характеристику организмов, телосложение (см., например, García-Chicote et al.,
2018; Dorak et al., 2023 и мн. др.). Среди коловраток выделяют
хищные виды с активным хватательным, прокалывающим или
перекачивающим действием для захвата отдельных пищевых
объектов – представители родов Ascomorpha, Asplanchna,
Collotheca, Gastropus, Ploesoma, Polyarthra, Synchaeta и
Trichocerca (Obertegge et al., 2011). К микрофагам отнесены роды, собирающие, в зависимости от размера рта, несколько пищевых объектов размером не более 15–20 мкм – представители
родов Brachionus, Conochilus, Euchlanis, Filinia, Floscularia,
Kellicottia, Keratella, Lecane, Notholca, Testudinella и Trichotria.
Также предложены разные типы фильтрации Cladocera (Dorak et
al., 2023): Daphnia-type (D-type), Sida-type (S-type), Bosmina-type
(B-type), Chydorus-type (C-Filtration) и Scapholeberis-type (Scatype). Определены рационы Cladocera – травоядные, травояднодетритоядные и Copepoda – плотоядные, всеядные, всеядноплотоядные, всеядно-детритоядные. При этом, среди Rotifera,
Copepoda и Cladocera выделяют мелких микрофагов, крупных
микрофагов и хищников (см. Dorak et al., 2023).
В отечественной литературе по аналогичным принципам
наиболее объемная информация представлена Д.Е. Гаврилко с
соавторами (2020). В этой работе по 4 признакам (максимальная
длина тела, трофическая группа, тип питания и тип передвижения) анализируются функциональные признаки 355 видов пресноводного зоопланктона Европейской России, на основании чего выделено 19 функциональных групп.
Однако, очевидно, что требуется еще работа по поиску
подходов к классификации экологических (функциональных)
групп, к чему мы призываем всех исследователей зоопланктона.
В целом, мы уверены, что информация, основанная на признаках, добавляет универсальности и предсказуемости к правилам
функционирования сообщества, выводя экологический анализ за
рамки статического описания только состава сообщества
(McGill et al., 2006).
143

ОЦЕНКА СОСТОЯНИЯ ЭКОСИСТЕМ ОЗЕР И ВОДОХРАНИЛИЩ
ПО ХАРАКТЕРИСТИКАМ ЗООПЛАНКТОНА

Гидробиологические показатели относятся к числу наиболее чувствительных к различного рода антропогенным воздействиям на водные экосистемы. Методические подходы к оценке
состояния сообществ зоопланктона достаточно полно разработаны для – антропогенного и зоогенного эвтрофирования
(Крючкова, 1987; Андроникова, 1980, 1996; Крылов, 2005; Крылов и др., 2012). Многие из них успешно применяли при изучении действия на сообщество других видов загрязнения (Иванова, 1976; Руководство …, 1983; Цимдинь, Родионов, 1989; Ривьер, 1991, 1993; Лазарева, 1993, 1994). Некоторые оказались применимы также для мониторинга изменений в сообществе, вызванных динамикой климата (Лазарева, 1997; Лазарева и др.,
2001; Трифонова, Макарцева, 2006).
Изменения в многовидовом сообществе обычно исследуют по показателям таксономической и размерно-массовой
структуры (Иванова, 1976; Андроникова, 1980, 1996; Крючкова,
1987; Schindler, 1987; Gray, 1989; Кузнецова, 1996; Лазарева,
1997; Столбунова, 2006; Lazareva, 1995). Реже используют индексы трофической структуры и функциональные показатели,
хотя они относятся к наиболее важным для представления о модификации энергетики сообществ (Андроникова, 1988).
Долгое время соотношение трофических уровней (индекс
Вхищ/Вмир или В3/В2) было единственной унифицированной характеристикой трофической структуры зоопланктона (Иванова,
1985; Ривьер, 1993; Андроникова, 1996). С 80-х годов прошлого
века пищевые отношения в зоопланктоне описывают относительным обилием экологических групп видов, выделенных по
способам передвижения и захвата пищи (Чуйков, 1981; Крылов,
2005). В последнее время много внимания уделяют анализу показателя межценотических связей между продуцентами (фито

В. И. Лазарева
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: laz@ibiw.ru
144

планктон) и консументами зоопланктона Bz/Bph (Андроникова,
1996; Бульон и др., 1999; Тимохина, 2000; Лазарева и др., 2007;
Копылов и др., 2008; Лазарева, Сабитова, 2021). Параметры
структуры трофической сети, отражающие ее сложность и
устойчивость, также все чаще и чаще применяют для оценки
изменений в сообществах под влиянием факторов среды, в том
числе антропогенных (Pimm et al., 1991; Лазарева и др., 2003).
Сравнительно недавно, в конце ХХ в., в отечественной
литературе в целях индикации изменений в сообществах стали
применяться показатели видового богатства, которые сильно
зависят от объема выборки, количества наблюдений, их сезонной структуры. Тем не менее, при сравнимом объеме наблюдений они хорошо отражают отклик зоопланктона на закисление и
загрязнение вод, а также динамику климата (Ривьер, 1991, 2000;
Лазарева, 1993, 1997; Крылов, 2005; Столбунова, 2006). Анализ
количества доминантных видов требует введения жесткой нижней границы относительного обилия для доминирования,
например, 5% общей численности (Лазарева и др., 2001;
Lazareva, 1995; Siegfried et al., 1989) или точка перегиба кривой
на графиках “разнообразия-доминирования” (Федоров и др.,
1980; Андроникова, 1996). За рубежом число видов в пробе (видовая плотность, удельное видовое богатство) относится к самым простым и часто используемым индикаторным характеристикам наряду с показателями доминирования и разнообразия.
Обычно обсуждают их тренд по градиенту фактора среды или
загрязнения (Schindler, 1988; Siegfried et al., 1989; Schindler et al.,
1991; Locke et al., 1994).
Теоретическое обоснование и практические рекомендации
по использованию для оценки состояния сообществ целого
спектра показателей альфа-разнообразия, а также индексов
сходства/различия и других характеристик бета-разнообразия
дано в сводках (Песенко, 1982; Одум, 1986; Мэгарран, 1992;
Шитиков и др., 2005). В общем, принято считать (Одум, 1986;
Мэгарран, 1992), что показатели видового богатства и разнообразия снижаются в подверженных стрессу сообществах, тогда
как показатели доминирования возрастают.
Вследствие перекрывания пределов толерантности видов,
составляющих сообщество, достаточно большую трудность
145

представляет биологическая индикация слабых нарушений в
окружающей среде на начальных этапах антропогенного воздействия. Для выявления таких изменений могут быть использованы смены состава некоторой части видов в сообществе: видов-оппортунистов (Gray, 1989), комплекса доминантов (Андроникова, 1980, 1996; Пидгайко, 1984; Крючкова, 1987; Лазарева, 1994, 2010; Лазарева и др., 2001), а также динамика отношения обычных видов к редким (уровень тривиализации) (Gray,
1989; Чернов, 1991).
Индикация эвтрофирования по зоопланктону. Изменение
характеристик зоопланктона, сохраняющееся более или менее
длительный период (годы), принято соотносить с трофическим
статусом водоема (Мяэметс, 1980; Андроникова, 1980, 1996;
Крючкова, 1987; Ривьер, 1988; Лазарева, 1997, 2010). Уровень
трофии водоемов определяется первичной продукцией автотрофов в водоеме и на водосборе, которая через систему причинноследственных связей строго соотносится с климатическими особенностями региона (Драбкова, Сорокин, 1979; Wetzel, 1983; Бульон, 2007). Различают естественное увеличение трофии (эвтрофирование) водоемов, вызванное аккумуляцией в донных отложениях органического вещества и ростом внутренней и внешней
биогенной нагрузки в геологическом масштабе времени, и антропогенное аллогенное, часто локальное, связанное с ростом притока ОВ и биогенных элементов с водосбора в результате хозяйственной деятельности человека (Россолимо, 1975; Антропогенное …, 1980; Цееб, Чугунов, 1980). Антропогенное эвтрофирование крупных водоемов происходит неравномерно и значительно
быстрее, чем природное (Россолимо, 1975).
На начальном этапе эвтрофирования мезотрофного озера
наиболее четко проявляются смены состава доминирующих видов кладоцер (обычно в направлении Bosmina → Daphnia), резкое увеличение общей численности (Nобщ.) и биомассы (Вобщ.)
сообщества (Андроникова, 1980, 1996), а также уменьшение количества видов в фаунистических списках (J. Patalas, K. Patalas,
1966). В последующем при усилении эвтрофирования отмечают
более глубокую трансформацию структуры сообщества, а именно: изменение процентного соотношения крупных таксонов
(рост доли Cladocera и Rotifera, снижение доли Copepoda, осо146

бенно Сalanoida), снижение видового разнообразия и числа доминантных видов, массовое развитие видов-индикаторов эвтрофирования (коловратки рода Brachionus, рачки Chydorus
sphaericus, Bosmina longirostris и др.) (J. Patalas, K. Patalas, 1966;
Hakkari, 1972; Андроникова, 1980, 1996; Лазарева и др., 2007;
Лазарева, 2010). Выявлена достоверная положительная корреляция между численностью Crustacea, фаунистическим коэффициентом трофности (Е) зоопланктона и содержанием хлорофилла а
фитопланктона (Patalas, 1972; Мяэметс, 1980), между фаунистическим индексом трофности Е/О, Вобщ. зоопланктона и первичной продукцией фитопланктона (Hakkari, 1972).
При эвтрофировании наблюдают рост Nобщ. и внутригодовой амплитуды колебаний Вобщ. (индексов Влетн/Взимн, Вmax/Вmin), а
также снижение общей устойчивости сообщества – возрастание
вариабельности всех параметров (Андроникова, 1980, 1996).
В гипертрофных водоемах доминируют коловратки, при этом в
большинстве случаев резко снижается средняя масса организма
зоопланктона (wср) и Вобщ сообщества (Крючкова, 1987; Андроникова, 1996; Haberman, Laugaste, 2003; Лазарева и др., 2007).
Во многих случаях отмечают изменение (уменьшение или увеличение) линейных размеров и индивидуальной массы доминантных видов (J. Patalas, K. Patalas, 1966; Андроникова, 1980).
Трофическая сеть зоопланктона и функционирование сообщества в целом тоже изменяются при эвтрофировании.
На фоне роста продукции сообщества возрастает доля фильтраторов (в основном Cladocera) и снижается доля хищников
(уменьшается индекс В3/В2) (Андроникова, 1996; Крылов, 2005),
в гипертрофных озерах увеличивается доля эврифагов (факультативных хищников) (Копылов и др., 2008). Наблюдается ослабление связи между зоо- и фитопланктоном (снижение показателя Вz/Вph) (Андроникова, 1996; Тимохина, 2000; Haberman,
Laugaste, 2003; Лазарева и др., 2007). Напротив, отношение “чистой” продукции зоопланктона к суммарному дыханию сообщества (индекс P/R) возрастает как в сильно загрязненных участках водоемов (Алимов, Финогенова, 1976), так и при их эвтрофировании (Андроникова, 1980).
В своем обзоре И.Н. Андроникова (1996) приводит 15 характеристик, которые она рекомендует для диагностики процес147

са эвтрофирования озер. Списки индикаторов эвтрофирования
насчитывают >15 видов (J. Patalas, K. Patalas, 1966; Hakkari,
1972; Мяэметс, 1980; Андроникова, 1996). Наиболее распространенные показатели оценки отклика зоопланктона на изменение трофического статуса конкретного водоема приведены в
таблице 1.22.
Таблица 1.22. Изменение характеристик зоопланктона при эвтрофировании водоемов (по: Лазарева, 2010б)
Показатель

Эвтрофирование
Озера, пруды
Водохранилища
Снижается
Снижается

Видовое богатство (Sобщ,
Sпр, IMarg, число доминантов)
Видовое разнообразие (Hn, Снижается
Hb, 1/ISim)
Состав доминантов
Изменяется

Источник
1, 2, 6, 7

Снижается

1, 2, 6, 7, 8

Изменяется

1–6

Число индикаторов
эвтрофирования в составе
доминантов
Численность и доля
Chydorus sphaericus,
Bosmina longirostris
Численность и доля рода
Brachionus
Фаунистические индексы Е,
Е/О
Средняя индивидуальная
масса особей (wср)
Общая численность (Nобщ)

Возрастает

Возрастает

1–6, 9

Возрастает

Возрастает

1–9

Возрастает

Возрастает

1–3, 6, 9

Возрастают

3, 5, 6, 9

Снижается

Варьируют,
возрастают
Снижается

Возрастает

Возрастает

Общая биомасса (Вобщ)

Возрастает,
в гипертрофных
водоемах
снижается
Возрастают

Возрастает

1, 3, 4, 9,
10, 11
1–4, 7, 9,
11
1–3, 6, 7, 9,

Возрастают

1, 6, 9, 12

Снижается,
варьирует
Возрастает

1–4, 6, 8, 9

Сезонные колебания Вобщ
(Влетн/Взимн, Вmax/Вmin)
Доля ракообразных, Bcr/Brot, Снижается
Ncr/Nrot
Доля циклопов, Bcyc/Bcal
Возрастает

1, 4, 6, 8,

Доля хищников, Вхищ/Вмир

Снижается

Варьирует

1, 2, 8

Доля фильтраторов
(Вcl/Вобщ)

Возрастает

Варьирует

1, 3, 7, 9,
12

148

Таблица 1.22. Продолжение
Показатель

Эвтрофирование
Озера, пруды
Водохранилища
Ослабляется
Ослабляется
(снижается)
(снижается)

Источник

Взаимодействие между
1, 3, 8,
фито- и зоопланктоном
10,11
(Bz/Bph)
Примечание. Источники: 1 – Андроникова, 1996; 2 – Ривьер, 1993, 2000; 3 –
Лазарева и др., 2001, 2007; 4 – Крючкова, 1987; 5 – Мяэметс, 1980; 6 –
Столбунова, 1999, 2006; 7 – Крылов, 2005; 8 – Тимохина, 2000; 9 – Макарцева,
1988; 10 – Gulati, 1990; 11 – Haberman, Laugaste, 2003; 12 – Лазарева, 2010.

Для индикации процесса эвтрофирования равнинных водохранилищ по зоопланктону в настоящее время используют те
же показатели, что и для озер (Ривьер, 1993, 2000; Лазарева,
1997, 2007, 2010; Лазарева и др., 2001; Столбунова, 1999; Тимохина, 2000). Это вполне оправдано, поскольку при зарегулировании крупных рек сравнительно быстро потамопланктон, в котором доминируют коловратки (Жадин, Герд, 1961; Крючкова,
1987), замещается лимническими комплексами видов (МордухайБолтовской, Дзюбан, 1966; Ривьер, 1998). Однако ряд показателей, широко используемых для индикации эвтрофирования озер,
в водохранилищах колеблются в широких пределах и не имеют
четкой связи с эвтрофированием (Лазарева, 1997; Тимохина,
2000; Лазарева, 2010б). Например, фаунистический коэффициент Е, указывает на эвтрофирование в одних водохранилищах
(Угличское, Иваньковское), но в Рыбинском мало изменяется и
его отклик запаздывает по сравнению с другими показателями
(Лазарева, 1997; Столбунова, 1999; Лазарева, 2010б).
Наиболее надежны для оценки темпа эвтрофирования водохранилищ следующие характеристики зоопланктона: индексы
Bz/Bph, Bcyc/Bcal (Тимохина, 2000), показатели Ncr/Nrot и wср (Лазарева и др., 2001; Лазарева, 2010б), а также смены доминантов,
изменение численности видов–индикаторов эвтрофирования, их
количества в доминантном комплексе и Вобщ (Ривьер, 1993,
2000; Столбунова, 1999; Лазарева и др., 2001; Лазарева, 2010б).
В водохранилищах, как и в озерах, наиболее чувствительны к
изменению трофии показатели структуры сообщества.
Зоопланктон как индикатор деэвтрофирования. Уменьшение антропогенной биогенной нагрузки в результате мероприятий
149

по борьбе с эвтрофированием и рационализации сельскохозяйственного использования земель приводит к деэвтрофированию
или реолиготрофизации водоемов (Остапеня, 2007). Снижение
трофии озер наблюдают в процессе облеснения и заболачивания
водосборов (дистрофикация, олиготрофизация) (Абросов, 1982;
Wetzel, 1983), а также как следствие антропогенного закисления
поверхностных вод (Grahn et al., 1974; Лазарева и др., 2000). Деэвтрофирование возможно также в гидроклиматическом цикле
водоемов из-за снижения внутренней биогенной нагрузки в многоводные годы (Мартынова, 1984; Лазарева и др., 2001).
При деэвтрофировании в сообществе зоопланктона
наблюдаются изменения, в основном обратные происходящим
при эвтрофировании (табл. 1.23).
Таблица 1.23. Изменение характеристик зоопланктона при деэвтрофировании водоемов
Показатель

Деэвтрофирование [источник]
Озера
Водохранилища
при закислении незакисленные в цикле климата
Состав доминантов
Изменяется [1, 2] Изменяется [7] Изменяется [4]
Число индикаторов
Снижается,
Снижается [6] Снижается [4]
эвтрофирования в
отсутствуют
составе доминантов
[1, 2]
Численность и доля
Снижается,
Снижается [6] Снижается
рода Brachionus
отсутствуют [1, 2]
[4, 8]
Средняя индивидуальная Возрастает [2]
Возрастает [7] Возрастает [4]
масса особей (wср)
Общая численность
Снижается [2]
Снижается [7] Снижается [4]
(Nобщ)
Общая биомасса (Вобщ)
Варьирует [5, 8] Снижается [7] Снижается [4]
Доля ракообразных,
Возрастает
Возрастает [7] Возрастает [4]
Bcr/Brot, Ncr/Nrot
[1, 2, 5]
Доля фильтраторов
Возрастает [5, 8] Снижается [7] Варьирует [4, 8]
(Вcl/Вобщ)
Примечание: 1 – Лазарева, 1993, 1994; 2 – Lazareva, 1995; 4 – Лазарева и др.,
2001, 2007; 5 – Лазарева и др., 2003; 6 – Лазарева, Смирнова, 2008; 7 – Кузнецова и др., 2006; 8 – Лазарева, 2010б.

Однако в тех случаях, когда деэвтрофирование вызвано
действием других специфических факторов, эти факторы существенно влияют на динамику характеристик структуры сообщества. Например, при закислении водоемов формируются экс150

тремальные экологические условия, которые приводят к снижению видового богатства и разнообразия зоопланктона даже более сильному, чем при эвтрофировании (Андроникова, 1992;
Лазарева, 1993). Поэтому о деэвтрофировании можно судить
лишь по изменениям в той части сообщества зоопланктона, которая не чувствительна к закислению. В частности, на снижение
трофии закисленных водоемов надежно указывает уменьшение
численности ацидотолерантных видов-индикаторов эвтрофных
вод и увеличение ее для ацидотолерантных индикаторов олиготрофии, снижение численности всех коловраток и, особенно,
обычных в эвтрофных водах Keratella cochlearis, Brachionus sp.
(Лазарева, 2010б).
В озерах, подверженных влиянию закисления, хорошим
индикатором деэвтрофирования может служить изменение размерно-массовой структуры зоопланктона (рост wср). В эвтрофных болотных озерах с рН >6.5 wср составляет 5±3 мкг (Лазарева, 2010б), что сравнимо с характерной (wср = 4.9±0.2 мкг) для
гипертрофных (политрофных) водоемов (по: Андроникова,
1996). В олиготрофных ацидных с рН <5.3 водоемах wср возрастает до значений 20±5 мкг, в мезотрофных – составляет
19±7 мкг (Лазарева, 2010б). В целом, отрицательная корреляция
wср с трофическим статусом сохраняется и в закисленных водоемах. Исключительно высокие значения wср (32–57 мкг) зарегистрированы в олиготрофных озерах горной тундры Кольского
полуострова с рН воды 5.6–6.4, в которых доминируют кладоцеры (Вандыш, 2002).
Для примера рассмотрим оценку уровня трофности крупных мелководных озер Воже и Лача (Вологодская обл.)
(табл. 1.24). Здесь состав, встречаемость и обилие видовиндикаторов трофности и сапробности указывают на то, что оз.
Воже является эвтрофным олигосапробным водоемом (трофический коэффициент Е = 1.24, индекс сапробности S = 1.4), а
оз. Лача мезотрофное и олигосапробное (Е = 0.5, S = 1.35) (Лазарева, Сабитова, 2021). Эта оценка подтверждается также тем
фактом, что в современном зоопланктоне обоих озер не выявлено видов-индикаторов сильно загрязненных вод (альфамезосапробных и полисапробных условий) (индекс SSb = 0).
Среднее количество видов-доминантов зоопланктона по чис151

ленности (SDN = 6–7) и биомассе (SDB = 4–5) характеризует сообщество как стабильно благополучное в экологическом отношении, его состояние соответствует трофическому статусу экосистем озер. На различных участках обоих озер зарегистрировано в среднем по 6 видов индикаторов эвтрофных условий (SE).
Из них в состав доминантов входили 4 вида в оз. Воже и только
3 вида в оз. Лача (Лазарева, Сабитова, 2021), что также указывает на более высокий трофический статус оз. Воже.
Таблица 1.24. Показатели уровня эвтрофирования экосистем озер Воже (I) и Лача (II) по зоопланктону (по: Лазарева, Сабитова, 2021)
BCr/
Bcycl/
Bz/Bph
wср,
Nclad/
Ncr/
Озе- SDN SDB SSb SE
BRot
Bcal
мкг
Ncop
Nrot
ро
I
7±0.4 4±0.2 0 6±0.5 115±34 3.1±0.7 5.1±1.0 0.20±0.02 3.2±0.5 0.11±0.03
II
6±0.4 5±0.4 0 6±0.3 360±118 1.6±0.4 8.8±2.0 0.14±0.02 2.9±0.6 0.28±0.08
Примечание. SDN – число видов-доминантов (5% численности и выше), SDB –
то же по биомассе; SE – число видов-индикаторов эвтрофирования, SSb – число
видов альфа-мезосапробов и полисапробов в составе доминантов; Bcr/Brot –
соотношение биомассы ракообразных и коловраток, Bcycl/Bcal – то же циклопоидных и каляноидных копепод; Nclad/Ncop – соотношение численности кладоцер
и копепод, Ncr/Nrot – то же ракообразных и коловраток; wср = B/N – средняя
индивидуальная масса особи в сообществе; Bz/Bph – соотношение биомассы
консументов и продуцентов (фитопланктона).

По численности в обоих озерах заметно преобладают ракообразные (индекс Ncr/Nrot ~3), а среди них циклопоидные копеподы (индекс Nclad/Ncop <1). Это тоже характерно для мезотрофных и слабоэвтрофных экосистем. Средняя масса особи в
сообществе оз. Воже (wср = 5.1 мкг) соответствует его эвтрофному статусу по шкале (Андроникова, 1996). В оз. Лача этот показатель выше (wср = 8.8 мкг) и соответствует уровню мезотрофии, то есть он выше, чем в эвтрофных и ниже по сравнению с
олиготрофными озерами (18.5 мкг). Степень взаимодействия
между консументами и продуцентами (индекс Bz/Bph <0.3) низкая в обоих озерах и приближается к таковой в крупных мезотрофных водоемах (озера Мястро и Ильмень) и эвтрофных озерах Баторин и Псковско-Чудское (Андроникова, 1996).
Таким образом, большинство проанализированных показателей зоопланктона указывают на умеренно-эвтрофный статус
экосистемы оз. Воже и мезотрофный оз. Лача.

152

МЕТОДИКА УСТАНОВЛЕНИЯ ДОЛИ МЕРТВЫХ ОСОБЕЙ
В ЗООПЛАНКТОНЕ 

В стандартных гидробиологических исследованиях доля
мертвых особей в сообществе зоопланктона учитывается очень
редко, при том, что количество умерших организмов, находящихся в столбе воды даже в ненарушенных и не подвергающихся негативному воздействию водных экосистемах может быть
существенным, еще больше оно может увеличиваться под влиянием различных факторов (до 100%) (Дубовская, 2009; Семенова, 2011; Tang et al., 2014). Игнорирование этого параметра, безусловно, приводит к неверным оценкам продуктивности водных
объектов, качества воды, ошибкам при расчете ущерба, интерпретации того вреда, который наносится видами-вселенцами, и,
в конечном итоге, к отсутствию понимания того, что реально
происходит в экосистемах.
В настоящее время изучение доли мертвых особей в зоопланктоне входит в методику определения последствий негативного воздействия, определяемого ФГБНУ “ВНИРО” (Методика …, 2020). Однако методики окрашивания и обработки
проб, дальнейшая интерпретация полученных данных не стандартизированы, отсутствует единый подход. При этом, существует ряд особенностей и “подводных камней” как при применении методики, так и при дальнейших оценках полученного
материала, что может привести к неверным оценкам доли мертвых особей. Исходя из этого, на основе многолетнего опыта работы с зоопланктоном различных пресноводных экосистем мы
постараемся прояснить некоторые аспекты использования анилинового голубого красителя для установления доли мертвых
особей, указать на ряд артефактов при окрашивании, которые
могут быть неверно истолкованы исследователями, а также выделить новые области, в которых может применяться этот краситель.


А. С. Семенова
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: a.s.semenowa@mail.ru
153

В мировой практике гидробиологических исследований
существуют различные способы определения доли погибших
особей в зоопланктоне. Самый простой способ, который не требует никаких дополнительных действий – установление на фиксированном материале (или с небольшими манипуляциями
(например, подкрашивание)) факта, что организм был уже мертв
в момент отбора пробы: та или иная степень разложения внутренних тканей, отслоение карапакса, раскрытые створки и расплывание/отсутствие глаза у Cladocera, а также некоторые другие признаки (Кастальская-Карзинкина, 1935; Коваль,1984;
Гептнер и др., 1990; Дубовская, 2006; Tang et al., 2014). Как правило, все перечисленные признаки хорошо заметны только тогда, когда гибель организма произошла задолго (сутки и более)
до момента отбора пробы, лучше всего эти признаки заметны
для наиболее крупных организмов.
Другой способ установления доли мертвых особей – прижизненное окрашивание проб с использованием различных красителей (Fleming, Coughlan, 1978; Tang et al., 2014). Для окрашивания зоопланктона в морских экосистемах наиболее широко
применяется нейтральный красный краситель (Crippen, Perrier,
1974; Щука, 2002, Elliot, Tang, 2009, 2011; Семенова, 2010; Литвинюк, 2015), а при исследованиях в пресноводных экосистемах
– анилиновый голубой водорастворимый краситель (Seepersad,
Crippen, 1978; Дубовская, 2006, 2008; Семенова, 2010, 2011;
Tang et al., 2014).
Описание красителя анилинового голубого и его действия. Согласно справочной информации (Фрайштат, 1980),
краситель “анилиновый голубой водорастворимый” (C.I. 42780,
C37H27N3Na2O9S3, М.м. 799.8) имеет много других названий, среди которых “водный голубой”, “Anilinblau wasserloestlich”, “Aniline blue (water soluble)”, “China blue”, “Water blue” и др. Это
кислотный краситель арилметанового ряда. Выглядит как мелкокристаллический порошок от сине-зеленого до темнокоричневого цвета. Легко растворим в воде и практически не
растворим в спирте. Широко применяется в микроскопии для
окрашивания соединительной ткани, а также для непрямого
прижизненного окрашивания. Метод окрашивания этим красителем основан на том, что при гибели мембрана клетки стано154

вится для него проницаемой и в результате он способен окрашивать погибшие клетки живых организмов.
Приготовление, проверка и хранение красителя. Для
окрашивания используется раствор красителя анилинового голубого, который получается при растворении навески сухого
порошка красителя в дистиллированной воде в соответствующих пропорциях. При работе используется 7.5%-й раствор красителя (Seepersad, Crippen, 1978; Дубовская, 2008; Семенова,
2010). То есть, например, для приготовления 100 г красителя
нужно взять 7.5 г сухого порошка красителя и 92.5 мл дистиллированной воды. После приготовления раствора красителя и до
начала работы его необходимо хранить в темном прохладном
месте, например, в холодильнике, избегать прямого попадания
солнечных лучей и перегрева.
В многолетней практике работы мы используем краситель
анилиновый голубой фирмы “НеваРеактив”, но существует и
много других фирм, которые также выпускают данный краситель
(например, “Диаэм”). Однако при покупке новой партии красителя у других производителей была выявлена серьезная проблема и
установлено, что вновь приобретенный краситель, несмотря на
полное совпадение названия и формулы, не пригоден для исследований по установлению доли мертвых особей. Этот краситель
окрашивал в синий или голубой цвет весь зоопланктон – как живой, так и мертвый, к тому же, попав в организмы зоопланктона,
уже после завершения процесса окраски и фиксации пробы, он
начинал постепенно просачиваться наружу, в результате чего уже
промытая после окрашивания бесцветная проба приобретает синий или голубой цвет (фотовкладка, фото 1.21).
В связи с этим, при покупке новой партии красителя рекомендуется перед началом основных работ провести его испытание. Для этого потребуется либо живая культура планктонных
организмов, либо проба воды с зоопланктоном из любого доступного водоема. Эту культуру или пробу можно просто окрасить анилиновым голубым красителем по методике, а затем
убедиться, что живые организмы остались не окрашенными, а
мертвые при их наличии окрасились. Либо можно часть пробы / культуры убить, поместив в горячую воду с температурой
55 ºС, оставить на 1–1.5 часа для окончательного умирания кле155

ток. Затем пробу окрасить и сравнить с не подвергавшейся
нагреву, чтобы убедиться, что краситель действует именно так,
как описано в методике (Seepersad, Crippen, 1978; Дубовская,
2008; Семенова, 2010), то есть полностью или более чем на 2/3
окрашивает мертвых зоопланктеров, и не окрашивает или лишь
частично окрашивает живых.
Внимания также заслуживает вопрос о том, насколько часто нужно готовить новый краситель. Опыт многолетних исследований показывает, что свежеприготовленный краситель
окрашивает мертвый зоопланктон в более ярко-синий цвет. Однако, при правильном хранении и по прошествии 3–6 и более
месяцев окраска остается яркой, отличия от окрашивания только
что приготовленным красителем практически не заметны. Поэтому в нашей практике свежий краситель готовится в начале
каждого вегетационного периода, а затем используется на всем
его протяжении. Конечно, свежий краситель можно готовить и
перед каждым рейсом, но в виду его высокой стоимости это будет сильно увеличивать затраты на исследования при незначительных преимуществах такого подхода.

Окрашивание проб в полевых условиях
или в лаборатории
Пробы зоопланктона, отобранные в природных водоемах
и водотоках, либо исследуемые в лабораторных условиях
(например, при проведении экспериментов) для установления
доли мертвых особей в зоопланктоне, окрашиваются по классической методике помещением сконцентрированного из пробы
зоопланктона в 7.5%-ный раствор анилинового голубого красителя (Seepersad, Crippen, 1978; Семенова, 2010).
Количество проб. Вопрос о том, сколько проб необходимо отбирать на каждой станции исследований, заслуживает особого рассмотрения. При обычных мониторинговых исследованиях рекомендуется отбирать две параллельные пробы на станции, одну из них окрашивать анилиновым голубым красителем
для установления доли мертвых особей, а вторую оставлять неокрашенной (Семенова, 2010). Такая рекомендация обусловлена
тем, что в процессе окрашивания и последующего промывания

156

проб часть зоопланктона, в особенности мелких коловраток,
может теряться, поэтому вторая параллельная проба отбирается,
чтобы скорректировать полученные результаты. При возникновении сложностей отбора двух параллельных проб возможен
отбор только одной пробы на станции, которая подвергается
окрашиванию. Как опыт наших многолетних исследований, так
и специально проведенные сравнения (Семенова, 2010) показывают, что потери организмов в окрашенных пробах не столь велики и слабо отражаются на общей динамике зоопланктона на
протяжении вегетационного периода. Однако в отдельные сезоны, когда в зоопланктоне наиболее массово развиваются мелкоразмерные коловратки, различия между окрашенной и неокрашенной пробами могут быть существенными.
В случае установления значимых различий между участками, где было оказано воздействие (например, загрязнение) и
фоновыми, рекомендуется отбор 3–4 параллельных проб на
каждом из участков (или в каждой зоне). Так, при установлении
влияния высоконапорной Братской ГЭС на зоопланктон Братского водохранилища, в зоне, оттуда производится сброс воды в
верхнем бьефе и в зоне у плотины нижнего бьефа, было отобрано по 3 параллельных пробы и рассчитана статистическая значимость различий в доле мертвых особей (Герасимов и др.,
2023). Очевидно, что отбор дополнительных проб повышает
нагрузку на исследователя как в экспедиции, так и при их обработке, поэтому вопрос о целесообразности такого отбора нужно
каждый раз решать в зависимости от задач исследования и тех
возможностей, которые существуют.
Приспособления для окрашивания. Для концентрации зоопланктона используются трубки с крышечками из газа № 70 (размер ячеи 64 мкм). В такую трубку с крышечкой после отбора проба
зоопланктона выливается полностью, вода стекает, а зоопланктон
остается на газе в трубке. После этого трубка помещается в емкость с красителем, где беспозвоночные окрашиваются в течение
15 минут. Известно, что при использовании данного метода окрашиваются мертвые особи зоопланктеров, погибшие в интервале от
1–1.5 часа до 2–3 суток (Дубовская, 2008). Поэтому окрашивание
зоопланктона проводится сразу же после его отбора, на борту судна, на берегу или в лабораторных условиях при проведении экспе157

риментов. Это исключает дополнительную гибель зоопланктеров в
результате транспортировки проб и позволяет не завышать долю
мертвых особей, которые могли погибнуть в результате травмирования при отборе проб.
Кроме обычных трубок с крышечками из газа (приклеенных или приваренных), которые используются для окрашивания
(Seepersad, Crippen, 1978), существуют их различные модификации. В нашей многолетней практике работы используются пластиковые банки небольшого объема 50–70 мл с завинчивающейся крышкой (фотовкладка, фото 1.22). Дно этой банки отрезается, а в крышке сверху прорезается круглое отверстие, так чтобы
оставались лишь тонкие бортики и боковая часть крышки. На
горловину банки кладется небольшой кусочек газа такого размера, который позволяет его краям немного выступать за края
горловины. При завинчивании крышки газ прижимается так,
чтобы материал не провисал и был максимально натянут. Такое
самодельное устройство для окрашивания легко изготовить и
успешно применять для окрашивания проб, легко меняя газ под
завинчивающейся крышкой в случае необходимости. Если изготовить трубку с приклеенной или приваренной крышечкой из
газа, оперативно это сделать невозможно.
Кроме этого, был разработан и специальный прибор для
окрашивания – стейнер (Гладышев, 1993), который также широко используется рядом исследователей (Дубовская, 2006, 2008).
Он представляет собой контейнер из плексигласа, установленный на металлической стойке (фотовкладка, фото 1.23). Внутри
контейнера находится система рычагов, а сверху него воронка,
через которую происходит заполнение красителем, снизу трубка, через которую краситель сливается. Согласно методике
(Гладышев, 1993), проба зоопланктона выливается в специальный плексигласовый стаканчик, имеющий дно из газа № 70, через который вода стекает, а зоопланктон остается в стаканчике.
После этого стаканчик закрывается специальной крышкой также
из мельничного газа № 70, и помещается в устройство для
окрашивания. В стейнере одновременно помещается 4 стаканчика. Таким образом, одномоментно может окрашиваться 4
пробы зоопланктона. Стаканчики с зоопланктоном закрепляются внутри стейнера специальными рычагами, крышка закрыва158

ется, после чего через воронку сверху происходит заполнение
контейнера 7.5%-ным раствором красителя анилинового голубого. Так как краситель плохо проникает или почти не проникает в стаканчики через крышечки из газа, то осуществляется
надавливание на крышку и дно стаканчика специальными рычагами при нажатии на кнопку, расположенную сверху стейнера.
После этого стаканчики полностью (без воздушных пузырьков)
заполняются красителем и в дальнейшем происходит окрашивание находящегося в них зоопланктона. По окончании процесса
окрашивания, краситель из стейнера сливается, а зоопланктон
осторожно смывается водой со всех внутренних поверхностей
стаканчика и фиксируется. Применение для окрашивания этого
специального стейнера по сравнению с классической методикой
с пластиковыми трубками/баночками с крышкой из газа имеет
свои преимущества и недостатки. К достоинствам этого метода
относится то, что зоопланктон полностью погружен в краситель,
а также то, что с помощью стейнера одновременно можно
окрашивать 4 пробы. Прибор прочный, не занимает много места
и может использоваться в полевых условиях. К недостаткам относится то, что прибор не всегда легко достать, тогда как изготовить трубки/банки для окрашивания может любой исследователь, а также сложности, которые могут возникать с наполнением и сливом красителя, и отмыванием от красителя, и смыванием зоопланктона с поверхности стаканчиков, в которых происходило окрашивание. При этом недостаток классического метода окрашивания, связанный с тем, что часть зоопланктона при
окрашивании может оставаться на поверхности и тем самым в
меньшей степени быть погруженной в краситель, устраняется
тем, что после помещения емкости с крышечкой из газа в краситель нужно совершить несколько осторожных круговых движений емкости с красителем в горизонтальной плоскости. В результате этого простого действия зоопланктон с поверхностной
пленки (если он там есть) погрузится в краситель. Также не вызывает затруднения изготовление большого числа трубок/баночек с крышкой из газа для одновременного окрашивания большого числа проб. Их может быть намного больше,
чем 4, например, даже 10 или 20, что может понадобиться для

159

одномоментного окрашивания десятков проб, отобранных на
одной станции на разных горизонтах.
Отдельного рассмотрения заслуживает проблема, связанная с большим количеством крупного фитопланктона в пробах
зоопланктона при изучении показателей смертности беспозвоночных в высокопродуктивных экосистемах. Этот фитопланктон имеет размеры, сопоставимые с размером зоопланктона, поэтому не проходит через газ № 70, оставаясь в пробе и затрудняя
процесс окрашивания. Первая трудность, с которой сталкивается исследователь – газ крышечки забивается фитопланктоном и
плохо пропускает воду. В этом случае необходимо стимулировать процесс фильтрации осторожно надавливая на крышечку из
газа снизу с внешней стороны, что эффективно как при окрашивании в трубках/баночках, так и в стаканчиках в стейнере. При
окрашивании зоопланктона в стейнере, когда большое количество фитопланктона забивает газ, из которого изготовлены
крышечки плексигласовых стаканчиков, это также затрудняет
поступление красителя в стаканчик и необходимо более интенсивно использовать систему рычагов стейнера.
Было проведено сравнение классического метода окрашивания анилиновым голубым красителем с помощью трубок с
крышечками из газа (Seepersad, Crippen, 1978) и его модификации с применением стейнера (Гладышев, 1993; Дубовская,
2008). Исследования проводились на протяжении вегетационного периода с апреля по октябрь (Семенова, 2010), пробы отбирали ежемесячно в 3-х повторностях для каждого варианта метода
окрашивания. В итоге, никаких статистически значимых различий в доле мертвых особей как для массовых видов, так и для
отдельных таксономических групп, и всего зоопланктона в целом не выявлено. Это свидетельствует о том, что оба варианта
могут успешно использоваться для установления доли мертвых
особей в зоопланктоне. Выбор более удобного варианта остается за исследователем.
Время окрашивания. Зоопланктон, помещенный в 7.5%-й
раствор анилинового голубого красителя, должен окрашиваться
в течение 15 минут. Возможно окрашивать зоопланктон на протяжении чуть более длительного периода, это никак не сказывается на конечном результате.
160

Фото 1.1. Батометр Элгморка для
отбора проб фитопланктона.

Фото 1.2. Варианты батометров Руттнера, изготовленные в мастерской
ИБВВ РАН. Слева пластиковый батометр 2 л, справа металлический
батометр 0.5 л.

Фото 1.3. Инвертированный микроскоп и цилиндры для отстаивания
фитопланктона и его количественного учета в инвертированном микроскопе.

Фото 1.4. Установка для обратной фильтрации фитопланктона через ядерные
фильтры.

Фото 1.5. Вакуумное фильтрование через
мембранные фильтры.

Фото 1.6. Камера Нажотта для количественного учета фитопланктона.
1, 2 – общий вид, 3 – сетка.
Фото 1.8. Варианты камеры Учинская
№ 2. Камера 1 выполнена из хрусталя в
1970–80-е годы ООО “ЛОМО”, глубина камеры 0.1 мм обеспечивается за
счет стеклянного напыления вокруг
сетки. Сетка из 40 полос наносится лазером. Камера 2 выполнена из металла
ООО “ЛОМО” в 2000-е годы. В металлической заготовке вырезается отверстие, в него вклеивается стекло с нанесенной лазером сеткой из 40 полос на
глубину 0.1 мм. Камера 3 выполнена из
стекла ООО “Агромиксторг” (Брянск),
в котором делается углубление 0.1 мм
в виде круга, на дне которого лазером
наносится сетка из 40 полос.

Фото 1.9. Проточные цитометры с визуализацией слева направо:
FlowCytoBot от McLane, FlowCam от FluidImaging и CytoSense от CytoBuoy.
Источники изображений: FlowCam: FlowCytoBot: http://www.mclanelabs.com
(28 августа 2024 г.), http://www.fluidimaging.com (28 августа 2024 г.),
Cytobuoy: http://www.cytobuoy.com (28 августа 2024 г.).

Фото 1.10. Фильтровальные установки для концентрирования фитопланктона.

Фото 1.11. Работа с погружным флуориметром с борта судна и общий вид
аппаратуры.

Фото 1.12. Распределение хлорофилла (мкг/л) в водной толще Иваньковского
водохранилища 18 августа 2015 г. (данные В.Ф. Мухутдинова). А – вертикальное распределение, Б – динамика за время зондирования. 1 – диатомовые водоросли, 2 – цианопрокариоты; 3 – криптофитовые, 4 – зеленые, 5 – суммарный
хлорофилл, 6 – окрашенное вещество.

Фото 1.13. Вид
рабочего места
при определении фотосинтеза (емкость
для
отбора
проб, склянки и
установка для
титрования).

Фото 1.14. Вертикальная
модель батометра ВанДорна.

Фото 1.15. Горизонтальная модель батометра
Ван-Дорна (по: A Copmrehensive …, 2010).

Фото 1.16. а – мицелий с конидиями микроскопических грибов; б–г – плодовые
тела микромицетов на древесине. Масштабная линейка 5 мм.

Рис. 1.5. Общий алгоритм проведения метабаркодинговых исследований
от отбора природных проб до секвенирования. Этап синтеза кДНК по:
Picelli et al. (2014). http://nwnewskondrovo.ru/wp-content/uploads/2021/07/6-1.jpg;
https://www.tradeindia.com/products/kapa-express-extract-kits-794533.html; https://kvdmoskva.ru/upload/stati/sintez.gif; https://www.medizin1.ukerlangen.de/fileadmin/einrichtungen/medizin_1/forschung/Gruppenbilder/AG_Becker/miseq.jpg;
https://www.ld.ru/w/biometra/syntol3.jpg; https://encryptedtbn1.gstatic.com/images?q=tbn:ANd9GcRFjB0DsYlqJQFxlR2wmcOaXf3v93_9thqRCK3ZQA0CoIL
gmdg

Рис. 1.6. Схема строения рибосомы, гипервариабельные регионы гена 18S рРНК
и вторичная структура 18S rRNA динофлагелляты. Изображения взяты:
Ki (2012) и https://medbook.ru/blog/29405.

Рис. 1.7. Пример схемы амплификации маркерных участков и подготовки
ДНК-библиотек для высокопроизводительного секвенирования при анализе сообществ эукариотных микроорганизмов. Изображения взяты: Zephyris, CC BY-SA
3.0
<https://creativecommons.org/licenses/by-sa/3.0>,
via
Wikimedia
Commons;
https://www.bio-rad.com/ru-ru/product/t100-thermal-cycler?ID=LGTWGIE8Z;
https://www.bio-active.co.th/wp-content/uploads/2020/05/Nextera-XT-DNA-Library-Preparation-Kit-24-samples-17-20.jpg; http://genome.sfu-kras.ru/files/10847big.jpg

Фото 1.17. Малая и
большая
количественные
сети
Джеди (слева), сачок для концентрации зоопланктона и
качественная сеть
Апштейна (справа).

Фото 1.18. Планктонная сеть с утяжеленным металлическим
каркасом.

Фото 1.19. Варианты камеры Богорова
для учета зоопланктона под микроскопом, изготовленные в мастерской ИБВВ
РАН.

Фото 1.20. Варианты штемпельпипеток для отбора порций зоопланктона объемом от 0.5 до 5 мл,
изготовленные в мастерской
ИБВВ РАН.

а

б

в

г

д

е

Фото 1.21. Пробы зоопланктона, окрашенные подлинным и “поддельным”
анилиновым голубым красителем: а, б – внешний вид проб, окрашенных
настоящим (бесцветные) и “поддельным” (голубого цвета) красителем; в, г –
зоопланктон, окрашенный “поддельным” красителем, д – выход красителя из
зоопланктона, при окрашивании “поддельным” красителем, е – зоопланктон,
окрашенный подлинным красителем.

Фото 1.22. Изготовление самодельного устройства для окрашивания проб
анилиновым голубым красителем из пластиковой банки с прорезями в дне и
крышке и кусочка газа № 70, а также процесс окрашивания пробы зоопланктона с его использованием.

а

б

Фото 1.23. Устройство для окрашивания зоопланктона (по: Гладышев, 1993):
а – перед началом окрашивания, б – в момент окрашивания, заполненное анилиновым голубым красителем.

Фото 1.24. Окрашенная анилиновым голубым проба зоопланктона Куршского
залива: в пробе, несмотря на деформацию некоторых организмов в связи с
длительным хранением, ясно различимы мертвые окрашенные в синий цвет и
живые в момент отбора неокрашенные организмы.

Фото 1.25. Полностью или более чем на 2/3 окрашенные анилиновым голубым
мертвые особи зоопланктеров.

Фото 1.26. Другие группы организмов, мертвые особи которых также окрашиваются анилиновым голубым красителем: личинки многощетинковых
червей (Polychaeta), велигеры двустворчатых моллюсков (Bivalvia) и щетинкочелюстные (Chaetognatha).

Фото 1.27. Мертвый (окрашенный в синий цвет) и живой (неокрашенный)
фитопланктон.

Фото 1.28. Окрашивание различных частей пищеварительной системы живых, связанное с процессом питания при нахождении в красителе в момент
окрашивания.

Фото 1.29. Окрашивание анилиновым голубым красителем слизистых структур Calanoida, слизистой капсулы Holopedium и колонии Conochillus.

Фото 1.30. Окрашивание некоторых хитиновых структур: торакальных ног,
антеннул и фуркальных щетинок у живых особей.

Фото 1.31. Различные варианты окрашивания яиц у живых и мертвых особей:
неокрашенные (живые) яйца у умерших (окрашенных) особей разных таксономических групп, погибшие (окрашенные) яйца у живых (неокрашенных) организмов, погибшие (окрашенные) яйца у погибших (окрашенных) особей.

Фото 1.32. Травмированные в разной степени особи Calanoida и Cyclopoida,
а также части тел недавно погибших организмов и погибших давно при их
прохождении через турбины ГЭС.

Фото 1.33. Различное состояние глаза у погибших Cladocera: нормальный
глаз, расплывающийся глаз, отсутствие глаза.

Фото 1.34. Широко раскрытые створки раковины у погибших Cladocera.

Фото 1.35. Слабо и плохо окрашенные организмы разных таксономических
групп, которые погибли давно и в телах которых начался процесс распада тканей и поселились простейшие.

Фото 1.36. Окрашенные анилиновым голубым красителем шкурки Chironomidae, которые остались после вылета.

Фото 1.37. Окрашенные анилиновым голубым красителем мертвые особи
Asplanchna, которые начали терять окраску при добавлении “Белизны” и затем
оказались полностью неокрашенными.

Фото 1.38. Веслоногие ракообразные с окрашенными и неокрашенными опухолебподобными аномалиями (TLA).

Рис. 2.5. Схема погруженных поверхностей в зарослях кубышки.

Рис. 2.6. Схема определения
индекса мозаичности.

а

б

в

Фото 2.2. Штанговый трубчатый
дночерпатель: а – вид прибора в собранном виде и надставка штанги; б
– трубка с вертикально расположенной штангой перед погружением в
грунт; в – трубка с наклоненной
штангой перед извлечением пробы
грунта.

Фото 2.3. Микробентометр С-1. (а) –
прибор в собранном виде; (б) – части
прибора и приспособления для отбора
проб из трубки микробентометра: 1 –
держатель для трубки микробентометра, 2 – пробка из пенопласта, 3 – деревянный поршень, 4 – стеклянная пипетка с резиновой трубкой и грушей,
5 – пипетки Пастера из полимерного
материала.

Фото 2.4. а – коробчатый
дночерпатель перед погружением; б – дночерпатель
поднятый после отбора донных отложений; в – вырезание кернов осадков.

Фото 2.5. Лот с
храпцом.

Фото 2.6. Дночерпатель автоматический коробчатый.

Фото 2.7. Грунтовая
трубка ГОИН.

Фото 2.9. а – плодовые тела
Ceriosporopsis halima и выходящая
споровая масса из шейки перитеция; б
– выход споровой массы из погруженных перитециев рода Halosphaeria.
Масштабная линейка 5 мм.
Фото 2.8. а, б – плодовые тела грибов рода Chaetomium; в – плодовые тела
грибов рода Corollospora на выстилке ходов древоточцев в древесине.
Масштабная линейка 5 мм.

Фото 2.11. Внешний вид микробентометра МБ-ТЕ: А – общий вид прибора;
Б – микробентометр в разобранном виде (обозначения в тексте) (Курашов,
2007а); В – микробентометр с шариковым замыкающим механизмом.

А

Фото 2.12. Пробоотборник “KB Core
Sampler” (Aquatic sampling instruments …, 1993) (https://prph2o.com/handcorer-sst-k-b-sampler-only-20/)/

В

Фото 2.13. Пробоотборник Uwitec с
шариковым замыкающим механизмом, препятствующим выпадению
пробы. А – в открытой позиции; В –
в закрытой позиции (по: Skilbeck et
al., 2017).

Фото 2.14. Штемпель-пипетка.

Фото 2.15. Основные представители макрозообентоса: а, б – ракообразные
(амфиподы), в, г – моллюски, д, е – ручейники, ж – стрекоза, з, и – полихеты,
к – пиявка, л, м – олигохеты, н – хирономиды.
а

б

в

Фото 2.16. Орудия лова для
отбора качественных проб
макрозообентоса: а – сачок,
б – скребок, в – драга.

а

в

б

г

Фото 2.17. Дночерпатели различных конструкций: а – секционный, б – трубчатый,
коробчатые:
в
–
ДАК-250 (площадь захвата грунта 0.025 м2),
г – ДАК-100 (площадь
захвата
грунта
0.01 м2).

а

б

в

Фото 2.18. Отбор проб
макрозообентоса при
помощи дночерпателя
ДАК-100 с лодки (а),
мешок для промывки
грунта (б) и мешок с
грунтом (в).

а

б

Фото 2.19. Отбор проб макрозообентоса дночерпателем ДАК-250 с помощью лебедки на НИС “Академик Топчиев” (а) и ситом на раме (б) для использования с борта судна.
б

а

в

Фото 2.20. Банка с промытым
грунтом (а), пример записи в полевом дневнике (б) и этикетка (в).

Фото 2.21. Бак с формалином (50 л) (а) и мешочек из
газа с зафиксированным
промытым грунтом (б).

Фото 2.22. Процесс отделения организмов
макрозообентоса от частиц грунта в эмалированной кювете.

Фото 2.23. Чашка Петри с
фиксатором и организмами
макрозообентоса.

Фото 2.24. Пробы макрозообентоса
с этикетками внутри и снаружи пробирок.

Фото
2.25. Модифицированная
камера Богорова для разбора проб
макрозообентоса.

Фото 2.26. Кассеты для сортировки
таксонов беспозвоночных при разборе
проб макрозообентоса.

Фото 2.27. Весы для определения массы организмов макрозообентоса:
а – торсионные ВТ-100 (цена деления 0.1 мг), б – электронные аналитические
JOANLAB FA-1204 (цена деления 0.1 мг).

Фото 2.28. Линейка из предметного стекла и миллиметровой бумаги.

Фото 5.1. Аппарат Клевенджера.
1 – колбонагреватель, 2 – круглодонная термостойкая колба
объемом 1 л; 3 – заполняемый
водой холодильник; 4 – восходящая стеклянная колонка, 5 –
приемник для эфирного масла;
6 – краник для слива гексанового экстракта; 7 – водяной затвор; 8 – соединительная трубка
для возвращения воды в нагревательную колбу; 9 – подводящий
шланг к холодильнику для холодной воды; 10 – отводящий
шланг для воды из холодильника.

Рис. 5.2. Экстрактор Speed-Extractor E-916 (Dr. Golik, BUCHI).

Фото 5.3. Цилиндрическая делительная воронка (фото с сайта
https://www.corning.com/worldwide/en/products/life-sciences.html).

Фото 5.5. Газовый хромато-масс-спектрометрический комплекс Agilent 5977С
GC/MSD.
Фото 5.4. Вакуумный испаритель
SyncorePlus (BUCHI, Швейцария) для концентрирования проб
экстрактов.

Фото 5.6. Окна
программ-библиотек
массспектров
“GCMSsolution”
(Shimadzu Corporation) (1) и “The
NIST Mass Spectral Search” (FairCom Corporation)
(2), демонстрирующие идентификацию тетрадекановой кислоты:
1 – экспериментальный спектр
соединения
из
образца Potamogeton perfoliatus,
2 – библиотечный спектр тетрадекановой кислоты.

Фото
6.1.
Микрокосмы,
организованные в рыбоводных лотках объемом
0.5 м3 и размещенные в
бетонном бассейне с водой.
Фото 6.2. Проточные микрокосмы, созданные в рыбоводных лотках объемом 1.5 м3, в которых концентрации исследуемых
веществ (тяжелых
металлов)
поддерживаются
с помощью полевого дилютера.
Лотки расположены в пруду с
водой.

Фото 6.3. Пробоотборник по типу
“штемпель-пипетки” на 0.5 л.

Фото 6.4. Планктонная сеть для отбора
проб зоопланктона в мезокосмах.

Рис. 7.2. Программная симуляция распределения световых лучей в пластине.

а

б

Фото 7.2. Объект со штатной подсветкой, макрокольцо (а) и с внешней подсветкой по методу “темное поле”.

Но уменьшать период окрашивания нельзя, хотя, согласно
методике (Seepersad, Crippen, 1978), даже за меньший чем 15
минут период уже происходит частичное окрашивание.
Промывание и фиксирование пробы после окрашивания.
После истечения времени окрашивания и до момента фиксации
пробу зоопланктона необходимо отмыть от красителя. Для этого
используется либо забортная вода, профильтрованная через газ,
либо водопроводная вода, в которой нет зоопланктона. Существуют различные способы промывания пробы. Один из вариантов – это промывание в той же трубке или баночке с крышечкой
из газа № 70 путем ее частичного погружения в емкость с водой
и осторожных круговых движений. Воду следует менять до тех
пор, пока она полностью не будет иметь синюю/голубую окраску. После этого зоопланктон осторожно смывается с газа и
внутренней поверхности трубки/баночки в емкость для хранения пробы. Другой вариант – это смыть большим количеством
воды все содержимое трубки или баночки с крышечкой из газа
№ 70 в сачок из газа № 70 и промывать пробу в сачке также до
потери окраски. Затем слить пробу из сачка в емкость для хранения пробы. Каждый исследователь может выбрать удобный
ему вариант в зависимости от условий в экспедиции.
После того, как проба зоопланктона полностью отмыта от
красителя, необходимо ее зафиксировать по стандартной методике – добавлением 40%-го формалина до конечной концентрации в пробе 4%. В многолетней практике наших исследований
для фиксации проб используется не просто 40%-ный формалин,
а 40%-ный формалин с сахарозой (40 г сахарозы на 1 л) (Haney,
Hall, 1973). Фиксация окрашенных проб спиртом полностью
исключена, в виду того, что спирт частично растворяет краситель, что сводит на нет все усилия по окрашиванию.
Хранение проб до момента обработки. После фиксации
и вплоть до момента обработки пробы следует хранить в темном
прохладном месте (рекомендуется температура хранения 4–
15 ºС) (Seepersad, Crippen, 1978; Дубовская, 2008). По наблюдениям, описанным в литературе, при соблюдении этих условий
хранения окраска не тускнеет на протяжении нескольких месяцев. Наша практика показывает, что окраска сохраняется даже
на протяжении нескольких лет и дольше.
161

Например, были вторично просмотрены окрашенные и уже
обработанные пробы, собранные в апреле 2008 г., которые все это
время хранились в подвальном помещении. Обнаружено, что,
хотя и наблюдалась некоторая деформация отдельных организмов из-за длительного хранения, но даже по прошествии 16 лет
окраска мертвых особей сохранилась (фотовкладка, фото 1.24).
Модификация методики окрашивания. Существует другой вариант окрашивания анилиновым голубым красителем
(Bickel et al., 2008): его раствор добавляется непосредственно в
отобранную пробу. Максимальная концентрация, которой удалось достичь авторам методики, растворив 10 г порошка анилинового голубого красителя в 30 мл воды, составила 25%. Далее
этот раствор добавляется в пробу из расчета 5 мл на 100 мл пробы или около 1.7 г сухого порошка красителя на 100 мл пробы.
Окрашивание также происходит в течение 15 минут, а затем зоопланктон отмывается от красителя. Преимуществами этого метода является то, что не требуется никаких специальных приспособлений для окрашивания. Недостаток метода в том, что он
более дорогостоящий, т.к. на него идет большой расход красителя (50 г порошка красителя в настоящий момент стоит около
10 тыс. руб., в среднем на 1 пробу объемом 100–200 мл будет
уходить 2–4 г порошка, т.е. таким количеством можно окрасить
13–25 проб. Такого же количества красителя, с учетом приготовления свежего красителя каждый новый сезон, хватит на несколько лет при окрашивании на протяжении вегетационного
периода нескольких сотен проб). Кроме этого, для отмывания
пробы от такого количества красителя требуется намного больше воды.

Идентификация живых и погибших организмов
при обработке проб
Окрашивание мертвых особей, умерших недавно. Мертвые организмы, погибшие в интервале от 1–1.5 часа до 3–5 суток,
окрашиваются в ярко-синий или голубой цвет (Seepersad, Crippen,
1978; Дубовская, 2008; Bickel et al., 2008; Семенова, 2010). Краситель анилиновый голубой окрашивает все группы зоопланктона
(Rotifera, Cladocera и Copepoda) (фотовкладка, фото 1.25), а также

162

другие группы, в частности, хорошо окрашиваются меропланктонные организмы: личинки двустворчатых моллюсков, многощетинковых червей, усоногих ракообразных и др. (фотовкладка,
фото 1.26). Окрашивается анилиновым голубым красителем и
погибший крупный фитопланктон (фотовкладка, фото 1.27).
При окрашивании животных к мертвым стоит относить
особи, у которых в ярко-синий или голубой цвет окрашено как
минимум 2/3 тела (Seepersad, Crippen, 1978; Дубовская, 2008),
лучше всего окрашиваются красителем мягкие ткани, часто
плохо окрашиваются хитиновые структуры, могут оставаться не
окрашенными, например, фуркальные ветви, некоторые области
головы, панцири и др. Изначально, при описании методики
окрашивания анилиновым голубым красителем (Seepersad, Crippen, 1978), сообщалось о применимости ее для всего зоопланктона, включая коловраток (Rotifera), а также об окрашивании и
других групп живых организмов. Впоследствии ряд авторов
(Дубовская, 2008; Bickel et al., 2008) применяли эту методику
только для установления доли мертвых особей ракообразных,
объясняя это тем, что коловратки слишком мелкоразмерные.
Другие авторы устанавливали долю мертвых особей для всего
зоопланктона, в том числе и для коловраток (Телеш, 1986; Семенова, 2010). По нашему мнению, нельзя при применении методики игнорировать отдельные группы, и доля мертвых особей
должна учитываться для всего зоопланктона.
Окрашивание живых особей. Живые особи не окрашиваются, за исключением отдельных частей. Прежде всего, может
быть окрашен кишечник и ротовые части зоопланктеров вследствие поглощения красителя при фильтрации живой особью,
находящейся в красителе, которая продолжает активно фильтровать воду (фотовкладка, фото 1.28). Также хорошо окрашиваются
слизистые структуры, вследствие того, что краситель проникает в
слизь, а потом так и остается в ней не вымываясь; обычно в синий
цвет также окрашивается место прикрепления сперматофоров
живых копепод, в отдельных случаях и сами сперматофоры (но
не всегда); иногда окрашивается слизистая оболочка, в которой
находятся яйца копепод; окрашиваются слизистые колонии
р. Conochillus и слизистая капсула Holopedium, но при этом сами
организмы в слизистом чехле остаются неокрашенными, если они
163

были живыми в момент отбора пробы (фотовкладка, фото 1.29).
Поэтому при интерпретации результатов окрашивания этих таксонов нужно быть наиболее внимательными.
У мертвых особей, как это отмечалось выше, отдельные
хитиновые структуры могут плохо окрашиваться, тогда как у
живых (не окрашенных) ракообразных, напротив, могут быть
окрашены ноги или отдельные щетинки, в том числе фуркальные щетинки, иногда также антенны и антеннулы (фотовкладка,
фото 1.30). Это, скорее всего, связано с микротравмами. По
нашему мнению, тот факт, что у погибших организмов фуркальные ветки и щетинки, ноги, антенны и антеннулы часто не
окрашены, в то время как могут быть окрашены у живых организмов, может объясняться тем, что в них находится мало тканей и они первые распадаются при смерти. В итоге окрашивания
не происходит, тогда как у живых они чаще травмируются и в
итоге окрашиваются.
Предыдущие исследователи (Seepersad, Crippen, 1978; Дубовская, 2008; Bickel et al., 2008) также отмечали окрашивание у
живых особей кишечника, мест прикрепления сперматофоров у
копепод, самих сперматофоров, а также иногда окрашивание
яиц и созревающей в выводковой сумке молоди.
Вопрос об окрашивании яиц и молоди хотелось бы рассмотреть отдельно. При обработке окрашенных проб зоопланктона у особей, несущих яйца, встречаются различные варианты
окрашивания. В норме неокрашенные живые особи несут неокрашенные живые яйца и эмбрионы в выводковой сумке
(у Cladocera), но в отдельных случаях неокрашенные живые
особи несут окрашенные в ярко синий цвет яйца и эмбрионы,
причем, как все яйца или эмбрионы у одной особи могут быть
окрашены, так и часть из них. Такие окрашенные яйца и эмбрионы, по нашему мнению, следует считать погибшими и также
учитывать отдельно (фотовкладка, фото 1.31). Окрашенные погибшие особи могут нести как неокрашенные живые яйца, так и
окрашенные погибшие яйца, и эмбрионы, что также важно отмечать при обработке проб.
Таким образом, рассмотрение не только гибели самих организмов, но и их яиц/эмбрионов может нести новую информацию о биологии изучаемых видов, об их состоянии в водоеме.
164

Если, например, наблюдается большое количество погибших
особей, но при этом яйца не окрашены, то это говорит о том, что
популяция может легко восстановиться при наступлении более
благоприятных условий. Напротив, гибель как организмов, так и
их яиц может свидетельствовать о низком потенциале восстановления. Если наблюдается, что в популяции большая доля
особей с яйцами/эмбрионами, но среди них велика доля погибших, это также свидетельствует о том, что популяции этого вида
находится в неблагоприятных условиях. Особенно важно оценивать потенциал восстановления или размножения, а также
состояние популяции для видов-вселенцев, редких и охраняемых видов зоопланктона.
Окрашивание травмированных особей. Согласно многолетнему опыту работы с анилиновым голубым красителем, если
при отборе и последующем окрашивании проб зоопланктона все
выполнено с соблюдением методики, зоопланктон травмируется
крайне редко. Об этом свидетельствует тот факт, что частично
окрашенные особи зоопланктеров, которые, согласно литературе (Дубовская, 2008), считаются живыми, но травмированными,
при регулярных мониторинговых наблюдениях на протяжении
более 15 лет в водных экосистемах озерного типа практически
не встречаются в пробах зоопланктона, окрашенных анилиновым голубым красителем. Даже если какие-то травмы случаются при отборе проб, то при соблюдении всех условий, а именно
окрашивании пробы сразу же после отбора, травмированные
участки еще не успевают значительно окрасится, т.к. гибель
клеток при травмах не происходит настолько быстро. То есть, то
незначительное число травмированных особей, которое все же
присутствует в пробах, скорее, получили травмы природного
или техногенного происхождения (например, от водного транспорта), а не при отборе. Особенно редко встречаются такие
травмированные особи среди веслоногих ракообразных, т.к. их
тела более плотные и соответственно устойчивые к травмам.
Но часто травмирование зоопланктона происходит в природе при скате в реках с быстрым течением, при прохождении
через турбины плотины ГЭС и падении воды с большой высоты.
Следовательно, если наблюдается большое число таких особей с
травмами, их также можно учитывать отдельно как травмиро165

ванные. В пробах зоопланктона, в которых наблюдается большое число травмированных особей (пробах, отобранных в районе влияния ГЭС, в реках на перекатах с высокой скоростью
течения и др.), как правило, помимо умерших, травмированных
и живых особей также отмечаются куски тел, ноги, антенны и
антеннулы, которые также могут быть полностью или частично
окрашены (фотовкладка, фото 1.32). Насколько давно произошла гибель организма, можно судить как по интенсивности, так
и по полноте их окраски.
Здесь же хотелось бы рассмотреть вопрос о глазе Cladocera. Такие признаки, как его расплывание или отсутствие, многие рассматривают как признак гибели особи. Согласно нашим
данным, глаз иногда остается в ненарушенном состоянии у
окрашенных и явно мертвых Cladocera, в других случаях он расплывается или отсутствует у мертвых (фотовкладка, фото 1.33).
Мы считаем, только отсутствие глаза может явно указывать на
то, что особь точно была мертва. Если глаз расплывается, то
особь может оказаться как умершей, так и травмированной во
время отбора пробы. Аналогичный вывод о травмах глаза, связанных с отбором проб, был сделан и О.П. Дубовской (2008).
Поэтому этот признак для идентификации погибших, но не
окрашенных Cladocera, является неточным.
Еще одним признаком, который может свидетельствовать о
гибели Cladocera – это широко раскрытые створки раковины. Однако такое раскрывание створок возможно и у живых особей,
например, при жесткой фиксации. Створки могут быть не раскрытыми у погибших и окрашенных особей, но и раскрывание створок
у мертвых ярко окрашенных особей мы также отмечали (фотовкладка, фото 1.34). То есть, и этот признак не всегда может быть
точен при его рассмотрении для неокрашенного зоопланктона.
Мертвые особи, которые не окрашены или очень слабо
окрашены. После отмирания идет постепенное разложение мертвых особей. По литературным данным ветвистоусые ракообразные разлагаются быстрее – в течении 3–5 дней, чем веслоногие
ракообразные – 7–10 и более дней (Дубовская, 2008). Коловратки
также быстро разлагаются, но необходимо понимать, что этот
процесс сильно зависит от температуры и обилия микроорганизмов. В некоторый момент после отмирания, как правило, через 3
166

и более суток (Дубовская, 2008), погибшие особи начинают хуже
окрашиваться или же почти не окрашиваются, у них часто отсутствуют некоторые части тела и органы, внутренности заполнены
рыхлой массой или имеются пустоты внутри, часто внутри хорошо различимы простейшие (фотовкладка, фото 1.35), но идентификация их как мертвых не представляет трудности.
Так как окраска анилиновым голубым становится все более тусклой, чем больше времени прошло с момента гибели организма, в теории по ее интенсивности также возможно установить, как давно погиб организм. Это особенно важно, если изучается некое четкое и приводящее к гибели живых организмов
явление, например, воздействие турбин ГЭС, сброс токсичных
стоков и др. Если на участке, где нет воздействия отсутствует
большое число недавно погибших ярко окрашенных особей зоопланктеров, а на участке воздействия они присутствуют, это является еще одним подтверждением негативного влияния.
И наоборот, наличие большого количества плохо окрашенных
давно погибших организмов иногда, возможно, связано с какими-то еще причинами, например, их подъемом из нижележащих
горизонтов и со дна при интенсивном ветровом перемешивании.
Ошибочная идентификация. Иногда некоторые исследователи могут ошибочно идентифицировать в качестве погибших
организмов окрашенные красителем створки или панцири ракообразных, которые они сбрасывают при линьке, а также панцири Chironomidae, которые остаются после вылета и частично
окрашиваются красителем (фотовкладка, фото 1.36). Принимать
их за мертвые особи нельзя, т.к. это может приводить к значительному завышению доли мертвых организмов и неверному
расчету негативного воздействия, например, при оценке ущерба
от ГЭС на малых реках, где панцири Chironomidae могут присутствовать в значительных количествах. Для Chironomidae,
вследствие их крупных размеров и большой биомассы, ошибки
могут быть очень велики. Но даже если в планктоне действительно отмечаются мертвые Chironomidae, а не их оболочки,
учет их в качестве составной части зоопланктона в принципе
ошибочен.

167

Обработка окрашенных проб
Обработка окрашенных проб стандартна (Методика …,
1975) и отличается только тем, что для каждой особи учитывается, была она в момент отбора живой, либо мертвой. Обработка
проб проводится в камере Богорова с использованием бинокуляра, часть пробы просматривается в 3-х повторностях, затем
вся проба просматривается целиком. Все особи определяются до
вида, при невозможности – до более крупного таксона, измеряется их размер, стадия развития, индивидуальная плодовитость.
Для массовых форм рекомендуется анализ не менее 100 особей,
для остальных – всех встреченных в пробе. Как правило, в
большинстве случаев подсчет мертвых особей происходит во
всей пробе, т.к. их количество относительно невелико. Однако в
отдельных случаях при наличии большого числа погибших зоопланктеров или для очень массовых видов, например, коловраток, подсчет ведется в 3-х повторностях по части пробы. Иногда
случайным образом доля мертвых особей в части пробы может
оказаться выше или ниже, чем в целом по пробе, поэтому рекомендуется при просмотре всей пробы учитывать результаты
предшествующей обработки частей пробы. Соответственно, в
случае необходимости корректировать полученные величины,
например, проводить дополнительный подсчет мертвых особей
во всей пробе для более корректного результата. В редких случаях, наоборот, в пробе может присутствовать так много мертвых особей, что они учитываются по части пробы в 3-х повторностях, а живые особи – во всей пробе. Перед началом обработки части пробы и затем всей пробы целиком рекомендуется беглый просмотр всей камеры Богорова без определения видов и
каких-то подсчетов. Это позволит определиться с вариантом
обработки и подсчета мертвых организмов.
Как правило, окрашивание не мешает в определении видов, скорее наоборот, т.к. окрашенные части, даже самые мелкие, лучше видны в световой микроскоп. Но иногда необходимость убрать окраску все же возникает. Например, при определении коловраток, чтобы лучше рассмотреть челюсти. В этом
случае убрать окраску очень просто – путем добавления не-

168

скольких капель хлорсодержащего отбеливателя, например,
“Белизна” (фотовкладка, фото 1.37).

Внесение данных в базу данных и расчеты после
обработки проб
Все расчеты после обработки проб также производятся
стандартно (Методика …, 1975; см. в разделе 1.5 настоящей
книги). Все полученные данные по живым и мертвым особям
заносятся в базу данных по видам, с указанием размеров и стадий развития, числа яиц, численности и биомассы. Затем для
каждой стадии/размерной группы проводится расчет доли мертвых особей от общей численности и биомассы. Далее эти данные могут быть подсчитаны также для отдельных таксономических групп. В случае необходимости, с использованием этих
данных можно также рассчитать, как численность и биомассу
мертвого, так и численность, и биомассу живого зоопланктона
на каждой станции. Полученные данные важно учитывать при
дальнейших расчетах, например, продукции, рациона и P/Bкоэффициента, экологических индексов, для чего использовать
показатели только живого зоопланктона. Выявление статистических связей с факторами среды важно проводить как для живого, так и мертвого зоопланктона.

Перспективные области применения анилинового
голубого красителя
Кроме уже вошедшего в практику гидробиологических
исследований использования анилинового голубого красителя
для установления доли мертвых особей в зоопланктоне, которая
также является показателем смертности зоопланктона (Дубовская, 2009), существует ряд перспективных областей его применения, которые мы обозначим ниже.
1. Установление доли мертвых особей не только для зоопланктона, но и для других групп гидробионтов (бентоса, ихтиопланктона, а также крупного фитопланктона). Особенно
важным может оказаться выявление мертвых клеток фитопланктона в моменты массового развития (“цветения”) цианобактерий, т.к. за периодом роста и успешного функционирования
169

наступает процесс отмирания и гибели фитопланктона и, порой,
важно установить в каком состоянии он находится в момент исследований. Как было показано выше, анилиновый голубой краситель успешно окрашивает мертвые клетки фитопланктона,
при этом живые остаются неокрашенными. В целом, для фитопланктона методику применить трудно, т.к. невозможно отмыть
от красителя мелкие клетки водорослей, но для крупных колоний это можно делать вполне успешно.
2. Учет травмированных и недавно умерших особей, в том
числе тех, которые, например, под воздействием ската с плотины ГЭС, распались на части.
3. Учет того, были ли яйца и молодь в момент отбора пробы жизнеспособными или погибли. Такие знания о состоянии
популяций коловраток и ракообразных очень важны при изучении редких и исчезающих видов и видов-вселенцев.
4. Изучение опухолеподобных аномалий у веслоногих ракообразных (в англоязычной литературе – tumor-like anomalies
(TLA)). Опухолеподобные аномалии Copepoda широко распространены в ряде водных экосистем, в особенности солоноватоводных, но и в пресноводных также отмечаются. До сих пор до
конца не выясненной остается природа их возникновения. Существует несколько предположений о причинах: они могут быть
вызваны либо эндо- и эктопаразитами, либо выпячиваниями
участков тела рачков в ответ на внешнее воздействие, в том
числе в ответ на травмы, полученные под воздействием внешних факторов и хищников (Щука, 2002; Коновалова, 2007; Галаговец, Прусова, 2016; Jagadeesan, Jyothibabu, 2016). Эти опухолеподобные аномалии по-разному окрашиваются анилиновым
голубым красителем: от яркой окраски до ее отсутствия (фотовкладка, фото 1.38). Возможно, что разные по природе опухолеподобные аномалии окрашиваются по-разному и учет их окраски может помочь в изучении.

170

ГЛАВА 2.
ИССЛЕДОВАНИЯ БЕНТОСА
И ПЕРИФИТОНА
КОНТУРНЫЕ СООБЩЕСТВА ВОДНЫХ ОБЪЕКТОВ
Бентос (от греч. βενθος – глубина) – комплекс организмов,
обитающих на и в донных субстратах водных объектов. Обитатели поверхности грунта – эпибентос, организмы, проникающие
вглубь грунта – эндобентос. Бентосные организмы также подразделяются по степени подвижности: бродячие (вагильные) (раки,
личинки насекомых), седентарные – лежащие на грунте без значительных перемещений (двустворчатые моллюски), прикрепленные (сессильные) (губки, мшанки).
По размерному признаку бентосные организмы делятся на
три группы – микро-, мейо- и макробентос. 1) Микрозообентос –
организмы, длина тела которых не превышает 0.1 мм (инфузории
и др. простейшие, мелкие нематоды, клещи, низшие ракообразные и пр.). Необходимо учесть, что выделены группы эумикрозообентоса, к которому относятся организмы размером тела во
взрослом состоянии не более 0.1 мм, и псевдомикрозообентоса, к
которой относят организмы, размеры тела которых не более
0.1 мм на разных стадиях жизненного цикла. 2) Мезо(мейо-)зообентос – организмы, длина тела которых от 0.1 до 2.0 мм (представители класса гидроидных, нематоды, олигохеты, плоские
черви, мелкие брюхоногие и жаберные моллюски, мелкоразмерные ракообразные и др.). 3) Макрозообентос – организмы, длина
тела которых более 2.0 мм (личинки насекомых, моллюски, кольчатые черви, ракообразные, плоские черви и др.).
Кроме этого, выделяются формы по отношению к субстрату. 1) Литофильные формы – организмы, которые предпочитают твердые, каменистые субстраты (водоросли, губки, мшанки,


И. А. Мухин
Российский государственный гидрометеорологический университет,
Санкт-Петербург, 195196, Малоохтинский пр., 98;
e-mail: ivmukhin@mail.ru
171

ресничные черви, олигохеты, пиявки, личинки ручейников, поденок, веснянок, хирономид и др. насекомых, и др.). 2) Псаммофильные формы – организмы песчаных грунтов (бактерии, водоросли, простейшие, нематоды, олигохеты, коловратки, личинками хирономид, высшие раки, моллюски и др.). 3) Пелофилы –
организмы, обитающие на илистых грунтах (бактерии, водоросли, простейшие, олигохеты, личинки хирономид, двустворчатые и брюхоногие моллюски. 4) Фитофилы – организмы, обитающие в грунтах среди зарослей макрофитов.
Перифитон – от греч. περιφύω – расти вокруг, обрастать.
В основе выделения этой группы способность организмов селиться на поверхности твердых тел, или, если посмотреть более
широко, – на разделе фаз. Твердые субстраты перифитали существенно больше по размерам населяющих их организмов и могут
иметь различное происхождение и местоположение в водоеме.
В отличии от них организмы бентоса обитают на рыхлых, мягких
грунтах.
Частные особенности субстратов, их происхождения определяют и частные особенности биотических группировок. В зависимости от характера населяемого субстрата организмы иногда
выделяют в более узкие группы: эпилитон – на камне, эпиксилон
– на древесине, эпифитон – на растениях, эпизоон – на покровах
животных, эпихолон – на других субстратах. Основной характеристикой биотопа перифитонных организмов в отношении его
механических свойств является твердый субстрат (Дуплаков,
1933; Зевина, 1972; Протасов, 1994, 2005а; Раилкин, 1998; Шарапова, 2007 и др.).
В некоторых источниках можно встретить использование
термина “обрастание” или “биообрастание”. Последний представляется не совсем удачным, так как подразумевает наличие некоего
“биообрастателя”, что является тавтологией. Рекомендуется применять термин обрастание (как процесс и как название сообщества
организмов – обрастателей) в тех случаях, когда речь идет о процессе, имеющем определенную току отчета, связанную с попаданием субстрата в водную среду – строительством корабля или гидротехнического сооружения, или падением ствола дерева в воду.
Наиболее важной характеристикой биотопов антропогенной перифитали являются специфические свойства субстрата, поскольку
172

металл, бетон, стекло и другие искусственные материалы обладают многими, только им присущими, качествами. Также важны
непредсказуемость их попадания в воду и срок пребывания в водной среде, т.е. время существования биотопа, специфическая локализация в водоеме (Бенинг, 1924; Резниченко и др., 1976; Резниченко, 1978; Звягинцев, 2005; и др.). Поэтому правомерно выделение “обрастания” как специфической группировки на неспецифическом для водной среды субстрате в пределах перифитона.
Перифитон, благодаря своей приуроченности к субстрату,
играет первостепенную роль при оценке качества воды и позволяет судить о ее среднем загрязнении за определенный промежуток времени, предшествующий исследованию. Другими словами,
анализ перифитона может указать на ранее имевшее место ухудшение качества воды, не отмеченное, быть может, по единовременным химическим или биологическим пробам. Перифитон незаменим при исследованиях, связанных с оценкой экологического состояния водных систем, на что неоднократно указывали
ученые-гидробиологи, называя перифитон исключительно подходящим объектом для исследований в области экологии.

Состав перифитона
Виды, перифитонная стадия развития которых не способна
существовать иначе как будучи прикрепленной к субстрату, будут составлять истинный (или облигатный) перифитон. Для таких организмов обрастание представляет собой жизненную
форму, способ существования, крайнюю степень адаптации. Но
ограничивать изучение сообществ обрастателей только такими
видами в корне неверно с экологической точки зрения, т.к. в формировании потоков вещества и энергии организмы участвуют
вне зависимости от степени их адаптации к конкретному местообитанию. При сборе биологического материала следует стараться максимально учесть разнообразие жизненных форм, населяющих биопленку (или целый пласт обрастания), ограничиваясь
лишь целями и задачами конкретного исследования.
В состав обрастаний (перифитона) входят представители
трех основных функциональных групп: автотрофные организмыпродуценты (водоросли); гетеротрофные организмы – консу-

173

менты (простейшие, коловратки, черви и др.) и организмы-редуценты (зооглейные, нитчатые, палочковидные, кокковидные и
другие бактерии и грибы). Основу пленок обрастаний составляют
в основном формы микроскопические, для которых характерны
высокий уровень метаболизма, короткие жизненные циклы и способность быстро реагировать на изменение внешней среды.
Типизация и классификация сообществ перифитона может
проводиться по различным критериям. Один из распространенных подходов – дифференциация по доминирующим видам,
функциональным группам. Этот подход предполагает, что доминирование какого-то вида определяет характер трофических связей, пространственную структуру, и, в некотором смысле, состав
всего сообщества. Другой подход базируется на габитуальных
экоморфных или ценоэкоморфных подходах. Очевидно, что необходим синтез и комплексный подход. Одними из первых пытались классифицировать биоценозы перифитона Г.С. Карзинкин
(1927) и С.Н. Дуплаков (1933). Последний выделил для перифитона оз. Глубокого три типа сообществ: перифитон чисто животного характера, животно-растительного (преобладают животные)
и растительно-животного (преобладают растения).

Ярусность в перифитоне
Для сообществ перифитона закономерная связь топологии
пространства и структуры сообществ особенно выражена, поскольку они располагаются вдоль поверхностей погруженных
предметов. Ограниченность площади поверхности, доступной
для прикрепления с одной стороны и облигатность прикрепления
с другой, приводят к возникновению между перифитонными организмами топической конкуренции за местообитание. Как следствие, в перифитонных сообществах обостряются биотические
отношения, обуславливающие формирование сложной консорционной структуры (Протасов, 2006). Формируется иерархическая структура обрастания, каждый из уровней которой наследует особенности пространственной организации предыдущего.
Объемная структура формируется за счет ярусности и стратификации в направлении, перпендикулярном поверхности суб-

174

страта. Первое связано с разными размерами организмов, прикрепленных к основному субстрату. Ярусность присуща самым
различным сообществам перифитона.
“Фитоперифитон представляет собой структурированное
сообщество, в котором в каждый ярус входят водоросли определенной морфологии. Базальный слой составляют бесстебельковые (Ceratoneis spp., Cocconeis spp., Achnanthes spp.); средний –
длинностебельковые (Gomphonema spp.), а также живущие в слизистых трубочках (Cymbella spp.), верхний – цепочковидные колонии (Diаtoma spp., Fragilaria spp., Melosira spp.)” (Комулайнен,
2004, с. 124–125).
Присуща ярусность поселениям инфузорий на экспериментальных пластинах: Vorticella sр. занимают нижний ярус, а ветвистые колонии Zoothamnion sp. – следующий. Лишенные же стебелька инфузории и некоторые коловратки перифитона, прикрепляющиеся “подошвой”, лишены возможности выстраивать ярусную структуру (рис. 2.1).

Рис. 2.1. Схема формирования ярусной структуры в перифитонных
цилиосообществах.

Таким образом, формируется ярусная структура перифитонного сообщества, которая снимает конкуренцию за субстрат с
другими формами прикрепленных инфузорий.

175

Исследования подтвердили, что важным фактором освоения сложноорганизованного субстрата является размер особи,
принимая во внимание разнообразие инфузорий по этому признаку. Разные размеры особей не только определяют ярусность
перифитонного сообщества, но и обуславливают возможность
освоения поверхности субстрата, характеризующегося сложной
трехмерной архитектоникой (рис. 2.2).

Рис. 2.2. Схема освоения различными морфоэкологическими формами
сложного субстрата. 1, 2 – прикрепление инфузории в условиях
сближенных поверхностей; 3 – прикрепление на поверхности клетки
диатомовой водоросли; 4 – прикрепление к стебельку крупной
инфузории.

Рассмотрим, например, старую деревянную сваю, находящуюся в воде. Она представляет собой обширную, сложно организованную (в микроскопическом масштабе) цилиндрическую
поверхность. На этой поверхности поселяются бактерии, иногда
– диатомовые водоросли и другие мелкие эукариоты,
формирующие практически сплошной слой – биопленку
(фото 2.1). По поверхности сваи стелются нитчатые водоросли и
цианобактерии, формирующие в свою очередь плотный (в своем
размерном ряду) покров. Пространства между отдельными талломами или колониями достаточны для поселения мелких обрастателей, но для инфузорий и коловраток представляет собой “ковер”, к поверхности которого они прикрепляются.
176

Пространственная организация гидробионтов разных размерных классов (бактерии, одноклеточные водоросли, простейшие, макроорганизмы) не совпадает в одном и том же физическом масштабе, но она идентична в масштабе, определяемом их
собственными размерами. Для описания такого типа организации
сообществ предложено понятие фрактального типа пространственной структуры. Подразумевается наличие нескольких уровней вложенных пятен различных размеров и сходной “четкости”.

Фото 2.1. Таллом водоросли, покрытый клетками бактерий, диатомовых и грибов, SEM, ×100.

Для различения известных типов структуры, включая
фрактальный, предложен новый статистический критерий, связанный с влиянием масштаба рассмотрения на степень неоднородности структуры (Азовский, Чертопруд, 1998). В практике это
означает, что перед изучением перифитона необходимо четко
установить масштаб (масштабы) изучаемых сообществ и выделить субстрат для каждого из них, если их несколько.

177

Субстраты в природном водном объекте
Ключевым для понимания перифитона является понятие
субстрат – то, что именно обрастают живые организмы. Вокруг
этой связи строятся и методы сбора перифитонных организмов,
поэтому невозможно игнорировать особенности субстрата при
проведении исследований. Определение субстрата и характера
связи с ним исследуемого организма (или сообщества) первейшая
задача исследователя, от правильного решения которой будет зависеть не только успешность сбора материала, но и адекватность
его интерпретации.
Для изучения видового состава водного объекта или его части в первую очередь следует определить разнообразие субстратов, представленных в нем (рис. 2.3). Субстраты могут быть как
живыми (среди которых как растения и малоподвижные донные
животные, так и активно двигающиеся организмы) и мертвыми
(также неподвижными или плавающими на поверхности или в
толще воды). Наиболее пригодными для сбора перифитона являются нейтральные субстраты (камни, бетонные сооружения) они
дают хорошо сравнимые результаты.

Рис. 2.3. Типы субстратов в водном объекте: погруженные и полупогруженные в воду предметы естественного и антропогенного происхождения, погруженные, полупогруженные и плавающие растения, плавающие на поверхности предметы (в том числе суда и другие сооружения),
нектон, планктон и взвешенные частицы, вплоть до микроскопических
пластиковых гранул.

В зависимости от целей исследования выбор субстратов
можно ограничить, например, выбрать наиболее распространенные. При описании биотопа следует указать представленные
типы субстратов и оценить частоту их встречаемости. Если не
178

стоит специальной цели, лучше отказаться от идеи отбирать
пробы с поверхности деревянных предметов и вегетирующих
растений, т.к. и те, и другие подвержены изменению площади поверхности и выделяют в воду различные вещества.
Следует иметь в виду, что характер расположения субстрата относительно дна и поверхности воды может иметь большое значение для формирования перифитона. Имеет значение
наклон поверхности, условия освещения и обтекания водой. Если
в водоеме представлены субстраты, расположенные по-разному
(например, лежащие на дне и стоящие вертикально бревна),
имеет смысл собрать пробы с каждого из них, а также отдельно с
освещенной и затененной стороны. При маркировке пробы следует указывать с какой стороны (обращенной к поверхности или
ко дну) отобрана проба, это имеет решающее значение – сообщества с верхней и нижней стороны каменистого обломка могут
различаться в большей степени, чем сообщества с верхних сторон, собранных в разных водных объектах. Так, показана неодинаковость сообществ различно ориентированных, но качественно
одинаковых поверхностей, видовое сходство вертикальных и горизонтальных поверхностей мало и составляет около 0.5 по Сьерсену (Шарапова, 2005). Кроме того, выявлено, что показатели
сходства сообществ верхней и нижней горизонтальных поверхностей выше, по сравнению с боковыми – вертикальными. Связь
пространственной структуры зооперифитона и особенностей
формирующихся трофических связей показана в работе С.Ф. Комулайнена (2006).
Характер развития сообществ перифитона сильно зависит
от ориентации поверхности субстрата (Морское обрастание ...,
1957; Шевцова, 1991). В опытах на прозрачных и непрозрачных
стеклянных субстратах было показано, что, независимо от освещенности, нижние стороны субстратов более интенсивно заселялись личинками дрейссены, гидрами (Протасов, 1994). В пространственно сложных биотопах с развитой поверхностью, таких
как заросли высших растений, каменистая литораль, некоторые
технические сооружения, пространственная структура сообществ перифитона также усложняется, а обилие организмов в целом возрастает. Шероховатость поверхности субстрата и даже

179

его цвет могут оказывать влияние на прикрепление тех или иных
видов (Шарапова, 2007).

Сложность и пространственная структура субстрата
Зависимость прикрепленных форм от субстрата, являющегося основным элементом биотопа для перифитона, обусловливает необходимость изучения его особенностей. Для количественной характеристики структуры поверхности и ее сложности
предлагается использовать термин архитектоника. В понятие
сложности архитектоники субстрата включена характеристика
элементов, составляющих поверхность, их соотношение и взаиморасположение, образующее топологию, а также расположение
в пространстве и взаимодействие близлежащих поверхностей.
Для количественной оценки сложности архитектоники субстрата
применяли модифицированную для окрестности точки меру SVR
(Surface – to – Volume Ratio), рассчитываемую как соотношение
площади и объема тела (Гаврилов и др., 2012). Величину SVR рассчитывали, как отношение объема сечения субстрата кубом с ребром стандартной длины (в наших измерениях – 1 мм) и площади
этого сечения:
SVR = S/V,
где S – площадь сечения, мм2; V – объем сечения, мм3.

Для примера приведем показатели SVR, расчитанные для
исследований, в которых окрестность ограничивалась сечением
субстрата кубом со стороной 1 мм и центром, расположенном на
его поверхности (табл. 2.1). SVR определялась для каждого из
структурных элементов исследуемого биотопа (камней разного
размера, скальных поверхностей, поверхностей растений, а также
для искусственных субстратов).
Серия исследований микроперифитона, формирующихся
на субстратах различной архитектоники выполнены с участием
автора в 2015–16 гг. (Дудакова и др., 2016). Результаты исследования показали, что на микрозооэпилитон в наибольшей мере
влияют мелкомасштабные изменения сложности субстрата. Отмечена тенденция к снижению численности простейших и коловраток по мере увеличения сложности пространства, оцененному
по SVR (1.6 А). Характер сообществ изменяется с переходом че-

180

рез значение SVR = 0.2, которое соответствует плоской поверхности. Для полигонов с более простой поверхностью отмечается
значительный разброс результатов и слабо выраженная тенденция к уменьшению, тогда как на сложных полигонах разброс значений меньше, а тенденция выражена лучше.
Таблица 2.1. Усредненные показатели сложности поверхности
разнотипных субстратов (Мухин, 2020)
Тип
архитектоники
Двухмерная

Усложненная
двухмерная

Трехмерная

Естественные субстраты
Субстрат
среднее
значение
SVR
Листья
0.0023
макрофитов
Стебли
0.0022
макрофитов
Листецы ряски
0.0026
Пазухи листьев
0.0029
Листья
макрофитов

0.0640

Нитчатые
водоросли
Войлокообразное
покрытие из нитчатых водорослей

0.0526
0.0452

Искуственные субстраты
Субстрат
среднее
значение
SVR
Стекла
0.0020
обрастания

Стекло,
перевязанное
нитью
Нить
крученая
льняная
Вата
хлопчатобумажная

0.0028
0.0034

0.340

Структура сообщества микрозооперифитона также изменяется с ростом пространственной сложности биотопа (рис. 2.4).
Отмеченное выше снижение доли вортицелл в численности сопровождается ростом доли других простейших, ведущих не прикрепленный или частично прикрепленный образ жизни. Доля коловраток в сообществе, как и их численность изменяется в соответствии с более сложным графиком с максимумом при значениях SVR = 0.093–0.194.
Зависят перифитонные сообщества и от расположения относительно края самого субстрата. В этом отношении показательно исследование К.А. Корлякова (2017), выполненное на ца-

181

рапанных стеклах обрастания. Отмечено, что численность и биомасса всех гидробионтов, начиная от бактерий и заканчивая колониями мшанок и зарослями нитчатых водорослей, характеризовались более высокими показателями на неровной поверхности
стекла по сравнению с контролем.

Рис. 2.4. Численность (а) и доля в плотности (б) отдельных групп
микроперифитона на субстратах с различной архитектоникой
(Дудакова и др., 2016).

Размеры живых организмов на краях стекла были больше,
чем на открытой поверхности стекла в отдалении краев. В частности, площадь талломов водоросли Compsopogon coeruleus перед краями стекла была в два раза больше, чем на открытой поверхности в отдалении краев стекла, а высота талломов превышала высоту таких же талломов на 1–2 мм (30–40%). Повышалась и плотность поселения этой водоросли на поверхности
стекла в краевой зоне. Аналогичная закономерность показана для
гидр и мшанок.

Описание субстрата и определение площадей
Для получения количественных данных с природных субстратов необходимо понимать распределение субстратов в водном
объекте и их площадь. Последнее удобно делать, используя характеристику площадь на площади. Дело в том, что на определенной
площади дна (например, на 1 м2) может располагаться большее по
площади количество субстратов. Например, заросли тростника с
плотностью 500 растений/м2 на глубине 50 см могут дать около
1.5 м2 поверхности. Для такой оценки следует подсчитать количество субстратов (предметов) в стандартной площади, например, на
квадратном метре в 3–5 квадратах, после чего провести промеры

182

некоторого количества (около 30) субстратов (например, диаметр
тростинки или длину/высоту/ширину каменистого обломка и т.п.).
Полученные данные позволяют установить, какой субстрат представляет большую или меньшую площадь для обрастаний и сделать вывод о целесообразности включения их в пробоотбор. Также
эти данные пригодятся для аппроксимации полученных количественных данных, если это необходимо.
Для оценки пространственной сложности биотопа можно
использовать меру CSC – коэффициент пространственной сложности (Coefficient of Spatial Complexity) (Дудакова и др., 2018;
Мухин, 2020):
= 1/ 2,
где S1 – площадь поверхности погруженных в воду объектов м2, рассчитанная с учетом ее пространственной неоднородности; S2 – проективная
площадь участка.

Безразмерный коэффициент CSC позволяет оценить “отклонение поверхности от ровной плоскости”, неровность биотопа.
Для определения пространственной сложности биотопов
высшей водной растительности, легко вывести формулы расчета
площадей поверхности биотопов. например, площадь погруженной в воду части растения кубышки (фотовкладка, риc. 2.5) складывается из площади обращенной ко дну поверхности листовой
пластинки, а также площади черенка:
= лист + ℎ × ∑
,
где Sлист – площадь листовой пластинки; аi – ширина каждой из n граней
черенка; h – длина черенка.

Для математической модели, описывающей площадь погруженной поверхности, следует выполнить измерения параметров нескольких (10–30) растений, и полученные средние данные
использовать для моделирования (табл. 2.2). С этой целью также
подсчитали плотность растений в густых зарослях. Для этого при
помощи рамки фиксированного размера площадью 0.25 м2 подсчитывали количество листьев в ней.
Для злаков площадь погруженной в воду части растения
определяли, как площадь стебля, который уподобляли цилиндру:
= ℎ
где h – длина погруженной в воду части стебля; d – диаметр стебля.

183

Таблица 2.2. Средние параметры растений кубышки, произрастающих
в рипали р. Вологда в 2022 г.
Параметр
Площадь листовой пластинки
Ширина одной грани черенка
Длина черенка
Плотность растений в зарослях

Единица
измерения
см2
см
см
экз./м2

Среднее
значение
220.06±52.30
4.46±0.90
41.56±22.46
66.68±23.34

Для исследования удобно составить карту (с использованием видеосъемки с летательного аппарата, если это возможно),
на которой указаны границы распространения субстратов (микробиотопы).
Для анализа мозаичности, можно применять индекс мозаичности, основанный на определении выраженности контурности сообществ (Мастаков, 2023). Для расчета индекса определяли
по аэрофотоснимкам, полученным с беспилотного летательного
аппарата (фотовкладка, рис. 2.6), контуры прибрежных
растительных сообществ вдоль каждого из берегов.
Через полученные фигуры параллельно берегу проводили
линию и считали число пересечений с границами контуров, полученное число относили к одному метру длинны линии (полученная величина имеет размерность м-1):
= /,
где N – количество контуров; l – длина параллельной берегу линии.

184

2.1. АЛЬГОЦЕНОЗЫ БЕНТОСА
И ПЕРИФИТОНА
Структура дна водоемов и водотоков изначально определяется геологической и геоморфологической природой региона.
Их современное состояние формируется за счет оседания, влечения и отложения органических и минеральных веществ. Донные
отложения влияют на химический состав воды водоемов и водотоков, способствуют самоочищению водной среды, могут быть и
источником вторичного загрязнения. Но, возможно, самое основное – это то, что они создают среду, свойства которой влияют на
способность водных организмов (в том числе водорослей) к заселению и выживанию.
Сообщества водорослей бентоса включают совокупность
всех группировок, обитающих на дне различных водных объектов (реки, озера, моря и др.). Эти водоросли могут быть прикрепленными на разнообразных живых и мертвых предметах или неприкрепленными, на поверхности мягких грунтов или внутри
них. Они активно функционируют в мелководной зоне, где небольшие глубины позволяют проникать достаточной для фотосинтеза солнечной энергии.
Получение корректных данных о современном состоянии
водных экосистем требует выбора организмов и их группировок,
четко реагирующих на происходящие изменения. Второе требование, предъявляемое к объектам исследования, это возможность
отобрать в любое время и в любой точке (и дешево) достаточное
количество сопоставимых проб.
Сообщества водорослей дна отвечают обоим требованиям.
Кроме этого они:
 являются основным первичными продуцентами в водных экосистемах;
 важный компонент рациона многих беспозвоночных, особенно личинок хирономид и брюхоногих моллюсков;


С. Ф. Комулайнен
Институт биологии Карельского научного центра Российской академии
наук, 185910, Республика Карелия, г. Петрозаводск, ул. Пушкинская,
д. 11; е-mail: komsf@mail.ru
185

 стабилизируют субстраты и служат средой обитания для многих гидробионтов;
 таксономически очень разнообразны, что объясняется и присутствием в их составе не только бентосных и прикрепленных,
но и планктонных видов;
 пространственно компактны, на нескольких квадратных сантиметрах субстрата могут встретиться более 100 различных
видов водорослей;
 большое видовое богатство обеспечивает присутствие многочисленных индикаторов и это делает их ключевым объектом
при проведении мониторинга;
 удерживаются на субстрате и не могут, мигрируя избежать загрязнения. Они либо выживают, либо гибнут, отражая точечные нарушения;
 могут использоваться и для мониторинга диффузных источников загрязнения.
Долгие годы многие статьи, посвященные водорослям субстратов (фитобентосу, фитоперифитону), начинались фразой о
том, что исследования таких альгоценозов редки, а методика
слабо разработана. Это не удивительно, т.к. основное внимание
всегда уделялось большим озерам и крупным рекам, в которых
литоральная зона (мелководье), где активно функционируют фитоперифитон и фитобентос, занимают часто всего около 1% от
суммарной акватории. Некоторые исследователи утверждают,
что анализ донных альгоценозов излишен, поскольку он не дает
дополнительной информации сверх той, которая получена при
исследовании макрофитов и фитопланктона.
Вторая причина – это разнообразие микросред обитания в
донных биотопах, что определят различия таксономической структуры альгоценозов и требует участия в работе широкого круга систематиков. Создает проблемы и неоднородность морфологии водорослей дна и архитектуры их колоний. Размер клеток встречающихся здесь водорослей изменяется от долей микрометра до десятков сантиметров. Они могут быть подвижными и неподвижными,
прикрепляясь к субстратам различным способом.
Отсюда вопрос: что должно быть объектом исследования –
сообщество водорослей, связанных с дном водоема или водотока

186

в целом, или отдельные экологические, морфологические или
таксономические группировки? Многие исследователи, указывая
на неоднородность альгоценозов дна, считают необходимым выделять группировки в зависимости от заселяемого субстрата.
Другие авторы, наоборот, все сообщества на любых субстратах
считали частным случаем бентоса. Выделение группировок водорослей дна (фитоперифитона, эпифитона и фитобентоса) при разработке методов отбора и анализа проб объясняется в первую
очередь особенностями субстрата и фракционным составом донных отложений, с которыми они ассоциированы.
Рекомендации по отбору и изучению водорослей дна приводится в большом количестве учебников, методических пособий, программных документов (Ruttner, 1963; Девяткин, 1975;
Techniques of Water-Resources Investigations, 1977; Methods and
measurements of periphyton, 1979; Round, 1981; Periphyton of
Freshwater Ecosystems, 1982; Cole, 1983; Wetzel, 1983; Масюк,
Радченко, 1989; Руководство по гидробиологическому мониторингу, 1992; Тальских, 1992; Bahls, 1993; Протасов, 1994; Algal
ecology, 1996; Kelly et al., 1998; Biggs, Kilroy, 2000; Комулайнен,
2003, 2004; Azim et al., 2005; Биологические методы исследования водоемов в Финляндии, 2006; Biological Monitoring of Rivers,
2006; Barbour et al., 1999; Francoeur et al., 2013; Методы оценки
качества вод ..., 2015; Неврова и др., 2015; Bellinger, Sigee, 2015;
Wehr, Sheath, 2015; Сборник классических методов ..., 2017; Parker, 2018; Баринова и др., 2019; Охапкин и др., 2019; Hydrological
and Limnological Aspects of Lake Monitoring, 2019). Высказанные
их авторами идеи, предложения и рекомендации по отбору и анализу проб были использованы нами при написании данной статьи. Кроме этого, большинство из указанных публикаций содержит большие списки цитируемой литературы. Знакомство с
этими статьями окажется полезным при разработке собственной
программы изучения альгоценозов дна.
Первым пунктом в этой программе, по мнению большинства авторов, является выбор времени и места проведения исследований. Часто это более важно, чем выбор конкретного метода
отбора проб и объясняется коротким жизненным циклом водорослей, их быстрым размножением и быстрой реакцией на происходящие изменения. Поэтому изменения видового состава,
187

вспышки обилия видов в альгоценозах могут быть достаточно
кратковременными и ограничиваться небольшими по площади
участками.

ВЫБОР СРОКОВ И МЕСТА
Сроки наблюдения
Отбор проб водорослей проводится главным образом в период вегетации – после таяния льда (весной) до глубокой осени
(до ледостава). Конечно, если целью исследования является выявление сезонной динамики альгоценозов, то рекомендуется отбирать пробы хотя бы три раза в год: в начале лета после весеннего половодья (май–июнь), в конце биологического лета (конец
августа – начало сентября) и зимой. Возможна организация круглогодичных наблюдений, когда пробы отбираются регулярно (1–
2 раза в месяц), в определенное время суток и в ясную штилевую
погоду. Такие исследования необходимы для изучения продуктивности видов, изучения видового разнообразия, жизненных
циклов и др.
Зима традиционно считается экологически незначительным сезоном. Низкие температура воды и освещенность снижают
активность водорослей, поэтому не стоит уделять внимание исследованию водорослей зимой. Фрагментарность зимних наблюдений объясняется также техническими трудностями, отсутствием специального оборудования и транспортных средств, позволяющих безбоязненно работать на льду особенно в период ледостава и разрушения ледяного покрова. Методы, разработанные
для работы летом, плохо применимы для работы зимой. Это делает проведение зимних исследований более утомительным и дорогостоящим в сравнении с летними.
Однако зима неотъемлемый период функционирования водных экосистем. Одним из основных факторов, стимулирующих зимние исследования, стала озабоченность последствиями прогнозируемого потепления климата. Кроме этого показано, что:
 сообщества водных организмов подо льдом не статичны;
 функционирование водных экосистем зимой влияет на структуру гидробиоценозов летом;

188

 зимние наблюдения позволяют дать надежную оценку местного климата;
 и получить достоверную информацию о загрязнении водных
экосистем.
Отбор проб зимой после того, как прорубь (майна) прорублена (просверлена), что бывает достаточно трудоемко, проблем
не представляет. Облегчить работу могут полыньи и отсутствие
льда на порогах в реках. Кроме этого, возле крутых берегов, у
камней, выступающих изо льда, упавших деревьев, бобровых
плотин, лед может быть недостаточно прочным из-за того, что
темная поверхность хорошо поглощает солнечный свет и нагревается. Отбор проб надо начинать, только познакомившись с правилами безопасности при работе на льду. Отбирать пробы следует недалеко от берега, где глубины не превышают 50–80 см.
В водотоках севера ценным является отбор проб до начала
весеннего паводка (март–апрель). Реки, особенно пороги, в это
время уже вскрываются ото льда, уровень воды минимален, освещение достаточное. Очень часто за счет доминирования зеленых
нитчатых (Ulothrix sp., Stigeoclonium sp.) и красных водорослей
(Lemanea sp.) этот период в реках характеризуется максимальными для фитоперифитона биомассами.
Для проведения экологического мониторинга пробы следует отбирать в конце биологического лета (конец августа –
начало сентября) в период стабильного, минимального уровня
воды, когда в большей степени сказывается влияние сточных вод.
Увеличение расхода воды приводит к смыванию водорослей, увеличению мутности и снижению освещенности. Рекомендуется
трехнедельная задержка после высокого, размывающего дно паводка, чтобы обеспечить повторную колонизацию и формирование зрелого сообщества.

Местоположение
Как правило, подчеркивается, что для экологических исследований предпочтительнее отбор случайных проб. Однако некоторая избирательность необходима для исключения ненужной
работы. Перед выбором участка необходимо предварительно
ознакомиться с гидрофизическими особенностями, гидролого-

189

гидрохимическим режимом района исследования, расположением выхода сточных, дренажных или природных пресных вод,
наличием гидротехнических сооружений (пирсов, волноломов) и
других факторов, которые прямо или косвенно могут повлиять на
качественные и количественные показатели сообществ фитобентоса и фитоперифитона. Причем особенно важны предварительные исследования при изучении малых водоемов и водотоков.
Большие реки и озера сами могут определять ландшафт и климат
прилегающих территорий. Краткосрочные или локальные изменения на их водосборах могут не сказаться на состоянии водных
экосистем и на структуре населяющих их сообществ водных организмов. Во время предварительной работы с картой река разбивается на участки (геологические, гидрологические, в разной
степени освоенные и т.д.).
Во-первых, необходимо выбрать эталонный, репрезентативный для данного водоема или водотока участок. Это должен
быть участок с хорошо развитой прибрежной растительностью,
но не затененный, с постоянными условиями землепользования и
стабильным берегом. При нормальных погодных условиях вода
здесь должна быть свободна от взвешенных веществ, а в русле
или на мелководье должны быть представлены все типы донных
отложений.
Наиболее “просто” выбрать участки и точки отбора проб,
если целью является составление наиболее полного списка видов.
Практически это значит, что необходимо либо отобрать пробы во
всех местообитаниях, либо выбрать участок, для которого характерно максимальное видовое богатство, некая точка “сгущения
жизни”. Конечно, это возможно, если исследователь знаком с
особенностями формирования альгоценозов в водных экосистемах региона. В реках это, как правило, порог в истоке из озера
или после протяженных плесов. Здесь наряду с типичными прикрепленными реофилами в фитоперифитоне будут присутствовать планктонные формы. В озерах при таксономических исследованиях необходимо обратить внимание на открытую прибойную каменистую литораль, на небольшие заросшие макрофитами
заливы и на авандельты – пологие подводные склоны, примыкающие к дельте (устью) впадающих рек.

190

Если для исследований выбраны конкретные местообитания (плесы, пороги, каменистая литораль, пляж и т.д.), следует
позаботиться о том, чтобы они были продублированы в каждом
из исследуемых (сравниваемых) водотоков и водоемов.
Выбор участка для мониторинга может быть либо “целевым”, т.е. относящимся к исследованиям, которые сориентированы на конкретное негативное воздействие, либо “вероятностным”, когда собирается информация об общем состоянии водного объекта или водосбора.
При детальном анализе распределения альгоценозов дна
исследуемый участок русла или литоральной зоны разбивается
на линейные трансекты или квадраты, вдоль или внутри которых
отбирается субстрат с обрастаниями. Отбор проб вдоль трансект
особенно удобен в небольших реках, которые можно перейти
вброд.
При проведении мониторинга необходимо, чтобы место отбора проб не оказывалось продолжительное время затененным.
Световые условия, скорость течения и глубина должны быть одинаковыми. Следует избегать мест, где много макрофитов. Необходимо помнить, что на освещенных местах в альгоценозах присутствует больше видов. Оптимальный скоростной режим для
формирования перифитона лежит между 0.2 и 0.5 м с-1, при
уменьшении скорости течения увеличивается количество осажденных форм, при увеличении – альгоценоз разрушается.

Количество исследуемых участков и точек отбора проб
Количество исследуемых участков и точек отбора проб зависит от размеров, морфологии водоема или водотока, a при изучении донных альгоценозов, несомненно, от разнообразия отложений. Как при регулярных, так и при кадастровых (кратковременных) исследованиях важно охватить весь спектр участков.
Имеющийся персонал, финансирование и сроки подготовки отчета также могут определять масштабы исследования. При этом
следует избегать как недостаточного, так и чрезмерного отбора
проб. Интересные результаты можно получить, даже если
отобрать в каждом из водотоков или водоемов пробы только на
одном участке. В водотоках это могут быть сходные по морфометрии и гидрологии перекаты, а в водоемах участки каменистой
191

литорали. Для сопоставимости результатов во всех контрольных
и тестовых потоках должна быть отобрана одна и та же комбинация субстрата/среды обитания.

ОТБОР ПРОБ
Фитоперифитон
Фитоперифитон занимает важное место в формировании
структуры и функционировании водных экосистем. Интерес к исследованию альгоценозов обрастаний возрос, т.к. была показана
хорошая согласованность результатов их анализа с другими параметрами. Кроме этого, отмечена относительная простота сбора
фитоперифитона и широкие возможности использования в различных экспериментах. Распространены два основных подхода
по использованию фитоперифитона для оценки состояния водных экосистем. Первый подход включает в себя прямой отбор
проб с природного субстрата, а второй связан с использованием
искусственных субстратов. В первом случае имеет место выборочное (селективное) извлечение со дна предметов (камни, коряги,
макрофиты и т.п.), которые распознаются невооруженным глазом.
При проведении экологического мониторинга не следует
отбирать пробы с поверхности деревянных предметов (затопленных деревьев, деревянных мостков и т.п.), т.к. гниющая древесина может сильно завысить значение индекса сапробности. Однако, если целью является составление наиболее полного списка
водорослей, встречающихся в регионе, анализ таких проб будет
очень полезен. Кроме этого, отбирая пробы с деревянной сваи на
разной глубине, можно оценить влияние освещения, а соскабливать обрастания с деревянной поверхности проще, чем с камня.

Эпилитон
В большинстве случаев при исследовании фитоперифитона
предпочтительно отбирать пробы с природных субстратов, как
правило, с камней (эпилитон). Этот субстрат есть практически во
всех водоемах и водотоках, а отбор проб с него относительно несложен. Как правило, отбираются 5–10 постоянно погруженных
в воду камней размером 10–30 см, лучше плоских, собранных на

192

перекатах при скорости течения 10–50 см/с или на открытой каменистой литорали. Такие пробы легче анализировать, чем отобранные с местообитаний с меньшей турбулентностью, потому
что они содержат меньше ила. Увеличение плотности органического детрита и минерального вещества на субстрате приводит к
заметным изменениям в структуре перифитона. Лучше отбор
проб проводить в открытой воде, а не среди густых зарослей макрофитов. При альгологических исследованиях необходимо обращать внимание на камни, имеющие светло и темно коричневый
налет или покрытые слизью – здесь много диатомей.
Отделение водорослей от субстрата не требует специального оборудования. Тем более, что приспособления, предлагаемые рядом исследователей, включая ультразвуковые камеры,
сложны, громоздки, а главное – не гарантируют полного отбора
прикрепленного материала с субстрата. Как правило, нож или
скальпель, пинцет, зубная щетка – достаточный набор инструментов для отбора водорослевых обрастаний во время маршрутных съемок. Использование щетки (зубной) с жесткой щетиной
предпочтительнее, т.к. она меньше повреждает обрастания и
лучше счищает их с неровной поверхности камня. Нож может
лучше подойти для сбора нитчатых, жестких обрастаний на гладких поверхностях, и его легко чистить между отборами проб. Для
предварительной сортировки материала полезно иметь белую
пластиковую кювету.
Часто для анализа достаточно отобрать суммарную пробу
со всех типов субстратов, при этом количество материала должно
быть пропорциональным наблюдаемому в биотопе разнообразию
субстратов. Однако перифитон – хорошо организованное многослойное, многоуровневое сообщество, которое представляет собой “разбитый на уровни лес”. Поэтому идеально отбирать пробы
не только с каждого субстрата, но и с каждого уровня отдельно.
Перспективным представляется использование метода поверхностных пленок для отделения перифитона, или непосредственное изучение перифитона на субстрате под микроскопом. При
таксономических исследованиях необходимо анализировать альгофлору в так называемой “брызговой” или “амфибиотической”
зоне, где на границе трех сред часто формируются наиболее разнообразные альгоценозы.
193

При мониторинге степень отделения материала должна
была идентичной во всех пробах. Показано, что при использовании щетки отделяется только 28% водорослевого материала от
соскабливаемого ножом. В лаборатории для отбора проб на песке
применим фототаксис, а в случае, когда исследуются только диатомеи, возможна обработка субстрата кислотой.
Для того чтобы снизить потери при оборе пробы, под водой
используют трубки (2 или 4 см в диаметре и около 10 см длиной)
с манжетой (“юбкой”) из губчатой резины на одном конце. При
отборе пробы трубку плотно прижимают к поверхности субстрата, щеткой очищают поверхность в трубке, а взвесь собирают
пипеткой (сифоном). В таком случае проба будет собрана с площади 3–12 см2.
Часть материала при этом все равно теряется, органы (органеллы) прикрепления водорослей к субстрату разрушаются,
нарушается картина взаимного размещения компонентов биоценоза. Поэтому лучше собирать обрастания вместе с субстратом в
заранее приготовленную емкость. При разборе собранного материала в лаборатории в таком случае можно получить два типа
проб. В первой, счищенной с поверхности субстрата, будут доминировать плотно прикрепленные формы. Вторая проба – это отфильтрованная вода из емкости. В этой пробе будут доминировать слабо прикрепленные (осажденные), главным образом,
планктонные формы. Соотношение этих групп водорослей будет
характеризовать особенности формирования фитоперифитона на
конкретном субстрате или участке.
При исследовании альгоценозов дна в водных экосистемах,
как правило, изучаются все таксономические группы водорослей.
Однако индикаторные способности некоторых видов еще мало
изучены, или они встречаются мозаично, не на всех участках и не
во все сезоны. В последние годы очень часто объектом исследования в водных экосистемах при экологическом мониторинге
становится не фитоперифитон (эпилитон) в целом, а его “компоненты”. Это либо только диатомовые водоросли, либо только
нитчатые формы в обрастаниях. Кроме этого, часто исследуется
структура фитоперифитона на макрофитах (эпифитон).

194

Диатомовые водоросли
Выбор диатомовых водорослей объясняется тем, что они:
 встречаются во всех водных экосистемах независимо от характера донных отложений и скорости течения;
 могут быть обнаружены в любое время года;
 наиболее разнообразны среди пресноводных автотрофов;
 плотность их клеток весьма значительна;
 список диатомей, экология которых хорошо изучена, разнообразен и постоянно увеличивается;
 быстрее прикрепляются к открытым поверхностям.
Однако многие диатомовые водоросли могут быть идентифицированы до вида только опытными альгологами.
При отборе проб диатомей выбирают субстраты без видимого обрастания нитчатыми водорослям. Видовое богатство в
этом случае для исследуемого субстрата или участка может быть
занижено из-за отсутствия в пробах вторичных эпифитов, которые прикрепляются к талломам нитчатых водорослей.
Нитчатые водоросли
Нитчатые водоросли – важный источник первичной продукции в водных экосистемах. Нередко они развиваются в очень
больших количествах и образуют плотные маты на дне водоемов
и водотоков. Во многих регионах это наиболее распространенная
группа реофилов во всех биомах. Многие нитчатые водоросли
служат классическим объектом для изучения различных процессов в растительных клетках. Причем в порожистых реках и на
прибойной каменистой литорали нитчатые водоросли-макрофиты более приспособлены к гидродинамическим условиям
среды, чем высшая водная растительность и успешно осваивают
наиболее “экстремальные” участки. Они начинают свой рост в
конце зимы и начале весны, когда более высокие температуры и
солнечный свет активируют споры и выжившие клетки. Рост
большинства нитчатых водорослей начинается на глубине до 10–
20 см, часто достигает максимума в брызговой или амфибиотической зоне. Нужно понимать, что нитчатые водоросли находятся
на субстратах в совершенно иной среде обитания, чем одноклеточные водоросли на том же субстрате.

195

Первым этапом может быть осмотр участка с помощью
акваскопа (кстати, есть детский). К акваскопу можно прикрепить
маленький галогеновый фонарик, что окажется полезным при работе в лесных затененных ручьях с темной водой. Для определения процентного покрытия субстрата нитчатыми водорослями
может использоваться визуальная оценка. Считается, что, если
проективное покрытие превышает 40%, это свидетельствует об
усилении эвтрофирования.
На мелководье маты нитчатых водорослей отделяются от
субстрата под водой, либо в кювете после извлечения субстрата
из воды и сразу помещаются в емкость (склянка, пакет). Для
сбора субстратов с нитчатыми водорослями на глубине используются дночерпатели различной конструкции, грабли и т.п. Для
отделения нитчатых водорослей от субстрата предлагаются два
варианта. В первом случае пробой становится участок водорослевого “мата”, вырезанный в субстрате керном. Во втором случае
часть “космы” нитчатых водорослей отрезается ножницами. Водоросли промывают водой, сушат и взвешивают. Биомассу пересчитывают на 1 м2 субстрата с учетом каменного покрытия, которое может составлять от 10 до 100% донного покрытия. Определение биомассы нитчатых водорослей является очень важным,
т.к. ее значения являются максимальными для данного водоема
или водотока.
Нитчатые водоросли широко используются для определения
концентрации тяжелых металлов. Образцы в этом случае высушиваются при 105 ºC, охлаждаются в эксикаторе и взвешиваются с
точностью до 0.1 мг. Затем взвешенные пробы сжигаются. Концентрацию металлов определяют на атомно-абсорбционном спектрофотометре (например, AA-6800 фирмы Shimadzu) в пламени “ацетилен-воздух” в графитовой кювете. Определение тяжелых металлов в нитчатых водорослях позволяет не только получить сравнительный материал об уровне загрязнения, но и оценить скорость
накопления тяжелых металлов.

Метафитон
Кроме прикрепленных к субстрату нитчатых водорослей,
объектом исследования может быть и метафитон – нитчатые во-

196

доросли (Spirogyra, Mougeotia, Zygnema и т.п.), которые отделились от субстрата и находятся в свободном, взвешенном состоянии в толще воды.
Метафитон занимает промежуточное положение между
планктонными и бентосными местообитаниями. Водоросли метафитона не являются ни подлинно бентосными, ни планктонными. Они могут возникать в результате агрегации и слипания
планктонных водорослей или (чаще) в результате отрыва нитчатых водорослей (Spirogyra, Mougeotia, Zygnema и т.п.) от субстрата. В водных экосистемах метафитон часто наблюдается в
виде скоплений водорослей на поверхности воды. Метафитон
можно обнаружить и вскоре после схода льда, но, как правило,
появляется в июле и может сохраняться в течение всего лета,
начиная разлагаться к концу лета (август–сентябрь), когда его
масса опускается на дно, оставаясь виде коричневого осадка.
Метафитон способен аккумулировать широкий спектр загрязняющих веществ. Его дрифт является важным механизмом
пространственного перераспределения загрязнений. В метафитоне относительно мало минерального вещества, и он может быть
использован для оценки концентрации тяжелых металлов.
Метафитон может быть качественно отобран планктонной
сеткой, кружкой, банкой, сачками с мелкими ячейками, отсасыванием шприцами или кухонными насадками для соуса. Количественный сбор метафитона требует определения области отбора
проб с использованием плавающей рамки.

Фитобентос
Постоянное накопление минеральных отложений характерно в первую очередь для озер, хотя и в порожистых реках у
основания камней могут концентрироваться пески, глины, детрит
и т.п. В результате формируется плотный, дискретный комплекс
терригенных, органогенных и хемогенных отложений. Однако их
трудно отделить друг от друга, поскольку субстраты часто смешиваются из-за воздействия волн и течения.
Непрерывное осаждение планктонных водорослей, а также
вынос обрастателей из литорали приводит к их накоплению в верхнем жидком неконсолидированном слое мягких донных отложений – наилке или пелогене (толщиной 2–5 мм) и формированию
197

альгоценозов эпипелона и эпипсамона (фитобентоса). Они активно функционируют в ограниченной зоне, куда проникает достаточное для их развития количество света, и характеризуются высоким обилием и разнообразием диатомовых водорослей. Одновременно здесь встречаются цианобактерии, десмидиевые, эвгленовые, а также колониальные и нитчатые зеленые водоросли.
Следует учитывать, что многие из диатомей, встречающихся на мягких отложениях, где высока вероятность захоронения, являются подвижными формами, способными перемещаться
в осадке, и регистрируются живыми на глубине до 10 см. Планктонные виды доминируют здесь при отсутствии турбулентности
или приливных течений. При увеличении глубины и уменьшении
динамического воздействия волн и течений роль планктонных
форм структуре фитобентоса увеличивается.
Считается, что структура этих альгоценозов напрямую связана с фракционным составом отложений и водоросли, их формирующие, неинформативны в качестве индикатора качества
воды. Однако мягкие донные отложения аккумулируют органические и неорганические вещества, в том числе наиболее токсичные – тяжелые металлы, пестициды, нефтепродукты и др. Любая
информация, указывающая на происходящие изменения, несомненно, полезна.
При изучении донных отложений особенно сложной проблемой является выделение верхней (придонной) части осадка
(слабо уплотненного ила). Такой осадок практически не сохраняет структуру – он растекается и перемешивается при малейшем
воздействии со стороны пробоотборников и манипуляциях при
транспортировке. Верхняя часть донных отложений особенно интересна и в альгологических исследованиях. Ее потеря означает
потерю информации о текущем состоянии экосистемы.
Однако одной из основных задач гидробиологических, в
том числе альгологических, исследований в последние годы является оценка состояния водных экосистем. Поэтому целесообразно сосредоточиться на отборе проб на мелководье. Здесь на
глубине до 0.5–1.0 м для отбора проб используются цилиндры,
пробирки, шприцы или сифоны, которые засасывают наилок или

198

пелоген. Это позволяет собрать водоросли, обитающие на поверхности донных отложений (2–5 мм), в их толще (глубиной до
5 см) и в придонном слое воды толщиной 2–3 см.
Удачным выглядит использование чашки Петри (лучше
пластиковой диаметром 47 мм). Половину чашки осторожно
вдавливают в донные отложения, просовывают по нее лист пластика или шпатель. Запечатанная таким способом половина
чашки Петри осторожно поднимается и закрывается.
Для отбора проб с глубин 2–3 м оптимальным считаются
штанговые пробоотборники и микробентометры (стратометры)
(фотовкладка, фото 2.2, 2.3). Качественные пробы можно собрать
с трала, драги, скребка, сачка и др. Однако отбор проб драгами и
тралами следует ограничивать с целью сохранения донных биоценозов.
Для отбора проб донных отложений с глубин более 3 м разработаны разнообразные устройства. Это дночерпатели и пробоотборники (автоматические, штанговые, коробчатые, трубчатые,
поршневые), буры, бентометры и т.п. (фотовкладка, фото 2.4,
2.16) Все они позволяют отобрать донные отложения с мягких
грунтов, а, следовательно, и пробы эпипелона и эпипсамона. Выбор устройства зависит от их фракционного состава, глубины, с
которой необходимо отобрать пробу, турбулентности, требуемой
точности, а иногда и возможности исследователя.
Однако использование этих устройств не решает задачу получения цельной колонки грунта с ненарушенным ценозом водорослей и позволяет отобрать только полуколичественные пробы.
Наиболее вероятными причинами погрешностей при использовании существующих приборов являются: пятнистость микрофитобентоса; взмучивание наилка при работе приборов. Кроме этого,
надо учитывать, что сообщества, формирующиеся на поверхности донных отложений, подвержены влиянию наносов, связанных с изменениями течения, а также и процессу осадкообразования. Если источник осадочного материала находится в водотоке
выше по течению или в водоеме на противоположном берегу, и
переносится за счет ветровой эрозии, то данное сообщество не
будет отражать локальные условия.
Наиболее надежным методом для отбора проб донных отложений in situ с ненарушенной слоистой структурой верхних
199

слоев, включая самый верхний слой последнего года, является
метод замораживания колонок (кернов) непосредственно на дне.
Этот метод широко используется в палеогеографических исследованиях и необходим для изучения процессов седиментации, истории водоемов, выявления источников формирования танатоценозов и т.п. Однако все системы, используемые при его реализации, хотя и очень эффективны, имеют общий недостаток. Они
очень сложны в производстве, дороги, требуют специальных
навыков и труднодоступных расходных материалов в процессе
эксплуатации.

Криофитон
При отборе проб фитоперифитона и фитобентоса зимой
может возникнуть естественная идея – отобрать пробы водорослей льда (криофитона). Тем более показано, что 1) сообщества
водных организмов подо льдом и во льду не статичны; 2) функционирование водных экосистем зимой влияет на структуру гидробиоценозов летом; 3) зимние наблюдения позволяют дать
надежную оценку местного климата и получить достоверную информацию о загрязнении водных экосистем.
Криофитон можно рассматривать как альгоценоз связанный с субстратом, в качестве которого выступает лед. Пик обилия
и видового богатства водорослей обычно наблюдается ранней
весной в период разрушения ледяного покрова и увеличения количества пор, трещин и каналов, заполненных водой. Отличительной особенностью фитоценоза льда является преобладание
диатомей над другими группами водорослей. Большинство отмеченных в криофитоне видов водорослей являются обычными
представителями подледного фитопланктона. Доля планктонных
форм в криофитоне особенно высока в верхних слоях, где наблюдается максимальная плотность, а также в пелагиали. На мелководье в нижних слоях достаточно разнообразны донные формы,
а к весне на нижней поверхности льда появляются и нитчатые водоросли.
Объем используемого для анализа льда зависит от того, как
вы отбирали пробы фитоперифитона и фитобентоса. Если вы
пользовались услугами аквалангиста и готовили майну, у вас бу-

200

дет очень много льда, если отбирали их дночерпателем, то площадь извлеченного куска льда будет примерно 40×40 см. Можно
также воспользоваться колонковой трубкой для отбора керна
диаметром 2–4 см, либо кольцевым буром,
Следует учитывать, что химический состав нижних слоев
льда, как правило, идентичен с химическим составом воды, в то
время как химический состав верхнего слоя льда зависит от атмосферных осадков, что объясняет различия во флористическом
составе подледного фитопланктона и криофитона. Поэтому необходимо анализировать структуру верхнего и нижнего слоев отдельно.

Эпифитон
Водоросли перифитона, обитающие на границе раздела фаз
„твердый субстрат – вода“ являются важным компонентом водных
экосистем. В олиготрофных прозрачных озерах и реках существенный вклад в первичную продукцию вносит эпилитон и микрофитобентос, в водоемах с развитой заросшей литоралью – водоросли, прикрепленные к поверхности растений (эпифитон). Вклад
обрастаний в суммарную первичную продукцию водоемов может
достигать 50% и более (Wetzel, 2001; Макаревич, 2005). Фитоперифитон активно участвует в формировании потоков вещества и
энергии, процессах самоочищения водоемов, служит пищевым ресурсом беспозвоночных животных и рыб. Для характеристики развития и продуктивности водорослей обрастаний используют фотосинтетические пигменты (Сигарева, Девяткин, 1987; Беляева,
2005; Метелёва, Девяткин, 2005; Минеева, Метелёва, 2019).
Пробы эпифитона отбирают с лодки, заходя в заросли на 1–
1.5 м, преимущественно в монодоминантных сообществах прибрежной зоны водоема. Станции отбора проб выбирают с учетом
приуроченности к местам наиболее широко распространенных
полупогруженных макрофитов (гелофитов) и растений с плаваю

Н. Ю. Метелёва
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: nimet-work@mail.ru
201

щими листьями (гидрофитов). Пробы на разных станциях желательно собирать с одних и тех же видов макрофитов для того,
чтобы в дальнейшем получить сопоставимые результаты.
Для обеспечения качественного сбора водорослевых обрастаний воду из каждого исследуемого водоема фильтруют через
мембранные фильтры с диаметром пор 5 мкм, чтобы удалить водоросли планктона и взвесь. Фильтрат хранят в холодильнике и
обновляют по мере необходимости. Перед выездом на станции
его разливают в специально приготовленные для сбора проб
пластмассовые банки с крышками объемом 500–600 см3, заполняя их наполовину.
Стебли растений срезают ножницами или секатором под
водой в наиболее оптимальном для обрастания макрофитов слое
воды – на глубине до 0.5 м от поверхности (Дуплаков, 1928).
Стебли аккуратно извлекают и сразу каждый вид растения нарезают на отрезки длиной 7–9 см, которые помещают в отдельные
банки, заполненные фильтратом. Для транспортировки банки
ставят в переноску и прикрывают плотной черной, не пропускающей свет тканью в 2–3 сложения для предотвращения разрушения хлорофилла (SCOR-UNESCO, 1966). В полевой дневник записывают название водоема, станции, вид макрофита, дату и
время, температуру и прозрачность воды, глубину отбора проб.
Визуально фиксируют погодные условия (осадки, облачность,
направление ветра, цветность и мутность воды, состояние поверхности и др.).
В лабораторных условиях отрезки стебля пинцетом переносят в чашку Петри большого диаметра (например, 11 см), в которую наливают небольшое количество фильтрата из банок с
пробой. Обрастания счищают зубной щеткой, предварительно
укоротив ее щетину вдвое для снижения потерь исследуемого материала. Эту процедуру повторяют 2–3 раза. При транспортировке проб есть вероятность частичного смыва обрастаний (в результате тряски, трения отрезков между собой и о стенки банки).
Чтобы сохранить смыв водорослей эпифитона, в первую очередь
используют фильтрат из банок, в которые нарезали отрезки макрофитов. Затем используют чистый фильтрат, которым в конце
промывают очищенные отрезки стеблей. Пробы хранят в холодильнике при температуре +4 …+6 ºС.
202

Всю полученную взвесь, а также фильтрат, которым промывают чашки Петри, пинцет и щетку, сливают в мерный стакан
и тщательно перемешивают. Из полученного общего объема
взвеси две равные порции (повторности) одной пробы пропускают через мембранные фильтры диаметром 35 мм с размером
пор 5 мкм (например, марки Владисарт ФМНЦ). На фильтр предварительно наносят по 100 мг порошка CaCO3 и SiO2. Мел служит
буфером, предотвращающим распад пигментов под действием
клеточных кислот (SCOR-UNESCO, 1966). Стекло способствует
максимальному разрушению клеток при растирании и соответственно более полному извлечению пигментов (Берсенева, 1988).
Для осаждения водорослей используют метод прямой вакуумной фильтрации. Фильтровальная установка состоит из нескольких воронок, изготовленных из оргстекла объемом 0.5 л,
установленных в специально изготовленный герметичный цилиндр из винила (фотовкладка, фото 1.3). Объем пробы зависит
от плотности взвеси и может составлять от 20 до 500 мл и более.
Фильтры с осажденными водорослями высушивают в темноте при комнатной температуре. Затем их помещают в пакетики
из кальки, предварительно свернув фильтр пополам осадком
внутрь, и до анализа хранят в бытовом холодильнике в емкости с
силикагелем не более 30 суток при +4 …+6 ºС или 2–3 месяца в
морозильной камере при температуре около ˗20 ºС. На пакетике
карандашом пишут дату, название станции и макрофита, объем
общей и профильтрованной пробы.
Пигменты определяют в смешанном 90% ацетоновом экстракте стандартным спектрофотометрическим методом (SCORUNESCO, 1966; Lorenzen, Jeffrey, 1980) (см. раздел 1.2 настоящей
книги). Концентрации хлорофиллов, каротиноидов и феопигментов на м 2 площади субстрата, с которого отобрана проба, рассчитывают по соответствующим формулам (Parsons, Strickland,
1963; Lorenzen, 1967; Jeffrey, Humphrey, 1975):
Хл a = (11.85×E664–1.54×E647–0.08×E630)×10×V1×V2/(V3×l×S)
Хл b = (–5.43×E664+21.03×E647–2.66×E630)×10×V1×V2/(V3×l×S)
Хл c = (–1.67×E664–7.60×E647+24.52×E630)×10×V1×V2/(V3×l×S)
Фео = 26.73×(1.7×E665к–E665)×10×V1×V2/(V3×l×S)
Хл a*=26.73×(E665–E665к)×10×V1×V2/(V3×l×S)
К = (E480–E750)×100×V1×V2/(V3×l×S),

203

где Хл a, Хл a*, Хл b, Хл c, Фео – соответственно концентрация общего
хлорофилла a, “чистого” (без феопигментов) хлорофилла a, хлорофилла
b, хлорофилла c, феопигментов (мг/м2 субстрата); К – концентрация растительных каротиноидов (µSPU/м2 субстрата, SPU – специфическая
пигментная единица измерения, близкая к 1 мг); E – оптические плотности экстракта при соответствующей длине волны с поправкой на неспецифическое поглощение при 750 нм; E665 и E665к – оптическая плотность экстракта до и после подкисления; V1 – объем экстракта, мл; V2 –
объем общей пробы, мл; V3 – объем профильтрованной пробы, мл;
l – ширина кюветы, см; S – площадь отрезка стебля, см2.

Для определения площади обрастания макрофитов измеряют
длину и диаметр отрезков стеблей и черешков, которую определяют по формулам для аналогичных геометрических фигур.
Так, например, стебли полупогруженных макрофитов –
Phragmites australis (Cav.) Trin. ex Steud. – тростник обыкновенный; Scirpus lakustris L. (Schoenoplectus laustris (L.) Palla) – камыш
озерный; Equisetum fluviatile L. – хвощ приречный – имеют цилиндрическую форму, как и растения с плавающими листьями – Nymphaea candida J. Presl. – кувшинка чисто-белая, Nuphar lutea (L.)
Smith – кубышка желтая. Для их стеблей и черешков использовали
формулу расчета площади боковой поверхности цилиндра:
S = 2×R×h
где S – площадь боковой поверхности цилиндра, см2;  = 3.14;
R – радиус стебля или черешка, h – высота цилиндра (длина отрезка
стебля или черешка).

Чтобы получить величину этих показателей на 1 м2 зарослей,
величины, рассчитанные на площадь поверхности одного растения, умножают на количество экземпляров растений на 1 м2 зарослей. Для количественного учета растительности, для подсчета
количества стеблей, отбора проб и пр., используются различного
типа рамы площадью в 1, 0.5, 0.25 м2 или других размеров, квадратные, прямоугольные, круглые. Рамы изготавливаются из дерева, алюминиевых и синтетических трубок или других материалов с учетом их плавучести.
Деревянные рамы делаются из реек шириной 2–5 см и толщиной 1.5–2 см (можно произвольно). Длина реек с внутренней
стороны рамы при площади в 1 м2 у квадратной рамы соответствует 1 м, а при площади в 0.25 м2 – 0.5 м. При изготовлении
204

реек надо к их длине прибавить размер сочленений друг с другом
в углах (рис. 2.7). Для транспортировки и удобства работы рамы
должны быть разборными (полностью или частично) или складными (Катанская, 1981).

Рис. 2.7. Деревянная рама для подсчета количества стеблей.
Вверху справа – некоторые способы сочленения реек в углах.

Подсчет числа стеблей на 1 м2 зарослей проводится на
определенной площади в трех или более повторностях, большей
частью на 1 м2 или 0.25 м2 с использованием квадратных рамок
(Белавская, 1975). Учет растений проводят в безветренную погоду. По возможности делают перерасчет на всю площадь зарослей исследуемых макрофитов водоема.

Метод искусственных (экспериментальных) субстратов
Отбор проб с природных субстратов, несомненно, дает более полную информацию о видовом составе, о максимальных
значениях плотности фитоперифитона. Однако интенсивность
света, глубина, скорость течения, ветровая эрозия, заиление и
текстура субстрата влияют на скорость осаждения, колонизации
и распределение водорослей, объясняют мозаичность обрастаний, определяют точность и достоверность результатов. Камни,


С. Ф. Комулайнен
Институт биологии Карельского научного центра Российской академии
наук, 185910, Республика Карелия, г. Петрозаводск, ул. Пушкинская,
11; е-mail: komsf@mail.ru
205

даже те, которые кажутся гладкими и однородными, на самом
деле имеют сложную и неровную текстуру. Многие методы сбора
перифитона позволяют отобрать только качественные пробы,
оценить таксономический состав или проанализировать структуру группировок.
Для решения этой проблемы применяется так называемый
метод “искусственных” субстратов. Однако более правильно говорить о методе “экспериментальных” субстратов, т.к. наряду с действительно искусственными субстратами (стекло, пластик, керамика, бетон, металлы) часто используются и природные, например, камни, собранные на берегу. Последние перед использованием необходимо отмыть, отчистить, смочить 4%-м формалином
и высушить в сушильном шкафу при 40 ºС. Из них можно выкладывать площадки, на которых в течение нескольких месяцев образуются достаточно равномерные обрастания.
Экспериментальные субстраты могут быть стандартными и
реплицирующими (имитирующими), точечными и линейными,
плавающими и укрепленными на дне. Для активизации заселения
они могут выделять питательные вещества. В качестве экспериментального субстрата можно использовать также воздушноводные макрофиты (Carex sp., Phragmites sp., Equisetum sp. и др.),
пересаживая их с берега в водоем или водоток.
Наиболее часто в качестве искусственных субстратов используются стеклянные пластины (предметные стекла). Они
имеют нейтральную и прозрачную поверхность, одинаковую
площадь, что позволяет более точно оценить непосредственно
под микроскопом качественный и количественный вклад компонентов фитоперифитона за определенный отрезок времени, оценить периодичность заселения субстрата. Однако нужно иметь
ввиду, что на стекле накапливается только 4% хлорофилла, отмеченного для каменистого субстрата.
Искусственные субстраты инкубируют, используя разнообразные устройства (перифитонометры). Их конструкция определяется целью исследования, но зависит от гидродинамических
условий, а также от наличия материала, специалистов по изготовлению и финансовых возможностей. Перифитонометры должны
минимально воздействовать на субстраты и обеспечивать репрезентативность повторностей; быть легко применимыми, легко
206

устанавливаться и извлекаться. Вертикальная ориентация субстратов предпочтительнее, т.к. она снижает осадконакопление.
Перифитонометры могут быть прикреплены к природным объектам, таким как затопленные деревья, пни, бревна.
Преимущества искусственных субстратов:
 изначально стерильны, поэтому легко установить точное
время начала колонизации;
 позволяют отбирать большое количество проб;
 возможна постановка экспериментов, изучение колонизации и
сукцессии;
 позволяют отбирать пробы в местах, где отбор проб с природных субстратов затруднен (например, доминирование коренных пород и крупных валунов, большая глубина или высокая
скорость течения, технические системы);
 многие беспозвоночные, которые питаются прикрепленными
водорослями, избегают искусственных поверхностей. Поэтому водоросли на них будут активно развиваться;
 стандартизируют не только субстрат, но и микросреду формирования (свет, течение), что дает хорошие предпосылки для
проведения сравнения роста перифитона;
 требуют меньше навыков и подготовки, чем непосредственный отбор проб с природных субстратов;
 можно легко транспортировать в лабораторию для последующей обработки.
Недостатки искусственных субстратов:
 продолжительность формирования;
 требуется повторный выезд;
 могут теряться;
 материал субстрата влияет на состав и структуру сообщества;
 на них доминируют прикрепленные формы, редко присутствуют осаждающиеся из планктона;
 хорошо колонизируются диатомовыми водорослями, в то
время как нитчатые водоросли здесь редки;
 ориентация субстратов и продолжительность экспозиции влияет на структуру сообщества, горизонтальные пластины могут
содержать в 6–100 раз больше материала, чем вертикальные;

207

 недостаточно времени для исследований, оценивающих видовой состав;
 вандализм является распространенной проблемой, поэтому
перифитонометры необходимо размещать вдали от часто посещаемых мест;
 способность их копировать природные сообщества остается
спорной: эпилитон разнообразнее, а эпифитон беднее перифитона на искусственных субстратах.
При использовании искусственных субстратов необходимо:
 установку перифитонометров проводить после весеннего половодья;
 устанавливать перифитонометры на глубине 0.5–1.0 м при скорости течения 0.2–0.3 м/с на срок не менее чем 2–4 недели;
 устанавливать на каждом участке как минимум три перифитометра, которые не должны привлекать внимания;
 одновременно необходимо отобрать пробы с природного субстрата (лучше эпилитон).
Анализ фитоперифитона с искусственных субстратов следует начинать непосредственно по завершении инкубации. При
необходимости образцы можно законсервировать замораживанием, не более чем на месяц. В лаборатории обрастания отделяют
с поверхности пластин с помощью щетки, скребка и т.п., разбавляют водой, тщательно взбалтывая, стремясь сделать пробу максимально однородной.

АНАЛИЗ СОБРАННОГО МАТЕРИАЛА
Большинство методов, применяемых при лабораторных исследованиях альгоценозов дна, заимствованы из давно и хорошо
зарекомендовавших себя методов анализа фитопланктона. Однако имеются некоторые особенности.
Простой предварительный анализ структуры и оценка обрастаний могут быть сделаны невооруженным глазом во время
отбора проб. Плотный коричневый налет указывает на присутствие диатомовых, ярко-зеленый налет – зеленых, скользкие бесцветные подушки – цианобактерий, осадок ржавчины – окиси железа и железобактерий.

208

Таксономический анализ
Таксономическое разнообразие, выраженное во флористическом богатстве и соотношении таксонов разного ранга, отражает происхождение и эволюцию альгоценозов. При разборке
проб донных альгоценозов вначале отделяются водоросли со
сложной структурой таллома (нитчатой, пластинчатой, ностоковой, пальмолоидной). При таксономическом анализе материал
желательно просмотреть в “живом” состоянии в день сбора, до
наступления изменений, связанных с хранением в фиксированном состоянии. Ценным является просмотр водорослей непосредственно на субстрате, легче всего это сделать на прозрачных
листьях. Это дает важную дополнительную информацию о структуре и расположении колоний, которые при изготовлении препаратов часто разрушаются.
Достаточно детальная идентификация водорослей до вида
рекомендуется по двум причинам. Во-первых, это позволяет оценить различия между сообществами, которые могут наблюдаться
на уровне видов. Во-вторых, существуют заметные различия в
экологических предпочтениях между видами в пределах одного
рода и, наконец, оптимальными условиями среды являются те, в
которых наблюдается наибольшее видовое богатство. Но в
первую очередь при гидробиологических (мониторинговых) работах должны быть идентифицированы доминирующие виды, на
долю которых в донных альгоценозах приходится до 80–90% от
суммарной численности и биомассы, и экология которых, как
правило, хорошо известна.
Существенная информация может быть получена при
идентификации водорослей и до рода. Хотя при этом теряется
часть ценной экологической информации, затраты на анализ могут быть снижены, особенно для неопытных аналитиков. Общее
число родов может служить более надежным показателем разнообразия, чем видовое богатство, поскольку в пределах некоторых
родов находятся многочисленные близкородственные виды, которые могут искусственно завышать оценки видового богатства.
Изготовление постоянных препаратов водорослей для точной видовой идентификации детально описаны в справочниках и
определителях. Основные трудности возникают с диатомовыми

209

водорослями, хотя именно они наиболее полно отвечают требованиям, предъявляемым организмам, используемым при мониторинге. Мы, особенно при массовых сборах, удаляли протопласт,
сжигая предварительно высушенный материал в муфельной печи
при температуре 550–650 ⁰С. Этот метод требует значительно
меньше времени, чем холодная и горячая обработка кислотами.
Постоянные препараты готовили с использованием анилин-формальдегидной смолы.

Оценка обилия
Оценка обилия может быть успешной при мониторинге
только в сочетании с таксономическим анализом. Каждый из способов оценки обилия имеет свои достоинства и недостатки. Задача исследователя, зная их, получить оптимальный результат.
Большой разброс значений, получаемый при оценке плотности
группировок фитоперифитона и фитобентоса, отмечается в большинстве исследований. Причем максимальные значения могут
превышать минимальные в 100 и более раз. Максимальный разброс отмечен при глазомерном определении плотности и биообъема, минимальный – продукции. Разброс значений коррелирует с
обилием и размером пробы, он больше в реках, чем в других типах водных объектов.
Один из наиболее часто задаваемых вопросов: “Сколько клеток нужно насчитать?”. Если предполагается статистический анализ, может потребоваться перечислить и идентифицировать тысячу клеток в препарате. Однако если требуется выявление доминантных и распространенных таксонов, то достаточно пересчитать
только от 50 до 100 клеток в поле зрения. Большинство исследователей считают оптимальным подсчет и идентификацию от 300 до
500 организмов. Некоторые авторы предлагают считать, пока не
будет посчитано 100 клеток доминирующего вида, по 10 клеток,
относящихся к 10 доминирующим видам, любо пока в течение 3–
5 минут или при подсчете 100 очередных клеток новый вид выявлен не будет. Осторожное обращение с отбором не потребует подсчета большого количества клеток, т.к. в отдельных микросообществах, как правило, содержится небольшое количество видов, но
большое количество клеток, т.е. каждая ниша оккупирована несколькими хорошо приспособленными видами. Подсчет большого
210

числа клеток приводит к увеличению числа случайных видов, которые имеют невысокий индикаторный вес.
При увеличении числа подсчитанных клеток количество
определенных видов увеличивается, но значение трофических
индексов практически не изменяется. Поэтому редкие виды с
обилием менее 0.1% могут не подсчитываться при мониторинге
или исключаться при оценке. В некоторых случаях для определения индексов достаточно учитывать только три первые по численности вида.
Подсчет ведется в два этапа. Вначале при небольшом увеличении оценивается обилие нитчатых и колониальных форм.
Численность одноклеточных водорослей определяется по методике, принятой при изучении фитопланктона. Пробу доводят до
требуемого объема и просчитывают водоросли в камере Нажотта
(V = 0.05 см3). Расчеты делаются на единицу площади субстрата.
Основные ошибки при оценке численности возникают изза неравномерного распределения материала при изготовлении
препаратов. Ломаные клетки следует учитывать, если присутствует больше половины клетки. Кроме этого, не учет пассивно
осаждающихся мертвых клеток может увеличить ошибку в 2–
3 раза, хотя в лотических системах мертвые клетки не аккумулируются. Мы для идентификации живых и мертвых клеток диатомовых воспользовались простой и доступной методикой окрашивания клеток кислым фуксином. При работе с микроскопом следует также учесть, что число клеток, подсчитанных с помощью
светового микроскопа больше, чем с помощью флуоресцентного,
а с помощью последнего больше, чем с помощью сканирующего.

Биомасса
Определение биомассы – часто окончательный результат
исследования перифитона: она связанна с продукцией, которая
характеризует изменение биомассы за единицу времени, является
индикатором продуктивности и индексом фотосинтетического
потенциала, определяет трофические и энергетические связи, выступает как индикатор биогенного стресса и состояния среды.
Биомассу определяют с помощью счетно-объемного, весового, объемного, разнообразных химических (радиоуглеродного,

211

хлорофиллового и др.) методов. При интенсивном развитии нитчатых водорослей можно пользоваться весовым методом. Недостатки этого метода заключаются в том, что он дает представление
лишь о суммарной массе всех взвешенных в пробе органических и
неорганических веществ, живых организмов и неживых примесей
животного и растительного происхождения. На основании полученных данных вычисляют сухую и сырую массу осадка. В дальнейшем, путем сжигания фильтров в муфельной печи, можно
определить содержание в осадке органических веществ.
Сухая или беззольная сухая биомасса являются более точными оценками биомассы сообщества. Изменения биомассы с течением времени можно использовать в качестве косвенных оценок продуктивности. Биомассу можно оценить по содержанию
хлорофилла, который дает представление об общем количестве
автотрофных (фотосинтезирующих) организмов в пробе. Абсолютно сухой вес оценивает общее количество органического материала в образце, включает в себя живые автотрофные и гетеротрофные микроорганизмы, а также мертвый перифитон и беспозвоночных. Лучше всего анализировать обе переменные, которые
предоставляют взаимодополняющую информацию. При определении биомассы расчетным способом объем клеток вычисляется
по геометрическим формулам или по таблицам, 10–12 мк3 приравнивается к 1 г сырой биомассы, а ее калорийность к 1.0 ккал.
Для определения хлорофилла пробу концентрируют на
предварительно прокипяченный фильтр № 6. Перифитон фильтруют с помощью фильтровальной воронки Зейца. Фильтры высушиваются в темноте и хранятся в холодильнике в эксикаторе с селикогелем. Для получения экстракта фильтр заливают 90%-ным
ацетоном. Экстракт отделяют центрифугированием и экстинкцию
определяют на спектрофотометре (например, СФ-4). Оптическую
плотность рассчитывают при длинах волн 630, 645, 663 и 750 ммк.
Необходимо учитывать, что величина средней биомассы
при расчете на грамм субстрата изменяется в больших пределах,
чем при пересчете на см2 субстрата. Это объясняется различным
отношением поверхности к массе для разных видов макрофитов
(камыш – 60–70; элодея – 1300–1500). При пересчете хлорофилла
на биомассу принимается, что содержание хлорофилла а в эпифитоне составляет 1.5% от сухого вещества.
212

Фотосинтез
Для определения количества органического вещества, синтезируемого водорослями за единицу времени, широкое распространение получили кислородно-скляночный и радиоуглеродный
методы. Сущность этих методов применительно к фитопланктону детально разработана.
При определении метаболизма проблемы возникают с техникой исполнения методов, в первую очередь, с экспозицией исследуемых прикрепленных сообществ. Для определения первичной продукции фитоперифитона субстрат (естественный или экспериментальный) с обрастаниями изолируется в камерах различной конструкции. При втором способе группировки фитоперифитона или фитобентоса собирают с определенной площади, разбавляют фильтрованной водой, и сосуды с полученной взвесью
экспонируют в водоеме. Дальнейшее определение продукции ведется способом, используемым для фитопланктона (см. главу 1
настоящей книги).

Индексы и показатели
В законченном виде результаты гидробиологических исследований представляются в форме таблиц, включающих список определенных видов с указанием их обилия, а также данные
о суммарной плотности экологических группировок и популяций. Абсолютные оценки обилия, конечно, необходимы при экологических экспериментах, при расчете балансовых уравнений.
Однако такой материал трудно использовать при сравнительном
анализе исследованных водоемов и их участков, он требует предварительной формализации полученных данных. Организация
биологического мониторинга также требует упорядочения полученной информации.
Уже выделение доминант и вычисление относительной
удельной численности или биомассы видов дают более объективное представление о сообществах. Особенно если при этом одновременно вычисляются частота встречаемости (pF), частота доминирования (DF) и порядок доминирования Dt = DF/(pF×100).
Многие показатели могут быть рассчитаны на основе анализа качественных проб, данных о присутствии/отсутствии или

213

относительной численности таксонов (например, доля (%) живых, доля подвижных таксонов, доля ацидобиотов, доля галобионтов, доля сапробионтов и т.д.). Доля живых диатомовых водорослей используется в качестве показателя здоровья водной экосистемы. Низкая доля живых диатомовых водорослей может
быть обусловлена сильной седиментацией и/или относительно
старыми сообществами водорослей с высокой биомассой водорослей на субстратах.
Корректным показателем эвтрофирования и антропогенного загрязнения является анализ соотношения эколого-географических групп организмов. Нетаксономический подход может
быть основан на оценке соотношения различных пигментов или
специфичных химических элементов. Отношения пигментов используются и для сравнения изменения в пропорции зеленых, цианобактерий и диатомовых водорослей в гидробиоценозах, и
оценки их роли в формировании первичной продукции.
Для решения этой же задачи широко применяются биологические индексы, обеспечивающие перевод большого количества фактических флористических и фаунистических данных в
числовые значения. Следует учитывать, что каждый из индексов
наряду с явными достоинствами имеет недостатки, ограничивающие его применение. Отмечаемое изменение индексов – не
окончательный результат, а лишь повод для более детального исследования наблюдаемого явления. Многообразие индексов,
применяемых при альгологических исследованиях, объясняется
специфичностью структуры альгоценозов, характеризующихся
большим, чем наземные биоценозы, многообразием таксономического состава. Кроме этого, в составе одной и той же выборки
одновременно встречаются макро- и микроформы, численность и
биомасса которых могут на 2–4 и более порядков отличаться. Это
требует оправданного выбора индексов, которые могут дать
наглядную и корректную характеристику сравниваемых проб.
Все многообразие используемых в гидробиологии индексов
можно разделить на четыре группы: индексы обилия, структуры,
сапробности и сравнения.
Индексы обилия. Число видов – одна из важнейших характеристик сообществ. Однако, прямое сравнение числа видов,
определенных в тех или иных выборках, не всегда корректно, не
214

дает результата или приводит к ошибкам. В первую очередь это
определяется различиями в размерах выборки. Поэтому при сравнительном анализе сообществ целесообразно использовать данные не о числе видов (S) и численности (N), а некое их отношение. Следует также учитывать соотношение числа таксонов и
особей, преобразуя их таким образом, чтобы значения S и N были
выражены числами одного порядка, тогда значения индекса будут изменяться от 0 до 10, что особенно важно для фитоперифитона, который слагается из видов, отличающихся по линейным
размерам и объему на 4–5 порядков.
Индексы структуры (разнообразия, доминирования,
выравненности, агрегированности). Все индексы являются
функцией численности и равномерности распределения видов.
Причем одни и те же индексы у разных авторов характеризуются
то как индексы разнообразия, то как доминирования или обилия.
Это позволяет многим авторам характеризовать индексы
разнообразия, скорее, как статистические, чем биологические.
Они не объясняют причину явления, а только “дают оценку
информации, необходимой для определения структуры
сообщества”.
Применение индексов разнообразия (доминирования, выравненности, агрегированности) предполагает, что при изменении экологических условий происходит изменение и в структуре
сообщества. Индексы достаточно чувствительны к различиям
между пробами, требуют не только подсчета числа особей, но и
точного таксономического анализа.
Формула Шеннона рекомендуется для больших выборок,
когда может быть отобрана случайная проба, а формулы Брилюэна – для небольших выборок, в которых все особи могут быть
идентифицированы и подсчитаны. Размер индексов определяется
изменением основания логарифма в формуле: 2, е или 10. Часто
применяются индексы обратные стандартным: 1/индекс Симпсона или 1 - индекс Симпсона.
Индексы сравнения. Индексы сравнения учитывают пространственные и временные изменения в сообществах, служат
показателем дискретности биоценозов.
Большинство индексов сравнения оценивает количество
общих для двух ценозов видов. Рассчитываемые индексы служат
215

показателями дискретности биоценозов. Более точное сравнение
достигается при использовании индексов, в которых учитываются данные об относительном обилии видов, слагающих сравниваемые сообщества.
Индексы загрязнения (сапробности, трофности).
Наиболее простые индексы сапробности (загрязнения) основаны
на наблюдении за исчезновением видов, слагающих биоценоз.
При этом в первую очередь анализируется встречаемость и обилие “выносливых” и “чувствительных’ к загрязнению видов.
В более сложных индексах учитываются аутэкологические реакции отдельных видов, относительное обилие выбранных таксонов, их чувствительность к загрязнению и “индикаторная надежность”.
Чувствительность и толерантность гидробионтов к эвтрофикации, ацидификации и загрязнению позволила создать несколько систем индексации. Индексы используются для определения степени органического загрязнения и основываются на
чувствительности и индикаторной значимости, отдельных видов,
которая определяется авторами. Большинство предлагаемых систем оценки основано на формулах, производных от формулы в
модификации.
Следует учитывать, что не всегда индекс сапробности изменяется пропорционально величине загрязнения, т.к. изменения могут быть связаны с колебанием физических параметров, характеризующих гидрологический режим водоемов (скорость течения,
температура). Кроме этого, проблемы применения индексов связаны и с размером пробы. Как показывает сравнительная оценка
качества вод по гидробионтам, часто уровень трофности водоемов
не оказывает влияния на значение сапробного индекса. Это указывает на не универсальность существующих индексов, требует поисковых разработок по уточнению индикаторных значений гидробионтов и изучению их экологии в различных регионах.

216

2.2. РАСТИТЕЛЬНЫЕ ПИГМЕНТЫ В ДОННЫХ
ОТЛОЖЕНИЯХ 
Растительные организмы в водных экосистемах населяют
не только водную толщу, но и твердые субстраты, включая донные отложения. В неглубоких местах, куда проникает солнечный свет, развивается микрофитобентос – сообщество микроскопических водорослей, обитающих на поверхности или в
толще подвижных грунтов – песчаных, илистых, торфянистых
и т.п. (Методика …, 1975). В местах без солнечного света растительные организмы не способны к фотосинтезу, но участвуют в
деструкционных процессах. Энергия фотосинтеза расходуется
на функционирование других звеньев трофической цепи (Одум,
1975). Растительность является “матрицей” формирования сообществ животных и микроорганизмов (Миркин, 2005). В результате деструкционных процессов происходит минерализация
новообразованного растительными клетками органического вещества, в том числе и пигментов. Однако часть органического
вещества растений сохраняется в толще донных отложений и
выбывает из биотического круговорота. Наличие растительных
пигментов в донных отложениях – прямое доказательство не
полной трансформации растительного органического вещества в
водоемах разного типа: озерах (Сигарева и др., 2022), водохранилищах (Сигарева, 2012; Сигарева и др., 2023; Тимофеева
и др., 2021, 2022а, б), реках (Тимофеева и др., 2015), морях (Сигарева и др., 2020), лагунах (Коренева и др., 2021) и др.
Растительные пигменты в донных отложениях пресноводных и морских водоемов изучают с начала XX века (Любименко, 1923; Раузер-Черноусова, 1930). К настоящему времени в
продукционной гидробиологии сформировался практически самостоятельный раздел, изучающий водные экосистемы с позиций выявления закономерностей пространственно-временного



Л. Е. Сигарева, Н. А. Тимофеева
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: sigareva@ibiw.ru
217

распределения пигментов (Сигарева, 2012; Сигарева и др., 2020;
Коренева и др., 2021; Тимофеева и др., 2022а, б). Из-за многогранной информативности показатели содержания пигментов в
донных отложениях не утратили актуальности в современной
экологии (Биогеохимические …, 1993; Сигарева, 2012). Пигменты в отложениях представляют особый интерес для изучения
динамики продуктивности и эвтрофирования – основного процесса в эволюции водных экосистем (Tse et al., 2015; Makri et al.,
2019; и др.).
ОТБОР ПРОБ МИКРОФИТОБЕНТОСА И ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЙ
ДЛЯ ОПРЕДЕЛЕНИЯ РАСТИТЕЛЬНЫХ ПИГМЕНТОВ

Отбор проб поверхностных донных отложений для изучения микрофитобентоса и пигментных показателей в литоральной
зоне предпочтительно выполнять штанговым трубчатым дночерпателем (Мордухай-Болтовской, 1958), на более глубоких участках – микробентометром С-1 (Методика …, 1975) (фотовкладка,
фото 2.2, 2.3). Монолит отложений из трубки этих приборов выталкивают деревянным поршнем в направлении снизу к верхнему
краю. После подъема микробентометра или дночерпателя из воды
нижний конец трубки прибора закрывают цилиндрической пробкой из пенопласта, которую потом выжимают поршнем вместе с
грунтом. Трубку необходимо держать вертикально, чтобы не
взмучивать донный осадок. Если над грунтом много воды, то ее
удаляют, медленно поднимая поршень.
При отборе проб микрофитобентоса оставляют придонный
слой воды толщиной 5 см. Далее взмучивают верхнюю часть колонки грунта для отделения бентосных водорослей. На песчаных
грунтах взмучивают слой толщиной 1.5–2 см. По мере увеличения заиленности отложений толщину взмучиваемого слоя сокращают до нескольких миллиметров на тонких илах. Различия толщины взмученного слоя обусловлены развитием микрофитобентоса на отложениях разного типа. Взвесь сразу сливают или отсасывают с помощью сифона в темные стеклянные банки. Пробы
фиксируют формалином. При использовании 40%-го формалина
его объем должен составлять 1/10 часть объема пробы, т.е. концентрация фиксатора в пробе – около 4% (Методика ..., 1975).

218

Определение биомассы и таксономического состава микрофитобентоса представлено в книге (Методика …, 1975).
При отборе проб для определения содержания осадочных
пигментов нижний слой придонной воды (4–5 см) отстаивают,
помещая трубку микробентометра в держатель, и аккуратно
сливают. Для этого можно сначала использовать пластмассовый
шприц на 20 мл без иглы, а для отбора последнего
5-миллиметрового горизонта – полимерные пастеровские пипетки. Наилок собирают пипеткой (можно пастеровской с обрезанным кончиком для облегчения отбора материала). Затем деревянным поршнем выталкивают нижележащие слои грунта
требуемой толщины и срезают их шпателем или скальпелем.
Поверхностные пробы донных осадков для пигментного
анализа можно также отбирать лотом с храпцом (фотовкладка,
фото 2.5) или коробчатым дночерпателем. В комплексных рейсах ИБВВ для сбора донных отложений часто применяют модифицированный дночерпатель Экмана-Берджа (ДАК-250) с площадью захвата 1/40 м2 и высотой 25 см (фотовкладка, фото 2.6)
(Методика …, 1975). После подъема дночерпателя аккуратно
удаляют придонную воду над грунтом с помощью стеклянной
пипетки, соединенной с резиновой трубкой и грушей. Дночерпатель с песчаными наносами (песком, илистым песком) помещают в таз и открывают, избегая перемешивания донных отложений. Далее шпателем делают вертикальный разрез грунта и
отмеряют линейкой требуемую толщину пробы в зависимости
от цели исследования (например, 0.5, 2, 5 см). Верхний слой
илистых отложений полужидкой консистенции отбирают прямо
из дночерпателя, чтобы исключить перемешивание верхних и
нижних слоев грунта.
Для отбора кернов с ненарушенной структурой отложений
используется грунтовая трубка ГОИН длиной 1 м с диаметром
вкладыша 4.5 см или трубчатый стратометр длиной 1 м и диаметром 3.5 см (фотовкладка, фото 2.7). Колонку донных отложений делят с помощью скальпеля на отрезки нужной толщины.
Пробы донных отложений для анализа пигментов помещают в пластиковые или стеклянные банки, полиэтиленовые
пакеты, на которые наклеивают этикетки с указанием даты,
названия станции, глубины водной толщи и слоя грунта. Жела219

тельно наполнять емкости до верхнего края, чтобы минимизировать содержание над грунтом кислорода, окисляющего пигменты. Пробы накрывают непроницаемой для света черной тканью. В журнал записывают географические координаты, сведения по абиотическим показателям (поверхностная и придонная
температура воды, прозрачность по диску Секки, содержание
растворенного кислорода и т.п.), отмечают наличие или отсутствие зарослей макрофитов. Пробы помещают в холодильник.
В случае невозможности проведения быстрого анализа растительных пигментов пробы замораживают в морозильной камере.
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПИГМЕНТОВ В ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЯХ
СПЕКТРОФОТОМЕТРИЧЕСКИМ МЕТОДОМ В ОБЩЕМ ЭКСТРАКТЕ

Перед определением пигментов исходный образец грунта
тщательно перемешивается до однородной массы, из которой
готовят две навески для анализа пигментов и две навески для
определения влажности грунта. В зависимости от предполагаемой концентрации пигментов масса исследуемого образца изменяется в пределах 0.4–3.0 г. Для определения влажности берут
навески в зависимости от типа грунта: от 5 г для илов до 15 г
для песка и илистого песка. Пробы взвешивают на электронных,
техно-аналитических или торсионных весах типа ВТ. Пигменты
экстрагируют тем же способом, что и при исследовании их содержания в фитопланктоне (Пырина, Сигарева, 1986; Сигарева,
1993; см. раздел 1.2 настоящей книги) с некоторыми модификациями для донных отложений, изложенными ниже.
Вся процедура извлечения пигментов выполняется в вытяжном шкафу в условиях пониженной освещенности и охлаждения для предотвращения их разрушения. К навеске сырого
грунта добавляют 100 мг CaCO3 для предотвращения феофитинизации хлорофилла и 100 мг SiO2 для улучшения разрушения
растительного материала. К пробам песчаного грунта SiO2 не
добавляют. Пробу отложений растирают в охлажденной фарфоровой ступке, помещенной на лед, в течение 3 мин с небольшим
количеством растворителя – 100% ацетона, затем количественно
переносят в центрифужную пробирку, и объем ацетона в ней
доводят до 8 мл, чтобы концентрация ацетона приблизилась к

220

90%, для которой разработаны формулы расчета пигментов.
Вместо растирания пробу можно настаивать в центрифужной
пробирке в 100% ацетоне с добавлением 100 мг CaCO3 в холодильнике в течение 24 часов. Экстракт центрифугируют для
осаждения взвеси в течение 15 мин при 8 тыс. об./мин. Параметры центрифугирования подбирают, чтобы достигнуть полного
осаждения взвеси. Предварительно уравновешивают пробы, помещаемые параллельно в центрифугу. После центрифугирования надосадочную жидкость сливают в мерную стеклянную
пробирку. Для более полного извлечения пигментов осадок снова заливают растворителем (5 мл 90% ацетона), содержимое
пробирки перемешивают стеклянной палочной, уравновешивают параллельные пробирки и снова центрифугируют. Общий
объем ацетоновой вытяжки пигментов можно увеличить для
достижения оптической плотности экстракта на длине волны
665 нм в диапазоне 0.2–0.8.
Оптическую плотность экстракта измеряют на спектрофотометре любого типа (например, Lambda-25 (Perkin Elmer,
США), SpectroStar Nano (BMG LabTech, Германия)) на длинах
волн 750, 665 и 480 нм до подкисления и повторно на 750 и
665 нм после подкисления оставшегося в пробирке экстракта (5–
7 мл) 2 каплями 0.5 н HCl согласно Лоренцену (Lorenzen, 1967).
Экстинкцию на длине волны 750 нм, соответствующую неспецифическому поглощению света экстрактом, вычитают из оптических плотностей на других длинах волн. Концентрации хлорофилла а (Хл) и продуктов его деградации – феопигментов (Ф)
– рассчитывают по уравнениям Лоренцена (Lorenzen, 1967)
(см. ниже). Использование уравнений ЮНЕСКО (SCORUNESCO, 1966) и Джеффри, Хамфри (Jeffrey, Humphrey, 1975)
при работе с донными отложениями неприемлемо из-за больших ошибок определения дополнительных хлорофиллов при
наличии существенного количества продуктов разложения.
Концентрации пигментов выражают в разных единицах – в расчете на сухую массу грунта (мкг/г), на массу органического вещества – в весовых (мг/г ОВ) и условных единицах
(SPDU/г ОВ), а также на площадь дна, равную 1 м2, и толщину
слоя 1 мм сырого грунта (мг/(м2мм)).

221

Концентрации пигментов, выраженные в разных единицах, имеют разное индикаторное значение. Концентрацию суммы пигментов Хл+Ф в расчете на сухой грунт можно использовать для оценки трофии согласно данным работы (Möller, Scharf,
1986): <13 мкг/г сухого грунта – олиготрофная категория, 13–60
– мезотрофная, 60–120 – эвтрофная, >120 – гипертрофная. Концентрация пигментов в расчете на органическое вещество зависит от его происхождения (аллохтонное, автохтонное) и степени
деструкции (Swain, 1985). Концентрация Хл+Ф, выраженная в
мг/м2мм, характеризует среднее содержание пигментов в 1 мм
отложений исследуемого слоя площадью 1 м2 и может использоваться для сравнения с содержанием хлорофилла а в столбе
воды (мг/м2), первичной продукцией фитопланктона, а также
биомассой макрозообентоса (г/м2).
Модифицированные формулы Лоренцена (Lorenzen, 1967)
для расчета концентраций пигментов на 1 г сухого грунта:
СХл = 26.73×(E665 – E665к)×V/(l×m),
СФ = 26.73×(1.7×E665к – E665)×V/(l×m),
где СХл – концентрация хлорофилла а, мкг/г сухого осадка; СФ – концентрация феопигментов, мкг/г сухого осадка; E665 и E665к – оптическая
плотность экстракта до и после подкисления; V – объем экстракта, мл;
m – сухая масса навески грунта, г; l – длина светового пути (ширина
кюветы), см.

Концентрация Хл+Ф в расчете на сухой грунт (C1) – исходный показатель для расчета концентрации пигментов в других единицах.
Формула для расчета концентрации пигментов на 1 г органического вещества (ОВ):
CХл+Ф = C1/(10×СОВ),
где СХл+Ф – суммарная концентрация хлорофилла а и феопигментов,
мг/г ОВ; C1 – суммарная концентрация хлорофилла а и феопигментов,
мкг/г сухого осадка; СОВ – содержание органического вещества, % сухой массы грунта.

Для сравнения с данными, полученными в условных единицах оптической плотности (Sanger, Gorham, 1972; Swain, 1985;
Hilton et al., 1991; и др.), предложено уравнение пересчета:
СSPDU = CХл+Ф×(0.007×Схл +1)/(1.8711×СОВ),

222

где СSPDU – содержание пигментов, выраженное в условных единицах –
одна условная единица равна оптической плотности 1.0 на длине волны 665 нм в кювете шириной 10 см при растворении пигмента в 100 мл
растворителя и расчете на 1 г органического вещества донных отложений (Sanger, Gorham, 1972); СХл+Ф – концентрация Хл+Ф, рассчитанная
согласно (Lorenzen, 1967) и выраженная в мкг/г сухого осадка; Схл –
процентное содержание нативного хлорофилла; СОВ – содержание органического вещества, % сухой массы грунта.

Если СХл+Ф выражено в мг/г органического вещества грунта, предыдущее уравнение преобразуется следующим образом:
CSPDU  CХл+Ф×(0.007×Схл +1)/0.18711

Формула для расчета концентрации пигментов на 1 м2 сырого грунта толщиной 1 мм (мг/м2 мм):
CХл+Ф = C1×М,
где СХл+Ф – суммарная концентрация хлорофилла а и феопигментов,
мг/м2мм; C1 – суммарная концентрация хлорофилла а и феопигментов,
выраженная в мкг/г сухого осадка; М – объемная масса грунта воздушно-сухая, г/см3.

Соотношение желтых и зеленых пигментов можно оценить по отношению оптических плотностей экстракта на длинах
волн 480 (один из максимумов поглощения света каротиноидами, где поглощение хлорофилла минимально) и 665 нм (максимум поглощения света хлорофиллом а) – индексу Е480/Е665. Аналогичный показатель для фитопланктона – индекс Е480/Е664 (Watson, Osborne, 1979). Значения Е480/Е665 и Е480/Е664 близки из-за
сходного поглощения света хлорофиллом а на длинах волн 664
и 665 нм. Для исключения влияния феопигментов на величину
Е480/Е665 нами предложен индекс, отличающийся от исходного
другим знаменателем – 1.7Е665к, вместо Е665, представляющим
собой оптическую плотность подкисленного экстракта на длине
волны 665 нм, увеличенную в 1.7 раза в соответствии с различиями специфических поглощений хлорофилла и феофитина
(Lorenzen, 1967). Модифицированный индекс Е480/(1.7Е665к) более
корректен для сравнения компонентов водной экосистемы с разным содержанием феопигментов – донных отложений, растительного детрита, фитопланктона, зоопланктона и других. Значения индексов, превышающие величины для активно фотосинте-

223

зирующего фитопланктона (0.8–1.0), отражают более интенсивное разрушение хлорофилла по сравнению с каротиноидами.
На основе пигментных индексов можно получить представление о соотношении концентраций желтых и зеленых пигментов, если учесть удельные коэффициенты поглощения
β-каротина – 223 л/(г×см) (Richards, Tompson, 1952) и хлорофилла а – 87.7 л/(г×см) (Jeffrey, Humphrey, 1975). В общем виде
уравнение имеет вид (Сигарева, Шарапова, 1999):
Ск/Схл = 0.39×n×Е480/(1.7 Е665),
где n = Е665/Е665к или n = 1.7 – 0.007×Ф, где Ф – доля феопигментов, %
от их суммы с хлорофиллом.

Другие варианты уравнения:
Ск/Схл = 0.39×Е480/(1.7 Е665к)
Ск/Схл = 0.23×Е480/Е665к

Для расчета концентраций пигментов по приведенным в
разделе формулам необходимы сведения о содержании органического вещества, влажности и воздушно-сухой объемной массе
донных отложений. Влажность отложений оценивают по убыли
воды после высушивания при 60 ⁰С, содержание органического
вещества – по потере массы сухого образца грунта при прокаливании при 600 ⁰С (Аринушкина, 1961).
Объемная масса грунта воздушно-сухая – отношение массы сухого образца к его объему во влажном состоянии. Для
определения воздушно-сухой объемной массы, исходя из влажности грунта, разработано на волжских водохранилищах уравнение (Сигарева, Тимофеева, 2003, 2004), которое можно использовать в гидроэкологических исследованиях:
М= (1 – W)×/(1 – W + W×
где М – объемная масса грунта воздушно-сухая, г/см3; W – влажность в
долях единицы – отношение массы воды в грунте к массе сырого грунта; – удельная плотность грунта при нулевой влажности, составляющая 2.72 г/см3, что близко к средней плотности земной коры
(2.8 г/см3), состоящей в основном из SiO2 и Al2O3 (Большая …, 1972).

Зависимость между влажностью и объемной массой показана на рисунке 2.8. На основании рекомендуемой методики
определения концентрации пигментов в донных отложениях
предложены некоторые способы к изучению продуктивности
микрофитобентоса (Сигарева, Тимофеева, 2004; Сигарева и др.,
224

2005). Краткий анализ других современных методов определения пигментов и список тематической литературы представлены
в работах (Сигарева, 2011; раздел 1.2 настоящей книги).
М,
г/см3
2

1

0
0

20

40

60

80

100

Влажность, %
Рис. 2.8. Зависимость воздушно-сухой объемной массы (M) от
влажности донных отложений волжских водохранилищ (по: Сигарева,
Тимофеева, 2003, 2004).

225

2.3. МИКРООРГАНИЗМЫ СУБСТРАТОВ
БАКТЕРИОБЕНТОС
ОТБОР ПРОБ
Общие подходы к выбору станций сборов, сроков их проведения отражены в разделе 1.4.
Для отбора донных отложений существует большое количество приборов. Все они имеют свои преимущества и недостатки. Для отбора донных отложений обычно используют дночерпатели, стратометры, грунтовые трубки: дночерпатели Экмана-Берджи и Петерсена, трубчатый штанговый дночерпатель,
микробентометр, трубки ГОИН и др. (фотовкладка, фото 2.2–2.7).
Дночерпатели используют для отбора проб поверхностных и подповерхностных слоев донных отложений. Глубина проникновения этих приборов в донные отложения зависит от их типа:
обычно они проникают на глубину около 10 см и покрывают площадь 0.1–0.2 м2. При отборе с помощью дночерпателей происходит частичное перемешивание грунта.
Для получения колонок грунта (кернов) большей длины без
нарушения его структуры используют грунтовые трубки, которые свободно опускаются на тросе и погружаются в грунт под
действием собственного веса. Чтобы трубка глубже внедрялась в
дно, к ней добавляют специальные грузы. Внутрь трубки вкладывается пластиковый цилиндр (вкладыш), состоящий из двух половинок, в котором колонка донных отложений сохраняется для
лабораторного анализа. Трубки позволяют извлекать ненарушенные колонки грунта длиной от 10–20 см до нескольких метров.
Однако при использовании кернов тонкий верхний слой донных
отложений также нарушается. Простейший керноотборник представляет собой трубку из плексигласа (например, диаметром 5 см


Д. Б. Косолапов, Д. В. Тихоненков
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: dkos@ibiw.ru; tikho-denis@yandex.ru
226

и длиной 30 см), которую можно погружать в донные отложения
в прибрежно-мелководных и приливно-отливных зонах водоемов
вручную. В глубоководных районах для извлечения кернов
можно использовать водолазов. После извлечения трубки из донных отложений, ее концы закрываются пробками, что предотвращает потерю осадков и их контакт с воздухом при транспортировке керна.
Пробы донных отложений для приготовления микроскопических препаратов, проведения посевов и экспериментов отбирают из середины колонки с помощью стерильных стеклянных
или пластиковых шприцев с обрезанными концами. Для микроскопических исследований донные осадки сразу же выдавливают
из шприцев в стерильные пластиковые флаконы и фиксируют в
зависимости от задач исследования формалином, глутаральдегидом или другими фиксаторами. Посевы или опыты с пробами
донных отложений необходимо проводить как можно быстрее: в
течение 4 часов после взятия проб.
При изучении анаэробных микроорганизмов и осуществляемых ими процессов все манипуляции с пробами воды и донных
осадков необходимо проводить без доступа кислорода – в заполненных азотом или другим инертным газом боксах (Вайнштейн,
Лауринавичус, 1988).

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧИСЛЕННОСТИ И БИОМАССЫ
БАКТЕРИОБЕНТОСА

Для определения численности и размеров бентосных бактерий и других микроорганизмов фиксированные формалином
или глутаральдегидом (конечная концентрация 2%) пробы донных отложений предварительно разбавляют природной водой
(морские пробы – 3% раствором NaCl), профильтрованной через
фильтр с диаметром пор 0.2 мкм. В разбавленные пробы добавляют в качестве детергента пирофосфат натрия до конечной концентрации 1 мМ, перемешивают в течение 10 мин на магнитной
мешалке и подвергают действию ультразвука (Schallenberg et al.,
1989; Gough, Stahl, 2003). Затем аликвоту хорошо перемешанной
гомогенной пробы добавляют в фильтровальную воронку, окра-

227

шивают соответствующим флуоресцентным красителем и отфильтровывают при слабом вакууме через ядерный фильтр с соответствующим диаметром пор (см. выше). Готовые препараты
просматривают под эпифлуоресцентным микроскопом.

ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПРОДУКЦИИ БАКТЕРИОБЕНТОСА
Так же как для бактериопланктона (см. раздел 1.4), наиболее широко используемыми методами определения продукции
бактериобентоса в настоящее время являются радиоактивные методы: тимидиновый (по включению [3H]-тимидина в ДНК) и лейциновый (по включению [3H]- или [14С]-лейцина в белки). В этом
подразделе приводится краткое описание тимидинового метода
определение бактериальной продукции в донных отложениях водоемов (Moriarty, 1990; Kaplan et al., 1992; Findlay, 1993). Этот
метод имеет ряд преимуществ, среди которых можно назвать следующие: синтез ДНК, в отличие от синтеза РНК и белка напрямую связан с делением бактериальных клеток, т.е. их продукцией; большинство бактерий (но не все) способны включать экзогенный тимидин во вновь синтезируемую ДНК; высокая чувствительность, которая даже при медленном обороте биомассы
позволяет измерять скорости включения тимидина; краткосрочные инкубации (обычно 0.5–2 ч); сравнительная простота, что
позволяет анализировать большое количество проб. Однако этот
метод не лишен недостатков: так, некоторые группы бактерий и
архей, в частности, анаэробные (сульфатредукторы, метаногены,
ацетогены) и хемолитотрофные, не способны использовать экзогенный тимидин для синтеза ДНК, что приводит к недооценке
продукции бактериобентоса, это особенно важно для донных отложений, большая часть которых лишена кислорода; при введении радиоактивной метки нарушается структура донных отложений; тимидин адсорбируется частицами грунта, что требует внесения больших количеств тимидина – примерно на 3 порядка величины больше, чем в воде (зависит от типа грунта); существует
ряд трудностей при экстракции ДНК из донных осадков; в расчетах бактериальной продукции используют разные коэффициенты
пересчета.

228

В зависимости от целей исследования донные отложения
извлекают с помощью дночерпателя, стратометра или грунтовой
трубки. Отложения из верхнего и более глубоких слоев отбирают
стерильными шприцами с отрезанными концами и переносят в
стерильные флаконы, разбавляют в два раза 0.2-мкм-фильтрованной водой из придонного слоя водной толщи, аккуратно перемешивают. По 1 мл разбавленных донных отложений переносят в
микропробирки типа Эппендорф объемом 2 мл. Контрольные
пробы сразу же фиксируют формальдегидом до конечной концентрации 4%. Опыты проводят в 3–5-кратной повторности.
В каждую микропробирку вносят радиоактивный тимидин так,
чтобы его конечная концентрация в пробе составляла более
100 нмоль/л. Микропробирки закрывают, аккуратно перемешивают и инкубируют 1–3 ч при температуре in situ в темноте. По
окончании инкубации пробирки фиксируют формалином, перемешивают и замораживают. Дальнейшую обработку проводят в
лаборатории, где фиксированные пробы размораживают, перемешивают и переносят в стеклянные пробирки, в каждую из которых добавляют по 50 мкл 1 N NaOH. Пробирки с пробами нагревают при 100 ⁰С на водяной бане в течение 2 ч. Пробы остужают,
переливают в центрифужные пластиковые пробирки, предварительно сполоснутые Milli-Q водой и центрифугируют при
5000 × g в течение 10 мин. Надосадочную жидкость сливают в
стеклянные пробирки и нейтрализуют ледяной 1 N HCl. Пробирки с надосадочной жидкостью охлаждают в течение 45 мин
на льду и фильтруют через мембранные фильтры с диаметром
пор 0.2 мкм (“Millipore” или др.), предварительно смоченные
Milli-Q водой. Каждую пробирку из-под проб споласкивают 2 мл
ледяной 5% трихлоруксусной кислоты, которую затем выливают
в металлическую фильтровальную воронку и профильтровывают. Фильтр в фильтровальной воронке промывают три раза по
5 мл ледяной 5% трихлоруксусной кислоты (при этом происходит
гидролиз ДНК бактерий). Фильтр пинцетом переносят в сцинтилляционный флакон, подписывают, высушивают на воздухе, закрывают крышкой и хранят в холодильнике. В сцинтилляционные флаконы с фильтрами добавляют сцинтилляционную жид-

229

кость и измеряют радиоактивность на жидкостном сцинтилляционном счетчике. Скорость включения тимидина бактериями
(I, нмол/(мл грунта × ч)) рассчитывают по формуле:
I = RA/SA,
где RA – радиоактивность, имп/мин/мл грунта/ч; SA – удельная активность добавленного тимидина, имп/(мин × нмоль).

Бактериальную продукцию (мг С/(мл × сут)) вычисляют по
скорости включения тимидина в ДНК бактериальных клеток с использованием переводных коэффициентов, например:
1 × 109 кл/нмоль и 20 фг С/кл.

Удельную скорость роста бентосных бактерий (µ, сут-1)
рассчитывают путем деления их продукции на биомассу.

МИКРОСКОПИЧЕСКИЕ ГРИБЫ
В ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЯХ И НА СУБСТРАТАХ
ОТБОР ПРОБ ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЙ И ИХ ОБРАБОТКА
Пробы осадков берут дночерпателями различных конструкций (фотовкладка, фото 2.2–2.7, 2.16) или с помощью водолазов.
Для микологических исследований обычно отбирают верхний
слой грунта 0–5 см. Отложения берут стерильными пластиковыми
цилиндрами (пробирки, шприцы с отрезанной верхней частью,
трубки различного диаметра). Для исследования горизонтов осадков, трубкой диаметром 50–60 мм вырезают грунт от поверхности
до дна дночерпателя, затем керн разрезают на фрагменты с определенным шагом. Из отложений, находящихся ниже границы
вода–дно ниже 0.4 м пробы отбирают геологической колонкой.
Образцы высевают в день отбора. Или до обработки проб в лаборатории хранят в морозильной камере при температуре -18 ºС.
Видовой состав грибов выделяют общепринятыми морфолого-культуральными методами.
Н. И. Копытинаа, Л. В. Воронинb
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, пос. Борок, Некоузский р-н, Ярославская обл., д. 109;
e-mail: kopytina_n@mail.ru
b
Ярославский государственный педагогический университет
им. К.Д. Ушинского, Ярославль, Россия; *e-mail: voroninfungi@mail.ru


a

230

Метод разведений почвенной суспензии. 10 г грунта помещают в 90 мл стерильной воды и встряхивают в течение
5 мин. Затем 1 мл суспензии переносят из колбы в стерильную
пробирку с 9 мл стерильной воды и взбалтывают. Таким же образом 1 мл суспензии из пробирки переносят в следующую и так
далее (Методы …, 1982).
Принцип посева воды и суспензий грунта одинаковый.
Посев из пробирки с нужным разведением суспензии делают на
2–3 чашки. В чашки Петри стерильно (над пламенем горелки)
вносят 1 мл воды или суспензии грунта, затем наливают 10–
15 мл расплавленной, агаризованной среды с антибиотиком и
охлажденной примерно до 40–45 ºС. Содержимое чашки осторожным покачиванием перемешивают. Также можно наносить
суспензию грунта (пробу воды) на заранее разлитую и затвердевшую питательную среду, суспензию тщательно распределяют
по чашке с помощью шпателя. Инкубируют материал при разных температурах в зависимости от целей исследований.
Разные режимы культивирования, применяемые при выделении грибов из грунтов различных биотопов (приморские луга
высокого уровня, березовые криволесья, сосняки лишайниковые,
сублитораль, нижняя, средняя и верхняя литораль, супралитораль) побережья Белого моря, показали различия в структуре получаемых видовых комплексов. При пониженной температуре
увеличивается частота выделения видов из родов Lecanicillium,
Tolypocladium и Mortierella, Geomyces pannorum, Penicillium
thomii, P. raistrickii и стерильных мицелиев. На средах, приготовленных на морской воде, чаще выделяют виды из родов
Acremonium, Verticillium, Bipolaris australiensis. На средах, приготовленных на пресной воде, темноокрашенные грибы, стерильные мицелии, Chaetomium globosum. Наибольшее видовое разнообразие грибов получают при культивировании материала при
комнатной температуре на среде Чапека (Бубнова, 2005).
Инкубирование материала длится от нескольких дней до
нескольких недель. Рост колоний контролируют, начиная с 5–
7 дней. В каждой чашке Петри, засеянной почвенной суспензией, вычисляют общее количество колоний грибов и находят
среднее арифметическое число. Количество КОЕ рассчитывают
на 1 г сухой почвы:
231

А = абв/г,
где а – среднее количество колоний грибов в чашках; б – разведение,
из которого сделан посев; в – масса влажной почвы; г – масса сухой
почвы (Методы …, 1982).

Для осадков водоемов ограничиваются разведением
1:10, а иногда делают посев и без разведения: 1 см3 осадков равномерно распределяют простерилизованным шпателем по
5 чашкам со средой (Bubnova et al., 2020). В этом случае количество грибов выражают в КОЕ/см3.
Метод приманок. Применяют для обнаружения видов
грибов, которые не растут на питательных средах и выделения
некоторых экологических групп грибов. В качестве приманок
используют семена конопли, насекомых, перья птиц, опилки,
фильтровальную бумагу и другие субстраты. Осадки увлажняют
и рассыпают по дну стерильной чашки, сверху размещают стерильные субстраты-приманки, можно использовать несколько
разных одновременно, материал периодически просматривают, а
развившийся мицелий с конидиями и плодовые тела переносят на
среды стерильной иглой (Методы …, 1982).

Прямой просмотр осадков
Численность грибов в почве и осадках водоемов нельзя
охарактеризовать по числу колоний, выращенных методом посева. Для выделения огромной группы организмов с различными потребностями для своего развития нет универсальной среды
для всех. Поэтому метод прямого микрокопирования на мембранных фильтрах наиболее эффективен для количественной
оценки микобиоты грунта.
Навеску почвы, разведенную в определенном объеме воды,
фильтруют через мембранный фильтр, окрашивают красителем и
осветляют иммерсионным маслом, затем подсчитывают длину
мицелия с помощью окулярной линейки, используя формулу:
a = b∙x∙10-4∙S∙n∙10-2/50∙P∙V∙C∙10-8
где а – суммарная длина гиф в 1 г осадков (см), b – суммарная длина гиф
на фильтре в 50 полях зрения в единицах окуляра-микрометра, x – цена
деления окуляра-микрометра (мкм), S – площадь фильтра (мм2), V – объем наносимой суспензии (см3), С – навеска почвы (г). Расчет биомассы
мицелия производят, учитывая, что масса 1 м мицелия равна 0.02 мг.

232

Число спор в 1 г осадков рассчитывают по формуле:
M = m∙S∙n∙10-2/50∙P∙V∙C∙10-8
где M – число спор в 1 г осадка, m – число спор в 50 полях зрения,
остальные обозначения такие же, как и для расчета длины гиф.

Биомассу спор определяют по формуле:
g = V∙d,
где V – объем клетки (мкм3), d – удельный вес, равный 1.2 г/мл (Мирчник, 1988).

Метод приманок для выделения зооспоровых грибов
и грибоподобных организмов
Для исследования субстратов, на которых развиваются сапротрофные зооспоровые грибы (Chytridiomycota) и грибоподобные (fungal-like) организмы (Oomycota, Hyphochytridiomycota,
Labirintulomycota) используют метод “приманок” (Литвинов,
Дудка, 1975). Разработаны приборы специальной конструкции (в
основе цилиндр с боковыми отверстиями, закрытый крышкой с
металлическим стержнем, на который прикрепляется приманка),
их погружают на определенную глубину и выдерживают там до
тех пор, пока на поверхности приманки не появится мицелий или
не образуются пустулы грибов. Анализ литературных источников
показал, что подобный подход трудоемкий и громоздкий, он не
позволяет одновременно обследовать несколько станций на
большом водоеме или серию озер или водотоков. Чаще пробу воды наливают в чашки Петри с приманками. По возможности отобранную воду следует разливать через минимальный промежуток
времени после отбора. Наш опыт показал, что это 30 мин. Пыстина К.А. поделилась советом использовать стерильные алюминиевые небольшие бюксы с приманками прямо на берегу водоема,
что позволяет исследовать зооспоровые грибы и грибоподобные
организмы в экспедиционных маршрутных поездках (Воронин,
2023). Мы кипятили приманки до их помещения в чашки Петри,
часто на приманках быстро развивались бактерии, препятствуя
заселению зооспор. В качестве приманки в простерилизованные
бюксы заранее помещают разрезанные семена конопли, льна, яблони, груши, остатки насекомых, пыльцу и др. Рекомендуемые
кусочки сочных плодов, белка куриного яйца нам не удалось применить с успехом, на них очень быстро появлялись и очень интенсивно размножались бактерии.

233

Требования к среде культивирования: среда должна содержать минеральные компоненты, органические источники углерода и ростовые вещества; рН ≈ 4. В процессе жизнедеятельности гриб может продуцировать вещества, которые накапливаются, становятся ядовитыми и задерживают дальнейшее его
развитие (Sparrow, 1960).
Приманки просматривают под бинокуляром начиная с 3–
5 дней инкубации.

МИКОБИОТА РАСТИТЕЛЬНЫХ СУБСТРАТОВ
Практически все известные виды грибов связаны с субстратами: живыми и мертвыми растениями, предметами естественного и антропогенного происхождения. Сообщества, формирующиеся на этой категории субстратов, относятся к перифитону и характеризуют условия данного места обитания.

Микобиота филлопланы макрофитов
Грибы филлопланы, т.е. обитающие на поверхности листьев и использующие в качестве источников питания их прижизненные выделения, составляют особую экологическую
группу (Alexander, 1971). Проведено немало исследований по
микобиоте филлопланы наземных растений (Thomas, Shattock,
1986; Овчинникова и др., 2013; Зеленская и др., 2017).
Микобиота филлопланы гидрофитов изучена хуже (Воронин, Солнцева, 1994б; Воронин, 2010). Приводим сведения и
рекомендации о сборе и обработке материала, основываясь,
главным образом, на исследовании микобиоты филлопланы Nuphar lutea в озерах Дарвинского заповедника и Верхне-Судских
озерах Вологодской области.
Большинство показателей рассчитывали и анализировали
отдельно для гифальных грибов и дрожжей. Это связано с тем,
что дрожжи, являются одноклеточными организмами, обладают
более высокой скоростью обмена веществ, роста и размножения,
чем мицелиальные грибы. В сравнении с дрожжами продолжительность жизненного цикла у последних относительно большая, а по мнению Томаса и Шеттока, во многих случаях равная
таковой у субстрата (Thomas, Shattock, 1986).

234

Рекомендуем в каждом водоеме отбирать по 5–10 листьев
исследуемого вида растения. Каждый лист помещают в отдельный широкогорлый пластиковый сосуд или пакет и доставляют в
лабораторию. Листья хранят до обработки при температуре не
выше 10 ºС.
Стерильными инструментами вырезают фрагменты плавающих листьев (кубышка, кувшинка, водокрас и т.д.) площадью
~1 см2 и выполняют их отпечатки на разлитой и затвердевшей в
чашках Петри агаризованной среде (сусло-агар, Чапека или других) с антибиотиками. Для растений с плавающими листьями
следует выполнять отпечатки отдельно с обеих сторон листа, это
позволяет понять источник заселения субстрата. Для растений,
расположенных частично в водной и частично в воздушной среде
(рогоз, камыш, тростник и т.д.), необходимо делать раздельно отпечатки воздушной и подводной части листа (побега). Данный
метод позволяет выявлять большее число видов, чем обычно
применяемый метод смыва (Симонян, Мамиконян, 1989).
Через 3–7 суток инкубации подсчитывают число колоний.
Особенности распределения видов грибов на листьях
наземных древесных растений в Санкт-Петербурге исследовали
с помощью световой, конфокальной и сканирующей электронной микроскопии, отмечая скопления, размещение в зависимости от грязевых налетов (Зеленская и др., 2017). Для гидрофитов
указанные методы микроскопии не использовали, однако тщательный просмотр листьев кубышки на световом микроскопе
выявил скопления грибов, прежде всего дрожжей, в виде крупных пятен.
Несмотря на ограниченное количество данных, результаты
анализа формирования и существования комплексов микобиоты
филлопланы кубышки не противоречат рассмотрению их с позиций теории островной биогеографии Мак-Артура (Andrews et
al., 1987). Для комплексов грибов на плавающих листьях характерно динамическое равновесие числа видов, существующее за
счет процессов иммиграции и исчезновения видов. При этом
происходит закрепление, или натурализация, более выносливых
и эврибионтных видов. Распределение дрожжей на листьях характеризуется сходной тенденцией. Формирование стабильных
комплексов грибов филлопланы происходит к середине вегета235

ционного сезона, а с наступлением осени, при снижении температуры воды, изменяется и структура комплексов грибов, что
следует учитывать при сроках отбора проб для исследования их
динамики и подключения некоторых видов к процессам деструкции.

Выделение грибов с/из водорослей
Живые талломы водорослей собирают в стерильные пакеты, минимум 10 экз., из каждой точки отбора в один пакет.
Часть свежего материала микроскопируют в лаборатории для
обнаружения грибных структур. Для выявления грибов, обитающих в слизистых чехлах водорослей, посевы талломов выполняют без поверхностной стерилизации. Стерилизацию водорослей проводят многократным промыванием в стерильной воде
(морской или речной) для удаления загрязнений и случайных
спор грибов. В стерильных условиях талломы нарезают небольшими фрагментами и раскладывают на поверхность агаризованной среды в чашки Петри с антибиотиками. Для обнаружения эндофитных грибов поверхность талломов стерилизуют в
растворе антибиотика (Коновалова, Бубнова, 2011; Киричук,
Пивкин, 2015).
Практика показала, что с отмытых талломов водорослей,
выделяют небольшое количество видов грибов: представители родов Acremonum, Verticillium, Bipolaris australiensis, Dendryphiella
vinosa, Embellisia annulata и стерильные мицелии. Из смывов талломов выделяют дополнительно виды из родов Penicillium,
Aspergillus, Mucor и Rhizopus stolonifer (Бубнова, 2005).

Микобиота отмерших растений
Собирают отмершие части макрофитов сохранившие или
утратившие связи с растениями и погруженные в воду, а также
погруженный листовой и хвойный опад наземных деревьев и кустарников. По 10–50 и более образцов листьев каждого вида растений из каждого исследуемого водоема или водотока помещают
в широкогорлые пластиковые сосуды. Субстраты в день отбора
тщательно промывают водопроводной (колодезной) и дистиллированной водой. До обработки в лаборатории сохраняют в холодильнике при температуре 4–10 ºС. В лаборатории субстраты по-

236

вторно промывают дистиллированной водой, помещают в чашки
Петри со стерильной водой (лучше из водоема или водотока, где
был взят материал). Инкубируют при температуре, близкой температуре придонного слоя воды во время отбора проб.
Половину субстратов, отобранных в тундровых озерах,
инкубировали при температуре, близкой к природной, вторую –
при комнатной температуре. Различия в видовом составе грибов,
выявленных при разной температуре культивирования, не отмечены. При комнатной температуре быстро развивались грибы
филлопланы, которые выполняют функцию деструкторов и подавляют развитие новых водных поселенцев. По-видимому, это
связано с разной зональной скоростью перехода температур от
относительно теплых до низких значений.
Скорость роста грибов различается, поэтому просмотр
проб под стереомикроскопом с малым увеличением следует
проводить через 3, 5, 7, 15 и 30 суток экспозиции. При этом
определяют общую заселенность субстрата грибами (процент
хвои, листьев или их фрагментов, на которых отмечены грибы),
частоту встречаемости каждого вида и его плотность. Стерильный мицелий из-за сложности идентификации оценивают чаще
всего как один вид, несмотря на то что он бывает представлен
как бесцветными, так и окрашенными формами.
Сезонные исследования микобиоты погруженных растительных субстратов в основном известны для водных гифомицетов (инголдиевых грибов). Обычно их проводили методом помещения фрагментов листьев в мешочки с порами (Дудка, 1985).
Этот метод лучше применять в ручьях и реках с быстрым течением. В стоячих водоемах или с медленным течением он не дал
желаемого результата. Мы применяли метод на оз. Плещеево и
Рыбинском водохранилище, помещая в мешочки с ячейками
1 мм2 растительный материал, и размещая их около дна (естественное местонахождение). Уже через неделю ячейки оказались
забитыми илом или песком в результате волнового перемешивания воды. Поэтому мы собираем и рекомендуем отбирать разлагающийся растительный материал через относительно большой
промежуток времени (в лесной зоне через месяц, в тундре – через неделю) до ледостава и после таяния льда при исследовании
динамики комплексов грибов-деструкторов (Воронин, 2023).
237

По нашему мнению, встречаемость всех исследуемых
единиц выборки вместе имеет существенный недостаток, который отмечал и К. Суберкропп (Suberkropp, 1992): условия подобного натурного эксперимента позволяют тому или иному виду беспрепятственно колонизовать соседние источники питания,
что может искажать картину распространения грибов в водоеме.
В морской микологии также особое внимание уделяют
грибам, приуроченным в своем развитии к древесному субстрату. К изучению грибов, разлагающих древесину в морских водоемах есть два похода. Первый – сбор фрагментов древесины
(=плавник) на берегу или вылавливание в открытой части моря.
В этом случае делают заключение о видовом составе грибов водоема, так как субстраты могут совершать “длительное путешествие” по “воле” постоянных и ветровых течений. Второй –
установка субстратов-приманок в виде панелей из древесины
разных пород или ловушек с целлюлозосодержащими материалами и дальнейшее наблюдение за процессом поселения грибов
на них, с последующим доращиванием и выделением грибов
методом культивирования в лаборатории.

Сбор древесных субстратов в природе
Фрагменты древесины, со следами пребывания в воде, собирают на берегу. В этом случае определить вид растения и
сроки заселения субстрата грибами невозможно. Субстраты
пинцетом помещают в новый целлофановый кулек, все фрагменты, собранные на определенном участке побережья, считают
одной пробой. Многие авторы рекомендуют просматривать
плавник в течение нескольких часов после отбора (Tubaki, 1966;
Литвинов, Дудка, 1975), а материал хранить в холодильной камере, при небольшой положительной температуре. Многолетняя
практика показала, что просмотр фрагментов древесины сразу
после сбора и хранение их в холодильнике не эффективно. На
собранной древесине плодовые тела часто разрушены в результате волновой деятельности, трения о песок или съедены беспозвоночными, это естественные способы распространения спор.
Новые конидии или плодовые тела формируются из мицелия,
находящегося в субстрате, а для этого требуется время, от нескольких дней до нескольких месяцев. Виды грибов, которые
238

были обнаружены при первичной обработке, как, правило, сохраняются и в дальнейшем. Промывка древесины водопроводной водой для удаления загрязнений не всегда оправдана, а
только в случае, когда древесина полностью покрыта илом.
Присутствие небольшого количества ила, песка, обломков раковин моллюсков, водорослей, веревок, перьев птиц, трупов беспозвоночных стимулируют рост грибов на древесине и повышают их видовое разнообразие, а заселение целлофана и других
синтетических материалов грибами совершается только в присутствии древесины. Вопрос о том, происходит ли при этом деградация целлофана или он используется как субстрат для прикрепления, авторы не исследовали. Совместное проращивание
грибов на разных субстратах дает интересные результаты. Если
древесина мокрая или влажная, ее можно оставить в пакете, в
который она была помещена при отборе проб, для последующей
инкубации. Инкубацию собранного материала проводят при
комнатной температуре во “влажной камере” – в целлофановых
пакетах или чашках Петри, помещая в каждую камеру несколько фрагментов. Субстрат должен быть мокрым, при пересыхании его следует увлажнить стерильной морской или пресной
водой. Когда во время инкубации увлажнение происходит несколько раз, лучше использовать пресную воду, чтобы сильно
не повышать соленость. При небольшом недостатке влаги спороношение наступает быстрее. Для стимулирования развития
грибов во “влажную камеру” можно поместить несколько стерильных полосок фильтровальной бумаги. Инкубацию можно
проводить в темноте и при рассеянном свете в естественном
световом режиме, второй вариант дает лучшие результаты –
большее число видов, быстрее формируются генеративные
структуры. По мере деградации древесины происходит частичная смена видового состава грибов (сукцессия), поэтому периодически просматривая экспонируемый материал (в течение нескольких лет) можно обнаружить редко встречающиеся виды
грибов. При длительной инкубации видовое разнообразие
уменьшается. Часто сохраняются виды Corollospora maritima
Werderm., 1922, C. trifurcata (Höhnk) Kohlm., 1962,
Halosphaeriopsis mediosetigera (Cribb & J.W. Cribb)
T.W. Johnson, 1958 (максимальный срок инкубации, который
239

использовали авторы – 4 года). На древесине, которая не очень
долго находились в морской воде, и сохранила плотную структуру, первыми развиваются терригенные виды из родов
Aspergillus и Penicillium, затем Alternaria, Cladosporium,
Chaetomium, Stachibotrys, Leptosphaeria (фотовкладка, фото 2.8а, б). Среди облигатно морских микромицетов доминируют виды C. maritima, C. trifurcata (быстрее развиваются в присутствии зерен песка, створок моллюсков или с кальценированными ходами древоточцев) (фотовкладка, фото 2.8в),
H. mediosetigera, Ceriosporopsis halima Linder, 1944 (семейство
Halosphaeriaceae), остальные виды встречаются реже. Во “влажных камерах” длительное время сохраняют жизнеспособность
гарпактикоиды, нематоды, клещи.
Для сбора плавника в открытом море разработано
“Устройство для ловли мелких предметов, плавающих на поверхности воды” (Копытина, 2019) (рис. 2.9).

Рис. 2.9. Устройство
для
ловли
мелких
предметов, плавающих
на поверхности воды. 1
– корпус, 2 – поплавковая система; 3 – концентратор предметов;
4 – груз; 5 – капроновый фал с петлей для
прикрепления карабина; приемное окно; 7 –
обшивка мельничным
газом.

Корпус устройства выполнен из перфорированного пластмассового ящика, на боковых стенках которого диагонально размещены два одинаковых поплавка с возможностью изменения
угла наклона. Поплавковая система позволяет регулировать по240

ложение устройства в приповерхностном слое воды, изменение
угла наклона поплавков меняет степень погружения корпуса.
Концентратор предназначен для удержания и накопления пойманных предметов и предотвращения их вымывания течением, он
размещен внутри корпуса вдоль одной из сторон, представляет
собой цилиндрическую (или полуцилиндрическую) емкость, длина которой соответствует длине большей стороны корпуса.
На поверхности концентратора, смежной с дном корпуса,
есть приемное окно, предназначенное для сбора и удержания
предметов. Внутренняя поверхность корпуса обшита мельничным газом. Груз – металлическая пластина крепится с внешней
стороны корпуса, противоположной концентратору, это позволяет располагать устройство в притопленном состоянии в толще
воды. Корпус на капроновых фалах при помощи карабина крепится к длинной веревке. Работу проводят с борта судна во время
стоянки (на якоре или в дрейфе) или c причала. Исследователь
находится на нижней палубе на борту судна приблизительно по
центру, это место наиболее удобно для ловли предметов. Течения
приносят мусор к центральной части не только от носа судна, но
и из открытой части моря. Ближе к корме плавник затягивает под
корпус корабля, не всегда можно угадать, откуда появится нужный предмет после прохождения его под корпусом, поэтому ловля с кормы не результативна. В случае, когда предметы плывут
близко к корпусу судна, достаточно опустить приспособление на
воду и подождать, когда плавник окажется в устройстве. Концентратор позволяет использовать устройство для ловли нескольких
предметов, они накапливаются, и не вымываются течением. Если
плавник проплывает на расстоянии до 4 м от борта судна, то приспособление забрасывают в воду и отловленные объекты поднимают на борт. В случае неудачного броска устройство можно
быстро поднять над водой или на борт судна (причал) и повторить попытку. Конструкция устройства позволяет быстро освободить её от “улова”. Для этого достаточно перевернуть ящик и
основной “улов” вываливается в емкость, расположенную на борту, остальные предметы извлекают пинцетом. Плавник выдерживают на воздухе в течение 30–40 мин для того, чтобы обитающие
на/в нем беспозвоночные животные выползли или погибли.

241

Преимущества устройства перед сачком: веревка обеспечивает больший район облова, не мешает работать верхняя палуба
над головой исследователя, небольшой вес приспособления.

Метод приманок для лигнофильных грибов из отделов
Ascomycota и Basidiomycota
В качестве приманок используют блоки из древесины разных видов деревьев, которые располагают особым образом (обзор методов указан в работе: Литвинов, Дудка, 1975) или в специальных мешках из полиэтиленовой сетки, верхняя часть панелей (мешков) крепится с помощью веревки к бую, а нижняя заякоряется на дне. Перед погружением субстраты-приманки стерилизуют текучим паром в автоклаве (без повышения давления),
панели вынимают из крафт-пакетов непосредственно перед погружением в воду. Срок экспозиции в море определяет исследователь в зависимости от задач, от двух недель (минимум) и более. Исследования установили, что плотная древесина, о которой известно, что она устойчива против гнилей наземных грибов, мало пригодна и для развития морских микромицетов (Литвинов, Дудка, 1975). После извлечения панелей их помещают в
целлофановые пакеты и дальнейшую обработку проводят в лабораторных условиях. Методы обработки панелей-приманок
разнообразны и трудоемки, их описание можно найти в литературе (Johnson et al., 1959; Meyers, Reynolds, 1960; Tubaki, 1966).
Метод предпочтительно применять для выявления видового состава грибов на древесине определенного вида дерева, или в акватории, подверженной конкретной антропогенной нагрузке.
Видовой состав грибов, полученный этим методом, как правило,
ниже, чем при сборе плавника в береговой зоне. Приманкой для
грибов также служат стационарные деревянные конструкции,
погруженные в воду, и деревянные плавсредства. Если древесина поражена лигнофильными грибами на ней часто поселяются
древоточцы (Teredo – моллюски, Limnoria – равноногие ракообразные), и она быстро разрушается.

Выделение грибов на питательные среды
С древесины грибы выделяют на питательную среду. Под
стереомикроскопом с малым увеличением разыскивают конидии

242

анаморфных стадий или плодовые тела аскомицетов. Споры стерильной иглой переносят на среду точками или штрихами распределяют по агаризованной среде. Выход споровой массы из
плодового тела сумчатого гриба можно вызвать направленным
светом настольной лампы (положительный фото- и теплотаксис).
Через несколько минут споры выходят из шейки (или разрыва в
стенке перитеция) в виде ленты или облака, поэтому их легко перенести на среду. Это свойство особенно ценно при выделении
грибов, плодовые тела которых погружены в субстрат (фотовкладка, фото 2.9а, б).

ИССЛЕДОВАНИЕ МИКОБИОТЫ ЖИВОТНЫХ
Нормальная микобиота рыб
Для исследований следует брать половозрелых особей
рыб, отловленных по окончании нереста в летне-осенний период
с помощью трала, невода или сетей. Обработку проб следует
производить в течение 1–5 часов после вылова рыбы. Для этого
с каждого экземпляра рыбы стерильными инструментами берут
кусочки кожи с чешуйчатым покровом (1 см²), жабр (1 г) и содержимое кишечников (1 г). Материал равномерно раскладывают на поверхность агаризованной питательной среды в стерильные чашки Петри. В качестве питательной среды можно использовать сусло-агар по Баллингу (Литвинов, 1969), рН 5.5–7.2. Эта
среда проста в приготовлении и позволяет наиболее полно выявлять видовой состав микобиоты (Литвинов, Дудка, 1975), также можно использовать среду Чапека (Кураков, Кокаева, 2023).
Для подавления развития бактерий в простерилизованную и
охлажденную до 45 ºС среду асептически добавляют антибиотики или кислоту. Для целенаправленного выделения и тщательного описания морфологии грибов рода Phoma использовали дополнительно овсяный агар (Кураков, Кокаева, 2023).
Чашки Петри выдерживают 5–7 суток при комнатной температуре, посчитывают колонии и выделяют грибы на среды.
Подсчитывают как общее количество колоний, так и количество
каждого типа колоний с последующим выделением грибов в
культуру (одну культуру из нескольких одинаковых). Анализ состава микобиоты рыб производится с помощью следующих пока243

зателей: частота встречаемости грибов каждого рода/вида (в %);
плотность диаспор грибов каждого рода; массовость данного рода
среди других родов грибов (расшифровка показателей дана ниже).
Для определения степени сходства микобиоты различных
видов рыб или одного вида рыб из разных водоемов используют
коэффициенты сходства, распространенные в сравнительной
флористике и фаунистике: Жаккара, Съеренсена-Чекановского,
Экмана (Шмидт, 1980), учитывающие лишь присутствие видов
(родов) при определении сходства. В исследованиях микобиоты
рыб при таких оценках повышается роль случайных видов (родов) грибов и в меньшей степени отражается сходство ее по
наиболее характерным для той или иной выборки видам (родам).
Мы применяли коэффициент сходства, который рассчитывается
как сумма наименьших относительных частот встречаемости
представителей каждого рода грибов и выражается в процентах
(Василевич, 1969). Аналогичным образом вычисляли коэффициент сходства с использованием показателя плотности диаспор и
массовости родов грибов (Воронин, 1986).
Согласно нашим результатам, микобиота рыб однотипных
(в широком смысле) водоемов состоит их трех групп грибов:
константных, непостоянных и “случайных”. На такие же группы
мы разделяли грибы в микокомплексах филлопланы, сведения о
которых изложены выше.
Первая группа – константные роды, составляющие основу
комплексов грибов на рыбе, присутствие которых не зависит от
вида рыбы и существенно не зависит от места ее обитания в
пределах однотипных водоемов. Они характеризуются высокими показателями частоты встречаемости и массовости. В мезо- и
эвтрофных водоемах это виды родов Penicillium и Phoma. Первые, как пояснено ниже, присутствуют в виде приклеившихся
диаспор, а вторые имеют активный рост. Грибов рода Phoma известно тысячи видов, анализ около 500 культур позволил установить наличие на рыбе и в воде 10 таксонов в ранге вида и разновидности (Воронин, 1989а, б).
Вторая группа – непостоянные роды грибов, представители которых характеризуются высокими показателями частоты
встречаемости и (или) массовости, входят в состав комплексов

244

на тех или иных органах рыб в зависимости от места их обитания, т. е. конкретного водоема или отдельных его частей.
Третья группа – “случайные” роды в микобиоте рыб, которые встречаются эпизодически.
При исследовании микобиоты рыб встает вопрос, в каком
морфофизиологическом состоянии грибы находятся на ней: активном или в виде покоящихся структур. Приведем примененный нами способ решения вопроса со слизью щуки. Активный
мицелий обнаруживали методом гомогенизации Джонстона и
Кросса (Johnston, Cross, 1976) в модификации Куинна (Quinn,
1984). Метод исходит из предположения, что при гомогенизации
активно растущий мицелий разрушается на все более и более
мелкие жизнеспособные единицы. При засеве определенного
количества такой суспензии количество колоний грибов будет
возрастать с увеличением времени гомогенизации. Через какоето время гифы будут разрушены на столь мелкие фрагменты, что
они утратят жизнеспособность. Если активно растущий мицелий отсутствует, то число колониеобразующих единиц увеличиваться не будет.
Гомогенизацию можно осуществлять механическим способом или воздействием ультразвука на суспензию. В наших
экспериментах был использован ультразвуковой диспергатор
УЗДН-2Т. Режим излучения определяли с помощью контрольных экспериментов, в которые брали культуру гриба Phoma
glomerata. Гомогенизацию ультразвуком проводили в режиме
44 кгц, 100 µА; время излучения (варианты опыта) составляло 0,
20 с, 1, 2.5, 4, 5.5 и 7 мин. Слизь с поверхности тела живых щук
собирали в стерильные бюксы и разводили стерильной водой в
соотношении 1:3. Далее проводили операции, описанные выше.
В составе слизи обнаружены грибы четырех родов: Phoma,
Cladosporium, Penicillium, Saprolegnia. После 2.5 мин гомогенизации достоверно увеличилось количество грибных зародышей
Phoma (+500%) и Cladosporium (+600%), количество КОЕ грибов рода Penicillium оставалось одинаковым на протяжении
5.5 мин гомогенизации (Воронин, 1989).
Некоторые виды грибов, выявленные в микобиоте здоровых
особей рыб, могут при определенных условиях переходить к паразитизму, особенно при плотной посадке в рыбоводных хозяй245

ствах (Марченко, 1988). Экспериментально мы проверяли роль
Phoma glomerata на нормальных и ослабленных иммунодепрессантом сеголетках карпа (Воронин, Микряков, 1992), но это уже
не чисто микологические, скорее, ихтиопатогенные исследования.

Микобиота беспозвоночных
Крупных беспозвоночных снимают скрепками с бетонных
пирсов, достают водолазы или выбирают из садков хозяйств.
Животных несколько раз промывают водопроводной, затем стерильной водой. Промытые особи помещают в раствор антибиотиков (смотрите выше), для избавления от бактериального загрязнения. Створки моллюсков, которые длительное время
находились в сухом состоянии также можно поместить в раствор 3%-ной перекиси водорода (H2O2), 2%-ный раствор марганцево-кислого калия (KMnO4), 70%-ный этиловый спирт.
Объект выдерживают в растворе в течение 1–5 мин, затем многократно промывают стерильной водой (Методические указания …, 2004).
Измельченных животных или их раковины помещают на
агаризованные среды или приманки, в качестве которых можно
использовать фильтровальную бумагу или другие субстраты с
добавлением небольшого количества воды (10–15 мл). Выросшие колонии пересеивают в пробирки со скошенной средой или
отдельные чашки (Пивкин и др., 2006; Борзых, 2013; Копытина,
Лебедовская, 2014).
Культивирование паразитов беспозвоночных животных,
вероятно, касается только факультативных, а не облигатных паразитов (Кураков, Кокаева, 2023).
Интерес к микобиоте планктонных организмов возник в
связи с распространением микопаразитов фито- и зоопланктона,
это в основном зооспоровые и грибоподобные организмы (Артемчук, 1981; Frenken at al., 2017; Воронин, Жданова, 2021).
Изучение паразитических грибов усложняется тем, что в лаборатории необходимо иметь двучленные культуры: культура хозяина, зараженная грибом. Для получения двучленных культур
подбирают питательные среды необходимые для роста хозяина
(Литвинов, Дудка, 1975).

246

Распространение и степень развития инфекции устанавливают при отборе пораженных зоопланктеров с подсчетом доли
пораженных животных. Наш опыт показывает, что для определения паразита должно быть отобрано много пораженных объектов, чтобы проанализировать все стадии развития паразита
(образование зооспорангиев, зрелые зооспоры, оогонии с ооспорами, антеридии). Пораженных особей следует зафиксировать в
4%-ном формалине (Воронин, Жданова, 2021). Такой же подход
можно использовать и для паразитов фитопланктона.
Особые отношения в экосистемах сложились между нематодами и грибами. С одной стороны, микотрофные нематоды
(питаются грибами), с другой стороны, известно приблизительно 700 видов грибов-нематофагов, питающихся живыми нематодами и их яйцами (Jiang et al., 2016), из них >50 видов обитают в
водной среде (Hyde et al., 2014). Грибы-хищники относятся к
разным
таксономическим
отделам
–
Chytridiomycota,
Zygomycota, Ascomycota, Basidiomycota и грибоподобным организмам (fungal-like) – Oomycota. Выделяют четыре группы
нематофагов по способу охоты: 1) ловят животных с помощью
липких (адгезивных) или механических гифальных ловушек;
2) облигатные грибы-эндопаразиты (заражают спорами, которые
прорастают в теле животного); 3) условно-патогенные сапротрофные грибы, проникающие в цисты нематод или самку кончиками гиф; 4) токсинообразующие грибы (обездвиживают
нематод до вторжения) (Hyde et al., 2014; Zhang et al., 2020).
Такие сообщества часто обнаруживают в гниющих растительных остатках, водорослях, донных отложениях. В пробах
мейобентоса, взятых на разных глубинах Черного моря, в том
числе и в сероводородной зоне, обнаружены свободноживущие
нематоды с признаками инфицирования грибами. Нематоды были обнаружены при разборе фиксированных проб в единичных
экземплярах, поэтому грибы на/в них не удалось выделить и
идентифицировать (Копытина, Сергеева, 2023).

Грибы в питании беспозвоночных
В публикациях указывается, что водные беспозвоночные
животные употребляют в пищу споры грибов разного генезиса.
Известна работа о питании личинок комаров, у которых извле247

кали пищеварительную систему и помещали ее на среду суслоагар (Бравина, 1987). Этим методом мы исследовали питание
зоопланктеров оз. Плещеево, используя среду Чапека (Воронин,
Жданова, 2023). В обоих случаях в составе пищи были выявлены споры терригенных грибов. Meyers S.P. и Hopper B.E. помещали целлюлозные маты, зараженные видами облигатно морских грибов, в природную среду. В результате экспериментов
установили, что мицелий лигнофильных грибов (Lindra
thalassiae Orpurt, Meyers, Boral & Simms, 1964, Lulworthia sp.,
Halosphaeriopsis
mediosetigera,
Hormodendron
sp.,
Cephalosporium sp. и Paradendryphiella arenariae) являются эффективной приманкой для привлечения и развития нематод из
родов Viscosia, Metoncholaimus, Oncholaimus, Symplocostoma,
Prochromadorella, Chromadora, Leptolaimus, Acanthonchus,
Monhystera, Diplolaimella и Araeolaimus. Следовательно, эти виды микромицетов можно использовать для культивирования
всеядных и микотрофных нематод. Авторами было сделано
предположение, что метаболиты грибов оказывают стимулирующее воздействие на другие микроорганизмы: бактерии, диатомовые водоросли, простейших, которые входят в пищевой рацион нематод (Meyers, Hopper, 1966, 1967).
Мы провели эксперимент. В чашку Петри поместили
30 плодовых тел грибов рода Corollospora и 15 H. mediosetigera,
которые трижды промыли стерильной морской водой. Нематод
извлеки из проб плавника, обработали стерильной морской водой
и поместили в чашки с плодовыми телами грибов. Эксперимент
проводили в двукратной повторности, контролем служила стерильная морская вода с червями, в каждую чашку помещали по
10 особей. Опыт длился 2 месяца, чашки экспонировали в термостате при температуре 18 ºС, в течение экспозиции не вносили
новые источники пищи. К концу эксперимента все плодовые тела
были разрушены, в воде не обнаружены споры и фрагменты мицелия грибов, количество червей уменьшилось до 8 и 9, они были
активны, что свидетельствует о питании нематод спорами грибов,
находящихся в перитециях. В контрольном варианте число нематод уменьшилось до 3. В ассоциациях присутствовали нематоды
Viscosia minor Filipjev, 1918, Oncholaimus sp., Monhystera sp. (Копытина, Сергеева, 2023).
248

Среды для выделения культур грибов
Выделение чистых культур производят чаще всего изоляцией гифы или споры и помещением ее на питательную среду.
Наиболее распространены следующие среды: Чапека, ЧапекаДокса, Сабуро, крахмало-дрожжевая (yeast-starch, YpSs), глюкозо-дрожжевая (Yeast-glucose, YpG), триптоно-глюкозная (TG),
пептоно-глюкозная (PG), агар с кукурузной мукой (corn-meal,
BBL), и другие, состав сред есть во многих работах (Литвинов,
Дудка, 1975; Методы …, 1982; Кураков, Кокаева, 2023).
Например, целлюлозоразрушающие грибы выделяют на
питательные среды, содержащие целлюлозу (фильтровальная
бумага) или синтетические среды с целлюлозой либо карбоксиметил-целлюлолозой. Грибы можно выделять на почвенный
агар: 500 г сухих измельченных осадков заливают 1 л воды,
настаивают сутки, периодически взбалтывая, кипятят 30 мин,
затем отфильтровывают через 1–2 слоя фильтровальной бумаги,
восстанавливают прежний объем жидкости, устанавливают
нужный уровень pH однозамещенным фосфорнокислым калием,
добавляют агар-агар (15–20 г), разливают в посуду и стерилизуют. Среды готовят на дистиллированной воде, или взятой из водоема исследования.
Для выделения грибов из талломов водорослей предлагается оригинальная среда: 100 г свежих водорослей, 0.4 г глюкозы, 0.4 г дрожжевого экстракта, 0.4 г KNO3, 15 г микробиологического агара, 1 л морской воды, автоклавировать при 0.5 атм. в
течение 30 мин (Коновалова, Бубнова, 2011).
Для выделения грибов с/из раковин моллюсков авторы
предлагают использовать следующую среду: 300 г моллюсков с
раковинами, 30 г глюкозы, 0.5 г дрожжевого экстракта, 15 г
микробиологического агара, 1 л морской воды, автоклавировать
при 0.5 атм. в течение 30 мин.

АНАЛИЗ ДАННЫХ
При описании полученных данных применяют показатели,
отражающие качественные и количественные характеристики
сообществ, часто используемые в биологии.

249

Частота встречаемости (B) отдельных видов – определяют в процентах по формуле:
B = (n/N)×100,
где n – число образцов (листьев, проб воды, осадков), в которых обнаружен данный вид, N – общее количество исследованных образцов.

Обилие (O) – отношение числа колоний данного вида к
общему числу колоний в образце:
О = di/D,
где di – число колоний данного вида, D – число колоний в образце.

Индекс значимости (ИЗ) (Importance index) – как суммы
частоты встречаемости (relative frequency) и плотности (relative density)
вида, где частота = количество наблюдений вида / количество наблюдений всех видов, плотность = сумма оценок плотности (density value)
вида / сумма оценок плотности для всех видов. Плотность оценивается
по 3-х балльной шкале через 5–7 суток инкубирования. На каждой
естественной единице субстрата определяют степень развития мицелия и интенсивность спорообразования по периметру и площади листа.
Балл 3 – развитие мицелия более чем на 3/4 периметра листа и интенсивное спорообразование; балл 2 – развитие мицелия на значительной
части периметра и меньшей интенсивности спорообразования или на
1/3–1/2 периметра, но с интенсивным спорообразованием; балл 1 –
развитие мицелия на 1/3 периметра с незначительным спорообразованием или на меньшем пространстве с интенсивным спорообразованием; балл 0 – отмечены единичные гифы, либо единичные конидиогенные структуры. Максимально возможное значение ИЗ = 2.00
(Suberkropp, Klug, 1976). Этот метод неплохо оценивает развитие анаморфных стадий водных и терригенных грибов, а для оценки телеоморф аскомицетов учитывали размещение по поверхности и численность аскокарпов. По нашему мнению, применение индекса значимости отражает реальное положение видов грибов в комплексе.
Количество проб, необходимое для выявления видового
состава грибов. Оценка ожидаемого количества видов.
Известно, чем больше отобрано проб, тем больше вероятность
обнаружения большего количества видов. На практике число
проб, которые отбираются с отдельного полигона или станций в
рейсе, ограничено. Поэтому не всегда есть возможность
установить полный видовой состав организмов.
Оценку ожидаемого количества видов на основе относительно небольшого числа проб проводят по методу Chao-1 и
250

Chao-2 (Ugland, Gray, 2004; Петров, Неврова, 2012). Прогнозируемое видовое богатство рассчитывают по общей формуле:
Stotal = Sobs + (a2/2b),
где Stotal – предсказанное общее видовое богатство, Sobs – найденное
число видов в изучаемом массиве проб, a – число видов, представленных 1 экз. (виды-синглетоны (одиночки) в Chao-1) или число видов,
встреченных только в 1 пробе (уникальные виды в Chao-2). Коэффициент b – число видов, имеющих численность 2 экз. (в Chao-1) или
число видов, обнаруженных только в 2 пробах (Chao-2).

Пример. Для расчета необходимого для исследования количества проб и прогнозируемого видового богатства использовали результаты исследований микобиоты в поверхностном горизонте воды. Проанализировали данные из прибрежных районов, подверженных высокой антропогенной нагрузке и влиянию
речного стока (Одесский морской регион, авандельта р. Дунай)
и открытой части моря, в которой проходили маршруты рейсов
НИС “Профессор Водяницкий” №№ 70, 72, 108 (всего 100
проб). Данные получены методом культивирования. Произвели
подсчет накопления видов по количеству проб в каждом регионе
и суммарный для пяти регионов (пакет программ
PRIMER® 5.2.8.). Для каждого исследуемого района установлено
число видов (табл. 2.2).
Таблица 2.2. Реальные (Sobs) и расчетные (Stotal) показатели видового
богатства грибов в поверхностном слое воды разных регионов Черного
моря
Район
исследования
Одесский морской регион
Авандельта
р. Дунай
Рейс № 70
Рейс № 72
Рейс № 108

Число
проб

Число
видов,
Sobs

a – число
видов,
обнаруженных
1 раз

b – число видов,
обнаруженных
2 раза

Stotal

23

32

12

5

46

15

23

10

5

33

22
25
15

30
20
21

10
13
4

8
4
8

36
41
22

Всего в пелагиали обнаружили 54 вида грибов. В массиве
из 100 проб первое плато с одинаковым числом видов соответ251

ствует 8–9 пробам – 42.6% (23 вида), второе – 11–15 пробам –
46.3% (25 видов), 21–24 пробы соответствуют выделению 59.3%
(32 вида) видового состава (рис. 2.10).
На примере 15 проб построены графики накопления видов
для каждого региона исследования (рис. 2.11).
y = 0.6931x + 40.887
y = 0.3743x + 22.079

1
7
13
19
25
31
37
43
49
55
61
67
73
79
85
91
97

Доля выявленных видов, %
Число видов

120
100
80
60
40
20
0

Пробы

%
Линейная (%)

число видов
Линейная (число видов)

Доля выделенных видов, %

Рис. 2.10. Доля выявленных видов (в % от 54 видов) и численность
видов в зависимости от числа проб. Параметры уравнений рассчитаны
для всех районов (100 станций).
120
100
80
60
40
20
0
1

2

р 72

3

4

5
р 108

6

7 8 9 10 11 12 13 14 15
Пробы
р 70
АД
ОМР

Рис. 2.11. Доля выявленных видов (в % от 54 видов) в зависимости от
числа проб по районам исследования. Примечание: уравнения графиков. Pейс 72 – y=3.6071+32.81; Pейс 108 – y=2.9082x+61.814; Pейс 70 –
y=4.1429x+13.524; АД (авандельта р. Дунай) – y=6.972x+8.2816; ОМР
(Одесский морской регион) – y=4.0067x+29.405.

252

Графики накопления видов грибов в поверхностном слое
воды показывают, что в 6–7 пробах можно выделить от 43 до
90% видового состава, характерных для района, не зависимо от
уровня трофности.
Исходные данные численности видов в поверхностном
слое воды регионов использовали для расчета прогнозируемого
видового богатства по методу Chao-2 (табл. 2.2). Расчетные показатели видового богатства превышали реальные на 5.0–105%.
Значения расчетных показателей находятся в прямой зависимости от числа видов обнаруженных 1 раз.
Наиболее важными в биологических исследованиях являются показатели: 1) видовое богатство, или общее число видов;
2) выравненность – основана на относительном обилии или каком-либо другом показателе значимости вида и положении его в
структуре доминирования (Шитиков и др., 2003).
Используя данные по количеству выявляемых видов и их
численности, рассчитывают показатели видового разнообразия:
индекс Маргалефа (DMg = S-1/ln N), индекс Шеннона (H´ = ƩRi=1 ρi ln ρi,
где pi – доля вида i от общей численности особей (или общей биомассе). R – количество видов; индекс выровненности Пиелу (J = H/lnS,
где H – индекс Шеннона, S – число видов), индекс Симпсона (С =
(ni/N)2, где ni – оценка значимости каждого вида (численность или
биомасса), N – сумма оценок значимостей. При возведении в квадрат
малых отношений ni/N получают очень малые величины, индекс Симпсона тем больше, чем сильнее доминирование одного или нескольких
видов (Шитиков и др., 2003).

Количество индексов, применяемых для характеристики
сходства видового состава организмов или их количественных
характеристик (численность и биомасса) очень много. Наиболее
распространены в микологии индексы, широко применяемые в
практике гидробиологических исследований:
индекс сходства видового состава Съёренсена (S = 2c/(a+b)), индекс
Жаккара (Ij = n/ a+b-c), индекс Браун-Бланке (Ib = c/max (a,b)) (где a –
число видов в первом микокомплексе; b – число видов во втором
комплексе, c – число видов общих для двух комплексов); индекс
сходства Брея-Кёртиса (IB= 2w/a+b, где w – сумма меньших
количественных показателей для видов, отмеченных на обеих
станциях; а – число видов на первой станции, b – число видов на
второй). Данный коэффициент можно использовать как для

253

количественных
данных,
так
и
по
видовому
составу
(присутствие/отсутствие) (Clarke et al., 2014; Неврова и др., 2015).

При использовании индексов или коэффициентов следует
учитывать размер выборки, желательно чтобы количество проб
было одинаковым или сопоставимым.
Существует мнение: “При анализе разнородных массивов
данных, различающихся в пространственном и временном отношении, применение традиционных индексов видового разнообразия не дает надежных выводов. Эти индексы сильно зависимы от размера проб и малопригодны для сравнительного анализа данных с неизвестным (и, по всей видимости, разным) числом проб. Поэтому применение вышеуказанных показателей для
сравнительной оценки биоразнообразия, заведомо малоэффективно или вообще невозможно, когда размер и количество отобранных проб, а также типы биотопов в местах отбора значительно различаются” (Неврова и др., 2015, с. 11). В случае, когда
в видовом составе одного сообщества доминируют близкородственные виды, а в другом принадлежащие к разным таксономическим ветвям, но количественные показатели схожи, то
применение перечисленных выше индексов не выявит различия
между ними (Неврова и др., 2015).
В биологии особое внимание проявляют к видовому богатству – определению числа видов в сообществе, поскольку
существует связь между видовым богатством и абиотическими
условиями среды. Понятия таксономическое и видовое разнообразие не тождественны и могут изменяться независимо друг от
друга. Число видов, родов, семейств в рассматриваемых сообществах, а также число (или процент) этих таксонов в составе
более крупных систематических групп, характеризует флористическое (фаунистическое) богатство территории и его систематическое разнообразие (Шмидт, 1984).
Представление флористического богатства в виде таблицы
с указанием числа высших и низших таксонов, и пропорций р/с,
в/с, в/р, отражает только число таксонов разного ранга, и равномерность распределения видов по двум нижним таксономическим ступеням, но не выявляет их таксономическую общность
(различие).

254

В конце 1990-х гг. появилась возможность оценить таксономическое разнообразие количественно с помощью таксономических индексов (индекса средней таксономической отличительности (или таксономического своеобразия)) Δ+ (Average
Taxonomic Distinctness index, AvTD) и индекса вариабельности Λ+
(Variation in Taxonomic Distinctness index, VarTD). Индексы определяют среднюю степень филогенетического сходства между обнаруженными видами в разных точках (районах) исследования.
Индексы успешно применяют в работах по изучению зоо- и фитобентоса, макрофитов (Warwick, Clarke, 1998, 2001; Mouillot et
al., 2005; Неврова, Петров, 2008; Petrov et al., 2010; Clarke et al.,
2014). Мы также начали внедрять эти индексы в анализ таксономической структуры микокомплексов (Копытина, 2020; Kopytina,
Bocharova, 2021; Voronin, Kopytina, 2023).
Таксономические индексы рассчитывают, исходя из наличия или отсутствия таксона в пробе (регионе), при этом учитывается систематическая связь видов в каждой пробе (вид, род,
семейство и т.д.) и не зависят от количества видов и числа проб.
Индексы обеспечивают статистически обоснованное заключение о близости таксономической структуры в пределах сообщества. Когда два вида относятся к одному роду, нужно сделать
один шаг для достижения общего узла в иерархическом древе.
Если виды относятся к разным родам одного семейства, понадобится два шага (шаг вид–род и шаг род–семейство) и т.д. Значение индекса Δ+ изменяется в пределах от 0 до 100. Индекс Δ+ –
средняя длина связей между видами в таксономическом древе
отражает вертикальные связи, его рассчитывают по формуле:
Δ+ = [ΣΣi˂j ⍵ij]/[S(S–1)/2],
где S – количество видов в выборке; ⍵ij – мера таксономического различия, установленной длиной пути, который связывает виды i и j в
классификации Линнея.

Индекс Λ+ – дисперсия парных длин связи, отражает горизонтальную пропорцию сообщества (с учетом числа таксонов на
каждом уровне иерархического древа). Формула для расчета Λ+:
Λ+ = [{ΣΣi˂j ωij2}/{S(S–1)/2}] – [Δ+]2,
обозначения см. выше; индекс принимает значение от 0 до 1000.

255

Индексы рассчитывают по матрице видов изучаемого
района, которую агрегируют с матрицей, содержащей список
таксонов, известных в этом биотопе всего изучаемого водоема.
Значения индексов, рассчитаны при 1000-кратных случайных
комбинациях для ряда подмножеств из разного числа видов
(Clarke et al., 2014). Чем больше в рассматриваемом сообществе
представителей из поливидовых ветвей, тем ниже показатели
выравненности таксономической структуры и меньше значения
индексов Δ+ и Λ+. Значение индекса Δ+ = 0, когда в пробе обнаружен 1 вид. Индекс Λ+ = 0, когда: а) обнаружен 1 вид; б) все
виды относятся к одному роду; в) все виды принадлежат к разным ветвям древа и пересекаются на уровне порядка.
В пакете статистических программ PRIMER (Warwick,
Clarke, 1998, 2001; Clarke et al., 2014) с использованием функции
TAXDEST вычисляют значений индексов и строят графики. Графики имеют форму воронки (вероятностная воронка, 95%), которая сужается по направлению увеличения числа видов, а суженная часть приближается к условной средней рассчитанной величине индексов, обозначенной на графике пунктирной линией.
Пример. В прибрежных и морских биотопах/субстратах
полуострова Крым выявлено 275 видов грибов из 105 родов, 48
семейств, 27 порядков, 13 классов из отделов Ascomycota,
Basidiomycota, Zygomycota, относящихся к царству Fungi и
Oomycota, Bigyra из царства Chromista. По биотопам число видов микромицетов изменялось от 17 (кожа дельфинов, ДЕЛ) до
157 (донные отложения, О) (табл. 2.3). Во всех биотопах обнаружен один общий вид и представители одного семейства, а 148
видов (53.8%) были отмечены только в одном.
Максимальное количество таксонов всех рангов относилось к отделу Ascomycota. Основная часть списка видов представлена поливидовыми ветвями: 7 “ведущих” семейств – 59.3%
(163 вида, из отдела Ascomycota 6 семейств, отдела Zygomycota
– одно). По числу видов в отделе Ascomycota доминирует семейство Aspergillaceae (56), замыкает список Chaetomiaceae (10).
Наиболее насыщенные поливидовые ветви в структуре микобиоты образуют роды Aspergillus – 29 видов, Penicillium – 24,
Candida – 14.

256

Таблица 2.3. Показатели видового богатства, таксономического разнообразия и таксономической сложности разнообразия (ТСР) морской
микобиоты, выделенной из биотопов/субстратов полуострова Крым
Показатели
микобиоты

Ранг,
пропорции,
индексы

Видовое
богатство
Таксономическое
разнообразие

Пропорции

ТСР

Биотоп/субстрат
В

О

Вид

150

157

Род
Семейство
Порядок
Класс
Отдел
Царство
р/с
в/с
в/р
Δ+
Λ+

54
30
10
10
4
2
1.8
5.0
2.8
67
394

61
29
8
8
4
2
2.1
5.4
2.6
65
365

ВОД

ZM

Б/П

ДЕЛ

ДРЕВ

76

33

30

17

43

36
17
7
7
3
2
2.1
4.5
2.1
65
447

13
9
5
5
2
2
1.4
3.7
2.5
63
447

23
17
8
8
4
2
1.4
1.8
1.3
79
436

11
9
4
4
1
1
1.2
1.9
1.5
63
298

23
10
4
4
2
1
2.3
4.3
1.9
60
320

Значения индексов близкие к среднеожидаемой величине
Δ+ (66 ± 2) (табл. 2.3, рис. 2.12а) зафиксированы в комплексах
воды и на коже дельфинов. На графике символы значений этих
индексов входят в вероятностную воронку или находятся на ее
нижней границе. Основа видового состава микромицетов представлена поливидовыми родами, объединенными в 4–7 “ведущих” семейства, но наиболее представлены Aspergillaceae и
Incertae sedis (порядок Saccharomycetales), количество видов из
этих семейств составляло 37.3–47.1% видового состава. Символы комплексов Z. maritima, водорослей, древесины и осадков
расположены ниже воронки. В их составе отмечены виды из 3–7
ведущих семейств (62.4–65.1%), но доля семейств Aspergillaceae
и Incertae sedis была мала (4.5–7.0%). В комплексах грибов водорослей, Z. maritima и осадков доминировали представители
семейства Incertae sedis (пор. Hypocreales) – 11.5–53.8%, а на
древесине Halosphaeriaceae – 30.2%. Структура этих комплексов
упрощена, а виды неравномерно распределены по высоким рангам таксономического древа (пропорции в/с=3.7–5.4, в/р=1.9–2.6).
Максимальная сложность разнообразия отмечена в микокомплексе покровов беспозвоночных. Символ комплекса на графике
расположен выше доверительной воронки. Малочисленный видовой состав грибов (30) распределен по четырем отделам, двух
257

царств со значениями пропорций р/с=1.4, в/с = 1.8 и в/р = 1.3,
что указывает на наличие большого числа моно- и олиговидовых ветвей в структуре комплекса. Максимальное значение индекса вызвано присутствием грибоподобных видов из отдела
Oomycota (Chromista), которые были обнаружены только на
беспозвоночных животных. Чем выше таксономический уровень (порядок – царство) организмов, присутствующих только в
одном комплексе, тем выше значение индекса.

Рис. 2.12. Значения таксономических индексов Δ+ (а) и Λ+ (б) для биотопов/субстратов прибрежья полуострова Крым, рассчитанных на основе
мастер-листа, содержащего 275 видов. Примечание: границы воронки –
95% вероятности, пунктирная линия – среднеожидаемые значения индексов; В – вода; О – осадки; ВОД – водоросли; ZM – Zostera marina;
Б/П – беспозвоночные; ДЕЛ – кожа дельфинов; ДРЕВ – древесина.

Среднеожидаемое значение индекса Λ+ соответствует
386±23 (табл. 2.3, рис. 2.12б). Значения индексов микокомплексов с кожи дельфинов, беспозвоночных и древесины близки к
среднему уровню выравненности числа видов по горизонтальной структуре: небольшое число видов распределено по большому числу семейств из 1–4 отделов, пропорции в/р=1.3–1.9.
Значения индексов комплексов остальных биотопов выше среднего и расположены над доверительной воронкой, что указывает
на очень неравномерное распределение видов в высших рангах
некоторых таксономических ветвей. Так, в воде, осадках и на
водорослях присутствовало большое число представителей семейства Aspergillaceae (28.7–39.4%). О наличии в структуре
комплексов поливидовых ветвей свидетельствуют и значения

258

соотношений в/р – 2.1–2.8, но, в комплексы входят не только
поливидовые ветви, в этом случае значение индексов Λ+ было
бы минимальным, а значения индексов намного выше средних
обеспечили единичные виды из отделов Basidiomycota (1–7),
Zygomycota (0–13), Bigyra (1–3). Максимальное значение индекса комплекса Z. maritima обусловлено тем, что в видовом составе обнаружены таксоны двух отделов из двух царств, причем
таксоны царства Chromista составляли всего 6.0%.
Графики таксономических индексов Δ+ и Λ+ наглядно показывают различия таксономического состава по биотопам, а
также помогают визуализировать пропорции микобиоты.
Максимальное сходство структуры микокомплексов по
коэффициенту Брея-Кёртиса отмечено в биотопах воды и донных отложениях – 56.7% (общие 89 видов), минимальное в биотопах воды и древесины 8.3% (общие 8).
В биологии часто применяют графическое изображение
сходства сообществ, в форме кластерного анализа и MDS ординации (Ordination of samples by Multi-Dimensional Scaling) – графическое маcштабирование, степени сходства станций (основанные на различных индексах) – расстояние между станциями в
многомерном пространстве, с последующим наложением их на
двухмерное, (Ревков, Неврова, 2004; Бубнова, 2005; Гринцов,
2022; Velez et al., 2022). Данные методы связаны и MDS – это отражение кластерного анализа, однако при наличии большого массива данных использовать этот вид графического отображения
сходства сообществ нагляднее. Рассмотрим примеры на пробах
донных отложений, взятых в Черном море в течение рейсов НИС
“Профессор Водяницкий” № 72, 86, 90, 93 (рис. 2.13).

Рис. 2.13. Карта-схема
станций отбора проб
донных
отложений,
выполненных в 2013–
2017 гг. в рейсах НИС
“Профессор Водяницкий” №№ – 72, – 86, –
90, – 93.

259

Графики MDS наглядны и просты по восприятию, так как
данные обозначенны условными символами, например, номер
рейса, глубина отбора проб, тип осадков (рис. 2.14). На графике
MDS-ординации, значение показателя Stress ≤0.2 свидетельствует
о высокой точности распределения символов данных (рис. 2.15).

б
1\72

Stress: 0,13
6\86

1\905\907\72
41\72
1\72
29\72
43\72
49\72
19\93
12\72 37\72
3\86 33\72
4\72
16\72
8\72
44\72
15\722\7221\935\86
2\93
9\90 13\7222\93
8\90
3\72 26\72
23\93
31\72 14\7235\72
27\72
11\90
17\9332\72
40\86
5\72
38\72 33\93
13\86
41\8612\93
6\72
28\72
7\86
23\72
5\93 18\72
28\93
34\72
7\90
4\86
30\72
31\93 34\93
43\8636\72
12\90
42\86 47\72
11\93

Рис. 2.14. Дендрограмма группирования (а) и неметрическое многомерное масштабирование в двух
измерениях (MDS ординация) (б)
микокомплексов донных отложений. По коэффициенту сходства
Брея-Кёртиса. 1\72 – первая цифра
обозначает номер станции \ вторая
номер рейса.

Рис. 2.15. Неметрическое многомерное масштабирование в двух измерениях (MDS ординация) сходство микокомплексов (по количеству
видов и численности) на станциях отбора донных отложений: по но-

260

меру рейса (а); глубине отбора проб (б); типу донных отложений (в) в
Черном море, взятых в рейсах НИС “Профессор Водяницкий” № 72,
86, 90, 93. Примечание: ИС – ил серый; ИЧ – ил черный, Р – ракуша;
П – песок; П+ИЧ – песок + ил черный; ИС+Р – ил серый + ракуша;
П+Р – песок + ракуша; ИЧ+Р – ил черный +ракуша

Связь абиотических факторов с количественной
структурой комплексов грибов
Живые организмы тесно связаны с биотическими и абиотическими факторами среды, однако выявить их влияние на состояние микобиоты очень сложно.
Еще одна функция MDS – схематическое изображение относительных значений биотических и абиотических параметров
по станциям отбора проб. Пузырьковое масштабирование биологических данных получают по двум биотическим матрицам:
сходства станций (функция Similarity) и таблицы, отражающей
количество видов, численность организмов и значения биологических индексов (функция DIVERSE). Схематические значения
абиотических параметров получают, сопоставляя биотическую
матрицу сходства станций с данными абиотической матрицы
(Clarke, Warwick, 2001).
Пример. На станциях отбора проб в Черном и Азовском
море (рейс № 108 НИС “Профессор Водяницкий”) (рис. 2.16),
рассмотрим относительные значения количества видов грибов,
численности (КОЕ/см3) и физико-химических параметров воды на
графиках MDS (рис. 2.17).

Рис. 2.16. Схема станций в
Черном
и
Азовском морях,
выполненных в рейсе
№ 108
НИС
“Профессор
Водяницкий”.

261

Рис. 2.17. Пузырьковые графики неметрического многомерного масштабирования в двух измерениях (MDS ординация) данных по станциям
отбора проб: S – количество видов грибов; N – численность грибов,
КОЕ/см3; Н – глубина; концентрации – NO2, NO3, Si. Размер окружности
соответствует значению фактора. 106А–115А – станции.

Для выявления влияния абиотических факторов среды на
структуру комплексов грибов производиться расчет максимальных коэффициентов ранговой корреляции Спирмена (ρmax). Сопоставляются биотическая (количество видов и их численность)
и абиотическая матрицы сходства (в нашем случае параметры
воды: H (глубина), Т ºС (температура), S‰ (соленость), плотность, рН, концентрации O2, NO2, NO3, NН4, РO4, Si). Результаты
получены с применением функции BIOTNV (Clarke, Warwick,

262

2001). Анализ показал, что из рассматриваемых физикохимических характеристик воды, статистически значимые коэффициенты корреляции Спирмена (ρmax=0.503–0.513) обусловили четыре фактора: H, NO2, NO3, Si (табл. 2.4).
Таблица 2.4. Наиболее высокие значения коэффициента ранговой корреляции Спирмана (ρmax) для комбинаций из разного числа переменных
Значение
0.513
0.512
0.503

Переменные
Глубина, NO2
Глубина, NO2, NO3
Глубина, NO2, NO3, Si

Количество переменных
2
3
4

После установления группы факторов, оказывающих влияние на структуру микокомплексов выполняют кластерный и MDS
анализы станций по значениям ключевых переменным на уровне
минимальных значимых показателей индекса (ρmax= 0.503).
Результаты анализов разделили станции на 3 группы.
В группу 1 вошли прибрежные станции Кавказского побережья
и прилегающих открытых вод (исключение ст. 135), в группу 2 –
остальные станции северной и центральной части Черного моря,
в группу 3 – все станций Азовского моря (рис. 2.16, 2.18).

Рис. 2.18. Дендрограмма группирования (а) и неметрическое многомерное масштабирование в двух измерениях (MDS ординация) (б) микокомплексах на станциях Черного и Азовского морей, на основе относительного сходства по четырем ведущим абиотическим параметрам
(глубина отбора проб, содержание NO2, NO3, Si), обусловливающих
количественное распределение грибов в пелагиали морей (ρmax=0.503).
Примечание: Группа 1 – станции №№ 124, 127, 130, 132, 138 (Черное
море); группа 2 – станции №№ 17, 33, 38, 55, 56, 57, 97, 98, 135 (Черное море); группа 3 – станции №№ 106А – 115А (Азовское море).
263

Получена прямая зависимость количества видов и численности грибов от глубины и NO3, обратная от NO2 и Si. Глубина
водоема – это набор взаимосвязанных условий среды, например:
с увеличением глубины уменьшается температура, концентрация O2, прозрачность; увеличивается плотность и соленость воды, поглощение и рассеивание света, поэтому глубина влияет на
структуру микокомплексов, а также видовое разнообразие всех
организмов (Копытина и др., 2023).
В микологии широкое распространение получил анализ
главных компонент (PCA) (Бубнова, 2005; Коновалова, Бубнова,
2011; Velez et al., 2022).
Сезонная изменчивость структуры микокомплексов.
Нативная вода. Сезонную динамику количественных характеристик грибных комплексов в нативных пробах воды, проанализировали на примере акватории северо-западной части Черного
моря. Весной и осенью в море поступает большое количество
аллохтонного органического вещества, насыщенного мицелием
и спорами эвритопных грибов, а также биогенные элементы,
которые стимулируют вегетативный рост грибов в морских
условиях. Весной в воде зафиксирована максимальная средняя
плотность пропагул с преобладанием клеток гиф (98.6–99.6%),
второй пик численности грибов отметили осенью (клетки гиф
94.2–99.7%), минимум – зимой. Выявили, что распределение
плотности пропагул и биоморфологическая структура комплексов (соотношение клеток гиф и спор в их составе) находится в
прямой зависимости от сезонной изменчивости концентраций
нитратов. Весной и осенью, при наибольших концентрациях
биогенов, отмечены наибольшие значения численности пропагул, которые представлены преимущественно клетками мицелия. Летом минимальным концентрациям нитратов соответствовала низкая плотность пропагул с минимальной плотностью
клеток мицелия (33.7–35.7%). Годовой ход изменчивости концентраций нитратов – максимальные значения весной, минимальные летом. Различие комплексов грибов в водной толще по
сезонам статистически достоверно (общий коэффициент корреляции R = 0.741, р = 0.2%) (Копытина, 2009).

264

ОЦЕНКА СОСТОЯНИЯ ВОДНЫХ ОБЪЕКТОВ
ПО МИКОЛОГИЧЕСКИМ ПОКАЗАТЕЛЯМ

Результаты микологических исследований можно применять для оценки состояния гидроэкосистем. Целесообразность
применения микологических данных подтверждается в сочетании с комплексными гидробиологическими исследованиями
(Воронин, 2023). Наши исследования показали, что микологические параметры могут использоваться, наряду с другими, а также указывать на степень и направленность антропогенного воздействия не экосистемы водоемов (Воронин, 1992, 1996, 2010;
Воронин, Солнцева, 1994а).
Одним из основных микологических показателей является
заспоренность воды, он используется при установлении трофического статуса и степени антропогенного загрязнения водного
объекта. При анализе численности пропагул грибов следует учитывать зональный фактор расположения объектов, а также включать локальные требования, аналогичные применяемым при
классификации водоемов по трофическому статусу. Под локальными требованиями мы понимаем расположение озер или водотоков в относительно небольшом регионе, в пределах единого
комплекса или группы сходных комплексов (Воронин, 2010,
2023). Указанные факторы влияют как на численность пропагул,
так и на биоморфологическую структуру комплексов (выясняется в случае применения метода прямого микроскопирования).
Основная масса пропагул, выявляемых методом посева на агаризованные среды, принадлежит терригенным грибам и поступает
в водоемы с терригенными стоками, поэтому их численность и
состав во многом определяются величиной и характером водосбора, сложением берегов, особенностью прилегающих территорий и характером их использования в хозяйственном отношении.
Наложение разнообразия ландшафтных природных комплексов
на зональные особенности водоемов не позволяет выявить четких зональных закономерностей и состава грибных пропагул, как
это сделано для почв биогеоценозов основных природных зон
(Мирчинк, 1988). Однако можно говорить о тенденции возрастания уровня заспоренности воды от тундровых озер к озерам зоны
смешанных лесов в пределах одного трофического статуса (Воронин, 2010).

265

Интересные результаты получены по блоку “Биоразнообразие” в программе “Экология Воркуты” при установлении биологической индикации на территории относительно небольшой и
однородной в ландшафтном отношении территории Воркутинского промышленного района (Воронин, 1996). Был установлен
общий уровень заспоренности воды (численность дрожжей и
пропагул мицелиальных грибов) в 10 речных пунктах и 11 озерах
в короткие сроки. Суммарный уровень заспоренности воды варьировал от 2.3 до 1527.1 тыс. пропагул/л и позволил разделить
водные объекты на группы от условно-чистых до сильно загрязненных. Особенно важными оказались данные по численности
конидий водных грибов от 0 до 903 пропагул/л (Воронин, 1996,
1997), которые принимают активное участие в качестве деструкторов растительных субстратов (в нашем случае это погруженный опад карликовой березы, ивы и отмершие листья сабельника
болотного).
Микологические показатели были подтверждены результатами исследований видового состава зоопланктона и определением индекса сапробности, проведенными одновременно (Коренева, Чалова, 1996). Подобные комплексные исследования
были проведены при изучении процессов ацидификации водоемов (Воронин, Солнцева, 1994а).
Для всех водных грибов и грибоподобных организмов одним из наиважнейших факторов среды является содержание
растворенных органических веществ (РОВ). В условиях относительно невысоких температур и концентраций солей, повышение в воде концентрации РОВ вызывает увеличение видового
разнообразия этих организмов. Если увеличение концентрации
РОВ сопровождается другими видами загрязнений, видовое разнообразие и частота встречаемости зооспоровых грибов снижается вплоть до исчезновения (Bärlocher, 2016; Воронин, 2023).
В реках, протекающих через крупные населенные пункты,
микобиота различается по течению реки: выше города она богата и разнообразна, ниже – беднее и сильно отличается по качественному составу (Batko, 1975). В загрязненных водоемах преобладают темнопигментированные (меланинсодержащие) микромицеты, устойчивые к неблагоприятным факторам (представители классов Dothideomycetes, Sordariomycetes, в меньшей
266

степени Eurotiomycetes). Меланиновые пигменты обладают способностью к детоксикации ядовитых соединений и способствуют повышению выживаемости организмов в экстремальных
условиях (Терехова, 2007; Voronin, 2014; Микроорганизмы как
агенты …, 2018). Количество видов, обладающих способностью
к токсинообразованию, также повышается в антропогенно
нарушенной среде и увеличивается их численность (КОЕ). Микотоксины способствуют выживанию отдельных видов грибов в
конкуренции с другими видами микроорганизмов. Например,
увеличивается число видов рода Aspergillus (Марфенина, 2005;
Донерьян и др., 2016). Эти грибы характеризуются широким
ареалом распространения, высоким уровнем спорообразования
и устойчивостью к нескольким видам экстремальных воздействий: повышенной температуре, увеличенной концентрации
тяжелых металлов, городским местам обитания, коммунальнопромышленным стокам.
Антропогенное эвтрофирование и загрязнение лотических
и лентических экосистем вызывают изменения видового разнообразия грибов и перестройку грибного комплекса. Был установлен
видовой состав грибов, характерный для разных видов загрязнений (Pietryczuk et al., 2017; Cudowski, Pietryczuk, 2020; Grossart at
al., 2021; Воронин, 2023). Например, индикаторы нефтяного загрязнения – Alternaria alternata (Fr.) Keissl., 1912, Aspergillus flavus Link, 1809, As. fumigatus Fresen., 1863, As. niger Tiegh., 1867,
As. versicolor (Vuill.) Tirab., 1908, Penicillium aurantiogriseum
Dierckx, 1901, P. citrinum Thom, 1910, P. decumbens Thom, 1910,
P. simplicissimum (Oudem.) Thom, 1930 (Григориади и др., 2011;
Al-Nasrawi, 2012; Донерьян и др., 2016; Al-Dossary et al., 2019).
При антропогенном эвтрофировании в водоемах наблюдается уменьшение видового разнообразия. Численность грибов
может оставаться без изменений, снижаться за счет элиминирования видов, чувствительных к данному загрязнителю, или увеличиваться за счет массового развития толерантных видов. Численность пропагул грибов в Куйбышевском водохранилище и
пойменных Васильевских озерах Самарской области не коррелировала со степенью техногенного загрязнения воды; качественный состав микобиоты достоверно различался, что свидетель-

267

ствует о перестройке грибного комплекса под влиянием загрязнения (Семенова, 1994; Терехова, 2007).
Перечисленные изменения характерны для пресноводных
и морских экосистем.
Изменение качества водной среды подтверждают количественные методы биологической оценки. Для выявления комплекса индикаторных видов вычисляют значения индекса индикаторной валентности “Indicator value” (IndVal) по формуле:
IndVal = Nij/Nt×Pij/Pj×100%,
где Nij – средняя численность вида в группе; Nt – сумма значений средней численности вида в каждой из групп; Pij – количество проб в пределах групп, в которых отмечен вид; Pj – общее количество проб в
данной группе (Прокопенко, 2018).

Пример. Анализ наличия видов-индикаторов проводили в
пелагиали Одесского морского региона в летне-осенний период
2008–2012 гг. Были взяты 258 образцов воды с 22 станций, на
которых произведен отбор проб не менее 3 раз. Район испытывает постоянное береговое антропогенное воздействие со стороны хозяйственной деятельности городов Одесса, Черноморск
(Ильичевск) и Южный, их портов, судоходства, дноуглубления,
неочищенных ливневых и дренажных стоков, а также влияние
стока рек Днепр (93.4%), Южный Буг (5.7%) и открытой части
моря. Максимальные концентрации биогенных и органических
веществ отмечены в районах станций биологической очистки
(СБО) “Северная” и “Южная”. В сумме они поставляют в морскую среду 38% нитратов, 79% нитритов, 86% аммонийного
азота, 87% фосфатов и 69% органических соединений от общего
их количества, которое поступает с берега (Одесский регион …,
2017). Регион характеризуется как переходная зона от мезотрофной к эвтрофной при среднем многолетнем значении TRIX
= 5.3 (значения индекса 4–5 – средний трофический уровень; 5–
6 – высокий уровень, низкое качество воды) (Дятлов и др.,
2013а, б). Такой уровень трофности водоема означает переход
от пороговых изменений к необратимым (Дятлов и др., 2013а).
Индекс трофности экосистемы TRIX основан на показателях
концентрации основных биогенных элементов (азота и фосфора), степени насыщения воды кислородом и концентрации хлорофилла (Vollenweider et al., 1998).
268

Для 9 видов грибов с наибольшей частотой встречаемости
вычислили индексы индикаторной валентности в районах разного трофического статуса среды, стоков (ливневые и очистительные сооружения) и нефтяного загрязнения (табл. 2.5).
Таблица 2.5. Индикаторные видов грибов в нарушенных условиях
окружающей среды
Фактор

Мезотрофная зона
Эвтрофная зона

Ливневые стоки,
очистные сооружения
и прилегающие станции
Нефтяное загрязнение

Вид гриба

Aspergillus fumigatus | Alternaria alternata
Aspergillus clavatus | Penicillum expansum | As. fumigatus
| Penicillum citrinum | Al.
alternata | Al. tenuissima
Cladosporium cladosporioides | Al. alternata | Aspergillus niger
Al. alternata | As. fumigatus|
As. niger

Индекс индикаторной валентности
IndVal, %
15.7 | 12.8
21.2| 7.7 | 16.5 |16.1
|14.0 | 12.5

28.3 | 17.5 | 12.3

40.0 | 60.0 | 35.7

В акватории обнаружены 14 видов грибов, содержащих
меланин (27.5% от видового состава). Высокие значения индексов вычислены для видов Cladosporium cladosporioides (Fresen.)
G.A. de Vries, 1952, Alternaria alternata, Aspergillus niger они доминировали на станциях, расположенных в районах ливневых
стоков и очистных сооружений. Наши исследования подтвердили, что виды грибов, имеющие самые высокие коэффициенты
валентности – As. fumigatus, Al. alternata – резистентны ко всем
изученным неблагоприятным факторам (Копытина, 2020). Перечисленные виды грибов эврибионты, поэтому широко распространены, однако доминируют при повышенных антропогенных
нагрузках на окружающую среду.
В регионе преобладали виды рода Aspergillus (17 видов,
34%). A. flavus и A. fumigatus относятся к III группе патогенных
микроорганизмов. Представители родов Alternaria, Penicillium,
Fusarium, Aspergillus являются возбудителями гиалогифомикозов, поражающих органы дыхания, кровь, ЦНС, кожи, почек,

269

органов зрения и приводящие к летальному исходу у лиц с иммуносупрессией разного генеза (Пестерев, Хардикова, 2020).
В составе грибов зафиксированы 36 видов (70.6%) из перечисленных родов, что также подтверждает наличие антропогенного
загрязнения (Копытина, 2020).

МИКРОЗООПЕРИФИТОН
СБОР ПРОБ
Визуальные наблюдения
Отбору проб предшествует обследование прибрежной зоны, где производятся визуальные наблюдения, стандартные для
любых гидробиологических исследований. В описание входят:
1) номер пробы (или серии проб), 2) дата и время наблюдений,
3) название водного объекта, 4) местонахождение отбора пробы.
Приводятся также сведения о температуре воды, воздуха и других погодных условиях в момент отбора пробы. Кроме этого,
важен поиск информации о погодных условиях в предшествующие дни, т.к. ретроспективная информация о погоде помогает
объяснить возникновение возможных аномальных гидрологических явлениях. В журнале должно быть также дано визуальное
описание гидрологических параметров: 1) скорости течения (по
шкале: отсутствует, очень медленное, медленное, спокойное, не
очень быстрое, очень быстрое), 2) цвета воды, 3) прозрачности
воды (по шкале: прозрачная, слабо мутная, мутноватая, мутная,
сильно мутная), 4) характеристики взвеси с перечислением возможных ее видов (лёсовидная, минеральные частицы глины,
песка, иловые частицы, растительный детрит, дрифт водорослей
перифитона, фитопланктон, бактериальная слизь), 5) степени
наполнения русла. Приведенные характеристики лучше перечислить в матрице журнала с тем, чтобы подчеркнуть те из них,
которые наблюдаются, либо пометить их наличие знаком “+".



И. А. Мухин
Российский государственный гидрометеорологический университет,
Санкт-Петербург, 195196, Малоохтинский пр., 98;
e-mail: ivmukhin@mail.ru
270

При исследовании собственно перифитона очень полезна
информация о внешних, ярко выраженных морфологических признаках, таких как разнообразие и характер обростов, их цвет, мощность, геометрия, распределение, признаки угнетения и др. Эти характеристики могут свидетельствовать о благоприятном для развития перифитонных сообществ состояния абиотической среды
или указывать на ее негативные свойства.
При визуальном описании перифитона удобно пользоваться стандартными для обследуемого водоема терминами, перечень которых должен включать тип обрастаний (налет, пленка,
слой, корка, нарост, бахрома, пряди, космы нитчатых водорослей
и т.д.), их характер (слизистые, рыхлые, плотные, кожистые, известковой структуры, губкообразные, ватообразные, нежные,
грубые, слабые, тонкие, толстые и т.д.), цвет обростов и геометрию распределения (гетерогенное мозаичное, равномерное однообразное, в прибрежье, на глубине, в проточных и застойных
участках и т.д.).
Необходимо также по возможности оценивать проективное
покрытие каждого типа обрастаний в процентах от общей площади субстратов. Для этого на определенной, хорошо просматриваемой акватории водного объекта (обычно это 1–10 м2) осматриваются и отмечаются типы обростов на характерных субстратах и по глазомерной шкале оценивается их распространенность
в баллах в зависимости от занимаемой площади (табл. 2.6).
Таблица 2.6. Распространенность субстрата в баллах в зависимости
от занимаемой площади
Балл
Занимаемая площадь, %

1
<1

2
3
1–3 3–10

5
10–20

7
20–40

9
40–100

Эти сведения заносятся в полевой журнал и в дальнейшем
используются для оценки динамики изменений биоценозов перифитона и общего заключения об экологическом состоянии водного объекта.

Сбор микроперифитона с поверхности макрофитов
Нет единого общепринятого подхода к сбору микроперифитона с поверхностей макрофитов. Можно выделить несколько
271

подходов, апробированных в ходе исследований в разнотипных
водных объектах и различных по своему строению макрофитов.
С поверхности листьев и стеблей макрофитов сбор перифитона производят, смывая оброст мягкой кисточкой. Растения с узкими листовыми пластинками (роголистник, уруть) помещают в
склянку с водой и тщательно полощут. Затем растение вынимают, а смытый оброст сохраняют для анализа.
При работе с макрофитами удобно собирать субстрат целиком и, помещая в емкость с водой, просматривать отдельные
фрагменты под микроскопом. Такой подход позволяет сократить
потери материала, но достаточно трудоемок. Возможен также
сбор частей растений. При этом следует помнить, что для микроорганизмов различные органы и даже части органов растений могут представлять различные местообитания. Так, отличаются
верхняя и нижняя сторона листьев, на крупных листьях – край и
центральная часть, участки стебля на различном расстоянии от
листьев, молодые и старые листья и т.д. Если по каким-либо причинам часть растения собрать невозможно, следует по возможности, отделить кору или наружный слой побега вместе с покрывающими его водорослями.
Некоторая сложность
при работе с естественными
обрастаниями состоит уже в
самом определении субстрата. Дело в том, что перифитонные сообщества могут
обладать
сложной
иерархической
пространственной структурой, когда
на поверхности одного субстрата (например, крупного
растения (1)) поселяется
множество других, например, многоклеточных или
колониальных водорослей
Рис. 2.19. Схема формирования
(2) (рис. 2.19).
иерархической структуры микроперифитона (пояснения в тексте).

272

Их поверхность, в свою очередь, служит субстратом для инфузорий (3) и диатомовых водорослей (4). На последних, в свою
очередь, тоже могут садиться прикрепленные формы, в том числе
инфузорий (5). В такой ситуации можно говорить о первичном и
вторичном субстратах. Важно понимать, в каком именно масштабе
существует тот или иной прикрепленный организм и архитектоника какого субстрата экологически значима для него. Влияние
первичного субстрата в таком случае опосредовано, но все еще
значительно, что подтверждают многочисленные исследования.
Подсчет плотности прикрепленных организмов традиционно приводят на единицу площади первичного субстрата. При
этом особенно важно указывать сложность (или усложненность
дополнительными элементами) этой поверхности с помощью
меры SVR, определенной в соответствующем обрастателю масштабе и указывать ее в работе.

Сбор с твердых поверхностей
Отбор обростов с поверхности твердых предметов производят с помощью скребка, ножа, скальпеля, пинцета или обычной
столовой ложки с заточенным краем. В случае слабого развития
перифитона, когда оброст представлен едва осязаемым на ощупь
слизистым налетом, следует использовать зубную щетку, которую
нужно тщательно ополаскивать в склянке с небольшим количеством воды. Небольшое количество материала помещают в широкогорлую банку с водой и с большим запасом воздуха. Приблизительное количество каждого типа оброста в интегральной пробе
должно быть пропорционально его распространенности в точках
наблюдений, оцененной по глазомерной шкале.
Другой метод, хорошо зарекомендовавший себя для
мейобентоса, основан на использовании всасывания. Количественные образцы перифитонных микроводорослей собирают с
горных пород или других твердых, плоских поверхностей с
устройством отбора проб перифитона NAWQA (SG-92). SG-92
представляет собой модифицированный пробоотборник-шприц,
аналогичный тем, которые описаны в рекомендуемых методах
сбора перифитона в США (Methods for collecting …, 1993). Это
устройство сочетает в себе щетку для соскабливания (широко используемую и отечественными альгологами) и шприц (рис. 2.20).
273

Такая конструкция позволяет соскабливать обрастания с поверхностей, которые не могут быть помещены в отдельную емкость.

Рис.
2.20.
Приспособления для сбора
перифитона
(Methods for
collecting …,
1993) (пояснения в тексте).

Перифитон отделяется от субстрата за счет давления воды,
создаваемого поршнем шприца и за счет движения щетинок
щетки. Аналогичным образом, но без использования щетки, действует модифицированный нами для сбора мейобентосных организмов пробоотборник Зуева. В этом случае отрыв от субстрата
производится за счет создаваемого в приборе разреженного давления.
Учитывая мелкие размеры организмов и высокую прочность прикрепления их к субстрату, требуется изъятие с одной
стороны небольшого слоя воды, непосредственно прилегающего
274

к субстрату, а с другой – создание силы, которая срезала бы перифитон с твердого субстрата. Для решения этой задачи предлагается использовать шприц с насаженной иглой для инъекций
диаметром 0.8 мм. Скошенная форма конца иглы и ее небольшой
диаметр позволяют плотно прижать устье к поверхности скалы,
после чего вода под напором создаваемой поршнем движущей
силы проходит через узкую щель параллельно поверхности субстрата, действуя как скальпель с одной стороны и течением увлекает срезанные организмы с другой.
Подсчет организмов проводится в отобранном определенном объеме воды. При этом, в зависимости от целей исследования и изучаемой группы можно применять обычные техники для
концентрирования организмов в пробе, например, с помощью
фильтра. Мы в своих исследованиях отбирали для микроскопирования несколько проб из получившегося объема пробы (он составляет 5–6 мл). Определенная в результате нескольких просмотров небольших объемов воды численность организмов пересчитывается сначала на объем воды пробы, а затем – на площадь,
с которой сбирался образец по формуле:
∑
=
где p – плотность данного организма; k – количество просмотров пробы;
ni – количество организмов при i-м просмотре; vi – объем, просмотренный в i-й раз; V – общий объем отобранной с субстрата пробы; S – общая
площадь отбора пробы (площадь скоса иглы шприца).

Метод может быть модернизирован для сбора интегральной пробы с нескольких участков (последовательным прижиманием иглы шприца к разным участкам каменистого субстрата)
или при использовании широкой стороны иглы как скребка, однако при таком способе работы погрешность может закрадываться в определении площади, с которой собирался материал.
Отметим, что даже небольшая погрешность в расчете площади
соскабливания (вероятная в процессе работы в естественных
условиях, особенно принимая во внимание, что речь идет о прибрежной зоне крупного озера) приведет к значительным искажениям результата, благодаря множественному пересчету показателей на большие площади крупных камней или скал.

275

Описываемым способом микроорганизмы собирались в
модельных и естественных условиях – в 2015 и 2016 гг. с каменистых субстратов, экспонировавшихся в аквариумах и с камней
литорали северной части Ладожского озера. На тех же самых субстратах одновременно перифитон собирали соскабливанием
скальпелем. Изучались преимущественно инфузории, представители других таксонов отмечались без определения. При расчете
численности прикрепленных и подвижных организмов результаты, полученные обсуждаемым пробоотборником, имеют тенденцию повышаться, по сравнению с теми, что получены традиционным соскабливанием. Мы связываем это с одной стороны с
меньшими потерями материала, которые неизбежны при соскабливании камней, а с другой – приносом подвижных форм с соседних участков течением, возникающим при заборе пробы. Последнее менее значимо при изучении прикрепленных форм, но тем не
менее требует дополнительных изысканий, которые позволят математически скорректировать получаемые результаты.

Сбор микроперифитона, ассоциированного
с планктонными цианопрокариотами
Цианопрокариоты – широко распространенная причина
“цветения” водоeмов европейской части России. Они чрезвычайно широко представлены в планктоне практически всех типов
водных объектов в различные сезоны года. Многие цианобактерии образуют нитчатые структуры из рядов клеток, так называемые гормогонии (hormogonia), которые служат для вегетативного
размножения и расселения. Для цианобактерий характерно наличие толстой клеточной стенки (гликокаликс, состоящий из пептидогликана). У них нет жгутиков, но гормогонии некоторых видов могут перемещаться, скользя по поверхности. Многие из
многоклеточных нитевидных форм Oscillatoria способны к колебательному движению. В толще воды некоторые цианобактерии
плавают, образуя пузырьки газа, как у архей. Для ряда видов характерно образование колоний.
Такие колонии обладают довольно крупными размерами и
могут часто отмечаться в планктоне. Есть мнение, что колонии
цианопрокариот являются, помимо прочего, одним из факторов

276

гибели рыб в период цианопрокариотического “цветения” водоема вследствие механического нарушения жабр.
Массово развивающиеся цианобактерии могут образовывать достаточно массивные колонии, на поверхность которых
прикрепляются перифитонные инфузории. В литературе часто
можно найти указания на ассоциацию инфузорий с различными
видами цианопрокариот, хотя специально этот вопрос изучен
мало. В особенности часто упоминаются колонии и клетки родов
родов Anabaena, Aphanizomenon, Microcystis и Gloeotrichia. Филаменты и колонии этих и других видов представляют собой доступный субстрат для прикрепления бактерий, грибов, водорослей (особенно диатомовых) и простейших, в том числе инфузорий (фото 2.10).

Фото 2.10. Vorticella
monilata
Tatem, 1870 на
Anabaena flos-aquae (Lyngb.) DeBrebisson, 1836
(Pratt,
Rosen,
1983).

Исследования, выполненные в Костромском разливе Горьковского водохранилища, показали, что зоо- и фитопланктон представляет собой в равной степени хорошо освоенную топическую
нишу для прикрепленных инфузорий. В планктоне обнаружено 6
видов прикрепленных инфузорий. Инфузории отмечены в среднем
на 45.6±8.4% циклопов. Численность инфузорий на одной особи
достигала 17 экземпляров. Численность инфузорий перифитона на
зоопланктоне составляла 2 тыс. экз./л, их биомасса 1.7 мг/л.
В фитопланктоне инфузории только отмечались на колониях цианопрокариот, поскольку их размеры и плотная агрегация

277

клеток предоставляет достаточно места для прикрепления. Уровень заселения колоний составлял в среднем 8.4±4.9%, достигая
в отдельные дни 11.6%. На фитопланктоне отмечались преимущественно представители рода Vorticella. Большая часть инфузорий отмечена на колониях рода Anabaena. Также отмечались единичные населенные инфузориями нитей Aphanisomenon. Численность инфузорий в фитопланктоне оценивается показателем
850 тыс. экз./л, биомасса – 60 мг/л (Мухин, 2016).
Для изучения роли цианопрокариот как субстрата для прикрепленных инфузорий собирают пробы фитопланктона с помощью батометра. Пробы концентрируют через бумажный фильтр
(“синяя лента”) и просматривают сразу, без фиксации. Уместно
подсчитать плотность сейстонных частиц в объеме, долю из них,
населенных обрастателями а также количество клеток на каждой
частице. Возможен прямой подсчет числа клеток обрастателей в
пробе без привязки к доле населенных частиц, что позволит оценить количество обрастателей на кубический литр (используя пересчетные коэффициенты с учетом концентрирования пробы, как
это делают при подсчете планктонных организмов).

Закладка экспериментальных субстратов
Использование экспериментальных субстратов – это
наиболее широко распространенный сегодня метод получения
количественных данных о сообществах биопленки. К преимуществам такого подхода относятся возможность получения сопоставимых результатов и учета фактора времени формирования обрастания, независимость от наличия или расположения естественных субстратов в водном объекте. Поскольку процессы колонизации в воде зависят от целого ряда факторов, таких как интенсивность света, глубина, скорость и характер течения, текстура субстрата и других, распределение перифитона в водных
объектах, как правило, неоднородно. Использование же искусственных субстратов может привести к снижению уровня этой
изменчивости.
Наиболее широко распространенный сегодня искусственный субстрат – стекла обрастания. Использование стекол обрастания не позволяет выявить зависимость и особенностей функционирования сообществ от типа архитектоники местообитания,
278

поскольку организмы наблюдаются в типовых, абсолютно одинаковых условиях. Принимая во внимание, что химическая природа
субстрата оказывает влияние на формирование сообществ прикрепленных форм (Быкова, 2007; Ким, 2011 и др.), следует использовать набор модельных субстратов, выполненных из химически-нейтральных веществ.
В зависимости от целей исследования быть использованы
различные по архитектонике модельные субстраты: стекла обрастания, нитчатые пористые или даже губчатые субстраты. Нити
фиксируют в воде строго вертикально с помощью груза на конце.
Исследование проводится на определенном участке нити, соответствующем интервалу глубин. Для создания моделей микробиотопов с усложненной двухмерной архитектоникой, нить
наматывают на стекло обрастания крестообразно, в несколько
слоев. Таким образом, получаем микроместообитание, представленное плотно примыкающими к плоскому субстрату волокнистыми структурами. Возможны и другие варианты создания самых различных искусственных субстратов. Осторожность следует соблюдать при использовании различных пластиков, особенно окрашенных или имеющих неизвестный состав. Перед использованием незнакомого материала следует предварительно
выдержать его в воде, убедившись, что структура субстрата не
меняется. Желательно также выполнить биоиндикацию на какойлибо группе гидробионтов для исключения токсичности выделяемых при помещении в воду веществ.
Модельные субстраты располагают на установках на дне,
либо укрепляют в толще воды с помощью поплавков и грузов.
В зимний период модельные субстраты закладывают либо на
участках, свободных ото льда – в полыньях, либо подо льдом с помощью специальной установки. Удобно использовать для этих целей пенопластовые поплавки, резиновые пробки, в прорези которых вставляются одним концом “стекла обрастаний”. Поплавки и
пробки со стеклами надевают на заякоренный трос или вбитый в
грунт длинный штырь, шест, трубку и т.д. Глубина погружения
определяется в зависимости от прозрачности воды.
Длительность экспозиции стекол определяется географическим положением, качеством воды изучаемого водного объ-

279

екта, сезоном года, целью исследования. При изучении биоценотических связей исследования начинают с первых же суток погружения стекол, прослеживая все стадии процесса сукцессии.
Перед установкой модельные субстраты должны быть тщательно очищены (стерилизованы). Следует убедиться, что их поверхность однородна – лишена трещин, сколов, неравномерной
окраски и т.п.
Извлекать стекло из установки следует очень осторожно,
не вынимая всю установку из воды. Стекло помещают в широкогорлую склянку с измеренным количеством воды.

Сбор микроперифитона
в экспериментальных условиях
В условиях эксперимента используют как субстраты естественного происхождения, так и модельные – в зависимости от
целей исследования. Стекла обрастания могут устанавливаться
как непосредственно на дно емкости (в соответствии с целями
наблюдений или при использовании неглубоких емкостей), подвешиваться или фиксироваться в специальных установках.
Наблюдения в лабораторных условиях выполняют в аквариумах с водой естественного происхождения, иногда в присутствии субстратов из природных водных объектов. В ходе наблюдений выдерживалась постоянная температура. В целях исключения конвекционных токов и развития автотрофной микрофлоры, отдельные эксперименты можно проводить в термостате
в условиях отсутствия освещения, выполняют несколько (от четырех до десяти) повторностей наблюдения.
Если нет специальной цели исследования, рекомендуется
экспериментальный аквариум располагать в условиях рассеянного
естественного освещения, без прямого попадания солнечных лучей и в условиях, исключающих резкие перепады температур.
Если моделируется первичная сукцессия, то изначально
субстраты стерилизуют и помещают в чистую емкость. Для обеспечения колонистов в подготовленную емкость добавляют воду
из аквариума, которая содержит подвижные формы обрастателей
или заселенные субстраты.
Все наблюдения в модельных условиях проводят при постоянной температуре и искусственном рассеянном освещении.
280

Для предотвращения испарения воды сосуд неплотно закрывают
крышкой. Для поддержания постоянного уровня воды, при необходимости, можно в незначительных количествах доливать дистиллированную воду.

ОБРАБОТКА ПРОБ
В зависимости от цели исследования каждый тип оброста
может отбираться и анализироваться самостоятельно. Пробы обрастаний необходимо обрабатывать непосредственно после отбора или в срок, гарантирующий сохранность живого материала
(приблизительно в течении 6 час после отбора проб, при температуре хранения 5–10 ⁰С).
Каждая проба перифитона снабжается этикеткой, на которой указывается: 1) номер пробы, 2) название водного объекта,
пункта и створа, 3) дату отбора, 4) характер субстрата, 5) глубину
отбора и 6) расстояние от берега. Эта и другая имеющаяся информация записывается также в полевой журнал. В лаборатории отобранные пробы переносят из банок в чашки Петри и производят
разборку материала. Крупные организмы (личинки насекомых,
моллюски, олигохеты и т.д.) отбирают в отдельную склянку, фиксируют 4%-ным нейтральным формалином (при необходимости
их определяют в последнюю очередь, используя соответствующую литературу и определители.
При работе с искусственными субстратами в лаборатории
стекло (или другой аналогичный модельный субстрат) помещают
в чашку Петри так, чтобы оно было покрыто водой и просматривают под бинокуляром.
Крупные организмы просчитывают во всей пробе. Если оброст не очень густой, непосредственно на стекле подсчитывают
прикрепленные формы простейших и коловраток. Затем оброст
тщательно смывают кисточкой в воду определенного объема.
Подвижные мелкие организмы (простейшие, коловратки)
считают в камере Богорова (фотовкладка, фото 1.12). Если в
пробе очень много организмов, для подсчета берут не всю пробу.
Подсчет микроорганизмов на стеклах обрастания и других
плоских субстратах проводят методом средней численности в
поле зрения. При этом удобно двигаться по препарату “змейкой”,

281

отмечая количество организмов в каждом из полей зрения. Это
позволяет картировать плотность населения различных видов и
вычислить индексы агрегации, так как площадь поля зрения остается постоянной на протяжении всего исследования (разумеется,
если не менять микроскоп и объективы).
Для анализа используют индекс агрегированности, который вычисляют по формуле:
=
2

где G – квадрат среднего квадратичного отклонения, а s – среднее
арифметическое вариационного вида.

282

2.4. МЕЙОБЕНТОС
Мейобентосные беспозвоночные являются обитателями
практически всех водоемов на планете. Не только в морских
экосистемах, но и в пресноводных мейобентос является важнейшим компонентом гидробиоценозов, а также может служить
надежным индикатором изменения водных экосистем, в том
числе, в результате воздействия антропогенного фактора. Его
количественные показатели развития могут быть высоки, сравнимы с показателями для макробентоса, часто их превышая.
Особенно это актуально, если рассматривать роль мейобентоса в
процессах трансформации вещества и энергии (Бабицкий, 1980;
Шереметьевский, 1987; Гальцова, 1991; Giere, 1993; Курашов,
1994, 2007б; Skvortsov, 1997; Воробьева, 1999; Kurashov, 2002;
Гусаков, 2007; Мокиевский, 2009; Moens et al., 2022). Организмы донной мейофауны признаются важным звеном пресноводных экосистем, а их изучение необходимо для разработки более
комплексных концепций и теорий в экологии (Majdi et al., 2020).
При этом, игнорирование мелких мейобентосных видов делает
невозможными точные предсказания экологических моделей
(Schmid et al., 2020).
В данном разделе мы рассмотрим методологические вопросы, связанные с исследованием пресноводного мейобентоса.
Пресноводный мейобентос, как и морской, это не просто
совокупность организмов определенного размера, а естественно-экологическое объединение определенных систематических
групп беспозвоночных, которые выработали в процессе эволюции сравнительно небольшие размеры и массу и занимают
определенные экологические ниши в донных биоценозах, часто
играя в них весьма специфическую роль. Подробно мейобентос,
как природное явление, рассмотрен в работе (Курашов, 2007б).
Обращаясь к методологическим аспектам изучения
мейобентоса следует отметить, что до сих пор многие вопросы


Е. А. Курашов
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: evgeny_kurashov@mail.ru
283

экологии и биологии как отдельных видов в составе мейобентоса, так и всего сообщества, разработаны слабо именно из-за
сложности применения специфических методических приемов,
отличных от традиционных приемов исследования, например
макробентоса. Имея сравнительный опыт исследования всех основных сообществ гидробионтов пресноводных водоемов, с известной долей уверенности можно утверждать, что мейобентос
является в методическом плане наиболее сложным сообществом
для изучения. В силу этой специфики, а также из-за “оптимизации” гидробиологических исследований, их упрощения и нацеленности на быстрый результат в рамках выполнения сугубо
практических задач, мейобентос, как правило, не включается в
программы исследований в РФ. В то же время, для понимания механизмов формирования и функционирования водных экосистем,
для прогресса современной гидробиологии необходимо изучать
донное население водоемов в полном объеме, т.е. не только макробентос, являющийся обычным объектом гидробиологических
работ, но также мейобентос и микробентос.
Несмотря на существующие методологические трудности,
по образному выражению Olav'a Giere (1993) можно говорить о
том, что в мире уже сформировалась особая область водной экологии, а именно мейобентология, наука о всех тех небольших подвижных животных, которые обитают (и в огромных количествах) в донных отложениях всех водоемов и часто играют ключевую роль в этих экосистемах.
Если рассматривать пресноводный мейобентос с технической точки зрения его изучения, то следует отметить, что в его
состав входят организмы с размерами тела от 0.3 до 4 мм (верхняя граница для нематод, для других групп не более 3-х мм) и
индивидуальными массами от десятых долей микрограмма до 1–
2 мг, принадлежащие к следующим систематическим группам
беспозвоночных: Nematoda. Gastrotricha, Tardigrada, Rotifera (типы); Turbellaria (подтип); Oligochaeta, Ostracoda, Bivalvia,
Gastropoda (классы); Acari (подкласс); Cyclopoida, Harpacticoida,
Amphipoda, Ephemeroptera, Plecoptera, Trichoptera (отряды);
Cladocera (подотряд); Chironomidae, Ceratopogonidae (семейства).
В составе мейобентоса могут быть выделены две подгруппы, а именно: эвмейобентос, в котором наиболее значимую роль
284

как по числу видов, так и по количественным показателям, играют низшие ракообразные и нематоды, а также псевдомейобентос,
включающий, как правило, младшие стадии развития личинок
насекомых, а также моллюсков, олигохет и амфипод.
Многие исследования донной мейофауны ограничиваются
простейшим получением сведений о численности и биомассе
отдельных видов и групп в его составе, но могут проводиться
и более сложные исследования, например, по изучению трофических или топических аспектов экологии мейобентоса или по
оценке его функционально-продукционных или популяционных
характеристик.
Изучение подобных аспектов экологии мейобентоса требуют специальных методических приемов. Новейшие подходы
к исследованию мейофауны, при проведении, например, таких
исследований, как изучение морфологии организмов, трофических связей, пищевого поведения, содержимого кишечника, молекулярная таксономия, создание лабораторных культур, определение влияния токсикантов на развитие и размножение, изучение функциональных реакций при взаимодействии хищникжертва, использование пищевых индикаторов, в том числе молекулярных, в трофической экологии описаны в работе
(Traunspurger, Majdi, 2017). Однако, ни одно полевое исследование мейобентоса не может обойтись без основных начальных
шагов, которые необходимо сделать, чтобы получить качественные мейобентосные пробы и провести их правильную
начальную обработку.
К таким начальным этапам исследования мейобентоса могут быть отнесены:
1) Выбор мест отбора проб в водоеме, периодичность исследований и их объем;
2) Сама процедура отбора пробы;
3) Фиксация проб мейобентоса;
4) Обработка проб мейобентоса, включающая их промывку и
выделение организмов мейобентоса;
5) Определение численности и биомассы организмов донной
мейофауны.
На этих вопросах мы и остановимся в данном разделе.

285

Также мы приведем методическую информацию, необходимую для продукционно-функциональных расчетов, что важно
для оценки роли мейобентоса в потоках вещества и энергии в
водных экосистемах.

ВЫБОР МЕСТ ОТБОРА ПРОБ, ПЕРИОДИЧНОСТЬ
ИССЛЕДОВАНИЙ И ЧИСЛО ОТБИРАЕМЫХ ПРОБ

Выбор мест отбора проб, периодичность исследований и
число отбираемых проб непосредственно связаны с особенностями того водного объекта, на котором проводятся исследования, и
с теми задачами, которые решаются в рамках исследования. Кроме того, немаловажное значение имеют те временные и материальные ресурсы, которыми располагает исследователь. В этой
связи можно дать лишь общие рекомендации, которые можно
рассматривать, тем не менее, как обязательные при планировании и проведении исследований мейобентоса на внутренних водных объектах.
Любому исследованию мейобентоса на том или ином водоеме должна предшествовать работа по рекогносцировке с привлечением всей необходимой доступной информации. Прежде
всего должна быть учтена имеющаяся гидрологическая и гидрохимическая информация, информация по морфометрии водоема,
а также сведения о возможном антропогенном воздействии на
водоем. Учет такой информации позволяет выявить все основные
значимые зоны водоема, его типологические особенности и характер (а возможно и степень) антропогенного воздействия.
При общих гидробиологических исследованиях станции
по акватории водоема должны располагаться таким образом,
чтобы получить информацию обо всех его зонах. В пределах
каждой зоны должны быть обследованы все типы биотопов
(грунтов, растительных ассоциаций). Особое внимание должно
быть обращено на фоновые участки, информация по которым
позволит оценивать изменения в водоеме, связанные с воздействием как приодных, так и антропогенных факторов, прежде
всего при мониторинговых исследованиях.
Если исследования проводятся на большом водоеме (озере, водохранилище), то станции могут быть расположены регу-

286

лярно по сетке станций (по квадратам). При этом часть станций
могут быть определены как более часто обседуемые и расположенные по продольному или поперечному разрезу, охватывая
все основные зоны акватории водоема за пределами литоральной зоны. В литоральной зоне станции следует располагать (желательно) по всему периметру водоема с охватом всех основных
типов литоральных биотопов. Для получения средневзвешенных
оценок следует учитывать относительные площади обследованных зон.
В качестве примера на рисунке 2.21 представлена картасхема расположения точек исследования основной акватории на
Ладожском озере, включая точки ежегодных мониторинговых
исследований, а также точки продольного разреза для сезонных
исследований.
Чтобы получить общую картину развития мейобентоса в
водоеме и его видового состава в большинстве случаев достаточно проводить обследование на относительно большом количестве станций один раз в год (например, в июле–сентябре). Если стоит задача выявления сезонной динамики мейобентоса или
популяций отдельных видов в его составе, то необходим, как
минимум, круглогодичный ежемесячный отбор проб, при этом
лучше отбирать пробы 2–3 раза в месяц (в безледный период).
В зимнее время (подо льдом) отбор может проводится ежемесячно. Отбор проб только в пределах вегетационного сезона в
период открытой воды не покажет всей картины развития
мейобентоса в водоеме, поскольку многие мейобентосные организмы активно функционируют в зимний период. Следует особо
отметить сезонные эффекты в составе и количественном развитии мейобентоса, связанные с явлением диапаузы у циклопов,
популяции разных видов которых могут переходить к диапаузе
у дна в разные периоды года, одни виды зимой, другие, например, летом.
При мониторинговых и специальных исследованиях донной мейофауны усилия могут быть сосредоточены в тех участках водоема, которые являются целевыми для данной программы исследования. Если исследуются продукционные показатели
развития мейобентоса, то такие работы могут проводится на
ограниченном числе станций в характерных зонах водоема, но с
287

большей частотой (не менее 2–3 раза в месяц) и с большим числом повторностей отбора проб (не менее 4–5 субпроб).

Рис. 2.21. Схема сетки станций комплексных лимнологических исследований в Ладожском озере. (треугольники – станции ежегодных исследований, кружки – станции продольного разреза для сезонных
наблюдений).

При отборе проб следует отмечать с помощью GPSнавигатора точные географические координаты каждой станции,
где была отобрана проба. Фиксирование точных координат
очень важно, поскольку это позволит проводить в будущем корректные сравнения состояния мейобентоса в данном участке

288

водоема или водотока, что необходимо особенно при мониторинговых исследованиях.
Важным на первом этапе исследования мейобентоса является вопрос о необходимом числе проб, обеспечивающих приемлемую точность количественного учета донной мейофауны, а
также дающих репрезентативный материал для выявления видового состава.
Эта проблема была предметом специального обсуждения
в литературе (Gray, 1971; Prejs, Stanczykowska, 1972; Чиркова и
др., 1975; Баканов, 1979). А.М. Шереметевский (1987) показал,
что при использовании трубчатого пробоотборника с площадью
сечения 20 см2 на однородных грунтах вполне достаточно отбирать 2–3 подпробы, при этом максимальное отклонение от среднего значения численности мейофауны не будет превыщать 15–
20%. К сходным выводам пришел и В.В. Скворцов (1985), показавший, что взятие 4 проб мейобентоса микробентометром МБТЕ можно считать оптимальным, поскольку при этом ошибка
оценки средней численности мейобентоса не будет превышать
10%. Необходимо подчеркнуть, что микрораспределение мейофауны (агрегированность) более выражено, чем, например, у
макробентоса (Мокиевский, 2009), что зависит от особенностей
донных осадков, формирующихся трофических и топических
микроусловий, что в каждом конкретном случае становится ясным уже после обработки и исследования отобранных проб. Поэтому, с практической точки зрения, перед началом пробоотбора
исследователю приходится руководствоваться общими соображениями и своим опытом в определении числа необходимых
проб, ориентируясь на состав донных отложений и известную
предварительную информацию об исследуемом водоеме.
При мониторинговых и широкомасштабных исследованиях, когда необходимо выявить картину развития мейобентоса
целого водоема или значительного участка его акватории, исследователь вынужден идти на компромисс в соответствии с
имеющимися временными и другими ресурсами, сознательно
ограничивая число повторностей отбора проб на каждой станции. При этом, отбор необходимого числа проб для достижения
наилучшей точности и минимальной ошибки с точки зрения математической теории нереалистичен из-за ограниченных време289

ни и сил исследователя (Giere, 1993). Учитывая это, можно рекомендовать при исследованиях водоемов или их отдельных
акваторий на каждой станции отбирать стандартными микробентометрами (МБ-ТЕ, С-1) от двух (широкомасштабные, мониторинговые исследования) до десяти проб (детальные исследования продукционных и популяционных характеристик
мейобентоса). Отобранные подпробы могут быть объединены в
одну интегральную пробу. Однако, намного предпочтительней
их отдельная обработка, что позволяет получить дополнительную информацию об агрегированности донной мейофауны, а
также произвести статистические оценки. В последнем случае
следует принимать во внимание, что обработка проб потребует
большего времени и усилий исследователя.

ОТБОР ПРОБ
Наиболее распространенными пробоотборниками бентоса
в пресноводной гидробиологии являются коробчатые дночерпатели различных конструкций (Экмана-Берджи, Петерсена, ВанВина, ДАК-250, ДАК-100 и т.д). Однако эти приборы в большинстве случаев не подходят для отбора проб мейобентоса, так
как в них зачастую не достигается герметичность и происходит
размыв верхнего слоя грунта после вынимания дночерпателя из
воды. Кроме того, облавливаемая дночерпателями площадь достаточно большая, и корректный учет на ней мейофауны затруднителен. В отдельных случаях допустимо использовать
дночерпатели с малым объемом и площадью (например,
0.01 м2), но при этом следует обратить особое внимание на герметичность прибора.
В целом, трубчатые пробоотборники для взятия проб
грунта (в том числе для изучения мейобентоса) более предпочтительны. Они построены по единому принципу: представляют
собой цельную или составную трубку из какого либо прочного
материала (на одном конце заточенную, если трубка металическая, или снабженную специальным наконечником), тела прибора (иногда с направляющими стабилизаторами), обеспечивающего крепление трубки и придающего прибору определенный
вес, а также автоматического или пассивного (срабатывающего

290

от посыльного груза) замыкающего механизма. Иногда внутри
трубки в некоторых моделях могут использоваться внутренние
вставки из различных материалов, в которые набивается грунт,
и которые могут быть извлечены из прибора после того, как
проба будет доставлена на поверхность. При опускании прибора
вода должна свободно проходить через прибор. При внедрении
в грунт трубка закрывается сверху замыкающим барометрическим клапаном, позволяющим удерживать отобранную колонку
грунта внутри прибора по принципу работы пипетки.
Можно представить следующие требования к идеальному
прибору для отбора проб мейобентоса (Курашов, 2007а): 1) он
не должен создавать размывающую грунт ударную волну;
2) должен обладать способностью внедряться в различные типы
донных осадков от жидких илов до плотных песков и отбирать
их; 3) должен внедряться в донные осадки без нарушения их
структуры; 4) должен герметично закрываться, обеспечивая целостность и ненарушенность отобранной пробы; 5) быть пригодным для раздельного отбора придонной воды и донных отложений; 6) быть пригодным для послойного отбора донных
отложений; 7) обеспечивать достаточный объем пробы; 7) обеспечивать отбор проб в широком диапазоне глубин; 8) быть достаточно удобным и безопасным в работе; 9) быть легко транспортируемым; 10) стоимость его изготовления и эксплуатации
должна быть приемлемой.
В отечественной гидробиологии наиболее часто используют две модели трубчатых пробоотборников для взятия проб
мейобентоса. Во-первых, это микробентометр С-1 (фотовкладка,
фото 2.3) (Чиркова, 1975), а также микробентометр МБ-ТЕ (фотовкладка, фото 2.11) (Травянко, Евдокимова, 1968). Оба этих
прибора позволяют качественно и без нарушения структуры
грунта отбирать пробы донных отложений различного состава.
Следует отметить, что микробентометр МБ-ТЕ, обладает некоторым преимуществом перед микробентометром С-1, а именно
автоматическим замыкающимся клапаном, что особенно важно
при работе на больших глубинах и в условиях, когда невозможно использовать якорь.
Также из отечественных разработок следует упомянуть
шеститрубный комбинированный пробоотборник на основе
291

прибора С-1, грунтоотборник ГТ-1 (Труба и др., 1974), микробентометр Эргашбоева (Эргашбоев, 1978).
В зарубежной литературе также находится множество
описаний трубчатых пробоотборников, пригодных для отбора
проб мейобентоса. В обзоре (Literature review …, 2003) представлены описания и характеристики 8 трубчатых пробоотборников, используемых для отбора колонок донных отложений,
некоторые из которых пригодны для отбора проб мейобентоса.
К таковым можно отнести, прежде всего, пробоотборник КаякаБринкхерста (Kajak et al., 1965; Brinkhurst et al., 1969) (KajakBrinkhurst sampler corer; К-В sampler corer) (фотовкладка, фото 2.12). Существуют различные модификации этого прибора,
призванные улучшить его определенные характеристики для
повышения эффективности отбора проб, например (Blomqvist,
Abrahamsson, 1985; Chandler et al., 1988; Telford et al., 2021).
Также могут быть упомянуты трубчатый пробоотборник Али
(Ali, 1984), пробоотборник Крэйба с его модификациями (Craib,
1965; Fenchel, 1967; Jackson, 1986), пробоотборник
"BallchekCorer" (Aquatic sampling instruments ..., 1993; 2416-B45
Ballchek, электронный ресурс).
Иногда пробоотборники могут быть снабжены замыкающим механизмом с пластиковым шариком, который предотвращает потерю пробы при подъеме. На фото 2.13 (фотовкладка)
представлен коммерчески доступный трубчатый пробоотборник
компании Uwitec (www.uwitec.at). Трубчатые пробоотборники
Uwitec представляют собой хорошо сконструированные и качественно выполненные модификации оригинального пробоотборника Каяка-Бринкхерста, которые использует пассивный закрывающий механизм для герметизации верхней части керновой трубы, а также включает в себя шариковый уловитель керна, который герметизирует нижнюю часть керновой трубы
(https://www.uwitec.at/wp-content/uploads/2021/11/ProspektUSCxxx00_EN_WEB-1.pdf).
Подобным шариковым механизмом может быть снабжены
или переоборудованы и другие пробоотборники, например,
микробентометр МБ-ТЕ, который мы использовали для отбора
проб мейобентоса, в частности, на Ладожском озере на всех

292

глубинах (до 230 м). Принцип работы прибора с замыкающими
трубку с двух концов клапанами представлен на рисунке 2.22.

Рис. 2.22. Принцип работы трубчатого пробоотборника с шариковым
замыкающим клапаном, предотвращающим потерю пробы (по: Somerfield, Warwick, 2013, с изменениями).

Ценность нижнего шарикового замыкающего механизма
особенно проявляется при отборе проб на больших глубинах,
когда приходится тратить достаточно много сил и времени, чтобы опустить и поднять прибор с качественно отобранной пробой. Исключение потери пробы во время подъема значительно
увеличивает эффективность пробоотбора. Также этот механизм
значительно увеличивает вероятность и качество отбора колонки донных отложений на крупнозернистых песках, которые
обычно отбираются с большим трудом или вообще недоступны
для отбора без такового замыкающего механизма.
Рассмотрим более подробно устройство и процесс отбора
проб мейобентоса на примере микробентометра МБ-ТЕ. Данный
прибор является универсальным, поскольку позволяет отбирать
не только пробы мейобентоса на всех типах грунтов (за исклю293

чением галечных и каменистых) и в широком диапазоне глубин
(от уреза воды до 230 м в Ладожском озере), но также отбирать
и самую придонную воду, что может быть полезным также для
изучения придонного планктона и гидрохимических исследований взаимодействий вода–грунт. Такие пробы придонной воды
практически невозможно или очень трудно отобрать другими
пробоотборниками, даже горизонтальными батометрами. Кроме
того, наличие автоматического замыкающего клапана-груши
позволяет отбирать пробы при работе без якоря и сносе экспедиционного судна или лодки. Также должны быть упомянуты:
возможность получения ненарушенных колонок грунта и послойного отбора проб, простота конструкции, удобство в работе.
Мы не приводим здесь детальный чертеж прибора, который может быть найден в оригинальном описании (Травянко, Евдокимова, 1968) или в работе (Курашов, 2007а). Прибор достаточно
легко изготовить в любой слесарной мастерской. Для его изготовления желательно использовать коррозионностойкие металлы и сплавы, что обеспечит его долгую и надежную работу.
На фото 2.11 (фотовкладка) представлен микробентометр
МБ-ТЕ в собранном и разобранном виде с демонстрацией его
составных частей: 1) клапанная головка с прорезями для грушизамыкателя с кольцом для крепления троса или веревки; 2) заполненная водой стандартная медицинская резиновая груша с
направляющим стержнем. Размер груши, которую можно купить в аптеке, должен соответствовать той трубке, которая используется для изготовления прибора, т.е. ее диаметр должен
несколько превышать диаметр трубки, обеспечивая надежное
герметичное ее закрывание. Масса стержня подбирается таким
образом, чтобы, обеспечивая небольшую отрицательную плавучесть, в процессе опускания прибора груша всплывала под
напором воды в верхнюю часть клапанной коробки и делала
возможным свободное прохождение воды через прибор, тем самым устраняя возможность ударной волны, способной размыть
наилок при соприкосновении прибора с дном водоема. После
внедрения прибора в грунт груша-замыкатель надежно замыкает
верхнее отверстие основного тела прибора. Это обеспечивает
удерживание в приборе отобранной колонки грунта вместе с
придонным слоем воды. Если используется нижний замыкаю294

щий шариковый механизм, это повышает надежность работы
пробоотборника; 3) основное тело микробентометра может быть
изготовлено из стандартной оцинкованной трубы. Сверху и снизу нарезается резьба для соединения с клапанной коробкой
сверху и соединительной муфтой снизу. Верхний край трубки
рекомендуется сточить под углом около 30º для более полного
прилегания груши-замыкателя. Внизу трубки несколько выше
резбы также делается отверстие в месте прикрепления кольца со
штуцером для слива придонной воды; 4) металлические стабилизаторы, которые либо привариваются к самой основной трубке пробоотборника, либо (что более удобно) привариваются к
трубе большего диаметра, которая надевается на основное тело
прибора. Съемные стабилизаторы позволяют надевать на тубку
съемные грузы, регулирующие вес прибора. В связи с этим длина трубки со стабилизаторами подбирается таким образом, чтобы на основной трубке оставалось место для съемных грузов;
5) съемный свинцовый или металлический груз, одеваемый на
тело микробентометра. Этот груз можно сделать из нескольких
секций, что позволяет варьировать его вес для более удобной и
эффективной работы в зависимости от характера грунта, силы
течения и глубины отбора; 6) кольцо со штуцером для слива
придонной воды. Данное кольцо намертво крепится к трубке
выше нижней резьбы и удерживает съемные грузы, которые могут быть добавлены или убраны с тела прибора только сверху.
На штуцер надевается резиновая тубка, замыкаемая зажимом
Мора; 7) переходная муфта с двойной внутренней резьбой.
Верхняя резьба служит для привинчивания муфты к основному
телу прибора, а нижняя обеспечивает крепление к пробоотборнику съемных трубчатых ножей, длина которых может варьировать в зависимости от характера грунта. На илах, особенно мягких, объводненных рекомендуется использовать более длинные
трубки-ножи, а на песках и глинах – более короткие; 8) съемный
трубчатый нож, нижний край которого сточен на конус для более легкого внедрения в грунт. Данный нож-трубка может быть
изготовлен из той же металлической трубы, что и основное тело
прибора, но он может быть сделан и из прочного прозрачного
материала, например плексигласа. В этом случае плексигласовая
трубка снабжается сверху металической насадкой с резьбой для
295

присоединения к переходной муфте, а снизу металической
насадкой-ножом с заточенным краем для внедрения в грунт.
Оснащение прибора прозрачной трубкой-ножом имеет явные
преимущества, так как позволяет визуально исследовать структуру неповрежденных донных осадков после извлечения прибора из воды и замерять толщину отдельных слоев грунта.
Наибольшую сложность для отбора представляют собой
песчаные грунты. Они могут легко отбираться, если являются
частично заиленными или с примесью глины. Однако, в случае,
когда грунт представляет собой чистый промытый песок (особенно крупный или разнозернистый), то, чтобы отобрать качественную пробу, следует после того, как пробоотборник воткнулся в грунт (глубина проникновения прибора обычно невелика из-за значительной плотности песчаного грунта), легким
подергиванием за трос или веревку, создавая вибрацию, добиться более глубокого (до 10–15 см) проникновения трубки-ножа в
толщу песка, что позволяет получить качественную пробу. Более надежное удержание пробы в приборе (особенно сильно обводненных текучих песков и илов) может быть достигнуто за
счет использования шарикового замыкающего механизма
(рис. 2.22; фотовкладка, фото 2.11).
После того, как прибор вынут из воды с отобранной пробой, для удобства дальнейших манипуляций нижнее отверстие
рекомендуется заткнуть специально подобранной по диаметру
резиновой или деревянной пробкой для предотвращения преждевременного выпадения пробы. Не следует это делать ладонью,
так как это не всегда обеспечивает надежную герметизацию и не
дает возможности использовать обе руки для дальнейших манипуляций с микробентометром. Следующий шаг – это слив придонной воды через штуцер с резиновой трубкой. В процессе отбора пробы надо следить, чтобы зажим Мора надежно зажимал
резиновую трубку, обеспечивая герметизацию прибора. Сливаемая придонная вода может быть исследована для изучения
придонного планктона и гидрохимических анализов. При размыкании зажима Мора слив воды не происходит, что указывает
на хорошую герметизацию прибора. Слив воды начинается после небольшого отжатия груши-клапана. После слива воды
трубка-нож с пробой грунта отвинчивается от соединительной
296

муфты и отбирается слой грунта необходимой глубины путем
выталкивания грунта снизу при помощи шомпола. Таким образом можно отобрать интегральную пробу, но можно отобрать
пробу по слоям нужной толщины срезая их после выталкивания
из трубки.
В нашей практике мы применяли микробентометр МБ-ТЕ
с площадью сечения трубки 12.6 см2, но могут быть использованы ножи большего или меньшего диаметра. Чем меньше диаметр, тем легче отбирается и более надежно удерживается колонка грунта в приборе. Однако, при этом для получения репрезентативных данных следует отбирать большее число подпроб
на одной станции. Трубка-нож может быть переоборудована под
вариант отбора, когда в нее вставляется плексигласовый или
стеклянный цилиндр. Для этого в нижней части трубки-ножа с
внутренней стороны должны быть сделаны небольшие уступы,
удерживающие снизу вставной цилиндр, который вставляется в
трубку сверху. Движение цилиндра вверх должны ограничивать
соответствующие уступы или поперечные стерженьки внутри
соединительной муфты несколько выше резьбы. Длина внутреннего цилиндра должна быть подобрана таким образом, чтобы
его вертикальный люфт внутри трубки-ножа был минимален, но
чтобы он не препятствовал плотному без зазоров привинчиванию трубки-ножа к соединительной муфте. После того, как прибор извлечен из водоема, а придонная вода будет слита, цилиндр может быть вынут с ненарушенной колонкой грунта и
оставшимся в нем придонным слоем воды. Перед выниманием
внутренний цилиндр затыкается пробкой снизу, а после вынимания и сверху. Такой цилиндр может быть доставлен в лабораторию для проведения каких-либо исследований в “живом” виде
(послойное изучение распределения организмов в грунте, процессов битурбации, обменных процессов дно-вода и т.д.) или
заморожен для каких-либо последующих исследований. Альтернативным вариантом для получения колонки грунта с придонной водой для дальнейших исследований является вставка
стеклянного цилиндра в снятый трубку-нож с уже отобранной
пробой. Однако, этот вариант менее желателен из-за возможного сминания слоев грунта.

297

Подобные стеклянные трубки могут использоваться для
отбора проб мейобентоса из коробчатых дночерпателей, например в ситуации работы на больших глубинах и ветре без якоря,
когда снос судна приводит к тому, что невозможно сделать несколько отборов проб микробентометром в какой-то конкретной
точке. В этом случае проба грунта с относительно большей
площади, достаточной для отбора нескольких мейобентосных
трубок, может быть отобрана коробчатым дночерпателем, обеспечивающим качественный отбор пробы, у которого не происходит размыва самого верхнего слоя грунта (наилка). Например,
из последних разработок можно рекомендовать модернизированные варианты дночерпателя Экмана-Берджи с дополнительным сенсорным и вычислительным оборудованием для автоматизации захвата и оценивания качества пробы, позволяющие
надежно отбирать качественные пробы ненарушенных донных
отложений, в том числе в сложных ситуациях (Дудаков, Дудакова, 2022, 2023).
Детальные исследования донной мейофауны часто связаны с изучением ее вертикального распределения как в морских,
так и в пресноводных водоемах. Вертикальное распределение
мейобентоса в грунте во многом определяется распределением в
грунте кислорода, трофических ресурсов, плотностью грунта и
реакцией избегания хищников (Moodley et al., 2000; Kotwicki et
al., 2005).
Во многих работах показано, что организмы мейофауны
способны проникать на значительную глубину в толщу грунта
(Moore, 1939; Cole, 1953; Stanczykowska, 1966; Фатовенко, 1967;
McIntyre, 1968; Sarkka, Paasivirta, 1972; Гурвич, 1975; Бабицкий,
1983, 1987; Курашов, 1994; Moodley et al., 2000; Kotwicki et al.,
2005). Этот аспект важен, поскольку исследователь при планировании и осуществлении отбора проб должен ответить на вопрос, какой высоты колонку грунта следует отбирать? Проведенные исследования показали, что для работы на илистых или
глинистых грунтах достаточно отбирать короткие керны не более 8–10 см, что позволяет учесть 95–99% численности и биомассы мейофауны.
В частности, для морских водоемов дается рекомендация
(Somerfield, Warwick, 2013) на илистых грунтах использовать
298

короткте керны, поскольку большинство животных обитает в
верхних слоях, а ниже 6–8 см проникают лишь немногие организмы (McIntyre, 1968; Moodley et al., 2000). В то же время, на
песке, где интерстициальные виды проникают на большую глубину, для сбора основной массы фауны могут потребоваться
колонки длиной до 20–30 см. Известно, что животные мейобентоса в значительном количестве могут существовать на глубине
ниже 50 см (Renaud-Debyser, 1963) и даже ниже 1 м на открытых
пляжах (McLachlan et al., 1979), где виды, обитающие на глубине в толще грунта, отличаются от видов, обитающих в поверхностных слоях.
В пресноводных водоемах большая часть организмов
мейобентоса сосредоточена в верхних 2–5 см осадка. Так, наши
исследования на Ладожском озере (Курашов, 1994) показали,
что для учета 98% численности и биомассы мейобентоса в биотопах открытой акватории озера достаточно исследовать верхние 4 см осадка независимо от типа грунта. Обобщая имеющиеся данные по этому вопросу, можно рекомендовать, что при отборе проб мейобентоса в пресноводных водоемах на илистых
грунтах высота отбираемой колонки грунта должна быть не менее 5 см. На песчаных грунтах желательно, чтобы отбираемая
колонка была не менее 10–15 см, так как в песчаном грунте организмы мейофауны способны проникать глубже в грунт из-за
наличия интерстициальных пространств и более благоприятных
физико-химических условий.
Техника отбора проб для исследования вертикального
распределения мейобентосных организмов несложная, но требует точных и аккуратных действий. Если для отбора используется
микробентометр МБ-ТЕ, то после того как он поднят из водоема, производится слив придонной воды через резиновую трубку,
надетую на штуцер, затем отвинчивается трубка-нож и, если в
нее был вставлен дополнительный стеклянный или плексигласовый цилиндр, то он вынимается. Если нет, то дальнейшие манипуляции проводятся с самой трубкой, которые идентичны
тем, что проводились бы со вставным цилиндром. Придонная
вода, оставшаяся над грунтом (или в дополнительном цилиндре), аккуратно сливается в специальную емкость при помощи
сифона или сливается через край при аккуратном выталкивании
299

грунта снизу шомполом, избегая взмучивания грунта. Над грунтом остается только самый придонный слой воды толщиной желательно не более 0.5 см. После этого грунт аккуратно выталкивается снизу шомполом и срезается широким тонким ножом по
1 или 2 см. Срезанные слои помещаются в пластиковые мешочки или баночки, в которых фиксируются.
Следует упомянуть на первый взгляд малозначительный,
но на самом деле важный момент, а именно то, что даже в сложных полевых условиях информация об отбираемой пробе и
условиях отбора обязательно должна записываться в полевой
дневник. Эти записи делаются на каждой станции, должны быть
максимально полными и содержать следующие сведения: о координатах станции (могут быть получены при помощи GPSнавигатора), месте отбора (если имеются географические названия места), времени отбора, глубине отбора, температуре, количестве подпроб, визуальных характеристиках грунта, о наличии
возможных загрязнений, водной растительности, если пробы
отбираются на мелководном участке и т.д. Записи должны делаться на бумаге, устойчивой к размоканию и ручкой или простым карандашом, которые не смываются водой.
Отобранные пробы помещаются в герметично закрывающиеся банки или плотные полиэтиленовые пакеты с зажимом
“гриппер”. Полиэтиленовые пакеты должны быть как можно
более плотными, желательно с толщиной материала не менее
80–100 мкм. Менее плотные пакеты будут менее надежными в
процессе транспортировки и хранения проб. Если все же используются пакеты недостаточной плотности, можно порекомендовать помещать пробу в два пакета. Каждая отобранная
мейобентосная проба снабжается соответствующей этикеткой,
написанной несмываемыми ручкой, простым карандашом или
постоянным маркером, на которой указываются дата отбора, номер станции отбора, название водного объекта, места отбора,
глубина, количество отобранных трубок миробентометра или
слоев (а также глубина и толщина слоя), если производится послойный отбор. Если банка или пакет подписываются снаружи,
то желательно внутрь положить дублирующую этикетку из пергамента или неразмокаемой бумаги, написанную простым каран-

300

дашом или несмываемой ручкой. Фиксация проб мейобентоса
производится непосредственно в банках или пакетах с пробами.

ФИКСАЦИЯ ПРОБ
Разные группы беспозвоночных, входящие в состав донной мейофауны, по разному относятся к процедуре фиксации и
виду фиксатора. При сборе массового материала, т.е. проб с
большого числа станций, например, во время экспедиций, практически отсутствует возможность обработки “живых” проб из-за
несоответствующих условий и требуемого времени, что влечет
за собой необходимость фиксации проб. В то же время, если
одни группы мейофауны (нематоды, остракоды, копеподы, личинки насекомых и т.д.) могут быть зафиксированы, и их морфологические особенности, необходимые для идентификации,
сохраняются при этой процедуре и дальнейшем хранении в фиксаторе, то представители других групп в результате фиксации
претерпевают такие изменения, которые исключают саму возможность дальнейшей работы с этими организмами и их идентификации из-за повреждений и трансформации их тела. К малоустойчивым группам для фиксации относятся турбеллярии,
некоторые коловратки, тардиграды, гастротрихи, книдарии.
Например, турбеллярии и гастротрихи при фиксации резко сокращают свое тело, и легко могут быть пропущены при разборке
пробы. Не случайно именно эти группы могут считаться одними
из наиболее слабоизученных в составе мейобентоса. В тех случаях, когда необходимо наиболее точно учитывать эти группы,
пробы следует не промывать и не фиксировать, а обрабатывать в
“живом” виде. Для учета этих групп, как правило, достаточно
отбирать слой наилка из неповрежденных проб (колонок грунта)
и небольшими порциями просматривать под бинокулярным
микроскопом. Некоторые допустимые для этих групп способы
фиксации (формалин с глицерином, 1–3%-я сулема, 1%-я осмиевая кислота, смесь глицерна с уксусной кислотой) описаны в
работе (Воробьева и др., 1992).
При невозможности обработки пробы после отбора в “живом” виде ее требуется быстро зафиксировать. Наиболее часто
используемым фиксатором для проб мейобентоса является фор-

301

малин. Обычно используется 40%-й формалин, который наливается в отобранную пробу из такого расчета, чтобы его конечная
концентрация составляла не менее 3 и не более 5%, оптимально
– 4% (приблизительно 1 объемная часть формалина добавляется
на 9–10 частей объема пробы). Фиксация формалином приводит
к тому, что происходит декальцинация раковин остракод и моллюсков при хранении. Поэтому, желательно использовать формалин, нейтрализованный бикарбонатом натрия (NaHCO₃; пищевая сода). Нейтрализованный формалин готовят, добавляя к
нему насыщенный раствор соды до достижения близкой к
нейтральной реакции среды. При фиксации таким формалином
следует учитывать, что концетрация формальдегида в формалине будет несколько меньше 40% из-за добавочного объема
раствора соды. Все-таки, если предполагается подробное таксономическое исследование остракод и моллюсков мейофауны,
пробы лучше фиксировать 96% этанолом до достижения в пробе
его концентрации 50–75%. Несмотря на широкое использование, формалин опасен, с ним надо работать осторожно, и следует позаботиться о том, чтобы были приняты адекватные меры
предосторожности для здоровья и безопасности исследователей,
чтобы свести к минимуму риск поражения органов дыхания.
Следует помнить, что фиксированные формалином пробы
должны хранится в теплом помещении. Если имеется риск несоблюдения этого условия, или при работе в зимний период, то
пробы следует фиксировать этанолом.
Также для фиксации проб донной мейофауны, особенно
нематод, иногда используется триэтаноламин-формалин
(triethanolamine formalin, TAF) (Courtney et al., 1955; De Bovvee
et al., 1974; Shah, 2008). Фиксатор TAF может быть приготовлен
путем смешивания 2 частей триэтаноламина, 7 частей формалина и 91 части дистиллированной воды. Свежеприготовленный
фиксатор имеет pH 9.1, а примерно через два года хранения pH
снижается до 8.5. Фиксатор специально разработан для работы с
нематодами, но им могут фиксироваться и тотальные пробы
донной мейофауны. Преимущество этого фиксатора в его рН,
поскольку в щелочных условиях не должна происходить декальцинация раковин остракод и моллюсков. После фиксации

302

проба мейобентоса должна находится в фиксаторе TAF не менее
24 часов, т.е. времени достаточного, чтобы фиксатор полностью
проник в тела организмов мейофауны (Tietjen, 1969).

ЛАБОРАТОРНЫЙ АНАЛИЗ И ОСНОВНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ
МЕЙОБЕНТОСА

Обработка проб мейобентоса
Первым этапом обработки проб мейобентоса является их
промывка. Получаемые исследователем результаты по составу и
численности (а, следовательно, и биомассы) мейофауны сильно
зависят от размера ячеек сита для промывки проб мейобентоса.
Имеется мнение, что для исследовательских задач больше всего
подходит сито диаметром 40 мкм (Hummon, 1981), однако, даже
использование такой ячеи приводит к потери мелких коловраток
и нематод. Показано (Traunspurger, Majdi, 2017), что сито
10 мкм обеспечивает извлечение самой мелкой мейофауны, но
его, следует совмещать с ситами большего размера (от 40 до
125 мкм), поскольку промывка пробы через сито 10 мкм не позволяет сколь нибудь существенно избавится от материала донных осадков, и проба остается слишком большой по объему, что
весьма затрудняет ее обработку и выборку организмов.
Промывать пробы мейобентоса следует (лучше всего уже
в лаборатории) только после их фиксации формалином или
спиртом в полевых условиях, поскольку при промывке “живых”
(незафиксированных) проб неизбежно могут происходить существенные потери мейофауны (Sarkka, Kurashov, 1992). Это происходит из-за того, что организмы мейофауны с небольшим
диаметром тела (прежде всего нематоды и олигохеты, а также
тардиграды и бентосные коловратки) активно проникают при
промывке незафиксированных проб через ячейки сети/сита. При
промывке же зафиксированных проб содержащиеся в пробе организмы лишены возможности активно проникать через небольшие отверстия сита. Если предполагается дальнейшее хранение пробы, то она должна быть повторно зафиксирована. При
этом допускается смена фиксатора.

303

Наш многолетний опыт показывает, что наилучшим вариантом промывки проб мейобентоса является промывка отобранных и зафиксированных проб через капроновую сеть или металическое сито с диаметром ячеи 60–80 мкм (мельничный газ
№ 64–77). Использование для изучения мейобентоса промывочных сетей или сит с большим диаметром ячеи нежелательно,
поскольку показано, что сеть, например, с диаметром ячеи
106 мкм удерживает только 70% численности мейобентоса и
96.5% его биомассы (Nalepa, Robertson, 1981), причем происходит в основном недоучет нематод, тардиград и коловраток. Также было установлено, что стальное сито с диаметром ячеи
63 мкм задерживает 100% численности и биомассы мейофауны
без нематод, а нематод – 91%, промывочное сито с диаметром
ячеи 80 мкм задерживает 99% всей мейофауны и 82% нематод
(De Bovvee et al., 1974).
Процедура промывания позволяет существенно уменьшить объем грунта в пробе в случае илистых и глинистых грунтов, поскольку удается избавится от большого количества мелких илистых и глинистых частиц. В случае с песчанистыми
грунтами процедура промывки не позволяет существенно удалить из пробы излишний субстрат. Существует несколько методов для выделения мейофауны из заиленных и чистых песчаных
грунтов. Причем процедура выделения может быть применена
как к уже промытым, так и к непромытым пробам мейобентоса.
Наиболее распространенными являются флотационный метод,
метод взмучивания и метод центрифугирования. Исследования
эффективности выделения мейофауны из осадков показали, что
флотационный метод должен быть признан неэффективным,
поскольку дает весьма неполное выделение фауны, особенно
мейофауны, наличие органических остатков сильно снижает
эффективность флотации (Fast, 1970; Furstenberg, Wet, 1982).
Метод взмучивания позволяет эффективно выделить не все
группы мейофауны (Uhlig et al., 1973). Кроме того, при длительном повторе процедуры не всегда удается достаточно полно
освободится от лишней массы осадка, если добиваться болееменее полного выделения бентосной фауны. Метод центрифугирования является более сложным технически, но позволяет

304

получить хорошие результаты при выделении организмов
мейобентоса (De Jonge, Bouwman, 1977; Furstenberg, Wet, 1982).
Для выделения мейофауны из песчанистых грунтов мы
рекомендуем использовать простое устройство (Курашов, 1986;
Курашов, 2007а), основанное на вымывании фауны из грунта
восходящим потоком воды (рис. 2.23). Устройство состоит из
высокогорлой стандартной колбы (1), в которую вставляется
плотно притертая резиновая пробка (2) с двумя сквозными отверстиями. Через эти отверстия в колбу вставлены стеклянные
трубки. Одна стеклянная трубка (3) доходит почти до дна колбы. К этой трубке подсоединяется резиновый шланг (4), который подсоединяется к водопроводному крану.

Рис. 2.23. Устройство для выделения
мейофауны (обозначения в тексте).

В полевых условиях для подачи воды может быть использован электронасос, однако в этом случае необходим дополнительный фильтр из газа с диаметром ячеи не менее чем 60–
80 мкм для исключения попадания в пробу посторонней фауны.
Вторая стеклянная трубка (5) вставляется в пробку только до ее
нижней границы. Проба грунта помещается в колбу. Рекоменду305

ется для эффективного выделения фауны и избегания вымывания грунта из колбы заполнять им широкую часть колбы не более, чем на 1/3 (на рис. 2.23 показано пунктиром). По длинной
трубке (3) в колбу под напором из водопровода подается вода.
Напор воды подбирается в зависимости от гранулометрического
состава песка так, чтобы песок не вымывался из колбы. Поток
подающейся в колбу воды вымывает организмы из песка и уносит их через вторую стеклянную трубку (5), к которой также прикреплен резиновый шланг в улавливающую сетку из газа с диаметром ячеи не менее чем 60–80 мкм. Выделенная фауна собирается в промывочную сеть со сливным стаканчиком (6), откуда
после окончания операции организмы вместе с вынесенным из
колбы грунтом сливается в лабораторный стакан, и проба поступает в дальнейшую обработку. При определенном навыке работы
иногда (особенно для проб с крупнозернистым песком) удается
полностью избежать выноса грунта из колбы, а определение времени обработки пробы, при котором выделяется вся фауна, не
представляет труда, оно зависит от гранулометрического состава
грунта и степени заиленности и составляет обычно 10–30 мин.
Рекомендуется после окончания операции просмотреть смыв с
оставшегося в колбе грунта, чтобы убедится в полноте выделения
мейобентоса.
Предлагаемый способ прост и надежен и может быть также
применен в полевых условиях. Он обеспечивает полное выделение всех групп мейобентоса. Могут обрабатываться как фиксированные, так и живые пробы. При обработке живых проб не всегда
вымываются достаточно тяжелые двустворчатые моллюски, однако они могут быть легко собраны с поверхности оставшегося в
колбе грунта. Устройство дает возможность в десятки раз сократить объем обрабатываемой пробы, а в случае чистых песков вообще избавиться от грунта, получив фауну в чистом виде, что
повышает эффективность обработки мейобентических проб и
значительно сокращает необходимое для этого время. Следует
отметить, что макрофауна предложенным методом выделяется не
полностью, и в случае макробентоса следует использовать другие
способы выделения. Устройство хорошо зарекомендовало себя
при выделении мейобентоса из различных песчанистых грунтов
как в лабораторных, так и в полевых условиях.
306

Стандартная обработка промытых проб мейобентоса, описанная В.В. Гурвичем (1969), включает в себя несколько этапов.
Может быть рекомендована следующая последовательность
действий:
1) Промытую пробу следует поместить в стеклянный или
пластиковый химический стакан объемом 250–500 мл, где она
доводится до необходимого объема в зависимости от количества
грунта в пробе путем или добавления чистой воды, или отсасыванием излишней воды грушей со стеклянной трубкой, затянутой газом с ячеей не более 80 мкм (желательно меньше). Приставший к газу субстрат с возможными организмами смываются
в стакан небольшим обратным движением воды иличистой (дистиллированной) водой с помощью пипетки.
2) На следующем этапе необходимо принять решение о
том, будет ли обрабатываться вся проба или какая-то ее часть.
Наилучшим вариантом является просмотр всей пробы. Однако
такой вариант возможен, если проба: а) имеет небольшой объем и
б) численность самых многочисленных групп мейофауны не
очень велика. Если эти условия не выполняются, то приходится
просматривать только какую-то часть пробы. В противном случае
исследователь может затратить только на первичную разборку
одной пробы неоправданно много времени (до нескольких дней).
В связи с этим, перед началом разборки пробы следует часть ее
поместить в чашку Петри и бегло просмотреть, выяснив насколько велика численность той или иной группы. После этого просмотренная часть вновь соединяется с исходной пробой. Если
объем пробы (осадка) достаточно большой, или численность каких-то организмов (например, нематод или циклопов) очень велика, то следует, аккуратно перемешивая пробу в стакане до гомогенного состояния, при помощи штемпель-пипетки определенного объема (0.5–3.0 мл) отобрать необходимое число подпроб в
другой стакан до достижения необходимого объема (1/10, 1/5, 1/3
или 1/2 исходной пробы). Штемпель пипетка может быть специально изготовленной из цветного металла (бронза, латунь) и оргстекла (фотовкладка, фото 1.13, 2.14), или из пластикового шприца необходимого объема.
3) Цельная проба или отобранная из основной пробы
часть тщательно просматриваются под бинокулярным микро307

скопом в камере Богорова (фотовкладка, фото 1.12). При этом
все обнаруженные организмы подсчитываются, измеряются,
раскладываются по соответствующим пробиркам (каждая для
одной систематической группы) для дальнейшей идентификации и фиксируются формалином или спиртом. Для фиксации
нематод для облегчения их последующей идентификации может
использоваться фиксатор TAF. Отдельному учету подлежат не
только организмы одной систематической группы или вида, но
и различные размерные фракции в их составе, что важно для
более точного определения биомассы.
4) Если выборка организмов проводилась из части пробы,
то после ее завершения следует остаток грунта просмотреть под
бинокулярным микроскопом для учета редких и крупных организмов, не обнаруженных при просмотре порции, или если в
порции обнаружено их небольшое число (1–4 экз.). Этот просмотр удобнее всего проводить в чашке Петри с расчерченным
дном.
Следует отметить, что при разборке проб мейобентоса следует обязательно измерять обнаруженные организмы при помощи окулярной линейки бинокуляра. Это необходимо для последующего определения биомассы мейобентоса (см. ниже).
По результатам разборки проводят расчет содержания организмов в пробе и полученные результаты пересчитывают на
квадратный метр с учетом площади отбора использованного
пробоотборника. Таким образом определяется численность отдельных видов и групп донной мейофауны.
Разборку проб и сортировку мейофауны можно значительно облегчить, если использовать красители для окраски организмов мейофауны (Higgins, Thiel, 1988). Очень часто для
этих целей используется бенгальская розовая (бенгальская роза)
(Giere, 1993) и раствор Люголя с подкраской детрита черным
хлоразолом (Williams, Williams, 1974). Бенгальская роза является красителем белка и выборочно окрашивает именно организмы, имеющиеся в пробе.
При использовании бенгальской розовой фиксирующий
раствор готовится следующим образом: краситель добавляется в
концентрированный (36–40%) формалин из расчета 4 г/л. Для
получения фиксированной пробы с концентрацией формалина
308

4–5%, следует добавлять концентрированный формалин с красителем из расчета примерно 50 мл/л. Окрашивание различных
групп мейофауны бенгальской розовой в красный цвет происходит с разной скоростью, но, как правило, достаточно выдерживание промытой пробы в окрашивающем фиксаторе до начала
разборки в течение 1–3 часов. При этом некоторые животные
окрашиваются уже в течение 15 минут, но многим для оптимального окрашивания требуется до 48 часов. Конечная концентрация 4% забуференного формалина в образце достаточна для
длительного сохранения наиболее твердотелой (т.е. хитиновой)
мейофауны (Traunspurger, Majdi, 2017).
В работе (Bamber, 1982) рекомендуется использование
бенгальской розовой сочетать с добавкой в 20% раствор формалина гексаметафосфата натрия (1.24 г/л), что увеличивает эффективность разборки проб благодаря более быстрой дезагрегации глинисто-алевритового грунта.
При разборке под бинокуляром “живых” проб для учета
организмов, не выдерживающих стандартную фиксацию, часто
приходится замедлять движение животных. Для этого можно
использовать различные наркотизирующие агенты, например,
раствор хлоралгидрата или хлороформа. Обычно на камеру Богорова достаточно добавления нескольких капель. Также для
этих целей можно использовать этанол, при этом необходимая
концентрация спирта должна быть минимальна (не более 10–
15%), но достаточна для замедления или умерщвления животных. Эта концентрация легко находится экспериментально путем постепенного добавления спирта в пробу маленькими порциями пипеткой.
Предварительная сортировка организмов мейофауны, как
отмечено, происходит уже при разборке проб, когда организмы
раскладываются по группам по разным пробиркам. Если исследователь имеет дело с хорошо знакомыми пробами, то ему уже
может быть знаком видовой состав. В этом случае может происходить количественный учет численности не только групп
мейобентоса, но и его отдельных видов. В других случаях, качественный состав (видовой состав) мейофауны определяется при
работе с отдельными группами, выбранными в отдельные пробирки. Особенности идентификации видов из различных групп
309

(нематоды, олигохеты, циклопы, гарпактициды, остракоды и
т.д.) и соответствующие процедуры определяются спецификой
работы с каждой группой. При этом используются специфические методические приемы и необходимые для идентификации
данной группы определители и пособия. Как правило, в процессе идентификации используется и бинокуляр (бинокулярный
микроскоп) для препарирования животных и различные микроскопы (световые, цифровые, электронные и т.д) для рассмтривания морфологических деталей строения тела и видовой идентификации. Во время работы с микроскопической техникой рекомендуется делать фотографии и/или зарисовки при помощи рисовального аппарата, что помогает идентифицировать организмы и может быть полезно для описания видов и последующих
публикаций.
Во время микроскопирования и препарирования организмов обычно делают временные или постоянные препараты, которые потом и используются для систематической идентификации беспозвоночных и создания коллекций препаратов видов
донной мейофауны. Различные техники изготовления временных и постоянных препаратов описаны в специализированных
изданиях (Иванов и др., 1981, 1983; Шакурова, 2011), и здесь мы
не будем их приводить. Приведем, только описание одной техники изготовления препаратов, которая описана в малодоступном издании (Зехнов, Калецкая, 1961), но является очень удобной для препарирования беспозвоночных и последующего использования препарата, в котором препарировался объект, в постоянный препарат. Для изготовления таких препаратов готовится смесь следующего состава: 25 мл дистиллированной воды,
15 г пищевого желатина, 50 г хлоралгидрата, 10 мл глицерина.
Данная смесь является модификацией смеси Фора и смеси Берлезе, но отличается от них изменением соотношения составных
частей и заменой не всегда доступного гуммиарабика на желатин. Желатин заливается дистиллированной водой, и после
набухания он растворяется на водяной бане. Когда жидкость
остынет, в нее добавляют глицерин и хлоралгидрат. Полученная
смесь в хорошо закрытой емкости выдерживается в теплом месте или в термостате при температуре 35–37 ºС. В дальнейшем
смесь может быть профильтрована через стеклянную или асбе310

стовую вату. При изготовлении препаратов в каплю этой жидкости, которую можно предварительно нагреть на предметном
стекле помещается препарируемый организм. Препарирование
происходит под бинокуляром. Когда жидкость подогрета на
предметном стекле на плитке, в ней удобно препарировать и
передвигать отсеченные конечности и морфологические элементы тела в нужное место капли. Поскольку жидкость имеет
повышенную вязкость, в ней удобно расположить все отпрепарированные части тела животного в нужном порядке. Если жидкость загустевает слишком быстро до окончания препарирования, предметное стекло можно слегка подогреть на электрической плитке. При остывании жидкость густеет и положение расположенных в ней объектов не меняется, что исключает их потерю. Если при дальнейшей идентификации используется микроскоп с предметным столиком, снабженным подвижным X-Y
штангенциркулем (препаратодержателем) с координатными
шкалами, то для каждого объекта в препарате можно записать
координаты для их быстрого обнаружения в дальнейшем, в противном случае обнаружение мелких морфологических элементов на препарате иногда становится очень трудной задачей. После окончания препарирования, когда все отпрепарированные
части расположены в нужном порядке, до полного высыхания
капля с подготовленным объектом сверху закрывается покровным стеклом, которое при необходимости может быть снабжено
пластилиновыми ножками. После полного высыхания и загустевания препарат промазывается по краям асфальтовым лаком или
лаком для ногтей, что обеспечивает возможность его длительного хранения.
Не следует забывать, что каждый препарат должен быть
снабжен этикеткой и аккуратно подписан. Допускается одна или
две этикетки, что зависит от положения на предметном стекле
препарата под покровным стеклом. В любом случае, на препатате должна быть отражена следующая информация: полное латинское наименование организма, если проведена его удачная
идентификация (если нет, то указывается более высокий таксономический ранг, до которого опрелен организм); место отбора
пробы; дата отбора; дата создания препарата; имя и фамилия
исследователя, определившего организм. Запись на стекле до311

пускается только, как временная мера, и при первой возможности она должна быть заменена на постоянную этикетку.

Определение массы мейобентосных организмов
Используя показатели численности отдельных групп и видов мейобентосных беспозвоночных, полученных как результат
разборки проб, можно определить их биомассу, а затем и биомассу всего сообщества.
Массу крупных представителей мейофауны можно определять прямым взвешиванием после обсушивания на фильтровальной бумаге до того момента, пока перестанут появляться
мокрые пятна, если имеются очень точные лабораторные весы
аналитического класса. Таким способом можно определить массу моллюсков, амфипод, личинок насекомых, крупных циклопов, некоторых кладоцер и остракод. Если имеется достаточное
количество одноразмерных особей, то можно взвесить несколько экземпляров и потом определить массу одной особи. Взвешивание нескольких экземпляров обычно повышает точность
определения массы, особенно в тех случаях, когда в наличии
имеются недостаточно точные весы. Однако, этот способ является трудоемким, временнозатратным и сопряжен с различными
ошибками. Кроме того, взвесить на весах самых мелких представителей мейофауны просто невозможно.
Поэтому, определять массу животных мейобентоса удобнее и точнее, используя формулы связи длины и массы. Для
определения массы той или иной размерно-систематической
группы донной мейофауны или вида в пробе следует использовать среднюю длину, которая должна рассчитываться из измерений обнаруженных особей во время разборки пробы. Обобщение формул для определения массы донной мейофауны проведено в работе (Курашов, 2007а). В настоящем методическом
материале мы повторно приведем эти формулы для удобства
работы исследователей.
Для Nematoda используют следующие формулы:
W = 0.42 L2.63
W = 0.17 L2.82
W = 1.024 L2.21
где W – масса, мкг; L – длина, мм.

312

(1),
(2),
(3),

Формула (1) используется, если отношение длины нематоды к ее ширине (b) находится в пределах от 27 до 43; формула
(2) используется, если L/b больше 43; формула (3) – если L/b
меньше 27 (Цалолихин, 1981).
Для Ostracoda:
W(мг) = 0.131 L2.964 (мм) (для рода Candona),
W(мг) = 0.189 L3.091 (мм) (для Cytheridae) (Ankar, Elmgren, 1976).

Для остракод других родов массу можно рассчитывать по
номограммам Л.Л. Численко (1968) или по формуле:
W(мг) = 0.15 L3 (мм).

Массу личинок хирономид можно определить по ее зависимости от:
а) длины тела (L) – W(мг) = 0.0095 L2.7812 (мм) и
б) от ширины головной капсулы (В) – W(мг) = 28.74 В3.169 (мм) (Балушкина, 1982; Методические рекомендации ..., 1983).

Для Harpacticoida:
W(мг) = 0.033 L2.7193 (мм) (Набережный, Ирмашева, 1980).

Хорошие результаты
Л.Л. Численко (1968).
Для Tardigrada:

дают

также

и

номограммы

W(мг) = 0.051 L3 (мм) (Hallas, Yeates, 1972).

Массу водяных клещей и турбеллярий можно определять
по номограммам Л.Л.Численко (1968) или по формулам:
W(мг) = 0.241 L3.07 (мм) (для Acari) и
W(мг) = 0.067 L3.04 (мм) (для Turbellaria).

Для Oligochaeta можно использовать уравнение:
W(мг) = 0.0785 L1.997 (мм),
полученное на примере Potamothrix hammoniensis (Michaelsen) (Джендереджян, Унанян, 1987), или более позднее близкое уравнение для
группы:
W(мг) = 0.0803 L1.875 (мм) (Stoffels et al., 2003).

Массу молоди амфипод, входящих в состав мейобентоса,
можно определить по формулам:
W(мг) = 0.0492 L2.522 (мм),
получена для молоди Gmelinides fasciatus (Stebbing) (Барков, Курашов,
2011) или
W(мг) = 0.024 L3.06 (мм),
получена для Pontoporeia affinis Lindstrøm (Ankar, Elmgren, 1976).

313

Коэффициенты для определения массы Bivalvia,
Cladocera, Cyclopoida, Ephemeroptera, Plecoptera опубликованы в
методических рекомендациях по сбору и обработке материалов
при гидробиологических исследованиях на пресноводных водоемах (Методические рекомендации ..., 1982, 1983). Основные
коэффициенты приведены в таблице 2.7.
Таблица 2.7. Параметры уравнения W(мг) = qLb (мм) зависимости
массы тела от длины для некоторых групп пресноводной мейофауны
Таксон
Bivalvia: (Sphaeriidae)
Bivalvia: (Dreissenidae)
Cladocera:
Alona, Alonella
Scapholeberis
Macrothrix
Eurycercus
Chydorus
Daphniidae
Macrothricidae, Chydoridae
Cyclopoida:
Acanthocyclops, Megacyclops
Macrocyclops
Mesocyclops
Cyclops
Ephemeroptera: (Baetidae)
Trichoptera
Megaloptera
Plecoptera

q
0.310
0.180

b
3.020
2.870

0.091
0.133
0.083
0.127
0.203
0.075
0.140
0.037
0.039
0.045
0.034
0.035
0.017
0.0156
0.080
0.0251

2.646
2.630
2.331
3.076
2.771
2.925
2.723
2.762
3.156
2.750
2.924
2.555
2.950
2.992
2.700
2.800

Полученные индивидуальные массы для размерносистематических групп (видов), учтенных при первичной разборке пробы, умножают на число организмов в пробе, а затем
полученное значение пересчитывается на квадратный метр
площади дна в зависимости от площади захвата грунта тем пробоотборником, который использовался.

314

Определение продукционных характеристик
мейобентоса
Как и в случае с определением биомассы, известные фундаментальные методологические сведения, необходимые для
продукционно-функциональных расчетов характеристик донной
мейофауны, были обобщены в работе (Курашов, 2007а). Чтобы
представить основные методологические аспекты изучения
пресноводного мейобентоса в полном объеме в одном месте, мы
приведем эту информацию практически без изменений.
Бесспорно, что по данным по численности и биомассе
мейобентоса мы уже можем судить о той важной роли, которую
играет донная мейофаунав пресноводных экосистемах, однако,
наиболее полно можно оценить эту роль лишь на основании продукционно-функциональных расчетов характеристик как отдельных групп мейобентоса, так и всего сообщества. Вопрос о величине продукции мейобентоса, как и любого другого водного сообщества, труден. Но, в случае с пресноводным мейобентосом,
решение этой задачи особенно сложно в силу слабой изученности
биологии мейобентосных видов и экологии мейобентоса. В то же
время, лишь оценив величину продукции мейобентического сообщества, которая может быть впоследствии потреблена другими
организмами (макробентос, рыбы), можно определить место
мейобентоса в общем потоке вещества и энергии в пресноводных
экосистемах. Отмечается (Majdi et al., 2020), что продукционные
исследования, исключающие мейобентос, фундаментально недооценивают общий бюджет водной экосистемы.
Продукция популяций мейобентических животных может
быть рассчитана разными методами (Методы ..., 1968; Общие
основы ..., 1979; Методические рекомендации ..., 1982, 1983).
Выбор способа расчета зависит от особенностей размножения и
роста организмов, а также имеющейся в распоряжении исследователя информации. Различные подходы к оценке продукции
мейобентоса приведены в работе (Schmid-Araya et al., 2020).
В частности, отмечается, что необходимо проявлять осторожность при выборе метода оценки продукции и/или полагаться на
опубликованные данные о времени генерации организмов мейофауны (Schmid-Araya et al., 2020). Если исключить специаль-

315

ные работы по определению продукции какого-либо вида или
группы донной мейофауны, как пример, работа (Majdi,
Traunspurger, 2021), когда надо подбирать действительно наиболее пригодный для данной группы и наиболее точный метод
расчет продукции, то в большинстве случаев, может быть применен достаточно универсальный, так называемый, “физиологический” метод расчета продукции (Методы ..., 1968; Общие
основы ..., 1979; Методические рекомендации ..., 1982, 1983).
Метод не относится к точным методам определения продукции,
и точность получаемых результатов зависит от того, насколько
правильно оценены возможные значения коэффициента эффективности использования ассимилированной пищи на рост (К2), а
также другие показатели: скорость потребления кислорода, оксикалорийный коэффициент и энергетический эквивалент массы
тела. Для оценки этих показателей у различных систематических групп гидробионтов в свое время были проведены прекрасные фундаментальные исследования (см. ссылки ниже), что
сводит к минимуму возможные неточности при расчете продукции физиологическим методом, точность которого фактически
будет определяться точностью самых первичных оценок численности и биомассы групп донной мейофауны, используемых
при расчете продукции.
Как отмечено выше, при комплексных исследованиях
мейобентоса, когда изучается все сообщество, не ставятся цели,
требующие тщательного и детального анализа всех особенностей
развития популяций организмов донной мейофауны, разнообразие которых в пресноводных водоемах велико. Поэтому использование физиологического метода оправдано и наиболее приемлемо для оценки места и роли мейобентоса в процессах трансформации вещества и энергии в экосистемах внутренних водоемов. Метод базируется на использовании коэффициента эффективности использования ассимилированной пищи на рост К2:
К2 = Р/(P+R),
где P – продукция, R – траты на обмен, тогда P = R(К2/(1–К2)).

Траты на обмен можно рассчитать, используя уравнения
связи скорости потребления кислорода (Q) и массы тела (W).
Для представителей донной мейофауны можно использовать
следующие уравнения этой зависимости. Уравнения приводятся
316

не с оригинальными авторскими, а с унифицированными единицами измерения и соответственно пересчитанными коэффициентами.
Для Nematoda:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.0292 W0.72 (г сырой массы) (Klekowski et al., 1972).

Для Turbellaria:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.175 W0.815 (г сыр. м.) (Камлюк, 1974).

Для Oligochaeta:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.105 W0.75 (г сыр. м.) (Камлюк, 1974).

Для Chironomidae:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.1298 W0.82 (г сыр. м.) (Балушкина, 1984).

Для Acari:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.0474 W0.748 (г сыр. м.) (Berthet, 1964; Шереметевский, 1987).

Для Cyclopoida:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.2 W0.777 (г сыр. м.) (Сущеня, 1972).

Для Cladocera:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.143 W0.803 (г сыр. м.) (Сущеня, 1972).

Для Ephemeroptera:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.1644 W0.784(г сыр. м.) (Голубков, 2000).

Для Plecoptera:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.1588 W0.767 (г сыр. м.) (Голубков, 2000).

Для Trichoptera:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.184 W0.818 (г сыр. м.) (Голубков, 2000).

Уравнение для Tardigrada было рассчитано по данным, содержащимся в работе (Jennings, 1975):
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.003 W0.531(г сыр. м.).

Для Bivalvia:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.0649 W0.721 (г сыр. м.) (Алимов, 1981).

Для Harpacticoida уравнение было получено осреднением
данных по пяти видам из работы (Herman, Heip, 1983):
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.2689 W0.846 (г сыр. м.).

Дыхание большинства видов остракод, по-видимому,
можно определять из следующего уравнения:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.0478 W0.746 (г сыр. м.),

317

которое получено из данных, содержащихся в работе
(Humburger, Dall, 1990). В то же время, представители семейства
Cytheridae (например, Cytherissa lacustris G.O. Sars), вероятно,
имеют более низкий уровень обмена. Поэтому для них более
правильно использовать уравнение из работы (Newrkla, 1985):
LgQ = 0.0824 (LgW)2 + 0.6854 LgW − 0.4145,
где Q – скорость дыхания, нл О2 экз.-1 час-1; W – масса тела, мкг сыр. м.;
или в принятом унифицированном представлении:
Q(мл О2 экз.-1 час-1) = 0.3096 W1.049 (г сыр. м.).

Определив величину потребления кислорода, траты на
обмен (R) можно получить, умножив полученное значение потребления кислорода на оксикалорийный коэффициент. Оксикалорийный коэффициент слабо зависит от субстрата дыхания, и
его значение допустимо принять равным 20.3 Дж мл-1 О2
(4.86 кал мл-1 О2) (Методические рекомендации ..., 1982, 1983).
Температурные поправки скорости обмена следует рассчитывать с помощью коэффициента Q10 = 2.25 (поправочный
коэффициент для температуры t ºC при этом составит
 t  20 


10 

) (Винберг, 1983).
Определение продукции за интервалы времени можно
производить графическим методом по суточным значениям
(Иванова, Умнов, 1979; Методические рекомендации ..., 1982).
Необходимые для продукционных расчетов величины
(табл. 2.8) взяты из литературных данных (Ankar, Elmgren, 1976;
Бабицкий, 1980; Методические рекомендации ..., 1982, 1983;
Herman, Heip, 1982; Herman et al., 1983, 1984; Голубков, 1984,
2000; Крючкова, 1986; Иванова, 1985).
При расчетах продукции мейобентоса пресноводных водоемов важно учитывать особенности физиологии копеподитных стадий планктонных циклопов, часто составляющих в озерах (особенно эвтрофируемых и загрязняемых) и водохранилищах основу мейобентоса профундальных биотопов. При расчетах скорости потребления кислорода диапаузирующими стадиями циклопов есть все основания принимать, что в состоянии
диапаузы скорость потребления кислорода циклопами в 5–6 раз
ниже, чем в активном состоянии (Алексеев, 1986, 1990). Также
qt  2.25

318

следует учитывать, что диапаузирующие стадии не участвуют в
создании продукции.
Таблица 2.8. Значения энергетического эквивалента сырой массы тела
(А) и коэффициента эффективности использования ассимилированной
пищи на рост (К2 ) основных групп мейобентоса
А, Дж мг-1
5.29
5.00
4.18
3.50
2.50
2.63
3.75
2.76
3.45
3.83
4.13
3.83
3.50
1.29
1.00
2.17

Группа
Nematoda
Harpacticoida
Oligochaeta
Ostracoda (с раковиной)
Cyclopoida
Chironomidae
Turbellaria
Cladocera
Tardigrada
Ephemeroptera
Trichoptera
Plecoptera
Acari
Sphaeriidae (с раковиной)
Dreissenidae(с раковиной)
Physidae (с раковиной)

К2
0.25
0.36
0.25
0.38
0.20
0.45
0.35
0.37
0.30
0.50
0.56
0.55
0.33
0.26
0.26
0.26

Как и для других сообществ водных беспозвоночных, в
расчете продукции сообщества (Рс) мейобентоса должно лежать
равенство:
Рс = Рм + Рх – Сх,
где Рм – продукция нехищных животных, Рх – продукция хищных животных, Сх – рацион хищников (Винберг и др., 1965; Методические рекомендации ..., 1982, 1983).

В литературе неоднократно уже отмечалось, что формальное применение этого верного в своей основе равенства не дает
возможности точно определить Рс и сезонную динамику этого
показателя, так как не учитываются конкретные, реальные трофические отношения внутри сообщества или биоценоза, причем
особенно много затруднений связано с факультативными хищниками (Иванова, Крылов, 1983; Винберг, 1985; Иванова, 1985).
Поэтому для расчета продукции сообщества мейобентоса, т.е.
319

продукции, которая может быть использована макробентическими животными и рыбами, должны использоваться схемы реальных трофических отношений донной мейофауны в гидробиоценозах. Безусловно, что в каждом конкретном водоеме, такая схема может характеризоваться специфическими чертами,
но в общем виде может быть предложена следующая схема трофических взаимоотношений в мейобентосном сообществе пресноводных водоемов (рис. 2.24).

Рис. 2.24. Схема трофических связей в мейобентосе внутренних вод
(Курашов, 2007а).

Она составлена на основе полученных нами экспериментальных данных (Курашов, 1989, 1994, 1997), а также имеющихся в литературе сведений (Монченко, 1974; Монаков,1976; Иванова, Крылов, 1983; Иванова, 1985; Иванова, Симонян, 1986;
Fundamentals …, 1980).
В составе мейобентоса можно выделить, по крайней мере,
6 групп (см. рис. 2.24).

320

1. В первую группу (нехищный мейобентос – I) входят организмы мейофауны с массой тела менее 0.015 мг: нематоды,
мелкие гарпактициды, младшие копеподитные стадии
Cyclopoida, мелкие Cladocera, молодь крупных видов Cladocera,
мелкие хирономиды и олигохеты.
2. Во вторую группу (нехищный мейобентос – II) включаются организмы мейофауны с массой тела более 0.015 мг:
крупные гарпактициды, старшие копеподиты и взрослые нехищные циклопы (например, Paracyclops fimbriatus Fisch., род
Diacyclops), нехищные хирономиды, олигохеты, крупные
Cladocera.
3. К третьей группе (труднодоступный нехищный
мейобентос) относятся Ostracoda и Mollusca из состава мейофауны. Судя по нашим наблюдениям, животные этих групп очень
слабо или совсем не потребляются мейобентическими хищниками в силу их хорошей защищенности благодаря наличию раковинки. Молодь остракод и мелкие их виды могут иногда поедаться мейобентическими турбелляриями, клещами и хищными хирономидами, не составляя, однако, существенную часть их
рациона.
4. В четвертую группу входят мелкие облигатные хищники (Turbellaria, Acari), масса тела которых не более 0.05 мг.
5. Пятую группу (крупные облигатные хищники) образуют две подгруппы:
а) старшие копеподитные стадии и взрослые циклопы Megacyclops viridis (Jurine), Megacyclops gigas (Claus), Macrocyclops
albidus (Jurine), Cyclops insignis Claus и др. Следует отметить,
что несмотря на преобладающий у этих видов хищный тип
питания, они способны потреблять корм не животного происхождения (Монченко, 1974; Монаков, 1976; Morgan, 1980).
Поэтому отнесение даже этих крупных хищных циклопов к
облигатным хищникам несколько условно;
б) крупные виды Turbellaria и Acari.
6. В группу факультативных хищников входят старшие
копеподиты и взрослые Mesocyclops leuckarti (Claus), Thermocyclops oithonoides (Sars), р. Cyclops, р. Eucyclops и другие циклопы, хищные хирономиды.
321

На рисунке 2.24 основные трофические связи выделены
сплошными линиями (при расчетах прежде всего должны учитываться они), возможные, но второстепенные, по нашим представлениям, связи выделены пунктирными линиями. При расчете продукции сообщества они учитываются во вторую очередь,
когда продукции основных жертв не хватает, чтобы удовлетворить пищевые потребности хищников.
Еще один вопрос является принципиальным при расчете
продукции сообщества мейобентоса (а на самом деле, не только
мейобентоса, но любого сообщества, связанного с субстратом),
а именно доступность потенциальных жертв для хищников. Понятно, что в природных устоявшихся сообществах хищник не
может потребить всю наличную популяцию какого-либо вида
своих жертв, но лишь только какую-то ее часть. Показано, что в
присутствии субстрата скорость питания бентических хищников
тем или иным типом жертв снижается (De Silva, 1976; Adams,
1980; Панов, 1988; Панов, Полякова, 1988; Полякова, 1988; Курашов, 1989, 1994).
Если сравнить рационы (как экологический, так и физиологический) мейобентических хищников при абсолютной доступности жертв и в присутствии различных типов субстрата, то
можно отметить, что соотношение реального (Ср) и возможного
(Св) рационов мейобентических хищников, предложенное называть коэффициентом доступности жертвы (КДЖ = Ср/Св) (Курашов, 1989, 1994), изменяется в пределах 0.3–0.9. Поэтому, при
расчете продукции сообщества мейобентоса, если не имеется
конкретных данных о взаимоотношении конкретных хищников
и их жертв на каком-то типе субстрата, в среднем допустимо
принимать, что мейобентические хищники способны потреблять
не более 0.6 продукции потенциальных жертв из подгрупп “нехищный мейобентос – I” и “нехищный мейобентос – II”, и не
более 0.1 продукции потенциальных жертв из подгруппы “труднодоступный нехищный мейобентос”.
Принимая при расчетах эти положения, можно определить, какая часть рациона хищников может быть удовлетворена
за счет хищного питания. Для этого необходимо величину рациона хищника, рассчитанную с учетом продукции присутствую322

щих в сообществе групп его жертв, разделить на величину рациона, рассчитанного по следующему равенству:
А = а (Р + R),
где А – ассимилированная энергия, Р – продукция, R – траты на обмен,
а – усвояемость, которую для хищников можно принять равной в
среднем 0.8.

При расчете балансов популяций нехищных представителей донной мейофауны усвояемость в среднем можно считать
равной 0.6 (Методические рекомендации ..., 1982). Хотя, в действительности, для разных видов при потреблении различных
пищевых объектов она будет колебаться.
По завершении расчетов для каждой отдельной группы
или вида мейофауны, а также для всего сообщества мейобентоса
может быть составлена итоговая балансовая таблица по следующей форме:
Числен- Биомасса: Биомасса: Траты Продук- Ассими- Рацион: Удельная
ность:
В,
В,
на
ция:
ляция:
С,
продукция:
N,
мг м-2
Дж м-2 обмен:
Р,
А,
Дж м-2 Сw, сутки-1
экз. м-2
R,
Дж м-2 Дж м-2
(суточный
-2
Дж м
Р/Bкоэффициент)

Кроме физиологического метода следует упомянуть метод
приближенной оценки продукции популяций видов мейофауны
по величинам удельной продукции Сw (Заика, 1983), которая
представляет собой не что иное, как суточный Р/В-коэффициент.
Следует особо подчеркнуть, что применение данного метода будет наиболее оправдано, если для расчета будут браться среднесуточные значения Сw, полученные для данного водоема, его
температурных условий и размерного состава групп и популяций
мейобентосных организмов. Использовать для расчета продукции
значения Сw, полученные для других водоемов и условий следует
с осторожностью (Методические рекомендации ..., 1982), поскольку это может привести к значительным ошибкам из-за
неучета, например, конкретных температурных условий и размерного состава мейофауны. Данные в таблице 2.9 дают представление о возможных значениях Сw у разных представителей
мейобентоса в разных размерных диапазонах.

323

Таблица 2.9. Суточные значения удельной продукции (Сw) для
основных представителей пресноводного мейобентоса при 20 ºС
Группы/роды мейобентоса
Nematoda
Oligochaeta
Turbellaria
Tardigrada
Bivalvia
Planorbidae
Prosobranchia
Harpacticoida
Ostracoda (в целом)
р. Cypria
р. Candona
Cytheridae
Cladocera (в целом)
Роды Alona, Rhynchotalona, Biapertura
Chydoridae
Macrothricidae
р. Eurycercus
Cyclopoida (нехищные)
Cyclopoida (хищные) (в целом)
Роды Megacyclops, Acanthocyclops
Amphipoda
Acari
Chironomidae
Ephemeroptera
Trichoptera

Размерный
диапазон, мм
0.5–4.0
0.5–3.0
0.25–2.00
0.3–1.0
0.7–3.0
0.5–3.0
0.5–3.0
0.3–1.3
0.4–3.0
0.4–0.8
0.4–2.0
0.4–1.2
0.3–2.0
0.3–1.2
0.3–0.8
0.4–1.0
0.5–3.0
0.5–1.5
0.7–2.0
0.7–3.5
1.0–3.0
0.4–2.0
1.0–3.0
1.0–3.0
1.5–3.0

Сw, сутки-1
0.065–0.020
0.062–0.025
0.158–0.049
0.099–0.017
0.089–0.026
0.086–0.027
0.066–0.022
0.120–0.065
0.077–0.017
0.077–0.045
0.079–0.023
0.015–0.017
0.162–0.059
0.174–0.084
0.153–0.089
0.144–0.094
0.132–0.045
0.145–0.074
0.118–0.062
0.120–0.039
0.075–0.035
0.054–0.016
0.157–0.091
0.245–0.120
0.066–0.045

ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Рассмотрев основы изучения пресноводного мейобентоса,
мы можем заключить, что только тщательное соблюдение правильных методических подходов именно на начальном этапе
изучения донной мейофауны (а также и любых других сообществ гидробионтов) позволяет получить качественные данные,
которые могут потом быть подвергнуты аналитической обработке и анализу любого уровня сложности, что даст значимые
результаты в изучении биологии и экологии мейобентоса. Если
же на начальном этапе были получены некорректные данные, то
какие бы изощренные методы анализа не использовались впоследствии, это не спасет от получения ложного результата.

324

2.5. МАКРОЗООБЕНТОС
ОБЩИЕ СВЕДЕНИЯ
Бентос – экологическая группировка гидробионтов, связанная с бенталью, обитатели грунта (Зернов, 1949; Константинов,
1986; Протасов, 2011; Pelletier, 2016; Богатов, Федоровский,
2017). По размерному признаку организмы более 2 мм – это макробентос (Константинов, 1986). Макрозообентос – неотъемлемая
составляющая экосистемы любого водного объекта. В его состав
входят как гомотопы – организмы которые постоянно живут в водоеме или водотоке (олигохеты, полихеты, пиявки, моллюски,
ракообразные), гетеротопы – имаго жуков и клопов, которые способны перелетать от от одного водного объекта к другому, и амфибиотические насекомые, личинки которых развиваются в воде,
а имаго живут в наземно-воздушной среде (ручейники, поденки,
стрекозы, веснянки, мокрецы, хирономиды и многие другие) (фотовкладка, фото 2.15).
Для бентосных организмов наибольшее значение имеют
свойства грунтов. Некоторые донные виды делятся по предпочитаемому ими типу грунта на тирфофильные (живут на торфянистых грунтах), псаммофильные (предпочитают пески), пелофильные (живут на илах) и др., промежуточные между ними – псаммопелофильные и т.д. (Методика …, 1975). Для речных участков
со значительным течением В.И. Жадин (1940) выделил пять основных биоценозов (комплексов) – литореофильный (камни с
растительными обрастаниями), псаммореофильный, аргилореофильный (глины), пеллореофильный, фитореофильный (макрофиты). Поэтому при исследовании бентоса очень важно собирать
информацию об основных свойствах донных отложений: цвет,
запах, консистенция, включения, тип (Методические указания …, 2014). Цвет донных отложений обусловлен окисли

Д. М. Безматерных
Институт водных и экологических проблем Сибирского отделения
Российской академии наук, 656038, г. Барнаул, Алтайский край,
ул. Молодежная, д. 1; e-mail: bezmater@mail.ru
325

тельно-восстановительными условиями, содержанием и составом органических веществ, сульфидов, гидроксидов железа
и марганца и описывается полутонами (беловато-серый, темно-серый, желто-серый, черно-серый). Запах донных отложений зависит от состава аккумулированных веществ и определяется органолептически после отбора проб (химический, нефтяной, сернистый,
гнилостный, землистый, торфяной). Консистенция донных отложений в значительной мере зависит от наличия в них воды. По консистенции донные отложения подразделяют на жидкие (растекаются по бумаге), полужидкие (расплываются по бумаге), мягкие
(легко вдавливаются пальцем), плотные (трудно вдавливаются
пальцем), очень плотные (трудно разрезаются ножом). Включения
в донные отложения обычно состоят из остатков флоры и фауны,
различных конкреций, грубообломочного материала и описываются визуально (ракушки, остатки травы, твердые частицы). Типы
донных отложений устанавливают по механическому и вещественному составам. Тип донных отложений по механическому
составу определяется по преобладающему размеру слагающих
фракций и устанавливается визуально. Сочетание двух или нескольких фракций определяет двучленное название их типа (песчанистый ил, глинистый ил, илистый песок). Каменистые грунты
рек также называют двучленно, чаще через тире: галечно-валунный, песчано-галечный, песчано-глинистый (Грицевская, 1963;
Шубина, 1986). Тип донных отложений по вещественному составу
определяется по содержанию основных слагающих их компонентов (карбонатов кальция и магния, органических веществ, аморфного кремнезема, иногда железа и марганца).
Донное население различных грунтов в разных зонах водоема часто считают биоценозами. Возможно, однако, что такие системы не следует приравнивать к настоящим биогидроценозам, а
считать более мелкими подразделениями. Массу воды, находящуюся над данным типом грунта, не следует относить к тому же
биогидроценозу: во всяком случае, границы биотопов в ней не
соответствуют границам грунтов. Некоторые авторы для разных
грунтов одной зоны пользуются выражением “стации” как подразделение биотопа. Поскольку понятие “биоценоз” (= сообщество) предполагает взаимосвязь между организмами и между
ними и неживой средой, то существование этой связи обычно
326

трудно доказать, многие авторы предпочитают говорить о “группировках” или “комплексах” бентоса (Зенкевич, 1963). Тем не менее в отечественной научной литературе по отношению к бентосу
по-прежнему чаще используют термины “биоценоз” и “сообщество” (Безматерных, 2008).
Показатели развития макрозообентоса входят в качестве
основных как в общую, так и в сокращенные программы гидробиологического мониторинга Росгидромета. Общей программой
по зообентосу предусмотрено определение общего числа видов,
количества групп по стандартной разборке, числа видов в группе,
численности и биомассы основных групп, массовых индикаторов
сапробности. В сокращенную программу СП-1 входят: общая
численность организмов (экз./м2), число видов в группе, количество групп. Программа СП-2 предусматривает наблюдение
только по зообентосу (количество групп по стандартной разборке
и количество видов в группе).

ПЛАНИРОВАНИЕ ИССЛЕДОВАНИЯ
Перед тем, как приступить к сбору материала и его обработке, исследователь должен определить цель работы и задачи, которые необходимо решить для ее достижения. Исходя из решаемых задач, все этапы исследования должны быть тщательно спланированы. На каждый из этапов нужно выделить оптимальное количество ресурсов (как материальных, так и человеческих): достаточное количество средств, материалов, рабочих рук и часов.
Одним из самых главных и трудоемких этапов исследования является сбор фактического материала: проб, наблюдений,
измерений параметров среды и т.п. Переоценка усилий и сбор
слишком большого количества материала приведет к перерасходу материальных и человеческих средств, но не будет фатальным для всего исследования. Противоположная ситуация, в которой фактического материала собрано недостаточно, может поста

Д. Г. Селезнев
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: dmitriy@seleznev.name
327

вить под сомнение все исследование, а выделенные на него ресурсы могут оказаться потраченными напрасно. Так может произойти в случае, если цель исследования не достигнута не потому, что изначально сформулированная гипотеза оказалась неверна, а потому, что для ее подтверждения недостаточно фактически собранного материала. В гидробиологических исследованиях вернуться в поле и собрать дополнительные данные чаще
всего невозможно.
Чтобы избежать подобной ситуации, исследователь должен
заранее определить объем фактического материала, достаточный
для подтверждения сформулированной им гипотезы в случае,
если она окажется верной. Cделать это можно тогда, когда статистические тесты, которые будут использоваться на этапе анализа
собранных в поле количественных данных, будут определены
уже на этапе планирования эксперимента.
Каждый статистический тест, проверяющий истинность
сформулированной исследователем гипотезы, имеет четыре параметра:
 p-value – уровень значимости или вероятность ошибки I рода;
 P – мощность теста или (1 – вероятность ошибки II рода)*100%;
 n – объем выборки или количество фактического материала;
 ES – размер эффекта или величина различий, сила зависимостей.
Согласно работе Джейкоба Коэна (Cohen, 1988), все эти четыре параметра статистического теста связаны единой зависимостью. Таким образом, зная любые три из них, мы можем вычислить значение четвертого. Эту зависимость полезно использовать
при планировании эксперимента. Следуя ей, мы можем вычислить необходимый нам объем выборки (количество фактического
материала), установив стандартные пороговые значения уровня
значимости (0.05) и мощности теста (80%), а также спрогнозировав величину эффекта, который мы стремимся обнаружить. Эта
методология получила название “анализ мощности”. Формулы
анализа мощности Коэна для большинства статистических тестов
реализованы в пакете “pwr” для среды R (Кабаков, 2014).
Оценка прогнозируемой величины эффекта – наиболее
сложная задача при выполнении анализа мощности. Очевидно,

328

что размер эффекта, который мы в состоянии зафиксировать, будет обратно пропорционален объему имеющейся у нас выборки.
Чем больше выборка, тем более тонкие различия или более слабые зависимости мы сможем обнаружить. Для оценки различия
линейных размеров лошадей и собак достаточно нескольких
наблюдений, для сравнения размеров собак и кошек наблюдений
нужно больше, а для сравнения размеров кошек и котов необходимо существенное количество наблюдений.
Коэном предложены формулы, по которым вычисляется
размер эффекта для каждого статистического теста. Данные для
этих формул могут быть взяты из предыдущих исследований, из
работ на аналогичном материале или оценены априорно. Для вычисления размера эффекта разработан хорошо документированный пакет для R – “effectsize”. Если эмпирическая оценка не
представляется возможной, можно воспользоваться теоретическими данными по величине эффекта, предложенными Коэном
для некоторых статистических тестов:
Статистический метод

Тест Стьюдента
Дисперсионный анализ
Линейные модели
Тест пропорций
Тест Хи-квадрат

Мера
размера
эффекта
D
F
f2
H
W

Предполагаемый размер эффекта
Малый
Средний
Большой
0.2
0.1
0.02
0.2
0.1

0.5
0.25
0.15
0.5
0.3

0.8
0.4
0.35
0.8
0.5

Анализом мощности также полезно пользоваться a posteriori. Например, исследователь может оценить величину эффекта,
которую он может обнаружить при заданных им уровне значимости и мощности теста, и имеющемся в его распоряжении фактическом материале. Или, наоборот, он может оценить доступный ему
уровень значимости теста при имеющемся размере эффекта и объеме выборки.

329

СБОР ПРОБ МАКРОЗООБЕНТОСА ВОДОЕМОВ
Разнообразие биотопов и условий отбора проб
При проведении любых гидробиологических исследований, в том числе и изучении донной фауны озер и водохранилищ,
в зависимости от цели и задач исследования необходимо определиться с точками отбора проб. Для создания оптимальной сетки
станций важно учитывать множество параметров: площадь водоема, наличие заливов, плесов, притоков и истоков, преимущественные типы грунтов и их распределение, преобладающие глубины, наличие водной растительности, также для водохранилищ
– уровенный режим, наличие течений.
На водоемах необходимо определить основные экологические зоны – литоральная (открытая, защищенная), сублитораль и
профундаль. В водохранилищах выделяют основные зоны в зависимости от колебаний уровня. Особое внимание должно быть уделено литоральной зоне. На Рыбинском водохранилище – водоеме
со значительными колебаниями уровня (от 3–4 до 5 м) – выделено
несколько зон. 1). Прибрежная зона или мелководье – наиболее
мелководная часть зоны временного затопления (периодически заливаемая зона) с границей от уреза воды при НПУ (нормальный
подпорный уровень – оптимальная наивысшая отметка водной поверхности водохранилища, которая может длительно поддерживаться подпорным сооружением) – до изобаты 3 м с разделением
на два горизонта: верхний горизонт или зона зарослей составляет
от 0 до 1.5 м, нижний – без сплошных зарослей от 1.5 до 3 м.
2). Собственно зона временного затопления от изобаты 3 до 4.5 м
(Мордухай-Болтовской, 1974). В прибрежье возможно выделение
зон временного осушения, возникающих при понижении уровня.
Эти участки в водоемах с сильными колебаниями уровня необходимо подразделять на горизонты: верхний – собственно обсыхающий, возникает еще летом; средний – до границы растительности,


Е. Г. Пряничникова, С. Н. Перова
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: pryanichnikova_e@mail.ru; perova@ibiw.ru
330

промерзающий; нижний – покрывающийся льдом, но грунт непромерзающий (Методика …, 1975). Нижний горизонт распространяется уже на зоны сублиторали (свала) и профундали. После анализа уровенного режима и времени осушения мелководной зоны
Рыбинского водохранилища Г.Х. Щербиной (1993) было предложено выделение зоны возможного осушения и расширение ее до
изобаты 5 м. Таким образом, при формировании сетки станций на
водохранилищах необходимо отталкиваться от глубин при НПУ,
а после отбора, вместе с фактической глубиной указывать уровень
водохранилища на дату отбора проб.
В округлых озерах площадью менее 1 км2 (100 га), с учетом
основных экологических зон, 4–5 станций, как правило, достаточно. В водоемах большей площади с заливами и плесами в каждом достаточно крупном заливе (если он составляет не менее 5%
площади озера) следует организовать 3–4 станции отбора проб,
чтобы охватить центральную и прибрежную части, различающиеся типом грунта; для каждого плеса создать поперечные разрезы, чтобы в каждом разрезе было не менее трех станций отбора
проб в основных зонах водоема.
Перед отбором проб макрозообентоса, на поверхности и у
дна важно проводить замеры таких показателей как температура,
содержание растворенного кислорода, pH, электропроводность и
прочие доступные характеристики воды.

Конструкции пробоотборников, сбор, промывка,
первичный разбор и фиксация проб
Для изучения таксономического состава донной фауны,
размерно-возрастного состава популяций отдельных видов достаточно использовать только качественные орудия лова, такие
как гидробиологический сачок, драги различной конструкции,
скребки (фотовкладка, фото 2.16). Эти орудия отбора проб предназначены для качественного сбора материала и подсчета численности без привязки к площади дна. Обычно их использование
ограничено глубиной в несколько метров, за исключением драги
для вылова крупных моллюсков, которую можно использовать с
утяжелителями на глубине до 30 м.
Для выявления обилия макрозообентоса и характера его
распределения по зонам и биотопам применяют количественные
331

сборы, позволяющие вычислить плотность (численность) организмов на единицу площади дна – 1 м2. Количественные сборы
макрозообентоса осуществляют с помощью дночерпателей различных конструкций – (фотовкладка, фото 2.17) и других приборов (Методика …, 1975).
Краткий исторический обзор создания дночерпателей и их
модификаций приведен в работе С.П. Китаева (2007). С их помощью аккуратно вынимают грунт с донными организмами с определенной площади дна. В некоторых случаях, например, для отбора количественных проб в литоральной зоне, можно применять
скребки, рамки.
При использовании дночерпателей на одной станции пробу
следует формировать из нескольких подъемов (Методика …,
1975). Есть рекомендации, что при использовании дночерпателя
ДАК-100 с площадью захвата 0.01 м2 необходимо делать три выемки грунта на станции (Безматерных, Щербина, 2017). В целом,
количество подъемов может зависеть от множества факторов, таких как тип грунта, общее количество проб в водоеме или на данном биотопе (экологической зоне), возможностей исследователя
выбрать все организмы из грунта живыми и т.д.
После выемки грунт необходимо промыть от части мелких
фракций донных отложений. При работе с лодки промывания
грунта используют мешок из мельничного сита полотняного сита
(газа) полотняного переплетения с отверстиями от 212 до
440 мкм (бентосники часто используют слово “промывалка”)
(фотовкладка, фото 2.18), а при работе с судна – сито на раме (фотовкладка, фото 2.19).
После того как пробу аккуратно промыли, остатки грунта,
которые остались в сите, помещают в пластиковую емкость с
плотно прилегающей или завинчивающейся крышкой, или в
плотный пакет с зип-застежкой (фотовкладка, фото 2.20а).
Банка снабжается этикеткой, где указывается дата, название водного объекта, номер станции, глубина, тип грунта, каким
орудием лова был произведен отбор пробы, количество подъемов
или расстояние, пройденное скребком (фотовкладка, фото 2.20в).
Параллельно, в полевом дневнике фиксируются все те же самые
параметры, координаты точки отбора и примечания – наличие
крупных моллюсков, растительности (фотовкладка, фото 2.20б).
332

Свежесобранные пробы необходимо убрать от прямых солнечных лучей, или поместить в сумку-холодильник, доставить в
лабораторию для последующей выборки живых организмов из
остатков промытого грунта. Такие пробы можно хранить до нескольких дней в холодильнике при температуре от +2 до +8 ºС.
При невозможности доставки в лабораторию рекомендуется фиксировать пробы в мешочках из газа или плотной ткани в емкостях
с 10%-ным формалином (фотовкладка, фото 2.21).

Сроки сбора материала
В соответствии с целью исследования намечаются сроки
сбора материала. Полные съемки бентоса в пресноводных водоемах обычно проводятся весной и осенью, иногда – летом. Весеннюю съемку необходимо проводить в возможно ранние сроки, до
вылета хирономид. При изучении сезонной динамики макрозообентоса рекомендуется собирать пробы не реже одного раза в месяц, а при изучении жизненных циклов видов с небольшой продолжительностью жизни, например, в периоды вылета хирономид, такие сборы проводят через каждые 10 дней. В течение зимы сборы
подо льдом достаточно провести 1–2 раза (Методика …, 1975).

СБОР ПРОБ МАКРОЗООБЕНТОСА ВОДОТОКОВ
В настоящее время разработано и используется большое
количество методик отбора и обработки проб речного макрозообентоса, что отражено в ряде обзорных и методических работ
(Жадин, 1956; Slack et al., 1973; Руководство по методам …, 1983;
Методические рекомендации …, 1984; Комулайнен и др., 1989;
Merritt et al., 1996; Barbour et al., 1999; Тиунова, 2003; Hauer, Lamberti, 2007; Шитиков и др., 2012; Богатов, Федоровский, 2017;
Введение в биомониторинг ..., 2019; Hrytsynyak, Shvets, 2019;
др.). Такое разнообразие обусловлено рядом причин. Наиболее


И. А. Барышев
Институт биологии Карельского научного центра Российской академии
наук, 185910, Республика Карелия, г. Петрозаводск, ул. Пушкинская,
д. 11; е-mail: i_baryshev@mail.ru
333

весомая из них – множество актуальных задач, которые стоят перед исследователями сообществ донных беспозвоночных (Богатов и др., 2007; Limnoecology …, 2007). В зависимости от целей
исследования методы могут быть направлены на определение видового состава, таксономической и географо-генетической структуры фауны, видового богатства и разнообразия, обилия (численности и биомассы), трофической структуры, продукционных характеристик популяций и всего сообщества.
Кроме этого, ряд аналогичных методик, различающихся
деталями, был выработан группами исследователей независимо.
Их унификация в настоящее время может вести к сложностям в
сопоставлении с данными прошлых лет, что особенно важно при
многолетних рядах наблюдений. Еще одной причиной разнообразия методик сбора и обработки проб макрозообентоса являются
природные особенности регионов. Так, уклоны рек, преобладающие грунты, распределение водного стока в течение года и ледовый режим определяют применимость пробоотборников определенных конструкций и рекомендации по выбору сроков сбора материала.

Разнообразие речных биотопов и условий отбора проб
Реки отличаются большим разнообразием биотопов. Размер
водотока, его уклон, подстилающие горные породы, тип русла и
другие факторы определяют скорость течения и глубину, гранулометрический состав грунта, его подвижность и плотность, а в целом – степень мозаичности среды. В реках и речных водохранилищах литораль называют рипалью, сублитораль, или склон, – субрипалью, ложе – медиалью. Основными элементами продольной
структуры речного русла являются плес, порог и перекат
(Cummins, 1964; Чеботарев, 1978; Rabeni, Jakobson, 1993; Самохвалов, 1995; Кочарина, 2001; Spellman, Drinan, 2001; Тиунова, 2003;
Богатов, Федоровский, 2017; др.). Признание получили классификации биотопов речного дна, опирающиеся на скорость течения,
состав грунта, наличие растительности и положение участка в речной сети (Жадин, 1940; Леванидов, 1969; Harvey et al., 2008; Чертопруд, 2011; Benoît et al., 2012).

334

При выборе метода отбора проб макрозообентоса берут в
расчет параметры, которые определяют применимость пробоотборника. В первую очередь обращают внимание на состав грунтов, глубину и скорость течения. Эти параметры в значительной
степени взаимосвязаны – каменистые грунты преимущественно
формируются на участках с быстрым течением, в реках с чередованием плесов и порогов первые обычно имеют большую глубину, чем вторые (Грицевская, 1963). Большое значение имеет
рыхлость субстрата, определяющая возможность использования
дночерпателей. Выходы трудноразмываемых горных пород, слежавшиеся каменистые и валунные грунты не могут быть захвачены закрывающимися створками и вынуждают искать другие
способы отбора материала. Имеет значение и глубина в месте отбора проб – на мелководье достаточно использования ручных
орудий, в то время на значительной глубине требуется использование веревки или штанги.

Конструкции пробоотборников
и сбор в разных биотопах
Качественные и полуколичественные сборы. Наиболее
простым способом отлова макрозообентоса является ручной сбор
беспозвоночных, позволяющий получить первичную информацию о видовом составе. Для этой цели также используют искусственно помещенные в воду субстраты (Руководство по методам …, 1983; Комулайнен и др., 1989; Богатов, 1994).
Подавляющая часть методов (кроме ручного сбора) предполагает использование мельничного газа (ткань для сит) для отделения беспозвоночных организмов от воды и тонких взвесей.
Макрозообентос – достаточно крупные (более 2-х мм, видимые
глазом) животные (Жадин, 1950; Spellman, Drinan, 2001; Руководство по методам …, 1983; Богатов, 1994; Константинов, 1986;
Протасов, 1994; Практическая гидробиология, 2006; Семерной,
2008). Также считается, что к макрозообентосу относят животных, которых удерживает сито с размером ячеи 0.5 мм (Hauer,
Resh, 2007; Strayer, 2009). Это согласуется с тем, что для отбора
и промывки проб макрозообентоса обычно рекомендуется использовать газ № 21–23 (размер ячеи 400–500 мкм) (Леванидов,

335

1976; Torben, 1988; Богатов, 1994; Комулайнен и др., 1989; Баканов, 2000; Тиунова, 2003; Roy et al., 2003; Богатов, Федоровский,
2017; Барышев, 2023; др.).
В случаях, когда нет задачи определить абсолютные численность и биомассу макрозообентоса, можно рекомендовать
сбор материала скребком, что позволяет облавливать относительно большой спектр глубин (сопоставимый с длиной ручки) и
почти все грунты (Жадин, 1956; Богатов, 1994). Скребок представляет собой сачок из газа, у которого дальняя от ручки сторона
обода прямая и выполнена в виде плоского лезвия (рис. 2.25а).
Такая методика подходит для выявления видового состава, видового богатства и разнообразия, определения доминирующих видов в разных биотопах и трофической структуры сообществ,
оценки экологического качества вод (Merritt et al., 1996; Введение
в биомониторинг ..., 2019). Бóльшие глубины можно облавливать
при помощи драги (Жадин, 1956). Пробы, полученные этими методами, следует считать полуколичественными.

Рис. 2.25. Скребок (а), модифицированная модель дночерпателя Экмана-Берджа (б) по (Руководство по методам …, 1983), складная количественная рамка типа “Surber” (в) и бентометр конструкции В.Я. Леванидова (г) по (Тиунова, 2003).

336

Количественные сборы. Решение многих задач требует подробных и точных данных именно об абсолютных значениях численности и биомассы донных макробеспозвоночных. Как указывает В.И. Жадин (1956), любое качественное орудие лова можно
превратить в количественное, собрав грунт с определенной площади. Вместе с тем для отбора количественных проб макрозообентоса разработан ряд специальных приборов, позволяющих обловить требуемую площадь с большой точностью. Принципиальные
отличия конструкций основных типов этих приборов связаны с
условиями, в которых необходимо собрать материал.
На мягких грунтах – песчаных, песчано-глинистых, илистых и скоплениях детрита хорошо зарекомендовали себя дночерпатели, разработанные первоначально Дж. Петерсеном и
С. Экманом (Рижинашвили, 2021). В настоящее время используют дночерпатели различных модификаций, которые отличаются площадью захвата, массой и системой закрывания. В речных условиях удобна утяжеленная конструкция, позволяющая
отбирать
материал
даже
на
значительном
течении
(см. рис. 2.25б). Для отбора проб речного макрозообентоса на
мягких грунтах можно рекомендовать дночерпатели площадью
0.02–0.025 м2 (Руководство по методам …, 1983; Комулайнен
и др., 1989; Богатов, 1994; Безматерных, 2008; Есин и др., 2009;
Введение в биомониторинг …, 2019; Барышев, 2023). Рекомендуется отбирать не менее двух подъемов с одной станции при использовании дночерпателя площадью 0.025 м2 и трех–четырех
при меньшем размере (Беляков, 2006; Зинченко, 2020).
На каменистых порогах и перекатах, особенно сложенных крупными камнями, на выходах скальных пород и на слежавшихся грунтах захватывающие орудия отбора проб малопригодны, так как их невозможно углубить в дно. Качественные или
полуколичественные сборы возможно осуществить при помощи
сачков уловителей, взмучивая грунт и улавливая сносимых организмов. Хорошо себя зарекомендовали сачки с прямой нижней
стороной, т.н. D-net, по конструкции похожие на скребок
(см. рис. 2.25а) (Merritt et al., 1996; Barbour et al., 1999; Богатов, Федоровский, 2017). Рекомендуется использовать сачок размером по
0.3 м в ширину и высоту. Отбор пробы производят вдвоем. Один

337

из сборщиков прижимает сачок ко дну, а другой тщательно перемешивает грунт на протяжении 3 м выше по течению в течение
1 минуты. Облов производят трижды – в начале переката, в центре
и на сливе (Введение в биомониторинг ..., 2019). Для целей, связанных с оценкой качества вод, с одной станции рекомендуется отбирать не менее двух полуколичественных проб по методу D-net
(Введение в биомониторинг …, 2019).
Применяют также учет беспозвоночных с поднятого из
воды камня (подставляя сачок и улавливая смываемых организмов) с пересчетом его площади – метод Шрёдера-Жадина (Жадин, 1950; Богатов, 1994; Шубина, 2006; Чертопруд, 2007; Введение в биомониторинг …, 2019). Вместе с тем, было определено,
что сбор только с валунов приводит к существенным потерям, поскольку часть организмов находится в подстилающем грунте
(Леванидов, 1976; Шубина, 2006).
Наиболее точно произвести количественный учет макрозообентоса каменистых грунтов позволяют бентометры и рамки
(“Surber” sampler) различных модификаций (Surber, 1937; Slack et
al., 1973; Леванидов, 1976; Леванидова, 1982; Torben, 1988; Комулайнен и др., 1989; Богатов, 1994; Merritt et al., 1996; Тиунова,
2003). Основа бентометра, или количественной рамки – мешок
из газа и контур, ограничивающий участок дна определенной
площади (см. рис. 2.25в, г). В конструкции обычно предусмотрены боковые стенки для предотвращения потерь организмов
(Merritt et al., 1996; Тиунова, 2003; Богатов, Федоровский, 2017;
и др.). Прибор плотно устанавливают на дно перпендикулярно течению и в мешок переносят грунт с пробной площади до глубины
5–6 см. Крупные камни обтирают руками для отделения с них
беспозвоночных организмов, которых течением смывает в мешок. Бентометры и рамки эффективны только на небольшой глубине. Так, утяжеленная модификация бентометра позволяет отбирать количественные пробы до глубины 1.0–1.2 м (Богатов,
1994). На галечных грунтах при относительно небольшом течении возможен сбор материала и с большей глубины при помощи
штанговых дночерпателей, например, Заболоцкого или Мордухай-Болтовского (Тиунова, 2003; Головатюк, Зинченко, 2020).
Площадь сбора бентометра или рамки, определяющая размер пробы, варьирует у разных авторов от 0.04 до 0.12 м2 (Surber,
338

1937; Комулайнен и др., 1989; Леванидов, 1976; Torben, 1988; Тиунова, 2003; Roy et al., 2003; Головатюк, Зинченко, 2020; др.). Рекомендуется использовать орудия лова с площадью 0.04 м2, поскольку такая проба достаточна для большинства задач. Бóльший
размер кратно увеличивает время обработки. Для количественной характеристики макрозообентоса участка, в пределах которого предполагаются относительно однородные условия, двух
проб, как правило, недостаточно. Сравнение с другими станциями требует использования статистических методов, применимых только к выборке. По этой причине с одной станции следует
отбирать не менее трех проб с площади 0.04 м2. При необходимости сравнения обилия макрозообентоса в нескольких биотопах
следует отбирать не менее трех проб в каждом из них.

Сроки сбора материала
Состав и обилие речного макрозообентоса в большинстве
регионов имеют ярко выраженную сезонную динамику. Для
обеспечения сравнимости данных сбор материала проводят преимущественно в летнее время (Тиунова, 2003; Чебанова и др.,
2004; Шубина, 2006; Барышев, 2023; Головатюк и др., 2023). Следует избегать сбора проб в периоды интенсивных половодья и паводков, поскольку высокая вода может катастрофически влиять
на макрозообентос и затруднять доступ к “постоянному” руслу.
При сезонных исследованиях взятие проб проводят с интервалом
10–15 суток (Тиунова, 2003; Барышев, 2023). При этом в зимний
период промежуток обычно увеличивают.

Промывка и фиксация проб, полевой дневник
Грунт, собранный дночерпателем, бентометром или рамкой, переносят в ведро. При работе на каменистых и песчаных
грунтах из ведра вынимают крупные камни и растения. Для
предотвращения потерь организмов камни обтирают руками, растения полощут. Оставшийся в ведре грунт аккуратно взмучивают, легкие фракции (организмы и детрит) сливают вместе с водой в промывной сачок. Цикл взмучивание – сливание – доливание воды повторяют 5–10 раз. В оставшихся камнях и песке проводят визуальный поиск не смытых ручейников в тяжелых чех-

339

ликах и моллюсков. При отборе проб с мягких грунтов для отделения бентосных беспозвоночных от тонких фракций глины и
ила используют мешок из газа, который полощут в воде.
Собранный материал (беспозвоночные и частицы субстрата, которые не удалось отделить) упаковывают в герметичные емкости. Для сохранности проб производят их фиксацию
консервантом. Рекомендуется использовать этиловый спирт
(концентрация 70–75%). Формалин (концентрация 4–8%), широко используемый в прошлом веке, в настоящее время используют реже из-за его токсичности. Следует заметить, что этиловый
спирт снижает “сырую” массу организмов, изымая из тканей воду
и липиды. Потеря массы может достигать трети – до 30–35%
(Knapp, 2012; Mährlein et al., 2016). По этой причине стоит с осторожностью сравнивать данные, полученные после фиксации разными консервантами. Также следует это учитывать и при продукционных расчетах.
Для каждой пробы заполняют этикетку. При этом следует
избегать излишне краткого обозначения. Так, недостаточно просто указать код (или номер) пробы, приведя полные данные
только в полевом дневнике. Данные следует продублировать.
Наряду с кодом, этикетка пробы обязательно должна содержать
дату сбора и полную информацию о месте отбора. Если этикетка
клеится на внешнюю поверхность емкости для хранения пробы,
то внутрь также следует поместить этикетку, дублирующую
наружную (заполнять простым карандашом).
В полевом дневнике указывают дату и время сбора, водоток, его конкретный участок, географические координаты (или
код станции, если координаты сохраняются в навигаторе), скорость течения, глубину, расстояние до берега, количество и состав растений в биоценозе, температуру воды, прозрачность
воды, фракционный состав (или тип) грунта. При определении
типа грунта рекомендуется следующая классификация: каменистый, каменисто-песчаный, песчаный, песчано-илистый, илистопесчаный, илистый (ил), глинистый, задернованные почвы (Руководство по методам ..., 1983).

340

КАМЕРАЛЬНАЯ ОБРАБОТКА 
Первичный разбор проб лучше проводить на живом материале. Необходимо учесть, что при разборе фиксированного материала в лабораторных условиях остатки грунта сначала отмывают от формалина, а затем выбирают организмы с последующей
их фиксацией в 8%-ном формалине.
Для первичного разбора удобно использовать белую эмалированную кювету (фотовкладка, фото 2.22). Небольшое количество грунта из банки помещают в один из углов, обычно верхний
правый, добавляют небольшое количество воды и при помощи
пинцета аккуратно выбирают организмы макрозообентоса, перегоняя частицы грунта в противоположный угол. При разборе фиксированных проб грунта следует быть более внимательным для исключения потерь мелких представителей. Поэтому выбирать организмы из остатков промытого грунта лучше всего пока они живые.
Для удобства сначала выбирают организмы в чашку Петри,
а затем помещают в пробирку с фиксатором (фотовкладка,
фото 2.23, 2.24). Объем фиксатора должен превосходить объем организмов в несколько раз. Обычно используют 8%-ный формалин
для всех организмов, за исключением моллюсков: их фиксируют
70%-ным спиртом (Методика …, 1975). В последние годы для
фиксации проб макрозообентоса используют и 96%-ный этиловый
спирт в связи с тем, что 1) формалин токсичен; 2) для идентификации отдельных видов может потребоваться использование молекулярно-генетических методов. Однако, для фиксации олигохет
предпочтительнее использовать 70%-ный этанол, т.к. более крепкая концентрация делает червей слишком плотными, а более слабая – может вызвать мацерацию (Timm, 2009). Считается, что для
И. А. Барышевa, Е. Г. Пряничниковаb, С. Н. Пероваb
Институт биологии Карельского научного центра Российской
академии наук, 185910, Республика Карелия, г. Петрозаводск,
ул. Пушкинская, 11; е-mail: i_baryshev@mail.ru
b
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: pryanichnikova_e@mail.ru; perova@ibiw.ru


a

341

таксономического изучения личинок хирономид лучшим фиксатором служит горячий 70%-ный этиловый спирт (Определитель
насекомых …, 2006). При этом недопустима фиксация полихет
спиртом, т.к. он вызывает их мацерацию (Жирков, 2001). Моллюсков рекомендуют фиксировать в два этапа – первая фиксация
96%-ным этиловым спиртом, затем через сутки его заменяют на
70%-ный (Определитель зоопланктона …, 2016).
После того как выбрали все организмы и поместили их с
фиксатором в стеклянный флакон или пластиковую пробирку,
пробу этикетируют. Для более точного и стандартизированного
сравнимого определения массы организмов необходимо, чтобы
фиксатор равномерно распределился в тканях организмов в течение некоторого времени.
Дальнейший разбор пробы проводят с использованием бинокулярного микроскопа из небольшой кюветы, чашки Петри или
камеры Богорова. Рекомендуется использовать увеличенную модификацию камеры Богорова с шириной канавки 10–12 мм (Комулайнен и др., 1989) (фотовкладка, фото 2.25). Пробу в камере Богорова или чашке Петри просматривают дважды. При помощи бинокулярного микроскопа беспозвоночных изымают из пробы и
сортируют по систематическим группам в различные кассеты из
оргстекла или другого пластика (фотовкладка, фото 2.26).
Дальнейшая обработка пробы состоит в определении видового состава макробеспозвоночных, их размеров, прямого подсчета численности и взвешивания на весах для дальнейшего подсчета биомассы (фотовкладка, фото 2.27).
Организмы в пробе определяют по возможности до вида.
Для определения видового состава необходимо использовать различные определители (Чекановская, 1962; Определитель пресноводных ..., 1977; Панкратова, 1970, 1977, 1983; Кариотипы …,
1991; Определитель пресноводных ..., 1994, 1995, 1997, 2000, 2001,
2004; Определитель насекомых …, 2006; Чертопруд, Чертопруд,
2011; Определитель зоопланктона …, 2016; Chironomidae …, 1986;
Timm, 2009; Keys …, 2019). Для уточнения валидных наименований видов рекомендуем использование сайтов: https://www.gbif.org,
https://www.molluscabase.org и https://www.marinespecies.org. В неко-

342

торых случаях видовое определение затруднено вследствие ранних стадий развития донных беспозвоночных, “сложности” ряда
таксономических групп и др.
В ходе идентификации возможно изготовление временных
препаратов. Обычно используют смесь глицерина и воды в соотношении 1:1, для олигохет можно использовать смесь фенола,
молочной кислоты, глицерина и воды и в соотношении 1:1:2:1
(Milligan, 1997). Временный препарат можно сделать постоянным, если провести окантовку покровного стекла канадским
бальзамом, или УФ-отверждаемым гелем. Затем на предметном
стекле необходимо указать данные из этикетки пробы и написать
видовую принадлежность организма.
Измеряют размеры организма с помощью специального
окуляра с линейкой для стереомикроскопа. Также линейные размеры крупных организмов можно определить при помощи линейки, изготовленной из предметного стекла и миллиметровой
бумаги (фотовкладка, фото 2.28) или штангенциркуля.
Представителей каждого вида (или таксона, до которого
производят определение) прочитывают и взвешивают с точностью 0.1–0.2 мг. Для взвешивания особей одного вида (таксона)
подсушивают на фильтровальной бумаге до момента, когда комок организмов не оставляет мокрого пятна.
После обработки всех организмов в пробе необходимо заполнить протокол исследования пробы (пример: фото 2.29).
В протокол переносят данные из этикетки пробы и полевого
дневника, а также где для каждого вида указывается численность
и биомасса в пробе, размеры, а также, после пересчета, – численность и биомасса в пересчете на квадратный метр.
Для пересчета численности и биомассы организмов в пробе
на 1 м2 необходимо воспользоваться коэффициентами пересчета.
Коэффициенты пересчета могут быть стандартными (при применении стандартных орудий количественного сбора бентофауны –
дночерпателей) и вычисленными (при применении нестандартных орудий лова – скребков, рамок). При отборе количественных
проб макрозообентоса малой моделью коробчатого дночерпателя
ДАК-100 (модификация дночерпателя Экмана-Берджа) с площадью захвата 0.01 м2 для пересчета на 1 м2 численность и биомассу
организмов в пробе следует умножить на 100 (площадь грунта,
343

вынимаемого дночерпателем, см2) и поделить на количество
подъемов.

Фото 2.29. Протокол исследования пробы макрозообентоса.

Пользование вычисленными коэффициентами пересчета
можно пояснить на следующем примере. Как уже отмечалось, при

344

отборе проб скребком удобно за 1 количественную пробу, или
1 скребок, принять прохождение режущей кромкой в поверхностном слое грунта полосы 0.5 м. При ширине режущей кромки 10 см
облавливаемая площадь составит 300 см2, что меньше 1 м2 в 20 раз.
Следовательно, коэффициент пересчета 1 скребка на 1 м2 равен 20;
на 2 скребка – 10; на 3 скребка – 3.33 и т.д.
Рамки обычно используют либо на мелководье водоемов и
водотоков или при проведении отбора проб водолазами (Пряничникова, Цветков, 2018). В этом случае численность и биомассу
организмов макрозообентоса пересчитывают соответственно по
формулам:
N = n/s и B = b/s,
где n и b – соответственно численность (экз.) и биомасса (г) организмов
в пробе; s – площадь рамки (м2).

ОЦЕНКА РАЗНООБРАЗИЯ И ОСОБЕННОСТИ
СТАТИСТИЧЕСКОЙ ОБРАБОТКИ ДАННЫХ

К важнейшим характеристикам любого сообщества и любой
экосистемы относится их видовое разнообразие (Алимов, 1990;
Castri, 1992; Myers, 1993; Соколов и др., 1994; Thorp, Covich, 2001;
Benoît et al., 2012; Алимов и др., 2013; Богатов, Федоровский, 2017;
др.). Самой простой оценкой видового разнообразия сообщества
является его видовое богатство.
Для количественной оценки видового разнообразия разработано несколько индексов, учитывающих число видов в сообществе
и выравненность значений популяционной плотности каждого из
них. В качестве популяционной плотности можно использовать
численность вида (N), биомассу (B) или индекс плотности:
N  B (Мордухай-Болтовской, 1937).
И. А. Барышева, Д. Г. Селезневb
Институт биологии Карельского научного центра Российской академии наук, 185910, Республика Карелия, г. Петрозаводск, ул. Пушкинская, д. 11; е-mail: i_baryshev@mail.ru
b
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: dmitriy@seleznev.name

a

345

Наиболее часто для оценки биоразнообразия сообщества используется индекс Шеннона (H). Он рассчитывается по формуле:
H = – Ʃ pi log pi,
где pi – доля особей i-го вида в общей численности или биомассе (Мэгарран, 1992).

При вычислении индекса используется логарифм по основанию 2 (бит/экз.) или натуральный логарифм (нит/экз.). Сравнивать
значения индекса Шеннона можно только при одинаковом основании логарифма.
Для сравнения сообществ удобно использовать его нормированную версию:
E = H/Hmax = H/log S,
где S – число видов в сообществе (Мэгарран, 1992).

В некоторых случаях уместно использование параметра порядка – величины, обратной к нормированному индексу Шеннона:
F=1 – E,

которая отражает степень организованности экосистемы (Heinz
von Foerster, 2003).
В качестве меры доминирования, оценивающей обилие самых обычных видов, а не видовое богатство, используют индекс доминирования Симпсона (D), который рассчитывают по формуле:
D = Ʃ pi2,
где pi – доля особей i-го вида (Мэгарран, 1992).

Видовое биоразнообразие – многокомпонентное понятие,
включающее видовую плотность редких видов, типичных видов
со средней численностью, субдоминантов и доминантов. Для его
интегральной оценки можно использовать параметрическое семейство индексов, известное как энтропия Реньи:
Hα = log Ʃ pα/(1-α)

При значении параметра α от 0 до 1 энтропия Реньи характеризует редкие виды, в точке 1 она равна индексу Шеннона, а
при значении параметра α большем 1 энтропия Реньи характеризует степень доминантности сообщества (Шитиков и др., 2012).
При определении степени доминирования видов ориентируются на величину показателя их количественной представленности в сообществе. Показателем может выступать численность,
биомасса, продукция, плотность и др. Различают следующие
346

группы: доминанты, субдоминанты, второстепенные и случайные виды (Константинов, 1986; Баканов, 2005). Разные авторы
используют шкалы, где доминантным считается вид, составляющий от 5 до 22% в сообществе (Баканов, 2005; Чебанова, 2009;
Шарапова и др., 2021; Барышев, 2023). При определении структуры донного населения рек можно рекомендовать классификацию Чельцова-Бебутова в модификации В.Я. Леванидова (1977):
доминанты – доля от общей численности (биомассы) равна или
больше 15.0%, субдоминанты – от 5.0 до 14.9%, второстепенные
– от 1.0 до 4.9%, третьестепенные – менее 1.0% (Есин и др., 2009;
Тиунова и др., 2013).
При выборе статистических методов для подтверждения
значимости выявленных закономерностей применительно к популяционной плотности сообществ необходимо учитывать то, что
эти данные почти всегда отличаются ассиметричным распределением, которое часто имеет вид степенного закона f=C/xα (Баканов,
2000; Шитиков и др., 2012). Такие распределения не имеют конечной дисперсии и могут не иметь устойчивого среднего. Они также
не подчиняются правилу трех сигм из-за “тяжелого” хвоста редких
видов. Поэтому параметрические методы статистики, подразумевающие нормальность распределения, часто оказываются неприменимы (Руководство по методам …, 1983). Для представления
обилия рекомендуется приводить медиану и максимальное и минимальное значения или квартили (Шитиков и др., 2012).
Ассиметричный характер данных определяет и выбор методов для сравнения двух выборок – предпочтительно использовать
ранговые непараметрические критерии, в частности, критерии
Манна-Уитни для двух групп или критерий Краскела-Уоллиса для
нескольких групп (Шитиков и др., 2003). При корреляционном
анализе следует отдавать предпочтение ранговой корреляции
Спирмена.
Для анализа данных с “тяжелыми” хвостами успешно применяются перестановочные методы, в которых уровень значимости определяется не сравнением вычисленного критерия с его теоретическим распределением, а той или иной процедурой рандомизации (Шитиков, Розенберг, 2013). При использовании таких методов отпадает необходимость в трансформации данных для соблюдения презумпции нормальности.
347

Гидробиологические данные по популяционной динамике,
параметрам среды, морфологическим признакам и продукционным характеристикам видов почти всегда многомерные. Для их
анализа используются методы снижения размерности, позволяющие представить результат в виде двумерной ординационной диаграммы: метод главных компонент (PCA) и метод многомерного
шкалирования (PCoA или MDS) с дистанцией Брея-Кёртиса. Для
совместного анализа разнородных данных, например, представления данных о численности видов в пространстве факторов среды,
становятся популярными методы прямой ординации, такие как канонический анализ соответствий (CCA) и анализ избыточности
(RDA). Выбор между ними осуществляется исходя из предположения о характере зависимости: линейной – RDA, или унимодальной – CCA (Шитиков и др., 2012).
Основы статистической обработки биологических данных
изложены во множестве руководств (Глотов и др., 1982; Лакин,
1990; Ивантер, Коросов, 2010; др.). Особенности статистического
анализа гидробиологических данных также рассматриваются
(Шитиков и др., 2012; Шитиков, Мастицкий, 2017).
Для проведения расчетов существует множество специализированных программ. Простейшие расчеты можно провести в Excel. Более сложные анализы требуют других приложений, большинство из которых распространяются по лицензии, например,
SPSS, Minitab или Statistica. Среди свободно распространяемых решений простотой использования, большими возможностями и регулярными обновлениями выделяется программа Past (Hammer et
al., 2001). Широчайший спектр возможностей представляет
среда R, позволяющая очень гибко настраивать анализ, но требующая освоения языка программирования (R Core Team, 2012).

348

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ МАКРОЗООБЕНТОСА В БИОИНДИКАЦИИ
Донные сообщества лучше всего подходят для биологической индикации, т.к. многие представители макрозообентоса
встречаются повсеместно, обитают в водном объекте достаточно
длительное время, обычно не передвигаются на большие расстояния и, преимущественно, приурочены к определенному биотопу. В результате зообентос, по сравнению с другими компонентами гидробиоценоза, наиболее четко отражает степень загрязнения, особенно, хронического (Макрушин, 1974; Абакумов, Качалова, 1981; Баканов, 2000).
В настоящее время существует довольно большое количество методов биоиндикации, использование которых зависит от
целей и задач исследования (Балушкина, 1976; Кожова, 1989;
Попченко, 1994; Баканов, 2000; Зинченко и др., 2000; Семерной,
2003; Зинченко 2004; Протасов, Павлюк, 2004; Семенченко, 2004;
Шитиков и др., 2005; Безматерных, 2007; Семенченко, Разлуцкий, 2010; Щербина, 2010; Чертопруд, Чертопруд, 2011).
Можно выделить следующие основные направления биологической индикации по составу и структурным характеристикам
макрозообентоса: 1) выявление видов-индикаторов; 2) индикация
по соотношению числа видов, или плотности, или биомассы крупных таксонов; 3) индикация по соотношению трофических групп
и функциональному разнообразию; 4) оценка уровня таксономического разнообразия; 5) расчет биотических индексов; 6) обобщенная оценка по комплексу характеристик сообществ; 7) сравнение с
характеристиками сообществ эталонных участков.

Использование видов-индикаторов
Использование видов-индикаторов сапробности (или толерантных/интолерантных к загрязнению) основано на том, что на
Д. М. Безматерныха, С. Н. Пероваb, Е. Г. Пряничниковаb
Институт водных и экологических проблем Сибирского отделения
Российской академии наук, 656038, г. Барнаул, Алтайский край,
ул. Молодежная, д. 1; e-mail: bezmater@mail.ru
b
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: pryanichnikova_e@mail.ru; perova@ibiw.ru



a

349

распространение различных видов гидробионтов влияют особенности среды их обитания, в частности, качество водной среды.
Наиболее известна разработанная в начале XX в. система сапробности (загрязнения воды органическими веществами и продуктами их разложения) Р. Кольквитца и М. Марссона, которая
нашла широкое применение и считается сегодня классической
(Макрушин, 1974; Семерной, 2003; Безматерных, 2007). Для
оценки качества воды по наличию видов-индикаторов сапробности, как правило, используют различные индексы. Наиболее распространенным из них является индекс сапробности по Пантле и
Букку, который также имеет ряд модификаций.
Индекс сапробности в модификации Н.А. Дзюбан и
С.П. Кузнецовой (1981) для каждой обследуемой станции вычисляется по формуле:
S

s  h
h ,

где s – сапробная валентность каждого вида по Сладечеку (Sladeček,
1973; Макрушин, 1974), h – численность каждого вида, h – общая численность в пробе.

Величины сапробности видов (s) (сапробные валентности)
для различных регионов приводятся в ряде работ (Кожова, Акиншина, 1979; Wegl, 1983; Головатюк и др., 2008; Щербина, 2010).
В полисапробной зоне (очень сильное органическое загрязнение)
индекс сапробности равен 4.0–3.5, в -мезосапробной (сильное
загрязнение) – 3.5–2.5, в -мезосапробной (умеренное загрязнение) – 2.5–1.5, в олигосапробной (чистые воды) – 1.5–1.0.
При оценке санитарного состояния водного объекта по индексу сапробности, рассчитанному методом Пантле-Букка
(Pantle, Buck, 1955; Sladeček, 1973; Макрушин, 1974, 1978), необходимо помнить, что система индикаторных организмов и их сапробных валентностей не универсальна для всех материков и
наиболее применима в европейской части Палеарктики. Следует
помнить, что термин “сапробность”, характеризующий способность организмов обитать в загрязненных органическими веществами водах, по системе Кольквитца-Марссона изначально применялся для характеристики загрязнения вод бытовыми стоками,
тогда как в настоящее время почти повсеместно преобладают

350

промышленные загрязнения. Поэтому при использовании метода
Пантле-Букка необходимо делать пояснения о том, что индекс сапробности характеризует не общее загрязнение, а лишь степень
загрязнения органическими веществами. Кроме этого, поскольку
многие индикаторы сапробности приводятся для Центральной
Европы, система должна применяться с поправками, для конкретного региона и/или водного объекта должны составляться оригинальные списки видов-индикаторов. Сапробный анализ вод продолжает развиваться и широко используется в гидробиологии,
причем многие авторы усовершенствуют этот метод и разрабатывают свои модификации (Дзюбан, Кузнецова, 1981; Балушкина,
1997; Чертопруд, 2002; Шитиков и др., 2003). Следует отметить,
что в системе Росгидромета индекс сапробности, рассчитанный
по макрозообентосу, не используется (в отличии от планктона и
перифитона).
На основе индекса сапробности разработан индекс сапротоксобности (Яковлев, 1988). Также, имеются списки видов с указанием трофности их биотопов (Saether, 1975, 1979).

Биоиндикация по крупным таксонам
При оценке загрязнения водных объектов по макрозообентосу во многих случаях более достоверные результаты дает использование в качестве индикаторов крупных таксонов, а не видов. Между оксифильными личинками насекомых и пелофильными малощетинковыми червями наблюдается обратная взаимосвязь (Мисейко и др., 2001). Поэтому для оценки экологического
состояния водных экосистем широко используют индексы, основанные на абсолютных показателях обилия и соотношения крупных таксонов – малощетинковых червей, ракообразных, моллюсков; отрядов насекомых; подсемейств комаров-звонцов.
Загрязнение вод, как правило, приводит к снижению количества видов и изменению в видовом составе комаров-звонцов.
Меняются показатели плотности и соотношения между разными
группами комаров-звонцов. Балушкиной Е.В. (1976) был предложен индекс, по которому можно судить о степени загрязнения водоема по соотношению плотности трех подсемейств (п/с) семейства Chironomidae: п/с Tanypodinae (устойчивы к загрязнению),

351

п/с Orthocladiinae (требовательны к кислороду, не выносят загрязнения), п/с Chironominae (занимают промежуточное положение).
Наиболее широкое использование в мире из выше указанной группы индексов имеет олигохетный индекс С.Л. Гуднайта
и Л.С. Уитлея (Уитли) (Goodnight, Whitley, 1961), который рассчитывается по отношению (%) численности малощетинковых
червей к численности всего макразообентоса. Этот индекс в
настоящее время используется в системе Росгидромета
(ГОСТ 17.1.3.07–82). Известно, что существенным ограничением его использования является то, что при низкой плотности
малощетинковых червей он дает недостоверные результаты
(Пшеницына, 1986).
Пареле Э.А. (Пареле, Астопенюк, 1975) разработан метод
биоиндикации по отношению плотности тубифицид и всех малощетинковых червей. Предложенная шкала включает четыре
класса загрязнения в пределах значения индекса 0.3–1.0.
Для оценки состояния внутренних вод Европейского Севера был предложен индекс сапробности малощетинковых червей Js, отражающий отношение массовых и устойчивых в разной
степени к загрязнению видов малощетинковых червей к общему
составу фауны малощетинковых червей (Попченко, 1994):
Js = (Nt + Nh + Nf)/No,
где Js – индекс сапробности малощетинковых червей; Nt – плотность
Tubifex tubifex; Nh – плотность Limnodrilus hoffmeisteri; Nf – плотность
Spirosperma ferox; No – плотность всех видов малощетинковых червей в
зообентосе.

По значению Js выделены четыре градации качества воды:
0.9–1.0 – сильно загрязненная; 0.5–0.89 – загрязненная; 0.30–0.49
– слабо загрязненная; менее 0.30 – чистая и относительно чистая.
Большое количество индексов, основанных на соотношении, численности, биомассы или числа видов крупных таксонов,
используется природоохранными ведомствами (EPA) США.
К ним относятся следующие показатели (Семенченко, 2004):
EPT (Ephemeroptera, Plecoptera, Trichoptera – поденки, веснянки и
ручейники) – этот показатель характеризует количество видов
этих трех отрядов насекомых в выборке.
EPTа – аналогичный показатель, но характеризует не количество
видов, а обилие, то есть среднее количество особей на пробу.
352

EPT/EPTCа – характеризует отношение обилия Ephemeroptera,
Plecoptera, Trichoptera к обилию этих групп вместе с личинками семейства Chironomidae (Diptera) в выборке.
EPTO (Ephemeroptera, Plecoptera, Trichoptera, Odonata) – этот показатель характеризует количество видов этих четырех отрядов насекомых в выборке (Odonata – стрекозы).
EPTОа – показатель аналогичный предыдущему, но характеризует обилие данных таксонов.
а
C – обилие личинок семейства Chironomidae в пробе.

Биоиндикация по соотношению трофических групп
и функциональному разнообразию
Антропогенное воздействие может изменить условия питания в водоеме, что приводит к реорганизации трофической структуры сообщества, количественные сдвиги в которой могут быть
чутким индикатором этого воздействия (Шитиков и др., 2003). Подробно классификация трофических групп бентосных организмов
приведена в следующем разделе этой книги “Трофическая специализация макробеспозвоночных внутренних вод России”.
По данным В.А. Яковлева (2000), при токсификации и ацидификации в сообществах увеличивается доля хищников. Эвтрофирование и термофикация ведут к уменьшению доли хищников
и росту удельного веса собирателей-глотателей, грунтозаглатывателей, а в литоральных сообществах – размельчителей и фильтраторов. Установлена перспективность исследования относительной биомассы хищников в сообществах для идентификации
антропогенного процесса, оценки состояния экосистем и качества вод.
Алимовым А.Ф. (1986) показано, что под влиянием загрязнения трофическая структура бентоса обычно упрощается, формируются более простые сообщества, играющие большую роль в
самоочищении водоема: уменьшается доля животных с фильтрационным типом питания и увеличивается доля детритофагов-глотателей, изменяется влияние хищных животных и т.д. Шуйский В.Ф. с соавт. (2004) также отмечает, что при органическом
удобрении озер возрастает доля животных со специализированным типом питания, увеличивается доля фитодетритофагов,
уменьшается доля хищников.
353

На основании трофической структуры сообществ предложен “Индекс трофической комплектности” (ИТК), который был
разработан как индикатор функционирования речной экосистемы и доказал в дальнейшем эффективность и на остальных типах водных экосистем (Павлюк, 2024). В основе ИТК лежит оригинальная трофическая классификация макрозообентоса. Индекс
показывает функциональную полноту экосистемы, реализацию
всех трофических связей и экологических ниш.
В американской системе “Rapid Bioassessement Protocols”
(RPBs) в целях биоиндикации используется ряд метрик, основанных на трофической структуре (Семенченко, 2004).
Помимо трофических характеристик для биоиндикации в
последние годы стали активно использовать и другие функциональные характеристики донных беспозвоночных. Такой подход
получил название “оценка функционального разнообразия”. Для
этого можно использовать различные экологические/функциональные параметры организмов макрозообентоса: режим дыхания, форма тела, гибкость тела, способ передвижения, мобильность, количество генераций в год, реофильность/лимнофильность, температурные предпочтения, размерные характеристики,
трофические группы и т.д. (Ma et al., 2024; Lemes da Silva et al.,
2024). Для использования этих функциональных признаков предложено большое количество индексов: функциональный диапазон, функциональное богатство, функциональное расхождение,
функциональная дисперсия, функциональная равномерность и
др. Причем часть из них имеют одномерные и многомерные варианты (Schleuter et al., 2010)

Использование таксономического разнообразия
В настоящее время при биологическом контроле качества
вод широко применяются различные индексы, характеризующие
биологическое разнообразие. Подробно эти индексы описаны в
предыдущем разделе этой книги “Оценка разнообразия и особенности статистической обработки данных”.
Как отмечает А.А. Протасов (2002), на практике возможно
унимодальное изменение видового разнообразия в градиенте повышения трофности и загрязнения. Разнообразие может быть
малó как в олиготрофных условиях, достаточно чистой среде, так
354

и в сильно загрязненной. При формальном подходе такое распределение делает крайне затруднительными оценки качества
среды, т.к. значения индекса разнообразия могут быть равными в
совершенно различных условиях. Следует учитывать не только
количественные, но и качественные характеристики, т.к. в различных условиях представлены разные виды. Также необходимо
принимать во внимание структуру самого разнообразия, за счет
чего – богатства или выравненности – происходит снижение разнообразия.
Большинство отечественных экологов в настоящее время
считают наиболее информативным индекс К. Шеннона (Терещенко и др., 1994). Индекс видового разнообразия, рассчитанный
по формуле Шеннона, в загрязненных водах <1, а в чистых – 2–3
(Константинов, 1986).

Биотические индексы
Метод биотических (мультиметрических) индексов – один
из наиболее распространенных подходов в оценке качества поверхностных вод суши. Среди них первым стали использовать индекс Ф. Вудивисса (1977), который за рубежом он известен как индекс реки Трент (TBI). Индекс Вудивисса изначально был создан
для малых рек Англии, а опыт применения его в нашей стране и за
рубежом показал, что, будучи разработан для рек, он применим далеко не ко всем типам водных объектов; в частности, он дает неудовлетворительные результаты на крупных равнинных водохранилищах и озерах (Баканов, 2000). Это объясняется тем, что в
крупных водохранилищах и озерах, почти полное отсутствие используемых при подсчете TBI индикаторных групп (личинки стрекоз, поденок, веснянок и ручейников), не всегда связано с загрязнением, а обусловлено неподходящими для них условиями обитания (сильное заиление и отсутствие проточности). Этот индекс
применяется в системе Росгидромета (ГОСТ 17.1.3.07-82).
В настоящее время известно большое количество биотических индексов и их различных модификаций. Кратко отметим некоторые наиболее популярные из них (Семенченко, Разлуцкий, 2010):
Biological Monitoring Working Party Index (BMWP) разработан Институтом пресноводной экологии (Великобритания) в рамках

355

системы RIVPACS, которая является основной для оценки состояния текучих вод в Великобритании и Австралии. Данный
индекс также широко используется в странах ЕС. Индекс основан на наборе различных семейств макрозообентоса.
Average Score Per Taxon Index (ASPT) является производным от
BMWP и рассчитывается по следующей формуле: ASPT =
BMWP / число обнаруженных таксономических групп. Индекс
имеет свойство уменьшать вклад случайных таксономических
групп, обнаруженных в таксонах с высокой балльной оценкой.
Фламандский мультиметрический индекс (MMIF) разработан на
основе Бельгийского биотического индекса (Belgian Biotic
Index – ВВI). Основным его преимуществом является то, что он
рассчитывается для различных типов водных объектов: рек и
озер, а также учитывает уровень их минерализации. Этот индекс показал свою информативность на озерах юга Западной
Сибири (Безматерных, Вдовина, 2017).
Следует отметить, что эти индексы нуждаются в проверке
их информативности и адаптации к условиям водным объектов
России. Известны методики разработки новых индексов на основе
изучения показателей качества водной среды и оценки информативности отельных метрик в конкретном водном объекте
(Ndatimana et al., 2023).

Биоиндикация по комплексу характеристик сообществ
Среди общих закономерностей изменения структуры зообентоса под влиянием сильного антропогенного загрязнения
можно отметить уменьшение численности и биомассы большинства таксономических групп зообентоса (вплоть до полного исчезновения ряда таксонов), уменьшение его видового разнообразия (Константинов, 1986). Например, при отсутствии другой информации для индикации трофического статуса водоемов можно
использовать шкалу трофности С.П. Китаева (1986), которая
включает, в том числе, биомассу макрозообентоса.
Интегрирование различных гидробиологических и/или
гидрохимических показателей возможна путем перевода их значений на единую универсальную шкалу. Примером таких индексов являются предложенный А.И. Бакановым (2000) комбиниро-

356

ванный индекс состояния сообщества (КИСС), который включает в себя среднюю сапробность (СС), олигохетный индекс Пареле (ОИП), биомассу зообентоса (В), численность (N), видовое
разнообразие по Шеннону (Н) и число видов (S):
КИСС = (2СС+1.5ОИП+1.5В+N+Н+S)/8,

причем в формулу входят не абсолютные значения, а их ранги.
Сходные подходы, в ранжировании гидробиологических и
гидрохимических данных предлагает Т.Д. Зинченко с соавт.
(2000). Комбинированные индексы предлагает также использовать А.К. Матковский (1996) для оценки нефтяного загрязнения.
Подробный обзор интегральных критериев, использующих
для оценки состояния экосистем различные показатели, изложен
в работе В.К. Шитикова с соавт. (2003).
Важным показателем изменения состояния экосистем под
влиянием антропогенных факторов является перестройка их
структуры и метаболизма. В условиях загрязнения может идти
как увеличение интенсивности метаболизма (метаболический
прогресс), так и уменьшение (метаболический регресс). Эти изменения структуры сообществ предложено называть модуляциями, или модификациями (Руководство …, 1992). Метод экологических модификаций включает следующие градации состояния экосистем по мере усиления антропогенного воздействия:
 фоновое состояние – возможны перестройки структуры, не
ведущие к ее усложнению или упрощению (смена доминантных видов, изменение видового состава); может происходить
некоторое увеличение интенсивности метаболизма;
 состояние антропогенного экологического напряжения – выражается в увеличении разнообразия сообществ (увеличение
общего числа видов, усложнение межвидовых отношений,
временной структуры, пищевых цепей);
 состояние антропогенного экологического регресса – уменьшение разнообразия и пространственно-временной гетерогенности, упрощение межвидовых отношений, временной
структуры, трофических цепей;
 состояние антропогенного метаболического регресса – снижение интенсивности метаболизма биоценоза.

357

Сравнение с характеристиками сообществ
эталонных участков
Мерой загрязненности водной среды может служить индекс
сходства двух сообществ гидробионтов, обнаруженных на загрязненном и на условно чистом (“контрольном”, или “фоновом”)
участках. Подобные индексы также именуют индексами бета-разнообразия (Максимов, Житина, 1997). Наиболее часто употребляемые индексы сходства можно разделить на две группы (Максимов, 1984). Одна из них объединяет показатели, учитывающие
только число видов в одном из сообществ а, число видов из сообщества в и число видов сообщества с, общих для сравниваемых сообществ. К числу наиболее информативных из них относятся индексы (Макрушин, 1974): Жаккара – К=с/(а+в–с) и Сёренсена –
К=2с/(а+в).
Вторая группа объединяют индексы, при расчете которых
учитывается в той или иной форме обилие каждого из видов в
обоих сообществах. Наиболее употребительны среди них индексы
А.А. Шорыгина и В.Д. Федорова (Константинов, 1969). Наибольшая чувствительность по отношению к видовому различию двух
сравниваемых сообществ отмечена В.Н. Максимовым (1984) для
индекса В.Д. Федорова:
K

 (n  n )
 max(n , n )
i1

i2

i1

i

i2

,

где max(ni1 , ni 2 ) – максимальное из двух значений численности в сравниваемых сообществах.

При использовании этого подхода наиболее остро стоит вопрос о подборе фонового участка. Подробно эта проблема освещена в Директиве Европейского парламента и Совета Европейского Союза № 2000/60/ЕС от 23 октября 2000 г., устанавливающей основы для деятельности Сообщества в области водной политики.
Помимо состава и структуры макрозообентоса для биоиндикации экологического состояния водных объектов используются функциональные характеристики. Для более точной оценки
этого влияния могут использоваться индексы P/B, P/R, R/B, где
Р – продукция, R – траты на обмен, В – биомасса. Величина

358

P/B обычно имеет большее значение в водных экосистемах, подверженных большей антропогенной нагрузке; P/R – увеличивается на участках, подверженных загрязнению, и уменьшается на
участках, где активно протекают процессы самоочищения; R/B –
может служить характеристикой упорядоченности системы
(Попченко, 1999; Баканов, 2000). Существенными недостатками
этого подхода являются сложность и трудоемкость получения
расчетных величин и отсутствие разработанных шкал для сравнения и интерпретации результатов.
Преимущества и недостатки различных методов биоиндикации по макрозообентосу подробно описаны и обсуждаются во
многих публикациях (Баканов, 2000; Зинченко и др., 2000; Семерной, 2003; Шитиков и др., 2005; Безматерных, 2007; Семенченко,
Разлуцкий, 2010; Павлюк, 2024; и др.). Следует отметить, что при
выборе наиболее подходящих методов биоиндикации необходимо
руководствоваться типом и особенностями исследуемого водного
объекта, в том числе его географическим положением.

ТРОФИЧЕСКАЯ СПЕЦИАЛИЗАЦИЯ
МАКРОБЕСПОЗВОНОЧНЫХ ВНУТРЕННИХ ВОД РОССИИ 

К макробеспозвоночным относят крупных (от 2 мм) животных, входящих в состав макрозообентоса (Константинов, 1979 и
др.), фитофильной макрофауны (макрозоофитоса), нектона, зооперифитона, нейстона и плейстона, обитателей полуводных субстратов по берегам. Для донных организмов существует, казалось бы, более объективный подход к разделению на размерные
группы с учетом размеров частиц грунта. Так, к микробентосу относят тех, размеры которых меньше частиц, к макробентосу – существенно превосходящие частицы, мезобентосу – занимающие
промежуточное положение (Жирков, 2010). Однако, при таком
подходе один и тот же организм, встреченный в разном грунте,
оказывается в разных размерных группах.


А. А. Прокин
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: prokina@mail.ru
359

Основные методы сбора, конструкции орудий количественных и качественных сборов макробеспозвоночных, кроме
специальных глав данного издания, подробно описаны и проиллюстрированы в наших монографиях (Филиппов и др., 2017;
Голуб и др., 2021). Также можно порекомендовать еще несколько публикаций, в которых анализируются преимущества и ограничения различных методов сбора (Martin, 1977; Merritt et al.,
1996; Schauff, 1986; Turić et al., 2017).
На наш взгляд минимальные потери животных при промывке проб дает использование крупного мельничного газа с
размером ячеи около 1 мм (№№ 7, 9), что близко принимаемому
нами нижнему размеру макробеспозвоночных. Более мелкие
сита хороши лишь для мягких тонкодисперсных донных отложений. Даже небольшие количества гравия и песка, за счет абразивного действия при промывке, перетирают животных.
Грунты с заметным количеством торфа, дебриса, живых и отмерших водных растений, и их фрагментов забивают мелкие
сети, препятствуя промывке.
Промывку проб мы рекомендуем проводить без фиксации,
так как живые организмы специфично окрашены, как правило,
подвижны и в итоге гораздо лучше заметны, чем фиксированные. Если нет возможности первичной обработки проб непосредственно после отбора, то можно около недели сохранять их
в холодильнике при температуре близкой к +4 ºС без существенных потерь.
До сих пор наиболее подробной сводкой о питании беспозвоночных внутренних вод остается монография А.В. Монакова
(Монаков, 1998; Monakov, 2003). Сведения о питании большинства видов фауны Австрии обобщены в атласе аутэкологической
классификации водных организмов “Fauna Aquatica Austriaca”
(2002, 2017). Недавно была сформирована база данных о трофических взаимоотношениях первичных продуцентов, беспозвоночных и рыб Великобритании (Gray et al., 2015). Большое количество публикаций посвящено трофике отдельных таксономических групп (Алимов, 1981; Астахов, Скрипцова, 2020; Гаевская, 1966; Сущеня и др., 1986; Цихон-Луканина, 1987; Berezina, 2007; Copilaș-Ciocianu et al., 2021; MacNail et al., 1997;
Morse et al., 2019; Tierno de Figueroa, López-Rodríguez, 2019;
360

и мн. др.). Иногда необходимые сведения содержатся в определителях и таксономических работах. В итоге накоплен большой
объем фактической информации о питании беспозвоночных
внутренних вод, который мы попробовали упорядочить и сделать доступным для анализа.
Современная классификация трофической специализации
водных макробеспозвоночных (functional feeding groups) сложилась в первую очередь благодаря вкладу К. Камминса, его соавторов и последователей (Anderson, Cummins, 1979; Cummins,
1973; Cummins, Klug, 1979; Cummins et al., 2005; Merrit et al.,
2017; Morse et al., 1994 и др.). В основу выделения функциональных групп по Камминсу, кроме способа добывания пищи
(хищники, измельчители, соскребатели, собиратели, активные и
пассивные фильтраторы), был положен предпочитаемый размер
и происхождение потребляемых частиц. Было выделено 5 групп
частиц (Anderson, Cummins, 1979): 1) грубый органический материал (CPOM): деревья и наземный листовой опад; 2) тонкий
органический материал (FPOM); 3) разлагающиеся высшие гидрофиты и водоросли; 4) живые водоросли, особенно диатомовые
и 5) животные остатки. Несмотря на логичность и простоту подхода К. Камминса он имеет некоторые недостатки, в частности
смешиваются трофические группы и гильдии, не обращается
внимания на разницу между вагильными и сессильными хищниками, некоторыми другими группами. Мы постарались устранить эти недостатки, отдавая должное огромной работе по классификации трофической специализации гидробионтов, которая
проделана предшественниками.
При подготовке данного очерка мы ограничили объем
рассматриваемой фауны именно внутренними водами, без
включения обитателей эстуарных областей и опресненных
участков морей, обитателей супралиторали и переувлажненных
субстратов. Также мы не рассматриваем представителей эндемичных таксонов наших крупнейших озер – Каспийского и Байкала, которые представляют собой отдельные зоогеографические выделы и отличаются особенностями экосистемной организации, в том числе и архитектурой трофических сетей. Информацию о фауне этих водоемов можно почерпнуть в ряде

361

специальных монографий (Аннотированный список …, 2001,
2004; Атлас …, 1968; Определитель …, 2013, 2015; и др.).
Также мы не учитывали специфичную и богатую реликтовыми таксонами высокого уровня гипорейную, эпигейную и
пещерную фауны, обитателей интерстициали. На сегодняшний
день еще мало известно о трофической специализации в широком смысле подземных водных животных, хотя работы в этом
направлении ведутся.
Не включены группы преимущественно мелких животных, которых обычно рассматривают в составе мейо(мезо)фауны: Gastrotricha, Nematoda, Rotifera, Ostracoda, Cladocera,
Copepoda, Collembola и др.
На основе литературных данных и собственных наблюдений составлена таблица 2.10, в которой приводится оригинальная иерархическая классификация трофической специализации
макробеспозвоночных внутренних вод России. Трофические
группы (всего 10) выделены по типу питания и пищевому ресурсу, гильдии (39) – по особенностям добывания пищи.
Трофические группы объединены в 5 классов и 2 типа по
степени плотоядности, что необходимо для определения трофического уровня организма при построении трофических сетей и
расчета некоторых индексов (например, энтропии Рао), требующих иерархической структуры первичных данных.
Следует обратить внимание на то, что некоторые группы
плотоядных макробеспозвоночных облигатно питаются лишь
организмами других размерных классов – зоопланктофагифильтраторы (например, личинки Chaoboridae), сессильные
хищники и фильтраторы – микрофаги (гидроидные полипы,
многие мшанки, внутрипорошицевые), гемофаги позвоночных
(многие пиявки), их эктопаразиты (карповые вши и изоподы) и
комменсалы (жуки Platypsyllinae), паразиты наземных беспозвоночных (Nematomorpha). При построении трофических сетей в
пределах размерных ограничений макробеспозвоночных, их
следует считать здесь афагами, наряду с действительно не питающимися куколками насекомых и различными пропагулами
(яйцами, цистами, стато- и флотобластами и т.д.).

362

363

плотоядные

Тип трофической специализации

плотоядные

Класс трофической специализации

комменсалы

эврифаги (фитодетритофаги +
факультативные
зоофаги)

паразиты

хищники (облигатные зоофаги)

Трофическая
группа
вагильные
cессильные*
гемофаги и эктопаразиты позвоночных*
гемофаги беспозвоночных
гемофаги позвоночных и беспозвоночных
эндопаразиты беспозвоночных
собиратели+измельчители
соскребатели
соскребатели+собиратели
соскребатели+измельчители+собиратели
фильтраторы, преимущественно зоофаги
+падальщики
активные фильтраторы+собиратели+хищники
активные фильтраторы + собиратели +
соскребатели +хищники
активные фильтраторы + собиратели +
измельчители +хищники
пассивные фильтраторы + хищники
позвоночных
позвоночных + собиратели + соскребатели
беспозвоночных
беспозвоночных + собиратели + соскребатели

Трофическая гильдия

COMM2 + COLL+GRA1

COMM2*

COLL+GRA1+COMM1*

AFIL2+COLL +
GRA+PRE1
AFIL2+COLL +
SHR+PRE1
PRE1+PFIL2
COMM1*

AFIL2+COLL +PRE1

PAR3
EUR1
EUR2
EUR3
EUR4
PLA
SCV

PAR1+PAR2

PRE1
PRE2
PAR1
PAR2

Аббревиатура
в табл. 2.10

Таблица 2.10. Иерархия трофической специализации макробеспозвоночных внутренних вод России

364

не плотоядные

Тип трофической
специа-лизации

фито-детритофаги

детритофаги

альгофаги
бриофаги
высших растений

детритофаги

фитофаги

сестоно-фитодетритофаги фильтраторы

сестоно-фитодетритофаги,
“случайные”
зоофаги

фитодетритофаги

Трофическая группа

Класс трофической специализации

Таблица 2.10. Продолжение

активные сессильные
активные вагильные
активные вагильные + собиратели
активные вагильные + собиратели
+ соскребатели
пассивные фильтраторы
пассивные сетеплетущие
пассивные сетеплетущие + соскребатели
пассивные фильтраторы + соскребатели + собиратели
измельчители
соскребатели
собиратели+соскребатели
измельчители+ собиратели+соскребатели
измельчители
соскребатели
собиратели+соскребатели
собиратели (глотатели, в том числе
пелофаги)
измельчители
измельчители
измельчители

Трофическая гильдия

HERB1
HERB2
HERB3

COLL

SHR2
GRA2
COLL+GRA2

SHR1+COLL+GRA1

SHR1
GRA1
COLL+GRA1

PFIL1+GRA1+COLL

PFIL2+GRA1

AFIL1
AFIL2
AFIL2+COLL
AFIL2+COLL +
GRA
PFIL1
PFIL2

Аббревиатура
в табл. 2.10

В то же время при расчетах индексов трофического разнообразия сообществ, к афагам их конечно относить не стоит. Такие группы обозначены в таблице 2.10 звездочкой(*). Кроме
этого, многие таксоны отнесены к эврифагам (факультативным
зоофагам) на основании питания преимущественно мелкими
организмами.
Обитатели колоний губок и мшанок, домиков и тел личинок насекомых отнесены нами к комменсалам, хотя некоторые
из них, возможно, ведут себя как настоящие паразиты.
Мы не стали выделять общепринятые гильдии минеров и
ксилофагов, так как в первом случае для питания ткани растений все равно измельчаются, во втором животные все-таки питаются не живой древесиной, а отмершей, в первую очередь
развивающимися на ней бактериями и грибами, которые составляют основную питательную часть детрита.
Спектр питания беспозвоночных может существенно может существенно изменяться в разных биотопах и в течение года
(Комулайнен, Хренников, 1993; MacNeil et al., 1997; Кочарина,
2001; Яковлев, 2005; Tierno de Figueroa, López-Rodríguez, 2019; и
др.). Барышев И.А. (2023) приводит пример личинок ручейников родов Hydropsyche и Arctopsyche, которых можно считать
фильтраторами только в период с весны до осени, а зимой они
переходят на хищный образ жизни. Можно также привести
пример щитней (Notostraca), которые за свою недолгую жизнь
переходят от питания детритом к активному хищничеству, или,
наоборот, водолюбовых жуков (Hydrophiloidea), личинки большинства которых способны хищничать, а имаго фитодетритофаги собиратели+соскребатели. Мы постарались учесть
возрастные изменения питания при отнесении таксонов к определенной трофической гильдии.
В таблице 2.11 приняты обобщения о трофической специализации на уровне таксонов различного ранга, так как в разных
группах животных она выражена в разной степени. В этой таблице в качестве высших таксонов приведены типы животных, а
далее в каждом случае лишь тот, на уровне которого трофиче-

365

ская специализация изменяется, причем ранги классов и отрядов
взяты в кавычки, так как в некоторых случаях приведены надили подклассы, отряды. Промежуточные таксоны мы решили не
указывать, чтобы облегчить восприятие материала. В ряде случаев для таксона сначала приводится трофическая гильдия
большинства представителей фауны России, а затем исключения. В сложных случаях сведения на уровне крупных таксонов
пришлось обобщить формально по большинству представителей, так как противоречивые литературные данные не позволили уверенно разделить подчиненные таксоны. В частности, так
нам пришлось поступить с таксономически и трофически разнообразным подсемейством комаров-звонцов Orthocladiinae.
Гильдии обозначены не повторяющимися аббревиатурами
из таблицы 2.10, по которой для каждой из них можно легко
найти положение в трофической иерархии.
Кроме построения трофических сетей, данные о трофической специализации видов можно использовать для расчета индексов доминирования-выравненности, например, Шеннона для
трофических групп или гильдий (Силина, Прокин, 2008) или
энтропии Рао (Rao, 1982; Шитиков и др., 2012; Прокин, Селезнев, 2021).
Предлагаемая классификация нуждается в дальнейшем
развитии. Для уточнения известных литературных данных и
улучшения классификации нам будут очень полезны комментарии специалистов и критика, за что мы заранее благодарны.
Представляется, что в дальнейшем для совершенствования системы наших взглядов на трофические взаимоотношения
организмов возрастающее значение будут приобретать активно
развивающиеся методы анализа соотношений стабильных изотопов (δ13C, δ15N). Кроме этого, многие водные продуценты синтезируют жирные кислоты специфического состава, а потребленные ЖК включаются в биомассу консументов не разрушаясь,
благодаря чему жирнокислотные профили также послужат важным трофическим маркером при анализе диеты водных консументов (Nielsen et al., 2018).

366

367

Nemertea
Nematomorpha
Turbellaria
Annelida

Porifera
Cnidaria

Тип

Acanthobdella
Hirudinida

Aphanoneura
Oligochaeta

“Класс”

“Отряд”

большинство
Amphichaeta
Chaetogaster
Ch.
Ch.
Ch.
Ch.
Ch.
Ch.
Nais

Cordylophora
Craspedacusta

Род

Piscicollidae
Glossiphonidae Alboglossiphonia
Hyperboreomyzon
Placobdella

Hydridae

Семейство

hyalina

cristallinus
diaphanus
diastrophus
langi
limnaei
parvus
setosus

Вид

Трофическая специализация
по табл. 2.10
AFIL1
PRE2*
PRE2*
PRE1
PRE1
PAR3*
PRE1
COLL
COLL
COLL+GRA2
PRE1
PRE1
EUR3
COLL+GRA2
EUR3
COLL+GRA2
COLL+GRA2
COLL+GRA2
PAR1 (рыбы)
PAR1 (рыбы)
PAR2 (Lymnaeidae)
PAR1 (птицы)
PAR1

Таблица 2.11. Трофическая специализация таксонов макробеспозвоночных внутренних вод России

368

Entoprocta
(Kamptozoa)
Mollusca

Ectoprocta
(Bryozoa)

Тип

Gastropoda

Bivalvia

Branchiobdellida
Polychaeta

“Класс”

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

EUR4
SHR1+COLL+GRA1

AFIL2
AFIL1

EUR1
COMM2 (Spongilla)
HERB3
AFIL1

Трофическая специализация по табл. 2.10
PAR1+PAR2
PAR2 (Unionidae)
PAR1+PAR2
PAR2
PAR1
PRE1
PRE1
COMM2

Lymnaeidae
Physidae

osawai

marginata
khankiana

Вид

AFIL2
AFIL2+COLL
COLL+GRA1

Cristatella
Urnatella

Cerazziella
Tylorrhynchus

Hemiclepsis
H.
Batracobdella
прочие
Hirudo
Haemopis

Род

большинство
Sphaeriidae
Acroloxidae

Ampharetidae
Spionidae
Nereididae
большинство

Hirudinidae
Hirudinidae
Erpobdellidae

Семейство

369

Тип

Crustacea

“Класс”

Cumacea

Anostraca
Notostraca
Spinicaudata
Laevicaudata
Arguloida
Isopoda

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Argulidae

Neritidae
Viviparidae
Thiaridae
Melanopsidae
Lithoglyphidae
Bythiniidae
Belgrandiellidae
Amnicolidae
Tateidae
Hydrobiidae
Valvatidae
Semisulcospiridae

Planorbidae

Семейство

Asellus
Jaera
Saduria
Ichthyoxenus

Koreoleptoxis

Potamopyrgus
Clathrocaspia

большинство
Ancylus

Род

antipodarum

Вид

Трофическая специализация по табл. 2.10
SHR1+COLL+GRA1
COLL+GRA1
GRA1
AFIL2+COLL+GRA
COLL+GRA1
COLL+GRA1
COLL+GRA1
AFIL2+COLL+GRA
AFIL2+COLL+GRA
AFIL2+COLL+GRA
SHR1+COLL+GRA1
SHR1+COLL+GRA1
AFIL2+COLL+GRA
COLL+GRA1
AFIL2+COLL
AFIL2+COLL +PRE1
AFIL2+COLL
AFIL2+COLL
PAR1
SHR1+COLL+GRA1
GRA1
PRE1
PAR1
COLL

370

Тип

Insecta

Arachnida

“Класс”

Hydrachnidia
Oribatida
Aranei
Ephemerop-

Mysida

Prosopistomatidae

Halacaridae

Niphargidae
Gammaracanthidae
Anisogammaridae
Pallaseidae
Corophiidae
Gammaridae
Crangonyctidae
Pseudocrangonyctidae
Pontoporeiidae
Micruropodidae
Astacidae
Cambaridae
Cambaroididae
Atyidae
Palaemonidae
Potamidae
Varunidae

Amphipoda

Decapoda

Семейство

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Eriocheir

Род

Вид

SHR1
EUR1
SCV
EUR1
EUR1
SHR1
EUR1
SCV
EUR1
PLA
EUR1
PRE1
SHR2
PRE1
COLL+GRA1

Трофическая специализация по табл. 2.10
EUR1
PRE1
EUR1
EUR1
AFIL2
EUR1
EUR1
EUR1

371

Тип

“Класс”

tera

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Leptophlebiidae
Metretopodidae
Ametropodidae
Acanthametropodidae
Ameletidae
Baetidae

Caenidae
Ephemerellidae
Isonychiidae
Oligoneuriidae
Arthropleidae
Heptageniidae

Neoephemeridae

Ephemeridae

Behningiidae
Potamanthidae
Polymitarcyidae
Palingeniidae

Семейство

большинство

большинство
Cynygmula

Род

Вид

COLL+GRA1
COLL+GRA1

PRE1
AFIL2+COLL
AFIL2
AFIL2+COLL+GRA+
PRE1
AFIL2+COLL+SHR+
PRE1
AFIL2+COLL+GRA+
PRE1
COLL+GRA1
COLL+GRA1
PFIL
PFIL
AFIL2
COLL+GRA1
HERB1
COLL
EUR1
AFIL2+COLL
PRE1

Трофическая специализация по табл. 2.10

372

Тип

“Класс”

Hymenoptera
Megaloptera
Neuroptera
Coleoptera

Heteroptera

Odonata
Plecoptera

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Haliplidae
larva/imago
Gyrinidae
Noteridae
Dytiscidae
Spercheidae

Sisyridae

Pteronarcyidae
Perlidae
Taenyopterigidae
Nemouridae
Leuctridae
Capniidae
Perlodidae
Chloroperlidae
большинство
Micronectidae
Corixidae

Siphlonuridae

Семейство
Cloeon

Род

Вид

PRE1
PRE1
PRE1
AFIL2/COLL+GRA1

HERB1/EUR3

Трофическая специализация по табл. 2.10
HERB1
EUR4
PRE1
EUR2
EUR2
SHR1+COLL+GRA1
SHR1+COLL+GRA1
SHR1+COLL+GRA1
SHR1+COLL+GRA1
EUR2
EUR4
PRE1
EUR1
EUR1
PAR3
PRE1
COMM2

373

Тип

“Класс”

Lepidoptera
Trichoptera

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Arctopsychidae
Hydropsychidae
Ecnomidae
Hydroptilidae

larva/imago
Hydrochidae
larva/imago
Helophoridae
larva/imago
Hydrophilidae
larva/imago
Hydraenidae
larva/imago
Elmidae
Dryopidae
Psephenidae,
larvae
Scirtidae, larvae
Ptylodactilidae,
larvae
Curculionidae
Chrysomelidae

Семейство

большинство
Ptilocolepus

Род

Вид

HERB3
HERB3
HERB3
PFIL2+GRA1
PFIL2+GRA1
PRE1+PFIL2
HERB1
HERB2

AFIL2+COLL
SHR1

SHR1+COLL+GRA1
COLL+GRA1
GRA1

PRE1*/ COLL+GRA1

PRE1/ COLL+GRA1

EUR4/ COLL+GRA1

EUR4/ COLL+GRA1

Трофическая специализация по табл. 2.10

374

Тип

“Класс”

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Glossosomatidae
Odontoceridae
Apataniidae
Brachycentridae
Goeridae
Uenoidae
Phryganeidae
Lepidostomatidae
Phryganopsychidae

Beraeidae
Sericostomatidae
Hydrobiosidae
Dipseudopsidae
Polycentropodidae
Philopotamidae
Psychomyiidae
Calamoceratidae
Molannidae
Rhyacophilidae

Stenopsychidae
Leptoceridae

Семейство

большинство
Rhyacophila

большинство
Ceraclea
C.

Род

laevis

fulva
nigronervosa

Вид

Трофическая специализация по табл. 2.10
PFIL2
SHR1+COLL+GRA1
COMM2 (Ephydatia)
COMM2 (Porifera)
SHR1+COLL+GRA1
EUR1
PRE1
PFIL2
PRE1+PFIL2
PFIL2
PFIL2
COLL+GRA1
PRE1
PRE1
SHR1
COLL+GRA1
EUR4
COLL+GRA1
PFIL2+GRA1
COLL+GRA1
COLL+GRA1
EUR4
SHR1+COLL+GRA1
SHR1

375

Тип

“Класс”

Diptera

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Thaumaleidae
Simuliidae

Pediciidae
Blaphariceridae
Deuterophlebiidae
Nymphomyiidae
Ptychopteridae
Tanyderidae
Psychodidae
Dixidae
Chaoboridae
Culicidae

Limoniidae

Limnephilidae
Cylindrotomidae
Tipulidae

Семейство

большинство
Prosimulium

большинство
Anopheles
Toxorhynchites
Culiseta s.str.

Prionocera
Arctotipula
Tipula (Sacvhenkia)
Tipula, прочие
большинство
Pilaria

Род

Вид

Трофическая специализация по табл. 2.10
EUR4
HERB2
EUR1
PRE1
EUR1
SHR1
SHR1
EUR1
EUR1
GRA1
GRA1
GRA1
COLL
SHR1
SHR1+COLL+GRA1
AFIL2
PLA
AFIL2
GRA1
PRE1
GRA1
COLL+GRA1
PFIL1
PFIL1+GRA1

376

Тип

“Класс”

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Chironomidae,

Chironomidae,
Podonominae
Chironomidae,
Tanypodinae
Chironomidae,
Diamesinae
Chironomidae,
Prodiamesinae
Chironomidae,
Orthocladiinae

Ceratopogonidae

Семейство

Chironomus

EUR1
COMM2 (Anodontha)
COMM2 (Ephemera)
COMM2 (Ephemeroptera)
AFIL2+COLL+GRA

Psectrocladius
Baeoctenus
Epoicocladius
Symbiocladius

EUR1

SHR1+COLL+GRA1

PRE1

PRE1

Трофическая специализация по табл. 2.10
GRA1
EUR1
COLL+GRA1
COLL+GRA1
PRE1
PRE1
PRE1

SHR1+COLL+GRA1

lineata

Вид

большинство

Twinnia
большинство
Atrichopogon
Dasyhelea
Allaudomyia
Palpomyia
Bezzia
(Homobezzia)

Род

377

Тип

“Класс”

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Chironominae,
Chironomini

Семейство

G.
G.
G.
G.
прочие виды
Harnischia
Kiefferulus
Lauterborniella
Lipiniella

E.
Glyptotendipes
G.

Cladopelma
Cryptochironomus
Demeijerea
Demicryptochironomus
Dicrotendipes
Einfeldia
Endochironomus

Род

большинство
tendens
caulicola
mancunianus
imbecillis
signatus
varipes
viridis

Вид

HERB3
COMM2 (Bryozoa)
COMM2 (Bryozoa)
HERB4
AFIL2+COLL+GRA
EUR3
AFIL2+COLL
COLL+GRA1
HERB1

HERB3
HERB3
HERB3

AFIL2+COLL+GRA
AFIL2+COLL
COLL+GRA1

EUR3
EUR1
COMM2 (Spongillidae)
EUR1

Трофическая специализация по табл. 2.10

378

Тип

“Класс”

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)
Семейство

kuzini
parilis
tenuicaudus
varus
vitiosus

P.
P.
P.
P.
P.
Paracladopelma
Paratendipes
Phaenopsectra
Polypedilum
Robackia
Saetheria
Sergentia
Stenochironomus
S.
Synendotendipes
Tribelos
Xenochironomus
Pseudochironomus

gibbus
sticticus

arcuatus
frequens

Вид

Microtendipes
Pagastiella
Parachironomus
P.

Род

Трофическая специализация по табл. 2.10
AFIL2+COLL+GRA
COLL+GRA1
EUR3
COMM2 (Bryozoa)+
COLL+GRA1
COLL+GRA1+COMM
1* (икра лягушек)
COLL+GRA1
EUR3
COMM2 (Gastropoda)
PFIL1+GRA1+COLL*
EUR3
AFIL2+COLL+GRA
AFIL2+COLL+GRA
AFIL2+COLL+GRA
EUR3
EUR3
AFIL2+COLL
SHR1+COLL+GRA1
AFIL2+COLL
HERB3
AFIL2+COLL+GRA
COMM2 (Spongillidae)
AFIL2+COLL+GRA

379

Тип

“Класс”

“Отряд”

Таблица 2.11. (продолжение)

Muscidae

Scatophagidae

Rhagionidae
Tabanidae
Athericidae
Empididae
Dolichopodidae
Syrphidae
Sciomyzidae
Ephydridae

Stratiomyidae

Chironomidae,
Chironominae,
Tanytarsini

Семейство

большинство
Hydrellia
Ochthera
Acanthocnema
Spaziphora
Coniosternum

Rheotanytarsus
большинство
Stratiomys
Chrysopilus

Род

glaucescens
hydromyzina
obscurum

albilabris

большинство

Вид

PFIL1+COLL+GRA1
SHR1
EUR1
PRE1
EUR1
PRE1
PRE1
PRE1
COLL
PRE1
COLL
HERB3
PRE1
PRE1
EUR1
PRE1 (кладки ручейников)
PRE1

Трофическая специализация по табл. 2.10
AFIL2+COLL+GRA

2.6. МЕЙО- И МАКРОЗООПЕРИФИТОН
Перифитон является экологической группировкой организмов, обитающих на разделе фаз твердый субстрат–вода (Дуплаков, 1933; Алимов, 1989; Протасов, 1994; Комулайнен, 2004). Методы отбора проб зооперифитона разнообразны и достаточно
полно описаны в литературе (Жадин, 1960; Мессинева, Успенская, 1961; Dall, 1979; Протасов, 1985, 1987, 1994; Aloi, 1990). Исследования данной группы традиционно ведутся в двух направлениях: изучение населения различных субстратов, находящихся
в воде путем прямого сбора, т.е. с различных твердых субстратов
в водных объектах, и изучение беспозвоночных перифитали с использованием экспериментальных субстратов. Прямым сбором
изучают беспозвоночных на субстратах как природного происхождения – камни, древесина, макрофиты, твердые поверхности
гидробионтов, так и антропогенного – пластик, стекло, металлы,
бетонные сооружения и др.
В
качестве экспериментальных
субстратов
(ЭС)
(experimental substrates), иногда в литературе обозначаемых как
модельные субстраты (model substrates), либо искусственные
(artificial substrates), используются разнообразные по своим физико-химическим свойствам материалы: стекло, металл, древесина, керамика, пластик, резина и т.д. Материал может быть как
естественным для водного объекта, так и имитирующим естественные субстраты. Также применяются и не встречаемые в природе формы субстратов. Протасов А.А. (1994) отмечает, что термин “искусственные” субстраты не совсем верен, поскольку в этом
качестве вполне можно использовать и природные материалы –
камни и древесину. При работе с экспериментальными субстратами хорошо контролируется процесс заселения, влияние освещенности, глубины, скорости течения, состава субстрата и т.д.


Т. А. Шарапова, А. А. Герасимова
Институт проблем освоения Севера – структурное подразделение
ТюмНЦ СО РАН, Тюмень, ул. Малыгина, д. 86;
e-mail: tshartum@mail.ru
380

ПОДХОДЫ К ВЫБОРУ СТАНЦИЙ ПРИ ИЗУЧЕНИИ
ЗООПЕРИФИТОНА РАЗНОТИПНЫХ ВОДНЫХ ОБЪЕКТОВ

Состав сообществ гидроэкосистем неоднороден, во многом
разнообразие и богатство гидробионтов зависит от суммы экологических условий (глубина, прозрачность, скорость течения, температура и т.д.) на конкретном биотопе. Для всех типов водных
объектов можно выделить мелководную зону с развитыми зарослями макрофитов и глубоководную, за исключением мелководных
озер, прудов и отдельных малых рек. Для зооперифитона озер-стариц выделено три биотопа, на которых выявлена специфическая
продольная структура распределения таксономического и количественного богатства зооперифитона (Шарапова, Бабушкин, 2019).
По продольному профилю рек характерно чередование перекатов
и плесов, изменение скорости течения на этих биотопах значительно влияет на развитие зооперифитона (Шарапова, Бабушкин,
2013). На различных глубинах глубоководных водохранилищ и в
водоемах-охладителях наблюдали обширные пояса поселения
дрейссены, корофиид и т.д. (Протасов, 1994, 2010). В большинстве
водоемов и водотоков существует мозаичность биотопов в перифитали, что соответственно определяет и мозаичность сообществ.
В зооперифитоне на многих прикрепленных макроформах (дрейссена, мшанки, губки, ручейники) отмечали скопления подвижных
организмов (Протасов, 1994; Шарапова и др., 2021). Одними из
наиболее гетерогенных биотопов являются техно-экосистемы, в
частности, водоемы-охладители. При высоком разнообразии субстратов (бетонные облицовки дамб и каналов, каменные отсыпки
берегов, металлоконструкции, макрофиты и затопленная древесина), здесь наблюдается и большое разнообразие других экологических факторов – участки с различной температурной нагрузкой,
наличие или отсутствие течения. Все это необходимо учитывать
при планировании работ.

МЕТОД ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО СУБСТРАТА
Этот метод связан с установкой в водных объектах субстратов разнообразных по форме и происхождению, площади и микрорельефа, цвета, освещения и т.д. При использовании метода

381

экспериментальных субстратов решаются методические технические вопросы: выбора субстрата, установки (конструкции) на
которой закрепляются субстраты и способа закрепления установки в водоеме, еще – экспозиции, сезона, биотопических особенностей, например, в зоне сброса подогретых вод. При проведении исследований в качестве субстратов разные авторы использовали силикатные кирпичи, металлические или стеклянные
пластинки, деревянные субстраты с корой и без коры, пластик,
пластиковые модели растений. По форме используемые субстраты могут быть пластинчатыми, блочными и цилиндрическими, вертикально или горизонтально расположенными
(O'Connor, 1991; Протасов, 1994; Скальская, 2002; Шарапова,
2007). При гидробиологических исследованиях широко применяются предметные стекла. С их помощью изучаются прикрепленные формы инфузорий, мейозооперифитон, а также макрозооперифитон в проточных и непроточных водных экосистемах с доминантами, представленными неподвижно прикрепленными видами (губки, мшанки, дрейссена) (Протасов, 1994; Скальская,
2002). Однако применение предметных стекол в качестве экспериментального субстрата в летний сезон на северных реках Западной Сибири не привел к положительным результатам, вследствие чего в дальнейших работах не использовался (Шарапова,
2007). Во многом это связано с высокой гладкостью поверхности
стекла. Проведенные экспериментальные работы, посвященные
влиянию рельефа на колонизацию экспериментальных субстратов как в континентальных водоемах, так и в море (Протасов,
1994; Добрецов, Раилкин, 1996; Раилкин, 2008; Корляков, 2017),
показали более высокую плотность организмов на шероховатом
субстрате. В данных работах сравнивался субстрат с различной
текстурой, либо субстрат с искусственно нанесенными рельефом
зубцами различной высоты. Еще одним недостатком предметных
стекол при использовании в качестве субстрата для макрозооперифитона является малая площадь, желательно использовать
стекла большей площади.
Широко использовали в качестве ЭС древесные субстраты
различной формы, фрагменты древесных растений с корой и без
коры (Громов, 1961; O'Connor, 1991; Скальская, 2002). В водоемах и водотоках равнинной части Западной Сибири использовали
382

древесные субстраты цилиндрической формы, как наиболее
близкие к естественным древесным субстратам (Шарапова,
2007). Так, на р. Иртыш и прудах Абалакского рыборазводного
завода использовали субстраты, изготовленные в виде пластин и
цилиндров из древесины свежесрубленной и старой ивы, березы
и сосны. На притоках р. Пур, р. Тура, в районе Ендырской протоки (Нижняя Обь) и водоеме-охладителе Сургутской ГРЭС устанавливали субстраты в форме цилиндров, изготовленные из березы, лишенной коры. Для изучения особенностей распределения
зооперифитона на субстратах с различно ориентированной поверхностью в качестве блочного субстрата можно использовать
керамические блоки и кирпичи. Этот тип субстрата хорошо заселялся беспозвоночными в разнотипных водных объектах – реке,
озере, водохранилище, водоеме-охладителе (Rader, Ward, 1990;
Афанасьев, 2001; Шарапова, 2005; Sharapova et al., 2020; Герасимова и др., 2021). Скальская И.А. (2002) при исследовании зооперифитона озер Дарвинского заповедника в качестве ЭС использовала листовой опад двух пород деревьев, которые помещали в
специальные сетчатые контейнеры и закрепляли вертикально над
дном – это комбинированный метод, не являющийся чисто перифитонным. Еще один интересный тип ЭС – пленочные субстраты. Так, для учета личиночных стадий беспозвоночных в
реку поместили порезанный на узкие полоски пластиковый квадрат, имитирующий листья осоки (Elouard, 1984).
Другим важным моментом является выбор устройств, на
которых или к которым крепятся субстраты. Существует достаточно большое количество установок (Протасов, 1987, 1994) разнообразных конструкций (рис. 2.26). Установки в виде экспериментального стенда устанавливалась на дне (рис. 2.26а), при размерах 1×1 м на него закреплялось до 50 пластин. Для плавающих
конструкций применялся плотик
треугольной
формы
(рис. 2.26б), состоящий из трех поплавков, соединенных рейками, трубами или уголками, на которых и закреплялись ЭС
(рис. 2.26в). Для закрепления предметных стекол И.А. Скальская
(2002) использовала жесткий пенопласт, который устанавливали
на различной глубине (рис. 2.27) на поплавках и якоре на дне.

383

в

а

б

Рис. 2.26. Способы установки ЭС (Протасов, 1994). Пояснения в тексте.

Очень интересная конструкция предложена для установки
на участках водотоков с интенсивным течением и в условиях переменного по направлению тока воды (рис. 2.28) (Раилкин, Бабков, 1990; Раилкин, Фатеев, 1990; Раилкин, Бесядовский и др.,
2012). Но для всех этих моделей характерна большая площадь соприкосновения конструкции и субстрата, следовательно, неизбежно влияние организмов, заселяющих установку, на сообщества, формирующиеся на субстратах. Кроме этого, большинство
установок служит для прикрепления пластинчатых субстратов,
трехмерные субстраты прикреплять к ним сложно.
Шараповой Т.А. предложена конструкция установки, непосредственно не имеющая контакта с субстратами (фото 2.29).
Древесные экспериментальные субстраты закрепляли на капроновой нити, на каждой нити 2–3 субстрата, на различной глубине.
Нити с субстратами крепили к каркасу установки по принципу

384

ставного невода (см. рис. 2.28), что позволяло снимать субстраты
с любой глубины без необходимости подъема всей установки из
воды.

Рис.
2.27.
Схема закрепления пластин в
жесткий пенопласт и установки на водоеме (Скальская,
2002).

Все наши установки были прикреплены к дну или закреплены на сооружениях, находящихся на воде (баржа, понтон) или
над водой (мост, деревья). Предлагаемое устройство было испытано в условиях крупных и малых рек, прудов, озер и водоемаохладителя.

385

Рис. 2.28. Общий
вид гидрофлюгера –
устройства для экспонирования пластин
обрастаний
под постоянным углом к направлению
течения. 1 – прямоугольная рама, 2 –
держатель, 3 – кассета, 4 – экспериментальная
пластина, 5 – центральный узел вращения,
6 – руль, 7 – ось, 8 –
трос, 9 – погруженный поплавок, 10 –
якорь, 11 – дополнительный узел вращения, 12 – оттяжки, 13 – буйки
на
поверхности,
14 – балансир (Раилкин и др., 2012).

МЕТОД ПРЯМОГО СБОРА
При прямом сборе можно извлекать весь субстрат или его
часть, или отбирать пробы, проводить наблюдения с использованием водолазного снаряжения. В случае крупных субстратов (валуны, бетонные плиты, металлоконструкции) ставится задача, отделения организмов не нарушая субстрата. Она реализуется применением специальных пробоотборников, срезающих и соскабливающих перифитон. Многие исследователи дорабатывают и
разрабатывают такие устройства, опираясь на свой многолетний
опыт и знания. Так, оригинальные пробоотборники разработаны
группой А.А. Протасова (1994) (рис. 2.29).

386

Фото 2.29. Устройство для экспонирования ЭС (Шарапова, 2007).
Пояснения в тексте.

Наиболее простым пробоотборником является перифитический скребок (рис. 2.29а), он более эффективен при отборе
проб перифитона, поскольку между плоскостью лезвия и осью
рукоятки образуется острый угол, что позволяет срезать перифитон, а не соскабливать. Подобным пробоотборным оборудованием удобно отбирать биологический материал с гладких бетонных и каменистых поверхностей (валуны, бетонные плиты сбросных каналов и т.п.). Для отбора проб в реке при сильном течении
был сконструирован пробоотборник специальный перифитический (ПСП). Пробоотборник ПСП (рис. 2.29б) прижимают рабочим окном (10×10 см) к субстрату, скребком или жесткой щеткой
отделяют организмы и направляют в сетчатый мешок. Коробча-

387

тый пробоотборник (см. рис. 2.29в) состоит из корпуса с рукоятками и острым нижним краем. В верхней части прикрепляется
мешок из мельничного газ-сита. После того, как вырезан образец,
проба подрезается острой лопаткой.

б
а

в
Рис. 2.29. Приспособления для отбора проб перифитона: а – скребок, б –
пробоотборник ПСП, в – пробоотборник коробчатый (Протасов, 1994).

Население древесного субстрата начали подробно исследовать в связи с затоплением огромного количества деревьев и кустарников при образовании водохранилищ (Громов, 1961; Луферов, 1966). При прямом сборе площадь веток рассчитывали по
геометрическим формулам площади цилиндра (1) или усеченного конуса (2):
Sцилиндра = dL, (1),
где d – диаметр, L – высота;
Sусеч.конуса = (R2 + r2 + L(R+r)), (2),
где R – радиус основания, r – радиус верхнего основания, L – длина от
R до r.

388

В отличие от субстратов, которые имеют сходство с какойлибо геометрической фигурой, довольно сложно рассчитывать
площадь субстрата неправильной формы, таких как листья древесных пород, а также макрофитов. В работе, касающейся изучения зооперифитона Волгоградского водохранилища (Константинов, Спиридонов, 1977), была предложена простая методика расчета площади листа – снимая его рисунок на бумагу, аналогично
расчету площади плоских поверхностей камней. Оригинальный
подход к методам расчета площади поверхности четырех видов
макрофитов предложили К.А. Корляков и Д.Ю. Нохрин (2011).
Каменистый субстрат представлен чаще всего обкатанным галечником либо камнями береговой отсыпки, площадь которых предпочтительнее всего рассчитывать по формуле, предложенной
P.C. Dall (1979):
S = /3 (WL + HL + WH),
где W – ширина, L – длина, H – высота.

На камнях организмы перифитона обитают не только на
верхней поверхности, но и с боковой, и нижней стороны. Так, в
водоемах-охладителях на каменной отсыпке дамб под 1 м2 проективного покрытия было до 10 м2 обитаемого субстрата (Протасов, 1994).
Еще одним существенным моментом является определение
необходимой площади отбора проб либо ЭС. По мнению
А.А. Протасова (1994), оптимальная площадь отбора составляет
0.01 м2. Особенностью перифитона является возможность визуальной оценки степени его развития, поэтому в случае малого количества организмов можно отбирать большие размеры субстратов, при высокой плотности населения – меньшие.
Использование водолазной техники при исследовании перифитона, широко применяемой в морской биологии, показали
хорошие результаты и на пресных водоемах (Протасов, 1994).
Использование водолазного оборудования позволяет отбирать
пробы на больших глубинах. Разработан учет макроформ зооперифитона по трансектам с последующим отбором проб. Разработана рабочая карточка учета беспозвоночных по трансектам
(Протасов, 1994).

389

ОТБОР ПРОБ И КАМЕРАЛЬНАЯ ОБРАБОТКА
Для отбора проб перифитона с древесных субстратов или
макрофитов удобно использовать секатор. Субстрат, его часть,
либо организмы, отобранные пробоотборником, после извлечения из воды помещаются в полиэтиленовый плотный пакет с небольшим количеством воды. Данный вариант отбора проб требует их разбора и фиксации в этот же день. Если нет возможности
произвести разбор проб в день отбора, то возможна их фиксация
в пластиковой емкости формалином. При этом в пластиковый сосуд заливают 4%-й формалин, далее помещают найденный субстрат.
В лаборатории зафиксированные пробы помещаются в сачок и хорошо промываются под проточной водой. Далее происходит одинаковая обработка фиксированных и не фиксированных проб. Субстрат (нефиксированная проба) выкладывают в кювету с водой, смывают беспозвоночных кисточкой или зубной
щеткой, плотно прикрепленные виды отделяются скальпелем или
пинцетом. Осадок с организмами концентрируется промыванием
через газ-сито № 39–46, который подбирается под поставленные
цели и в зависимости от размерности изучаемой группы. Так,
И.А. Скальская (2002) использовала газ-сито № 76. Далее все
фиксируется 4%-ным формалином.
Разбор проб после промывки через газ-сито проводится под
бинокуляром, макрозооперифитон выбирают из чашки Петри,
мейозооперифитон удобно просчитывать в камере Богорова.
Масса крупных беспозвоночных определяется прямым взвешиванием на весах или с помощью зависимости массы тела от длины
(Мордухай-Болтовской, 1954; Алимов, 1989; Курашов, 2007). Подобный сбор и обработка проб позволяет учитывать не только
крупных беспозвоночных, но и мейофауну с личинками амфибиотических насекомых. Такой подход необходим при использовании зооперифитона для оценки качества воды, т.к. индикаторами загрязнения служат организмы небольших размеров, в частности, малощетинковые черви сем. Naididae и нематоды (Скальская, 1990; Шарапова, 2007).

390

БИОИНДИКАЦИЯ АНТРОПОГЕННОГО ВОЗДЕЙСТВИЯ
НА ВОДНЫЕ ОБЪЕКТЫ

Под биоиндикацией в узком смысле чаще всего понимают
систему оценки поступления в водные объекты избыточного количества биогенных, органических и токсических веществ с использованием биотических объектов. В широком смысле биоиндикация – это свойство организмов реагировать на изменение физических, химических и экологических характеристик среды обитания, выражающегося в особенностях их роста, формирования
качественного и количественного состава, функционирования
(Сытник и др., 1994).
Исследования влияния различных веществ на водную
биоту насчитывают более сотни лет. Но последние полвека шла
наиболее напряженная и планомерная работа по выявлению тех
показателей гидробиоценозов, по которым без больших материальных и временных затрат возможно судить о состоянии гидроэкосистем. Результатом этой работы явилось создание ряда широко распространенных методов оценки качества воды – система
сапробности Пантле и Букка, биотические индексы – Вудивисса,
Гуднайта и Уитлея, которые прошли испытания в различных регионах страны и вошли в состав ГОСТа 17.1.3.07-82 “Охрана природы. Гидросфера. Правила контроля качества воды водоемов и
водотоков”. Кроме этих показателей существует множество различных индексов, которые применяются в разных странах и иногда работают только на ряде водных объектов.
Существует два основных направления оценки качества
воды и ненарушенности системы: метод использования отдельных индикаторных организмов и метод рассмотрения биоты в целом. Использование индикаторных организмов применяется в
биотических индексах (Вудивисса, Гуднайта и Уитлея, Балушкиной и др.), а ряд показателей, рекомендованных ГОСТом
17.1.3.07-82, характеризует сообщества – общие численность и
биомасса, количество групп. Состав сообществ, обилие популяций макробеспозвоночных в водоемах и водотоках отражает не
только состояние водных объектов в момент исследования, но,

391

из-за достаточно длительного жизненного цикла, дает представление о средних условиях в течение длительного времени (Мороз, 1978; Израэль и др., 1981).
С 1960-х годов наиболее часто в качестве индикаторных
организмов использовались беспозвоночные зообентоса. Как
было отмечено рядом авторов (Алексеев, 1984; Protasov,
Afanasyev, 1989), большинство донных беспозвоночных достаточно толерантны к антропогенному загрязнению. Это связано с
естественными процессами, происходящими в бентосе: на дне
всегда выражены тенденции к ухудшению кислородного режима,
идут процессы разложения детрита отмерших водных организмов, сходные с органическим загрязнением. Наличие всех этих
факторов свидетельствует о том, что на зообентос в большей степени влияет характер донных отложений (Баканов, 2004).
В отличие от бентоса, в зооперифитоне характерно присутствие видов и групп-индикаторов чистых вод. Данные виды не
выдерживают действия различных токсических веществ. К ним
относятся турбеллярии, мшанки, личинки веснянок, поденок, ручейников, мошек. Оценка состояния водных объектов по зооперифитону дает более адекватную картину качества вод. Вследствие этого анализ состояния водных экосистем по этим двум
группировкам часто дает различные результаты (Афанасьев,
2003; Скальская, Баканов, 2003). Все это позволило широко использовать зооперифитон в оценке качества воды и биомониторинге различных водных объектов (Скальская, 1990; Protasov,
Afanasyew, 1990; Modde, Drewes, 1990).
Рассмотрим некоторые проблемы, возникающие при использовании трех наиболее часто употребляемых гидробиологических показателей (Афанасьев, 2003; Шуйский и др., 2004).
Индекс сапробности Пантле и Букка в модификации
Сладечека. Метод служит для индикации органического загрязнения. Используется для оценки качества воды по зоопланктону,
зообентосу, фитопланктону и перифитону. При использовании
данного индекса совершенно не учитывается характер загрязнения – естественный или антропогенный, в результате в эвтрофных водах всегда будет регистрироваться загрязнение. Значения
индексов сапробности организмов по разным спискам может

392

сильно различаться. Следовательно, требуется проведение отдельных исследований в разных регионах и для разных типов
водных объектов. Кроме этого, для расчета индекса сапробности
требуется точное определение организма до вида, что возможно
только при высокой квалификации специалиста.
Биотический индекс Вудивисса. Индекс был разработан
для небольших рек с обильным развитием макрофитов. Наиболее
хорошие результаты дает при работе именно на таких водных
объектах, либо в других, но при наличии зарослей высшей водной растительности. Необходимо учитывать, что в ряде регионов
(например, равнинная часть Западной Сибири), особенно в заболоченных водных объектах, группа индикаторов чистых вод –
веснянки – встречается крайне редко. В результате даже в совершенно чистых водоемах индекс может показывать загрязнение.
Одновременно в Западной Сибири личинки поденок могут обитать в зооперифитоне всех рек равнинной части, что может вызвать некоторое завышение значений индекса в загрязненных водах. Наибольшее значение в чистых водах из поденок играют
виды рода Heptagenia, исчезающие из загрязненных водоемов,
где при нарастании загрязнения начинают доминировать личинки рода Caenis. Следовательно, в ряде случаев (в частности, в
гидроэкосистемах равнинной части Западной Сибири) при расчете индекса Вудивисса нельзя учитывать личинок рода Caenis.
Для достоверной работы индекса Вудивисса необходимо отбирать 6–8 проб бентоса, 3–4 пробы с субстрата, либо 1–2 пробы
сачком в зарослях макрофитов (Вудивисс, 1981).
Индекс Гуднайта и Уитлея. Соотношение численности
олигохет к общей численности зообентоса. Доля олигохет возрастает не только в загрязненных местах, но и на участках, богатых
иловыми отложениями.
Важно отметить, что гидробиологическое исследование
малых рек имеет свою специфику. Малые реки играют важнейшую роль в водообмене, т.к. на них приходится 90% общей протяженности водотоков, и они являются ключевым звеном формирования гидрографической сети крупных рек. В силу особенностей гидрологического режима их население, по сравнению с более крупными реками, испытывает наиболее сильное стрессовое
воздействие в результате антропогенного воздействия. В малых
393

реках чувствительные к загрязнению виды (личинки ручейников,
поденок) исчезают, либо их плотность резко сокращается, они заменяются эврибионтными видами, личинками рода Chironomus,
в массе развивающихся в обрастаниях камней, а также Tubificidae
(Гидробиологический режим ..., 1981; Зинченко, 2002). Известно
(Скальская, 1990), что органическое загрязнение приводит в зооперифитоне к биологической экспансии олигохет семейства
Naididae, а при воздействии токсических стоков наблюдается резкое сокращение видового разнообразия, уменьшение количественных характеристик и преобладание нематод. В зооперифитоне водотоков, подвергшихся сильному токсическому воздействию, отмечается максимальное увеличение плотности нематод
и снижение плотности малощетинковых червей сем. Naididae. Такой тип структуры сообщества И.А. Скальская (2002) назвала
“техногенным”. Такая же закономерность – максимальная плотность нематод (до 75 тыс. экз./м2) и малощетинковых червей
сем. Tubificidae (до 9 тыс. экз./м2) отмечена для зооперифитона
р. Тюменки, а также в наиболее загрязненных озерах г. Тюмени
(Шарапова, 2007).
Анализируя полученные материалы, можно выделить основные особенности трансформации зооперифитона малых рек
на урбанизированной территории под влиянием техногенного загрязнения:
– исчезновение беспозвоночных, чувствительных к антропогенным нагрузкам и имеющих длинные циклы развития;
– массовое развитие беспозвоночных с высокими адаптивными
возможностями к экстремальным условиям среды – в основном нематод и малощетинковых червей, и короткоцикловых
видов хирономид;
– упрощение таксономической и трофической структуры ценозов
(Шарапова, 2007).
Установлено, что зооперифитон рек северной тайги и
тундр, имеющих низкий трофический статус, на органическое загрязнение реагирует увеличением таксономического богатства, а
также
сменой
доминирования
личинок
хирономид
п/сем. Orthocladiinae на представителей п/сем. Chironominae, увеличением плотности и биомассы.

394

Нефтяное загрязнение вызывает снижение таксономического разнообразия, выпадение чувствительных личинок веснянок, поденок и ручейников, но снижение численности и разнообразия личинок хирономид подсемейства ортокладиин не отмечено (Шарапова, 2007). На устойчивость ряда видов
п/сем. Orthocladiinae к загрязнению указывает Т.Д. Зинченко
(2002), в частности, в месте сброса стоков нефтехимического
комбината она отмечает присутствие Parasmittia carinata
Strenzke. Сравнение участков рек с различной нагрузкой от
нефтяных углеводородов позволяет сделать вывод, что наиболее
хорошо отражает степень загрязнения видовое разнообразие и
биотический индекс Вудивисса. Никак не отражает степень загрязнения индекс Балушкиной, а также индекс разнообразия
Шеннона, который изменялся незначительно (Шарапова, 2007).
Таким образом, в перифитологии сложилось два основных
метода исследования – метод прямого сбора с твердых субстратов и специфический для изучения перифитона метод экспериментальных субстратов. Особенностью зооперифитона является
высокая плотность организмов, большее по сравнению с другими
экологическими группировками таксономическое разнообразие.
В зооперифитоне обитают губки, кишечнополостные, круглые,
плоские и кольчатые черви, мшанки, моллюски, ракообразные,
клещи, тихоходки и насекомые. Перспективным видится использование зооперифитона в оценке качества воды.
Безусловно предложенные методические приемы не исчерпывают всех существующих методов и подходов к изучению
этой экологической группировки, но на наш взгляд при исследовании зооперифитона их применение является наиболее оптимальным.

395

ГЛАВА 3.
ИССЛЕДОВАНИЯ ДРИФТА
БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
В реках любого типа постоянно происходит снос беспозвоночных по течению (Müller, 1954; Elliott, 1970; Леванидов,
Леванидова, 1979; Brittain, Eikeland, 1988; Богатов, 1994; Naman
et al., 2016; др.). Это явление играет большую роль в процессах
миграций беспозвоночных, их перераспределения и расселения,
формирует доступный источник пищи для речных рыб и является важным фактором функционирования речных экосистем (Леванидова, Леванидов, 1962; Elliott, 1967; Cadwallader, 1974; Шустов, 1983; Богатов, 1984, 2005; Allan, 1995; Rader, 1997; Bridcut,
2000; Kawaguchi, Nakano, 2001; Saltveit et al., 2001; Чебанова,
2002; Robinson et al., 2004; Астахов, 2014). В связи с этим количественный учет сносимых организмов и выявление закономерностей этого процесса является важным направлением речной
гидробиологии.
Перемещение организмов с речным потоком называют
дрифт (Cushing, 1964; Bishop, Hynes, 1969; Elliott, 1970; Леванидов, Леванидова, 1979; Богатов, 2005, 2014; Brittain, Eikeland,
1988; Шубина, 2006; Барышев, Веселов, 2007; Богатов, Федоровский, 2017; и др.). Многие авторы под термином “дрифт”
понимают не только процесс переноса, но и совокупность
участвующих в нем организмов (Waters, 1972; Шустов, Широков, 1980; Богатов, 1988; Allan, 1995; Кашеваров, Яковлев,
2015). Обычно наряду с бентосными организмами в составе
дрифта учитывают и попавших в поток наземных, т.н. воздушную фракцию, или аллохтонный дрифт (Шустов, 1983; Чебанова, 1992; Паньков, 2007; Френкель, 2011; Кашеваров, Яковлев,
2015). Исследуя перемещение вниз по течению только организ

И. А. Барышев
Институт биологии Карельского научного центра Российской
академии наук, 185910, Республика Карелия, г. Петрозаводск,
ул. Пушкинская, д. 11; е-mail: i_baryshev@mail.ru
396

мов зообентоса, используют термин “бентосток” (Леванидова,
Николаева, 1968; Богатов, 1984; Паньков, 2007). Также используется и термин “реосиртон”, обозначающий совокупность бентосных организмов, дрейфующих в толще воды (Константинов,
1986; Богатов, 1994). Изучение количества и состава сносимых
организмов позволяет проанализировать закономерности миграций и перераспределения гидробионтов, выявить поведенческие адаптации беспозвоночных, оценить кормовые условия
речных рыб. Это явление необходимо учитывать при определении вторичной продукции популяций реофильных беспозвоночных и их сообществ.

КОНСТРУКЦИИ ЛОВУШЕК
Отбор проб дрифта заключается в отцеживании сносимых
потоком воды организмов. Основной элемент ловушки – сетчатый мешок. Он имеет конусообразную форму, в широкой части
пришит к рамке, формирующей входное отверстие определенной площади (рис. 3.1). Детали конструкций ловушек и методик
их использования у разных авторов отличаются (Kubichek, 1966;
Комулайнен и др., 1989; Saltveit et al., 2001; Богатов, 1994, 2005;
Барышев, 2006; Hauer, Lamberti, 2007; Кашеваров, Яковлев,
2015; Богатов, Федоровский, 2017; и др.).
Площадь рамки варьирует от 0.0075 м2 (Saltveit et al.,
2001) до 0.1 м2 (Waters, 1962; Шустов, Широков, 1980; Hieber et
al., 2003). Размер ячейки в сетке сачка отличается у разных исследователей и определяется задачами работы. Обычно применяют мельничный газ (ткань для сит) с отверстиями от 0.1 до
0.5 мм (Леванидова, Леванидов, 1962; Waters, 1962; Elliott, 1967;
Bishop, Hynes,1969; Arnekleiv, Storest, 1995; Hieber et al., 2003).
В России газ нумеруется, исходя из числа ячеек на 1 см (сеть с
ячеей 0.1 мм ~ № 70, с ячеей 0.5 мм ~ № 14).
Для оценки сноса организмов макрозообентоса, что актуально, например, для оценки кормовых условий для рыб, применяют крупноячеистую сеть (№ 14–23 или 400–500 µm), как
при отборе проб донных макробеспозвоночных (Шустов, Широков, 1980; Задорина, 1985; Комулайнен и др., 1989; Alonso,
Catherine, 1998; Ram´ırez, Pringle, 1998; Кашеваров, Яковлев,

397

2015; Барышев, 2023). Однако для максимально полного учета
организмов в дрифте и определения функциональных связей
требуется мелкая ячея – № 70–43 или 100–220 µm (Ulfstrand,
1968; Шубина, 1986; Hieber et al., 2003; Astakhov, Bogatov, 2014).

Рис. 3.1. Ловушки для дрифта: а – простейшая конструкция со стойками для установки в реке (Waters, 1962), б – с высоким коэффициентом
фильтрации (Cushing, 1964), в – с зауженным входным отверстием,
относительно длинным сетчатым мешком и встроенной гидрологической вертушкой (Elliott, 1970), г – учитывающая объем профильтрованной воды (Müller, 1958), д – собирающая дрифт по поверхности –
surface net (Elliott, 1967, 1970); 1 – колья для установки в реке, 2 –
плотная ткань, 3 – газ (ткань для сит), 4 – конус из плотной ткани.
Стрелками указано направление течения

При работе ловушки сеть забивается сносимыми частицами и со временем перестает фильтровать. Крупные ячейки поз-

398

воляют устанавливать прибор на большее время и, соответственно, процеживать больший объем воды (Elliott, 1970; Леванидов, Леванидова, 1979). По этой причине оптимальная экспозиция для ловушек с сетью разного размера ячеи неодинакова.
Для межени экспериментальным путем найдены следующие
значения экспозиции: газ № 14 (0.5 мм) – 30–60 мин (Шустов,
Широков, 1980); газ № 19 – 15–30 мин (Комулайнен и др., 1989);
газ № 23 – 15 мин (Задорина, 1987; Кашеваров, Яковлев, 2015),
10–20 мин (Alonso, Catherine, 1998); газ № 30 (0.25 мм) – 5 мин
(Saltveit et al., 2001); газ № 43 – 2 мин (Шубина, 1979); газ № 70
(0.1 мм) – 1–3 мин (Hieber et al., 2003). В паводок, когда поток
сносит большое количество детрита, экспозиция должна исчисляться минутами (Жадин, 1956). Для увеличения времени полноценной работы ловушки используют длинный сетчатый мешок (до 2 м) или сужение водозаборного отверстия относительно всей ловушки, см. рис. 3.1б, в (Cushing, 1964; Elliott, 1970;
Waters, Hokenström, 1980).

УСТАНОВКА ЛОВУШЕК В ВОДОТОКЕ
Состав и количественные характеристики дрифта по поверхности и в толще воды могут существенно различаться (Elliot; 1970; Леванидова, 1982; Богатов, Федоровский, 2017). Для
учета дрифта в толще ловушку полностью погружают в воду
(Ляхов, Жидков, 1953; Леванидова, Леванидов, 1962; Bishop,
Hynes, 1969; Шубина, 1986; Шубина, Орлов, 1991; Самохвалов,
1995; Imbert, Perry, 2000; Saltveit et al., 2001; Hieber et al., 2003;
Кашеваров, Яковлев, 2015; Николаев, Алексеев, 2017 и др.).
В малых реках рамку можно установить так, что будет облавливаться вся толща потока (Waters, 1962; Шустов, 1977). Проследить вертикальное распределение сносимых организмов позволяет использование двух или более одинаковых ловушек, которые располагают друг над другом (Есин и др., 2009; Богатов,
Федоровский, 2017).
Учет сносимых по поверхности беспозвоночных особенно
важен при определении кормовых условий для рыб, поскольку в
этом слое находятся многие попавшие в воду наземные организмы, а также куколки, субимаго и имаго вылетающих амфибиоти-

399

ческих насекомых (Барышев и др., 2005). При сборе дрифта с поверхности Д.М. Эллиотт (Elliott, 1967) использовал плавающую
ловушку, собирающую дрифт в слое воды 7 см от поверхности
(см. рис. 3.1д). Иногда ловушку верхним краем на 1–2 см поднимают над поверхностью воды (Комулайнен и др., 1989).
Объем процеженной воды определяют исходя из скорости
течения, экспозиции и площади входного отверстия ловушки
(Elliott, 1970; Шубина, 1979; Шустов, Широков, 1980; Задорина,
1987; Богатов, 1989; Комулайнен и др., 1989; Saltveit et al., 2001;
др.). Скорость течения может быть определена с использованием
гидрометрической вертушки, которую устанавливают перед
дрифтовой ловушкой, либо поплавками, поверхностными и глубинными (Богатов, Федоровский, 2017). Скорость течения поплавками определяется по формуле:
v = L/t,
где L – пройденное поплавком расстояние в метрах за время t в секундах
(Богатов, Федоровский, 2017).

При расчете объема воды также обращают внимание на коэффициент фильтрации сетчатого мешка (Шубина, 2006; Есин и
др., 2009). Ряд авторов принимают его равным единице или не
обсуждают этот вопрос (Шустов, 1978; Waters, Hokenström,
1980; Elliot, 2002; Astakhov, Bogatov, 2014; Николаев, Алексеев,
2017; др.). Вместе с тем, у ловушек с конусообразным мешком
коэффициент фильтрации обычно варьирует от 0.85 до 0.96
(Шубина, Орлова, 1991); либо от 0.7 в горных водотоках до 0.8–
0.9 в равнинных (Есин и др., 2009).
Для изучения динамики показателей дрифта в течение суток отбирают серии проб с определенным интервалом. Было
показано, что отдельные пики численности и биомассы могут
быть выявлены только при отборе проб каждый час, в то время
как отбор через три часа позволяет зафиксировать только общий
тренд, в частности, один ночной подъем (Elliot, 1970). На практике используют разные промежутки времени – от 0.5 до 1 часа
(Шубина, 1986; Богатов, 1989; Комулайнен и др., 1989); через
1 час ночью и 2 часа днем (Astakhov, Bogatov, 2014); через
3 часа (Ram´ırez, Pringle, 1998; Есин и др., 2009; Кашеваров,
Яковлев, 2015; Николаев, Алексеев, 2017). Основываясь на опы-

400

те разных исследователей, при суточных учетах можно рекомендовать среднее значение интервала – 2 часа (Задорина, 1987;
Шубина, 2006; Паньков, 2007; Барышев, 2023).

КОНСЕРВАЦИЯ ПРОБ И КАМЕРАЛЬНАЯ ОБРАБОТКА
Для консервации собранного материала используют те же
фиксаторы, что и для бентосных проб – 70%-й этиловый спирт
или 4%-й формалин. На этикетку следует наносить полную информацию – дату, название водотока, местоположение станции,
номер пробы. В полевом дневнике отражают те же данные, что
и на этикетке, и, кроме того, географические координаты, скорость течения, глубину, температуру воды, время сбора. При
суточных сборах желательно измерять освещенность.
При камеральной обработке определяют таксономический
состав отловленных организмов, их численность и массу, аналогично обработке проб бентоса. Для оценки кормовых условий
для рыб допустимо ограничиться крупными таксонами –
Oligochaeta, Mollusca, Ephemeroptera, Plecoptera, Trichoptera,
Simuliidae, Chironomidae, прочие. Кроме того, для этой цели обязательно учитывают попавших в поток наземных беспозвоночных, а также имаго и субимаго амфибиотических (Шустов, 1983;
Шубина, 1986; Baryshev, Veselov, 2007). При подробных исследованиях состава дрифта, миграционной активности беспозвоночных, функциональных связей и т.д. по возможности определяют полный список видов и обилие каждого из них (Богатов,
1994; Шубина, 2006; Чебанова, 2009; Кашеваров, Яковлев, 2015;
Живоглядова и др., 2015; Лоскутова, Пономарев, 2019).

ПОКАЗАТЕЛИ ОБИЛИЯ ДРИФТА
При количественной оценке сносимых организмов используют преимущественно две величины: интенсивность
дрифта – число и массу организмов, снесенных через сечение
потока известной площади за известное время (drift rate), и
плотность дрифта – (drift density) количество на объем воды
(Elliot, 1970; Богатов, Федоровский, 2017). Из них интенсивность дрифта в большей степени характеризует конкретную
станцию (поскольку напрямую зависит от скорости течения),
401

что важно, например, для оценки различий кормовой базы речных рыб между биотопами (Шустов, 1983). В то же время плотность дрифта в первую очередь отражает особенности дрифта
как процесса и используется для широкого спектра задач.
Оценивая интенсивность дрифта при сопоставлении собственных данных, авторы часто не переводят результат в стандартные единицы, а ограничиваются указанием улова своей ловушки за время экспозиции или в час – экз./ч, мг/ч (Elliott, 1970;
Задорина, 1985; Богатов, 1994). Однако для обеспечения сравнимости предпочтительно использовать универсальные единицы и приводить значения к экз./м2∙ч-1 (или экз.∙ч/м2) для численности (Nrate) и мг/м2∙ч-1 (или мг∙ч/м2) для биомассы (Brate) (Шустов, 1977; Комулайнен и др., 1989; Паньков; 2007; Богатов, Федоровский, 2017).
Расчет интенсивности дрифта проводят по формулам:
Nrate = n / (s× t) и Brate = b / (s×t),
где n – число (экз.) организмов в пробе; b – масса (мг) организмов в
пробе; s – площадь рамки (м2); t – экспозиция (ч).

Плотность дрифта выражают в экз./м3 и мг/м3 для численности и биомассы соответственно (Ляхов, Жидков, 1953; Elliott,
1970; Шубина, 1991; 2006; Самохвалов, 1995; Alonso, Catherine,
1998; Hieber et al., 2003; Чебанова, 2009; Живоглядова и др.,
2015; Богатов, Федоровский, 2017). В отдельных случаях указывают численность и биомассу на 100 м3 (Saltveit et al., 2001) или
1000 м3 (Кашеваров, Яковлев, 2015). Расчет плотности дрифта
по численности Ndens (экз./м3) и биомассе Bdens (мг/м3) проводят
по следующим формулам:
Ndens = n / (s×t×v) и Bdens = b / (s×t×v),
где n – число (экз.) организмов в пробе; b – масса (мг) организмов в пробе; s – площадь рамки (м2); t – экспозиция (с); v – скорость течения (м/с).

В некоторых случаях определяют количество и массу организмов, снесенных через створ определенной ширины с учетом всей глубины участка. Это позволяет сопоставлять дрифт в
условиях изменяющегося расхода воды и оценивать количество
организмов, сносимых над 1 м2 дна. Такой подход делает возможным соотнести дрифт с единицей площади грунта и определить тип миграционной активности гидробионтов – отрицатель-

402

ный, положительный либо нейтральный, если в результате их
биомасса на грунте уменьшается, увеличивается или остается
неизменной соответственно (Богатов, Федоровский, 2017).
При использовании поверхностной ловушки (surface net,
собирающей дрифт по поверхности и из верхнего слоя потока)
пересчет в единицы интенсивности или плотности применим
только для бентосных беспозвоночных, но не для наземных и
вылетающих (Elliott, 1970). Обеспечить полную сравнимость
данных разных исследователей в этом случае весьма затруднительно. В отдельных случаях встречается пересчет показателей
дрифта на столб воды над 1 м2 дна (это возможно при одновременно учете дрифта по поверхности и в толще потока или на
небольшой глубине, когда ловушка, установленная у дна, захватывает и поверхность), но он не имеет широкого распространения (Барышев и др., 2005). Для сопоставления своих данных допустимо сравнение уловов идентичных ловушек за определенное время.

ОСОБЕННОСТИ СТАТИСТИЧЕСКОЙ ОБРАБОТКИ МАТЕРИАЛА
Несмотря на то, что количество дрифта динамично и значительно изменяется в течение суток, для конкретного времени
дня или ночи улов, полученный в разные дни, вполне стабилен
(Elliott, 1970). Статистический анализ показал, что выборки числа пойманных особей, полученные при отборе серий проб дрифта в одно и то же время суток в разные дни, соответствуют распределению Пуссона, и что среднее арифметическое для серии
из пяти проб является оптимальной характеристикой численности (Elliott, 1970). Вместе с тем, при достаточно большом числе
событий (особей, попавших в ловушку) распределение Пуассона
приближается к нормальному. Соответственно при условии
многочисленного улова для показателей дрифта по численности
могут быть применимы приемы параметрической статистики,
например, t-критерий Стьюдента для сравнения двух выборок.
Значения биомассы, в отличие от численности, не являются
дискретными. По этой причине показатели дрифта по этому показателю не могут соответствовать распределению Пуассона.
Вместе с тем, можно предположить, что при достаточно круп-

403

ных уловах распределение биомассы также будет стремиться к
нормальному. Однако при объединении в выборки данных, собранных в разное время суток, в разные сезоны и т.д., появляются новые факторы, способные вызвать асимметрию распределения. Специального руководства по статистическому анализу
количественных данных по обилию дрифта в настоящее время
нет. В сложившейся практике для представления данных используют как среднее со значением стандартной ошибки (Шубина, 2006; Богатов, Астахов, 2013; Кашеваров, Яковлев, 2015),
так и медиану с квартилями (Schülting et al., 2018). Для анализа
данных с использованием ординационных методов выборки
обычно трансформируют логарифмированием: ln(x+1), log10
или log10(x+1) (Saltveit et al., 2001; Hieber et al., 2003; Кашеваров, Яковлев, 2015). В качестве общей рекомендации можно
указать на важность проверки полученных данных на соответствие нормальному распределению и выбора соответствующих
методов.

404

ГЛАВА 4.
ИССЛЕДОВАНИЯ ОКОЛОВОДНЫХ
БЕСПОЗВОНОЧНЫХ*
Околоводные сообщества принято рассматривать в рамках
концепции экотонов (oikos – дом, tonus – напряжение). Термин
“экотон” (Livingston, 1903) изначально используемый для описания переходных территорий между биомами, с развитием экологии стал применяться, не утратив своего начального значения
и в более узком смысле – для обозначения контактной зоны перехода между двумя и более средами (сообществами) – в случае
с контурными биотопами континентальных водных объектов
экотоном служит граница “вода–суша”.
Экотоны в качестве переходных буферных зон обладают
специфическим видовым составом населяющих их сообществ,
механизмами устойчивости, служат местом формирования и сохранения биоразнообразия (Залетаев, 1997). Вследствие высокой
мозаичности биотопов в границах экотонов между смежными
экологическими комплексами отмечены интенсификация обменных потоков вещества и энергии (Соловьева, Розенберг, 2006),
увеличение числа экологических ниш – краевой эффект (Leopold,
1933), и полидоминантность сообществ (Ермохин, 2000).
Границы водно-наземных экотонов непостоянны, вариабельны по длине стыка (рис. 4.1) и зависят от режима водных
объектов. Простые экотоны с равными гомогенными поверхностями имеют небольшую протяженность границ; проникновение
одних биоценозов в другие создает множественные экотоны и
увеличивает зону сопряжения, при массированном взаимном
проникновении границы практически стираются (выраженный
краевой эффект). Экотоны могут быть созданы человеком или
животными-средообразователями (ключевыми видами).
*

А. С. Сажнев
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: sazh@list.ru
405

Рис. 4.1. Различные типы экотонов (по: Lamiot, 2009): 1–2 – простые
(гомогенные) экотоны; 3 – множественные экотоны, 4 – осложненный
пример предыдущего типа; 5–6 – вариант увеличения границы экотона
без изменения окружающей среды (берег, граница леса); 7 – взаимное
массированное проникновение двух биоценозов (“эффект опушки”);
8 – экотон, созданный видами-средообразователями (эдификаторами).

Предоставляя условия для обитания наземным гигрофильным, водным и амфибиотическим организмам, контурные биотопы водных экосистем при их изучении требуют смешанного подхода, сочетающего элементы почвенной биологии, энтомологии и
гидробиологии (Фасулати, 1971; Методы …, 1975; Martin, 1977;
Количественные … 1987; Merritt et al., 1996; Цуриков, Цуриков,
2001; Филиппов и др., 2017; Gibb, Oseto, 2019; Голуб и др., 2021).
Существует несколько основных групп методов лова беспозвоночных, относящихся к двум типам (Цуриков, Цуриков,
2001): пассивный сбор – методы отлова беспозвоночных в периоды их естественных миграций и активный сбор – методы,
предполагающие воздействие на животных со стороны исследователя. В целом же методы сбора околоводных беспозвоночных
делятся на:
– методы активного лова с применением специальных орудий
(кошение сачком, скребки, взмучивание, сбор эксгаустером)
или без них (ручной сбор);

406

– методы отпугивания без изъятия (выплескивание, вытаптывание, применение ограничительной рамы) и с изъятием субстрата (термофотоэклекторы);
– методы привлечения в искусственные укрытия (разнотипные
накопители);
– пассивные методы с применением барьеров и ловчих емкостей
(липучки, почвенные и вороночные ловушки без приманки,
ловушка Малеза);
– методы активного привлечения беспозвоночных (лов на свет
под и над водой, ловушки с приманками);
– методы изучения миграций (миграционная ловушка);
– изъятие субстрата (грабли, вилки, кошки, пробоотборники,
дно- и зарослечерпатели), его разбор, промывание и процеживание (сифтование, флотация);
– имагоуловители (позволяют учитывать взрослые крылатые
формы амфибиотических насекомых водоемов и полуводных
субстратов, в которых они проходили развитие);
– методы выведения имаго из личинок и куколок;
– природосберегающие методы (наблюдение, сбор экзувиев,
сбор паутины, мечение насекомых).
Ручной сбор, пожалуй, самый древний и простой метод
коллектирования беспозвоночных, не требующий дополнительного оборудования, однако, он является качественным и подходит только для фаунистических исследований околоводных сообществ. При этом методе осматриваются различные укрытия
на участке берега и по урезу воды, наносы, прибрежно-водные
растения, а также погруженные в воду объекты (камни, бревна).
Субстраты, находящиеся в воде, удобнее рассматривать на суше, поместив их в таз, иную широкую емкость или на клеенку
светлого цвета: сначала собирают активных животных, затем
(до полного высыхания субстрата) рассматривают сам объект на
предмет беспозвоночных, ведущих прикрепленный образ жизни,
их домиков и комменсалов. Мягкие поддающиеся субстраты и
растения разламывают, листья осматривают для поиска минеров. Беспозвоночных собирают руками в заранее подготовленные сосуды и пробирки с фиксатором (раствор спирта, формальдегида) или морилки с этилацетатом, хлороформом, эфиром и т.д. Многие околоводные беспозвоночные ведут сумереч407

ный образ жизни, поэтому вечерние и ночные сборы могут быть
более успешны.
Для сбора мелких объектов применяют пинцеты (для
нежных организмов нужно выбирать “мягкие” пинцеты, включая пластиковые и бумажные). Очень удобен при активном сборе беспозвоночных эксгаустер (рис. 4.2) – приспособление, работающее по принципу насоса.

Рис. 4.2. Схема устройства эксгастера двух типов на продольном разрезе (рисунки A. Куприянова с изменениями, www.wikipedia.org): эксгаустер с двумя (а) и одной (б) пробками; 1 – трубка для ловли насекомых; 2 – пробка; 3 – корпус эксгаустера; 4 – матерчатый фильтр; 5 –
трубка для крепления гибкого шланга; 6 – гибкий шланг для вдыхания
воздуха; стрелками показано направление потока воздуха.

Эксгаустер состоит из стеклянного или пластикового цилиндра – корпуса, плотно заткнутого пробкой(ами) с одной или
обеих сторон и двух трубок: одна для сбора беспозвоночных,
вторая с надетым на ее внешний конец гибким шлангом – для

408

вдыхания воздуха. Эта (вторая) трубка должна быть прикрыта
со стороны полости эксгаустера матерчатым фильтром, который
препятствует попаданию насекомых в рот. Трубки могут быть
заменены непосредственно на гибкие шланги.
Сбор беспозвоночных (с субстрата, из сачка, с экрана световой ловушки и т.д.) производится следующим образом: ловчую трубку подносят как можно ближе к объекту и через гибкий
шланг делают резкий вдох. Потоком воздуха насекомое втягивается в ловчую трубку и оказывается внутри эксгаустера. Для
предотвращения повреждений беспозвоночных внутрь корпуса
эксгаустера можно нарезать продольные и предварительно смятые полоски бумаги. Позже, собранных таким образом беспозвоночных, перемещают в емкость для транспортировки, сосуд с
фиксирующей жидкостью или в морилку.
Существуют как самодельные эксгаустеры, например,
сделанные из небольших стеклянных банок (крупных пластиковых пробирок, цилиндров и т.д.) с крышкой, в которую вставляют трубки, так и эксгаустеры, произведенные промышленно.
В последнее время появился ряд модификаций классического
варианта – с резиновой грушей и съемными емкостями для сбора, которые более гигиеничны (сборщику не приходится контактировать ртом с гибким шлангом или трубкой), а сменные резервуары, позволяют собирать объекты из разных биотопов не
меняя эксгаустер.
Наиболее универсальным оборудованием при активном
сборе беспозвоночных остаются сачки. Воздушные энтомологические сачки более легкие, ткань для мешка не такая прочная,
сам мешок обычно глубже, чем у водных гидробиологических
сачков, а рукоять преимущественно длиннее. Гидробиологические сачки требуют большей жесткости и гибкости, поэтому их
обод делают из прочного нержавеющего металла, который может противостоять сопротивлению воды особенно в месте крепления к ручке. Сама рукоять у гидробиологических сачков
должна быть прочной (дерево или алюминий) не слишком
длинной (обычно 1–1.5 м) во избежание перегибов при нагрузках; для воздушного сачка нередко используют телескопические
ручки, что увеличивает его длину, сохраняя компактность в
сложенном виде.
409

Обруч воздушных сачков круглый, большего диаметра
(≥30 см, ячея ≤1 мм), в качестве материала для мешка с округлым дном используют капроновую сеть, мельничный газ, реже
марлю, которую в месте крепления к обручу “усиливают” плотной тканью (бязь, современные материалы). Глубина ловчего
мешка в среднем составляет 50 см.
Форма обода гидробиологических сачков также бывает
круглой, однако, более удобны полукруглая и треугольная, иногда квадратная (для ориентировочно количественных учетов).
Мешок делают из более крепких материалов (диаметр ячеи 0.1–
1.0 мм, обычно 0.25–0.5 мм), его для защиты от истирания также
усиливают полосой плотной (обычно синтетической) ткани в
месте контакта с обручем. Диаметр обода и глубина мешка водных сачков меньше (до 30 см), форма коническая или округлая.
В самодельных гидробиологических сачках можно применять
мешки для деликатной стирки с отверстиями соответствующего
диаметра (Брехов, 2006).
Разновидность гидробиологического сачка, с выполненной
в виде плоского и прямого лезвия дальней от ручки стороной
обода, называется скребок. Более подробная информация по изготовлению разных типов воздушных/водных сачков и скребков
содержится в соответствующей литературе (Martin, 1977; Merritt
et al., 1996; Рындевич, Цинкевич, 2004; Цуриков, Цуриков, 2001;
Филиппов и др., 2017; Gibb, Oseto, 2019; Голуб и др., 2021).
На мелководье, во временных и эфемерных водоемах и
водотоках удобно использовать небольшие аквариумные сачки,
а также пластиковые и металлические плоские ситечка (по типу
чайных) на ручке. Для этого прибегают к взмучиванию донного субстрата – рукояткой сачка, рукой или шестом проводят несколько раз по участку дна или вдоль уреза воды, взмучивая
придонный грунт и водную растительность, после чего всплывших беспозвоночных собирают сачком или ситечком с поверхностной пленки воды. Этот метод наиболее эффективен при
сборе плохо плавающих животных, таких как некоторые водные
жуки, личинки и куколки двукрылых. Для сбора обитателей
плотных полуводных береговых субстратов (дернина, моховые
кочки) и плавающих растений объекты можно полностью погружать в воду (в водоеме или тазу) и там разделять на части и
410

встряхивать – насекомые также всплывают на поверхность, где
их собирают сачком. Такие манипуляции можно проводить и с
грунтом, взятым на исследуемых участках берега, однако, более
эффективно в этих случаях использовать сита (см. далее).
И скребки, и сачки используют не только для качественных
сборов, но и полуколичественных учетов, одним из таких методов может служить кошение. Кошением в околоводных биотопах собирают, как водных, так и наземных беспозвоночных. Для
сбора обитателей прибрежных зарослей макрофитов (гигро- и
гелофиты) используют воздушные сачки, при кошении по погруженной растительности – гидробиологические.
Принцип метода заключается в плавном описывании обручем сачка “восьмерок”. Зная диаметр обода, количество взмахов на площадь (трансекту) можно рассчитать относительную
численность беспозвоночных исследуемых биотопов. При количественном кошении по прибрежной надводной растительности,
по урезу воды или на болотах в среднем делают 50–100 взмахов
на заранее ограниченной (хотя бы визуально) территории известной площади. Наполнение мешка сачка не должно превышать 1/5–1/4 его объема (Филиппов и др., 2017), при быстром
накоплении насекомых и растительности пробу стоит разделить
на части. При кошении под водой рекомендуется делать не более 10 взмахов по направлении к берегу (суши) (Рындевич,
Цинкевич, 2004). Собранный кошением материал помещают в
индивидуальные контейнеры или пакеты и маркируют для дальнейшего разбора в лабораторных условиях. При качественных
сборах объекты можно собирать эксгаустером непосредственно
из сачка в поле или выложив субстрат (для водных проб) в кювету или на клеенку для создания светлого фона.
При фаунистических сборах стратобионтов, обитающих
по урезу воды, в моховых и полуводных субстратах, включая
почти пересохшие водные объекты, довольно эффективны методики, основанные на отпугивании беспозвоночных при создании на исследуемом участке повышенной влажности – это вытаптывание и выплескивание. При вытаптывании давление на
субстрат создается непосредственно сборщиком – ногой методично уплотняется грунт, что создает на участке условия повышенной влажности (вода проникает в полости и скважины суб411

страта), которые заставляют беспозвоночных покидать укрытия.
Аналогично работает выплескивание воды на участок берега.
При выборе участка стоит обращать внимание на внешние признаки обитания беспозвоночных (норы, туннели, продукты жизнедеятельности). Потревоженных и активных беспозвоночных
собирают при помощи эксгаустера.
При количественных учетах околоводных беспозвоночных используют ограничительную раму с фиксированной
площадью (рис. 4.3а). Обычно применяют квадратную раму со
сторонами 25 см и высотой 10 см, которую можно изготовить из
полосы жести, закрепив составные части (стороны) болтами,
либо сделать парные прорези (тогда стороны вставляются друг в
друга), если рама разборная. Данная конструкция на 3–5 см погружается в грунт, ее внутреннее пространство заливается водой. Беспозвоночные-стратобионты покидают свои убежища и
выходят на поверхностность, где их легко можно собрать эксгаустером. Применение этой методики позволяет получать сопоставимые данные, на основании которых возможно сравнение
различных участков прибрежной полосы (Голуб и др., 2021).
Использование ограничительной рамы позволяет делать количественные учеты численности и плотности населения беспозвоночных в пересчете на конкретную площадь поверхности. В целях репрезентативности рекомендуется соблюдать тройную повторность в использовании рамы, расценивая такую пробу как
интегральную (состоящую как минимум из трех субпроб).
В местообитаниях на границе “вода–суша” важное значение для околоводных беспозвоночных имеют показатели влажности (воздуха, грунта), которые естественно уменьшаются от
уреза воды в сторону берега. С помощью ограничительной
рамы можно выявить основные тренды изменения сообществ
беспозвоночных в качественном и количественном аспектах в
градиенте удаления от водного объекта. Для этого на трансекте
(рис. 4.3б) по направлению от уреза воды начиная с “нулевого”
уровня (непосредственно урез) отбирают интегральные (обобщенные) пробы (I–III), состоящие из нескольких (≥3) субпроб.
При взятии субпроб стоит ориентироваться на участки грунта с
наилком, речными наносами, единичными растениями и т.п.

412

Рис. 4.3. Применение ограничительной рамы (а) и эксгаустера при
количественном учете околоводных беспозвоночных (по: Голуб и др.,
2021). Схема комплексного отбора проб (б) околоводных беспозвоночных с использованием ограничительной рамы в градиенте удаления от водного объекта (проекция сверху), ориг. 1 – субпробы; I–III –
интегральные пробы; стрелкой показано направление от уреза воды.

Построение трансекты (разреза) и выбор количества проб
зависят от типа зоны уреза (Пржиборо, 2001) и берега, а также
413

от водного объекта: на пологих берегах крупных озер и водохранилищ, морских побережьях и в устьевых зонах крупных рек
зона обитания околоводных беспозвоночных может быть смещена и расширена (до десятка метров, тогда как обычно зона
обитания составляет 1–2 м) из-за волновой активности и/или
уровневого режима водного объекта, в таких случаях целесообразно увеличить число интегральных проб. На влажных местообитаниях без открытой воды (солонцы, солончаки, обсохшие
марши), где также обитают беспозвоночные, отбор проб ограничительной рамой проводится в произвольном порядке по всей
территории объекта, а их количество зависит от его площади.
Еще один метод сбора обитателей полуводных субстратов, основанный на отпугивании, создании для них неблагоприятных условий (свет и температура) – применение термофотоэклектора (рис. 4.4а) комбинированного действия. Метод,
пришедший из классической почвенной зоологии (Методы …,
1975; Количественные … 1987), который подразумевает изъятие
проб исследуемых субстратов (различных видов мха, наносов,
непосредственно прибрежного грунта) и их эклектирование.
Одиночные эклекторы для большей эффективности и при большой серии проб объединяют в эклекторную установку.
В целом, метод сводится к следующим действиям:
1. Выбор субстрата.
2. Отбор проб, этикетирование и последующая транспортировка. Для сбора, хранения и транспортировки субстрата
удобно использовать пластиковые zip-пакеты большого объема
(1–1.5 л). При количественных исследованиях для сохранения
единого объема пробы при ее отборе применяют цилиндры и
иные емкости (например, обрезанные пластиковые бутылки) с
фиксированным объемом, с последующим перекладыванием
субстрата в пакет. При излишке влаги лишнюю воду сливают/отжимают. На сопроводительной записке (этикетке) карандашом отмечают географические данные (привязку к населенному пункту и/или GPS-координаты), тип субстрат (если это
мхи, то по возможности вид), дату сбора, ФИО сборщика. Этикетку помещают внутрь zip-пакета вместе с субстратом. Номер
или краткие данные можно продублировать на самом пакете.
При невозможности быстрой доставки проб в лабораторию па414

кеты с субстратом в закрытом виде хранят в прохладном месте
(холодильнике) в течение недели и/или транспортируют для последующей установки на эклектор в пределах этого же срока.
Однако, надо помнить, что за это время часть беспозвоночных
может погибнуть.

Рис. 4.4. Термофотоэклектор (а), ориг.: 1 – источник света; 2 –
световые лучи и тепло; 3 – субстрат; 4 – сетчатый поддон; 5 –
воронка; 6 – стакан для сбора беспозвоночных; 7 – фиксирующая
жидкость; стрелками показано направление движения беспозвоночных. Накопитель для околоводных насекомых (б) (по: Цуриков, Цуриков, 2001). Ловушка для гидробионтов из двух пластин (в) (по: Цуриков, Цуриков, 2001): 1–2 – фанерные пластины; 3 – прутья или стебли;
4 – капроновая нить.

3. Эклектирование. Пробы помещают в воронки эклекторной установки на пластиковые сита с диаметром ячеи 5 мм и проделанными в нескольких местах отверстиями диаметром 1–1.5 см
для более крупных беспозвоночных. Сверху на воронки, чтобы
исключить попадание посторонних объектов и потери беспозвоночных из субстрата, надевают капроновые сетки (диаметр ячеи
50 мкм). Под воронки ставят ловчие емкости, в качестве фиксатора используют 96%-й раствор этилового спирта с добавлением
глицерина для предотвращения полного высыхания. Фиксатор
доливают по мере надобности. Для создания условий повышен415

ной освещенности и температуры применяют лампы накаливания
(не ближе 20 см от субстрата), которые позволяют постепенно
прогревать и просушивать субстрат сверху–вниз в направлении
сужения воронки. Время экстракции беспозвоночных в эклекторе
в среднем составляет 13–15 суток (две недели).
4. Первичный разбор проб. По истечению времени ловчие
емкости и субстраты убирают с эклектора. Субстрат утилизируют, либо в случае с мхами – возвращают в zip-пакеты для
дальнейшего хранения. Собранных беспозвоночных первично
сортируют под бинокуляром по таксономическим группам для
дальнейшего определения или передачи специалистамсистематикам.
При работе с моховыми субстратами эклектирование показало себя как высокоселективный метод при выявлении тирфофильных и тирфобионтных беспозвоночных (включая микроартропод), например, в сравнении с некоторыми другими методами (табл. 4.1).
Таблица 4.1. Общее число видов жесткокрылых (из них тирфобионтов/тирфофилов), собранных на модельном болoте Флоровское (Ярославская область) разными методами
Метод
Эклектор
Кошение
Ручной сбор
Почвенные ловушки

Общее число видов
(из них тирфобионты/тирфофилы)
38(3/5)
15(0/2)
9(0/0)
13(0/3)

В качестве методов привлечения беспозвоночных в искусственные укрытия при изучении околоводных беспозвоночных
применяют разнотипные ловушки-накопители (рис. 4.4б–в).
В качестве накопителя для околоводных насекомых используют квадратный кусок пористого пенопласта (рис. 4.4б)
размером 500×500×200 мм (Цуриков, Цуриков, 2001). Ловушку
устанавливают на речные наносы или кучи растительного мусора на берегу водного объекта (обычно весной), крепят веревкой
или проволокой к ближайшим деревьям, корягам. Пенопласт
должен иметь поры различного диаметра (1–10 мм), которые

416

можно сделать шилом, спицей и т.д. Собирают накопитель в
конце половодья после спада воды, когда пополнение наносов
прекращается, пенопласт помещают в пакет для дальнейшего
разбора материала в лабораторных условиях.
В помещении наиболее активные беспозвоночные начинают покидать поры накопителя и скапливаться в пакете. После
отлова всех вышедших животных приступают к извлечению
беспозвоночных внутри пенопласта, для чего его ломают на
куски и осматривают поры и трещины. Куски пенопласта можно
повторно использовать, если поместить их в сетку с ячейками
10–20 мм (Голуб и др., 2021).
Для сбора насекомых-гидробионтов применяют другой
тип накопителя (рис. 4.4в), состоящий из двух листов картона
или фанеры (300×300 мм), между которыми проложены 2–
3 прута (Ø 5 мм) для сохранения свободного пространства. Конструкцию обвязывают капроновой нитью и устанавливают на
поверхности воды у берега, закрепляя свободный конец нити к
дереву или иному предмету. Учеты проводят раз в 2–3 суток.
Для этого ловушку осторожно извлекают из воды (можно использовать сачок большого диаметра) и разбирают скопившихся
беспозвоночных на берегу, положив накопитель на светлую
пленку, развязав нить и подняв крышку.
Сборы имаго насекомых (в основном амфибиотических) в
прибрежной зоне водных объектов проводят не только кошением и с помощью эксгаустера, как было описано выше, но дополнительно применяют другие методики. Например, липучки с
касторовым маслом, которое тонким слоем наносят на стороны
небольшого куска полиэтилена (20×30 см). Полиэтилен прикрепляют бытовыми прищепками на надводные части растений
или их плавающие листья, что позволяет собрать мелких летающих над водой и береговым субстратом насекомых (Филиппов
и др., 2017). Липучки экспонируют сутки (в сухую безветренную погоду), после собирают, отмачивают в абсолютном этиловом спирте, а насекомых помещают в 96%-ный спирт.
Для сбора летающих насекомых на берегу водных объектов можно устанавливать палаточную ловушку Малеза
(рис. 4.5a), принцип которой состоит в том, что летящие беспозвоночные, столкнувшись с вертикальной преградой, поднима417

ются вверх к куполу палаточной ловушки и попадают в контейнер с фиксатором (70% спирт, этиленгликоль), где накапливаются за время экспозиции ловушки. Учеты проводят раз в 1–
3 суток. Ловушки продаются в энтомологических магазинах,
либо изготавливаются по выкройке (Голуб и др., 2021).

Рис. 4.5. Ловушка Малеза палаточного типа (а): 1 – контейнер для
сбора насекомых. Схема размещения почвенных ловушек на участке
берега (б) (по: Палий, 1970). Четырехсекторная (в) и обычная (г) миграционные ловушки (по: Цуриков, Цуриков, 2001): 1 – ловчие стаканы; 2 – направляющие пластины (барьеры).

Эффективным методом сбора ночных насекомых у воды
служит привлечение на свет. В качестве источника света используют различные типы ламп – от ламп накаливания и дроссельно-ртутных ламп (ДРЛ) до специализированных ультрафиолетовых (УФ) источников и сверхъярких светодиодов (LED) c
разными значениями длин волн светового спектра. Чтобы увеличить площадь светового пятна от источника применяют различные типы экранов – светлое (обычно белое) полотно ткани.

418

Экраны размещают непосредственно под лампой, либо под углом к земле или в виде буквы “L” относительно земли.
Особенно продуктивным может оказаться сбор в контейнерные светоловушки (ловушки-аппликаторы) с накопителем (Сажнев, Родионова, 2019). Накопительные светоловушки
позволяют проводить полуколичественные учеты ночных насекомых, привлеченных светом, таким способом можно оценить
относительную численность популяций, выявить их половую
структуру, а также изучить фенологические особенности и динамику лета на свет.
Для сбора гидробионтов применяют подводные светоловушки различных конструкций (Голуб и др., 2021).
Следует помнить, что описанные выше три метода сбора
имаго насекомых весьма избирательны и служат косвенным
свидетельством приуроченности того или иного вида к водному
объекту, тем не менее их применение – это хорошее дополнение
к изучению фауны околоводных биотопов.
В качестве природосберегающих методов при исследовании прибрежных биотопов применяют сбор паутины по берегам водных объектов – этот метод позволяет учесть фауну мелких амфибиотических двукрылых, ручейников, поденок, а при
обследовании водоема в течении сезона – отследить динамику
вылета насекомых (Голуб и др., 2021). Для сохранения паутины
и самих насекомых, их из нее следует вынимать индивидуально.
Еще один природоохранный метод, позволяющий узнать
“кумулятивную” картину (Филиппов и др., 2017) по их таксономическому составу – сбор экзувиев амфибиотических личинок
и куколок с поверхности воды, у берега и с надводных частей
растений. Метод особенно хорошо работает для стрекоз при
осмотре прибрежной растительности и хирономид, экзувии которых сносит ветром к берегу, и они могут накапливаться в районе наносов (Голуб и др., 2021).
Сбор сухих экзувиев стрекоз не влияет на популяцию, т.к.
насекомые не изымаются из природы, позволяет надежно определить таксономическую принадлежность животных, а также
количественно учесть их на определенном участке береговой
линии (Голуб и др., 2021).

419

Для сбора прибрежных герпето- и гидробионтов на мелководье применяют пассивные и активные методы лова с применением барьеров и ловчих емкостей, а также различных приманок. Наиболее простой из них – это почвенные ловушки,
которые представляют собой врытые ровно по верхний край в
землю цилиндры или ловчие стаканы (можно, например, использовать “одноразовые” пластиковые) с фиксатором (10% уксус) и приманкой (консервы, кусочки печени, рыбы и т.п.) или
без. Размещать ловушки на участке берега следует аналогично
почвенным пробам (рис. 4.5б), а проверять и изымать собранных беспозвоночных в зависимости от целей исследования: для
фиксации суточной динамики – раз в 0.5–1 сутки, для качественных учетов – раз в неделю и т.д., при количественных сборах производят усредняющий пересчет на 100 ловушко-суток
(количество ловушек × время экспозиции).
При изучении направления суточной и сезонной миграций
беспозвоночных применяют ловчие стаканы с барьераминаправляющими из жести – миграционные ловушки (Цуриков,
Цуриков, 2001), ориентированные параллельно урезу воды
(рис. 4.5в, г). При сборе живых беспозвоночных фиксатор не используют, а в ловчие стаканы целесообразно положить немного
субстрата, чтобы мелкие животные прятались от более крупных.
Для сбора гидробионтов применяют вороночные ловушки “типа верши” (рис. 4.6б), изготовленные из пластиковых бутылок объемом 1.5–2 л, для сбора крупных беспозвоночных используют широкогорлую посуду из-под молочных продуктов
или сока. Для изготовления таких ловушек у бутылки отрезают
верхнюю треть и вставляют горловиной во внутрь нижней части, создавая воронку. Составные части скрепляют скобами или
зажимами. Ловушки помещают в воду от суток до недели (без
приманки), на берегу отмечают местонахождение ловушки лентой, буйком, либо закрепляют ловушки проволокой/леской.
Особенно удачна для сбора живых гидробионтов бесприманочная ловушка конструкции М. Хольмена (рис. 4.6a), состоящая из двух пластиковых бутылок и закрепленная на шесте
(Голуб и др., 2021).

420

Рис. 4.6. Вороночная ловушка Хольмена (а) (по: Anonymous, 2005): 1,
2 – бутылки; 3 – шест; 4 – грунт; 5 – эластичное крепление; 6 – воронка
из верхней части бутылки; 7 – отверстие воронки; 8 – металлические
скобки; 9 – камни; 10 – груз; 11 – водные растения. Ловушка “типа
верши” (б) (по: Рындевич, 2004): 1 – зажимы; 2 – приманка. Орудия
для сбора водных растений (в–е) (по: Голуб и др., 2021): грабли (в);
вилки (г); кошки (д), нож в виде серпа (е).

421

Шест погружается в донный грунт так, чтобы дно верхней
бутылки находилось над водой для доступа кислорода через
проделанное в нем (дне) отверстие. Такая конструкция подходит
для изучения динамики численности и учета редких краснокнижных видов, с последующим их выпуском обратно в природу
(Koese, Cupper, 2006; Kalnins, 2006).
Описанные методы и методики при проведении многолетних исследовании структурно-функциональной организации
околоводных экосистем для верной трактовки и сравнения полученных результатов следует проводить на одном и том же водоеме в одинаковые сроки на одних и тех же станциях отбора
проб/пробных площадках, применяя аналоговое оборудование
(Филиппов и др., 2017).
Для сбора беспозвоночных, обитающих на водной растительности и в тканях макрофитов применяют специальные орудия лова такие, как грабли, вилки и кошки (рис. 4.6в–д), с их
помощью растения достают на сушу, при необходимости подрезая серповидным ножом (рис. 4.6е).
На мелководье для определения консортивных связей
беспозвоночных с макрофитами применяют ручной сбор. Перед
сбором рассчитывают проективное покрытие и обилие выбранный видов растений, а после – их фитомассу (при пересчете
обилия беспозвоночных на 1 кг массы растений определяют их
сырой вес – после просушивания на фильтровальной бумаге).
Укорененные растения вырывают с корнем, при необходимости
срезая надземную часть. Пробы растений фиксируют в спирте
(96%) или формалине (10%) для дальнейшей камеральной обработки (Филиппов и др., 2017).
Зарослечерпатели и аналогичные им пробоотборники –
это наиболее эффективное оборудование для получения количественных проб полуводных субстратов и при работе в зарослях
растений на малых глубинах. Ниже рассмотрены два прибора,
которые позволяют осуществлять отбор проб в наиболее широком спектре мелководных биотопов.
Зарослечерпатель Уэлша (рис. 4.7б) – кошельковый
пробоотборник с квадратной (0.10 – 0.25 м2) рамой и мешком
аналогичным таковым у гидробиологических сачков и скребков.

422

Рис. 4.7. Пробоотборники для мелководий и полуводных биотопов:
зарослечерпатель Уэлша (а) (по: Endmonson, Winberg, 1971); пробоотборник Грузова (модификация А.А. Пржиборо) (б) (по: Филиппов и
др., 2017). Колонка почвенных сит (в) (по: Тихомирова, 1975), слева –
в сборном виде, справа – отдельные сита, цифры обозначают диаметр
ячеи в мм.

423

Пробы, включающие материал от придонного яруса до
поверхности воды, отбирают на мелководье разместив открытый зарослечерпатель мешком вверх и вручную закрыв раму над
поверхностью дна. Растения подрезают, а лишнюю воду сцеживают через мешок пробоотборника. При работе с высокорослыми гелофитами (тростник) и/или с плотными зарослями более
жестких растений (осоки, манник) зарослечерпатель Уэлша целесообразно заменить следующим прибором (Филиппов и др.,
2017). При работе на разнотипных грунтах мелководий и для
отбора проб моховых, растительных субстратов и мягких грунтов применяют пробоотборник Грузова (рис. 4.7а) в модификации А.А. Пржиборо (2001). От предыдущего зарослечерпателя
он выгодно отличается наличием съемных ручек, вставляемых в
приваренные к раме втулки, что позволяет за счет рычага брать
пробы с дерниной и корневищами растений, а также усиленной
кольцеобразной рамой (1/20 м2) из стали или титана, заточенной
снизу. Пробоотборник также ориентируют мешком вверх в раскрытом виде, предварительно убрав с места взятия проб камни и
крупные ветки, высокие надземные побеги растений также срезаются. После рама заглубляется в грунт на 3–4 см, при необходимости корни подрезают ножом по краю рамы, а также при ее
постепенном закрытии. После захлопывания пробоотборник переворачивают, воду сливают через мешок (ячея 0.25 мм). Таким
образом, проба берется в среднем на глубину 6–10 см, а на мягких илистых грунтах до 10–15 см (Филиппов и др., 2017).
При исследовании экотонных местообитаний для сбора
бентоса на мелководье также применяют разнотипные дночерпатели (см. фотовкладка, фото 2.2–2.4, 2.16).
Почти все пробы, собранные в природе, требуют промывки водой (Филиппов и др., 2017). Для небольших проб с грунтом
мелкой фракции (песок, ил) и в случае качественных сборов это
можно сделать непосредственно на водном объекте в сачке,
промывалке или почвенных ситах (ячеи 0.25, 0.1 или 0.5 мм),
тщательно выполаскивая субстрат.
Для сифтования проб большего объема удобно использовать колонку почвенных сит разного диаметра (рис. 4.7в).
Обычно для промывания проб полуводных субстратов достаточно трех сит с диаметром 10, 1 и 0.25 мм. На практике пробы
424

промывают под проточной водой в лаборатории в несколько
приемов. При наличии дернины или крупных растительных
компонентов, их предварительно разделяют или разрезают, выполаскивают в тазу и только потом прогоняют через колонку
сит. Небольшую порцию субстрата (нужно следить, чтобы не
перегружать сито) кладут на верхнее сито и, перемешивая, промывают под струей воды. Некоторых животных можно выбирать непосредственно из сит. Отмытый таким образом субстрат
помещают в контейнер, а сито снимают. Алгоритм действий повторяют на следующем сите и т.д. Промытый субстрат каждой
фракции помещают в отдельные контейнеры, затем разбирают в
светлых эмалированных кюветах, выбирая беспозвоночных
пинцетом. Мелкую фракцию с нижнего сита просматривают под
бинокуляром на светлом и темном фоне (Филиппов и др., 2017).
Пробы песчаного грунта перед промывкой в ситах отмучивают в ведре с водой, которую вместе с субстратом перемешивают рукой и, не давая осесть грунту с беспозвоночными,
процеживают сквозь промывалку или выливают на сито.
Оставшийся песок просматривают в кювете.
Для мелких фракций с нижнего сита удобен метод флотации, который заключается в том, что промытый материал разбирают в крепком растворе поваренной соли (NaCl) – в 10 л
теплой воды растворяют 2 л соли и дают настояться 2–3 часа.
Небольшую часть субстрата (не более 0.1 от объема раствора)
помещают в раствор и перемешивают. Большинство беспозвоночных, имея меньшую плотность, чем насыщенный раствор,
всплывают на поверхность, а субстрат постепенно оседает на
дно. Организмы собирают при хорошем боковом освещении
пинцетом, либо аквариумным сачком или ситечком при их изрядном количестве. Беспозвоночных помещают в чашки Петри с
водой (сбор для выведения), либо фиксируют в спирте (70%)
или формалине (10%). Отработанный раствор проливают вместе
с субстратом через мелкоячеистое сито или сачок и используют
повторно, добавляя соль при падении концентрации. Оставшийся субстрат просматривают в кювете (Филиппов и др., 2017).
Видовое определение по личинкам и куколкам не всегда
достоверно, для многих беспозвоночных преимагинальные стадии до сих пор не описаны, поэтому ряд методов, позволяющих
425

собирать отродившиеся взрослые особи амфибиотических насекомых и/или выводить имаго в природе и лабораторных условиях, порой незаменимы. Для сбора материала взрослых насекомых применяют три основных подхода:
– выведение взрослых насекомых в природе: (а) из личинок в
садках; (б) установка ловушек-имагоуловителей, собирающих отродившиеся особи, принцип которых заключается в
изоляции небольшой площади водоема или участка берега
откуда происходит вылет насекомых. Они бывают коническими и прямоугольными, погруженными и плавающими, с
контейнером и фиксатором или без (Голуб и др., 2021);
– выведение взрослых насекомых в лаборатории: (а) индивидуальное выведение; (б) выведение из полуводного субстртата
(Филиппов и др., 2017);
– сбор имаго вблизи биотопов развития личинок.
Эти подходы не универсальны, но дополняют друг друга,
более подробно о методах выведения можно ознакомиться в
специализированных методиках (Жадин, 1960; Merritt et al.,
1996; Kluge, 2004; Chandler, 2010; Филиппов и др., 2017).

426

ГЛАВА 5.
ИССЛЕДОВАНИЯ
НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНОГО
МЕТАБОЛОМА ВОДНЫХ РАСТЕНИЙ
В настоящее время известно, что первичные и вторичные
метаболиты водных растений играют весьма значимую роль в
формировании и функционировании водных экосистем (Гуревич,
1978; Fink, 2007; Kurashov et al., 2014a; Курашов и др., 2021). При
этом водные и околоводные растения продуцируют, накапливают
и выделяют в окружающую среду первичные и вторичные метаболиты (низкомолекулярные органические соединения (НОС)),
формирующие низкомолекулярный метаболом (НМ) растений, и
которые способны ингибировать и/или стимулировать прорастание и развитие других растений и микроорганизмов, а также регулировать взаимодействия между гидробионтами в гидробиоценозах (Fink, 2007; Li et al., 2020a; Antioxidants in Plant-Microbe …,
2021; Lapirov et al., 2023). Функционально растения выработали
несколько стратегий взаимодействия с другими организмами для
самозащиты, симбиоза и полового влечения (Zhou et al., 2022).
Эти взаимодействия в водных биоценозах посредством НОС являются важным механизмом развития и поддержания гомеостаза
в водных экосистемах (Kurashov et al., 2014a; Koksharova, 2020).
Данными вопросами как раз и занимается наука метаболомика, входящая в группу, так называемых, “омических наук”,
ставящая своей целью изучение уникальных химических "отпечатков пальцев”, специфичных для процессов, протекающих в
живых клетках, тканях, органах, организме, т.е. изучение низкомолекулярных метаболических профилей организмов. Основной
методологический подход – применение аналитических и биоинформационных методов для количественного определения и


Ю. В. Крылова, Е. А. Курашов
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: evgeny_kurashov@mail.ru
427

идентификации низкомолекулярных метаболитов (метаболома),
присутствующих в клетке, ткани или организме. Главная цель метаболомики заключается в определении изменений в биохимическом фенотипе организма, которые являются реакцией организма
на его генетическую модификацию и на любые изменения в окружающей среде. Это открывает широкие перспективы, в частности
для оценки состояния популяций и экологического состояния
окружающей среды.
Одним из наиболее значимых механизмов, при помощи которого растения влияют на свое окружение как в наземных, так и
в водных экосистемах, является аллелопатия (Райс, 1978; Gopal,
Goel, 1993; Chemical Ecology ..., 2002; Allelopathy …, 2006; Allelopathy …, 2013; Hu, Hong, 2008; Kurashov et al., 2014a; Aslam et
al., 2017). Аллелопатия, как природное явление, характерно и для
наземных, и для водных экосистем (Chemical Ecology …, 2002).
В водных экосистемах именно аллелопатия с участием НОС водных растений подлежит тщательному изучению, поскольку данный механизм играет первостепенную роль в подавлении, а иногда в стимулировании, развития видов растений и микроорганизмов, включая цианобактерии (Mushtaq et al., 2020; ŚliwińskaWilczewska et al., 2021; Asif et al., 2021).
Огромную роль в аллелопатических взаимодействиях играют летучие низкомолекулярные органические соединения
(ЛНОС), особенно в большом количестве входящие в состав
эфирных масел растений и изучавшиеся в школе профессора
Б.П. Токина под названием “фитонциды” (Токин, 1942, 1980).
Многие ЛНОС водных макрофитов относятся к так называемым
аллелохемикам (аллелохимическим агентам, allelochemicals), т.е.
к веществам, вызывающим аллелопатические эффекты. Термин
впервые был использован в работе (Whittaker, Feeny, 1971) и не
должен смешиваться с термином “фитотоксин”, поскольку проявления аллелопатии богаче, чем простое фитотоксическое воздействие, которое может быть только одним из проявлений аллелопатии.
Новейшая история развития метаболомики пресноводных
макрофитов (водных и околоводных растений), а именно, изучения НОС (низкомолекулярных органических соединений), кото-

428

рые представляют собой малые молекулы (менее 900 а.е.м.) и составляют низкомолекулярные метаболические профили организмов, началась в 40-х годах XX века с работ Гуревича Файвы Абрамовича (1918–1992), ученика Б.П. Токина, т.е. фактически может быть зафиксирован приоритет российской науки в начале
изучения водной аллелопатии и функциональной роли НОС в
водных экосистемах (Гуревич, 1948, 1953, 1969, 1973, 1978).
Опыт изучения аллелопатии и НОС в водных экосистемах
указывает на то, что это явление может быть очень полезным для
эффективной профилактики и ослабления развития опасных цианобактериальных “цветений” (ОЦЦ) в водоемах (Гуревич, 1953,
1973; Fink, 2007; Hu and Hong, 2008; Macías et al., 2008; Kurashov
et al., 2014a; Zuo et al., 2016; Kurashov et al., 2021). Синтезируемые
водными макрофитами аллелохемики могут приводить к подавлению развития цианобактерий, препятствуя возникновению и
развитию ОЦЦ (Asif et al., 2021; Mushtaq et al., 2020; ŚliwińskaWilczewska et al., 2021). Подавление развития популяций цианобактерий посредством аллелохемиков из состава НОС водных
растений, используемых для создания альгицидов нового поколения, является одним из перспективных направлений современной
прикладной водной экологии (Li et al., 2020a, 2020b; Kurashov et
al., 2021; Kurbatova et al., 2023). При этом ингибирование развития популяций видов фитопланктона (прежде всего цианобактерий) может реализовываться за счет действия различных механизмов (рис. 5.1) (Nezbrytska et al., 2022).
Способность водных макрофитов в большой степени изменять свой метаболизм путем синтеза совокупности метаболитов,
обеспечивающих их биохимическую и экологическую адаптацию, является одним из механизмов, способствующих растениям
(прежде всего инвазивным видам) осваивать новые местообитания, в том числе те, изменение которых связано с антропогенным
эвтрофированием (Курашов и др., 2020).
По составу метаболического профиля макрофита можно
судить об экологическом состоянии биотопа, а изменчивость НМ
может быть использована в качестве индикатора трансформации
экосистемы. Метаболический профиль водных растений является
интегральным показателем состояния экосистемы подобно анализу крови, что дает возможность диагностировать состояние
429

экосистемы в целом. Это актуально как для малых, так и больших
водоемов, например, Ладожского и Онежского озер (Курашов и
др., 2018а).

Рис. 5.1. Физиологические и биохимические механизмы влияния аллелопатически активных соединений водных макрофитов на целевые
виды фитопланктона (с использованием материалов из (Nezbrytska et al.,
2022) с добавлением).

Основным современным аналитическим методом изучения
и определения качественного и количественного состава НОС
НМ водных макрофитов является газовая хромато-масс-спектрометрия (ГХ-МС). Поскольку НМ макрофитов является следствием адаптации растения к определенным экологическим условиям, включая взаимодействия с другими гидробионтами, то совместное использование ГХ-МС и экспрессных методов оценки
состояния среды обитания того или иного вида макрофитов позволяют, в частности, использовать низкомолекулярные метаболические профили макрофитов в качестве индикаторов состояния
водных экосистем.
Основной целью данной главы является представление основных методологических этапов, предшествующих собственно
анализу результатов хромато-масс-спектрометрического исследования, в результате которого может быть выявлен качественный и количественный компонентный состав НМ и проведена работа по каким-то конкретным аспектам изучения НМ, а также

430

краткая демонстрация возможностей получения тех или иных результатов по различным направлениям при исследовании НОС
водных макрофитов, формирующих их НМ.
Будут рассмотрены следующие этапы исследования НМ
водных макрофитов:
1) Сбор растительного материала для проведения исследований;
2) Подготовка растительного сырья;
3) Извлечение НОС из растительного сырья;
4) Подготовка проб для проведения ГХ-МС исследования;
5) Проведение ГХ-МС исследования;
6) Идентификация НОС НМ водных макрофитов.
Понятно, что обозначенные этапы имеют очень большую
вариативность по своей методологии, и может быть составлена
целая монография по этим вопросам, поэтому в главе авторы более-менее подробно остановятся, в основном, на тех методологических приемах, которые они сами применяли при исследовании
НМ водных растений.

МЕТОДИКА СБОРА И ОБРАБОТКИ МАТЕРИАЛА ДЛЯ
ИССЛЕДОВАНИЯ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ
МЕТАБОЛИЧЕСКИХ ПРОФИЛЕЙ ВОДНЫХ МАКРОФИТОВ

Сбор растений и подготовка растительного сырья для
исследований
В настоящей публикации мы будем рассматривать методические вопросы, связанные в основном с исследованиями вегетативных побегов водных растений, однако эти приемы могут быть
применены и к исследованиям подземных частей растений. Побеги растений отбирают в местах их произрастания целиком без
корневой системы. Известно, что в наземных экосистемах корневые экссудаты представляют собой крупнейший источник аллелохимических поступлений в почву ризосферы (Bertin et al., 2003;
Jilani et al., 2008; Gomes et al., 2017). Несомненно, что и в водных
экосистемах корневые экссудаты макрофитов имеют огромное
значение, поскольку в корнях и корневищах, как и в собственно
вегетативных побегах, синтезируется большое количество биологически активных веществ (включая аллелохемики), влияющих

431

на другие макрофиты, на прорастание семян и на микроорганизмы (Chemical Ecology …, 2002; Баланда и др., 2004).
Сбор растений лучше всего осуществлять на пике их вегетации, если не проводятся специальные исследования по сезонной динамике компонентного состава НМ. Обычно это – конец
июля–начало августа, но в разных климатических зонах сроки
могут различаться. Собранные растения тщательно отмывают от
имеющихся обрастаний. За этим надо следить очень внимательно, т.к. бывают ситуации, когда побеги макрофитов обильно
покрыты нитчатыми водорослями. Если от них не удается полностью освободится, то такие растения не пригодны для дальнейшей работы с ними. Наиболее эффективно растения можно очистить в лаборатории, особенно при наличии водопровода. Однако, такая возможность имеется не всегда, и в этом случае
очистка растений от посторонних обрастаний должна тщательно
проводится в полевых условиях.
Следует собирать такое количество побегов, чтобы в сухом
эквиваленте (не менее 50–100 г) их было достаточно для формирования интегральной пробы для хромато-масс-спектрометрического исследования, т.е. пробы, содержащей разные побеги растения, отобранные в данном местообитании. Нужно учитывать, что
потеря в массе при сушке водных растений составляет 75–85%.
Собранные растения сушатся в затемненном помещении
или под навесом в тени без доступа прямых солнечных лучей до
воздушно-сухого состояния. Иногда (особенно в полевых условиях, на судне) растения удобно сушить в овощных сетках, которые подвешиваются в защищенных от солнца местах. Следует
следить за тем, чтобы температура сушки не превышала 30–35 ⁰С,
в противном случае может происходить значительная потеря
ЛНОС.
Высушенные растения упаковывают в темные пакеты и хранятся в лаборатории при комнатной температуре в воздушно-сухом состоянии без доступа солнечных лучей. Помещение для хранения должно быть сухим, чистыми и хорошо проветриваемым.
Влажность в помещении желательно поддерживать на уровне не
выше 50–65%. Растительное сырье должно быть защищено от проникновения в него насекомых и животных, особенно грызунов.
Это может достигаться хранением в герметично закрытых пакетах.
432

Современные бытовые технологии предоставляют новые возможности по хранению сухих образцов растений. Так, они могут сохраняться в вакуумных пакетах, которые имеются в продаже. Вакуумные пакеты, в отличие от обычных – это прекрасная защита
от насекомых, пыли, сырости и посторонних запахов.
Согласно нормативным документам (Скворцова, 1998) относительно сухого растительного сырья, обычно сроки хранения
цветов, травы и листьев не превышают 1–2 года, корней, корневищ, коры – 2–3 года. Учитывая наш опыт работы, при исследовании НОС водных макрофитов желательно проводить хроматомасс-спектрометрические исследования растений не позднее, чем
через год после отбора и сушки образца. При этом следует учитывать, что ГХ-МС исследование должно проводится не ранее, чем
через месяц после сбора и сушки, т.к. примерно через такое время
достигается постоянная воздушно-сухая масса растения.

Извлечение НОС из растительного сырья и подготовка
проб для проведения ГХ-МС исследования
Для проведения ГХ-МС исследования из растений необходимо извлечь так называемое эфирное масло, которое и будет содержать НОС.
Эфирное масло, содержащее НОС, из высушенных растений можно получить различными способами. Эти способы подробно описаны в монографии (Ткачев, 2008). В настоящей же
публикации мы остановимся на практическом описании извлечения эфирного масла из сухих водных макрофитов методом паровой гидродистилляции, который мы применяем наиболее часто.
Метод паровой гидродистилляции может быть осуществлен с использованием аппарата Клевенджера (Clevenger, 1928; ГОСТ
24027.2-80, электронный документ) (фотовкладка, фото 5.1).
Установка для извлечения эфирного масла состоит из колбонагревателя (1 на фото 5.1) и аппарата Клевенджера, включающего
следующие части: 2 – круглодонная термостойкая колба объемом
1 л; 3 – заполняемый водой холодильник; 4 – восходящая стеклянная колонка, по которой НОС вместе с паром поступают в холодильник. Эту восходящую колонку мы рекомендуем обмотать
каким-либо теплоизолирующим материалом (например, ватой,
заклеенной пленкой-скотчем). Это улучшает поступление пара в
433

холодильник (3) и делает процесс более эффективным; 5 – приемник для эфирного масла; 6 – краник для слива гексанового экстракта из приемника; 7 – водяной затвор; 8 – соединительная
трубка для возвращения воды в нагревательную колбу; 9 – подводящий шланг к холодильнику для холодной воды; 10 – отводящий шланг для воды из холодильника.
Перед перегонкой высушенный растительный материал,
содержащий множество различных побегов, измельчается до порошкообразного состояния в блендере для получения интегральной пробы массой не менее 50 г (сухой вес). Могут быть использованы различные лабораторные блендеры, например, Waring
BB-25ES или Stegler LB-2. Из этой интегральной пробы отбирается навеска сухого сырья массой 10–35 г для паровой гидродистилляции, засыпается в колбу (2) с 400 мл дистиллированной
(или лучше деионизированной) воды и добавляется 5 мл гексана.
Гексан отгоняется первым, поступает в приемную камеру и формирует слой на поверхности воды в камере. НОС, отгоняемые с
водяным паром конденсируются, проходя через холодильник, и
скапывают в приемную камеру в гексан, в котором растворяются.
Регулируя нагрев колбы, следует добиваться, чтобы скорость стекания дистиллята была 60–65 капель в минуту. Как вариант, гексан в количестве 5 мл можно сразу добавить в приемную камеру
после заполнения ее водой. Полученные после 6 часовой перегонки гексановые экстракты сливаются в виалы и до хроматомасс-спектрометрического анализа сохраняются в морозильной
камере при температуре -18 ⁰С.
Выбор метода гидродистилляции с использованием аппарата Клевенджера для извлечения летучих НОС из высушенных
растений обусловлен тем, что данный метод является официально рекомендованным методом для цели извлечения эфирного
масла из сухого растительного сырья (ГОСТ 24027.2-80, электронный документ; Государственная Фармакопея СССР …,
1987). Данный метод актуален и на сегодняшний день. Дата актуализации описания метода: 01.07.2023 (ГОСТ 24027.2-80, электронный документ).
Перегонка эфирномасличного сырья с водяным паром приводит к достаточно полному извлечению эфирных масел в относительно малоизмененном виде; метод дает наименьшую ошибку
434

опыта, и его используют, когда сырье содержит не очень много
эфирного масла, а поскольку приемник вынесен за пределы экстракционной колбы, то возможно определение в сырье содержания термолабильного эфирного масла. В этой связи перегонка с
паром является наиболее широко распространенным методом получения эфирных масел (Ткачев, 2008).
Как указано выше, мы рекомендуем в приемник аппарата
Клевенджера добавлять органический растворитель – гексан (или
добавлять в колбу, в этом случае гексан поступит в приемник
первым при перегонке), что позволяет максимально избежать
обеднения эфирного масла растения важными составляющими
низкомолекулярного метаболома с плотностью больше, чем
1.0 г/см3 или близкой к таковой. Таким образом, в гексан будет
экстрагироваться большинство низкомолекулярных компонентов эфирного масла.
Существуют и более современные методы экстракции органических соединений из образцов различной природы, например, автоматические экстракторы Speed-Extractor E-914 / E-916
(Dr. Golik, BUCHI) (фотовкладка, фото 5.2). Такие экстракторы
эффективно экстрагируют вещества из самых разнообразных
объектов окружающей среды в смеси растворителей (например,
гексан с ацетоном) при повышенной температуре и давлении.
Устройство прибора позволяет производить экстракцию одновременно из 6 образцов, что существенно ускоряет процесс пробоподготовки.

Извлечение НОС из воды водоема в месте
произрастания макрофитов
Зарастание водоемов высшими водными растениями и концентрация в литоральной зоне и мелководных зонах водоемов
больших объемов биомассы погруженных, полупогруженных и
плавающих растений способствует накоплению в их биомассе и
поступлению в воду различных НОС в виде экзометаболитов, а
также их образованию в результате бактериальной деструкции
отмерших макрофитов (Сиренко, Козицкая, 1988). Причем многие из экзометаболитов водорослей могут претерпевать дальней-

435

шую биохимическую трансформацию, превращаясь иногда в соединения, обладающие большей биологической активностью,
чем исходные соединения (Сиренко, Козицкая, 1988). В этой
связи отмечается, что при выяснении аллелопатического потенциала высшей водной растительности должна решаться задача по
выяснению качественного и количественного состава экзометаболитов макрофитов, а затем установление их аллелопатической
активности и определение спектра их действия на различные
виды сопутствующих организмов (Кирпенко, Усенко, 2012).
Концентрации экзометаболитов в зарослях макрофитов могут достигать значительных концентраций. Так, концентрация
органических кислот – экзометаболитов может составлять в природной воде от 8 до 65% всего растворенного органического вещества (Царенко, 1983). Показано, что кофейная кислота в зарослях высшей водной растительности в концентрации 0.05 мг/л ингибирует Microcystis aeruginosa, но не влияет на других гидробионтов (Усенко и др., 2003). По нашим данным, маноол, в значительном количестве синтезируемый Potamogeton obtusifolius
(содержание в эфирном масле 44–66%), активно выделяется рдестом в окружающую среду, его концентрация в воде внутри зарослей P. obtusifolius составляла от 0.012 мг/л до 2.040 мг/л. За пределами зарослей в открытой воде пруда маноол отсутствовал
(Kurashov et al., 2014a). Биформен (доля в составе ЛНОС рдеста –
5–25%), трансформируясь в скларен, так же, как и маноол, выделялся в окружающую среду, где его содержание в воде составляло 0.039–0.094 мг/л.
Отмечается, что аллелопатическая активность растений
обусловлена, как правило, не одним, специфическим для данного
вида соединением, а совокупностью веществ разной природы
(Сиренко, Козицкая, 1988). Поэтому важно для оценки экологической роли аллелохемиков в водоеме исследовать всю совокупность этих соединений в водоеме.
Для решения этой проблемы следует подобрать максимально удобный растворитель, в который можно было бы проэкстрагировать большинство содержащихся в воде водоема метаболитов, и этот растворитель должен быть удобен для работы в
полевых условиях. Именно таким растворителем является гексан,

436

который можно использовать для экстракции различных соединений. Неполярные углеводороды экстрагируются гексаном одинаково как из кислой, так и из щелочной среды. При подщелачивании воды в гексан переходят амины, спирты и меркаптаны, а
при подкислении – карбоновые кислоты. Для разделения веществ
с основными и кислотными свойствами экстракцию производят
после подщелачивания (до рН = 9.1) или подкисления (до рН =
3.5–4) исследуемой фильтрованной воды. В первом случае можно
использовать тетраборат натрия (Na2B4О7 • 10H2O), во втором –
дигидроортофосфат калия (КН2РО4).
Исследуемые вещества из отобранных проб воды экстрагируют гексаном в делительной воронке (фотовкладка, фото 5.3)
(5 мл экстрагента на 500 мл воды). Время экстракции в воронке
не менее 5 мин. Обычно делают 2–3 экстракции, после чего экстракты сливаются в виалы, или объединяются в одной виале.
Предварительно вода из водоема должна быть профильтрована с использованием какой-либо фильтровальной установки и
фильтрами с диаметром пор не более 5 мкм. При отсутствии
фильтровальной установки можно использовать сложенный в несколько слоев мельничный газа с наименьшим из доступных диаметром ячеи, чтобы предотвратить (или уменьшить) попадание в
пробу планктонных организмов.
Как правило концентрация НОС-экзометаболитов в воде
водоемов достаточно низкая, поэтому для повышения точности и
полноты ГХ-МС анализа пробы, полученные тем или иным методом экстракции, в процессе пробоподготовки могут быть сконцентрированы. Хорошим решением в этом случае является использование вакуумных испарителей, подобных изображенному
на фото 5.4 (фотовкладка), в котором одновременно можно подготовить 12 образцов.

Проведение ГХ-МС исследования
Состав НОС НМ водных макрофитов выявляют в гексановых экстрактах на хромато-масс-спектрометрических комплексах типа TRACE ISQ (Thermo Electron Corporation), SHIMADZU
GCMS-QP2010, Agilent 5977С GC/MSD (фотовкладка, фото 5.5)
или аналогичных.

437

Для разделения компонентов НМ используются капиллярные колонки длиной 15–30 м (реже 60 м) с неполярной фазой
типа Thermo TR-5ms SQC 15 м х 0.25 мм, или MTX-1 30 м ×
0.25 мм с фазой ID 0,25 мкм. Газом-носителем служит гелий. Для
ГХ-МС анализов используется гелий особой чистоты (марки
"6.0" или марки "7.0"). Масс-спектры снимают в режиме сканирования по полному диапазону масс (например, у TRACE ISQ 30580 m/z).
Рекомендуется использовать программированный режим
температур, поскольку в этом случае можно добиться наиболее
полного разделения выявляемых соединений. В наших исследованиях мы использовали специально подобранный программированный режим температур для более точного разделения компонентов эфирного масла: (старт с 35⁰ – удержание 3 мин, нагрев со
скоростью 2⁰/мин до 60⁰ – удержание 3 мин, 2⁰/мин. до 80⁰ –
3 мин, 4⁰/мин до 120⁰ – 3 мин, 5⁰/мин. до 150⁰ – 3 мин, 15⁰/мин до
240⁰ – 10 мин).
Мы рекомендуем проводить ГХ-МС анализ с добавлением
в анализируемые пробы веществ внутренних стандартов с известной концентрацией. Например, количественный анализ может
быть выполнен с использованием декафторбензофенона и/или
бензофенона в качестве внутренних стандартов. Также могут
быть использованы другие соединения, которые не могут содержаться в природных образцах экстрактов эфирного масла водных
макрофитов.
Поскольку газовый хромато-масс-спектрометрический анализ относится к высокоточным методам анализа (хотя и очень трудоемким на этапе расшифровки до химической формулы детектированных соединений), а также то, что анализируются гексановые
экстракты из интегральных проб растений, каждое хромато-массспектрометрическое исследование может проводится в одной повторности. Проведение дополнительных хромато-масс-спектрометрических исследований для обеспечения так называемой “статистической достоверности” в случае подобных исследований, может быть излишним, поскольку данный высокоточный анализ одного и того же гексанового экстракта дает идентичные хроматомасс-спектрограммы. Выполнение дополнительных повторностей
неоправданно усложняет и удорожает работу.
438

Полученные таким образом хромато-масс-спектрограммы
(рис. 5.2) подвергаются визуальной пошаговой обработке для
идентификации обнаруженных соединений.

Рис. 5.2. Общий
вид
хроматограммы эфирного
масла Potamogeton
perfoliatus (залив
Лехмолахти, Ладожское озеро) и её
отдельные участки
с
выраженными
пиками карбоновых кислот. а: А –
Октановая кислота,
Б – Нонановая кислота, С – Декановая кислота, D –
Додекановая кислота; б: Е – Тетрадекановая кислота,
F – Пентадекановая
кислота, G – 14Пентадеценовая
кислота, Н – Пальмитолинолеиновая
кислота, I – Гексадекановая кислота,
J – Линоленовая
кислота.

Идентификацию выявленных НОС проводят с использованием библиотек масс-спектров “NIST-2014”, “Wiley” и др. На
439

фото 5.6 (фотовкладка) показаны окна программ-библиотек массспектров “GCMSsolution” (Shimadzu Corporation) и “The NIST
Mass Spectral Search” (FairCom Corporation), предназначенных
для идентификации НОС.
Для более точной идентификации необходимо обязательно
применять линейные индексы удерживания, рассчитанные по методу (Ткачев, 2008) с использованием стандартов алканов C7 –
C30. Следует принимать во внимание, что при расшифровке веществ, входящих в состав таких сложных смесей, как эфирные
масла водных макрофитов, очень часто возникают ситуации, когда весьма сложно получить хороший неискаженный масс-спектр
соединения. Это происходит из-за частичного (а иногда) и полного совпадения времени выхода разных соединений с разной
концентрацией и наложения одних хроматографических пиков на
другие. В этих случаях исследователю приходится применять
весь аналитический потенциал программ библиотек масс-спектров и своих знаний для успешной идентификации того или
иного соединения. В этой связи, следует учитывать важный момент, что автоматическая идентификация соединений при расшифровке сложных смесей, как правило, невозможна. Не всегда
варианты, предлагаемые библиотеками масс-спектров на первых
позициях, являются верными расшифровками, а соответствующие наличным соединениям правильные варианты располагаются ниже в списке соединений, предлагаемых программой. Изза необходимости внимательного идентифицирования каждого
пика такая “ручная” расшифровка может отнимать значительное
время исследователя.
Следует отметить, что библиотека масс-спектров NIST является наиболее информативной для получения дополнительной
информации по идентифицированным соединениям, поскольку в
ней дана не только довольно полная характеристика веществ, но
приводятся также сведения о публикациях, в которых сообщается
об обнаружении конкретных соединений и их исследования.

Сравнительный анализ образцов НМ
водных макрофитов
Часто после идентификации НОС НМ различных образцов
макрофитов возникает задача их сравнения, т.е. насколько они
440

сходны или различаются по качественному и количественному
составу.
Для выявления сходства образцов эфирного масла по составу НОС удобно применять коэффициенты сходства Жаккара
(J) (Jaccard, 1901) и Съёренсена-Чекановски (Qs) (Czekanowski,
1922; Sorensen, 1948), рассчитанные по следующим формулам:
c
, Qs = 2c ,
a +b
a +b  c
где c – число общих НОС для образцов А и В; a – НОС, присутствующие
в А; b – НОС, присутствующие в В.
J=

Для оценки сходства образцов по количественным данным
(по содержанию отдельных соединений и групп соединений)
можно использовать индекс Мориситы (Мориситы-Хорна)
(Morisita, 1959):
2 (ani  bni )
Cmh =

i

,

(da + db)  aN  bN

где ani – содержание i-го соединения (группы соединений) в образце А;
bni – то же для образца В; aN – суммарное содержание НОС в образце
А; bN – то же для образца В; da = ∑(ani2)/aN2, db = ∑(bni2)/bN2.

В качестве примера можно привести оценку сходства НМ
Myriophyllum spicatum из различных географических регионов и
водоемов (рис. 5.3, табл. 5.1).

Рис. 5.3. Места сбора образцов Myriophyllum spicatum.
441

Днестровский лиман
ст. № 1

Днестровский лиман
ст. № 2

Щучий залив

Озеро Нарочь

Озеро Узкое (2015)

Озеро Узкое (2016)

-

Черное море

Озеро Макаркино (Астраханская обл.)
Ерик Казачий
(Астраханская
обл.)
Черное море
(п. Сергеевка,
Украина)
Днестровский
лиман ст. № 1
(Украина)
Днестровский
лиман ст. № 2
(Украина)
Щучий залив
(Ладожское
озеро, РФ)
Озеро Нарочь
(Беларусь)
Озеро Узкое
(2015)
(Карельский п-к)
Озеро Узкое
(2016)
(Карельский п-к)

Озеро Макаркино

Местообитания;
J\ Ks

Ерик Казачий

Таблица 5.1. Коэффициенты сходства Жаккара (J) и Съёренсена-Чекановски (Ks) исследованных образцов Myriophyllum spicatum, отобранных в разных географических районах

0.36

0.73

0.64

0.59

0.47

0.42

0.40

0.42

0.45

0.43

0.47

0.24

0.20

0.19

0.19

0.70

0.72

0.47

0.43

0.40

0.42

0.72

0.37

0.41

0.35

0.35

0.41

0.44

0.39

0.33

0.58

0.61

0.63

0.53

0.52

0.23

0.57

0.29

0.47

0.28

0.54

0.42

0.31

0.57

0.57

0.31

0.14

0.31

0.23

0.27

0.27

0.11

0.28

0.27

0.29

0.41

0.27

0.11

0.27

0.23

0.26

0.44

0.36

0.27

0.11

0.27

0.21

0.20

0.46

0.35

0.88

0.70

Значения коэффициентов общности Съёренсена-Чекановски и Жаккара на примере урути колосистой указывают на тенденцию, что чем ближе географически друг к другу расположены
рассматриваемые водные объекты, тем более схож состав НМ

442

данного вида, произрастающего в них (табл. 5.1). Возможно, полученный результат говорит о большом значении географического фактора в формировании НМ широко распространенных
видов водных макрофитов, например, таких, как M. spicatum.
В то же время, сравнительный анализ показал и достаточно
сильные различия межу составом и количеством НОС даже у растений, произрастающих в географически близких водоемах. Это
может быть связано с тем, что водоемы относятся к различным
типам водных объектов: море, лиман, озеро и ерик (река), каждый
из которых характеризуется свойственным ему гидрологическим,
химическим и гидробиологическим режимом. Весьма значимым
для формирования состава и количества синтезируемых НОС, повидимому, является и антропогенное воздействие.

КАКИЕ НАПРАВЛЕНИЯ ИССЛЕДОВАНИЙ ВОЗМОЖНЫ
С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ ИНФОРМАЦИИ О НМ ВОДНЫХ
МАКРОФИТОВ?
Представленные выше методические основы исследования
НМ водных макрофитов могут лежать в основании самых разнообразных фундаментальных исследований и исследований, связанных с практическим внедрением полученных результатов.
Хотя, справедливости ради, стоит отметить, что в случае с изучением НМ эти исследования часто перекрываются. Продемонстрируем эти направления, в основном, на примере наших проведенных работ.
Изучение качественного и количественного компонентного
состава НМ водных макрофитов различных географических
регионов
Одним из классических направлений исследований является изучение качественного и количественного компонентного
состава НМ водных макрофитов (Крылова и др., 2016; Krylova,
Kurashov, 2023; Явид и др., 2024).
Известная информация о компонентном составе и количественном содержании НМ различных макрофитов демонстрирует, что в его составе могут быть обнаружены порядка 1500 различных НОС. При этом число НОС у отдельных видов растений,

443

произрастающих в тех или иных местообитаниях может превышать 200 соединений.
В таблице 5.2 показаны возможные диапазоны числа НОС
в НМ водных макрофитов из различных местообитаний.
Таблица 5.2. НОС в метаболоме некоторых макрофитов в различных
местообитаниях
Вид макрофита
Nuphar lutea (L.) Sm.).
Ceratophyllum demersum L.
Potamogeton obtusifolius Mert. et Koch
Potamogeton natans L.
Potamogeton perfoliatus L.
Potamogeton lucens L.
Myriophyllum spicatum L.
Persicaria amphibia (L.) Gray
Nitella sp.
Spirodela polyrrhiza (L.) Schleid.
Elodea canadensis Michx.

Число НОС в метаболоме
в разных местообитаниях
69–129
132–225
91–125
102–135
61–130
70–122
35–207
72–110
47–55
89–100
146–170

К настоящему времени, в результате проведенных нами исследований выявлен состав НМ значительного ряда водных макрофитов, произрастающих в разнотипных водоемах различных
географических зон от Белого до Черного и Каспийского морей:
Potamogeton natans L., P. perfoliatus L., P. lucens L., P. pectinatus
L., P. obtusifolius Mert. et Koch, P. gramineus L., P. alpinus Balb.,
P. crispus L., Nitella syncarpa (Thuill), Spirodela polyrhiza (L.)
Schleid., Nuphar lutea (L.) Smith., Ceratophyllum demersum L.,
Nymphaea alba L., Nitella syncarpa (J.L.Thuillier) Kützing,
Myriophyllum spicatum L., M. alterniflorum DC., M. verticillatum L.,
Sagittaria sagittifolia L., Marsilea quadrifolia L., Ranunculus circinatus Sibth., Eleocharis palustris (L.) Roem. & Schult., Equisetum
fluviatile L., Chara aculeolata Kütz. in Rchb., Persicaria amphibia
(L.) Gray, Elodea nuttallii (Planch.) H.St. John, E. canadensis Michx.,
Nelumbo nucifera Gaertn., Sparganium emersum Rehmann, Trapa
natans L., Equisetum fluviatile L., Nymphoides peltata (S.G.Gmel.)
Kuntze, Ruppia maritima L., Zostera marina L., Fucus vesiculosus L.,

444

Ascophyllum nodosum (L.) Le Jolis. Однако, компонентный состав
многих видов макрофитов (в том числе из состава руководящих
видов) продолжает оставаться неисследованным.

Исследования, связанные с изучением аллелопатии
в водных экосистемах и использования этого явления
для контроля ОЦЦ
Огромная важность аллелопатии, как регулирующего механизма в водных экосистемах, является причиной значительного
интереса исследователей во всем мире к этой проблеме. Аллелопатическое воздействие макрофитов на цианобактерии и водоросли
в водных экосистемах является предметом пристального внимания
в силу возможности использовать аллелопатию как природное явление и аллелохемики растений для контроля ОЦЦ (Nakai et al.,
2005; Mulderij et al., 2007; Rojo et al., 2013; Nezbrytska et al., 2022 и
т.д.). К настоящему времени имеется информация не менее, чем о
нескольких десятках видов макрофитов, которые участвуют в подавлении развития цианобактерий и водорослей при помощи аллелохемиков (Hu, Hong, 2008; Курашов, Крылова, 2013; Mohamed,
2017; Kurashov et al., 2021; Nezbrytska et al., 2022 и т.д.).
На основе этих работ по изучению аллелопатии в гидроэкосистемах прорабатываются и внедряются в практику природоподобные технологии по метаболитному (аллелохимическому) контролю “цветения” воды с помощью аллелопатически активных
метаболитов высших водных растений или микроводорослей
(или их синтезированных аналогов). Данное направление имеет
большие перспективы для управления водными экосистемами,
поскольку позволяет решать проблему “цветения”, избегая негативные последствия для других гидробионтов, неизбежно возникающие при применении большинства других физических и химических средств борьбы с “цветением” (Hu, Hong, 2008; Kurashov et al., 2014b; Mohamed, 2017; Kurashov et al., 2021;
Strategies …, 2021; Kurashov et al., 2023).
Хромато-масс-спектрометрические исследования аллелохемиков могут быть скомбинированы с другими прогрессивными
методами, например, с люминесцентной микроскопией, позволяющей оценивать физиологическое состояние клеток цианобакте-

445

рий. Этот подход, в частности, был использован для оценки воздействия аллелохемиков водных макрофитов на цианобактерии.
Были изучены изменения физиологического состояния культур
цианобактерий Synechocystis aquatilis и Aphanizomenon flos-aquae
под влиянием аллелохемиков водных макрофитов в лабораторных экспериментах. Показано, что выбранные аллелохемики (линолевая, гептановая, октановая, тетрадекановая, гексадекановая
и галловая кислоты) обладают ингибирующей аллелопатической
активностью в отношении цианобактерий.

Изучение влияния НОС водных растений
на прорастание семян
К исследованиям по аллелопатии водных макрофитов примыкает направление исследований, связанное с изучением влияния НОС водных растений на прорастание семян и развитие проростков водных макрофитов (Lapirov et al., 2023). Аллелохемики
и другие НОС, по-видимому, играют важную роль в водоемах в
качестве регуляторов процессов прорастания семян, ускоряя, а в
других случаях затормаживая их развитие.

Изучение изменения НМ макрофитов
при использовании их для ремедиации грунта
Растения могут активно влиять на содержание НОС в грунтах и активно очищать его от полициклических ароматических углеводородов, соединений брома и, очевидно, других загрязнителей. При этом, интенсивность антропогенного воздействия будет
влиять на состав НМ растений, их органолептических характеристик и компонентного состава НОС (Shtangeeva et al., 2018, 2022).

Поиск биологически активных НОС
для медицинских целей
Водные макрофиты могут быть источником НОС, которые
обладают различными видами биологических активностей,
например, противоопухолевой, противовоспалительной, противогрибковой, антибактериальной и т.д. НОС водных макрофитов
могут быть не только важные компоненты в регуляции биохимических и метаболических процессов в водных экосистемах, но и
иметь важное потенциальное значение как фармакологические

446

агенты в борьбе с различными заболеваниями (Kurashov et al.,
2016; Курашов и др., 2018б).
Методом газовой хромато-масс-спектрометрии могут быть
изучены также качественный и количественный составы НМ различных штаммов цианобактерий, которые являются объектами
лабораторного и промышленного культивирования для дальнейшего многогранного использования их метаболитов, например,
штаммы Synechocystis aquatilis Sauvageau, 1892 (Cyanophyceae:
Merismopediaceae). В результате ГХ-МС исследования в НМ таких цианобактерий могут быть идентифицированы многие биологически активные соединения, специфические метаболиты с
высокими концентрациями, имеющие ценность для медико-фармакологического
применения.
Использование
штаммов
S. aquatilis (а также штаммов других видов цианобактерий) для
производства “натуральных” соединений является перспективным в силу повышенного спроса на препараты медицинского
назначения с характеристикой “натуральный” (Krylova,
Kurashov, 2022).

Исследования веществ – природных средств
химической защиты растений
При помощи описанных методологических приемов может
быть изучен компонентный состав НОС суспензий и экстрактов
(например, водно-спиртового, метанольного и гексанового) из
водных макрофитов, а также штаммов различных водорослей и
цианобактерий, обладающих противовирусными, инсектоакарицидными, фунгицидными, фитостимулирующими и репелентными свойствами. НОС, обладающие этими свойствами, могут
быть использованы в качестве основы для создания экологически
безопасных биологических средств защиты растений, обладающих высокой биологической эффективностью в качестве инсектицидов, акарицидов, фунгицидов, бактерицидов, репелентов и
фитостимуляторов (Kurashov et al., 2014b; Батаева и др., 2021; Батаева и др., 2023). Некоторые соединения могут использоваться
так же, как средства химической защиты в других областях сельского хозяйства и пчеловодстве (Krylova, Kurashov, 2022).

447

Использование информации о НМ водных макрофитов
для индикации экологического состояния водных
экосистем, оценки их временной стабильности и
изменения в результате загрязнения и эвтрофирования
Выявленные особенности изменения компонентного состава НМ водных макрофитов открывают возможность использовать его в качестве интегрального индикатора антропогенного воздействия на литоральные биотопы водных объектов и ухудшения
их экологического состояния, поскольку стандартные быстроменяющиеся гидрохимические показатели не всегда могут отражать
общую картину, связанную с антропогенной нагрузкой.
Также НМ водных макрофитов может быть использован
для оценки стабильности водных экосистем. Доказано, что формирование НМ водных растений происходит в процессе их активного взаимодействия с окружающей средой, и, фактически,
НМ формируется под воздействием как биотических, так и абиотических факторов, включая антропогенные (Kurashov et al.,
2018). К настоящему времени уже определены индикационные
признаки НМ у ряда видов пресноводных макрофитов, которые
позволяют оценить степень антропогенной нарушенности водных местообитаний.
Например, установлено, что изменение доли карбоновых
кислот и суммарной доли альдегидов и кетонов в НМ P. perfoliatus
находится в противоположной зависимости (рис. 5.4), что говорит
о возможности использовать и те, и другие вещества при оценке
экологического состояния биотопа и судить о степени влияния на
него антропогенной нагрузки (Крылова и др., 2024).
Предложен новый интегральный метод оценки стабильности состояния водных экосистем на основе анализа НМ произрастающих в них макрофитов (Курашов и др., 2018а). Изменения водной экосистемы либо в силу природных, либо в силу антропогенных факторов (эвтрофирование и/или загрязнение) приводят к
тому, что компонентный состав НОС у макрофитов и их содержание меняется. Если отбирать образцы макрофитов в одну и туже
фазу вегетации в озерной экосистеме ежегодно, то по содержанию
и спектру НОС можно выявить, изменяется ли озерная среда или
находится в стабильном состоянии (Курашов и др., 2018а).

448

Рис. 5.4. Зависимость между долей карбоновых кислот (% СА) и суммарной долей альдегидов и кетонов (% АЛ+К) в составе НМ
P. perfoliatus в Ладожском озере.

Показано, что при антропогенном воздействии (эвтрофирование и загрязнение) водные макрофиты синтезируют и включают с состав своего низкомолекулярного метаболома (НМ)
меньше жирных кислот (по составу и содержанию), чем в чистых,
ненарушенных или мало нарушенных водных местообитаниях
(олиготрофные и мезотрофные условия). Имеющиеся данные
действительно дают основания определенно говорить о снижении удельного продуцирования насыщенных и ненасыщенных
жирных кислот макрофитами на единицу их биомассы с усилением процессов эвтрофирования и загрязнения в водных экосистемах (Kurashov et al., 2024).

Хромато-масс-спектрометрические исследования
изменения НМ у инвазионных популяций водных
макрофитов
Аллелопатия может быть одним из инвазионных механизмов, который осуществляется посредством метаболитов-аллелохемиков и обеспечивает успех чужеродных видов растений в новых местообитаниях.
При сравнении сходства и различий НМ макрофитов из инвазионных популяций и популяций из нативного ареала выявлена

449

способность рдеста гребенчатого изменять свой метаболизм путем синтеза совокупности метаболитов, обеспечивающих его
биохимическую и экологическую адаптацию (Курашов и др.,
2020), что является одним из механизмов, позволяющих данному
виду осваивать новые местообитания, прежде всего те, которые
связаны с антропогенным эвтрофированием, подобно Волховской губе Ладожского озера. В этой связи имеются перспективы
изучения вопроса о степени биохимического полиморфизма у инвазивных водных макрофитов, подобных Potamogeton pectinatus
– насколько сходны геномы растений в популяциях в новых местообитаниях и местообитаниях нативного ареала.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Таким образом, мы представили основные методологические приемы, лежащие в основе изучения НМ водных растений.
Эти приемы могут быть применены и для изучения метаболических профилей других гидробионтов. На приведенных примерах
показано, как применяемая методология исследования НМ фотосинтезирующих водных организмов позволяет проводить исследования, чтобы понять и учесть многогранность роли и механизмов действия НОС в водных экосистемах. Данный подход позволяет на новом уровне подойти к решению таких проблем, как:
разработка теории функционирования водных экосистем; установление механизмов формирования сообществ гидробионтов;
борьба с эвтрофированием и его контроль; анализ сукцессий видов; индикация состояния водных экосистем; биоманипуляции и
регулирование развития как отдельных видов, так и альго-бактериальных сообществ, а также других проблем водной экологии.

450

ГЛАВА 6.
ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ
ГИДРОЭКОЛОГИЯ
6.1. ФИЗИЧЕСКОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ
ВОДНЫХ ЭКОСИСТЕМ.
ОРГАНИЗАЦИЯ
МИКРО- И МЕЗОКОСМОВ
Для изучения действия отдельных факторов среды, имеющих как естественное природное, так и антропогенное происхождение, на водные организмы, их сообщества и взаимосвязи
между ними применяют физическое моделирование водных
экосистем. Экспериментально созданные, управляемые исследователем экосистемы выступают промежуточным звеном в методологической цепочке между натурными исследованиями и
лабораторными одновидовыми биотестами. В природных водоемах, как правило, сложно выделить влияние отдельных факторов. Все живые организмы и факторы среды там находятся в
тесном взаимодействии друг с другом. Отобранные в водоеме
пробы показывают следствие такого взаимодействия, но не позволяют выявить механизмы, приведшие к определенному результату. Одновидовые биотесты, напротив, выявляют прямые
связи между конкретным фактором и реакцией на него организмов какого-то вида, но исключают все биотические и абиотические взаимодействия, которые могут происходить в природе.
При создании искусственных экосистем исследователь имеет
возможность ограничить количество действующих факторов,
С. А. Курбатоваа, Н. А. Березинаb, А. С. Маврина
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской
академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: kurb@ibiw.ru; mavr@ibiw.ru
b
Зоологический институт Российской академии наук, 199034, СанктПетербург, Университетская наб., д. 1;
e-mail: Nadezhda.Berezina@zin.ru


а

451

регулировать их силу и определять состав биоты. Значение исследований в модельных экосистемах заключается не в их непосредственной имитации естественных систем, а в простоте и
удобстве работы при изучении реакций на уровне сообществ.
Экспериментальные экосистемы в зависимости от их величины называют микрокосмами или мезокосмами. Рекомендуют
искусственные системы, организованные в емкостях или прудах,
объемом менее 15 м3 и экспериментальные потоки длиной до
15 м называть микрокосмами, а экспериментальные системы и
потоки большего размера – мезокосмами (Crossland et al., 1992).
По способу набора живых организмов экспериментальные
экосистемы могут быть двух типов. Первые, так называемые,
микрокосмы Лефлера (Lefler, 1981, 1984; Giddins, 1982) или
смешанные культуры (mixed flask culture (MFC) (Stay et al.,
1989)) – это искусственные экосистемы, изначально содержащие
организмы, которые имеются в природном водоеме, и их количество и состав определяется случаем, а не экспериментатором.
Вторые, стандартизированные микрокосмы (standartized aquatic
microcosms (SAM) (Taub, 1984, 1989; Stay et al., 1989)), когда
набор видов организмов и количество особей каждого вида
строго определяется протоколом. В экологических исследованиях часто создают искусственные экосистемы комбинированного
типа, в них сообщества мелких организмов (планктонных, микроперифитонных) формируются по типу смешанной культуры, а
более крупные организмы (макробеспозвоночные, рыбы, высшие водные растения) вносятся в определенном количестве.
Микро- и мезокосмы можно организовать в емкостях различного объема (аквариумах, рыбоводных лотках, бетонных бассейнах и т.п.) и в прудах, а также изолируя отдельные участки в
природном водоеме, используя для этого полиэтиленовую пленку
или пластиковые конструкции. Такие “изоляты” могут включать
либо только водную толщу с ее обитателями, либо ограничивают
столб воды от поверхности до дна вместе с грунтом.
Для приближения условий проведения эксперимента к
природным следует учитывать ряд основных физических параметров среды. В случае размещения емкостей в помещении
необходимо наладить световой и температурный режим. Если
экспериментальные экосистемы располагают на открытом воз452

духе, то освещение и суточный ход температур будут естественными. Стоит иметь в виду, что вода в экспериментальных
экосистемах, организованных в емкостях относительно небольшого размера и расположенных на открытом воздухе, может в
течение суток нагреваться и охлаждаться в более широком диапазоне температур, чем в природном водоеме. Поэтому для
предотвращения резких суточных колебаний температур желательно емкости (аквариумы, лотки и т.п.) размещать в бассейне
с водой, в пруду или в прибрежной зоне водоема (фотовкладка,
фото 6.1).
При необходимости в модельных экосистемах организуют
проточность воды. Для создания нужной скорости потока или
обмена определенного объема воды опытным путем регулируют
скорость поступления воды и ее выхода из системы.
Микро- и мезокосмы заполняют природной водой или качество воды формируют искусственно. Например, показатель рН
можно менять и поддерживать с помощью ионообменных смол,
размещая их в экспериментальных экосистемах постоянно или
временно с какой-то периодичностью. Воду определенного минерального состава создают на основе дистиллированной или природной воды, добавляя нужные соли в необходимом количестве.
Численность и состав живых организмов, помещаемых в
экспериментальную экосистему, зависят от целей исследования.
Поскольку эксперименты с модельными экосистемами, как правило, долговременные, необходимо учитывать трофические связи между организмами разных уровней так, чтобы потребители
не испытывали нехватку пищевых ресурсов, а кормовые организмы успевали восстанавливать свое обилие, и система могла
существовать длительное время. Особого внимания заслуживают искусственные экосистемы, в которые предполагается включать рыб. Потребность рыб в корме велика, поэтому, стабильное
функционирование экспериментальной экосистемы с рыбами
можно получить только в системах большого объема (мезокосмах), с продуманной и правильно рассчитанной плотностью посадки рыб.
Хорошим модельным видом рыб для мезокосмов является
окунь, поскольку он легко приспосабливается к разным экологическим условиям и способен жить в небольших водоемах
453

(озерах и прудах), образуя монопопуляцию. При создании экспериментальной экосистемы рыбу лучше сажать в мезокосм на
личиночной стадии развития в период эндогенного питания. Это
необходимо для того, чтобы в начале формирования мезокосмов
влияние рыб на сообщества низших беспозвоночных было минимальным, процессы формирования экспериментальной экосистемы проходили плавно, и в меньшей степени зависели от рыб.
При таком подходе эффект плотности посадки рыб снижается и
включаются механизмы саморегуляции численности и биомассы в экспериментальной экосистеме. В результате можно изучать стабилизацию системы и анализировать основные закономерности ее формирования под влиянием растущей молоди рыб,
а также вести наблюдение за трофическими отношениями в экспериментальной системе. Кроме этого, есть возможность отбирать пробы растущей молоди рыб для изучения их развития
(Крыжановский и др., 1953), роста и питания.
В микрокосмах возможно использование мелких рыбок,
например, медака Oryzias latipes (Temminck & Schlegel).
Численность организмов в экспериментальных экосистемах должна быть в пределах той, что наблюдают в природе. Часто для получения выраженного эффекта целесообразно создавать обилие организмов разных групп ближе к верхней границе
этого диапазона. Например, при численности зоопланктона несколько экземпляров в литре трудно судить об изменениях в
видовом составе и состоянии сообщества в целом. Поэтому
наполняя микро- и мезокосмы природной водой, ее фильтруют
через сито (82–99 мкм), задерживающее зоопланктон, но пропускающее водоросли и микроорганизмы, которые попадают в
экспериментальные экосистемы. Зоопланктон впоследствии заселяют отдельно. Для этого в одну емкость (лоток или аквариум) налавливают зоопланктон так, чтобы была довольно большая численность планктона и разнообразный видовой состав.
Затем в экспериментальные экосистемы вносят одинаковые
объемы воды с этим “маточным” зоопланктоном. Необходимо
стремиться, чтобы в каждый микро- или мезокосм попадало
примерно равное количество зоопланктона, поэтому при зачерпывании очередной порции весь объем аккуратно перемешивают. Перемешивание не должно травмировать зоопланктон.
454

В природе численность зоопланктона может достигать нескольких сотен экземпляров в литре, но если у исследователя возникли сомнения, не слишком ли большая плотность планктонных
организмов создана в искусственных экосистемах, то начало
эксперимента можно отложить на 1–3 суток для стабилизации
численности и состава зоопланктонного сообщества.
Экспериментальные экосистемы могут содержать или не
содержать грунт. Грунт должен быть однотипным и вносится в
каждую искусственную экосистему в равном количестве. Надо
иметь в виду, что если грунт берется из природного водоема, то
однородность его состава трудно контролировать. На разных
участках природного грунта могут быть неравномерно распределены бентосные организмы и покоящиеся стадии различных
групп водных животных и растений, развитие которых во время
эксперимента может сказаться на результате. Включать или не
включать грунт в искусственную экосистему определяется целями эксперимента.
При заселении в микро- и мезокосмы организмов разных
видов и экологических групп необходимо учитывать их образ
жизни. Так, для донных организмов может потребоваться создание укрытия в виде помещенных на дно камней или, как для водяных осликов Asellus aquaticus (L.), мешочков из крупноячеистой сетки с листовым опадом, где они будут собираться и питаться. В целом, основные структурные характеристики (видовой состав, численность и биомасса отдельных групп) сообществ донных макробеспозвоночных служат хорошими показателями состояния грунта и придонного слоя воды в мезокосмах.
Для укореняющихся водных растений не всегда обязательно покрывать всю площадь дна грунтом. Растения можно
посадить в контейнеры или тазы. Важно все организационные
мероприятия проводить в каждой модельной экосистеме, чтобы
создать полностью идентичные условия. Например, если в одном варианте эксперимента предполагается наличие растений, а
в другом нет, то контейнеры с грунтом должны быть в каждом
микро- или мезокосме.
Поверхность микрокосмов небольшого объема, расположенных на открытом воздухе, целесообразно затянуть противомоскитной сеткой. Сетка будет предохранять от неконтролиру455

емого попадания в системы водных беспозвоночных, которые
могут быть хищными и при малых размерах модельных экосистем окажут дополнительное незапланированное влияние, а
также листьев и семян растений, часто мешающих отбору проб
и влияющих на гидрохимические показатели воды.
Исследование влияния различных факторов на отдельные
звенья и на функционирование водных экосистем в целом предполагает дальнейшую статистическую обработку полученных в
эксперименте результатов. Поэтому все варианты эксперимента
должны выполняться в нескольких повторностях, т.е. для одного варианта опыта создают несколько модельных экосистем (как
минимум три). Малое количество повторностей одного варианта
при анализе большинства получаемых показателей позволяет
применять только методы непараметрической статистики.
В случае изучения влияния химических веществ или каких-либо препаратов на водные организмы необходимо продумать дозировку и режим поступления исследуемого вещества в
искусственные экосистемы. Вещество можно вносить однократно, с какой-то периодичностью или в режиме постоянного поступления. Поддерживать постоянные концентрации веществ в
воде опытных экосистем можно с помощью дилютера (Виноградов, Тагунов, 1989) (фотовкладка, фото 6.2).
Длительность эксперимента и частота отбора проб определяется в зависимости от задач исследования и тех показателей, изменение которых контролируется в ходе работы. Если
отбор проб планируется с определенной периодичностью, то
количество организмов (рыб, моллюсков и др.), которые не могут восстановить свою численность в течение эксперимента,
должно соответствовать предполагаемому числу отбора проб, и
их изъятие не должно сказываться на функционировании системы в целом. Для ряда организмов или их сообществ удобно поместить в экспериментальные экосистемы искусственные субстраты. Например, формирование микроперифитона отслеживают на предметных стеклах. Для этого в начале исследования
помещают пенополистероловый поплавок с закрепленными на
нем в необходимом количестве стеклами. По ходу эксперимента
стекла извлекают для анализа.

456

Орудия лова и методы отбора проб применяют соразмерно величине экспериментальных экосистем и аналогично отбору
в природных водоемах.
Для взятия проб зоопланктона в микрокосмах небольших
размеров удобно использовать пробоотборник по типу “штемпель-пипетки”, позволяющий захватывать определенный объем
воды (фотовкладка, фото 6.3). С помощью пробоотборника воду
отбирают в нескольких (4–6) точках микрокосма, сливают в одно ведро и затем фильтруют через сачок со стаканчиком. Такая
интегральная проба репрезентативнее, чем взятая из одного места. В экспериментальных экосистемах большего объема для
сбора зоопланктона можно использовать специально устроенную планктонную сеть (фотовкладка, фото 6.4), которая имеет
форму цилиндра со стенками из мельничного газа, в нижней части которого под углом 90º прикреплен конус с планктонным
стаканчиком. Дно такой сети утяжеленное, металлическое.
К центру дна крепится штанга, более длинная, чем сеть в развернутом виде, которая служит ручкой. Сеть опускают на дно в
сложенном виде, затем поднимая верхнее кольцо, расправляют
цилиндрическую сеть, что позволяет “вырезать” столб воды
вместе с зоопланктоном. Вытащив из воды, сеть наклоняют,
концентрируют пробу в стаканчике и сливают во флакон. Зная
диаметр сети и высоту столба воды, определяют объем. Если
глубина мезокосмов больше, чем размер сети, сеть опускают в
воду на такую глубину, чтобы при закрытии верхнее кольцо достигало поверхности воды. Для этого на центральной штанге
делают метку. Таким образом, будет отобрана проба зоопланктона в определенном (в зависимости от размера сети, например,
1 м) слое воды от поверхности.
В экспериментальных экосистемах большого объема для
отбора проб зоопланктона можно применять планктонную сеть
Джеди или другие стандартные орудия лова.
Сбор бентосных проб в мезокосмах, как и планктонных,
проводят каждую неделю или в отдельных случаях каждые
10 дней. Применяют различные орудия лова, выбор которых
зависит от типа грунта, площади и глубины емкостей. В мезокосмах с мягким грунтом (ил, илистый песок) используют трубчатые или коробчатые пробоотборники площадью 10, 50 или
457

100 см2. Пробы отбирают из разных зон мезокосма, в трех–
шести точках. Одним из наиболее часто используемых пробоотборников является штанговый трубчатый дночерпатель Мордухай-Болтовского (фотовкладка, фото 2.2, 2.16), который предназначен для количественного учета зообентоса в мелководных
зонах водных объектов с глубиной до 2.5 м. Грунт отфильтровывают через сито 250–500 мкм, возвращая его в мезокосм, а из
оставшейся на сите пробы выбирают беспозвоночных под бинокуляром. На твердых грунтах или при отсутствии грунта для
учета макробеспозвоночных используют полихлорвиниловые
пластины площадью 400 см2, которые, в количестве не менее
трех, помещают в различные зоны лотка и в дату отбора проб
проводят смыв беспозвоночных с пластин чистой водой. Для
хранения пробы зообентоса помещают в герметичные пластиковые пакеты, вкладывают этикетку и фиксируют 4%-ным формалином (в случае моллюсков – смесью формалина и извести 9:1)
или 70%-ным спиртом.
В лаборатории донных беспозвоночных разделяют по
группам: Plathelmintes, Oligochaeta, Hirudinea, Gastropoda,
Bivalvia,
Amphipoda,
Isopoda,
Trichoptera,
Odonata,
Ephemeroptera,
Coleoptera,
Megaloptera,
Chironomidae,
Ceratopogonidae и прочие. Затем считают и взвешивают на весах, предварительно обсушивая их на фильтровальной бумаге.
Средние показатели биомассы и численности пересчитывают на площадь (1 м2 или 1 дм2). Все измеренные параметры
выражают как среднее арифметическое значение ± стандартная
ошибка (± SE) при n >3. Основным методом статистического
анализа полученных данных является дисперсионный анализ.
Как правило, перед анализом первичные данные подвергают
логарифмической или иной трансформации (Sokal, Rohlf, 1995).
Для множественного сравнения средних используют критерий
значимой разницы (Tukey's HSD), для сравнения двух выборок ‒
t-тест Стьюдента. При малом количестве повторностей или невозможности удовлетворить все условия для применения дисперсионного анализа, применяют непараметрические тесты и
коэффициенты корреляции (Крускал-Уоллиса и U-тест МаннаУитни).

458

При отборе рыб в ходе эксперимента их число в одной
пробе зависит от общего количества изначально посаженных
личинок в мезокосм. Если изучается рост, то количество рыб в
пробе не должно влиять на генеральную совокупность и сдвигать модальные значения изучаемого признака. Из опыта, эта
величина составляет ~0.4% общего количества личинок или
мальков, посаженных в экспериментальную экосистему. Для
оценки значимости различий по темпу роста и оценки распределения значений признака на модальность, необходимо отбирать
по 25 экземпляров. Общее число проб зависит от скорости развития и роста молоди рыб определенного вида. Как правило,
изометрический рост рыб заканчивается к концу 60-х суток от
момента их рождения. Отбор проб осуществляют через 6 дней
до 30-х суток от начала эксперимента. В дальнейшем интервал
может быть увеличен до 12 дней. Таким образом, общее число
проб зависит от продолжительности эксперимента и может достигать 10-ти в первые три месяца жизни. Для изучения других
показателей, время отбора проб и количество организмов в пробе может быть другим.
Для изучения спектра питания сеголеток рыб отбор проб
из мезокосмов необходимо проводить во время их интенсивного
питания. Информация о содержимом желудков рыб в этот период важна для оценки влияния молоди рыб на численность и
структуру зоопланктона и макробеспозвоночных и позволяет
правильно интерпретировать происходящие изменения в сообществах планктона и бентоса экспериментальных экосистем.

459

6.2. ИЗУЧЕНИЕ ЭКОЛОГОЭВОЛЮЦИОННЫХ АДАПТАЦИЙ
ВЕТВИСТОУСЫХ И ДРУГИХ
РАКООБРАЗНЫХ
В ЛАБОРАТОРНОМ ЭКСПЕРИМЕНТЕ
Эксперимент – есть эксперимент.
А. и Б. Стругацкие
Во всех отраслях естествознания переход от пассивного
накопления знаний (феноменология) к формулированию и проверке гипотез (исследование механизмов явлений) был связан с
появлением эксперимента в строго контролируемых условиях,
как метода получения воспроизводимых и репрезентативных
данных, а также выявления причинно-следственных связей. Воспроизводимые результаты – наследие корреляционной экологии,
артефакты, которые не увеличивают наше понимание, возможности прогнозирования и управления. Репрезентативные результаты отражают функциональную связь, каузацию.
Эксперимент – это сложное в планировании, дорогостоящее и трудозатратное в реализации исследование, результаты которого практически невозможно опровергнуть без проведения
параллельных работ в другой лаборатории на более строгом теоретическом и методическом уровнях.
Ввиду крайне широкого спектра экспериментальных работ
нельзя сформулировать четкий алгоритм действий в лаборатории, но можно описать ряд критически важных моментов, которые позволяют получать не только воспроизводимые, но и репрезентативные результаты. Полевые сборы должны репрезентативно отражать генеральную совокупность и быть дополнены
максимально возможным числом измеренных абиотических и


В. К. Чугунов
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: vlad.tchougounov@gmail.com
460

биотических параметров среды. Полевой исследователь старается никак не влиять на получаемые данные. Лабораторные эксперименты принципиально отличаются: исследователь принудительно стабилизирует параметры среды на выбранном уровне, а
результатом эксперимента является разница между вариантами с
изучаемыми дополнительными воздействиями и контрольными
вариантами. Следует уточнить, что изучаемая система находится
в среде со стабильными параметрами, которые могут не являться
факторами изменений в системе. С распространением корреляционного анализа в экологии разница между терминами “параметры среды” и “факторы” утерялась.
С середины прошлого века дафнии становились все более
заметным объектом эколого-эволюционных исследований
(Lampert, 2011; Ebert, 2022) благодаря их экологической значимости, удобству работы с ними и очень разнообразным адаптациям
(Colbourne et al., 2011), в первую очередь, благодаря работам
Винфрида Ламперта и его учеников (Stibor et al., 2021).

ДИЗАЙН ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО ИССЛЕДОВАНИЯ
Главная причина получения нерепрезентативных результатов эксперимента – это выбранная схема исследования, которая
определяет 90% артефактов и 10% остается на интерпретацию
данных. Сама же схема эксперимента определяется уровнем
наших знаний, представлений и сформулированных гипотез об
изучаемой системе и действующих факторах. Очень велика роль
и материально-технического оснащения лаборатории.
Планирование работ начинается с подбора условий для содержания и/или размножения исследуемых животных, которые
не будут мешать изучаемым процессам за время экспозиции.
Контрольные условия, включающие абсолютно все абиотические
и биотические параметры эксперимента, но без изучаемого воздействия формируют Отрицательный (негативный) контроль.
Если в эксперименте вносятся растворы (липофильные, малорастворимые вещества и пр.) или суспензии (водоросли, частицы и
пр.), необходимо либо провести предварительное исследование,
включающее равную дозу растворителя, либо во всех исследова-

461

ниях добавлять его в отрицательный контроль, цель которого показать отсутствие влияния условий эксперимента на изучаемый
процесс.
Второй необходимый контрольный вариант эксперимента
– положительный (позитивный), который должен показать, что
исследуемые организмы вообще могут реагировать на выбранное
воздействие, в идеале – 100% особей (EC100, ED100).
Количество вариантов (концентраций, доз и времени воздействия) для исследования эколого-эволюционных адаптаций
должно сформировать представление об изучаемом процессе в
виде графика монотонной зависимости. В сложных случаях зависимость может быть би- и полимодальной (т.н. “пила”), но такие
результаты должны быть подтверждены отдельно, в большинстве же случаев это просто артефакты. Количество особей в каждом варианте зависит от сложности, стоимости и времени работ,
поэтому не может быть жестко определено, но надежнее уменьшить количество одновременно поставленных вариантов эксперимента до 3–4, чтобы увеличить количество особей до 20–30–50
в каждом варианте, а во избежание псевдоповторностей, следует
повторить весь эксперимент трижды, перемежая работу другими
исследованиями. Здесь необходимо также учесть скорость обработки живых рачков оператором (подсчет, измерения, фиксация),
т.к. быстро размножающиеся рачки не будут ждать, когда исследователь вернется с обеденного перерыва.

Объект
Животные, используемые в эксперименте, должны быть
удобны. Это означает краткосрочность и относительную простоту протокола исследований. Для исследований адаптаций холодолюбивых и пелагических локальных популяций требуется
гораздо больше технических решений, нежели для исследования
обитателей луж и прудов. Большинство работ может быть проведено на модельных организмах, клонах и культурах, на которых
есть отработанные репрезентативные методики, уже получено
много данных для сравнения со своими результатами, известен
аннотированных геном.
Для представителей родов Daphnia, Moina, Ceriodaphnia
наряду с Artemia, Streptocephalus, Triops, Parhyale hawaiiensis,
462

Hyalella azteca, Procambarus virginalis отработаны протоколы исследований и получено множество данных. Стоит отметить, что
ветвистоусые рачки (Innes, Hebert, 1988) и мраморные раки
(Martin et al., 2007, Vogt et al., 2008) размножаются апомиктическим партеногенезом, в то время как Artemia parthenogenetica обладает аутомиксисом (Boyer et al., 2023). При наличии известной
или возможной генетической компоненты изучаемых параметров,
необходимо увеличить выборку, либо предварительно проверить
этот фактор увеличения дисперсии и модальности результатов.
Генетическая однородность потомства при клональном
размножении очень полезна для стандартизации результатов экспериментов, однако эпигенетическое наследование признаков
(материнские эффекты) часто играет не меньшую роль
(LaMontagne, McCauley, 2001; Bossdorf et al., 2008; Vogt, 2023).
Ракообразные (в т.ч. Шестиногие) обладают всеми известными
молекулярными механизмами (Epigenetics: linking genotype …,
2011) передачи информации, определяющей фенотип (расширенный фенотип – морфологию, физиологию, параметры жизненной
стратегии) потомства в череде поколений. Для дафний было показано наследование метилирования генов как минимум в двух
поколениях (Vandegehuchte et al., 2010), следовательно, первым
этапом эксперимента должна быть подготовка животных к экспериментальным манипуляциям в условиях негативного контроля
два и более поколений. Использование визуально одинаковых короткоцикловых животных из накопительной культуры для получения воспроизводимых и репрезентативных данных не рационально. Для долгоживущих Malacostraca вся культура должна содержаться в условиях, поддерживающих экспоненциальный рост
популяции, с регулярным обслуживанием и прореживанием и без
конкуренции за ресурсы и, как следствие, без естественных колебаний численности.
Культуры модельных животных для исследований необходимо получать из проверенных источников, активно работающих
научных лабораторий, т.к. часты ошибки зоологического определения, а различия в адаптациях между популяциями могут быть
количественными и качественными. Для исследования адаптаций локальных популяций и их сравнения можно использовать

463

животных, пойманных в природе, но эффективнее получать культуры из латентных яиц, если они есть. Оба варианта несут возможность получения нерепрезентативной выборки генотипов из
популяции. Природные особи часто инфицированы (Ebert, 2005)
и покрыты эпибионтами, эктосимбионтами, которые в зависимости от условий содержания могут быть и нейтральными, и смертельно опасными (Brown et al., 2012; Edgerton et al., 2002;
Longshaw, 2016). Пойманные в природе кладоцеры часто покрыты инфузориями (Vorticella), коловратками (Brachionus
rubens), ихтиоспоридами (Amoebidium). Полностью линяющих
планктонных животных легко очистить от этих и подобных эпибионтов за 2–3 линьки с ежедневным пересаживанием в новую
среду и добавлением суспензии инертного субстрата (гидролизный лигнин, коллоидный диоксид кремния) или просто большого
количества пищи, создавая избыток поверхностей для прикрепления и осаждения. С бентосными и частично линяющими рачками могут возникать весьма отложенные проблемы: через 6 месяцев после введения в культуру пойманных Ilyocryptus в культуре появились и массово развились олигохеты, а у Cyclestheria
(не образующая латентных яиц популяция) через 9 месяцев
устойчивого массового размножения в трех параллельных культурах возникла грибковая инфекция. Сложно сказать, может ли
Amoebidium персистировать исключительно в полости кишечника крупных дафний, но при отсаживании молоди в новую
среду сразу после выхода из выводковой сумки, в дальнейшем в
культуре он никогда не обнаруживался, в то же время особи длительных лабораторных культур Isopoda и Amphipoda часто покрыты его слоевищами.
Для надежного введения в культуру и изучения удаленных
локальных популяций успешно применяется проращивание латентных яиц из проб грунта, предложенное Фридрихом М. Брауэром и его предшественниками (Brauer, 1872) и массово примененное Георгом О. Сарсом (т.н. метод Сарса, Van Damme,
Dumont, 2010). Стратегия сбора проб грунта должна учитывать
особенности откладки и распространения эфиппиумов и латентных яиц: плавучесть и прилипание к поверхности воды при соприкосновении с воздухом из-за структуры поверхности или прилипание к субстрату клейкими оболочками (Brendonck, Riddoch,
464

1999; Bernatowicz et al., 2018). Так для эфиппиумов озерных дафний характерно скопление в ветровых наносах у уреза воды осенью, а наибольшая плотность эфиппиумов моин – в самой глубокой части луж, в которой популяции оставалась дольше. Большинство же яиц пассивно опускается на дно с учетом распределения популяции и течения, поэтому перспективнее отбирать ил
с детритом из литорали, а не чистый песок из русловой части.
Транспортировка проб грунта в лабораторию из временных
водоемов аридных экосистем не представляет трудностей, все
животные приспособлены и к высушиванию, и к значительному
перегреву (Макрушин, 1985; Martin et al., 2016). Для обеспечения
жизнеспособности яиц популяций ракообразных высоких широт
и обитателей пелагиали, не адаптированных к высыханию, возможно строгое соблюдение холодовой цепочки, постоянной
влажности грунта и избегания аноксигенных микробиальных
процессов. Для многих изученных случаев рекомендовано хранить пробы исключительно в сухом виде (Martin et al., 2016). Для
оптимизации проращивания латентных яиц пробу можно разделить на инертный песок, крупный растительный детрит и среднюю фракцию, более богатую яйцами. В наших экспериментах
очень хороший результат давало длительное промывание средней фракции в струе холодной водопроводной не хлорированной
воды и дальнейшая инкубация в среде культивирования, а не в
дистилляте, как рекомендовали авторы XIX века. Универсальным прямым или косвенным стимулом к активации латентных
яиц служит яркий свет и длительный фотопериод, что чревато
быстрым обрастанием стенок сосуда водорослями, грибами и цианобактериями, которые ингибируют дальнейший выклев
(Santangelo et al., 2011; Schwartz, Hebert, 1987; Ślusarczyk et al.,
2019; Vandekerkhove et al., 2005; Zhai et al., 2024). В случае необходимости пробу следует высушить и после хранения в холодильнике от двух недель или морозильнике провести промывку и
инкубацию вторично.
Для уверенного поддержания лабораторных клонов Daphnia, Ceriodaphnia необходимо дублировать культуры при разных
температурах. Содержание линий Moina, которые легко переходят к гамогенезу, в накопительной культуре не гарантировано,
т.к. можно пропустить образование латентных яиц и их выклев.
465

Большинство популяций кладоцер можно подвезти к образованию латентных яиц (Doma, 1979; Alekseev, Lampert, 2001; LaMontagne, McCauley, 2001) и хранить в сухом или влажном виде при
+4 ºC десятилетиями.

Холобионты
Вторым доводом значительно увеличивать сроки проведения исследования и содержать несколько поколений экспериментальных животных в условиях негативного контроля – формирование и стабилизация кишечного микробиома, который является
обязательным компонентом здоровых культур ветвистоусых
(Gorokhova et al., 2015; Sison-Mangus et al., 2015; Callens et al.,
2018; Akbar et al., 2022), артемии (Nougué et al., 2015; Holt et al.,
2024) и Malacostraca (Foysal, 2023). Микробиом помогает в переваривании и ассимиляции пищи, синтезе необходимых веществ,
влияет на адаптации к абиотическим (Nougué et al., 2015) и биотическим параметрам среды (Callens et al., 2016), формирует иммунитет и может препятствовать инфицированию организма хозяина (Hernández-Pérez, Söderhäll, 2023). Не все клоны и культуры
жизнеспособны без микробиома и даже бактериальные монокультуры значительно изменяют физиологию рачков (SisonMangus et al., 2015; Peerakietkhajorn et al., 2016). Сложность взаимодействий в прокариотном и эукариотном микробиоме (положительные, нейтральные, отрицательные связи, каскадные изменения, чувство кворума, образование биопленок и прочее) может
частично объяснить изменения в параметрах жизненной стратегии раков при изменении условий обитания, при введении в культуру пойманных в природе особей и в различных экспериментах.
В стабильных лабораторных условиях микробиом очевидным образом обедняется, что сужает возможности адаптации культур к
изменениям среды и новым воздействиям, но позволяет получать
в экспериментах данные с минимальной дисперсией.
Проблемы с культивированием в лаборатории Daphnia gr.
atkinsoni, Moina lipini, Ceriodaphnia laticaudata (наши данные) и
некоторых других, вероятно, также связаны перестройками в кишечном микробиоме.

466

Вода
Средой для проведения экспериментов может быть и природная вода (с уже имеющимся фито-, бактерио- и протозойным
планктоном или фильтрованная), и отстоянная водопроводная, и
искусственная среда на основе дистиллята и чистых солей, в порядке увеличения воспроизводимости и репрезентативности результатов. Самая простая искусственная среда, обеспечивающая
физиологические потребности ракообразных – ADaM (Klüttgen et
al., 1994). Основа этой среды – “морская соль”. Современные рецептуры приготовления морской соли для аквариумистики используют чистые вещества, а не соль, полученную выпариванием
морской воды. Такая соль растворяется без осадка, если хранится
в сухих условиях, но после отсыревании в ней могут образовываться нерастворимые комплексы/гранулы. Рецептуры коммерческих продуктов закрыты и могут содержать разное количество
хелаторов, коллоидных вещество и пребиотиков, от которых может изменяться результат экспериментов. Морскую соль следует
растворять в большом объеме воды при постоянном перемешивании, а добавление остальных компонентов (строго после полного
растворения соли) не должно приводить к помутнению раствора
и выпадению осадка. Морская соль с пометками “для рифовых
аквариумов, кораллов” содержит повышенную щелочность.
Самыми удачными рецептами искусственных сред для экспериментов являются M4 (Elendt, Bias, 1990) и COMBO (Kilham
et al., 1998). COMBO рекомендована для самых чувствительных
исследований регуляции экспрессии генов (Colbourne et al.,
2011). Для приготовления сред можно использовать воду I и
II типа, но не дистиллят. В нашей практике очень хорошо зарекомендовало себя использование комбинации последовательно стадий обратного осмоса водопроводной воды и дистилляции: гарантированное минимальное количество органики и электропроводность на уровне воды II типа. Самой же распространенной
практикой является использование отстоянной водопроводной
воды. Сезонные различия в ионном составе водопроводной воды
дополняются разным составом органики и биоты от простейших
до ракообразных и олигохет, что негативно сказывается на воспроизводимости результатов экспериментов.

467

Отстаивание механически фильтрованной (картридж на
1 um или ультрафильтр) воды должно проходить:
1) строго в темноте во избежание развития фототрофов, которые
не только потребляют макро- и микроэлементы, но и выделяют органику и формируют микробиом;
2) при постоянной обильной аэрации;
3) при постоянной механической фильтрации на тонковолокнистых (нетканых) материалах;
4) в сосуде из инертных материалов в присутствии точек кристаллизации (автоклавированная коралловая крошка, известковый осадок предыдущих циклов отстаивания).
Критериями завершения отстаивания должны быть не
время, а стабилизация электропроводности и отсутствие пены
(мелких пузырьков воздуха под поверхностью воды после интенсивного встряхивания). Перед использованием в тонких экспериментах отстоянная вода должна быть профильтрована через мембранный фильтр <1 мкм.
Критически важным для ракообразных является содержание Se4+ (Keating, Dagbusan, 1984), который потребляется кладоцерами прямо из воды, и по которому дефицитны большинство
пресных вод. Критерием хронического дефицита селена у кладоцер является нарушение линьки половозрелых особей, когда рачок не может быстро и полностью сбросить экзувий и погибает
до следующей линьки, а при острой нехватке обламываются щетинки вторых антенн. При использовании отстоянной водопроводной воды для увеличения продолжительности жизни кладоцер необходимо титрование добавления селена. В наших исследованиях дополнительное внесение селена ⅓–½ от дозировки по
ADaM не были токсичными и решали проблемы с линькой.
Добавление в среду витаминов группы B (Kilham et al.,
1998), по всей видимости, не имеет прямого действия на организм
кладоцер, но играет роль пребиотика.

Пища
Размерный и химический составы, распределение пищевых
частиц в емкости должны обеспечивать потребности рачков по
анализируемым параметрам за время эксперимента. Для разных

468

целей эксперимента возможно использование различных источников пищи (Lampert, 1987).
Золотым стандартом, оптимальной пищей для большинства
фильтраторов является выращенная аксеничная монокультура зеленых водорослей (Scenedesmus, Chlorella, Chlamydomonas), собранная на стадии экспоненциального роста и использованная в
течение 1–3 суток. Физиология и состав даже очень близких таксонов и штаммов водорослей может сильно изменяться от условий
культивирования (Algal culturing …, 2005). Необходимо учитывать, что зачастую пища может лимитировать физиологические
процессы (Abrusán et al., 2007; Laine et al., 2024).
Возможно применение коммерческих сухих порошков водорослей и цианобактерий, сухих или прессованных хлебопекарных дрожжей, и других измельченных кормов в ситуациях, где
это возможно и оправдано, т.к. плодовитость кладоцер на такой
диете очень низкая и спорная репрезентативность результатов.
Для Malacostraca, щитней и других всеядных раков рекомендуем
использовать коммерческие корма для индустриальной аквакультуры ведущих производителей с высоким содержанием белка в
комбинации с живыми растениями.

Оборудование, посуда и подготовительные исследования
Материально-техническая обеспеченность лаборатории –
необходимое, но не достаточное условие получения воспроизводимых и репрезентативных результатов. Необходимы регулярный контроль и проверка работы оборудования, отработка и
апробация методик.
Климатическая камера с принудительной циркуляцией
уменьшает разницу температур внутри камеры, но если поток воздуха неравномерно касается поверхности воды в группе емкостей,
то в них создается значимый градиент температуры, который сказывается на скорости метаболизма и параметрах стратегии жизни.
Также важна и влажность (теплоемкость) воздуха в камере. Велика
роль и метода управления термостатом: ПИД-регуляция поддерживает заданную температуру, а метод Вкл-Выкл создает колебательный температурный режим. Так же важна температура и в лаборатории, где установлена климатическая камера, т.к. необходимое отрывание дверей неизбежно сказывается и на температуре в
469

камере. В большинстве климатических камер для охлаждения используются холодильная установка с компрессором, который создает вибрацию, достаточную для индукции гаметогенеза у дафний (наши данные), а создаваемая на мешалке турбулентность может вызывать образование защитных структур у дафний (Laforsch,
Tollrian, 2004). Частота и продолжительность включения компрессора зависит от установленной в камере температуры и от разницы
температур в камере и лаборатории, которая меняется от времени
года и может опосредованно по-разному влиять на физиологию
животных в экспериментах разных сезонов.
Освещение (освещенность, спектр, фотопериод) и температура влияют не только на распределение и поведение ракообразных (Haney, 1985), но и на физиологию водорослей (пищи).
Многоразовая стеклянная посуда перед экспериментом
должна быть отмыта как в кислой среде – от неорганических отложений, так и в щелочных – от белков и липидов, что особенно
важно при исследовании механизмов действия липофильных веществ, которые легко выпадают на загрязненные поверхности.
В этих случаях применение пластиковой посуды просто исключено.
Для планктонных рачков, эволюционно редко контактирующих с поверхностью воды (Daphnia, Bosmina), характерно прилипание к пленке воды при высыхании раковины во время микроскопирования или в присутствии избытка липофильных веществ, источниками которых могут быть водоросли и тела погибших рачков, водопроводная вода (технологическая смазка), но
чаще – это жир с рук исследователя. Прилипших к поверхности
рачков можно попробовать “утопить” механически, но эффективнее прицельно попасть на рачка каплей культуральной воды из
пипетки. Применение цетилового спирта (Desmarais, 1997) стоит
избегать, т.к. его действующие концентрации имеют негативное
влияние на физиологию рачков.
Больше половины всех наших исследований были направлены на отработку методики, определению граничных условий и
эффективных концентраций пищи и действующих веществ.
Большое значение имеет проверка температурной гомогенности
и освещенности выбранной зоны климатической камеры для
предотвращения краевых эффектов.
470

ПРОВЕДЕНИЕ ЭКСПЕРИМЕНТА
Пересаживание / хэндлинг
Пересадки животных в эксперименте необходимо для создания и поддержания одинаковых условий среды. Фильтраторы
агглютинируют, осаждают и частично переваривают клетки водорослей и другие пищевые частицы, все раки выделяют аммоний и другие продукты метаболизма. Регулярное пересаживание
в новую среду с определенным уровнем пищи должно проводиться подходящими инструментами быстро и аккуратно, чтобы
не стрессировать и не повреждать достаточно хрупких животных.
Для округлых цериодафний и моин идеально применять стеклянные капиллярные трубки немного большего диаметра, чем раковина рачков, а для дафний, особенно с защитными структурами,
диаметр пипетки должен значительно больше, т.к., если дафния
при пипетировании попадает поперек трубки, в лучшем случае
обламывается хвостовая игла, а в худшем – сминается вся раковина и наносятся другие травмы несовместимые с жизнью. Полимерные пастеровские пипетки не оптимальны: плохая прозрачность (животных плохо видно, сложно пересчитать и идентифицировать) и неровность липофильных стенок (часто прилипают к
рельефу внутренней поверхности), плохая гибкость и эффект памяти груши (медленный отклик при поимке). Самодельная комбинация цилиндрической стеклянной трубки необходимой
блины и отрезка мягкой силиконовой трубки (не ПВХ) в качестве
груши значительно упрощают работу. Объем груши не должен
превышать объем трубки.
Обращение с пипеткой для пересаживания планктонных
рачков требует некоторой практики. Для удобства необходимо
чуть ниже уровня глаз оператора создать темнопольный эффект:
яркий источник света горизонтальной полосой освещает стаканчик с водой и рачком, но не светит в глаза. Пипетку нужно опускать в воду и держать под углом к стенкам стаканчика, так
меньше вероятность раздавить объект до поимки. Проводя стаканчик вертикально через полосу света, нужно подвести кончик
трубки пипетки над рачком, затем одновременно опустить пипетку на уровень рачка и разжать грушу. Желательно выдавить

471

из пипетки излишек воды вокруг рачка и быстро перенести в заранее подготовленный, подписанный стаканчик. Такая методика
позволяет пересаживать индивидуально 15–20 рачков в минуту.
Для пересаживания более крупных раков самый удобный
инструмент – пластиковая ложка подходящего объема. При использовании пластиковых пастеровских пипеток и ложек необходимо обработать их в пламени, т.к. методом штамповки получаются очень острые углы и швы. Следует избегать использования
травмоопасных сачков с достаточно крупной ячейкой, чтобы в
нее могли попасть конечности.

Стандартизация и рандомизация
Важными целями отработки методики проведения эксперимента в условиях негативного контроля являются стандартизация эпигенетического наследования, микробиома кишечника
рачков и отработка навыков работы исследователя с животными.
Невозможно получить для эксперимента абсолютно идентичных животных, даже размножающихся апомиксисом: у
Procambarus virginalis диаметр яиц в одной кладке может отличаться в два раза (наши данные), а масса, следовательно, восемь.
У всех животных с разделенными гермарием и вителлярием яйцеклетки на стадии трофоплазматического роста находятся в разной степени контакта с питающими клетками, что хорошо видно
на примере дафний среднего возраста с максимальной численностью кладок – часть тетрад вообще не имеет прямого контакта со
стенками яичников. Единственное решение – рандомизированно
распределить молодь по вариантам и контролям в эксперименте.
Это тоже задача довольно сложная, т.к. исследователь при свободном выборе рачков, плавающих в чашке Петри, будет в
первую очередь ловить самых крупных и подвижных. Поэтому
чашку Петри на стадии рассаживания нужно заменить на камеру
Богорова и ловить рачков строго по порядку в желобе камеры.
Для исследований факторов индукции гамогенеза у моин
мы приняли такую схему распределения новорожденных самок
между негативным контролем и двумя вариантами эксперимента:
при модальной численности первой кладки в 16 самок из каждой
кладки по одной моины рассаживались из камеры Богорова в кон-

472

троль и в каждый вариант эксперимента последовательно. Это гарантирует проверку особей одной кладки на индукцию гамогенеза до эксперимента и максимально рандомизирует молодь
между вариантами.

Сложности и перспективы
Изменяя один параметр среды в эксперименте невозможно
зафиксировать все остальные параметры на прежнем уровне.
Очень важно в каждом конкретном случае уметь отличать или
разделять на вклады прямые эффекты, например, изменения температуры воды и косвенные: через гидрохимию, скорость оседания пищи, перестройки в микробиоме.
Необходимо признать, что исследователь является частью
проводимого им эксперимента (наряду с рачками и пищей в воде,
в стакане и в климатической камере) и может вольно или невольно
вносить изменения в получаемые данные еще до их интерпретации. Частично это решается разделением труда экспериментатора,
который проводит эксперимент и оператора, который не знает, где
контрольные варианты, а где исследуемые воздействия.
Следующая часть пути получения репрезентативных результатов – совмещение в одном исследовании первичных данных различного типа: морфология особей, прижизненные физиологические параметры (соотношение RNA/DNA, скорость сердцебиения и индивидуального потребления кислорода), биохимические показатели, измерение и регуляция (получение ГМО-нокаутов) экспрессии генов, связанных с изучаемыми параметрами
(Santos et al., 2024).
Романтика полевых исследований имеет свои положительные стороны, но только в строго контролируемых условиях уютной лаборатории можно регулярно получать воспроизводимые и
репрезентативные данные, которые вскоре позволят нам управлять экосистемами разного уровня организации.

473

ГЛАВА 7.
ОБОРУДОВАНИЕ ДЛЯ СБОРА
И ОБРАБОТКИ
ГИДРОБИОЛОГИЧЕСКИХ ПРОБ:
ТРАДИЦИИ И ПЕРСПЕКТИВЫ
За свою более чем столетнюю историю гидробиологическая наука накопила внушительный арсенал оборудования для
отбора и обработки проб водных организмов. На сегодняшний
день возможно достаточно четко разделить их на две основные
группы:
1. Непосредственные методы (классические), при этом происходит отбор гидробионтов из их естественной среды для последующего исследования
2. Дистанционные методы, при этом мы получаем только информацию о гидробионтах (видео, сонограммы, акустическую).
Условно к дистанционным методам относится анализ извлеченной из водной среды ДНК
В последние десятилетия активно развиваются дистанционные методы получения информации. При этом производится
видео, сонарное, акустическое обследование водных объектов с
последующей обработкой материалов, результатом чего является
численность гидробионтов, в том числе и их видовой состав.
До последнего времени развитие метода сильно сдерживало несовершенство программных алгоритмов распознавания образов,
при этом вариант распознавания оператором также возможен, но
крайне мало производителен. И только появление машинных методов, основанных на алгоритмах по технологии нейросетей,


М. О. Дудаков
Институт биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина Российской академии наук, 152742, пос. Борок, Ярославская обл., Некоузский р-н,
д. 109; e-mail: mike814@yandex.ru
474

дали дистанционным методам реальную эффективность, сопоставимую с традиционными. Следует отметить высокий потенциал развития этих методов именно благодаря быстрому совершенствованию машинных алгоритмов распознавания образов.
Условно дистанционным методом является анализ извлеченной из водной среды ДНК. Метод имеет высочайшую чувствительность, совершенно недостижимую другими методами и
идеально подходит для случаев, когда интересующий гидробионт имеет очень низкую численность, например, после вселения. К недостаткам метода, кроме высокой стоимости, можно отнести неоднозначность оценки вариабельности генома: это другой вид или мутация – получить однозначный ответ в каждом
конкретном случае пока не представляется возможным.
Однако до настоящего времени наиболее распространены
классические методы сборов. Перечень приборов и приспособлений непосредственных методов будет иметь не менее сотни
наименований, они позволяют решать широкий круг задач по отбору и обработке проб для анализа количественного и качественного состава гидробионтов во всех типах водных объектов. Конструкции основных приборов – дночерпателей, батометров,
планктонных сетей – многократно оптимизировались и на сегодняшний день являются простыми, надежными и эффективными,
а сами приборы используются в большом количестве методик.
К сожалению, несмотря на высокую надежность самих
приборов, опыт эксплуатации и, особенно, контроль их работы
водолазным методом выявил ряд серьезных проблем, практически не устранимых в классическом конструктиве такого оборудования (Elliott, Drake, 1981). Из основных хотелось бы выделить
следующие:
1. Отсутствие контроля за точным положением прибора (глубина, угол наклона) при срабатывании, вследствие быстрого
течения, сноса судна и т.д. (фото 7.1).
2. Не учитывается мозаичность конкретного участка дна.
3. Скорость перемещения некоторых гидробионтов (например,
амфипод) сравнима со скоростью погружения дночерпателя
или трала, и они просто уплывают от него.
4. Для полноценной работы на глубинах более 40–50 м и при
дрейфе судна требуется высокая квалификация оператора.
475

Эти причины способны
привести к искажению на десятки процентов реальной информации о пробе и последующей аппроксимации ее на большую площадь.
Одна из апробированных
возможностей совершенствования классического оборудования
для пробоотбора, в частности,
дночерпателей – дооснащение
приборов современными средствами для логгирования (глубина, наклон и т.д.), исполниФото 7.1. Дночерпатель зна- тельными механизмами с возчительно отклонился от вертиможностью автономного срабакальной оси, полученная
тывания, а также комплектовапроба будет некорректна.
ния средствами видеоконтроля
ландшафта дна при работе. При этом происходит эффективное
сочетание надежного устройства, которое используется во многих методиках, и современных средств для обеспечения правильности срабатывания и фиксации основных параметров при этом.
Такое сочетание позволяет практически гарантировать корректность отбора и значительно снизить требования к квалификации
оператора.
По такой схеме была проведена модернизация дночерпателя ДАК-250, на который был установлен электромеханический
исполнительный привод и акселерометр, управляемый современным микроконтроллером. Осуществлена серия натурных испытаний и работ в акватории Ладожского озера. Модернизированное
устройство позволило уверенно отбирать пробы на глубинах до
200 м и/или в сложных метеоусловиях, с контролем угла вхождения в грунт, фиксацией точной глубины (до 1 см) и температуры.
Прибор работает с использованием самого обычного троса и сам
определяет момент срабатывания после окончания торможения в
грунте, гарантированно не реагируя на рывки троса, волнение
судна и т.д. На борту полученные данные передаются на телефон/ноутбук оператора посредством Bluetooth для последующей
476

обработки. С работой на модернизированном устройстве уверенно справлялись студенты, проходящие практику, при этом для
работы с типовым ДАК-250 на глубинах более 50 м требуется высочайшая квалификация оператора. Фактически от человека требуется только быстро стравливать трос лебедки до столкновения
с дном и поднять дночерпатель с пробой. Кроме этого, удалось,
фиксируя график торможения (акселерограмму) дночерпателя в
грунте, создать базу соответствия донных осадочных пород и акселерограмм для автоматического распознания типа (подтипа)
грунта (рис. 7.1) (Дудаков и др., 2022). Сейчас проводятся работы
по подготовке к серийному выпуску ДАК-250 с электронной системой управления и сбора данных.

Рис. 7.1. Акселерограмма торможения дночерпателя в крупнозернистом
алевропеске.

Аналогичную, и даже более простую схему вполне реально
применять для батометров, основной проблемой использования
которых является снос устройства относительно судна (дрейф,
течение) и соответственно срабатывание на меньшей глубине,
если отсчет производится по метражу троса. Точный батиметрический датчик под управлением микроконтроллера и простой
сервопривод позволят эффектно решить эту задачу.

477

Изменение подхода к уже давно существующему прибору
плюс использование современных материалов и электронных
компонентов позволяют получать результаты, недостижимые в
традиционном устройстве, но поскольку само оборудование входит в большое количество методик, привычно специалистам, работающим с ним зачастую многие годы, создавать устройство в
новом форм-факторе не рационально, гораздо правильнее модернизировать существующий прибор.
Например, были проведены работы по модернизации камеры Богорова – крайне простого приспособления для подсчета
зоопланктонных и бентосных гидробионтов, используемого при
разборе проб уже более 50 лет.
Если представить пластину камеры не как просто формованный лист оргстекла, а как условный световод со встроенным
в торце источником света и одинаковым коэффициентом преломления с залитой в него водной пробой (реализуется за счет материала), то за счет переотражения света от стенок пластины под
заданными углами формируется пространственное распределение световых лучей, позволяющее реализовать подсветку по методу “темное поле” на любом стерео-микроскопе (фотовкладка,
рис. 7.2), при котором свет в объектив микроскопа поступает
только при взаимодействии с объектами пробы (фотовкладка,
фото 7.2). Возможна работа, в том числе, и в полевых условиях
используя мобильный блок питания с аккумуляторами.
Таким образом, одним из перспективных направлений приборной базы, которое позволяет проводить исследования традиционными орудиями лова и обработки первичного материала, мы
считаем его модернизацию. Современная электронная база, программные инструменты, протоколы передачи данных и материалы с заданными свойствами, способны придать классическим
приборам новые функции, гарантировать правильность отбора
проб, значительно снизить требования к квалификации оператора. При этом основной конструктив оборудования остается
неизменным, что позволяет использовать его с большим количеством наработанных методик.

478

ЗАКЛЮЧЕНИЕ
Авторы книги надеются, что описанный опыт будет полезен
для изучения жизни внутренних вод, поможет начинающим гидробиологам и всем нам позволит лучше понимать друг друга.
Мы призываем относиться к сбору проб самым серьезным образом, помнить, что без этого становятся бессмысленными их последующая камеральная обработка и анализ полученных данных.
Еще раз обращаем внимание на то, что подходы к выбору
станций и методов сбора проб на водоемах и водотоках имеют
свои особенности. Однако, независимо от типа изучаемого водного объекта для его гидробиологической характеристики нельзя
ограничиваться лишь одной “точкой”. При многолетних наблюдениях важно сохранять постоянство участков. В ходе планирования работ на новых водоемах или водотоках по литературным
данным и/или в ходе предварительного обследования водного
объекта важно провести анализ наиболее и наименее представленных экотопов. При проведении работ на каждом экотопе следует собирать интегральные пробы, которые для планктонных
сообществ состоят из субпроб (аликвот) из всего столба воды,
отобранных с определенной площади однотипного участка, для
бентосных – с определенной площади однотипного участка, но с
учетом всего многообразия грунтов (при наличии такового).
В отдельных случаях, например, при разовых исследованиях
уникальных водных объектов, на каждом участке возможен одновременный отбор 5–10 проб. Это даст возможность оценить статистически значимые различия количественных характеристик сообществ в пространстве, а также позволит наиболее полно выявить
их качественный состав.

479

Очевидно, такой подход к отбору проб целесообразен и при
разовых сборах в рамках выполнения договорных работ. Это поспособствует максимально полно охарактеризовать сообщества
водного объекта или его участка, а также определить степень влияния ведущих факторов и ущерба от загрязнения и прочих нарушений. При проведении работ по определению влияния того или
иного антропогенного воздействия очень важен взвешенный подход к выбору фонового участка, а также участков в удалении от
источника нарушения при оценке его пространственного влияния. При их выборе следует ориентироваться не только на расстояние, но и на максимальную идентичность сравниваемых
участков – глубина, удаленность от уреза воды, скорость течения,
выраженность литоральной зоны, степень зарастания и т.д. Полная идентичность, конечно, невозможна, поэтому при описании
полученных результатов важно указывать, насколько фоновые и
опытные участки различались по морфометрическим и гидрологическим параметрам, т.к. в ряде случаев наблюдается сходство
реакции сообществ гидробионтов на влияние антропогенных и
природных (например, изменение скорости течения и др.) факторов. Такой подход поможет выявить ключевые причины трансформации качественного и количественного состава сообществ,
которые не всегда связаны с прямым антропогенным влиянием.
В ходе многолетнего мониторинга случается, что с приходом нового специалиста меняется орудие сбора, размеры ячеи
сита и т.д. В таком случае желательно проведение дополнительной работы по сравнительному анализу результатов, полученных
при использовании разного оборудования.
Пара слов о фиксации проб. В настоящее время идентификация редких и чужеродных видов, описание новых таксонов требуют молекулярно-генетических подходов. Поэтому необходимо
учитывать, что проведение такого анализа невозможно на материале, зафиксированном формалином.
Отдельно обращаем внимание на важность учета основных
и доступных каждому исследователю характеристик – время суток сбора, температура воды и воздуха, скорость течения, штиль
или ветер, “закрытость” участка кронами деревьев, островами,
степень его зарастания, характер донных отложений и т.д.
Не менее важно при дальнейшем анализе (особенно межгодовой
480

динамики) использовать размещенные на специализированных
сайтах данные о погодных и гидрологических условиях в отдельные сезоны или годы: сумма атмосферных осадков, дата начала
снеготаяния, температура воздуха, уровень воды, для водохранилищ – также объемы притока и сброса, и т.д.
Несмотря на наличие в книге ряда советов и правил, нельзя
забывать о том, что к планированию и проведению работ каждый
исследователь должен подходить творчески, понимая все тонкости поставленных перед собой задач и особенности конкретных
водных объектов. Сергей Федорович Комулайнен (2003) отмечал, что не существует идеальной и абсолютной методики и
только одновременное использование разнообразных методов
позволяет получить корректные данные и преодолеть один из самых распространенных недостатков – несогласованность целей
исследования с методами сбора материала и его обработки. Поэтому мы говорим, что не стоит пугаться желания изобретения
оригинальных подходов к выбору станций и/или методов сбора.
Но важно в каждой своей публикации максимально подробно
описывать использованные подходы и методы, не ограничиваясь
слишком безликой фразой – “Сборы проб проведены стандартными методами…”. Нужно помнить, что любая публикация – это
посыл в вечность, потенциальный элемент для формирования качественно новых концепций и теорий. Кроме этого, важно думать
и о коллегах: через год или сто лет на изученный вами водный
объект кто-то придет со своими исследовательскими задачами, и
необходимо обеспечить его всем арсеналом информации для полноценного сравнительного анализа.
Авторы книги заранее приносят читателям свои извинения,
если представленные сведения не обогатили ожидаемой информацией. Однако каждый автор открыт для общения и готов ответить на возникающие вопросы, обсудить подходы и методы,
включиться в работу по классификации трофических (функциональных) групп беспозвоночных и т.д.
Ко всем читателям большая просьба: про обнаруженные
опечатки и ошибки, включая ссылки на литературные источники,
сообщать А.В. Крылову (krylov@ibiw.ru). Кроме этого, мы думаем, что представленная книга – лишь первое ее издание, потребуются дополнения и/или исправления, которые возможны при
481

привлечении опыта широкого круга гидробиологов, имеющих
собственные подходы к отбору проб на разных типах водных
объектов, разрабатывающих оригинальные методы камеральной
обработки первичного материала, владеющих какими-то полезными тонкостями для анализа полученных данных и т.д. Поэтому
призываем всех, у кого имеется полезный опыт, кто готов им поделиться, написать об этом А.В. Крылову (krylov@ibiw.ru) и в течение двух–трех лет подготовим второе (дополненное и исправленное) издание книги.
В самом конце хочется вспомнить слова известного писателя, геолога и геофизика Олега Михайловича Куваева, который
еще в начале 1970-х годов говорил: “Наука сейчас стала производством ... романтики в ней нет ... Единственно, что мне помогает ... поддерживать интерес к работе, – это экзотичность
всех моих затей”. И мы желаем всем нам экзотичности затей, интересных экспедиций и результатов, открывающих новые грани
жизни внутренних вод!
А.В. Крылов

482

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ
Абакумов В.А., Качалова О.Л. Зообентос в системе контроля качества вод //
Научн. основы контроля качества вод по гидробиологическим показателям.
Тр. Всес. конф., Москва, 1–3 ноября, 1978 г. Л.: Гидрометеоиздат, 1981.
С. 167–175.
Абросов В.Н. Зональные типы лимногенеза. Л.: Наука, 1982. 144 с.
Азовский А.И., Чертопруд М.В. Масштабно-ориентированный подход к анализу
пространственной структуры сообществ // Журнал общей биологии. 1998.
Т. 59. Вып. 2. С. 117–136.
Алекин О.А., Семенов А.Д., Скопинцев Б.А. Руководство по химическому анализу вод суши. Л.: Гидрометеоиздат, 1973. 270 с.
Александров Б.Г. Калорийность беспозвоночных Азовского моря // Экология
моря. 2001. № 55. С. 5–10.
Александров С.В. Первичная продукция планктона в лагунах Балтийского моря
(Вислинский и Куршский заливы). Калининград: АтлантНИРО, 2010. 228 с.
Алексеев В.А. Система токсобности и ее место в унифицированной системе качества вод СССР // Водные ресурсы. 1984. № 5. С. 76–87.
Алексеев В.Р. Диапауза ракообразных: эколого-физиологические аспекты.
М.: Наука, 1990. 144 с.
Алексеев В.Р. Значение диапаузы при акклиматизации ракообразных //
Сб. науч. тр. ГосНИОРХ. 1986. № 252. С. 621–631.
Алимов А.Ф. Функциональная экология пресноводных двустворчатых моллюсков // Тр. Зоол. ин-та АН СССР. Л.: Наука, 1981. Т. 96. 247 с.
Алимов А.Ф. Структурно-функциональный подход к изучению сообществ водных животных // V съезд Всесоюзного гидробиологического общества: тез.
докл. Куйбышев, 1986. С. 132–133.
Алимов А.Ф. Введение в продукционную гидробиологию. Л.: Гидрометеоиздат,
1989. 147 с.
Алимов А.Ф. Основные положения теории функционирования водных экосистем // Гидробиол. журн. 1990. Т. 26, вып. 6. С. 3–12.
Алимов А.Ф. Элементы функционирования водных экосистем. СПб.: Наука,
2001. 147 с.
Алимов А.Ф., Богатов В.В., Голубков С.М. Продукционная гидробиология.
СПб.: Наука, 2013. 342 с.
Алимов А.Ф., Финогенова Н.П. Количественная оценка роли сообществ донных
животных в процессах самоочищения пресноводных водоемов // Гидробиологические основы самоочищения вод. Л.: Наука, 1976. С. 5–14.
Андроникова И.Н. Изменения в сообществе зоопланктона в связи с процессом
эвтрофирования // Эвтрофирование мезотрофного озера. Л.: Наука, 1980.
С. 78–99.
Андроникова И.Н. Использование структурно-функциональных показателей зоопланктона в системе мониторинга // Гидробиологические исследования
морских и пресных вод. Л.: Наука, 1988. С. 47–53.

483

Андроникова И.Н. Основные итоги исследований ветвистоусых ракообразных
гумифицированных водоемов // Современные проблемы изучения ветвистоусых ракообразных. СПб.: Гидрометеоиздат, 1992. С. 81–99.
Андроникова И.Н. Структурно-функциональная организация зоопланктона
озерных экосистем. СПб.: Наука, 1996. 189 с.
Анисимова О.В., Штаер О.В. Морфология поровых каналов клеточной стенки
у представителей рода Euastrum Ralfs (Desmidiales) // Вестник Московского
университета. Биология. Сер. 16. 2018. T. 73. № 1. С. 34–37.
Аннотированный список фауны озера Байкал и его водосборного бассейна /
Ред. Тимошкин О.А., Ситникова Т.Я., Русинек О.Т. и др. Новосибирск:
Наука, 2001. Т. 1: Озеро Байкал, кн. 1. 832 с.
Аннотированный список фауны озера Байкал и его водосборного бассейна /
Ред. Тимошкин О.А., Ситникова Т.Я., Русинек О.Т. и др. Новосибирск:
Наука, 2004. Т. 1: Озеро Байкал, кн. 2. 1679 с.
Антропогенное воздействие на малые озера. Л.: Наука, 1980. 170 с.
Аринушкина Е.В. Руководство по химическому анализу почв. М: Изд-во МГУ,
1961. 491 с.
Артемчук Н.Я. Микофлора морей СССР. М.: Наука, 1981. 190 с.
Арэ Ф.Э., Толстяков Д.Н. О проникновении солнечной радиации в воду // Метеорол. гидрол. 1969. № 6. С. 58–64.
Астахов М.В. Дрифт беспозвоночных на предгорном участке реки Кедровая
(Приморский край) в теплый период года // Биология внутр. вод. 2014. № 1.
С. 52–59.
Астахов М.В., Скрипцова А.В. Потенциал утилизации аллохтонных беспозвоночных амфиподами Gammarus koreanus Uéno // Тр. Института биологии
внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН. 2020. Вып. 92(95). С. 28–38.
Атлас беспозвоночных Каспийского моря. М.: Пищевая промышленность, 1968.
420 с.
Афанасьев С.А. Развитие европейских подходов к биологической оценке состояния гидроэкосистем в мониторинге рек Украины // Гидробиол. журнал.
2001. Т. 37. № 5. С. 3–18.
Афанасьев С.А. Перифитон в биомониторинге речных систем // Перифитон континентальных вод: современное состояние изученности и перспективы
дальнейших исследований. Мат. докл. Межд. симпозиума. Тюмень: ООО
“Опцион ТМ-Холдинг”, 2003. С. 86–87.
Бабицкий В.А. Вертикальное распределение микрозообентоса в донных осадках
озера Нарочь // Биологические и рыбохозяйственные исследования водоемов Прибалтики. Псков, 1983. Т. 1. С. 90–93.
Бабицкий В.А. Микрозообентос трех озер разного типа // Гидробиол. журн. 1980.
Т. 16. № 1. С. 37–45.
Бабицкий В.А. Распределение микрофауны в толще отложений мезотрофного
озера // Гидробиол. журн. 1987. Т. 23. № 2. С. 36–40.
Баканов А.И. Номограмма для оценки необходимого количества проб бентоса //
Биология внутренних вод: Информ. бюл. 1978. № 39. С. 86–89.

484

Баканов А.И. Номограмма для оценки количества проб гидробионтов в случае
их статистического распределения по закону Пуассона // Биология внутренних вод: Информ. бюл. 1979. № 41. С. 69–71.
Баканов А.И. О планировании бентосных съемок / ИБВВ АН СССР. Борок, 1979.
16 с. Деп. в ВИНИТИ 07.05. 79, № 1596-79.
Баканов А.И. Номограмма для оценки количества проб при агрегированном распределении гидробионтов // Гидробиол. журн. 1984. Т. 20. № 6. С. 74–77.
Баканов А.И. Использование зообентоса для мониторинга пресноводных водоемов (обзор) // Биология внутр. вод. 2000. № 1. С. 68–82.
Баканов А.И. Об оценке качества воды и грунтов пресноводных водоемов по
характеристикам бентосных сообществ // Экология. 2004. № 6. С. 464–467.
Баканов А.И. Количественная оценка доминирования в экологических сообществах // Количественные методы экологии и гидробиологии. Тольятти: Самарский науч. центр РАН, 2005. С. 37.
Баланда О.В., Медведь В.А., Сакевич А.И. Алкалоиды кубышки желтой (Nuphar
lutea (L.) Smith.) и их влияние на жизнедеятельность цианобактерий и водорослей // Гидробиол. журн. 2004. Т. 40. № 4. С. 106–118.
Балонов И.М. Подготовка водорослей к электронной микроскопии // Методика
изучения биогеоценозов внутренних водоемов. М.: Наука, 1975. С. 87–90.
Балушкина Е.В. Хирономиды как индикаторы степени загрязнения вод // Методы биологического анализа пресных вод. Л.: Зоол. ин-т АН СССР, 1976.
С. 106–118.
Балушкина Е.В. Зависимость массы тела личинок хирономид от их длины // Гидробиол. журн. 1982. Т. 27. № 3. C. 53–60.
Балушкина Е.В. Зависимость скорости потребления кислорода от массы тела и
температуры у личинок хирономид // Гидробиол. журн. 1984. Т. 20. № 5.
C. 66–72.
Балушкина Е.В. Применение интегрального показателя для оценки качества вод
по структурным характеристикам донных сообществ // Реакция озерных
экосистем на изменение биотических и абиотических условий.
СПб.: ЗИН РАН, 1997. С. 266–292.
Балушкина Е.В., Винберг Г.Г. Зависимость между длиной и массой тела планктонных ракообразных // Экспериментальные и полевые исследования биологических основ продуктивности озер. Л.: ЗИН АН СССР, 1979. С. 59–79.
Баринова С.С., Бeлоус Е.П., Царенко П.М. Альгоиндикация водных объектов
Украины: методы и перспективы. Хайфа; Киев: Изд-во Университета
Хайфы, 2019. 367 с.
Барков Д.В., Курашов Е.А. Особенности экологии и биологии байкальской эндемичной амфиподы Gmelinoides fasciatus (Stebbing, 1899) в Ладожском
озере // Литоральная зона Ладожского озера / Под ред. Курашова Е.А.
СПб.: Нестор-История, 2011. С. 294–350.
Барышев И.А. Методики изучения дрифта гидробионтов в малых реках: обзор
// Биология внутр. вод. 2006. № 3. С. 91–96.
Барышев И.А. Макрозообентос рек Восточной Фенноскандии. Петрозаводск:
КарНЦ РАН, 2023. 334 с.

485

Барышев И.А., Веселов А.Е. Сезонная динамика бентоса и дрифта беспозвоночных организмов в некоторых притоках Онежского озера // Биология
внутр. вод. 2007. № 1. С. 80–86.
Барышев И.А., Веселов А.Е., Зубченко А.В., Калюжин С.М. Кормовая база атлантического лосося в бассейне реки Варзуга // Биология, воспроизводство и
состояние запасов анадромных и пресноводных рыб Кольского полуострова. Мурманск: Изд-во ПИНРО, 2005. С. 21–30.
Батаева Ю.В., Григорян Л.Н., Курашов Е.А., Крылова Ю.В., Федорова Е.В.,
Явид Е.Я., Ходонович В.В., Яковлева Л.В. Изучение метаболитов
Streptomyces carpaticus RCAM04697 для создания экологически безопасных
средств защиты растений // Теоретическая и прикладная экология. 2021.
№ 3. С. 172–178. DOI: 10.25750/1995-4301-2021-3-172-178
Батаева Ю.В., Григорян Л.Н., Богун А.Г., Кисличкина А.А., Платонов М.Е., Курашов Е.А., Крылова Ю.В., Федоренко А.Г., Андреева М.П. Биологическая
активность и состав метаболитов штамма Streptomyces carpaticus
К-11 RCAM04697 (SCPM-O-B-9993), перспективного для использования
в растениеводстве // Микробиология. 2023. Т. 92. № 3. С. 318–328.
DOI: 10.31857/S0026365622600730
Безматерных Д.М. Зообентос как индикатор экологического состояния водных
экосистем Западной Сибири аналит. обзор // Гос. публич. науч.-техн. б-ка
Сиб. отд-ния РАН, Ин-т вод. и экол. проблем. Сер. Экология. Вып. 85. Новосибирск, 2007. 87 с.
Безматерных Д.М. Зообентос равнинных притоков Верхней Оби
/ Отв. ред. В.В. Кириллов. Барнаул: Изд-во Алт. ун-та, 2008. 186 с.
Безматерных Д.М., Вдовина О.Н. Зообентос озер юга Обь-Иртышского междуречья // Экология. Серия аналитических обзоров мировой литературы. 2017.
№ 106. С. 1–180.
Безматерных В.В., Щербина Г.Х. Об оптимальном числе проб для оценки количественных показателей макрозообентоса на участке водоема // Биология
внутр. вод. 2017. № 3. С. 83–87.
Белавская А.П. Высшая водная растительность // Методика изучения биогеоценозов внутренних водоемов. М.: Наука, 1975. С. 117.
Беляева П.Г. Структура фитоперифитона и его функциональная роль в р. Сылва
(Бассейн Камы) // Вестник Тюменского государственного университета.
2005. № 5. С. 32.
Беляков В.П. Состав и структура зообентоса притоков Ладожского озера //
Оценка экологического состояния рек бассейна Ладожского озера по гидрохимическим показателям и структуре гидробиоценозов. СПб.: Изд-во
“Лема”. 2006. С. 108–113.
Бенинг A.A. К изучению придонной жизни реки Волги. Саратов, 1924. 398 с.
Берсенева Г.П. Феофитинизация хлорофилла в процессе экстракции пигментов из
морских одноклеточных водорослей // Экология моря. 1988. № 28. С. 36–39.
Биогеохимические основы экологического нормирования. М.: Наука, 1993. 304 с.
Биологические методы исследования водоемов в Финляндии / Ред.: Руоппа М.,
Хейнонен П. Suomen Ympäristökeskus. Helsinki, 2006. 111 с.

486

Богатов В.В. Значение бентостока в процессах биологического продуцирования
в реках // Экология. 1984. № 3. С. 51–60.
Богатов В.В. Классификация дрифта речного бентоса // Гидробиол. журн. 1988.
Т. 24. № 1. С. 29–33.
Богатов В.В. Некоторые особенности динамики бентостока в условиях дождевого паводка // Систематика и экология речных организмов. Владивосток,
1989. С. 112–119.
Богатов В.В. Экология речных сообществ российского Дальнего Востока. Владивосток: Дальнаука, 1994. 218 с.
Богатов В.В. Основные методы изучения дрифта речного бентоса // Чтения памяти проф. Владимира Яковлевича Леванидова. Вып. 3. Владивосток: Дальнаука, 2005. С. 5–17.
Богатов В.В. Соотношение биомассы и дрифта у речных бентосных беспозвоночных // Биология внутр. вод. 2014. Т. 7. № 2. С. 69–75.
Богатов В.В. Алимов А.Ф. Телеш И.В. Актуальные проблемы гидробиологии // Вестник Российской академии наук. 2007. Т. 77. № 6. С. 556–559.
Богатов В.В., Астахов М.В. Вертикальное распределение дрейфующих личинок
поденок и двукрылых на перекате р. Кедровая (Приморский край) // Вестник
Северо-Восточного научного центра ДВО РАН. 2013. № 1. С. 39–48.
Богатов В.В., Федоровский А.С. Основы речной гидрологии и гидробиологии.
Владивосток: Дальнаука, 2017. 384 с.
Болотов С.Э., Романенко А.В., Цветков А.И., Крылов А.В. Нарушение вертикального распределения планктона в устьевой области притока равнинного
водохранилища летом жаркого года // Поволжский экологический журнал.
2014. № 3. С. 304–310.
Болотов С.Э., Цветков А.И., Крылов А.В. Зоопланктон зон слияния незарегулированных рек // Биология внутр. вод. 2012. № 2. С. 29–36.
Большая советская энциклопедия [В 30 т.] / Гл. ред. А.М. Прохоров. 1972. 591 с.
Борзых О.Г. Биоразнообразие мицелиальных грибов – ассоциантов двустворчатых моллюсков залива Петра Великого Японского Моря. Автореф. дис. …
канд. биол. наук. Владивосток, 2013. 22 с.
Бравина И.В. Микофлора комаров мелководных зон Рыбинского водохранилища
и дельты Волги // Микология и фитопатология. 1987. Т. 21. Вып. 1. С. 8–13.
Брехов О.Г. Методические рекомендации по выполнению научно-исследовательских работ по энтомологии. Волгоград: Перемена, 2006. 28 c.
Бубнова Е.Н. Изменения комплексов почвообитающих грибов при переходе от зональных почв к морским экотопам (на примере побережья Кандалакшского
залива Белого моря). Автореферат дисс. … канд. биол. М., 2005. 27 с.
Бульон В.В. Первичная продукция планктона внутренних водоемов. Л.: Наука,
1983. 150 с.
Бульон В.В. Фотосинтетическая активность хлорофилла “а” в пресноводном
планктоне // ДАН СССР. 1984. Т. 274. № 4. С. 1002–1004.
Бульон В.В. Водоем и его водосборная площадь как единое целое // Озерные
экосистемы: биологические процессы, антропогенная трансформация, качество воды. Матер. III Междунар. науч. конф. Минск: Изд. центр. Белорусского гос. ун-та, 2007. С. 10.

487

Бульон В.В. Моделирование биотического потока энергии в планктонном сообществе экосистемы озерного типа при участии микробиальных процессов //
Биология внутр. вод. 2019. № 3. С. 3–10. DOI: 10.1134/S032096521904003X
Бульон В.В., Никулина В.Н., Павельева Е.Б. и др. Микробиальная “петля” в трофической сети озерного планктона // Журнал общей биологии. 1999. Т. 60.
№ 4. С. 431.
Быкова С.Н. Влияние макрофитов на сукцессию микроперифитонных сообществ // Биология внутренних вод: материалы докладов XIII Междунар. молодежной школы-конференции (Борок, 23–26 октября 2007 г.). Нижний
Новгород: Вектор ТиС, 2007. С. 33–40.
Вайнштейн М.Б., Лауринавичус К.С. Учет и культивирование анаэробных бактерий. Методические рекомендации. Пущино: ОНТИ НЦБИ АН СССР,
1988. 64 с.
Вайнштейн М.Б., Алферов В.А., Вацурина В.А. Водная микробиология и биогеохимия: Учеб. пособие. Тула: Изд-во ТулГУ, 2007. 145 с.
Вандыш О.И. Влияние закисления на зоопланктонные сообщества малых озер
горной тундры // Водные ресурсы. 2002. Т. 29. № 5. С. 602–609.
Василевич В.И. Статистические методы в геоботанике. Л.: Наука, 1969. 232 с.
Введение в биомониторинг пресных вод: учебное пособие / Вшивкова Т.С., Иваненко Н.В., Якименко Л.В., Дроздов К.А. Владивосток: Изд-во ВГУЭС,
2019. 241 с.
Ведерников И.И., Микаэлян А.С. Количественный учет морского фитопланктона
с использованием ядерных фильтров // Океанология. 1981. Т. 21. № 5.
С. 927–933.
Винберг Г.Г. Первичная продукция водоемов. Минск: Изд-во АН БССР, 1960.
329 с.
Винберг Г.Г. Поток энергии в экосистеме эвтрофного озера // ДАН СССР. 1969.
Т. 186. № 1. С. 198–201.
Винберг Г.Г. Формирование представлений о продукции // Общие основы изучения водных экосистем. Л.: Наука, 1979. С. 114–118.
Винберг Г.Г. Температурный коэффициент Вант-Гоффа и уравнение Арениуса
в биологии // Журн. общ. биол. 1983. Т. 44. № 1. С. 31–42.
Винберг Г.Г. Некоторые итоги практики применения продукционно-гидробиологических методов // Продукция популяций и сообществ водных организмов и
методов ее изучения. Свердловск: Урал. центр АН СССР, 1985. С. 3–18.
Винберг Г.Г. Общие особенности продукционных процессов в Нарочанских озерах // Экологическая система Нарочанских озер. Минск: Белорусский ун-т,
1985. С. 269–284.
Винберг Г.Г., Печень Г.А., Шушкина Э.А. Продукция планктонных ракообразных в трех озерах разного типа // Зоол. журн. 1965. Т. 44. Вып. 5. С. 676–687.
Виноградов Г.А., Тагунов В.Б. Установка для изучения влияния различных веществ на рыб и беспозвоночных в проточных условиях // Гидробиол. журн.
1989. Т. 25. № 3. С. 7477.
Воробьева Л.В. Мейобентос украинского шельфа Черного и Азовского морей.
Киев: Наук. Думка, 1999. 300 с.

488

Воробьева Л.В., Зайцев Ю.П., Кулакова И.И. Интерстициальная мейофауна песчаных пляжей Черного моря. Киев: Наукова думка, 1992. 144 с.
Воронин Л.В. Грибы, развивающиеся на лещах и судаках некоторых пресных водоемов// Микология и фитопатология. 1986. Т. 20. Вып. 5. С. 353–361.
Воронин Л.В. Грибы рода Phoma Sacc. из воды и рыб пресных водоемов // Микология и фитопатология. 1989а. Т. 23. Вып. 1. С. 19–28.
Воронин Л.В. Основные группы сапротрофных грибов на поверхности тела
щуки// Биология внутр. вод: Информ. бюллетень. Л.: Наука, 1989б. № 83.
С. 16–19.
Воронин Л.В. Влияние промышленных стоков на состояние микобиоты леща
Рыбинского водохранилища // Микология и фитопатология. 1992. Т. 26.
Вып. 1. С. 15–19.
Воронин Л.В. Микологическая индикация состояния экосистем водоемов Воркуты и ее окрестностей // Биоиндикация состояния природной среды Воркутинской тундры (Тр. Коми научного центра УрО РАН, № 143). Сыктывкар,
1996. С. 83–91.
Воронин Л.В. Водные и воздушно-водные гифомицеты в малых озерах окрестностей Воркуты // Микология и фитопатология. 1997. Т. 31. Вып. 2. С. 9–17.
Воронин Л.В. Микобиота малых озер тундровой и лесной зон. Ярославль:
Изд-во ЯГПУ, 2010. 156 с.
Воронин Л.В. Грибы и грибоподобные организмы в пресноводных экосистемах.
Ярославль: Филигрань, 2023. 123 с.
Воронин Л.В., Жданова С.М. Поражение микопаразитами ветвистоусого рачка
Daphnia cucullata (Crustacea, Cladocera, Daphniidae) в оз. Плещеево (Ярославская обл., Россия) // Биология внутр. вод. 2021. № 6. С. 655–659.
DOI: 10.1134/S1995082921060146
Воронин Л.В., Жданова С.М. Распространение и роль грибов и грибоподобных организмов в зоопланктоне пресноводных экосистем (Обзор) // Труды Института
биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН. 2023. Вып. 103(106). С. 7–
16. DOI: 10.47021/0320-3557-2023-7-16
Воронин Л.В., Микряков В.Р. Роль Phoma glomerata (Cda.) Wr. et Hochapfel в микобиоте рыб // Микология и фитопатология. 1992. Т. 26. Вып. 6. С. 456–459.
Воронин Л.В., Солнцева И.О. Гифальные грибы и дрожжи в озерах, подверженных ацидификации // Структура и функционирование экосистем ацидных
озер. СПб.: Наука, 1994а. С. 125–143.
Воронин Л.В., Солнцева И.О. Микобиота филлопланы Nuphar lutea (L.) Smith в
озерах Дарвинского заповедника // Микология и фитопатология. 1994б.
Т. 28. Вып. 1. С. 18–27.
Воронина Н.М. Горизонтальное распределение зоопланктона в северных отрогах Рыбинского водохранилища // Тр. Всес. гидробиол. общества.
М.: Изд-во АН СССР. 1959. С. 249–278.
Вудивисс Ф.С. Совместные англо-советские биологические исследования в Ноттингеме в 1977 г. // Научные основы контроля качества поверхностных вод по
гидробиологическим показателям. Л.: Гидрометеоиздат, 1981. С. 117–189.
Гаврилов Н.И., Турлапов В.Е., Патрушев И.В., Семьянов А.В. Локальное численное исследование морфологии 3D-реконструкций биологических объектов

489

в величинах SVR – отношения площади к объему // Вестник Нижегородского университета им. Н.И. Лобачевского. 2012. № 5–2. С. 49–58.
Гаврилко Д.Е., Шурганова Г.В., Кудрин И.А., Якимов В.Н. Выявление функциональных групп пресноводного зоопланктона на основе функциональных
признаков видов // Поволжский экологический журнал. 2020. № 3. С. 290–
306. DOI: 10.35885/1684-7318-2020-3-290-306
Гаврилов Н.И., Турлапов В.Е., Патрушев И.В., Семьянов А.В. Локальное численное исследование морфологии 3D-реконструкций биологических объектов
// Математическое моделирование. Оптимальное уравнение. Вестник Нижегородского ун-та им. И.Н. Лобачевского. 2012. № 5 (2). С. 49–58.
Гаевская Н.С. Роль высших водных растений в питании животных пресных водоемов. М.: Наука, 1966. 326 с.
Гаевский Н.А., Колмаков B.И., Попельницкий В.А. и др. Оценка влияния светового фактора при флуоресцентном определении интенсивности фотосинтеза
у планктонных микроводорослей // Физиология растений. 2000. Т. 47. № 6.
С. 930–935.
Гаевский Н.А., Шатров И.Ю., Гольд В.М. Флуоресцентный анализ пигментов
фитопланктона // Методические вопросы изучения первичной продукции
внутренних водоемов. СПб: Гидрометеоиздат. 1993. С. 101–109.
Галаговец Е.А., Прусова И.Ю. Первые обнаружения опухолеподобных аномалий у планктонных копепод в прибрежных водах Крыма // Журнал Сибирского федерального университета. Биология. 2016. Т. 9. № 4. С. 441–451.
Галковская Г.А. О расчете продукции естественных популяций коловраток //
Продукция популяций и сообществ водных организмов и методы ее изучения. Свердловск, 1985. С. 48–57.
Галковская Г.А., Винберг Г.Г. Зависимость скорости потребления кислорода коловратками от массы тела // Общие основы изучения водных экосистем.
Л.: Наука, 1979. 273 с.
Гальцова В.В. Мейобентос в морских экосистемах (на примере свободноживущих
нематод) // Тр. Зоологического Института АН СССР. 1991. T. 224. 240 с.
Гептнер М.В., Заикин А.Н., Рудяков Ю.А. Мертвые копеподы в планктоне:
факты и гипотезы // Океанология. 1990. Т. 30. № 1. С. 132–137.
Герасимова А.А., Герасимов А.Г., Шарапова Т.А. Колониальные беспозвоночные в зооперифитоне водоема-охладителя ТЭЦ (Западная Сибирь) // Биология внутр. вод. 2021. № 2. С. 1–8.
Герасимов Ю.В., Поддубная Н.Я., Вахненко А.Ф., Семенова А.С., Жданова С.М.,
Цветков А.И., Павлов Д.Д., Болотов С.Э., Борисенко Э.С. Влияние высоконапорной Братской ГЭС на зоопланктон Братского водохранилища // Биология внутр. вод. 2023. № 4. С. 473–490.
Гидробиологический режим малых рек в условиях антропогенного воздействия.
Рига: Зинатне, 1981. 166 с.
Гидроэкология устьевых областей притоков равнинного водохранилища /
Ред. Крылов А.В. Ярославль: Филигрань, 2015. 466 с.
Гиляров А.М. Соотношение биомассы и видового разнообразия в планктонном
сообществе // Зоол. журн. 1969. Т. 48. № 4. С. 485–493.

490

Гладышев М.И. Суточная динамика вертикального распределения массовых видов зоопланктона в Сыдинском заливе Красноярского водохранилища // Известия Сиб. отдел. АН СССР. Сер. Биологические науки. 1990. Вып. 3.
С. 78–85.
Гладышев М.И. Устройство для окрашивания организмов зоопланктона с целью
дифференциации живых и мертвых особей в фиксированных пробах // Гидробиологический журнал. 1993. Т. 29. № 2. С. 94–97.
Гламазда В.В. Рост и размножение некоторых копепод в Цимлянском водохранилище // Тр. Волгоградского отд. Гос. ин-та. озер. и реч. рыбного хоз-ва.
1971. Т. 5. С. 45–50.
Глотов Н.В., Животовский Л.А., Хованов Н.В., Хромов‑Борисов Н.Н. Биометрия. Л.: Изд-во ЛГУ, 1982. 264 с.
Головатюк Л.В., Зинченко Т.Д. Биотические идентификаторы в оценке качества
воды эталонной реки: сравнительный анализ биоиндикационных индексов
реки Байтуган (Высокое Заволжье) // Ученые записки Казанского университета. 2020. Т. 162. Кн. 1. С. 134–150.
Головатюк Л.В., Зинченко Т.Д., Шитиков В.К. Индикаторная оценка организмов
макрозообентоса текучих вод // Биология внутр. вод. 2008. № 3. С. 66–79.
Головатюк Л.В., Михайлов Р.А., Греков И.М., Курина Е.М. Фауна макрозообентоса рек бассейна Волгоградского водохранилища (на примере р. Еруслан) //
Бюл. Московского общ-ва испытателей природы. Отд. биологический. 2023.
Т. 128. № 4. С. 14–26. DOI: 10.55959/MSU0027-1403-BB-2023-128-4-14-26.
Голуб В.Б., Цуриков М.Н., Прокин А.А. Коллекции насекомых: сбор, обработка
и хранение материала. 2-е изд., испр. и доп. М.: Т-во научных изданий КМК,
2021. 358 с.
Голубков С.М. Соотношение скоростей роста и энергетического обмена у водных
личинок насекомых // Сб. науч. тр. ГосНИОРХ. 1984. № 223. С. 103–107.
Голубков С.М. Функциональная экология личинок амфибиотических насекомых
// Тр. ЗИН РАН. 2000. Т. 284. 294 с.
Гольд В.М., Гаевский Н.А. Шатров И.Ю. и др. Опыт использования флуоресценции для дифференциальной оценки содержания хлорофилла a у планктонных водорослей // Гидробиол. журн. 1986. Т. 22. № 3. С. 80–85.
Гольд В.М., Гаевский Н.А., Григорьев Ю.С. и др. Теоретические основы и методы изучения флуоресценции хлорофилла. Красноярск: КрГУ, 1984. 84 с.
Гольд В.М., Попельницкий В.А. Определение фотосинтеза фитопланктона флуоресцентным методом // Методические вопросы изучения первичной продукции планктона внутренних водоемов. СПб.: Гидрометеоиздат, 1993. С. 25–30.
Гончаров А.В., Гречушникова М.Г., Пуклаков В.В. Новые возможности классического метода: автоматизированное определение первичной продукции и
деструкции органического вещества в водоеме // Биология внутр. вод. 2018.
№ 4. С. 107–110.
Гончаров А.В., Ершова М.Г., Сахарова М.И., Эдельштейн К.К. Гидрологическая
структура и распределение планктона в стратифицированном водохранилище в условиях ветрового воздействия // Биология внутр. вод. 2002. № 2.
С. 38–45.

491

ГОСТ 17.1.3.07-82. Охрана природы. Гидросфера. Правила контроля качества
воды водоемов и водотоков. М.: Гос. ком. СССР по стандартам, 1982.
ГОСТ 24027.2-80. Сырье лекарственное растительное. Методы определения
влажности, содержания золы, экстрактивных и дубильных веществ, эфирного масла. М.: Издательство стандартов, 1980. 31 с.
Государственная Фармакопея СССР. Издание XI. Выпуск 1. 1987. 335 с.
Грей-Грейг-Смит П. Количественная экология растений. М.: Мир, 1967. 359 с.
Григориади А.С., Якупова А.Б., Амирова А.Р., Ерохина Н.И. Микологическая
оценка почвы, загрязненной отходами производства нефтеперерабатывающей промышленности // Известия Самарского научного центра Российской
академии наук. 2011. Т. 13. № 5(2). С. 155–157.
Гринберг Р.Г. О методах лова и количественного учета фитопланктона. Приложение к Отчету врем. комит. по изыск. мер и охране водоемов Моск. пром.
р-на за 1914 г. 1915. М. С. 19–61.
Гринцов В.А. Таксономическое разнообразие Amphipoda (Crustacea) Черного и
Азовского морей // Морской биологический журнал. 2022. Т. 7. № 1. С. 34–
45. DOI: 10.21072/mbj.2022.07.1.03
Грицевская Г.Л. Гидрологические условия в карельских реках, впадающих в Белое Море (к проблеме акклиматизации горбуши) // Материалы рыбохоз. исслед. северного бассейна. Вып. 1. Мурманск, 1963. С. 36–39.
Громов В.В. Гидрофауна затопленной древесины Сылвенского залива Камского
водохранилища // Зоологический журнал. 1961. Вып. 3. С. 309–316.
Гурвич В.В. Методика количественного изучения микро- и мезобентоса // Биология внутр. вод. Ин-форм. бюл. 1969. № 3. C. 57–63.
Гурвич В.В. Распределение микро- и мезобентических животных в толще грунта
// Самоочищение, биопродуктивность и охрана водоемов и водотоков Украины. Киев: Наук. Думка, 1975. С. 28–29.
Гуревич Ф.А. К вопросу о взаимоотношении между растениями и эмбрионами
пресноводных животных // Докл. АН СССР. 1948. Т. 59. № 3. С. 569–572.
Гуревич Ф.А. К вопросу о протистоцидных свойствах водных и прибрежно-водных растений // Сб. науч. трудов Красноярского гос. мед. ин-та. 1953. № 3.
С. 212–214.
Гуревич Ф.А. О роли фитонцидов в ценозах водоемов // Охрана и рациональное
использование живой природы водоёмов Казахстана. Матер. конф. АлмаАта, 1969. С. 137–139.
Гуревич Ф.А. Фитонциды водных и прибрежных растений, их роль в гидробиоценозах. Автореф. дис. на соиск. уч. ст. доктора биологических наук. Иркутский государственный университет им. А.А. Жданова. Иркутск, 1973. 30 с.
Гуревич Ф.А. Роль фитонцидов во внутренних водоемах // Водные ресурсы.
1978. № 2. С. 133–142.
Гусаков В. А. Мейобентос Рыбинского водохранилища. М.: Т-во научных изданий КМК, 2007. 155 с.
Гусева К.А. Методы эколого-физиологического исследования водорослей //
Жизнь пресных вод. Т. IV. Ч. 1. М.-Л.: Изд-во АН СССР, 1956. С. 122.

492

Девяткин В.Г. Микрофитобентос // Методика изучения биогеоценозов внутренних водоемов / Отв. ред. Мордухай-Болтовской Ф.Д. М.: Наука, 1975.
С. 108–116.
Диатомовые водоросли СССР (ископаемые и современные). Л.: Наука, 1974.
Т. I. Вып. 1. 403 c.
Джендереджян К.Г., Унанян А.С. Связь между массой тела и некоторыми линейными параметрами тубифицид на примере Potamothrix hammoniensis
(Michaelsen) // Водные малощетинковые черви. Мат. VI-го Всесоюз. симп.,
Саласпилс, 27–30 апр. 1987. Рига, 1987. С. 64–66.
Дзюбан Н.А., Кузнецова С.П. О гидробиологическом контроле качества вод по
зоопланктону // Научные основы контроля качества вод по гидробиологическим показателям. Тр. Всесоюз. конф. Л.: Наука, 1981. С. 117–136.
Добрецов С.В., Раилкин А.И. Влияние характеристик поверхности на оседание и
прикрепление личинок мидии съедобной Mytilus edulis (Mollusca,
Filibranchia) // Зоологический журн. 1996. № 4. С. 499–506.
Добрынин А.Э. Суточная динамика вертикального распределения зоопланктона
в олиготрофном озере // Биология внутр. вод. 2009. № 2. С. 62–71.
Донерьян Л.Г., Водянова М.А., Тарасова Ж.Е. Микроскопические почвенные грибы
– организмы-биоиндикаторы нефтезагрязненных почв // Гигиена и санитария.
2016. № 95(9). С. 891–894. DOI: 10.18821/0016-9900-2016-95-9-891-894
Драбкова В.Г., Сорокин И.Н. Озеро и его водосбор – единая природная система.
Л.: Наука, 1979. 195 с.
Дроботов А.В. Пространственная структура и несинхронные вертикальные миграции зоопланктона в стратифицированном меромиктическом озере.
Дис. … канд. биол. наук. Красноярск, 2014. 135 с.
Дроздова Н.С., Терехова В.А., Зазовская Э.П., Трофимов С.Я. Разложение органического вещества почв древнерусских поселений при внесении (интродукции) микромицетов // Вестник Московского университета. Серия 17:
Почвоведение. 2001. № 4. С. 41–46.
Дубовская О.П. Естественная смертность зоопланктона в водохранилищах бассейна Енисея. Дис. … докт. биол. наук. Красноярск, 2006. 335 с.
Дубовская О.П. Оценка количества мертвых особей рачкового зоопланктона в
водоеме с помощью окрашивания проб анилиновым голубым: методические
аспекты применения // Журнал Сибирского Федерального университета.
Сер. Биология. 2008. № 2. С. 145–161.
Дубовская О.П. Не связанная с хищниками смертность планктонных ракообразных, ее возможные причины (обзор литературы) // Журнал общей биологии.
2009. Т. 70. № 2. С. 168–192.
Дудаков М.О., Дудакова Д.С. Интеллектуальный дночерпатель. Патент на изобретение RU 2794956 C1, 26.04.2023. Заявка № 2022119519 от 18.07.2022.
Дудаков М.О., Дудакова Д.С. Модернизированные варианты дночерпателя Экмана-Берджи с дополнительным сенсорным и вычислительным оборудованием для автоматизации захвата и оценивания качества пробы // Морские
интеллектуальные технологии. 2022. № 4–3(58). С. 92–99.

493

Дудаков М.О., Дудакова Д.С., Ронжин А.Л. Разработка и опытная эксплуатация
модернизированного дночерпателя Экмана-Берджи с автоматизацией захвата и оценивания качества пробы // Мат. X-го Междунар. Балтийского
морского форума. 26 сентября – 1 октября 2022 года. Т. 3: Водные биоресурсы, аквакультура и экология водоемов. Калининград: Балтийская государственная академия рыбопромыслового флота, 2022. С. 64–70.
Дудакова Д.С., Дудаков М.О., Мухин И.А., Станиславская Е.В., Капустина Л.Л.
Влияние мелкомасштабных придонных движений воды на пространственное
распределение перифитона и мейобентоса скальной литорали // Биологические ресурсы: изучение, использование, охрана. Мат. IV Всерос. научн. конф.
ВоГУ. Вологда 19–22 апреля 2018 г. C. 91–100.
Дудакова Д.С., Мухин И.А., Дудаков М.О. Пространственная сложность скалистой
литорали как фактор, влияющий на количественные и структурные характеристики сообществ гидробионтов // Биологические ресурсы: изучение, использование, охрана. Мат. Межрегион. научно-практич. конф. 2016. С. 39–46.
Дудка И.А. Водные несовершенные грибы СССР. Киев: Наук. думка, 1985. 188 с.
Дуплаков С.Н. Некоторые наблюдения над вертикальным распределением обрастаний в Глубоком озере // Труды гидробиол. станции на Глубоком озере.
1928. Т. 6. Вып. 4. С. 20.
Дуплаков С.Н. Материалы к изучению перифитона // Тр. лимнол. станции в Косине. 1933. Вып. 16. С. 3–160.
Дьяченко И.П. Предварительные результаты сравнительных исследований орудий лова планктона // Биология внутр. вод. Информ. бюл. 1960. № 8–9.
С. 79–83.
Дьяченко И.П. Сравнительный анализ уловистости планктоночерпателя системы Богорова и планктонобатометра // Материалы по биологии и гидрологии волжских водохранилищ. М.-Л.: Изд-во АН СССР, 1963. С. 29–34.
Дятлов С.Е., Гончаров А.Ю., Богатова Ю.И. Трофический статус северо-западной части Черного моря // Вода: гигиена и экология. 2013а. № 1 (1). С. 51–60.
Дятлов С.Е., Кошелев А.В., Петросян А.Г., Павлова Е.А., Секундяк Л.Ю. Интегральная оценка качества воды и донных отложений полигона “Одесский регион северозападной части Чёрного моря” // Наукові записки Тернопільського
національного педагогічного університету імені Володимира Гнатюка. Серія:
Біологія. 2013б. № 2(55). С. 50–56.
Ермохин М.В. Экологическая структура маргинальных участков речных биоценозов в переходной зоне вода-суша. Автореф. дисс. ... канд. биол. наук. Самара, 2000. 18 с.
Есин Е.В., Чебанова В.В., Леман В.Н. Экосистема малой лососевой реки Западной Камчатки. Среда обитания, донное население и ихтиофауна. М: Т-во
научных изданий КМК, 2009. 173 с.
Жадин В.И. Фауна рек и водохранилищ // Тр. Зоол. ин-та. 1940. Т. 5. Вып. 3–4.
992 с.
Жадин В.И. Общие вопросы, основные понятия и задачи гидробиологии пресных вод // Жизнь пресных вод СССР. Т. 3. М.-Л.: Изд-во АН СССР, 1950.
С. 7–112.

494

Жадин В.И. Методика изучения донной фауны водоемов и экологии донных беспозвоночных // Жизнь пресных вод СССР. Т. 4. Ч. 1 / Под ред. Жадина В.И.,
Павловского Е.Н. М.-Л.: Изд-во АН СССР, 1956. С. 278–382.
Жадин В.И. Методы гидробиологических исследований. М.: Изд-во Высшая
школа, 1960. С. 27–56.
Жадин В.И., Герд С.В. Реки, озера и водохранилища СССР, их фауна и флора.
М.: Учпедгиз, 1961. 597 с.
Жданова С.М. Diaphanosoma mongolianum Ueno, 1938 (Cladocera: Sididae) в озерах Ярославской области (Россия) // Биология внутр. вод. 2018. № 2. С. 20–
28. DOI: 10.7868/S0320965218020031
Жданова С.М. Холодолюбивая коловратка Synchaeta lakowitziana Lucks 1912
(Rotifera, Synchaetidae) в озере Плещеево (Ярославская обл., Россия) // Зоологический журн. 2023. Т. 102. № 1. С. 22–26.
Жданова С.М., Малин М.И. Особенности подледного зоопланктона озера Плещеево (Ярославская обл., Россия) // Трансформация экосистем. 2023. № 3.
С. 39–52.
Жданова С.М., Сабитова Р.З., Цветкова М.В. Состав и структура зоопланктона
озера Плещеево // Труды Института биологии внутренних вод РАН. 2019.
№ 86(89). С. 34–56.
Живоглядова Л.А., Даирова Д.С., Лабай В.С. Состав сиртона и суточная динамика дрифта донных беспозвоночных в р. Тымь и ее верхнем притоке – руч.
Угловом (о-в Сахалин) // Труды ВНИРО. 2015. Т. 154. С. 57–69.
Жизнь пресных вод СССР / Ред. Павловский Е.Н., Жадин В.И. Т. 4. Ч. 1. М.-Л.:
Изд-во АН СССР, 1956. 467 с.
Жирков И.А. Жизнь на дне. Био-география и био-экология бентоса. М: Т-во
научных изданий КМК, 2010. 453 с.
Задереев Е.С., Толомеев А.П. Способ определения вертикального распределения
и размерной структуры зоопланктона в водоеме // Патент RU 2 495 451 C1.
2013. Бюл. № 28.
Задереев Е.С., Толомеев А.П., Дроботов А.В. Несинхронные вертикальные миграции зоопланктона в стратифицированных озерах // Сибирский экологический журнал. 2012. № 4. С. 597–605.
Задорина В.М. Суточная динамика дрифта и суточная ритмика питания молоди
семги в реках Кольского полуострова // Проблемы биологии и экологии атлантического лосося. Л.: Наука, 1985. С. 120–129.
Задорина В.М. Выбор экспозиции ловушки при сборе проб дрифта // Гидробиол.
журн. 1987. Т. 23. № 2. С. 79–83.
Заика В.Е. Сравнительная продуктивность гидробионтов. Киев: Наукова думка,
1983. 206 c.
Зайцев Ю.П. Введение в экологию Чёрного моря. Одесса: “Эвен”, 2006. 224 с.
Залетаев В.С. Структурная организация экотонов в контексте управления //
Экотоны в биосфере. 1997. С. 11–30.
Звягинцев А.Ю. Морское обрастание в северо-западной части Тихого океана.
Владивосток: Дальнаука, 2005. 432 c.
Зевина Г.Б. Обрастания в морях СССР. М.: Изд-во Моск. гос. ун-та, 1972. 219 с.

495

Зеленская М.С., Сидельникова М.В., Панова Е.Г., Паутов А.А., Крылова Е.Г.,
Пагода Я.О., Власов Д.Ю. Грибы филлопланы в городской среде // Биосфера. 2017. Т. 9. № 2. С. 136–151. DOI: 10.24855/BIOSFERA/V912/353
Зенкевич Л.А. Биология морей СССР. М.: АН СССР, 1963. 719 с.
Зернов С.А. Общая гидробиология. М.-Л.: Изд-во АН СССР, 1949. 587 с.
Зехнов М.И., Калецкая С.Л. Ускоренный способ приготовления тотальных микропрепаратов // Ученые записки ВВИ. 1961. Т. 17. С. 123–124.
Зинченко Т.Д. Хирономиды поверхностных вод бассейна Средней и Нижней
Волги (Самарская область). Эколого-фаунистический обзор. Тольятти:
ИЭВБ РАН, 2002. 174 с.
Зинченко Т.Д. Биоиндикация природных и техногенных гидросистем Волжского
бассейна на примере хирономид (Diptera: Chironomidae). Автореф. дис. ...
д-ра биол. наук. Тольятти, 2004. 38 с.
Зинченко Т.Д. Распределение хирономид и их индикационная значимость в
оценке качества воды рек Самарской области. Тольятти: Анна, 2020. 207 с.
Зинченко Т.Д., Выхристюк Л.А., Шитиков В.К. Методологический подход к
оценке экологического состояния речных систем по гидрохимическим и
гидробиологическим показателям // Изв. Самар. НЦ РАН. 2000. Т. 2. № 2.
С. 233–243.
Иванов А.В., Мончадский А.С, Полянский Ю.И., Стрелков А.А. Большой практикум по зоологии беспозвоночных. Типы: Кольчатые черви, Членистоногие:
Учеб. пособие для студентов биолог, спец. ун-тов. Ч. 2. 3-е изд., перераб. и
доп. М.: Высшая школа, 1983. 543 с.
Иванов А.В., Полянский Ю.И., Стрелков А.А. Большой практикум по зоологии
беспозвоночных. Простейшие, губки, кишечнополостные, гребневики,
плоские черви, немертины, круглые черви: Учеб. пособие для биол. спец.
ун-тов. 3-е изд., перераб. и доп. М.: Высшая школа, 1981. 504 с.
Иванова М.Б. Влияние загрязнения на планктонных ракообразных и возможности их использования для определения степени загрязнения реки // Методы
биологического анализа пресных вод. Л.: Наука, 1976. С. 68–80.
Иванова М.Б. Продукция планктонных ракообразных в пресных водах. Л.: ЗИН
АН СССР, 1985. 222 с.
Иванова М.Б., Крылов П.И. Расчет “реальной” продукции зоопланктона на примере озера Щучье (БАССР) // Трофические связи и их роль в продуктивности природных водоемов. Л.: ЗИН АН СССР, 1983. С. 4–11.
Иванова М.Б., Симонян А.А. Хищное питание Cyclops strenuus v. sevani Mesch. в
озере Севан // Исследования пресноводных и морских беспозвоночных животных. Л.: ЗИН АН СССР, 1986. С. 129–141.
Иванова М.Б., Умнов А.А. Способы определения продукции популяций водных
животных // Общие основы изучения водных экосистем. Л.: Наука, 1979.
С. 119–133.
Ивантер Э.В., Коросов А.В. Элементарная биометрия: учеб. пособие. Петрозаводск: Изд-во ПетрГУ, 2010. 104 с.
Ивлева И.В. Температура среды и скорость энергетического обмена у водных
животных. Киев: Наук. Думка, 1981. 232 с.

496

Израэль Ю.А., Гасилина Н.К., Абакумов В.А. Гидробиологическая служба наблюдений и контроля поверхностных вод в СССР // Научные основы контроля качества поверхностных вод по гидробиологическим показателям. Л.: Гидрометеоиздат, 1981. С. 7–14.
Кабаков Р.И. R в действии. Анализ и визуализация данных на языке R. ДМК
Пресс, 2014. 588 с.
Казанцева Т.И. Балансовая модель экосистемы мелкого высокоэвтрофного
озера // Журн. общ. биологии. 2003. Т. 64. № 2. С. 128–145.
Камлюк Л.В. Энергетический обмен у свободноживущих плоских и кольчатых
червей и факторы его определяющие // Журн. общ. биол. 1974. Т. 35. № 6.
C. 874–885.
Каратыгин И.В. Грибные организмы и их роль в эволюции экосистем // Ботанический журнал. 1994. Т. 79. № 2. С. 13–20.
Карзинкин Г.С. Попытка практического разрешения понятия “биоценоз”: в 2 ч.:
Часть II: Влияние различных факторов на биоценоз // Русский зоологический
журнал. 1927. № VII (2). С. 34–76.
Кариотипы и морфология личинок трибы Chironomini: Атлас. Новосибирск:
Наука, 1991. 113 с.
Кастальская-Карзинкина М.А. Методика определения живых и мертвых отмерших компонентов планктона на фиксированном материале // Тр. Косинск.
лимнол. ст. 1935. Т. 19. С. 91–103.
Катанская В.М. Высшая водная растительность континентальных водоемов
СССР. Методы изучения. Л: Наука, 1981. 187 с.
Кашеваров Г.С., Яковлев В.А. Дрифт беспозвоночных в равнинных реках Предкамья (на примере рек Мёша, Казанка и Нокса). Казань: Изд-во Академии
наук Республики Татарстан, 2015. 133 с.
Ким Г.В. Водоросли перифитона Телецкого озера // Сибирский экологический
журнал. 2011. № 1. С. 33–41.
Киричук Н.И., Пивкин М.В. Вторичные морские грибы, ассоциированные с бурыми водорослями рода Sargassum залива Петра Великого (Японское море)
// Микология и фитопатология. 2015. Т. 19. Вып. 3. С. 146–150.
Кирпенко Н.И., Усенко О.М. Влияние высших водных растений на микроводоросли (обзор) // Гидробиол. журн. 2012. Т. 48. № 6. С. 66–88.
Киселев И.А. Планктон морей и континентальных водоемов. Т. 1. Л.: Наука,
1969. 658 с.
Киселев И.А. Планктон морей и континентальных водоемов. Т. 2. Распределение, сезонная динамика, питание и значение. Л.: Наука, 1980. 440 с.
Китаев С.П. О соотношении некоторых трофических уровней и “шкалах трофности” озер разных природных зон // V съезд Всерос. гидроб. об-ва. Куйбышев, 1986. Ч. 2. С. 254–255.
Китаев С.П. Основы лимнологии для гидробиологов и ихтиологов. Петрозаводск: Карельский научный центр РАН, 2007. 395 с.
Коваль Л.Г. Зоо- и некропланктон Черного моря. Киев: Наукова Думка, 1984.
234 с.
Кожова Л.И., Рыжков Л.П., Полина А.В. Биологический контроль качества вод.
М.: Наука, 1989. 144 с.

497

Кожова О.М., Акиншина Т.В. Классификация чистоты вод р. Ангары по состоянию макрозообентоса с использованием выявленных индикаторных групп
организмов // Гидробиологические и ихтиологические исследования в Восточной Сибири (Чтения проф. М.М. Кожова). Иркутск: ИГУ, 1979. Вып. 3.
С. 55–74.
Кожова О.М., Мельник Н.Г. Инструкция по обработке проб планктона счетным
методом. Иркутск, 1978. 52 с.
Количественные методы в почвенной зоологии / Ред. Гиляров М.С., Стриганова Б.Р. М.: Наука. 1987. 288 с.
Кольцова Т.И., Конопля Л.Я., Максимов В.И., Федоров В.Д. К вопросу о представительности выборок при анализе фитопланктонных проб // Гидробиол.
журнал. 1971. Т. 7. № 3. С. 109–116.
Кольцова Т.И., Лихачева Н.Е., Федоров В.Д. О количественной обработке проб
фитопланктона. I. Сравнение объемов выборок при исследовании различных структурных характеристик морского фитопланктона// Биологические
науки. 1979. № 6. С. 96–100.
Кольцова Т.И., Угер Е.Г. О количественной обработке проб фитопланктона. III.
Некоторые вопросы распределения фитопланктона в счетной камере // Биологические науки. 1980. № 7. С. 103–108.
Комулайнен С.Ф. Методические рекомендации по изучению фитоперифитона в
малых реках. Петрозаводск: Карельский научный центр РАН, 2003. 43 с.
Комулайнен С.Ф. Экология фитоперифитона малых рек Восточной Фенноскандии. Петрозаводск: Изд-во КарНЦ РАН, 2004. 182 с.
Комулайнен С.Ф. Динамика структуры и первичная продукция перифитона в
небольшой реке // Состояние и проблемы продукционной гидробиологии /
Под ред. Алимова А.Ф., Бульона В.В. М.: Тов-во научных изданий КМК,
2006. С. 163–174.
Комулайнен С.Ф., Круглова А.Н., Хренников В.В., Широков В.А. Методические
рекомендации по изучению гидробиологического режима малых рек. Петрозаводск: Изд-во КарНЦ РАН, 1989. 40 с.
Комулайнен С.Ф., Хренников В.В. Питание беспозвоночных эпилиптона в небольшой реке // Проблемы лососевых на Европейском Севере. Петрозаводск: КарНЦ РАН, 1993. С. 89–105.
Коновалова Г.В. Паразитические перидинеи (Dinoflagellates) и эллобиопсиды
(Ellobiopsidae) прибрежных вод Японского моря // Биология моря. 2007.
Т. 33. № 3. С. 167–175.
Коновалова О.П., Бубнова Е.Н. Грибы на бурых водорослях Ascophyllum
nodosum и Pelvetia canaliculata в Кандалакшком заливе Белого моря // Микология и фитопатология. 2011. Т. 45. Вып. 3. С. 240–248.
Константинов А.С. Использование теории множеств в биогеографическом и экологическом анализе // Успехи совр. биологии. 1969. Т. 67. № 1. С. 99–108.
Константинов А.С. Общая гидробиология. М.: Высшая школа, 1979. 480 с.
Константинов А.С. Общая гидробиология. 4-е изд. М.: Высшая школа, 1986.
472 с.

498

Константинов А.С., Спиридонов Ю.И. Зооперифитон // Волгоградское водохранилище (население, биологическое продуцирование и самоочищение). Саратов: Изд-во Саратовского ун-та, 1977. С. 120–132.
Копылов А.И., Лазарева В.И., Косолапов Д.Б. Потоки вещества и энергии в
планктонной трофической сети озера // Состояние экосистемы оз. Неро в
начале XXI века. М.: Наука, 2008. С. 293–324.
Копылов А.И., Лазарева В.И., Пырина И.Л., Мыльникова З.М., Масленникова Т.С.
Микробная “петля” в планктонной трофической сети крупного равнинного
водохранилища // Успехи современной биологии. 2010. № 6. С. 544–556.
Копытина Н.И. Высшие морские грибы пелагических и донных биотопов северо-западного региона Черного моря. Дисс. … канд. биол. наук. Севастополь, 2009. 210 с.
Копытина Н.И. Устройство для ловли мелких предметов, плавающих на поверхности воды: пат. на полезную модель 194104 Российская Федерация. МПК
E02B 15/00 (2006.01); E02B 15/10 (2006.01); заявитель и патентообладатель
Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Федеральный исследовательский центр "Институт биологии южных морей имени А.О. Ковалевского РАН" (ФИЦ ИнБЮМ); № 2019127600; заявл. 30.08.2019; опубл.
28.11.2019, Бюл. № 34.
Копытина Н.И. Микобиота пелагиали Одесского региона северо-западной части Черного моря // Вестник Томского государственного университета. Биология. 2020. № 52. С. 140–163. DOI: 10.17223/19988591/52/8
Копытина Н.И., Бочарова Е.А. Микобиота анаэробной пелагиали Черного моря
(по материалам рейсов НИС “Профессор Водяницкий” №№ 87, 89, 91, 94,
98. 2016–2017 гг.): св-во о гос. рег. базы данных 2019621585 Российская Федерация; правообладатель Федеральное государственное бюджетное учреждение науки Федеральный исследовательский центр “Институт биологии
южных морей имени А.О. Ковалевского РАН”. № 2019621510; заявл.
30.08.2019; опубл. 09.09.2019, Бюл. № 9.
Копытина Н.И., Бочарова Е.А., Гулина Л.В. Новые находки культивируемых
микромицетов в глубоководных отложениях Черного моря // Труды Института биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН. 2024. Вып. 105(108).
С. 45–53. DOI: 10.47021/0320-3557-2024-45-53
Копытина Н.И., Лебедовская М.В. Микромицеты – эпибионты гигантской устрицы Crassostrea gigas, культивируемой в Чeрном море // Морський екологічний журнал. 2014. Т. 13. №. 2. С. 41–44.
Копытина Н.И., Родионова Н.Ю., Бочарова Е.А. Влияние абиотических факторов на структуру комплексов грибов в пелагиали Чeрного и Азовского морей летом 2019 г. // Вестник Томского государственного университета. Биология. 2023. № 62. С. 109–128. DOI: 10.17223/19988591/62/6
Копытина Н.И., Сергеева Н.Г. Ассоциации грибов и нематод в Черном море //
Труды Института биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина РАН. 2023.
Вып. 102(105). С. 36–46. DOI: 10.47021/0320-3557-2023-36-46
Коренева Е.А., Чалова И.В. Эколого-токсикологическая характеристика водоемов на территории Воркутинского промышленного района // Биоиндикация

499

состояния природной среды Воркутинской тундры (Труды Коми научного
центра УрО Российской АН; № 143). Сыктывкар, 1996. С. 92–102.
Коренева Т.Г., Сигарева Л.Е., Латковская Е.М. Содержание хлорофилла а в
донных отложениях мелководной лагуны Буссе (остров Сахалин) // Биология моря. 2021. Т. 47. № 5. С. 339–349.
Корляков К.А. Метод "царапанных" стекол обрастания для интенсификации изучения структурно-динамических характеристик перифитона // Вестник совета молодых ученых и специалистов Челябинской области. 2017. Т. 1.
№ 3(18). С. 5–14.
Корляков К.А., Нохрин Д.Ю. Удельная поверхность макрофитов и биомасса зоофитоса различных водоемов Южного Зауралья // Биология внутр. вод.
2011. № 3. С. 30–34.
Корнева Л.Г. Фитопланктон Рыбинского водохранилища: состав, особенности
распределения, последствия эвтрофирования // Современное состояние экосистемы Рыбинского водохранилища. СПб.: Гидрометеоиздат, 1993. С. 50–113.
Корнева Л.Г. Фитопланктон водохранилищ бассейна Волги. Кострома: Костромской печатный дом, 2015. 284 с.
Кочарина С.Л. Особенности микрораспределения и продукция популяций личинок трех видов сетеплетущих ручейников на участке плес–перекат метаритрали р. Кедровая в весенне-летний период // Чтения памяти Владимира
Яковлевича Леванидова. Вып. 1. Владивосток, 2001. С. 38–54.
Крахмальный А.Ф. Динофитовые водоросли Украины (иллюстрированный
определитель). Киев: Альтерпрес, 2011. 444 с.
Крыжановский С.Г., Дислер Н.Н., Смирнова Е.Н. Эколого-морфологические закономерности развития окуневидных рыб (Percoidae) // Тр. Ин-та морфологии животных им. А.Н. Северцова АН СССР. М.: Изд-во АН СССР. 1953.
Вып. 10. С. 3–139.
Крылова Ю.В., Курашов Е.А., Митрукова Г.Г. Компонентный состав летучих
низкомолекулярных органических соединений Ceratophyllum demersum
(Ceratophyllaceae), произрастающего в различных климатических условиях
// Вода: химия и экология. 2016. № 8. С. 11–25.
Крылова Ю.В., Курашов Е.А., Протопопова Е.В., Ходонович В.В., Явид Е.Я., Кухарева Г.И. Состав низкомолекулярного метаболома Potamogeton perfoliatus
L. как индикатор трансформации экологического состояния литоральной
зоны // Биология внутр. вод. 2024. Т. 50. № 4. С. 555–565.
Крылов А.В. Зоопланктон равнинных малых рек. М.: Наука, 2005. 263 с.
Крылов А.В., Папченков В.Г., Цельмович О.Л., Косолапова Н.Г., Щербина Г.Х.,
Скальская И.А., Дгебуадзе Ю.Ю. Развитие основных элементов биоты на
разнотипных биотопах реки и ее распределение по продольному профилю //
Экосистема малой реки в изменяющихся условиях среды / Под ред. Крылова А.В., Боброва А.А. М.: Т-во научн. изд. КМК, 2007. С. 333–349.
Крылов А.В., Цветков А.И., Малин М.И. Вертикальное распределение зоопланктона малой реки // Поволжский экологический журнал. 2009. № 1. С. 47–53.
Крылов А.В., Кулаков Д.В., Чалова И.В., Папченков В.Г. Зоопланктон пресных
водоемов в условиях влияния гидрофильных птиц / Отв. ред. А.И. Копылов.
Ижевск: Издатель Пермяков С.А., 2012. 204 с.

500

Крылов П.И., Чернова Е.Н. Уравнения зависимости массы тела от длины тела
хищных кладоцер (Leptodora kindtii (Focke, 1844), Bythtrephes longimanus
Leidig, 1860 и Cercopagis pengoi (Ostroumov, 1891)) // Современные проблемы продукционной гидробиологии. М.: Тов. науч. изданий КМК, 2006.
С. 175–188.
Крючкова Н.М. Эффективность использования пищи зоопланктоном // Биопродуктивность озер Белоруссии. Минск: Белорусский ун-т, 1971. С. 114–135.
Крючкова Н.М. Эффективность использования усвоенной пищи на рост у ракообразных // Эффективность роста у гидробионтов. Сб. докладов сессии Белорусского отделения Всес. гидробиол. о-ва, посвященных памяти выдающегося ученого В.С. Ивлева. Минск, январь 1985. Гомель, 1986. С. 62–73.
Крючкова Н.М. Структура сообществ зоопланктона в водоемах разного типа //
Продукционно-гидробиологические исследования водных экосистем.
Л.: ЗИН АН СССР, 1987. С. 184–198.
Кузнецов Е.А. Грибные и грибоподобные организмы морских, солоноватоводных и пресноводных водоемов (учебное пособие). М.: Изд-во ООО “Академия цветоводства”, 2003. 120 с.
Кузнецов С.И. Микрофлора озер и ее геохимическая деятельность. Л.: Наука,
1970. 439 с.
Кузнецов С.И., Дубинина Г.А. Методы изучения водных микроорганизмов.
М.: Наука, 1989. 288 с.
Кузнецова М.А. Структурные перестройки в зоопланктонном сообществе эвтрофированных водоемов с позиций представлений о сукцессии // Экология.
1996. № 1. С. 77–80.
Кузнецова М.А., Лаврова Т.В., Баянов Н.Г. К проблеме деэвтрофикации озер //
IX Съезд Гидробиологического общества РАН. Тез. докл. Т. 1. Тольятти:
Ин-т экологии волжского бассейна, 2006. С. 249.
Кузьмин Г.В. Фитопланктон. Видовой состав и обилие // Методика изучения биогеоценозов внутренних водоемов. М.: Наука, 1975. С. 73–87.
Кузьмин Г.В. Таблицы для вычисления биомассы водорослей. Препринт. Магадан, 1984. 47 с.
Кураков А.В., Кокаева Л.Ю. Методы изучения разнообразия грибов в наземных
и водных экосистемах. Учебно-методическое пособие. М.: Изд-во Национальной академии микологии. 2023. 128 с.
Курашов Е.А. Мейобентос как компонент озерной экосистемы. СПб: “АлгаФонд”, 1994. 224 с.
Курашов Е.А. Устройство для выделения мейофауны из песчанистых грунтов /
Ред. Гидробиол. журн. Киев, 1986. 6 с. Деп. в ВИНИТИ 11.09.86, № 6628-B.
Курашов Е.А. Экспериментальное изучение питания литоральных хищников
Acanthocyclops viridis Jurine и Atractides (Megapus) gracilis Sokolow мейобентосом в Ладожском озере // Экология. 1989. № 1. С. 42–49.
Курашов Е.А. Мейобентос озерных экосистем: экология и реакция на антропогенные воздействия: Автореф. дис. ... докт. биол. наук. СПб., 1997. 52 с.
Курашов Е.А. Методы и подходы для количественного изучения пресноводного мейобентоса // Актуальные вопросы изучения микро-, мейозообентоса и фауны зарослей пресноводных водоемов. Тематические лекции и

501

материалы I Международной школы-конференции, Россия, Борок, 2–7 октября 2007 г. Нижний Новгород: Вектор ТиС, 2007а. С. 5–35.
Курашов Е.А. Мейобентос в пресноводных экосистемах. Его роль и перспективы исследования // Актуальные вопросы изучения микро-, мейозообентоса и фауны зарослей пресноводных водоемов. Тематические лекции и
материалы I Международной школы-конференции, Россия, Борок, 2–7 октября 2007 г. Нижний Новгород: Вектор ТиС, 2007б. С. 36–71.
Курашов Е.А., Распопов И.М., Андроникова И.Н. Литоральная зона (термины,
понятия, проблематика, история изучения, описание точек отбора) // Литоральная зона Ладожского озера. СПб.: Нестор-История, 2011. 416 с.
Курашов Е.А., Крылова Ю.В. Низкомолекулярные вторичные метаболиты высших водных растений и перспективы управления автотрофным звеном в
водных экосистемах // Биология внутр. вод: Мат. XV Школы-конференции
молодых уч. (Борок, 19–24 октября 2013 г.). Кострома: ООО “Костромской
печатный дом”, 2013. С. 29–60.
Курашов Е.А., Крылова Ю.В., Егорова А.А., Сущенко А.С., Ходонович В.В., Явид
Е.Я. Перспективы использования низкомолекулярного метаболома водных
макрофитов для индикации экологического состояния водных экосистем //
Вода: химия и экология. 2018а. № 1–3. С. 68–79.
Курашов Е.А., Федорова Е.В., Крылова Ю.В. Использование метода QSAR для выявления наиболее перспективных аллелохемиков в отношении цианобактерий
// Российский журнал прикладной экологии. 2018б. № 4 (16). С. 56–61.
Курашов Е.А., Крылова Ю.В., Русанов А.Г. Изменение низкомолекулярного метаболома чужеродного вида Potamogeton pectinatus L. в Ладожском озере в
сравнении с нативным ареалом // Российский журнал биологических инвазий. 2020. Т. 13. № 2. С. 74–95.
Курашов Е.А., Крылова Ю.В., Русанов А.Г., Явид Е.Я., Ходонович В.В. Закономерности формирования низкомолекулярного метаболома макрофитов // Современное состояние и проблемы антропогенной трансформации экосистемы Ладожского озера в условиях изменяющегося климата / Ред. Кондратьев С.А.,
Поздняков Ш.Р., Румянцев В.А. СПб: РАН, 2021. С. 425–431.
Кутикова Л.А., Гутельмахер Б.Л. Влияние состава пищи на рост и размножение
Asplanchna brightwelli Gosse (Rotatoria) // Экспериментальные и полевые исследования биологических основ продуктивности озер. Л.: Зоол. ин-т АН
СССР, 1979. С. 21–28.
Лазарева В.И. Зоопланктон малых озер Дарвинского заповедника в связи с индикацией антропогенного закисления. Дисс. … канд. биол. наук. Борок,
1991. 198 с.
Лазарева В.И. Число видов и таксономическое разнообразие в сообществах зоопланктона малых озер, подверженных закислению // Зооценозы водоемов
бассейна верхней Волги в условиях антропогенного воздействия. СПб.: Гидрометеоиздат, 1993. С. 3–19.
Лазарева В.И. Трансформация сообществ зоопланктона малых озер при закислении // Структура и функционирование экосистем ацидных озер.
СПб.: Наука, 1994. С. 150–169.

502

Лазарева В.И. Многолетние вариации структуры зоопланктона Рыбинского водохранилища // Водные ресурсы. 1997. № 1. С. 90–96.
Лазарева В.И. Сезонный цикл развития и питание хищных коловраток
Asplanchna priodonta Gosse в Рыбинском водохранилище // Биология
внутр. вод. 2004. № 4. С. 59–68.
Лазарева В.И. Динамика структуры и обилия зоопланктона Рыбинского водохранилища как индикатор флуктуаций климата и антропогенного пресса в
бассейне Верхней Волги // Биоиндикация в мониторинге пресноводных экосистем. Сб. материалов Междунар. конф. СПб.: ЛЕМА, 2007. С. 240–244.
Лазарева В.И. Сопоставимость различных методов сбора зоопланктона в равнинном водохранилище // Экология и морфология беспозвоночных континентальных вод / Ред. Крылов А.В. Махачкала: Изд-во Наука ДНЦ, 2010а.
С. 251–261.
Лазарева В.И. Структура и динамика зоопланктона Рыбинского водохранилища /
Ред. Копылов А.И. М.: Т-во научн. изданий КМК, 2010б. 183 с.
Лазарева В.И. Расселение чужеродных понто-каспийских видов зоопланктона в
водохранилищах Волги и Камы // Российский журнал биологических инвазий. 2019. № 3. С. 29‒52.
Лазарева В.И. Многолетние изменения состава и обилия зоопланктона водохранилищ р. Камы // Биология внутр. вод. 2020. № 3. С. 260‒275. DOI:
10.31857/S0320965220030110
Лазарева В.И. Распространение некоторых понто-каспийских и чужеродных копепод (Crustacea, Copepoda) в планктоне водоемов бассейна реки Дон // Российский журнал биологических инвазий. 2022а. № 3. С. 79–98. DOI:
10.35885/1996-1499-15-3-79-98
Лазарева В.И. Состав, структура и особенности пространственного распределения зоопланктона в Шекснинском водохранилище (Верхняя Волга, Россия)
// Биология внутр. вод. 2022б. № 6. С. 711–724. DOI:
10.31857/S0320965222060122
Лазарева В.И. Трофические взаимодействия в зоопланктоне Цимлянского водохранилища (р. Дон, Россия) // Биология внутр. вод. 2022в. № 3. С. 264–277.
DOI: 10.31857/S0320965222030135
Лазарева В.И., Минеева Н.М., Лаптева Н.А. и др. Особенности продуцирования
и деструкции органического вещества в болотных озерах, испытывающих
воздействие кислотных атмосферных осадков // Биология внутр. вод. 2000.
№ 2. С. 77–80.
Лазарева В.И., Лебедева И.М., Овчинникова Н.К. Изменения в сообществе зоопланктона Рыбинского водохранилища за 40 лет // Биология внутр. вод.
2001. № 4. С. 62–73.
Лазарева В.И., Жгарева Н.Н., Гусаков В.А., Иванов В.К. Структура трофической
сети сообществ беспозвоночных в трех небольших озерах с различным
уровнем закисления вод: зоопланктон // Биология внутр. вод. 2003. № 1.
С. 49–57.
Лазарева В.И., Смирнова С.М., Фролова А.Н. Доминантные комплексы ракообразных и коловраток высокоэвтрофного оз. Неро (Ярославская обл.) // Биология внутр. вод. 2007. № 1. С. 61–72.

503

Лазарева В.И., Смирнова С.М. Ракообразные и коловратки // Состояние экосистемы оз. Неро в начале XXI века. М.: Наука, 2008. С. 175–210.
Лазарева В.И., Копылов А.И. Продуктивность зоопланктона на пике эвтрофирования экосистемы равнинного водохранилища: значение беспозвоночных
хищников // Успехи современной биологии. 2011. Т. 131. № 3. С. 300–310.
Лазарева В.И., Соколова Е.А. Метазоопланктон равнинного водохранилища в
период потепления климата: биомасса и продукция // Биология внутр. вод.
2015. № 3. С. 30. DOI: 10.7868/S0320965215030092
Лазарева В.И., Копылов А.И., Соколова Е.А., Пряничникова Е.Г. Велигеры дрейссенид в трофической сети планктона Рыбинского водохранилища // Поволжский экологический журнал. 2015. № 1. С. 42–54.
Лазарева В.И., Соколова Е.А. Обеспеченность пищей планктофагов в Рыбинском водохранилище в условиях потепления климата: динамика и продуктивность зоопланктона // Гетеротрофное звено внутренних и контурных сообществ пресноводных экосистем. Ярославль: Филигрань, 2016. Тр. Ин-та
биологии внутренних вод РАН. Вып. 74 (77). С. 77–92.
Лазарева В.И., Сабитова Р.З., Соколова Е.А. Особенности структуры и распределения позднелетнего (август) зоопланктона в водохранилищах Волги //
Тр. Ин-та биологии внутренних вод РАН. 2018а. Вып. 82(85). С. 28–51. DOI:
10.24411/0320-3557-2018-1-0011
Лазарева В.И., Степанова И.Э., Цветков А.И., Пряничникова Е.Г., Перова С.Н.
Изменение кислородного режима водохранилищ Волги и Камы в период потепления климата: последствия для зоопланктона и зообентоса // Тр. Ин-та
биологии внутренних вод РАН. 2018б. Вып. 81(84). С. 47–84. DOI:
10.24411/0320-3557-2018-1-0005
Лазарева В.И., Сабитова Р.З. Раннелетний зоопланктон озер Воже и Лача (Вологодская область) // Тр. Ин-та биологии внутренних вод РАН. 2021. Вып.
94(97). С. 56‒76. DOI: 10.47021/0320-3557-2021-56-76
Лакин Г.Ф. Биометрия. Учебное пособие для биол. спец. вузов, 4-е изд., перераб.
и доп. М.: Высшая школа, 1990. 352 с.
Лебедев Ю.М. Что такое малая река? // Малые реки: современное экологическое
состояние, актуальные проблемы. Тольятти, 2001. С. 154.
Леванидов В.Я. Воспроизводство амурских лососей и кормовая база их молоди
в притоках Амура // Изв. ТИНРО. 1969. Т. 67. 243 с.
Леванидов В.Я. Биомасса и структура донных биоценозов малых водотоков Чукотского полуострова // Пресноводная фауна водотоков Чукотского полуострова, Владивосток, 1976. С. 104–122.
Леванидов В.Я. Биомасса и структура донных биоценозов реки Кедровой // Пресноводная фауна заповедника “Кедровая падь”. Тр. Биол.-почв. ин-та ДВНЦ
АН СССР. Владивосток: ДВНЦ АН СССР, 1977. Т. 45 (148). С. 126–159.
Леванидов В.Я., Леванидова И.М. Дрифт водных насекомых в реке Амур // Систематика и экология рыб континентальных водоемов Дальнего Востока.
Владивосток: ДВНЦ АН СССР, 1979. С. 3–29.
Леванидова И.М. Амфибиотические насекомые горных областей Дальнего Востока СССР. Л.: Наука, 1982. 215 с.

504

Леванидова И.М., Леванидов В.Я. К вопросу о миграциях донных беспозвоночных
в толще воды Дальневосточных рек // Изв. ТИНРО. 1962. Т. 48. С. 178–189.
Леванидова И.М., Николаева Е.Т. Бентосток в реках Камчатки // Изв. ТИНРО.
1968. Т. 64. С. 291–299.
Литвинов М.А. Методы изучения почвенных микроскопических грибов.
Л.: Наука, 1969. 124 с.
Литвинов М.А., Дудка И.А. Методы исследования микроскопических грибов пресных и соленых (морских) водоемов. Л.: Наука, 1975. 151 с.
Литвинюк Д.А. Морской зоопланктон и методические проблемы его изучения:
Диссертация ... канд. биол. наук: 03.02.10 / М: МГУ, 2015. 147 с.
Лихачева Н.Е., Левич А.П., Кольцова Т.И. О количественной обработке проб фитопланктона. II. Ранговое распределение численности фитопланктона пролива Вилькицкого // Биологические науки. 1979. № 9. С. 102–106.
Лоскутова О.А., Пономарев В.И. Фауна водоемов бассейна р. Малый Паток
(Приполярный Урал). II. Беспозвоночные // Биология внутр. вод. 2019. № 4–
2. С. 8–15. DOI: 10.1134/S0320965219040272.
Луферов В.П. Краткая сравнительная характеристика эпифауны затопленных
лесов волжских водохранилищ // Планктон и бентос внутренних водоемов.
Тр. Ин-та биологии внутренних вод. 1966. Вып. 8(2). С. 16–20.
Луферова Л.А., Монаков А.В. Зоопланктон Рыбинского водохранилища в 1956–
1963 гг. // Планктон и бентос внутренних водоемов. Л.: Наука, 1966. С. 40–55.
Лысенко В.С., Вардуни Т.В., Сойер В.Г., Краснов В.П. Флуоресценция хлорофилла растений как показатель экологического стресса: теоретические основы применения метода // Фундаментальные исследования. 2013. № 4.
С. 112–120.
Любименко В.Н. Хлорофилл в отложениях озерного ила // Журн. Русск. ботан.
общества. 1923. № 6. С. 97–105.
Ляхов С.М., Жидков Л.Ф. Донная ловушка – прибор для изучения сноса донных
организмов в речном потоке // Зоол. журн. 1953. Т. 32. Вып. 5. С. 1020–1024.
Макаревич Т.А. Вклад перифитона в суммарную первичную продукцию пресноводных экосистем (обзор) // Вестник Тюменского гос. ун-та. 2005. № 5. С. 77.
Макарцева Е.С. Изменение структуры и количественных показателей зоопланктона
при повышении уровня трофии озер // Изменение структуры экосистем озер в
условиях возрастающей биогенной нагрузки. Л.: Наука, 1988. С. 221–241.
Макрушин А.В. Биологический анализ качества вод. Л.: ЗИН АН СССР, 1974. 60 с.
Макрушин А.В. Биоиндикация загрязнений внутренних водоемов // Биологические методы оценки природной среды. М.: Наука, 1978. С. 123–137.
Макрушин А.В. Ангидробиоз первичноводных беспозвоночных: сохранение
жизнеспособности в высушенном состоянии. Л.: Наука, 1985. 104 с.
Максимов В.Н. Метрологические свойства индексов сходства (в приложении к
биологическому анализу качества вод) // Комплексные оценки качества поверхностных вод. Л.: Гидрометеоиздат, 1984. С. 77–84.
Максимов В.Н., Житина Л.С. Бета-разнообразие экологических сообществ: метод
измерения и использование при анализе результатов экологического мониторинга. Сообщение 1 // Вестн. МГУ. Сер. 16. Биология. 1997. № 2. С. 22–24.

505

Маркевич Г.И. Суточная динамика вертикального распределения массовых
форм зоопланктона в оз. Сиверском // Экология водных организмов верхневолжских водохранилищ. Л.: Наука, 1982. С. 100–122.
Мартынова М.В. Азот и фосфор в донных отложениях озер и водохранилищ.
М.: Наука, 1984. 160 с.
Марфенина О.Е. Антропогенная экология почвенных грибов. М.: Медицина для
всех. Национальная Академия Микологии, 2005. 196 с.
Марченко А.М. Грибы – возбудители микозов рыб на рыбоводных заводах Сахалина // Микология и фитопатология. 1988. Т. 22. Вып. 3. С. 212–216.
Мастаков И.А. Имитационная модель распределения субстратов для мшанок на
участке реки Вологды // ХVI Ежегодная научная сессия аспирантов и молодых ученых: Мат. Всерос. науч. конф. В 3-х т. Вологда, 29 ноября 2022 г. /
Гл. ред. Караганова М.М. Т. 1. Вологда: Вологодский государственный университет, 2023. С. 557–561.
Масюк Н.М., Радченко М.И. Методы сбора и изучения водорослей // Водоросли.
Справочник. Киев: Наукова думка, 1989. С. 170–188.
Матковский А.К. К оценке экологического состояния водоемов по гидробиологическим показателям // VII съезд Всерос. гидроб. об-ва: тез. докл. Т. 1. Казань, 1996. С. 67–69.
Маторин Д.Н., Осипов В.А., Венедиктов П.С., Рубин А.Б. Замедленная флуоресценция растений и водорослей: теоретические и практические аспекты.
М.: Альтекс, 2011. 220 с.
Мессинева М.А., Успенская В.И. Специальные приемы и методы количественной
характеристики биоценозов обрастаний // Биоценозы обрастаний в качестве
биопоглотителя (новый способ предварительной очистки воды для целей водоснабжения). М.: МГУ, 1961. С. 117–142.
Метелёва Н.Ю., Девяткин В.Г. Формирование и продуктивность перифитона
Рыбинского водохранилища: первичная продукция // Биология внутр. вод.
2005. № 3. С. 44.
Методика изучения биогеоценозов внутренних водоемов / Под ред. МордухайБолтовского Ф.Д. М.: Наука, 1975. 240 с.
Методика определения последствий негативного воздействия при строительстве, реконструкции, капитальном ремонте объектов капитального строительства, внедрении новых технологических процессов и осуществлении
иной деятельности на состояние водных биологических ресурсов и среды их
обитания и разработки мероприятий по устранению последствий негативного воздействия на состояние водных биологических ресурсов и среды их
обитания, направленных на восстановление их нарушенного состояния.
Приложение к приказу Федерального агентства по рыболовству от 6 мая
2020 г. № 238. ВНИРО, 2020. 23 с.
Методические вопросы изучения первичной продукции планктона внутренних
водоемов / Под ред. Пыриной И.Л. СПб: Гидрометеоиздат, 1993. 168 с.
Методические рекомендации по сбору и обработке материалов при гидробиологических исследованиях на пресноводных водоемах. Зоопланктон и его
продукция. Л.: ГосНИОРХ, ЗИН АН СССР, 1982. 33 с.

506

Методические рекомендации по сбору и обработке материалов при гидробиологических исследованиях на пресноводных водоемах. Зообентос и его продукция. Л.: ГосНИОРХ, ЗИН АН СССР, 1983. 52 с.
Методические рекомендации по сбору и обработке материалов при гидробиологических исследованиях на пресноводных водоемах. Зоопланктон и его
продукция. Л.: Гос. ин-т озер. и реч. рыбного хоз-ва, Зоол. ин-т АН СССР,
1984. 34 с.
Методические указания к занятиям спецпрактикума по разделу “Микология. Методы экспериментального изучения микроскопических грибов” для студентов
4 курса дневного отделения специальности “G 31 01 01 – Биология” / Авт.сост. Поликсенова В.Д., Храмцов А.К., Пискун С.Г. Минск.: БГУ, 2004. 36 с.
Методические указания по осуществлению государственного мониторинга водных объектов в части организации и проведения наблюдений за содержанием загрязняющих веществ в донных отложениях водных объектов. Утверждены приказом Минприроды России от 24.02.2014 № 112.
Методы определения продукции водных организмов. Минск: Выщэйшая
школа, 1968. 245 с.
Методы оценки качества вод по гидробиологическим показателям: учебно-методическая разработка по курсу “Гидробиология” / сост.: Деревенская О.Ю.
Казань: КФУ, 2015. 44 с.
Методы экспериментальной микологии. Справочник / Ред. Билай В.И. Киев: Наукова думка, 1982. 550 с.
Микология: основные понятия и термины. Учебно-методическое пособие по
микологии для студентов специальностей “G 31 01 01 – Биология”, “H 33 01
01 – Биоэкология” и направления “G 31 01 01-03 – Биотехнология”. Минск,
2003. 123 с.
Микроорганизмы как агенты биомониторинга и биоремедиации загрязненных
почв / Под общ. ред. Ашихминой Т.Я., Домрачевой Л.И. Киров: Науч. изд.
ВятГУ, 2018. 254 с.
Милько А.А., Захарова Л.И. Роль микофлоры Волги и некоторых северных водоемов в процессах самоочищения и биоиндикации вод // Водные ресурсы.
1984. № 2. С. 94–98.
Минеева Н.М. Растительные пигменты как показатель состояния экосистемы водохранилищ. Пигменты планктона // Современная экологическая ситуация
в Рыбинском и Горьковском водохранилищах: состояние биологических сообществ и перспективы рыборазведения. Ярославль: ЯГТУ, 2000. С. 66–83.
Минеева Н.М. Первичная продукция планктона в водохранилищах Волги. Ярославль: Принтхаус, 2009. 279 с.
Минеева Н.М. Сезонная и межгодовая динамика хлорофилла в планктоне Рыбинского водохранилища по данным флуоресцентной диагностики // Тр. Ин-та
биол. внутр. вод им. И.Д. Папанина РАН. 2016. Вып. 76 (78). С. 75–93.
Минеева Н.М., Метелёва Н.Ю. Cравнительная характеристика продуктивности
фитопланктона и эпифитона водохранилищ Верхней Волги // Биология
внутр. вод. 2019. № 2. Вып. 2. С. 33. DOI: 10.1134/S0320965219030148.

507

Минеева Н.М., Попельницкий В.А. Определение фотосинтеза фитопланктона
Рыбинского водохранилища флуоресцентным и кислородным методами //
Биология внутр. вод: Информ. бюл. 1990. № 88. С. 20–24.
Минеева Н.М., Мухутдинов В.Ф. Сравнительная оценка содержания хлорофилла
в водохранилищах Верхней Волги по данным спектрофотометрического и
флуоресцентного методов // Вода: химия и экология. 2016. № 4. С. 3–9.
Михеева Т.М. Проблемы изучения фитопланктона: нанофитопланктон (дефиниция, фракционирование и значимость в первичной продукции). Обзор // Гидробиол. журн. 1988. Т. 24. № 4. С. 3–21.
Михеева Т.М. Методы количественного учета нанофитопланктона (обзор) //
Гидробиол. журн. 1989. Т. 25. № 4. С. 3–21.
Миркин Б.М. Проблема соотношения непрерывности и дискретности и современная экология // Журн. общей биологии. 2005. Т. 66. № 6. С. 522–526.
Миркин Б.М., Розенберг Г.С. Толковый словарь современной фитоценологии.
М.: Наука, 1983. 133 с.
Мирчник Т.Г. Почвенная микология. Учебник. М.: Изд-во МГУ, 1988. 220 с.
Мисейко Г.Н., Безматерных Д.М., Тушкова Г.И. Биологический анализ качества
пресных вод. Барнаул: Изд-во Алт. ун-та, 2001. 201 с.
Мокиевский В.О. Экология морского мейобентоса. М.: КМК, 2009. 286 с.
Монаков А.В. Питание и пищевые взаимоотношения пресноводных копепод.
Л.: Наука, 1976. 170 с.
Монаков А.В. Питание пресноводных беспозвоночных. М: ИПЭЭ РАН, 1998. 322 с.
Монченко В.I. Щелепноротi циклопоподiбнi. Циклопи (Cyclopidae) // Фауна
України. Київ: Наукова думка, 1974. Т. 27. № 3. 452 с.
Мордухай-Болтовская Э.Д. О питании хищных кладоцер Leptodora и Bythotrephes
// Биология внутр. вод: Информ. бюл. М.: Наука, 1960. Вып. 6. С. 21.
Мордухай-Болтовской Ф.Д. Состав и распределение бентоса в Таганрогском заливе. Работы Доно-Кубанской научной рыбохозяйственной станции.
Вып. 5. Ростов н/Д: Азово-Черноморск. Краевое книгоизд-во, 1937. С. 3–83.
Мордухай-Болтовской Ф.Д. Материалы по среднему весу водных беспозвоночных бассейна Дона // Проблемы гидробиологии внутренних вод: Тр. проблем. и тематич. совещ. М.-Л.: ЗИН АН СССР, 1954. Вып. 2. С. 223–241.
Мордухай-Болтовской Ф.Д. Усовершенствованная система трубчатого дночерпателя // Биология внутр. вод: Информ. бюл. Л.: Наука, 1958. № 1. С. 47–49.
Мордухай-Болтовской Ф.Д. Фауна беспозвоночных прибрежной зоны Рыбинского водохранилища (общий обзор) // Труды Дарвинского государственного заповедника на Рыбинском водохранилище. 1974. Вып 12. С. 158–185.
Мордухай-Болтовской Ф.Д. Исследования мелководной прибрежной зоны водохранилищ Верхней Волги // Гидробиологический режим прибрежных
мелководий Верхневолжских водохранилищ. Ярославль: Ин-т биологии
внутр. вод, 1976. С. 3–12.
Мордухай-Болтовской Ф.Д., Дзюбан Н.А. Формирование фауны беспозвоночных крупных водохранилищ // Экология водных организмов. М.: Наука,
1966. С. 98–102.
Мороз Т.Г. Сравнение различных методов оценки качества воды по индикаторным донным беспозвоночным // Гидробиол. журнал. 1978. № 3. С. 115–118.

508

Морское обрастание и борьба с ним / пер. с англ. Александровой Е.В. и др.;
под ред. Никитина В.Н., Тарасова Н.И. М.: Воениздат, 1957. 502 с.
Мухин И.А. Формирование перифитонных цилиосообществ на разнотипных субстратах. Вологда: Вологодский государственный университет, 2020. 159 с.
Мухин И.А., Лопичева Г.О. Экологическая ниша перифитонных инфузорий в
планктоне прибрежных вод Костромского разлива Горьковского водохранилища // Озерные экосистемы: биологические процессы, антропогенная
трансформация, качество воды: Мат. V Междун. научн. конф. Минск –
Нарочь, 12–17 сентября 2016 г. Минск – Нарочь: Белорусский государственный университет, 2016. С. 237–238.
Мэгарран Э.Е. Экологическое разнообразие и его измерение. М.: Мир, 1992. 198 с.
Мяэметс А.Х. Изменения зоопланктона // Антропогенное воздействие на малые
озера. Л.: Наука, 1980. С. 54–64.
Набережный А.И., Ирмашева С.Г. Соотношение размеров и массы тела у гарпактицид (Crustacea: Harpacticoida) // Изв. АНМССР. Сер. биол. и хим. наук.
1980. № 4. С. 75–76.
Науменко Е.Н. Структурно-функциональная организация зоопланктона Вислинского залива Балтийского моря. Калининград: Атлант. НИИ рыб. хоз-ва
и океанографии, 2010. 198 с.
Науменко Е.Н., Хлопников М.М., Рудинская Л.В. Потоки энергии в экосистеме
Вислинского (Калининградского) залива Балтийского моря // Журнал Сиб.
фед. ун-та. Биология. 2012. № 5. С. 184–202.
Неврова Е.Л., Петров А.Н. Таксономическое разнообразие диатомовых бентоса
Черного моря // Микроводоросли Черного моря: проблемы сохранения биоразнообразия и биотехнологического использования / Ред. Токарев Ю.Н., Финенко З.З., Шадрин Н.В. Севастополь: ЭКОСИ-Гидрофизика, 2008. С. 60–85.
Неврова Е.Л., Снигирева А.А., Петров А.Н., Ковалева Г.В. Руководство по изучению морского микрофитобентоса и его применению для контроля качества среды / Ред. Гаевская А.В. Севастополь–Симферополь: Н. Орiанда,
2015. 176 с.
Николаев А.М., Алексеев М.Ю. Сезонная и суточная динамика дрифта беспозвоночных в лососевой р. Кола (Кольский полуостров) // Научные труды Дальрыбвтуза. 2017. Т. 41. № 2. С. 43–49.
Обозначения, единицы измерения и эквиваленты, встречаемые при изучении продуктивности пресных вод. Л.: Советский комитет по МБП, 1972. 35 с.
Общие основы изучения водных экосистем. Л.: Наука, 1979. 271 с.
Овчинникова Т.А, Кремс Е.В, Корчиков Е.С. Сезонная динамика микобиоты листовой поверхности древесных растений городской среды // Вестник
СамГУ. 2013. Т. 107. № 6. С. 188–195.
Одесский регион Черного моря: гидробиология пелагиали и бентали / Под общ.
ред. Александрова Б.Г. Одесса: Астропринт, 2017. 324 с.
Одум Ю. Основы экологии. М.: Мир, 1975. 740 с.
Одум Ю. Экология: В 2-х т. М.: Мир, 1986. Т. 1. 328 с.; Т. 2. 376 с.

509

Определитель насекомых Дальнего Востока России. Т. VI. Двукрылые и блохи.
Ч. 4. Владивосток: Дальнаука, 2006. 936 с.Определитель пресноводных беспозвоночных Европейской части СССР: планктон и бентос. Л.: Гидрометеоиздат, 1977. 510 с.
Определитель пресноводных беспозвоночных России и сопредельных территорий. Т. 1. Низшие беспозвоночные. СПб.: Наука, 1994. 394 с.
Определитель пресноводных беспозвоночных России и сопредельных территорий. Т. 2. Ракообразные. СПб.: Наука, 1995. 627 с.
Определитель пресноводных беспозвоночных России и сопредельных территорий. 2000. Т. 3. Паукообразные. Низшие насекомые. СПб.: Наука, 1997. 439 с.
Определитель пресноводных беспозвоночных России и сопредельных территорий. Т. 4. Высшие насекомые. СПб.: Наука, 2000. 998 с.
Определитель пресноводных беспозвоночных России и сопредельных территорий. Т. 5. Высшие насекомые. СПб.: Наука, 2001. 836 с.
Определитель пресноводных беспозвоночных России и сопредельных территорий. Т. 6. Моллюски. Полихеты. Немертины. СПб.: Наука, 2004. 528 с.
Определитель рыб и беспозвоночных Каспийского моря. Т. 1. Рыбы и моллюски. СПб.-M.: Т-во научных изданий КМК, 2013. 543 с.
Определитель рыб и беспозвоночных Каспийского моря. T. 2. Стрекающие,
гребневики, многощетниковые черви, веслоногие ракообразные и мизиды.
СПб.-M.: Т-во научных изданий КМК, 2015. 244 с.
Остапеня А.П. Деэвтрофирование или бентификация? // Озерные экосистемы:
биологические процессы, антропогенная трансформация, качество воды.
Мат. III Междунар. науч. конф. Минск: Изд. центр Белорусского гос. ун-та,
2007. С. 31–32.
Охапкин А.Г., Воденеева Е.Л., Старцева Н.А., Хедаириа Т. Методы изучения фитобентоса пресных водоемов // Экологический мониторинг. Часть X: учебное пособие / Под ред. проф. Гелашвили Д.Б. Нижний Новгород: Нижегородский госуниверситет, 2019. С. 79–96.
Павельева Е.Б., Сорокин Ю.И. Оценка уловистости зоопланктона различными
орудиями лова // Биология внутр. вод. Информ. бюл. 1972. № 15. С. 75–78.
Павлюк Т.Е. Актуальные вопросы биоиндикации водных экосистем: российский
опыт и перспективы // Водное хозяйство России: проблемы, технологии,
управление. 2024. № 4. С. 108–126. DOI: 10.35567/19994508-2024-4-108-126
Палий В.Ф. Методика изучения фауны и фенологии насекомых. Воронеж. 1970.
189 с.
Панкратова В.Я. Личинки и куколки комаров подсемейств Orthocladiinae фауны СССР (Diptera, Chironomidae = Tendipedidae). Л.: Наука, 1970. 343 c.
Панкратова В.Я. Личинки и куколки комаров подсемейств Podonominae и
Tanypodinae фауны СССР (Diptera, Chironomidae = Tendipedidae). Л.: Наука,
1977. 152 с.
Панкратова В.Я. Личинки и куколки комаров подсемейства Chironominae фауны СССР (Diptera, Chironomidae = Tendipedidae). Л.: Наука, 1983. 295 с.
Панов В.Е. Питание бокоплавов Gammarus lacustris Sars // Сообщества пресноводных беспозвоночных в зарослях макрофитов. Л.: ЗИН АН СССР, 1988.
С. 144–150.

510

Панов В.Е., Полякова Е.А. Питание, рост и продукция турбеллярий // Сообщества пресноводных беспозвоночных в зарослях макрофитов. Л.: ЗИН
АН СССР, 1988. С. 118–127.
Паньков Н.Н. Основные итоги изучения дрифта реки Сылвы (заказник “Предуралье”, 1997–2004 гг.) // Вестник Пермского университета. Серия: Биология.
2007. Вып. 5 (10). С. 83–89.
Папченков В.Г. Растительный покров водоемов и водотоков Среднего Поволжья. Ярославль: ЦМП МУБиНТ, 2001. 200 с.
Пареле Э.А., Астопенюк Е.Б. Тубифициды (Oligochaeta, Tubificidae) – индикаторы качества водоемов // Изв. АН ЛатвССР. 1975. № 9. С. 44–46.
Переведенцева JI.Г. Микология: грибы и грибоподобные организмы: Учебник.
2-е изд., испр. и доп. СПб.: Издательство “Лань”, 2012. 272 с.
Песенко Ю.А. Принципы и методы количественного анализа в фаунистических
исследованиях. М.: Наука, 1982. 286 c.
Пестерев П.Н, Хардикова С.А. Псевдомикозы и глубокие микозы: учебное пособие. Томск: Издательство СибГМУ, 2020. 167 c.
Петров А.Н., Неврова Е.Л. Прогностическая оценка видового богатства бентосных диатомовых водорослей // Альгология. 2012. Т. 22. № 4. С. 360–382.
Петрович П.Г. Озеро Мястро. Озеро Нарочь. Озеро Баторино // Многолетние
показатели развития зоопланктона озер. М.: Наука, 1973. С. 7–123.
Пивкин М.В., Алешко С.А., Красохин Б.В., Худякова Ю.В. Комплексы грибов губок у южного побережья острова Сахалин // Биология моря. 2006. Т. 32. № 4.
С. 249–254.
Пидгайко М.Л. Зоопланктон водоемов Европейской части СССР. М.: Наука,
1984. 206 с.
Полищук Л.В. Динамические характеристики популяций планктонных животных. М.: Наука, 1986. 128 с.
Полищук Л.В., Романовский Ю.Э. Теоретический подход к расчету продукции
водных животных // Журнал общей биологии. 1980. Т. 41. № 65. С. 645–654.
Полякова Е.А. Питание пиявок // Сообщества пресноводных беспозвоночных в
зарослях макрофитов. Л.: ЗИН АН СССР, 1988. С. 127–133.
Попченко В.И. Биоиндикация качества воды по сообществам олигохет // Биоиндикация: теория, методы, приложения. Тольятти, 1994. С. 232–237.
Попченко В.И. Использование сообществ донных беспозвоночных в биомониторинге пресных вод // Изв. Самар. НЦ РАН. 1999. № 2. С. 212–216.
Практическая гидробиология. Пресноводные экосистемы: Учебник для студентов,
обучающихся по направлению 020200 Биология, специальности Биоэкология и
другим биологическим специальностям / Федоров В.Д., Ильинский В.В., Капков В.И. и др. М.: ПИМ, 2006. 367 с.
Пржиборо А.А. Экология и роль бентосных двукрылых (Insecta: Diptera) в прибрежных сообществах малых озер Северо-Запада России. Автореф. дисс. …
канд. биол. наук. СПб., 2001. 25 с.
Производственная компания “ЭБИСУ”, г. Королев. Электронный ресурс. URL:
https://abisu.ru/produkxiya/ (обращение 27 июня 2023 г.)

511

Прокин А.А., Селезнев Д.Г. Структура макрозообентоса пойменных озер в условиях разной продолжительности весеннего половодья // Биология внутр.
вод. 2021. № 5. С. 501–509.
Прокопенко Е.В. Пауки (AraneI) урочища Грабовое (Пятихатский район Днепропетровской области) // Проблемы экологии и охраны природы техногенного региона. 2018. № 1–2. C. 63–70.
ПромТекстиль, торговый дом. Электронный ресурс: https://promtextil.ru/internetmagazin/product/tkan-dlya-sit-art-56-64-pa-razm-106mkm. Обращение сентябрь 2023 г.
Протасов А.А. К методике отбора проб перифитона с неживых субстратов //
Гидробиол. журнал. 1985. Т. 21. № 6. C. 82–83.
Протасов А.А. Методы исследования перифитона. Рук. деп. в ВИНИТИ, 1987.
№ 2164-B87. 35 с.
Протасов А.А. Пресноводный перифитон. Киев: Наукова думка, 1994. 308 с.
Протасов А.А. Биоразнообразие и его оценка. Концептуальная диверсикология.
Киев: Ин-т гидробиол. НАНУ, 2002. 105 с.
Протасов А.А. Старые и новые проблемы исследования перифитона // Биология
внутр. вод. 2005. № 3. С. 3–11.
Протасов А.А. О топических отношениях и консортивных связях в сообществах
// Сибирский экологический журнал. 2006. Т. 13. № 1. С. 97–103.
Протасов А.А. Перифитон как экотопическая группировка гидробионтов //
Журн. Сибирского федерального ун-та. Биология. 2010. № 1. Р. 40–56.
Протасов А.А. Жизнь в гидросфере. Очерки по общей гидробиологии. Киев:
Академпериодика, 2011. 704 с.
Протасов А.А., Павлюк Т.Е. Использование показателей биоразнообразия для
оценки состояния водных объектов и качества вод // Гидробиол. журн. 2004.
Т. 40. № 6. С. 3–17.
Пряничникова Е.Г., Цветков А.И. Основные характеристики популяции
Dreissena polymorpha (Bivalvia, Dreissenidae) в озере Плещеево // Трансформация экосистем. 2018. № 2. С. 73–80.
Пшеницына В.Н. Об эффективности шкалы Вудивисса при биоиндикации качества воды // Гидробиол. журн. 1986. Т. 24. № 4. С. 42–45.
Пырина И.Л. Определение первичной продукции фитопланктона по максимальному фотосинтезу, суммарной солнечной радиации и прозрачности воды //
Гидробиол. журн. 1979. Т. 15. № 6. С. 115–119.
Пырина И.Л., Сигарева Л.Е. Содержание пигментов фитопланктона в Рыбинском водохранилище в различные по гидрометеорологическим условиям
годы (1972–1976) // Биология и экология водных организмов. Труды ИБВВ
АН СССР. Вып. 53(56). Л., 1986. С. 65–89.
Радченко И.Г., Капков В.И., Федоров В.Д. Практическое руководство по сбору
и анализу проб морского фитопланктона: Учебно-метод пособие для студентов биол. спец. ун-тов. М.: Мордвинцев, 2010. 60 с.
Раилкин А.И. Процессы колонизации и защита от биообрастания. СПб.: Изд-во
СПб. гос. ун-та, 1998. 272 с.
Раилкин А.И. Колонизация твердых тел бентосными организмами.
СПб: СПбГУ, 2008. 427 с.

512

Раилкин А.И., Бабков А.И. Стандартизация биологических испытаний. II. Различия в обрастании пластин на гидрокарусели, гидрофлюгере и неподвижном
субстрате // Вестник ЛГУ. Серия 3. 1990. Вып. 3. № 17. С. 19–23.
Раилкин А.И., Фатеев А.Э. Стандартизация биологических испытаний. I. Гидрофлюгер – устройство для экспонирования пластин обрастаний под постоянным углом к направлению течения // Вестник ЛГУ. Серия 3. 1990. Вып. 3.
№ 17. С. 11–19.
Раилкин А.И., Бесядовский А.Р., Примаков И.М., Колдунов А.В. Взаимодействие
прибрежных бентосных сообществ Белого моря с придонным слоем.
СПб.: Изд-во С.-Петерб. ун-та, 2012. 408 с.
Райс Э. Аллелопатия. М.: Мир, 1978. 383 с.
Ратькова Т.Н. Распределение численности и биомассы фитопланктона // Экосистемы пелагиали перуанского района. М.: Наука, 1980. С. 66–81.
Раузер-Черноусова Д.М. О количественном распределении хлорофилла в современных и ископаемых морских осадках // Бюл. Московского общ-ва испытателей природы. Отд. геол. 1930. Т. 8. № 3–4. С. 285–299.
Ревков Н.К., Неврова Е.Л. Изучение особенностей структуры таксоцена бентосных диатомовых (Bacillariophyta) с помощью методов многомерной статистики (бухта Ласпи, Черное море, Украина) // Альгология. 2004. Т. 14. № 2.
С. 161–170.
Резниченко О.Г. Классификация и пространственно-масштабная характеристика биотопов обрастания // Биология моря. 1978. № 4. С. 3–15.
Резниченко О.Г., Солдатова Н.И., Цихон-Луканина Е.Л. Обрастания в мировом
океане. Итоги науки и техники. Сер. Зоология беспозвоночных. Т. 4. М.: ВИНИТИ, 1976. С. 5–120.
Ривьер И.К. Особенности функционирования зоопланктонных сообществ водоемов разных типов // Структура и функционирование пресноводных экосистем. Л.: Наука, 1988. С. 80–111.
Ривьер И.К. Влияние стоков г. Череповца на зоопланктон Шекснинского плеса
// Влияние стоков Череповецкого промышленного узла на экологическое состояние Рыбинского водохранилища. Рыбинск: Ин-т биологии внутр. вод,
1991. С. 42–59.
Ривьер И.К. Современное состояние зоопланктона Рыбинского водохранилища
// Современное состояние экосистемы Рыбинского водохранилища.
СПб.: Гидрометеоиздат, 1993. С. 205–232.
Ривьер И.К. Изменение биопродуктивности различных акваторий озеровидного
водохранилища в периоды становления, естественного эволюционирования
и усиления антропогенного воздействия // Водные ресурсы. 1998. Т. 25. № 5.
С. 589–597.
Ривьер И.К. Зоопланктон // Современная экологическая ситуация в Рыбинском
и Горьковском водохранилищах: состояние биологических сообществ и
перспективы рыборазведения. Ярославль: Изд-во Ярославского гос. техн.
ун-та, 2000. С. 175–194.
Рижинашвили А.Л. Развитие экосистемных представлений в водной экологии
(Российская Империя – СССР, первая половина XX века). М.: Тов-во научных изданий КМК, 2021. 231 с.

513

Романенко В.И. Микробиологические процессы продукции и деструкции органического вещества во внутренних водоемах. Л.: Наука, 1985. 295 с.
Романенко В.И., Кузнецов С.И. Экология микроорганизмов пресных водоемов.
Ленинград: Наука, 1974. 196 с.
Романенко В.Д., Оксиюк О.П., Жукинский В.Н. и др. Экологическая оценка воздействия гидротехнического строительства на водные объекты. Киев: Наук.
думка, 1990. 256 с.
Романова А.П., Фурсенко М.В. Методические рекомендации по сбору и обработке материалов при гидробиологических исследованиях на пресноводных
водоемах. Бактериопланктон и его продукция. Л.: ГосНИОРХ, 1984. 22 с.
Россолимо Л.Л. Загрязнение вод и антропогенное эвтрофирование водоемов //
Гидробиол. журн. 1975. № 1. С. 5–11.
Руководство по методам гидробиологического анализа поверхностных вод и донных отложений / Под ред. В.А. Абакумова. Л.: Гидрометеоиздат, 1983. 240 с.
Руководство по гидробиологическому мониторингу пресноводных экосистем" /
Под ред. д.б.н. Абакумова В.А. СПб.: Гидрометеоиздат, 1992. 318 с.
Рыбинское водохранилище и его жизнь. Л.: Наука, 1972. 364 с.
Рындевич С.К. Фауна и экология водных жесткокрылых Беларуси (Haliplidae,
Noteridae, Dytiscidae, Gyrinidae, Helophoridae, Georissidae Hydrochidae,
Spercheidae, Hydrophilidae, Hydraenidae, Limnichidae, Dryopidae, Elmidae).
Монография в 2-х частях. Ч. 1. Минск: УП “Технопринт”, 2004. 272 с.
Рындевич С.К., Цинкевич В.А. Сбор и определение водных и околоводных жесткокрылых. Учеб. пособие. Минск: БГУ, 2004. 123 с.
Сажина Л.И. Науплиусы массовых видов пелагических копепод мирового океана. Определитель. Киев: Наук. думка, 1985. 240 с.
Сажнев А.С., Родионова Е.Ю. Жесткокрылые (Insecta: Coleoptera), собранные в световые ловушки со сверхъяркими светодиодами на территории Краснодара // Известия Саратовского университета. Новая серия. Серия Химия. Биология. Экология, 2019. Вып. 19. № 2. С. 188–195.
Самохвалов В.Л. Руслообразовательные процессы и концепция континуума
населения водотока. Магадан: СВНЦ ДВО РАН, 1995. 64 с. (Труды НИЦ
“Чукотка”; вып. 4.)
Сборник классических методов гидробиологических исследований для использования в аквакультуре / сост. Плотников Г.К., Пескова Т.Ю., Шкуте A.,
Пупиня А., Пупиньш М. Академ. изд-во Даугавпилсского ун-та “Сауле”,
2017. 282 с.
Семенова А.С. Индикаторная роль зоопланктона в оценке экологического состояния Куршского залива. Дис. ... канд. биол. наук. Борок, 2010. 280 с.
Семенова А.С. Доля мертвых особей в зоопланктоне Куршского залива Балтийского моря // Биология внутр. вод. 2011. № 3. С. 35–44.
Семенова Т.А. Антропогенная изменчивость микроскопических грибов в водных экосистемах (на примере водоемов Среднего Поволжья). Тольятти:
Изд-во ИЭВБ, 1994. 36 с.
Семенченко В.П. Принципы и системы биоиндикации текучих вод. Минск:
Орех, 2004. С. 228.

514

Семенченко В.П., Разлуцкий В.И. Экологическое качество поверхностных вод.
Минск: Беларус. навука, 2010. 329 с.
Семерной В.П. Санитарная гидробиология: Учеб. пособие по гидробиологии.
2-е изд., перераб. и доп. Ярославль: ЯрГУ, 2003. 147 с.
Семерной В.П. Общая гидробиология: Текст лекций. Ярославль: ЯрГУ, 2008.
184 с.
Сигарева Л.Е. Пигментные критерии оценки экологического состояния водоема
// Биогеохимические основы экологического нормирования. М.: Наука,
1993а. С. 6469.
Сигарева Л.Е. Спектрофотометрический метод определения пигментов фитопланктона в смешанном экстракте // Методические вопросы изучения первичной продукции планктона внутренних водоемов: Сб. матер. конф.
СПб: Гидрометеоиздат, 1993б. С. 7586.
Сигарева Л.Е. Современные методы изучения содержания растительных пигментов в водоемах // Водоросли: таксономия, экология, использование в мониторинге. Екатеринбург: УрО РАН. 2011. С. 140146.
Сигарева Л.Е. Хлорофилл в донных отложениях волжских водоемов. М: Тов-во
научных изданий КМК, 2012. 217 с.
Сигарева Л.Е., Девяткин В.Г. Содержание фотосинтетических пигментов в перифитоне Рыбинского водохранилища // Труды ИБВВ АН СССР.
Вып. 54(57). Л.: Наука, 1987. С. 3.
Сигарева JI.E., Тимофеева Н.А. Растительные пигменты в илах Иваньковского
водохранилища как показатели деструкционных процессов // Водные ресурсы. 2003. Т. 30. № 3. С. 346–356.
Сигарева Л.Е., Тимофеева Н.А. Некоторые подходы к использованию свойств
литоральных отложений для изучения продуктивности микрофитобентоса //
Биология внутр. вод. 2004. № 3. С. 52–59.
Сигарева Л.Е., Шарапова Н.А. Фотосинтетические пигменты в донных отложениях // Экология фитопланктона Рыбинского водохранилища. Тольятти,
1999. С. 190–207.
Сигарева Л.Е., Тимофеева Н.А., Зубишина А.А., Бабаназарова О.В. Оценка продуктивности микрофитобентоса оз. Плещеево по растительным пигментам
// Водные ресурсы. 2005. Т. 32. № 6. С. 739748.
Сигарева Л.Е., Коренева Т.Г., Минеева Н.М., Тимофеева Н.А. Сравнительный анализ содержания хлорофилла а в пресноводном и морском водоемах // Биология внутр. вод. 2020. № 5. С. 439–449.
Сигарева Л.Е., Тимофеева Н.А., Законнов В.В. Растительные пигменты и органическое вещество в донных отложениях крупных мелководных озер Северо-Запада России // Геохимия. 2022. Т. 67. № 12. С. 1285–1296.
Сигарева Л.Е., Тимофеева Н.А., Законнов В.В. Содержание пигментов в донных
отложениях небольшого руслового водохранилища // Биология внутр. вод.
2023. № 6. С. 811–820.
Силина А.Е., Прокин А.А. Трофическая структура макрозообентоса болотных
водоемов лесостепной зоны Среднерусской возвышенности // Биология
внутр. вод. 2008. № 3. С. 35–44.

515

Симонян С.А., Мамиконян Т.О. К изучению микромицетов филлопланы гвоздики ремонтантной и каллы болотной // Бюл. Ботан. сада АН Армянской
ССР. 1989. № 29. С. 132–142.
Сиренко Л.А., Козицкая В.Н. Биологически активные вещества водорослей и качество воды. Киев: Наукова думка, 1988. 254 с.
Скальская И.А. Стрессовые состояния сообществ зооперифитона Рыбинского водохранилища // Влияние стоков Череповецкого промышленного узла на экологическое состояние Рыбинского водохранилища. Рыбинск, 1990. С. 59–72.
Скальская И.А. Зооперифитон водоемов бассейна Верхней Волги. Рыбинск,
2002. 256 с.
Скальская И.А., Баканов А.И. Сравнение результатов мониторинга водохранилищ
по зооперифитону и зообентосу // Перифитон континентальных вод: современное состояние изученности и перспективы дальнейших исследований.
Мат. докладов Межд. симпозиума. Тюмень: ООО “Опцион ТМ-Холдинг”,
2003. С. 102–103.
Скворцов В.В. Количественная оценка участия мейобентоса разнотипных озер Карельского перешейка в процессах трансформации органического вещества
донными сообществами: Автореф. дис. ... канд. биол. наук. Л., 1985. 21 с.
Скворцова О.Н. Нормативные документы о хранении лекарственного растительного сырья // Новая аптека. 1998. № 6. С. 104–107.
Смирнов Н.Н. Ракообразные. Chydoridae фауны мира. Л.: Наука, 1971. Т. 1.
Вып. 2. 553 с.
Современные методы количественной оценки распределения морского планктона. М.: Наука, 1983. 279 с.
Соколов В.Е., Чернов Ю.И., Решетников Ю.С. Национальная программа России
по сохранению биоразнообразия // Биоразнообразие: Степень таксономической изученности: Всесоюзн. совещ., Москва, ноябрь 1991. М.: Наука, 1994.
С. 4–12.
Соловьева В.В., Розенберг Г.С. Современное представление об экотонах или теория экотонов // Успехи современной биологии. 2006. Т. 126. № 6. С. 531–549.
Сорокин Ю.И., Суханова И.Н., Коновалова Г.И., Павельева Е.Б. Первичная продукция и фитопланктон района экваториальной дивергенции в восточной
части Тихого океана // Труды Института океанологии АН СССР. 1975.
Т. 102. С. 108–122.
Столбунова В.Н. Многолетние изменения зоопланктонного комплекса в Иваньковском и Угличском водохранилищах // Биология внутр. вод. 1999. № 1–3.
С. 92–100.
Столбунова В.Н. Зоопланктон оз. Плещеево. М.: Наука, 2006. 152 с.
Структура и функционирование экосистемы Рыбинского водохранилища в
начале XXI века / Ред. Лазарева В.И. М: РАН, 2018. 456 с.
Суханова И.Н., Беляева Т.В. Видовой состав, распределение и суточные изменения фитопланктона Черного моря в октябре 1978 г. // Экосистемы пелагиали
Черного моря. М.: Наука, 1980. С. 65–91.
Сущеня Л.М. Интенсивность дыхания ракообразных. Киев: Наукова думка,
1972. 283 с.

516

Сущеня Л.М., Семенченко В.П., Вежновец В.В. Биология и продукция ледниковых реликтовых ракообразных. Минск: Наука и техника, 1986. 159 с.
Сытник К.М., Брайон А.В., Гордецкий А.В. Биосфера. Экология. Охрана природы. Киев: Наукова думка, 1987. 524 с.
Сытник К.М., Брайон А.В., Гордецкий А.В., Брайон А.П. Словарь-справочник по
экологии. Киев: Наукова думка, 1994. 665 с.
Тальских В.Н. Мониторинг перифитона // Руководство по гидробиологическому мониторингу пресноводных экосистем. СПб.: Гидрометеоиздат, 1992. С. 32–63.
Телеш И.В. Трансформация озерного зоопланктона в реках // ДАН СССР. 1986.
Т. 291. № 2. С. 495–498.
Телеш И.В. Взаимоотношения между видом-вселенцем Dreissena polymorpha и
микрозоопланктоном в прибрежных водах эстуария реки Невы (Финский залив Балтийского моря) // Биологические инвазии в водных и наземных экосистемах. М.: Т-во научных изданий КМК, 2004. С. 268–274.
Телеш И.В., Большагин П.В., Панов В.Е. Количественная оценка влияния видавселенца Cercopagis pengoi (Crustacea, Onychopoda) на структуру и функционирование планктонного сообщества в Финском заливе Балтийского моря //
ДАН. 2001. Т. 377. № 3. С. 427–429.
Терехова В.А. Микромицеты в экологической оценке водных и наземных экосистем. М.: Наука, 2007. 215 с.
Терехова В.А., Семенова Т.А., Полянская Л.М. Исследование грибов методом
люминисцентной микроскопии // Микробиология. 1991. Т. 60. Вып. 5.
С. 890–895.
Терещенко В.Г., Терещенко Л.И., Сметанин М.М. Оценка различных индексов
для выражения биологического разнообразия сообщества // Биоразнообразие. Степень таксономической изученности. М.: Наука, 1994. С. 86–98.
Тимофеева Н.А., Сигарева Л.Е., Законнов В.В. Растительные пигменты в донных
отложениях как показатели трофического состояния малой реки // Вода: химия и экология. 2015. № 7. С. 18–24.
Тимофеева Н.А., Сигарева Л.Е., Законнов В.В. Вариабельность трофии донных
биотопов Горьковского водохранилища по осадочным пигментам // Водные
ресурсы. 2021. № 1. С. 70–79.
Тимофеева Н.А., Сигарева Л.Е., Законнов В.В. Осадочные пигменты как показатели продуктивности мелководного Костромского расширения Горьковского водохранилища // Водные ресурсы. 2022а. Т. 49. № 3. С. 333–340.
Тимофеева Н.А., Сигарева Л.Е., Законнов В.В. Многолетние тренды содержания
осадочных пигментов в Горьковском водохранилище // Биология внутр. вод.
2022б. № 4. С. 441–444.
Тимохина А.Ф. Структура сообщества зоопланктона и его энергетический баланс в Куйбышевском и Саратовском водохранилищах // Тр. Ин-та биологии
внутр. вод АН СССР. 1983а. Вып. 48(51). С. 85–93.
Тимохина А.Ф. Питание коловраток рода Asplanchna (Ploimida, Asplanchnidae) //
Трофические связи и их роль в продуктивности природных водоемов.
Л.: Зоол. ин-т. АН СССР, 1983б. С. 81–83.
Тимохина А.Ф. Зоопланктон как компонент экосистемы Куйбышевского водохранилища. Тольятти: Ин-т экологии волж. бассейна, 2000. 193 с.

517

Тиунова Т.М. Методы сбора и первичной обработки количественных проб // Методические рекомендации по сбору и определению зообентоса при гидробиологических исследованиях водотоков Дальнего Востока России: Методическое пособие. М.: Изд-во ВНИРО, 2003. С. 5–13.
Тиунова Т.М., Тесленко В.А., Макарченко М.А., Сиротский С.Е. Структура сообществ донных беспозвоночных в экосистемах рек бассейна реки Тимптон
(Южная Якутия) // Жизнь пресных вод. Владивосток: Биолого-почвенный институт ДВО РАН, 2013. С. 187–198.
Тихомирова А.Л. Учет напочвенных беспозвоночных // Методы почвенно-зоологических исследований. М.: Наука, 1975. С. 73–85.
Ткачев А.В. Исследование летучих веществ растений. Новосибирск: Издательско-полиграфическое предприятие “Офсет”, 2008. 969 с.
Токин Б.П. Бактерициды растительного происхождения (фитонциды) / с участием Коваленок А., Неболюбовой Г., Торопцева И., Ферри Л., Филатовой А.М. Медгиз, 1942. 108 с.
Токин Б.П. Целебные яды растений. Повесть о фитонцидах. Изд. 3-е, испр. и
доп. Ленинград: Изд-во Ленингр. университета, 1980. 280 с.
Торговый дом ПромТекстиль. Электронный ресурс. URL: https://promtextil.ru
(обращение 20 июня 2023 г.)
Травянко В.С., Евдокимова Л.В. Бентометр МБ-ТЕ // Гидробиол. журн. 1968.
Т. 4. № 1. С. 94–96.
Трифонова И.С., Макарцева Е.С. Сезонная и многолетняя динамика фито- и зоопланктона, и их взаимоотношения в мезотрофном озере // Биология внутр.
вод. 2006. № 3. С. 18–25.
Труба Н.А., Набиванец Б.И., Нахшина Е.П. Грунтоотборник ГТ-1 // Гидробиол.
журн. 1974. Т. 10. № 2. С. 126–128.
Усачев П.И. Количественная методика сбора и обработки фитопланктона // Труды
Всесоюзного гидробиологического общества. 1961. Т. 11. С. 411–415.
Усенко О.М., Сакевич A.И., Паламарчук В.Д. Влияние фенольных кислот гидрофитов на развитие планктонных водорослей // Альгология. 2003. Т. 13. № 1.
С. 26–33.
Фасулати К.К. Полевое изучение наземных беспозвоночных. М.: Высш. шк.,
1971. 424 с.
Фатовенко М.А. О вертикальном распределении микрозообентоса в донных отложениях Днепродзержинского водохранилища // Биологические основы
рыбного хозяйства республик Средней Азии и Казахстана. 1967. С. 280–281.
Федоров В.Д. О методах изучения фитопланктона и его активности. М.: изд-во
МГУ, 1979. 168 с.
Федоров В.Д., Королева А.Н., Левич А.П. Количественные закономерности в соотношении численности видов зоопланктона Белого моря // Науч. докл. высшей школы. Биол. науки. 1980. № 5. С. 101–106.
Филиппов Д.А., Прокин А.А., Пржиборо А.А. Методы и методики гидробиологического исследования болот: учебное пособие. Тюмень: Изд-во Тюменского
гос. ун-та, 2017. 208 с.
Фрайштат Д.М. Реактивы и препараты для микроскопии. Справочник. М.: Химия, 1980. 480 с.

518

Френкель С.Э. Дрифт беспозвоночных как кормовая база молоди лососей в типичной малой реке Сахалина: автореф. дис. ... канд. биол. наук. М.: ВНИРО,
2011. 26 с.
Хахинов В.В., Намсараев Б.Б., Горленко В.М. и др. Полевой практикум по водной гидрохимии и микробиологии: Учебно-метод. пособие. Улан-Удэ: Издательство Бурятского госуниверситета, 2016. Изд. 2, переработанное. 80 с.
Хлебович Т.В. Скорость потребления кислорода у коловраток // Основы изучения пресноводных экосистем. Л., 1981. С. 98–102.
Цалолихин С.Я. Определение веса пресноводных нематод // Эволюция, систематика, морфология и экология свободноживущих нематод. Л.: ЗИН
АН СССР, 1981. С. 80–85.
Царенко В.М. Внеклеточные органические кислоты и их связь с функциональной активностью синезеленых водорослей: Автореф. дис. ... канд. биол.
наук. Киев, 1983. 25 с.
Цееб Я.В., Чугунов Ю.А. Исследования по антропогенному эвтрофированию пресных водоемов в СССР // Круговорот веществ и биологическое самоочищение
водоемов. Киев: Наукова думка, 1980. С. 39–53.
Цимдинь П.А. Сообщества зоопланктона бассейна р. Салаца // Биценотическая
структура малых рек Латвии. Бассейн реки Салаца. Рига: Зинанте, 1989.
С. 97–107.
Цимдинь П.А., Лиепа Р.А., Уртанс А.В. Типологическая классификация малых
рек // Известия АН Латв.ССР. 1985. № 3. С. 104–112.
Цимдинь П.А., Родионов В.И. Принципы и методы анализа речных биоценозов
в системе фонового регионального мониторинга пресноводных экосистем //
Биоценотическая структура малых рек Латвии. Рига: Зинатне, 1989. С. 3–15.
Цихон-Луканина Е.А. Трофология водных моллюсков. М.: Наука, 1987. 174 с.
Цуриков М.Н., Цуриков С.Н. Природосберегающие методы исследования беспозвоночных животных в заповедниках России // Труды Ассоциации особо
охраняемых природных территорий Центрального Черноземья России.
2001. Вып. 4. 130 с.
Чебанова В.В. Динамика дрифта беспозвоночных в лососевых реках разного
типа (юго-восток Камчатки) // Гидробиол. журн. 1992. Т. 28. № 4. С. 31–39.
Чебанова В.В. Кормовая база молоди лососей в бассейнах рек Большая и Паратунка (Камчатка) // Тр. ВНИРО. 2002. Т. 141. С. 229–239.
Чебанова В.В. Бентос лососевых рек Камчатки. М.: Изд-во ВНИРО, 2009. 172 с.
Чебанова В.В., Улатов А.В., Леман В.Н. Сравнительная характеристика бентоса,
дрифта и обилия молоди лососевых в водотоках различного типа, относящихся к бассейну р. Кихчик (Западная Камчатка) // Исследование водных биологических ресурсов Камчатки и северно-западной части Тихого океана: сб.
науч. тр. КамчатНИРО. Вып. 7. Петропавловск-Камчатский, 2004. С. 122–130.
Чеботарев А.И. Гидрологический словарь. Л.: Гидрометиздат, 1978. 308 с.
Чекановская О.В. Водные малощетинковые черви фауны СССР. М.-Л.: Изд-во
АН СССР, 1962. 411 с.
Чернов Ю.И. Биологическое разнообразие: сущность и проблемы // Успехи современной биологии. 1991. Т. 111. № 4. С. 499–507.

519

Чертопруд М.В. Модификация метода Пантле-Букка для оценки загрязнения
водотоков по качественным показателям макробентоса // Водные ресурсы.
2002. Т. 29. № 3. С. 337–342.
Чертопруд М.В. Структурная изменчивость литореофильных сообществ макробентоса // Журнал общей биологии. 2007. Т. 68. № 6. С. 424–434.
Чертопруд М.В. Разнообразие и классификация реофильных сообществ макробентоса средней полосы Европейской России // Журн. общ. биологии. 2011.
Т. 72. № 1. С. 51–73.
Чертопруд М.В., Чертопруд Е.С. Краткий определитель беспозвоночных пресных вод центра Европейской России. М.: Т-во научных изданий КМК, 2011.
219 с.
Чиркова З.Н. Микробентос // Методика изучения биогеоценозов внутренних водоемов. М.: Наука, 1975. С. 178–185.
Численко Л.Л. Номограммы для определения веса водных организмов по размерам и форме тела (морской мезобентос и планктон). Л.: Наука, 1968. 106 с.
Чуйков Ю.С. Экологический анализ состава и структуры сообществ водных животных как метод биологической оценки качества вод // Экология. 1978.
№ 5. С. 53–57.
Чуйков Ю.С. Методы экологического анализа состава и структуры сообществ
водных животных. Экологическая классификация беспозвоночных, встречающихся в планктоне пресных вод // Экология. 1981. № 3. С. 71–77.
Чуйков Ю.С. Зоопланктон Северного Прикаспия и Северного Каспия в условиях
изменения уровня моря и антропогенных воздействий. Дисс. докт. биол.
наук в форме научн. докл. СПб., 1995. 73 с.
Шакурова Н.В. Большой практикум по зоологии беспозвоночных (Protozoa, Spongia, Coelenterata, Plathelminthes, Nematoda): Учебно-методическое пособие.
Казань: Казанский (Приволжский) фед. ун-т, 2011. 38 с. Электронный ресурс:
https://kpfu.ru/portal/docs/F2003982326/ShAKUROVA_BOLShOJ.PRAKTIK
UM.po.zbp_metodichka.pdf
Шарапова Т.А. Пространственное распределение зооперифитона в эвтрофном
озере // Вестник экологии, лесоведения и ландшафтологии. 2005. № 6.
С. 146–149.
Шарапова Т.А. Зооперифитон внутренних водоемов Западной Сибири. Новосибирск: Наука, 2007. 167 с.
Шарапова Т.А., Бабушкин Е.С. Сравнение зообентоса и зооперифитона крупной
и средней реки // Сибирский экологический журнал. 2013. № 6. С. 841–845.
Шарапова Т.А., Бабушкин Е.С. Пространственная неоднородность зообентоса и
зооперифитона в озерах-старицах (Западная Сибирь) // Биология внутр. вод.
2019. № 4. С. 68–74.
Шарапова Т.А., Герасимова А.А., Гонтарь В.И., Бабушкин Е.С., Глазунов В.А.,
Николаенко С.А., Герасимов А.Г. Таксономический и ценотический состав
зооперифитона озер лесотундры (Западная Сибирь) // Биология внутр. вод.
2021. № 6. С. 586–596. DOI: 10.31857/S032096522105020X
Шевцова Л.В. Донные животные каналов различных природных зон / Отв. ред.
Дедю И.И. Киев: Наук. думка, 1991. 220 с.

520

Шереметевский А.М. Роль мейобентоса в биоценозах шельфа южного Сахалина,
восточной Камчатки и Новосибирского мелководья. Л.: Наука, 1987. 135 с.
Шитиков В.К., Зинченко Т.Д., Головатюк Л.В. Метод оценки качества поверхностных вод по макрозообентосу на основе видовых индикаторных валентностей // Мат. II-й Междунар. конф. “Озерные экосистемы: биологические
процессы, антропогенная трансформация, качество воды”. Минск–Нарочь.
2003. С. 537–540.
Шитиков В.К., Зинченко Т.Д., Розенберг Г.С. Макроэкология речных сообществ: концепции, методы, модели. Тольятти: Кассандра, 2012. 257 с.
Шитиков В.К., Зинченко Т.Д. Многомерный статистический анализ экологических сообществ (обзор) // Теоретическая и прикладная экология. 2019. № 1.
С. 5–11.
Шитиков В.К., Розенберг Г.С., Зинченко Т.Д. Количественная гидроэкология:
методы системной идентификации. Тольятти: ИЭВБ РАН, 2003. 463 с.
Шитиков В.К., Розенберг Г.С., Зинченко Т.Д. Количественная гидроэкология:
методы, критерии, решения. М.: Наука, 2005. Кн. 1. 281 с.; Кн. 2. 337 с.
Шитиков В.К., Розенберг Г.С. Рандомизация и бутстреп: статистический анализ
в биологии и экологии с использованием R. Тольятти: Кассандра, 2013. 314 с.
Шитиков В.К., Мастицкий С.Э. Классификация, регрессия и другие алгоритмы
Data Mining с использованием R. 2017. 351 с. Электронная книга, адрес доступа: https://github.com/ranalytics/data-mining
Шмидт В.М. Статистические методы в сравнительной флористике. Л.: ЛГУ,
1980. 176 с.
Шмидт В.М. Математические методы в ботанике: учебное пособие. Л.: Изд-во
Ленинградского университета, 1984. 288 с.
Шубина В.Н. Дрифт донных беспозвоночных в уральской семужьенерестовой р.
Щугор (бассейн Печоры) // Тр. Коми фил. АН СССР. 1979. № 40. С. 134–199.
Шубина В.Н. Гидробиология лососевой реки Северного Урала. Л.: Наука, 1986.
158 с.
Шубина В.Н. Бентос лососевых рек Урала и Тимана. СПб.: Наука, 2006. 401 с.
Шубина В.Н., Орлов А.В. Сравнение фильтрующей способности и уловистости
ловушек при сборе проб дрифта донных беспозвоночных // Экология. 1991.
№ 4. С. 89–91.
Шуйский В.Ф., Максимова Т.В., Петров Д.С. Изоболический метод оценки и
нормирования многофакторных антропогенных воздействий на пресноводные экосистемы по состоянию макрозообентоса. СПб.: Изд-во МАНЭБ,
2004. 304 с.
Шурганова Г.В., Жихарев В.С., Кудрин И.А., Гаврилко Д.Е., Золотарева Т.В. Отбор и обработка зоопланктона при гидроэкологических исследованиях:
учебно-методическое пособие. Н-Новгород: ННГУ, 2021. 27 с.
Шустов Ю.А. Дрифт донных беспозвоночных в лососевых реках бассейна Онежского озера // Гидробиол. журн. 1977. Т. 13. Вып. 3. С. 32–37.
Шустов Ю.А. Дрифт беспозвоночных в притоках Онежского озера // Лососевые
нерестовые реки Онежского озера. Л.: Наука, 1978. С. 50–53.
Шустов Ю.А. Экология молоди атлантического лосося. Петрозаводск: “Карелия”, 1983. 152 с.

521

Шустов Ю.А., Широков В.А. Методика изучения дрифта беспозвоночных в реке
// Гидробиол. журн. 1980. Т. 16. № 3. С. 100–102.
Щербина Г.Х. Годовая динамика макрозообентоса открытого мелководья
Волжского плеса Рыбинского водохранилища // Зооценозы водоемов бассейна Верхней Волги в условиях антропогенного воздействия. СПб.: Гидрометеоиздат, 1993. С. 108–144.
Щербина Г.Х. Таксономический состав и сапробиологическая значимость донных макробеспозвоночных различных пресноводных экосистем Северо-Запада России // Экология и морфология беспозвоночных континентальных
водоемов вод: сб. науч. работ, посвященный 100-летию со дня рождения
Ф.Д. Мордухай-Болтовского. Махачкала, 2010. С. 426–466.
Щука Т.А. Характеристика современного состояния зоопланктона Балтийского
моря: Автореф. дис. … канд. биол. наук. М., 2002. 28 с.
Экологические факторы пространственного распределения и перемещения гидробионтов. СПб.: Гидрометеоиздат, 1993. 335 с.
Эргашбоев И. Новый микробентометр // Гидробиол. журн. 1978. Т. 14. № 5.
C. 112–113.
Явид Е.Я., Ходонович В.В., Крылова Ю.В., Курашов Е.А., Смагин Р.Е. Сравнительная характеристика низкомолекулярного метаболома макрофитов разнотипных водоемов акватории Кандалакшского залива Белого моря // Химия растительного сырья. 2024. № 1. C. 211–224. DOI:
10.14258/jcprm.20240113005
Яковлев В.А. Оценка качества поверхностных вод Кольского Севера по гидробиологическим показателям и данным биотестирования (практические рекомендации). Кольский филиал АН СССР. Апатиты, 1988. 27 с.
Яковлев В.А. Трофическая структура зообентоса – показатель состояния водных
экосистем и качества воды // Водные ресурсы. 2000. Т. 27. № 2. С. 237–244.
Яковлев В.А. Пресноводный зообентос Северной Фенноскандии (разнообразие,
структура и антропогенная динамика). Апатиты: КарНЦ РАН, 2005. Ч. 1.
161 с.; Ч. 2. 145 с.
A Copmrehensive Guide to Wildco Water Bottle Samplers. Wildlife Supply Company, USA. 2010. 45 p.
A Manual on Methods for Measuring Primary Productivity in Aquatic Environments.
IBP Handbook 12 / Vollenweider R.A. (ed.). Oxford: Blackwell, 1974. 225 p.
Abdel-Wareth M.T.A., Sayed S.S.M. Association pattern between freshwater snails
and fungi in relation to water quality parameters in two Egyptian governorates //
Egytian Journal of Aquatic Biology and Fisheries. 2023. V. 27(1). P. 179–201.
Abrusán G., Fink P., Lampert W. Biochemical limitation of resting egg production in
Daphnia // Limnology and oceanography. 2007. V. 52. No 4. P. 1724–1728.
Adams J. The feeding behavior of Bdellocephala punctata, a freshwater triclad //
Oikos. 1980. V. 35. No 1. P. 2–7.
Akbar S., Gu L., Sun Y., Zhang L., Lyu K., Huang Y., Yang Z. Understanding hostmicrobiome-environment interactions: Insights from Daphnia as a model organism // Science of the Total Environment. 2022. V. 808. P. 152093.

522

Al-Dossary M.A., Abood S.A., Hamid T. AL-Saad. Biodegradation of Crude Oil Using
Aspergillus species // Journal of Biology Agriculture and Healthcare. 2019. V. 9.
No 4. P. 60–64. DOI: 10.7176/JBAH/9-4-09
Al-Nasrawi H. Biodegradation of Crude Oil by Fungi Isolated from Gulf of Mexico //
Journal of Bioremediation & Biodegradation. 2012. V. 3. Is. 4. P. 147. DOI:
10.4172/2155-6199.1000147
Alekseev V., Lampert W. Maternal control of resting-egg production in Daphnia //
Nature. 2001. V. 414. No 6866. P. 899–901.
Alexander M. Microbial ecology. New York: Acad. Press, 1971. 480 p.
Ali A. A Simple and Efficient Sediment Corer for Shallow Lakes1 // Journal of Environment
Quality.
1984.
V.
13(1).
P.
63.
DOI:
10.2134/jeq1984.00472425001300010011x
Algal culturing techniques / Andersen R.A. (ed.). Elsevier, 2005. 592p.
Algal ecology. Freshwater benthic ecosystems / Ed. by Stevensen R.J., Bothwell M.L., Lowe R.L. 1996. 735 p.
Allan J.D. Stream Ecology: Structure and Function of Running Waters. London:
Chapman & Hall, 1995. 388 p.
Allelopathy. A Physiological Process with Ecological Implications / Eds: Reigosa,
Manuel J.; Pedrol, Nuria; González, Luís. Springer, Dordrecht, The Netherlands,
2006. 637 p.
Allelopathy. Current Trends and Future Applications / Eds: Cheema Z., Farooq M.,
Wahid A. Springer, Berlin, Heidelberg, 2013. 528 p.
Andrews J.H., Kinkel L.L., Berbee F.M., Nordheim E.V. Fungi, leaves and the theory
of island biogeoraphy // Microb. Ecol. 1987. V. 14. No 3. P. 277–290.
Anisimova O.V. European flora of the desmid genus Euastrum. М.: KMK Scientific
Press, 2021. 109 p.
Anonymous. Live trapping in Denmark // Latissimus. 2005. No 20. P. 31.
Aloi J.E. A critical review of recent freshwater periphyton field methods // Can. J.
Fish. and Aquat. Sci. 1990. V. 47. No 3. P. 656–670.
Antioxidants in Plant-Microbe Interaction / Eds: Singh H.B., Vaishnav A., Sayyed R.Z.
Springer Singapore, 2021. 655 p. DOI: 10.1007/978-981-16-1350-0
Alonso R., Catherine M.P. Invertebrate drift and benthic community dynamics in a
lowland neotropical stream, Costa Rica // Hydrobiologia. 1998. V. 386. P. 19–26.
Anderson N.H., Cummins K.W. The influence of diet on the life histories of aquatic insects // Journal of the Fisheries Research Board of Canada. 1979. V. 36. P. 335–342.
Ankar S., Elmgren R. The benthic macro- and meiofauna of the AskoLandsort area.
A stratified random sampling survey // Contribution from the Asko Laboratory,
Univ. of Stockholm. Sweden. 1976. No 11. 115 p.
Antal T.K., Venediktov P.S., Matorin D.N., et al. Measurement of phytoplankton photosynthesis rate using a pump-and-probe fluorometer // Oceanologia. 2001. V. 43.
No 3. P. 291–313.
Aquatic sampling instruments & equipment – from the bottom up. Wildlife Supply
Company, 1993. 112 pp.
Arnekleiv J.V., Storest L. Downstream effects of mine drainage on benthos and fish in
a Norwegian river: a comparison of the situation before and after river rehabilitation // Journal of Geochemical Exploration. 1995. V. 52. P. 35–43.

523

Asif A., Baig M.A., Siddiqui M.B. Role of Jasmonates and Salicylates in Plant Allelopathy // Jasmonates and Salicylates Signaling in Plants. Signaling and Communication in Plants. Springer, Cham., 2021. P. 115–127. DOI: 10.1007/978-3-03075805-9_6
Aslam F., Khaliq A., Matloob A., Tanveer A., Hussain S., Zahir Z.A. Allelopathy in
agro-ecosystems: a critical review of wheat allelopathy-concepts and implications
// Chemoecology. 2017. V. 27. P. 1–24. DOI: 10.1007/s00049-016-0225-x
Astakhov M.V., Bogatov V.V. Vertical redistribution of drifting benthic invertebrates
in the Kedrovaya River, Primorsky Region of Russia // Open Journal of Ecology.
2014. V. 4. No 2. Р. 53–59. DOI: 10.4236/oje.2014.42007
Azim M.E., Verdegem M.C.J., van Dam A.A., Beveridge M.C.M. Periphyton: Ecology,
Exploitation and Management. 2005. 352 p.
Bahls L.L. Periphyton bioassessment methods for Montana streams. Water Quality
Bureau, Department of Health and Environmental Sciences, Helena, Montana,
1993. 132 p.
Baker A.L., Baker K.K., Tyler P.A. A family of pneumatically-operated thin layer samplers for replicate sampling of heterogeneous water columns // Hydrobiologia.
1985. V. 122. P. 207–211.
Bamber R.N. Sodium hexametaphosphate as an aid in benthic sample sorting // Mar.
Environ. Res. 1982. V. 7. No 4. P. 251–255.
Båmstedt U. Chemical composition and energy content // The Biological Chemistry
of Marine Copepods / Corner E.D.S., O’Hara S.C. (eds.). Oxford: Oxford Scientific Publications, 1986. P. 1–58.
Barbour M.T., Gerritsen J., Snyder B.D., Stribling J.B. Rapid Bioassessment Protocols for Use in Streams and Wadeable Rivers: Periphyton, Benthic Macroinvertebrates and Fish, Second Edition. U.S. Environmental Protection Agency; Office
of Water; Washington, D.C., 1999. 337 p.
Barnett A., Beisner B.E. Zooplankton biodiversity and lake trophic state: explanations
invoking resource abundance and distribution // Ecology. 2007. V. 88(7).
P. 1675–1686.
Baryshev I.A. Veselov A.E. Seasonal Dynamics of. Benthos and Drift Invertebrates in
Some Tributaries of Lake Onega // Inland Water Biology. 2007. No 1. Р. 74–80.
Bärlocher F. Aquatic hyphomycetes inchanging environment // Fungal Ecology.
2016. V. 19. P. 14–27.
Batko A. Zaris hydromikologii. Warszawa: PWN, 1975. 478 s.
Behrenfeld M.J., Siegel D.A., O’Malley R.T. Global ocean phytoplankton and productivity / J.M. Levy, Ed. State of the climate in 2007. Bulletin of the American Meteorological Society, July 2008. P. S56–S61.
Bell R.T. Estimating production of heterotrophic bacterioplankton via incorporation
of tritiated thymidine // Handbook of methods in aquatic microbial ecology / Eds
Kemp P.F. et al. Boca Raton: Lewis Publ., 1993. P. 495–503.
Bellinger E.G., Sigee D.C. Freshwater algae: identification, enumeration and use as bioindicators. Second Edition. John Wiley & Sons, Ltd. 2015. 275 p.
Benoît O.L. Demars J.L., Kemp N.F., Philippe U.P., David M.H. Linking biotopes to
invertebrates in rivers: Biological traits, taxonomic composition and diversity //

524

Ecological
Indicators.
V.
23.
2012.
P.
301–311.
DOI:
10.1016/j.ecolind.2012.04.011
Berezina N. Food spectra and consumption rates of four amphipod species from the
North-West of Russia // Fundamental and Applied Limnology. 2007. V. 168.
No 4. P. 317–326.
Bernatowicz P., Radzikowski J., Paterczyk B., Bebas P., Slusarczyk M. Internal structure of Daphnia ephippium as an adaptation to dispersion // Zoologischer Anzeiger. 2018. V. 277. P. 12–22.
Berthet P. L'activite des Oribatides (Acari, Oribatei) d'une Chenaie // Mem. Inst. Roy.
Sci. Natur. 1964. V. 1. P. 1–152.
Bertin C., Yang X., Weston L.A. The role of root exudates and allelochemicals in the
rhizosphere // Plant and Soil, 2003. V. 256(1). P. 67–83. DOI:
10.1023/a:1026290508166
Beutler M. Spectral fluorescence of chlorophyll and phycobilins as an in-situ tool of
phytoplankton analysis – models, algorithms and instruments // Dissertation zur
Erlangung des Doktorgrades der Mathematisch-Naturwissenschaftlichen Fakultät
der Christian-Albrechts-Universität zur Kiel. 2003. 174 pp.
Beutler M., Wiltshire K.H., Meyer B. et al. A fluorometric method for the differentiation of algal populations in vivo and in situ // Photosynthes. Res. 2002. V. 72.
P. 39–53.
Bickel S.L., Tang K.W., Grossart H.P. Use of aniline blue to distinguish live and dead
crustacean zooplankton composition in freshwaters // Freshwater Biology. 2008.
V. 54. No 5. P. 971–981.
Biddanda B., Ogdahl M., Cottner J.B. Dominance of bacterial metabolism in oligotrophic rela-tive to euphotic waters // Limnol. Oceanogr. 2001. V. 46. P. 730–739.
Biggs B.J.F., Kilroy C. Stream Periphyton Monitoring Manual. New Zealand Ministry
for the Environment. Christchurch, New Zealand, 2000. 247 p.
Biological Monitoring of Rivers: Applications and Perspectives / Ed. by Ziglio G.,
Flaim G., Wiley M.S. John Wiley & Sons, Ltd. 2006. 469 p.
Bishop J.E., Hynes H.B.N. Downstream drift of the invertebrate fauna in a stream
ecosystem // Arch. f. Hydrobiol. 1969. V. 66. No 1. P. 56–90.
Blomqvist S., Abrahamsson B. An improved Kajak-type gravity core sampler for soft
bottom sediments // Swiss Journal of Hydrology. 1985. V. 47(1). P. 81–84. DOI:
10.1007/bf02538187
Bokulich N.A., Kaehler B.D., J.R. Rideout et al. Optimizing taxonomic classification
of marker-gene amplicon sequences with QIIME 2’s q2-feature-classifier plugin
// Microbiome. 2018. V. 6. 90. DOI: 10.1186/s40168-018-0470-z
Bolyen E., Rideout J.R., Dillon M.R. et al. Reproducible, interactive, scalable and extensible microbiome data science using QIIME 2 // Nature Biotechnology. 2019. V. 37.
P. 852–857. DOI: 10.1038/s41587-019-0209-9
Borsheim K.Y., Bratbak G. Cell volume to carbon conversion factors for a bacterivorous Monas sp. enriched from seawater // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1987. V. 36.
P. 171–175.
Bossdorf O., Richards C.L., Pigliucci M. Epigenetics for ecologists // Ecology letters.
2008. V. 11. No 2. P. 106–115.

525

Boyer L., Jabbour-Zahab R., Joncour P., Glémin S., Haag C.R., Lenormand T. Asexual male production by ZW recombination in Artemia parthenogenetica // Evolution. 2023. V. 77. No 1. P. 1–12.
Bower S.M., Carnegie R.B., Goh B. et al. Preferential PCR amplification of parasitic
protistan small subunit rDNA from metazoan tissues // J. Eukaryot. Microbiol.
2004. V. 51. P. 325–332. DOI: 10.1111/j.1550-7408.2004.tb00574.x
Børsheim K.Y., Bratbak G. Cell volume to carbon conversion factors for a bacterivorous Monas sp. enriched from seawater // Mar. Ecol. Progr. Ser. 1987. V. 36.
Р. 171–175.
Brauer F. Beitrage zur Kenntniss der Phyllopoden // Sitzungsberichte der Kaiserlichen Akademie der Wissenschaften. 1872. V. 65. P. 279–291.
Brendonck L.U.C., Riddoch B.J. Wind-borne short-range egg dispersal in anostracans
(Crustacea: Branchiopoda) // Biological journal of the Linnean Society. 1999.
V. 67. No 1. P. 87–95.
Bridcut E.E. A study of terrestrial and aerial macroinvertebrates on river banks and
their contribution to drifting fauna and salmonid diets in a Scottish catchment //
Hydrobiologia. 2000. V. 427. P. 83–100.
Brinkhurst R.O., Chua K.E., Batoosingh E. Modifications in sampling procedures as applied to studies on the bacteria and tubificid oligochaetes inhabiting aquatic sediments // J. Fish. Res. Bd. Can. 1969. V. 26. P. 2581–2593. DOI: 10.1139/f69-252
Brittain J.E., Eikeland T.J. Invertebrate drift. A review // Hydrobiol. 1988. V. 166.
P. 77–93.
Brown B.L., Creed R.P., Skelton J., Rollins M.A., Farrell K.J. The fine line between
mutualism and parasitism: complex effects in a cleaning symbiosis demonstrated
by multiple field experiments // Oecologia. 2012. V. 170. P. 199–207.
Brussaard C.P.D. Optimization of procedures for counting viruses by flow cytometry
// Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. No 3. P. 1506–1513.
Bubnova E.N., Grum-Grzhimailo O.A., Kozlovsky V.V. Composition and Structure of
the Community of Mycelial Fungi in the Bottom Sediments of the White Sea //
Moscow University Biological Sciences Bulletin. 2020. V. 75. No 3. P. 153–158.
DOI: 10.3103/S0096392520030037
Cadwallader Ph.L. Feeding habits of two fish species in relation to invertebrate drift
in a New Zeeland river // J. Marine and Freshwater Research. 1974. V. 9. No 1.
P. 11–26.
Calabon M.S, Hyde K.D., Jones E.B.G., Chandrasiri S., Dong W, Fryar S.C., Yang J.,
Luo Z.L., Lu Y.Z., Bao D.F., Boonmee S. – www.freshwaterfungi.org, an online
platform for the taxonomic classification of freshwater fungi // Asian Journal of
Mycology. 2020. V. 3(1). P. 419–445. DOI: 10.5943/ajom/3/1/14
Callahan B.J., McMurdie P.J., Rosen M.J. et al. DADA2: high-resolution sample inference from Illumina amplicon data // Nature Methods. 2016. V. 13. P. 581–583.
DOI: 10.1038/nmeth.3869
Callens M., Macke E., Muylaert K. et al. Food availability affects the strength of mutualistic host–microbiota interactions in Daphnia magna // The ISME journal.
2016. V. 10. No 4. P. 911–920.

526

Callens M., Watanabe H., Kato Y., Miura J., Decaestecker E. Microbiota inoculum
composition affects holobiont assembly and host growth in Daphnia // Microbiome. 2018. V. 6. P. 1–12.
Callieri C., Stockner J.G. Freshwater autotrophic picoplankton: a review // J. Limnol.
2002. V. 61. No 1. P. 1–14.
Caron D.A. Technique for enumeration of heterotrophic and phototrophic nanoplankton,
using epifluorescence microscopy, and comparison with other procedures // Appl.
Environ. Microbiol. 1983. V. 46. No 2. P. 491–498.
Caron D.A., Peele E.R., Lim E.L., Dennett M.R. Picoplankton and nanoplankton and
their trophic coupling in surface waters of the Sargasso Sea of Bermuda // Limnol.
Oceanogr. 1999. V. 44. No 2. P. 259–272.
Castri F. Vous aves dit “Biodiversite”? // Energies. 1992. V. 13. P. 38–39.
Chandler P. A Dipterists Handbook Second Edition // Amateur Entomologists' Society. 2010. V. 15. 568 p.
Chandler G.T., Shirley T.C., Fleeger J.W. The tom-tom corer: a new design of the
Kajak corer for use in meiofauna sampling // Hydrobiologia. 1988. V. 169. No 2.
P. 129–134.
Chen F., Lu J., Binder B.J. et al. Application of digital image analysis and flow cytometry to enumerate marine viruses stained with SYBR Gold // Appl. Environ.
Microbiol. 2001. V. 67. No 2. P. 539–545.
Chemical Ecology of Plants: Allelopathy in Aquatic and Terrestrial Ecosystems / Mallik A.U., Inderjit (eds.). Springer, Basel, 2002. 272 p. DOI: 10.1007/978-3-03488109-8
Chironomidae of the Holarctic region. Keys and diagnoses. Part 1. Larvae. Ent. Scand.
Suppl. No 19. Őstergőtland, Мotala. 1986. 457 p.
Clarke K.R., Warwick R.M. Changes in Marine Communities: An Approach to Statistical Analysis and Interpretation. 2nd Edition, PRIMER-E: Plymouth Marine Laboratory, UK, 2001. 176 p.
Clarke K.R., Gorley R. N., Somerfield P.J., Warwickb R.M. Change In Marine Communities: An Approach to Statistical Analysis and Interpretation (3rd edition).
PRIMER-E Ltd: Plymouth, 2014. 262 p.
Clevenger J.F. Apparatus for the determination of volatile oil // J. Am. Pharm. Assoc.
1928. V. 17. P. 345–349.
Cohen J. Statistical Power Analysis for the Behavioral Sciences, 2nd ed. Hillsdale,
NJ: Lawrence Erlbaum, 1988. 567 р.
Colbourne J.K., Pfrender M.E., Gilbert D., Thomas W.K., Tucker A. et al. The
ecoresponsive genome of Daphnia pulex // Science. 2011. V. 331. No 6017.
P. 555–561.
Cole G.A Textbook of Limnology. 3 Edition. The C.V. Mosby Company 1983. 401 p.
Copilaș-Ciocianu D., Boros B.-V., Šidagytė-Copilas E. Morphology mirrors trophic
niche in a freshwater amphipod community // Freshwater Biology. 2021. 00, 1–
12. DOI: 10.1111/fwb.13804
Courtney W.D., Polley D., Miller V.L. TAF, an improved fixative in nematode technique // Plant Disease Reporter. 1955. V. 39. P. 570–571.
Craib J.S. A sampler for taking short undisturbed marine cores // J. Cons. Perm. Int.
Explo. Mer. 1965. V. 30. P. 34–39.

527

Crippen R.W., Perrier J.L. The use of Neutral Red and Evans Blue for Live / Dead
determination of marine plankton // Stаin Tech. 1974. V. 49. No 2. P. 97–104.
Crossland N.O., Heimbach F., Hill I.R., Boudou A., Leeuwangh P., Matthiessen P.,
Persoone G. Summary and recommendations of the European Workshop on
Freshwater Field Tests (EWOFFT). Potsdam (Germany). 1992. 37 p.
Cudowski F., Pietryczuk A. Biodiversity of mycoplankton in the profile of eutrophic
lakes with varying water quality // Fungal Ecology. 2020. V. 48. DOI:
10.1016/j.funeco.2020.100978
Cullen J.J. Primary production methods // Encyclopedia of Ocean Sciences. Halifax:
Academic Press, 2001. P. 2277–2284. DOI: 10.1006/rwos.2001.0203
Cummins K.W. Factors limiting the microdistribution of larvae of the caddisflies Pycnopsyche lepida (Hagen) and Pycnopsyche gutifer (Walker) in a Michigan stream
// Ecol. Monogr. 1964. V. 34. P. 271–295.
Cummins K.W. Trophic relations of aquatic insects // Annual Review of Entomology.
1973. V. 18. P. 183–206.
Cummins K.W., Klug M.J. Feeding ecology of stream invertebrates // Annual Review of
Ecology, Evolution, and Systematics. 1979. V. 10. P. 147–172.
Cummins K.W., Merritt R.W., Andrade P.C. The use of invertebrate functional groups
to characterize ecosystem attributes in selected streams and rivers in south Brazil
// Studies on Neotropical Fauna and Environment. 2005. V. 40. Is. 1. P. 69–89.
Cushing C.E. An apparatus for sampling drifting organisms in streams // J. Wildl.
Mgmt. 1964. V. 28. P. 592–594.
Czekanowski J. Coefficient of racial likeness and durchschnittliche Differenz // Anthropol. Anz. 1922. V. 9. P. 227–249.
Dall P.C. A sampling technique for littoral stone dwelling organisms // Oikos. 1979.
V. 33. No 1. P. 106–112.
Dashkova V., Malashenkov D., Poulton N., Vorobjev I., Barteneva N.S. Imaging flow
cytometry for phytoplankton analysis // Methods. 2017. V. 112 (Suppl. C).
P. 188–200.
De Bovvee F., Albert P., Soyer J. The importance of the mesh size for the extraction of
the muddy bottom meiofauna // Limnol. Oceanogr. 1974. V. 19. No 2. P. 350–354.
De Jonge V.N., Bouwman L.A. A simple density separation technique for quantitative
isolation of meiobenthos using the colloidal silica Ludax-TM // Mar. Biol. 1977.
V. 42. No 2. P. 143–148.
De Silva R.K. The factors affecting the feeding of Dendrocoelum lacteum (Muller)
(Turbellaria, Tricladida) on Asellus aquaticus (L.) (Crustacea, Isopoda) // Arch.
Hydrobiol. 1976. Bd. 77. No 4. S. 347–374.
Declerck S.A.J., Coronel J.S., Legendre P., Brendonck L. Scale dependency of processes structuring metacommunities of cladocerans in temporary pools of HighAndes wetlands // Ecography. 2011. V. 34. P. 296–305. DOI: 10.1111/j.16000587.2010.06462.x
del Giorgio P.A., Cole J.J. Bacterial growth efficiency in natural aquatic systems //
Ann. Rev. Ecol. Syst. 1998. V. 29. P. 503–541.
Desmarais K.H. Keeping Daphnia out of the surface film with cetyl alcohol // Journal
of Plankton Research. 1997. V. 19. No 1. P. 149–154.

528

Díaz S., Cabido M. Vive la diffe´rence: plant functional diversity matters to ecosystem
processes // Trends in Ecology & Evolution. 2001. V. 16. P. 646–655.
Doma S. Ephippia of Daphnia magna Straus – A technique for their mass production
and quick revival // Hydrobiologia. 1979. V. 67. P. 183–188.
Dorak Z., Köker L., Gürevin C., Saç G. How do environmental variables affect the
temporal dynamics of zooplankton functional groups in a hyper-eutrophic wetland? // Environmental Science and Pollution Research. 2023. V. 30. P. 97115–
97127. DOI: 10.1007/s11356-023-29252-8
Ducklow H.W. Bacterial production and biomass in the oceans // Microbial ecology
of the oceans, Chapter 4 / Kirchman D.L. (ed.). New York: Wiley-Liss, 2000.
P. 85–120.
Dumont H.J., Van de Velde I., Dumont S. The dry weight estimate of biomass in a
selection of Cladocera, Copepoda and Rotifera from the plankton, periphyton and
benthos of continental waters // Oceologia. 1975. V. 19. P. 75–97.
Douglas G.M., Maffei V.J., Zaneveld J.R. et al. PICRUSt2 for prediction of metagenome functions // Nature Biotechnology. 2020. V. 38. P. 685–688. DOI:
10.1038/s41587-020-0548-6
Ebert D. Ecology, epidemiology, and evolution of parasitism in Daphnia. National
Library of Medicine, 2005. 98 p.
Ebert D. Daphnia as a versatile model system in ecology and evolution // EvoDevo.
2022. V. 13. No 1. P. 16.
Edgerton B.F., Evans L.H., Stephens F.J., Overstreet R.M. Synopsis of freshwater
crayfish diseases and commensal organisms // Aquaculture. 2002. V. 206.
No 1–2. P. 57–135.
Edler L., Elbrächter M. The Utermöhl method for quantitative phytoplankton analysis
// Microscopic and molecular methods for quantitative phytoplankton analysis.
Intergovernmental Oceanographic Commission Manuals and Guides 55.
UNESCO, Paris. 2010. 114 p.
Elendt B.P., Bias W.R. Trace nutrient deficiency in Daphnia magna cultured in standard medium for toxicity testing. Effects of the optimization of culture conditions
on life history parameters of D. magna // Water research. 1990. V. 24. No 9.
P. 1157–1167.
Elliot J.W. Some methods for the Statistical Analysis of Samples of Bentic Invertebrates // Freshwater Biological Association Scientific Publications. 1977. V. 25.
159 р.
Elliott J.M. Invertebrate drift in a Dartmoor stream // Arch. Hydrobiol. 1967. V. 63.
P. 202–237.
Elliott J.M. Methods of sampling invertebrate drift in running water // Ann. Limnol.
1970. V. 6. P. 133–159.
Elliott J.M. Time spent in the drift by downstream-dispersing invertebrates in a Lake
District stream // Freshwater Biology. 2002. V. 47. P. 97–106.
Elliott J.M., Drake C.M. A Comparative Study of Seven Grabs used for Sampling
Benthic Macroinvertebrates in Rivers // Freshwater biology. 1981. V. 11. Is. 2.
P. 99–120.

529

Elliott D.T., Tang K.W. Simple staining method for differentiating live and dead marine zooplankton in field samples // Limnol. Oceanogr.: Methods. 2009. V. 7.
P. 585–594.
Elliott D.T., Tang K.W. Spatial and temporal distributions of live and dead Copepods
in the lower Cheasapeake Bay (Virginia, USA) // Estuaries Coasts. 2011. V. 34.
Is. 5. P. 1039–1048.
Elouard J.-M. Un nouveau type de substrat artificiel de surface pour echantilloner la
faune invertebree lotique // Rev. hydrobiol. trop. 1984. V. 17. No 1. P. 77–81.
Epigenetics: linking genotype and phenotype in development and evolution /
Hallgrimsson B., Hall B. K. (ed.). Univ of California Press, 2011. 472 p.
Falkowski P., Kiefer D.A. Chlorophyll a fluorescence in phytoplankton: relationship
to photosynthesis and biomass // J. Plankton Res. 1985. V. 7. No 5. P. 715–731.
Fast A.W. An avaluation of the efficiency of zoobethos separation by sugar flotation
// Progr.Fish-Cult. 1970. V. 32. No 4. P. 212–216.
Fauna Aquatic a Austriaca, Edition 2002 / Moog O. (Ed.). Wasserwirtschaftskataster,
Bundesministerium für Land- und Forstwirtschaft, Umwelt und Wasserwirtschaft,
Vienna, 2002.
Fauna Aquatica Austriaca, 3. Edition 2017 / Moog O., Hartmann A. (Eds.). Bundesministerium für Land- und Forstwirtschaft, Umwelt und Wasserwirtschaft, Vienna, 2017.
Fenchel T. The ecology of marine microbenthos. I. The quantitative importance of
ciliates as compared with metazoans in various types of sediments // Ophelia.
1967. V. 4. P. 121–137.
Findlay S. Thymidine incorporation into DNA as an estimate of sediment bacterial
production // Handbook of Methods in Aquatic Microbial Ecology / Kemp P.F. et
al. (eds.). Boca Raton, Ann Arbor: Lewis Publishers, 1993. P. 505–508.
Fink P. Ecological functions of volatile organic compounds in aquatic systems // Marine and Freshwater Behaviour and Physiology. 2007. V. 40. P. 155–168.
Fleming G.M., Coughlan J. Preservation of vitally stained zooplankton for live/dead
sorting // Estuaries. 1978. V. 1. No 2. P. 132–135.
Foysal M.J. Host habitat shapes the core gut bacteria of decapod crustaceans: A metaanalysis // Heliyon. 2023. V. 9. No 6. P. e16511.
Francoeur S.N., Rier S.T., Whorley S.B. Methods for Sampling and Analyzing Water
ecosystems Algae // Wetland Techniques: Volume 2: Organisms / J.T. Anderson
and C.A. Davis (eds.). Springer Nature, Dordrecht, 2013. P. 1–58.
Frenken T., Alacid E., Berger S. A., Bourne E.C., Gerphagnon M. et al. Integrating
chytrid fungal parasites into plankton ecology: research gaps and needs // Environmental Microbiology. 2017. V. 19(10). P. 3802–3822. DOI: 10.1111/14622920.13827
Fundamentals of aquatic ecosystems. Oxford etc.: Blackwell, 1980. 229 p.
Furstenberg J.P., de Wet A.G. A comparison of two extractors for separating meiobenthic nematodes from fine-grained sediments. South African Journal of Zoology. 1982. V. 17. No 1. P. 41–43. DOI: 10.1080/02541858.1982.11447777
García-Chicote J., Armengol X., Rojo C. Zooplankton abundance: A neglected key
element in the evaluation of reservoir water quality // Limnologica. 2018. V. 69.
P. 46–54. DOI: 10.1016/j.limno.2017.11.004

530

Gibb J.T., Oseto C. Insect Collection and Identification Techniques for the Field and
Laboratory. Arthropod Collection and Identification, Second Edition. London:
Academic Press. 2019. 354 p.
Giddings J.M. Effects of the water-soluble fraction of a coal-derived oil on pond microcosm // Arch. Environ. Contam. Toxicol. 1982. V. 11. P. 735741.
Giere O. Meiobenthology: The Microscopic Fauna in Aquatic Sediments. SpringerVerlag Berlin Heidelberg, 1993. 328 p.
Gliwicz Z.M. On the different nature of top-down and bottom-up effects in pelagic
food webs // Freshwater Biol. 2002. V. 47. P. 2296.
Gonzalez J.M., Suttle C.A. Grazing by marine nanoflagellates on viruses and viral-sized
particles ingestion and digestion // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1993. V. 94. P. 1–10.
Goodnight C.J., Whitley L.S. Oligochetes as indicators of pollution // Proc. 15-th Ind.
Waste Conf., Pardue Univ. Ext., Sec. 1961. V. 106. P. 139–142.
Gomes M.P., Garcia Q.S., Barreto L.C., Pimenta L.P.S., Matheus M.T., Figueredo
C.C. Allelopathy: An overview from micro- to macroscopic organisms, from cells
to environments, and the perspectives in a climate-changing world // Biologia.
2017. V. 72(2). P. 113–129. DOI: 10.1515/biolog-2017-0019
Gomes L.F., Pereira H.R., Gomes A.C.A.M., Vieira M.C., Martins P.R., Roitman I.,
Vieira L.C.G. Zooplankton functional-approach studies in continental aquatic environments: a systematic review // Aquat. Ecol. 2019. V. 53. P. 191–203.
Gopal B., Goel U. Competition and Allelopathy in Aquatic Plant Communities // The
Botanical Review. 1993. V. 59. No 3. P. 155–210.
Gorokhova E., Rivetti C., Furuhagen S., Edlund A., Ek K., Breitholtz M. Bacteriamediated effects of antibiotics on Daphnia nutrition // Environmental science &
technology. 2015. V. 49. No 9. P. 5779–5787.
Gough H.L., Stahl D.A. Optimization of direct cell counting in sediment // J. Microbiol. Methods. 2003. V. 52. No 1. P. 39–46.
Goździejewska A.M., Koszałka J., Tandyrak R., Grochowska J., Parszuto K. Functional responses of zooplankton communities to depth, trophic status, and ion content in mine pit lakes // Hydrobiologia. 2021. V. 848. P. 2699–2719. DOI:
10.1007/s10750-021-04590-1
Grahn O., Hultberg H., Landner L. Oligotrophication: A self–accelerating process in
lakes subjected to excessive supply of acid substances // Ambio. 1974. V. 3. P. 93–
94.
Gray J.S. Sample size and sample frequency in relation to the quantitative sampling of sand
meiofauna // Smithsonian Contribs. Zool. 1971. No 76. P. 191–197.
Gray J.S. Effects of environmental stress on species rich assemblages // Biol. J. Linn.
Sos.1989. V. 37. No 1–2. P. 19–32.
Gray C., Figueroa D.H., Hudson L.N., Ma A., Perkins D., Woodward G. Joining the
dots: an automated method for constructing food webs from compendia of published interactions // Food Webs. 2015. V. 5. P. 11–20. DOI: 10.1016/j.fooweb.2015.09.001
Grossart H.-P., Hassan E.A., Masigol H., Arias-Anders M., Rojas-Jimenez K. Inland
water fungi in the antropocene: current and future perspectives // Encyclopedia of
inland waters. 2nd edition. Chapter. 2021. DOI: 1010161/B978-0-12-8191668.00025-6

531

Guillou L., Bachar D., Audic S. et al. The Protist Ribosomal Reference Database
(PR2): A Catalog of Unicellular Eukaryote Small Sub-Unit RRNA Sequences
with Curated Taxonomy // Nucleic Acids Res. 2012. V. 41. P. D597–D604. DOI:
10.1093/nar/gks1160
Gulati R.D. Zooplankton structure in the Loosdrecht lakes in relation to trophic status
and recent restoration measures // Hydrobiologia. 1990. V. 191. P. 173–188.
Haberman J., Laugaste R. On characteristics reflecting the trophic state of large and
shallow Estonian lakes (L. Peipsi, L. Võrtsjarv) // Hydrobiologia. 2003. V. 506–
509. P. 737–744.
Hagstrom A., Larsson U., Hоrst.edt P., Normark S. Frequency of dividing cells, a new
approach to the determination of bacterial growth rates in aquatic environments //
Appl. Environ. Microbiol. 1979. V. 37. P. 805–812.
Hakkari L. Zooplankton species as indicators of environment // Aqua Fennica. 1972.
P. 46–54.
Hallas T.E., Yeates G.W. Tardigrada of the soil and litter of Danish beech forest //
Pedobiologia. 1972. V. 12. P. 287–304. DOI: 10.1016/S0031-4056(23)02046-2
Hammer Ø., Harper D.A.T., Ryan P.D. Past: Paleontological Statistics Software Package for Education and Data Analysis // Palaeontologia Electronica. 2001. V. 4.
Is. 1, art. 4. 9 p.
Haney J.F. Regulation of cladoceran filtering rates in nature by body size, food concentration, and diel feeding patterns // Limnology and Oceanography. 1985.
V. 30. No 2. P. 397–411.
Haney J.F., Hall D.J. Sugar-coated Daphnia: Apreservation technique for Cladocera
// Limnol. and Oceanog. 1973. V. 18. No 2. P. 331–333.
Handbook of Methods in Aquatic Microbial Ecology / Eds Kemp P.F. et al. Boca
Raton: Lewis Publ., 1993. 777 p. ISBN 0-87371-564-0
Hart D.R., Stone L., Berman T. Seasonal dynamics of the Lake Kinneret food web:
The importance of the microbial loop // Limnol., Oceanogr. 2000. V. 45. No 2.
Р. 350–361.
Harvey G.L., Clifford N.J., Gurnell A.M. Towards an ecologically meaningful classification of the flow biotope for river inventory, rehabilitation, design and appraisal
purposes // J. Environ. Manage. 2008. V. 88. P. 638–650.
Hauer F.R., Resh V.H. Macroinvertebrates // Methods in stream ecology / Hauer F.R.,
Lamberti G.A., editors, 2nd edition. Academic Press, San Diego, CA, 2007. P. 435–
463. DOI: 10.1016/B978-012332908-0.50028-0
Hauer R., Lamberti G.A. Methods in Stream Ecology. 2-nd ed. Amsterdam; Boston:
Acad. Press, 2007. 878 p.
Heino J., Grönroos M., Ilmonen J., Karhu T., Niva M., Paasivirta L. Environmental
heterogeneity and β diversity of stream macroinvertebrate communities at intermediate spatial scales // Freshw. Sci. 2013. V. 32. P. 142–154. DOI: 10.1899/12-083.1
Heinz von Foerster Understanding Understanding: Essays on Cybernetics and Cognition, Springer New York, NY, 2003. 362 р.
Hensen V. Über die Bestimmung des Planktons oder des im Meer treibenden Materials
an Pflanzen und Thieren // Jahresbericht der Kommission zur Wissenschaftlichen
Untersuchung der deutschen Meere für die Jahre 1882 bis 1886. 1887. Bd. 5. 109 s.

532

Herman P.M.J., Heip C. Growth and respiration of Cyprideis torosa Jones (Crustacea:
Ostracoda) // Oecologia. 1982. V. 54. No 3. P. 300–303.
Herman P.M.J., Heip C. The respiration of five brackish-water harpacticoid copepod
species // J. Exp. Mar. Biol. and Ecol. 1983. V. 71. No 3. P. 249–256.
Herman P.M.J., Heip C., Vranken G. The production of Cyprideis torosa Jones (Crustacea: Ostracoda) // Oecologia. 1983. V. 58. No 3. P.326–331.
Herman P.M.J., Vranken G., Heip C. Problems in meiofauna energy-flow studies //
Hydrobiologia. 1984. V. 118. No 1. P. 21–28.
Hernández-Pérez A., Söderhäll I. Intestinal microbiome in crayfish: Its role upon
growth and disease presentation // Developmental & Comparative Immunology.
2023. V. 145. P. 104703.
Hieber M., Robinson C.T., Uehlinger U. Seasonal and diel patterns of invertebrate drift
in different alpine stream types // Freshwater Biology. 2003. V. 48. P. 1078–1092.
Hildebrand M., Davis A., Abbriano R., Pugsley H.R., Tralller J.C., Smith S.R.,
Shrestha R.P., Cook O., Sánchez-Alvarez E.L., Manandhar-Shrestha K., Alderete B. Applications of imaging flow cytometry for microalgae // Methods and
Protocols / Barteneva N., Vorobjev I. editor. Imaging Flow Cytometry: New
York, NY: Springer, 2016. P. 47–67.
Hillebrand H., Durselen C.D., Kirschtel D. et al. Biovolum calculation for pelagic
and benthic microalgae // J. Phycol. 1999. V. 35. P. 403–424.
Higgins R.P., Thiel H. Introduction to the study of meiofauna. Wash., Lond.: Smithsonian Institution Press, 1988. 488 p.
Hillbricht-Ilkowska A., Stanczykowska A. The production and standing crop of planktonic larvae of Dreissena polymorpha (Pallas) in two Mazurian lakes // Pol. Arch.
Hydrobiol. 1969. V. 16(29). No 2. P. 193–203.
Hilton J., Lishman J.P., Carrick T.R., Allen P.V. An assessment of the sources of error
in estimations of bulk sedimentary pigment concentrations and its implications for
trophic status assessment // Hydrobiologia. 1991. V. 218. No 3. P. 247–254.
Hofstraat J.W. Phytoplankton monitoring by flow cytometry // Journal Plankton Research. 1994. V. 16(9). P. 1197–1224.
Holm-Hansen O.C.J., Lorenzen C.J., Holmes R.W., Strickland J.D.H. Fluorometric determination of chlorophyll // J. Cons. Int. Explor. Mer. 1965. V. 30. No 1. P. 3–15.
Holmes R.W., Widrig T.M. The Enumeration and Collection of Marine Phytoplankton
// CES Journal of Marine Science. 1956. V. 22. Is. 1. P. 21–32. DOI:
10.1093/icesjms/22.1.21
Holt C.C., Del Campo J., Keeling P.J. Source and variation of the amazing live SeaMonkey microbiome // PloS one. 2024. V. 19. No 8. P. e0308763.
Hrytsynyak I., Shvets T. Methods of hydrobiological research. Thematic bibliography
// Ribogospod. nauka Ukr. 2019. V. 2(48). P. 108–127. DOI:
10.15407/fsu2019.02.108
Hu H., Hong Y. Algal-bloom control by allelopathy of aquatic macrophytes – A review // Frontiers of Environmental Science & Engineering in China. 2008.
V. 2(4). P. 421–438.
Humburger K., Dall P.C. The respiration of common benthic invertebrate species
from the shallow littoral zone of Lake Esrom, Denmark // Hydrobiologia. 1990.
V. 199. No 2. P. 117–130.

533

Hummon W.D. Extraction by sieving: a biased procedure in studies of stream meiobenthos. Transactions of the American Microscopical Society. 1981. 100,
278e284. DOI: 10.2307/3225553
Hutchinson G.E. The algal benthos // A treatise on limnology. V. 3. Limnological
botany. John Wiley & Sons, New York, 1975. P. 509–571.
Hyde K.D, Swe A, Zhang K.Q. Nematode-Trapping Fungi. Chapter 1. NematodeTrapping Fungi // Nematode-Trapping Fungi / K.D. Hyde (Ed.). Fungal Diversity
Research Series. 2014. V. 23. P. 1–12.
Hydrological and Limnological Aspects of Lake Monitoring By Andre Van der Beken
John Wiley & Sons, New York. 400 p.
Imbert J.B. Perry J.A. Drift and benthic invertebrate responses to stepwise and abrupt
increases in non-scouring flow // Hydrobiologia. 2000. V. 436. P. 191–208.
Innes D.J., Hebert P.D.N. The origin and genetic basis of obligate parthenogenesis in
Daphnia pulex // Evolution. 1988. V. 42. No 5. P. 1024–1035.
IOCCG Protocol Series. Aquatic Primary Productivity Field Protocols for Satellite
Validation and Model Synthesis. IOCCG Ocean Optics and Biogeochemistry Protocols for Satellite Ocean Colour Sensor Validation / R.A. Vandermeulen,
J.E. Chaves (Eds.). 2022. V. 7.0. IOCCG, Dartmouth, NS, Canada. DOI:
10.25607/OBP-1835
Jaccard P. Distribution de la flore alpine dans le Bassin des Dranses et dans quelques
regions voisines // Bull. Soc. VauDOIse sci. Natur. 1901. V. 37. Bd. 140. P. 241–
272.
Jackson D. A manually operated core-sampler suitable for use on fine-particulate sediments // Estuarine Coastal Shelf Sci. 1986. V. 23. P. 419–422.
Jagadeesan L., Jyothibabu R. Tumour-like anomaly of copepods an evaluation of the
possible causes in Indian marine waters // Environmental monitoring and assessment. 2016. V. 188. P. 1–24.
Javornicky P. Die Revision einiger Methoden zum Feststellen der Quantitiit des Phytoplanktons. (Revise nekterych metod pro zjistovani kvantity fytoplanktonu) // Sb.
vys. Sk. chem.-teehnol. Praze, Oddil faeulty technologie paliv, a vody. Prague,
1958. Bd. 2. No 1. S. 283–367.
Jeffrey S.W., Humphrey G.F. New spectrophotometric equations for determining
chlorophylls a, b, c1 and c2 in higher plants, algae and natural phytoplankton //
Biochem. Physiol. Pflanz. 1975. Вd. 167. No 2. P. 191–194.
Jennings P.G. The signy Island terrestrial reference sites: Oxygen uptake of Macrobiotus furciger J. Murrey (Tardigrada) // Bull. Brit. Antarctic survey. 1975.
No 41–42. P. 161–168.
Jiang X, Xiang M, Liu X. Nematode-trapping fungi // Microbiol Spectrum. 2016. V. 5.
No 1. FUNK-0022-2016. DOI:10.1128/microbiolspec.FUNK-0022-2016.
Jilani G., Mahmood S., Chaudhry A. N., Hassan I., Akram M. Allelochemicals:
sources, toxicity and microbial transformation in soil – a review // Annals of Microbiology. 2008. V. 58(3). P. 351–357. DOI: 10.1007/bf03175528
Jllies I. Die Barbenregion mitteleuropaischer Fliessgewasser // Verh. Zutern. Verein.
Limnol. 1958. No 13. Р. 834–844.
Jochem F. On the distribution and importance of picocyanobacteria in a boreal inshore
area (Kiel Bight, Western Baltic) // J. Plankt. Res. 1988. V. 10. No 5. P. 1009–1022.

534

Joint I., Pomroy A., Savidge G., Boyd P. Size-fractionated primary productivity in the
northeast Atlantic in May-July 1989 // Deep-Sea Res. 1993. II. V. 40. P. 423–440.
Johnson T.W.J., Ferchau H.A., Gold H.S. Isolation, culture, growth and nutrition of
some lignicolous marine fungi // Phyton. 1959. V. 12. P. 65–80.
Johnston D.W., Cross T. Actinomycetes in lake muds: dormant spores or active mycelium? // Freshwater Biology. 1976. V. 6. No 5. P. 465–470.
Jones E.B.G, Sakayaroj J, Suetrong S, Somrithipol S, Pang K.L. Classification of marine Ascomycota, anamorphic taxa and Basidiomycota // Fungal Diversity. 2009.
V. 35. P. 1–187.
Jones E.B.G., Hyde K.D., Pang K.L. Freshwater fungi and fungal-like organisms.
Walter de Gruyter, Berlin, 2014. 510 p.
Jones E.B.G. Suetrong S, Sakayaroj J, Bahkali A.H, Abdel-Wahab M.A, Boekhout T,
Pang K-L. Classification of marine Ascomycota, Basidiomycota, Blastocladiomycota and Chytridiomycota // Fungal Diversity. 2015. V. 73. P. 1–72. DOI:
10.1007/s13225-015-0339-4
Jones E.B.G., Pang K-L., Abdel-Wahab M.A., Scholz B., Hyde K., Boekhout D.T.,
Ebel, R., Rateb M.E., Henderson L., Sakayaroj J., Suetrong S., Dayarathne M.C.,
Kumar V., Raghukumar S., Sridhar K.R., Bahkal A.H.A., Gleason F.H., Norphanphoun C. An online resource for marine fungi // Published. 2019. V. 96.
P. 347–433.
Kajak Z, Kacprzak K, Polkowski R. Chwytaczrurowy do probierania prob dna //
Ekologia Polska Seria B. 1965. V. 11. P. 159–165. (In Polish with English summary)
Kalninš M. Protected aquatic insects of Latvia – Graphoderus bilineatus (DeGeer,
1774) (Coleoptera: Dytiscidae) // Latvijas entomologs. 2006. V. 43. P. 132–137.
Kaplan L.A., Bott T.L., Bielicki J.K. Assessment of [3H] thymidine incorporation into
DNA as a method to determine bacterial productivity in stream bed sediments //
Appl. Environ. Microbiol. 1992. V. 58. Nо 11. P. 3614–3621. DOI:
10.1128/aem.58.11.3614-3621.1992
Kawaguchi Y., Nakano S. Contribution of terrestrial invertebrates to the annual resource
budget for salmonids in forest and grassland reaches of a headwater stream // Freshwater Biology. 2001. V. 46. Is. 3. P. 303–316.
Keating K.I., Dagbusan B.C. Effect of selenium deficiency on cuticle integrity in the
Cladocera (Crustacea) // Proceedings of the National Academy of Sciences. 1984.
V. 81. No 11. P. 3433–3437.
Kelly M.G., Cazaubon A., Coring E., Dell’Uomo A., Ector L., Goldsmith B., Guasch
H., Hürlimann J., Jarlmann A., Kawecka B., Kwandrans J., Laugaste R.,
Lindstrom E.A., Leitao M., Marvan P., Padisák J., Pipp E., Prygiel J., Rott E.,
Sabater S., van Dam H., Vizinet J. Recommendations for the routine sampling of
diatoms for water quality assessment in Europe // J. appl. Phycol. 1998. V. 10.
P. 215–224.
Kepner R.L. Jr, Pratt J.R. Use of fluorochromes for direct enumeration of total bacteria in environmental samples: past and present // Microbiol. Rev. 1994. V. 58.
P. 603–615.
Keys to Palaearctic Fauna. Thorp and Covich’s Freshwater Invertebrates. V. IV: 4th
edn. / Ed. D.C. Rogers, J.H. Thorp. Academic Press, 2019. 920 p.

535

Ki J.S. Hypervariable regions (V1–V9) of the dinoflagellate 18S rRNA using a large
dataset for marker considerations // J. Appl. Phycol. 2012. V. 24. P. 1035–1043.
DOI: 10.1007/s10811-011-9730-z
Kilham S.S., Kreeger D.A., Lynn S.G., Goulden C.E., Herrera L. COMBO: a defined
freshwater culture medium for algae and zooplankton // Hydrobiologia. 1998.
V. 377. No 1. P. 147–159.
Klekowski R., Wasilewska L., Paplinska E. Oxygen consumption by soilinhabiting
nematodes // Nematologica. 1972. V. 18. P. 391–403.
Klindworth A., Pruesse E., Schweer T. et al. Evaluation of general 16S ribosomal
RNAgene PCR primers for classical and next‐generation sequencing‐based diversity studies // Nucleic Acids Research. 2013. V. 41. e1. DOI: 10.1093/nar/gks808
Kluge N.J. The phylogenetic system of Ephemeroptera. Kluwer Academic Publishers.
2004. 456 p.
Klüttgen B., Dülmer U., Engels M., Ratte H.T. ADaM, an artificial freshwater for the
culture of zooplankton // Water research. 1994. V. 28. No 3. P. 743–746.
Knapp M. Preservative fluid and storage conditions alter body mass estimation in a
terrestrial insect // Entomologia Experimentalis et Applicata. 2012. V. 143.
P. 185–190.
Knap A., Michaels A., Close A. et al. Protocols for the joint global ocean flux study
(JGOFS) core measurements // JGOFS Report Nr. 19. Reprint of the IOC Manuals
and Guides No. 29. UNESCO, Bergen. 1996.
Krylova J., Kurashov E. Potential applications of the low-molecular-weight metabolome of Synechocystis aquatilis Sauvageau, 1892 (Cyanophyceae: Merismopediaceae) // Algae Biotechnology: Integrated Algal Engineering for Bioenergy, Bioremediation, and Biomedical Applications / Eds.: Ashfaq Ahmad, Fawzi Banat,
Hanifa Taher. Elsevier, 2022. P. 347–376. DOI: 10.1016/B978-0-323-904766.00021-2
Krylova J., Kurashov E. Characteristics of the Low Molecular Weight Metabolome
of Potamogeton natans L. (Potamogetonaceae) from Lakes of Different Trophic
State (Karelian Isthmus, Northwest Russia) // Global Journal of Botanical Science. 2023. V. 11. P. 1–15. DOI: 10.12974/2311-858X.2023.11.01
Koese B., Cupper J. Sampling methods for Graphoderus bilineatus (Coleoptera: Dytiscidae) // Nederlandse Faunistische Mededelingen, 2006. V. 24. P. 42–47.
Koksharova O.A. Cyanobacterial VOCs as Allelopathic Tools // Bacterial Volatile
Compounds as Mediators of Airborne Interactions. Springer, Singapore, 2020.
P. 257–280. DOI: 10.1007/978-981-15-7293-7_11
Kopytina N.I., Bocharova E.A. Fouling communities of microscopic fungi on various
substrates of the Black Sea // Biosystems Diversity. 2021. V. 29(4). P. 345–353.
DOI: 10.15421/012144
Kotwicki L., Troch M.D., Urban-Malinga B., Gheskiere T., Węslawski J.M. Horizontal and vertical distribution of meiofauna on sandy beaches of the North Sea (The
Netherlands, Belgium, France) // Helgoland Marine Research. 2005. V. 59(4).
P. 255–264. DOI: 10.1007/s10152-005-0001-8
Kubichek F. Eine neue Methode der quantitativen Entnahme der organischen Drift //
Zool. Listy. 1966. V. 15. P. 284–286.

536

Kuczyńska-Kippen N., Špoljar M., Zhang C, Pronin M. Zooplankton functional traits
as a tool to assess latitudinal variation in the northern-southern temperate European regions during spring and autumn seasons // Ecol. Indic. 2020. 117:106629
Kulk, G., Platt, T., Dingle, J. et al. Primary production, an index of climate change in
the ocean: Satellite-based estimates over two decades // Remote Sensing. 2020.
V. 12. No 5. P. 826. DOI: 10.3390/rs12050826.
Kurashov E.A. The role of meiobenthos in lake ecosystems // Aquatic Ecology. 2002.
V. 36. P. 447–463. DOI: 10.1023/A:1016535921472
Kurashov E.A., Krylova J.V., Mitrukova G.G., Chernova A.M. Low-molecular-weight
metabolites of aquatic macrophytes growing on the territory of Russia and their
role in hydroecosystems // Contemporary Problems of Ecology. 2014a. V. 7(4).
P. 433–448. DOI: 10.1134/S1995425514040064
Kurashov E.A., Krylova J.V., Mitrukova G.G., Chernova A.M. The regularities of synthesis of low-molecular weight organic compounds by water macrophytes depending on biotic and abiotic factors // Lakes: The Mirrors of the Earth. Balancing
Ecosystem Integrity and Human Wellbeing. Volume 2: Proceedings of the 15th
World Lake Conference. Eds. Chiara Biscarini, Arnaldo Pierleoni, Luigi NaselliFlores. Science Press, 2014b. P. 19–23.
Kurashov E.A., Fedorova E.V., Krylova J.V., Mitrukova G.G. Assessment of the Potential Biological Activity of Low Molecular Weight Metabolites of Freshwater
Macrophytes with QSAR // Scientifica. 2016. V. 2016. Article ID 1205680. 9 p.
DOI: 10.1155/2016/1205680
Kurashov E.A., Mitrukova G.G., Krylova Yu.V. Interannual Variability of Low–Molecular Metabolite Composition in Ceratophyllum demersum (Ceratophyllaceae)
from a Floodplain Lake with a Changeable Trophic Status // Contemporary Problems of Ecology. 2018. V. 11. No 2. P. 179–194. DOI:
10.1134/S1995425518020063
Kurashov E., Krylova J., Protopopova E. The Use of Allelochemicals of Aquatic
Macrophytes to Suppress the Development of Cyanobacterial “Blooms” // Plankton Communities. IntechOpen, London, 2021. DOI: 10.5772/intechopen.95609
Kurashov E.A., Fedorova E.V., Krylova J.V., Kapustina L.L., Mitrukova G.G., Protopopova E.V. Using SAR Methodology for Identification of Freshwater Macrophyte Allelochemicals with High Anti-Cyanobacterial Effect against Planktonic
Cyanobacteria // Journal of Siberian Federal University. Biology. 2023. V. 16(2).
P. 232–251.
Kurashov E.A., Krylova J.V., Chernova A.M., Khodonovich V.V., Yavid E.Ya. On the
Ecosystem and Indicator Significance of Fatty Acids in the Low Molecular
Weight Metabolome of Water Macrophytes // Inland Water Biology. 2024. V. 17.
No 5. P. 921–925. DOI: 10.1134/S1995082924700585
Kurbatova S., Berezina N., Sharov A., Chernova E., Kurashov E., Krylova Y., Yershov
I., Mavrin A., Otyukova N., Borisovskaya E., Fedorov R. Effects of Algicidal Macrophyte Metabolites on Cyanobacteria, Microcystins, Other Plankton, and Fish in
Microcosms // Toxins. 2023. V. 15. P. 529. DOI: 10.3390/toxins15090529
Laforsch C., Tollrian R. Extreme helmet formation in Daphnia cucullata induced by
small-scale turbulence // Journal of Plankton Research. 2004. V. 26. No 1. P. 81–87.

537

Laine M.B., Martin‐Creuzburg D., Litmanen J.J., Taipale S.J. Sterol limitation of
Daphnia on eukaryotic phytoplankton: a combined supplementation and compound‐specific stable isotope labeling approach // Oikos. 2024. V. 2024. No 6.
P. e10359.
LaMontagne J.M., McCauley E. Maternal effects in Daphnia: what mothers are telling
their offspring and do they listen? // Ecology Letters. 2001. V. 4. No 1. P. 64–71.
Lampert W. Feeding and nutrition in Daphnia // Daphnia. 1987. P. 143–192.
Lampert W. Daphnia: development of model organism in ecology and evolution. International Ecology Institute, 2011. 250 p.
Lapirov A.G., Belyakov E.A., Lebedeva O.A., Kurashov E.A., Krylova J.V. Effect of
Algicide Based on Metabolites (Allelochemicals) of Aquatic Plants on Seed Germination and the Development of Seedlings of Three Species of Helophytes //
Inland Water Biology. 2023. V. 16. P. 1062–1071. DOI:
10.1134/S1995082923060159
Laxson C.L., Mcphedran K.N., Makarewicz J.C., Telesh I.V., Macisaac H.J. Effects
of the non-indigenous cladoceran Cercopagis pengoi on the lower food web of
lake Ontario // Freshwater Biology. 2003. V. 48. P. 2094–2106.
Lazareva V.I. Response of zooplankton communities to acidification in lakes of northern
Russia // Russian J. of Aquat. Ecology. 1995. No 4 (1). P. 41–54.
Lee S., Fuhrman J.A. Relationships between biovolume and biomass of naturally derived marine bacterioplankton // Appl. Environ. Microbiol. 1987. V. 53. No 6.
P. 1298–1303.
Lefler J.W. Aquatic microcosms and stress criteria for assessing environmental impact
of organic chemicals: Final report to the EPA, Contract 68-01-5043,
T6411(7197)025. 1981.
Lefler J.W. The use of self-selected, generic aquatic microcosm for pollution effects
assessment // Concepts in marine pollution measurements, White H.H., Ed., University of Maryland. 1984. P. 139147.
Lemes da Silva A.L., de Macedo-Soares L.C.P., Serra S.R.Q. et al. Changes in functional diversity of aquatic invertebrates across urbanization levels in a coastal island, Brazil // Hydrobiologia. 2024. Vol. 851. P. 2731–2748. DOI:
10.1007/s10750-024-05490-w
Leopold A. Game management. New York: Charles Scribner's Sons. 1933. 481 p.
Levin S.A. The problem of pattern and scale in ecology // Ecology. 1992. V. 73.
P. 1943–1967.
Livingston B.E. The distribution of the upland societies of Kent country, Michigan //
Botanical Gazette. 1903. V. 35. P. 36–55.
Li B., Yin Y., Kang L., Feng L., Liu Y., Du Z., Tian Y., Zhang L. A review: Application
of allelochemicals in water ecological restoration – algal inhibition // Chemosphere. 2020a. 128869. DOI: 10.1016/j.chemosphere.2020.128869
Li Y., Xu L., Letuma P., Lin W. Metabolite profiling of rhizosphere soil of different
allelopathic potential rice accessions // BMC Plant Biology. 2020b. V. 20. P. 265.
DOI: 10.1186/s12870-020-02465-6
Likens G.E. Primary production of inland aquatic ecosystems // Primary Productivity
of the Biosphere. Berlin, Heidelberg, N.Y. 1975. P. 9–18.

538

Limnoecology: The Ecology of Lakes and Streams / Lampert W., Sommer U., 2nd
edition. Oxford: Oxford University Press, 2007. 324 p. ISBN ISBN-13:
9780199213931
Litchman E., Ohman M.D., Kiørboe T. Trait-based approaches to zooplankton communities // J. Plankton Res. 2013. V. 35. P. 473–484. DOI: 10.1093/plankt/fbt019
Literature review and report surface sediment sampler database. Tetra Tech EM Inc.,
2003. 189 p.
Locke A., Sprules W.G., Keller W., Pitblado J.R. Zooplankton communities and water
chemistry of Sudbery area lakes: Changes related to pH recovery // Can. J. Fish.
and Aquat. Sci. 1994. V. 51. P. 151–160.
Lohmann H. Untersuchungen zur Feststellung des vollständigen Gehaltes des Meeres
an Plankton // Wiss. Meeresuntersuchungen Kiel N.F. 1908. V. 10. P. 130–370.
Longshaw M. Parasites, commensals, pathogens and diseases of crayfish // Biology and
Ecology of crayfish. CRC Press, Boca Raton, Florida, USA. 2016. P. 171–250.
Lorenzen C.J. Determination of chlorophyll and pheopigments: shectrophotometric
equations // Limnol. Oceanol. 1967. V. 12. No 2. P. 343–346.
Lorenzen C.J., Jeffrey S.W. Determination of chlorophyll in sea water.UNESCO
Technical Paper in Marine Science 35. Paris: UNESCO, 1980. 20 p.
Lund J.W.G., Kipling C., Le Gren E.D. The Inverted Microscope Method of Estimating Algal Numbers and the Statistical Basis of Estimations by Counting // Hydrobiologia. 1958. V. 11. No 2. P. 143–170. DOI: 10.1007/BF00007865
Ma J., Yin X., Liu G., Song J. Intensification of Human Land Use Decreases Taxonomic, Functional, and Phylogenetic Diversity of Macroinvertebrate Community
in Weihe River Basin, China // Diversity. 2024. Vol. 16. 513. DOI:
10.3390/d16090513
MacIsaac E.A., Stockner J.G. Enumeration of phototrophic picoplankton by autofluorescence microscopy // Handbook of methods in aquatic microbial ecology / Eds
Kemp P.F. et al. Boca Raton: Lewes Publishers, 1993. P. 187–197.
Macías F.A., Galindo J.L.G., García-Díaz M.D., Galindo J.C.G. Allelopathic agents
from aquatic ecosystems: potential biopesticides models // Phytochemistry Reviews. 2008. V. 7. P. 155–178. DOI: 10.1007/s11101-007-9065-1
MacNeil C., Dick J.T.A., Elwood R.W. The trophic ecology of freshwater Gammarus
spp. (Crustacea: Amphipoda): problems and perspectives concerning the functional group concept // Biological Reviews. 1997. V. 72. P. 349–364.
Mährlein M., Pätzig M., Brauns M., Dolman A.M. Length-mass relationships for lake
macroinvertebrates corrected for back-transformation and preservation effects //
Hydrobiologia. 2016. V. 768. P. 37–50.
Majdi N., Schmid-Araya, J.M., Traunspurger W. Preface: Patterns and processes of
meiofauna in freshwater ecosystems // Hydrobiologia. 2020. V. 847. P. 2587–
2595. DOI: 10.1007/s10750-020-04301-2
Majdi N., Traunspurger W. Production of freshwater nematodes // Ecology of Freshwater Nematodes. Ed. Walter Traunspurger. CABI, 2021. P. 247–269. DOI:
10.1079/9781789243635.0008
Makri S., Lami A., Lods-Crozet B., Loizeau J.-L. Reconstruction of trophic state shifts
over the past 90 years in a eutrophicated lake in western Switzerland, inferred

539

from the sedimentary record of photosynthetic pigments // J. Paleolimnol. 2019.
V. 61. No 2. P. 129–145.
Manual of Environmental Microbiology, 4th Edition / Eds Yates M.V.et al. Washington, D.C.: ASM Press, 2016. 1088 p. ISBN: 978-1-555-81602-5
Maran E. Cell Size as a Key Determinant of Phytoplankton Metabolism and Community Structure // Annual Review of Marine Science. 2015. V. 7. P. 241–264.
Marie D., Brussaard C., Partensky F. et al. Flow cytometric analysis of phytoplankton,
bacteria and viruses // Curr. Protoc. Cytom. 1999. V. 11. P. 1–15.
Martin J.E.H. Collecting, preparing and preserving insects, mites and spiders. In: The
insects and arachnids of Canada. Part 1. Research Branch Canada Department of
Agriculture, Publication 1643. Ottawa: Biosystematics Research Institute, 1977.
182 p.
Martin P., Kohlmann K., Scholtz G. The parthenogenetic Marmorkrebs (marbled crayfish) produces genetically uniform offspring // Naturwissenschaften. 2007. V. 94.
P. 843–846.
Martin J.W., Rogers D.C., Olesen J. Collecting and processing branchiopods // Journal of Crustacean Biology. 2016. V. 36. No 3. P. 396–401.
Massana R., Gasol J.M., Bjørnsen P.K. et al. Measurement of bacterial size via image
analysis of epifluorescence preparations: description of an inexpensive system
and solutions to some of the most common problems // Sci. Mar. 1997. V. 61.
P. 397–407.
McGill B.J., Enquist B.J., Weiher E., Westoby M. Rebuilding community ecology from
functional traits // Trends in Ecology and Evolution. 2006. V. 21. P. 178–185.
McIntyre A.D. The meiofauna and microfauna of some tropical beaches // Journal of
Zoology. 1968. V. 156. P. 377–392.
McLachlan A., Dye A.H., Van Der Ryst P. Vertical gradients in the fauna and oxidation of two exposed sandy beaches // South African Journal of Zoology. 1979.
V. 14. P. 43–47.
Merritt R.W., Resh V.H., Cummins K.W. Design of Aquatic Insect Studies / An Introduction to the Aquatic Insects of North America. Kendall/Hunt Publishing Company, Dubuque, 1996. P. 12–28.
Merritt R.W., Cummins K.W. An Introduction to the Aquatic Insects of North America. 3rd ed. Dubuque: Iowa: Kendall/Hunt Publishing Company. 1996. 862.
Merritt R.W., Cummins K.W., Resh V.H. Design of Aquatic Insect Studies: collecting,
sampling and rearing procedures // An Introduction to the Aquatic Insects of North
America / Merritt R.W., Cummins K.W. (Eds.). 3rd Edition. Kendall Hunt Publishing Co, Iowa, 1996. P. 12–28.
Merritt R.W., Cummins K.W., Berg M.B. Trophic relationships of macroinvertebrates
// Methods in stream ecology / Hauer F.R., Lamberti G. (Eds). San Diego: Academic Press, 2017. V. 2. P. 413–433.
Methods and measurements of periphyton communities: A review. American Society
for Testing and Materials / Ed. by Wetzel R.G. Philadelphia Pa, 1979. 183 p.
Methods for collection and analysis of aquatic biological and microbiological samples. Open-File Report 88–190 By: Britton L.J., Greeson P.E. U.S. Geological
Survey, 1989. 363 p.

540

Methods for collecting algal samples as part of the national water-quality assessment
program By: Porter S.D., Cuffney T.F., Gurtz M.E., Meador M.R. U.S. GEOLOGICAL SURVEY Open-File Report 93-409 Raleigh, North Carolina, 1993. 39 р.
Meyers S.P., Hopper B.E. Attraction of the marine nematode, Metoncholaimus sp., to
fungal substrates // Bulletin of Marine Science. 1966. V. 16. No 1. P. 142–150.
Meyers S.P., Hopper B.E. Studies on marine fungal-nematode associations and pant
degradation // Helgoländer wissenschaftliche Meeresuntersuchungen. 1967.
V. 15. P. 270–281.
Meyers S.P., Reynolds E.S. Occurrence of lignicolous fungi in northern Atlantic //
Canad. J. Bot. 1960. V. 38. P. 217–226.
Millie D.F., Pigg R.J., Fahnenstiel G.L., Carrick H.J. Algal Chlorophylls: A Synopsis
of Analytical Methodologies // Algae: Source to Treatment. Manual of water supply practices. Denver: American Water Works Association, 2010. P. 93–122.
Millie D.F., Schofield O.M.E., Kirkpatrick G.J., et al. Using absorbance and fluorescence spectra to discriminate microalgae // Eur. J. Phycol. 2002. V. 37. P. 313–322.
Milligan M.R. Identification Manual for the Aquatic Oligochaeta of Florida. V. I.
Freshwater Oligochaetes. Florida: State of Florida Department of Environmental
Protection Tallahassee,1997. 187 p.
Modde T., Drewes H.G. Comparison of biotic index values for invertebrate collections
from natural and artificial substrates // Freshwater Biol. 1990. V. 23. No 2. P. 171–
180.
Moens T., Sroczynska K., Adão H. Meiofauna in a changing world // Ecological Indicators. 2022. V. 138. 108769. DOI: 10.1016/j.ecolind.2022.108769
Mohamed Z.A. Macrophytes-cyanobacteria allelopathic interactions and their implications for water resources management – A review // Limnologica – Ecology and
Management of Inland Waters. 2017. V. 63. P. 122–132. DOI:
10.1016/j.limno.2017.02.006
Möller W.A.A., Scharf B.W. The content of chlorophyll in the sediment of the volcanic
maar lakes in the Eifel region (Germany) as an indicator for eutrophication // Hydrobiologia. 1986. V. 143. No 1. P. 327–329.
Monakov A.V. Feeding of freshwater invertebrates. Ghent: Kenobi Productions, 2003.
373 p.
Moodley L., Chen G., Heip C., Vincx M. Vertical distribution of meiofauna in sediments from contrasting sites in the Adriatic sea: Clues to the role of abiotic versus
biotic control // Ophelia. 2000. V. 53(3). P. 203–212. DOI:
10.1080/00785326.2000.10409450
Moore G.M. A limnological investigation of the microscopic benthic fauna of Douglas
Lake, Michigan // Ecol.Monog. 1939. V. 9. P. 537–582.
Morgan N.C. Secondary production // The functioning of freshwaters ecosystems.
JBP. 1980. No 22. P. 251–285.
Moriarty D.J.W. Bacterial productivity in sediments // Arch. Hydrobol. Beih. Ergeb.
Limnol. 1990. H. 34. S. 183–189.
Morisita M. Measuring of interspecific association and similarity between communities // Memoires of the Faculty of Science, Kyushu University, Series E (Biology).
1959. No 3. P. 65–80.

541

Morse J.C., Frandsen P.B., Graf W., Thomas J.A. Diversity and ecosystem services
of Trichoptera // Insects. 2019. V. 10. P. 125. DOI: 10.3390/insects10050125
Morse J.C., Yang L., Tian L. Aquatic insects of China insects useful for monitoring
water quality. Nanjing: Hohai University Press, 1994. 570 p.
Mouillot D., Gaillard S., Aliaume C., Verlaque M., Belsher T., Troussellier M., Chi
T.D. Ability of taxonomic diversity indices to discriminate coastal lagoon environments based on macrophyte communities // Ecological Indicators. 2005.
V. 5(1). P. 1–17. DOI: 10.1016/j.ecolind.2004.04.004
Mulderij G., Mau B., van Donk E., Gross E.M. Allelopathic activity of Stratiotes aloides on phytoplankton-towards identification of allelopathic substances // Hydrobiologia. 2007. V. 584. P. 89–100. DOI: 10.1007/s10750-007-0602-0
Mushtaq W., Siddiqui M.B., Hakeem K.R. Allelopathy. Potential for Green Agriculture
// Springer Briefs in Agriculture. 2020. 69 p. DOI: 10.1007/978-3-030-40807-7
Müller K. Investigations on the organic drift in North Swedish streams // Rept. Inst.
Freshwater Res. Drottningholm. 1954. V. 35. P. 133–148.
Müller K. Beitrag zur Methodik der Untersuchung fliessender Gewasser // Arch. Hydrobiol. 1958. V. 54. P. 567–570.
Myers N. Biodiversity & the precautionary principle // AMBIO. 1993. V. 22. No 2–3.
P. 74–79.
Nakai S., Yamada S., Hosomi M. Anti-cyanobacterial fatty acids released from
Myriophyllum spicatum // Hydrobiologia. 2005. V. 543. P. 71–78. DOI:
10.1007/s10750-004-6822-7
Nalepa T.F., Robertson A. Screen mesh size affects of macroand meiobenthos abundance and biomass in the Great Lakes // Can. J. Fish. Aquatic Sci. 1981. V. 38.
No 9. P. 1027–1034.
Naman S. Rosenfeld J. Richardson J. Causes and consequences of invertebrate drift
in running waters: From individuals to populations and trophic fluxes // Canadian
Journal of Fisheries and Aquatic Sciences. 2016. V. 73(8). P. 1–14. DOI:
10.1139/cjfas-2015-0363
Nasev D., Nasev S., Gulard V. Statistische Auswertung von Planktonuntersuchungen.
T.1. Theoretische Aspekte der Planktonzählung und deren Anwendung / Wiss. E.
Wilgelm-Pieck-Univer. Rostock.Math. Naturwiss. R. 1978. Bd. 27. No 4. S. 349–
355.
Ndatimana G., Nantege D., Arimoro F.O. A review of the application of the macroinvertebrate-based multimetric indices (MMIs) for water quality monitoring
in lakes // Environmental Science and Pollution Research. 2023 30: 73098–73115.
DOI: 10.1007/s11356-023-27559-0
Newrkla P. Respiration of Cytherissa lacustris (Ostracoda) at different temperature
and oxygen concentration // Oecologia. 1985. V. 67. No 2. P. 250–254.
Nezbrytska I., Usenko O., Konovets I., Leontieva T., Abramiuk I., Goncharova M.,
Bilous O. Potential Use of Aquatic Vascular Plants to Control Cyanobacterial
Blooms: A Review // Water. 2022. V. 14(11). P. 1727. DOI: 10.3390/w14111727
Nielsen J.M., Clare E.L., Hayden B., Brett M.T., Kratina P. Diet tracing in ecology:
Method comparison and selection // Methods in Ecology and Evolution. 2018.
V. 9. P. 278–291.

542

Nixon S., Bewes V., Mills D. Study of Pressures and Measures in the Major River
Basin Management Plans: Comparison of Typologies. Project Report. WRc.
2012. https://ec.europa.eu/environment/archives/water/implrep2007/pdf/Governance-Pressures%20and%20measures.pdf
Noble R.T., Fuhrman J.A. Use of SYBR Green I for rapid epifluorescence counts of
marine vi-ruses and bacteria // Aquat. Microb. Ecol. 1998. V. 14. P. 113–118.
Norland S. The relationship between biomass and volume of bacteria // Handbook of
Methods in Aquatic Microbial Ecology, Chapter 35 / Kemp P.F., Sherr B.F.,
Sherr E.B., Cole J.J. (eds.). L.: Lewis Publishers, 1993. P. 303–308.
Nougué O., Gallet R., Chevin L.M., Lenormand T. Niche limits of symbiotic gut microbiota constrain the salinity tolerance of brine shrimp // The American Naturalist. 2015. V. 186. No 3. P. 390–403.
Obertegge U., Smith H.A., Flaim G., Wallace R.L. Using the guild ratioto characterize
pelagic rotifer communities // Hydrobiologia. 2011. V. 662. P. 157–162. DOI:
10.1007/s10750-010-0491-5
O’Connor N.A. The effects of habitat complexity on the macroinvertebrates colonising
wood substrates in a lowland stream // Oecologia. 1991. V. 85. No 4. P. 504–512.
OECD. Eutrophication of waters. Monitoring, assessment and control. Paris, 1982.
155 p.
Öquist G., Hagström A., Alm P. et al. Chlorophyll a fluorescence, an alternative method
for estimating primary production // Mar. Biol. 1982. V. 68. No 1. P. 71–75.
Okafor N. Environmental Microbiology of Aquatic and Waste Systems. Dordrecht,
Heidelberg, London, New York: Springer, 2011. 307 p.
Olenina I., Hajdu S., Edler L., Andersson A., Wasmund N., Busch S., Göbel J.,
Gromisz S., Huseby S., Huttunen M., Jaanus A., Kokkonen P., Ledaine I., Niemkiewicz E. Biovolumes and size-classes of phytoplankton in the Baltic Sea //
HELCOM Balt. Sea Environ. Proc. 2006. No. 106. 144 p.
Olson R.J., Sosik H.M. A submersible imaging-in-flow instrument to analyze nanoand microplankton: Imaging FlowCytobot // Limnology and Oceanography:
Methods. 2007. V. 5. Is. 6. P. 156–216.
Pang K-L, Overy D.P, Jones E.B.G., Calado M.DaL., Burgaud G., Walker A.K., Johnson J.A., Kerr R.G., Cha H.-J., Bills G.F. “Marine fungi” and “marine-derived
fungi” in natural product chemistry research: Toward a new consensual definition
// Fungal Biology Reviews. 2016. V. 30(4). P. 163–175. DOI:
10.1016/j.fbr.2016.08.001
Pantle E., Buck H. Die Biologische Uberwachung der Gewässer und Die Darstellung
der Ergebnisse, Gas- und Wasserfach. 1955. Vol. 96. No 18. 604 р.
Parker S. Aquatic Observation System (AOS). Protocol and procedure: periphyton
and phytoplankton sampling // National Ecological Observatory Network
(NEON). 2018. 79 p.
Parsons T.R., Strickland J.D.H. Discussion on spectrophotometric determination of marine-plant pigments with revised equations for ascertaining chlorophylls and carotenoids // J. Mar. Res. 1963. V. 21. No 3. P. 155–168.
Patalas K. Crustacean plankton and the eutrophication of St. Lawrence Great Lakes //
J. Fish. Res. Board Canada. 1972. V. 29. No 10. P. 1451–1462.

543

Patalas J., Patalas K. The crustacean plankton communities in Polish Lakes // Verh.
Int. Ver. Limnol. 1966. V. 16. P. 204–215.
Peerakietkhajorn S., Kato Y., Kasalický V., Matsuura T., Watanabe H. Betaproteobacteria Limnohabitans strains increase fecundity in the crustacean Daphnia
magna: symbiotic relationship between major bacterioplankton and zooplankton
in freshwater ecosystem // Environmental microbiology. 2016. V. 18. No 8.
P. 2366–2374.
Petrov A., Nevrova E., Terletskaya A., Milyukin M., Demchenko V. Structure and taxonomic diversity of benthic diatoms assemblage in a polluted marine environment
(Balaklava bay, Black Sea) // Polish Bot. J. 2010. V. 55(1). P. 183–197.
Periphyton of Freshwater Ecosystems // Proceedings of the First International Workshop on Periphyton of Freshwater Ecosystems held in Växjö, Sweden, 14–17 September. 1982. 346 p.
Pietryczuk A., Cudowski A., Hauschild T., Swisłocka M., Więcko A., Karpowicz M.
Abundance and species diversity of fungi in rivers with various contaminations //
Current Microbiology: Springer. 2017. DOI: 10.1007/s00284-017-1427-3
Pimm S.L., Lawton J.H., Cohen J.E. Food web patterns and their consequences (a
review) // Nature. 1991. V. 350. Р. 669–674.
Picelli S., Faridani O., Björklund Å. et al. () Full-length RNA-seq from single cells
using Smart-seq2. Nat Protoc 2014. V. 9. P. 171–181. DOI:
10.1038/nprot.2014.006
Porter K.G., Feig Y.S. The use of DAPI for identifying and counting of aquatic microflora // Limnol. Oceanogr. 1980. V. 25. No 5. P. 943–948. DOI:
10.4319/LO.1980.25.5.0943
Pratt J.R., Rosen B.H. Associations of Species of Vorticella (Peritrichida) and Planktonic Algae // Transactions of the American Microscopical Society. 1983.
V. 102(1). P. 48. DOI: 10.2307/3225924
Prejs K., Stanczykowska A. Spatial differentiation and changes in time of zoomicrobenthos in three Masurian lakes // Ecol. Pol. 1972. V. 20. No 45. P. 733–745.
Principles and Standards for Measuring Primary Production / Fahey T.J., Knapp A.K.
(Eds.). Oxford: University Press, 2007. 281 p.
Props R., Monsieurs P., Mysara M. et al. Measuring the biodiversity of microbial
communities by flow cytometry // Methods Ecol. EV. 2016. V. 7. P. 1376–1385.
Protasow A.A., Afanasyev S.A. Das Periphyton der Donau und die Bewertung der Gewassergut // Ergebnisse der Donauexpedition. 1989. P. 195–197.
Quast C., Pruesse E., Yilmaz P. et al. The SILVA ribosomal RNA gene database project:
improved data processing and web-based tools. Opens external link in new windowNucl // Acids Res. 2013. 41 (D1): D590–D596.
Quinn J.P. Seasonal occurrence of yeаsts and other fungi in a freshwater lake // Trans.
Brit. mycol. Soc. 1984. V. 83. No 1. P. 53–58.
R Core Team. R: A language and environment for statistical computing. R Foundation
for Statistical Computing, Vienna, Austria. 2012. URL: http://www.R-project.org/
Rabeni C.F., Jakobson R.B. The importance of fluvial hydraulics to fish-habitat restoration in low-gradient alluvial streams // Freshwater Biol. 1993. V. 29. P. 211–220.

544

Rader R.B. A functional classification of the drift: traits that influence invertebrate
availability to salmonids // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1997. V. 54. P. 1211–1234.
Rader R.B., Ward J.V. Diel migration and microhabitat distribution of a benthic
stream assemlage // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 1990. V. 47. No 4. P. 711–718.
Ram´ırez A., Pringle C.M. Invertebrate drift and benthic community dynamics in a
lowland neotropical stream, Costa Rica // Hydrobiologia. 1998. V. 386. P. 19–26.
Rao C.R. Diversity and dissimilarity coefficients: a unified approach // Theoretical
Population Biology. 1982. V. 21(1). P. 24. DOI: 10.1016/0040-5809(82)90004-1
Raven J.A., Beardall J. Chlorophyll fluorescence and ecophysiology: seeing red? //
New Phytol. 2006. V. 169. P. 449–451.
Raymond L., Kepner J.R., Pratt J.R. Use of fluorochromes for direct enumeration of
total bacteria in environmental samples: past and present // Microbiol. Rev. 1994.
V. 58. No 4. P. 603–615.
Regaudie-de-Gioux A., Lasternas S., Agustí S., Duarte C.M. Comparing marine primary production estimates through different methods and development of conversion equations // Front. Mar. Sci. 2014. V. 1. Art. 19. DOI:
10.3389/fmars.2014.00019
Renaud-Debyser J. Recherches Ecologiques sur la fauna interstitielle des sables (Bassin
d’Arcachon, Ile de Bimini, Bahamas) // Vie et Milieu. 1963. Supplement, 15. 157 p.
Reynolds C.S. The Ecology of Phytoplankton. Cambridge: CUP, 2006. 546 p.
Richards E.A., Thompson T.G. The estimation and characterization of plankton population by pigment analyses. II. A spectrophotometric method for the estimation
of plankton pigments // J. Marine Res. 1952. V. 11. No 2. P. 156–172.
Robeson M.S., O'Rourke D.R., Kaehler B.D. et al. RESCRIPt: Reproducible sequence
taxonomy reference database management // PLOS Computatiomal Biology.
2021. 17. DOI: 10.1371/journal.pcbi.1009581
Robinson C. Heterotrophic bacterial respiration // Ed. Kirchman D.L. Microbial Ecology
of the Oceans. 2nd edn. New York: John Wiley & Sons Inc., 2008. P. 299–334.
Robinson C.T., Tockner K., Burgherr P. Drift benthos relationships in the seasonal
colonization dynamics of alpine streams // Archiv für Hydrobiologie. 2004.
V. 160. No 4. P. 447–470. DOI: 10.1127/0003-9136/2004/0160-0447
Rocha O., Duncan A. The relationship between cell carbon and cell volume in freshwater algal species used in zooplanktonic studies // J. Planton Res. 1985. V. 7.
Р. 279–294.
Rojo C., Segura M., Rodrigo M.A. The allelopathic capacity of submerged macrophytes shapes the microalgal assemblages from a recently restored coastal wetland
// Ecol. Eng. 2013. V. 58. P. 149–155. DOI: 10.1016/j.ecoleng.2013.06.019
Round F.E. The ecology of algae. Cambridge University Press. NY, London, 1981.
650 p.
Roy A.H., Rosemond A.D., Paul M.J., Leigh D.S., Wallace J.B. Stream macroinvertebrate response to catchment urbanisation (Georgia, U.S.A.) // Freshwater Biology.
2003. V. 48. P. 329–346.
Ruttner F. Fundamentals of limnology. Toronto: University of Toronto Press, 1963.
295 p.
Ruttner-Kolisko A. Suggestions for biomass calculation of plankton rotifers // Arch.
Hydrobiol. 1977. V. 8. P. 71–76.

545

Saltveit S.J., Haug I., Brittain J.E. Invertebrate drift in a glacial river and its nonglacial tributary // Freshwater Biol. 2001. V. 46. P. 1777–1789.
Sampling Sea and Ocean. Hydro-bios. Apparatebau GmbH. Электронный ресурс.
URL: http://www.hydrobios.de (обращение 20 июня 2023 г.)
Saether O.A. Nearctic chironomids as indicators of lake typology // Verh. Internat.
Verein. Limnol. 1975. V. 19. P. 3127–3133.
Saether O.A. Chironomid communities as water quality indicators // Holarctic Ecology. 1979. No 2. P. 65–74.
Sanger J.E., Gorham E. Stratigraphy of fossil pigments as a guide to the postglacial
history of Kirchner Marsh, Minnesota // Limnol. Oceanogr. 1972. V. 17. No 6.
P. 840–854.
Santangelo J.M., Araújo L.R., Esteves F.D.A., Manca M., Bozelli R.L. Method for
hatching resting eggs from tropical zooplankton: effects of drying or exposing to
low temperatures before incubation // Acta Limnologica Brasiliensia. 2011. V. 23.
P. 42–47.
Santos J.L., Nick F., Adhitama N., Kato Y., Watanabe H., Ebert D. Trehalose mediates
salinity-stress tolerance in natural populations of a freshwater crustacean // Current Biology. 2024. V. 34. Is. 18. P. 4160–4169.
Sarkka J., Kurashov E. Meiofauna in the profundal zone of the northern part of Lake
Ladoga // Intercalibration of research methods in Lake Ladoga. University of
Joensuu. Karelian Institute. Working Papers. 1992. No 8. P. 35–40.
Sarkka J., Paasivirta L. Vertical distribution and abundance of the macro- and meiofauna in the profundal sediments of Lake Paijane, Finland // Ann. Zool. Fenn.
1972. V. 9. No 1. P. 1–9.
Schallenberg M., Kalff J., Rasmussen J.B. Solutions to problems in enumerating sediment bacteria by direct counts // Appl. Environ. Microbiol. 1989. V. 55. No 5.
P. 1214–1219.
Schauff M.E. (Ed.). Collecting and preserving insects and mites: techniques and tools.
Washington: Systematic entomology laboratory, USDA. 1986. URL: http://lsuinsects.org/resources/docs/publications/Shauf1986SELcollectingmanual.pdf
Schindler D.W. Detecting ecosystem responses to anthropogenic stress // Can. J. Fish.
Aquat. Sci. 1987. V. 44 (Suppl. 1). P. 6–25.
Schindler D.W. Effects of acid rain on freshwater ecosystems // Science. 1988. V. 239.
P. 149–157.
Schindler D.W., Frost V.E., Mills K.H. et al. Comparison between experimentally–
and atmosphaerically–acidified lakes during stress and recovery // Proc. Royal
Soc. Edinburg. 1991. V. 97. P. 193–226.
Schleuter D., Daufresne M., Massol F., Argillier C. A user’s guide to functional diversity indices // Ecological Monographs. 2010. Vol. 80(3). P. 469–484.
Schmid P.E., Schmid-Araya J.M., Tokeshi M. The scaling of biomass variance across
trophic levels in stream species communities: a macroecological approach // Hydrobiologia. 2020. V. 847. P. 2705–2723. DOI: 10.1007/s10750-020-04239-5
Schmid-Araya J.M., Schmid P.E., Majdi N., Traunspurger W. Biomass and production
of freshwater meiofauna: a review and a new allometric model // Hydrobiologia.
2020. DOI: 10.1007/s10750-020-04261-7

546

Schülting L., Feld C., Zeiringer B., Hudek H., Wolfram G. Macroinvertebrate drift
response to hydropeaking: An experimental approach to assess the effect of varying ramping velocities // Ecohydrology. 2018. V. 12. Is. 1. P. 1–12. DOI:
10.1002/eco.2032
Schwartz S.S., Hebert P.D.N. Methods for the activation of the resting eggs of Daphnia // Freshwater Biology. 1987. V. 17. No 2. P. 373–379.
SCOR-UNESCO Working Group №17. Determination of photosynthetic pigments in
sea water // Monographs on Oceanographic Methodology. Montreux: UNESCO,
1966. P. 9–18.
Sharapova T.A., Gerasimov A.G., Gerasimova A.A. Invasive tropical crustacean
Stenocypris sp. (Ostracoda) in periphyton of a cooling Pond (the Western Siberia) //
Hydrobiological Journal. 2020. V. 56(3). P. 62–68.
Shibata A., Goto Y., Saito H. et al. Comparison of SYBR Green I and SYBR Gold
stains for enumerating bacteria and viruses by epifluorescence microscopy //
Aquat. Microb. Ecol. 2006. V. 43. No 3. P. 223–231.
Shtangeeva I., Perämäki P., Niemelä M., Kurashov E., Krylova Yu. Potential of wheat
(Triticum aestivum L.) and pea (Pisum sativum) for remediation of soils contaminated with bromides and PAHs // International Journal of Phytoremediation.
2018. V. 20 (6). P. 560–566. DOI: 10.1080/15226514.2017.1405375
Shtangeeva I., Niemelä M., Perämäki P., Kurashov E., Krylova Yu. Effects of Potassium and Sodium Bromides on Triticum aestivum and Pisum sativum // Russian
Journal of Plant Physiology. 2022. V. 69: 36. DOI: 10.1134/S1021443722020182
Seepersad B., Crippen R.W. Use of aniline blue for distinguishing between live and
dead freshwater zooplankton // J. Fish. Res. Board Canada. 1978. V. 35. No 10.
P. 1363–1366.
Shah M.M. A new species of Chitwoodiella Basir, 1948 with first report on Mirzaiella
asiatica Basir, 1942 (Nematoda, Travassosinematidae) from Manipur, North-East
India // Acta Parasitologica. 2008. V. 53(2). P. 145–152. DOI: 10.2478/s11686008-0030-y
Sieburth J.M., Smetacek V., Lenz J. Pelagic ecosystem structure: Heterotrophic compartments of the plankton and their relationship to plankton size fractions // Limnology and Oceanography. 1978. V. 23(6). P. 1256–1263.
Siegfried C.A., Bloomfield J.A., Sutherland J.W. Planktonic rotifer community structure in Adirondak, New York, U.S.A. lakes in relation to acidity, trophic status
and related water quality characteristics // Hydrobiologia. 1989. V. 175. No 1.
P. 33–49.
Šimek K., Macek M., Pernthalter J., Straskrabova V., Psenner R. Can freshwater
planktonic ciliates survive on a diet of picoplankton? // J. Plankton Res. 1996.
V. 18. P. 597–613.
Simon M., Jardillier L., Deschamps P. et al. Complex communities of small protists
and unexpected occurrence of typical marine lineages in shallow freshwater systems // Environ. Microbiol. 2015. V. 17. P. 3610–3627. DOI: 10.1111/14622920.12591
Sison-Mangus M.P., Mushegian A.A., Ebert D. Water fleas require microbiota for survival, growth and reproduction // The ISME journal. 2015. V. 9. No 1. P. 59–67.

547

Skilbeck С.G., Trevathan-Tackett S., Apichanangkool P., Macreadie P.I. Sediment
Sampling in Estuaries: Site Selection and Sampling Techniques // Applications of
Paleoenvironmental Techniques in Estuarine Studies, Developments in Paleoenvironmental Research / Weckström K., Saunders K.M., Gell P.A., Skilbeck C.G.
(eds.). Springer Science+Business Media B.V., 2017. P. 89–120. DOI:
10.1007/978-94-024-0990-1_5
Skvortsov V.V. Meiobenthos communities of some subarctic lakes // Hydrobiologia.
1997. V. 342. P. 117–124. DOI: 10.1023/A:1017021428512
Slack K.V., Averett R.C., Greeson P.E., Lipscomb R.G. Methods for collection and analysis of aquatic biological and microbiological samples // Techniques of Water-resources Investigations of the United States Geological Survey. Book 5 US Department of the Interior, Geological Survey: Washington, DC, 1973. Ch. 4A. P. 1–65.
Sladeček V. System of water quality from the biological point of view // Arch. Hydrobiol. 1973. Bd. 7. 218 s.
Śliwińska-Wilczewska S., Wiśniewska K.A., Budzałek G., Konarzewska Z. Phenomenon of Allelopathy in Cyanobacteria // Ecophysiology and Biochemistry of Cyanobacteria / Rastogi R.P. (ed). Springer, Singapore, 2021. P. 225–254. DOI:
10.1007/978-981-16-4873-1_11
Ślusarczyk M., Chlebicki W., Pijanowska J., Radzikowski J. The role of the refractory
period in diapause length determination in a freshwater crustacean // Scientific
Reports. 2019. V. 9. No 1. P. 11905.
Sokal R.R., Rohlf F.J. Biometry: The Principles and Practice of Statistics in Biological
Research. 3rd Edition. W.H. Freeman and Co. New York. 1995. 887 p.
Somerfield P.J., Warwick R.M. Meiofauna Techniques // Methods for the Study of
Marine Benthos. Fourth Edition. Ed. Anastasios Eleftheriou. John Wiley & Sons
Ltd. Published, 2013. P. 253–284.
Sorensen T.A. A method of establishing groups of equal amplitude in plant sociology
based on similarity of species content, and its application to analyses of the vegetation on Danish com–mons // Kongelige Danske Videnskabernes Selskabs Biologiske Skrifter, 1948. V. 5. P. 1–34.
Sorokin Y.I. Radioisotopic Methods in Hydrobiology. Springer-Verlag: Berlin, Heidelberg, 1999. 321 p.
Sosik H.M., Olson R.J. Automated taxonomic classification of phytoplankton sampled
with imageing flow cytometry // Limnology and Oceanography: Methods. 2007.
V. 5. Is. 6. P. 156–216.
Sparrow F.K. Aquatic Phycomycetes. Ann Arbor: Univ. of Michigan Press, 1960.
1188 p.
Spellman F.R., Drinan J. Stream Ecology and Self Purification: An Introduction, Second Edition (2nd ed.). CRC Press, 2001. DOI: 10.1201/9781420031676
Špoljar M., Habdija I., Primc-Habdija B., Sipos L. Impact of environmental variables
and food availability on rotifer assemblage in the karstic barrage lake Visovac
(Krka River, Croatia) // Int. Rev. Hydrobiol. 2005. V. 90. P. 555–579. DOI:
10.1002/iroh.200510791
Sprules W.G., Holtby L.B. Body size and feeding ecology as alternatives to taxonomy
for the study of limnetic zooplankton community structure // J. Fish Res. Board
Can. 1979. V. 36. P. 1354–1363. DOI: 10.1139/f79-194

548

Spyres G., Nimmo M., Worsfold P.J. et al. Determination of dissolved organic carbon in
seawater using high temperature catalytic oxidation techniques // TrAC (Trends in
Analytical Chemistry). 2000. V. 19. No 8. Р. 498–506.
Stanczykowska A. Some methodical problems in zoomicrobenthos studies // Ekol. Pol.
ser. A. 1966. V. 14. No 23. P. 385–393.
Standard Methods for the examination of water and waste-water Washington: American Public Health Association. 1971. 40 p.
Stay F.S., Flum T.E., Shannon L.J., Yount J.D. An assessment of the precision and
accuracy of SAM and MFS microcosms exposed to toxicants // Aquatic Toxicology and Hazard Assessment. Philadelphia. 1989. V. 12. P. 189203.
Steemann Nielsen E. The use of radio-active carbon (14C) for measuring organic production in the sea // J. Cons. Perm. Int. Explor. Mer. 1952. V. 18. P. 117–140.
DOI: 10.1093/icesjms/18.2.117
Steward G.F., Fandino L.B., Hollibaugh J.T. et al. Microbial biomass and viral infections of heterotrophic prokaryotes in the sub-surface layer of the Central Arctic //
Deep Sea Research Part I Oceanographic Research Papers. 2007. V. 54. No 10.
P. 1744–1757. DOI: 10.1016/j.dsr.2007.04.019
Stibor H., Hairston N.Jr., Santer B., Sommer U., Spaak P., Weider L.J. Winfried Lampert – International Visionary for the Aquatic Sciences // Limnology and Oceanography Bulletin. 2021. V. 30. No 3. P. 107–113.
Stoffels R.J., Karbe S., Paterson R.A. Length-mass models for some common New
Zealand littoral-benthic macroinvertebrates, with a note on within-taxon variability in parameter values among published models // New Zealand J. Mar. and
Freshw. Res. 2003. V. 37. P. 449–460. DOI: 10.1080/00288330.2003.9517179
Strayer D. Benthic Invertebrate Fauna, Lakes and Reservoirs // Encyclopedia of Inland Waters. 2009. DOI: 10.1016/B978-012370626-3.00161-7
Strategies for Preventing and Managing Harmful Cyanobacterial Blooms. Interstate
Technology & Regulatory Council, 2021. Report number: 1st edition. 259 p.
(Электронный
документ)
//
(https://www.researchgate.net/publication/350819844_Strategies_for_Preventing_and_Managing_Harmful_Cyanobacterial_Blooms_TechnicalRegulatory_Guidance) Проверено 12.05.2024.
Suberkropp K. Aquatic hyphomycete communities // The Fungal Community: its organization and role in the ecosystem. New York: Marcel Dekker, 1992. P. 729–747.
Suberkropp K., Klug M.J. Fungi and bacteria associated with leaves during processing in
a woodland stream // Ecology. 1976. V. 57. No 4. P. 707–719.
Surber E.W. Rainbow trout and bottom fauna production in one mile of stream //
Trans. am. Fish. Soc. 1937. V. 66. P. 193–202.
Sun J., Liu D. Geometric models for calculating cell biovolume and surface area for
phytoplankton // Journal of Plankton Research. 2003. V. 25. No 11. P.1331–1346.
DOI: 10.1093/plankt/fbg096
Swain E.B. Measurement and interpretation of sedimentary pigments // Freshwater
Biol. 1985. V. 15. No 1. P. 53–75.
Tang K.W., Gladyshev M.I., Dubovskaya O.P., Kirillin G., Grossart H. Zooplankton
carcasses and non-predatory mortality in freshwater and inland sea environments //
J. Plankton Res. 2014. V. 36. No 3. P. 597–612.

549

Taub F.B. Measurement of pollution in standartized aquatic microcosms // Concepts
in marine pollution measurements / White H.H. (Ed.). University of Maryland,
1984. P. 148–158.
Taub F.B. Standartized aquqtic microcosms // Environ. Sci. Technol. 1989. V. 23.
No 9. P. 1064–1066.
Techniques of Water-Resources Investigations of the United States Geological Survey
Chapter A4. Methods for collection and analysis of aquatic biological and microbiological samples / Eds. by Britton L.J. and Greeson P.E. Revised, 1977. P. 127–150.
Telford J.V., Kay M.L., Vander Heide H., Wiklund J.A, Owca T.J., Faber J.A.,
Wolfe B.B., Hall R.I. Building upon open-barrel corer and sectioning systems to
foster the continuing legacy of John Glew // J. Paleolimnol. 2021. V. 65. P. 271–
277. DOI: 10.1007/s10933-020-00162-w
Thomas K. Freshwater fungi. In: Grgurinovic C, ed.Introductory Volume to the Fungi.
Part 2 C. Fungi of Australia Vol IB. Canberra: ABRS, 1996. P. 1–37.
Thomas M.R., Shattock R.C. Filamentous fungal association in the phylloplane of Lolium perrene // Trans. Brit. mycol. Soc. 1986. V. 87. Pt. 2. P. 255–268.
Thomas W.H., Dodson A.N. Concentrating plankton in a gentle fashion // Limnology
and Oceanography. 1964. V. 9. No 3. P. 455–456.
Thorp J.H., Covich A.P. Ecology and classification of North American freshwater invertebrates. 2nd ed. London, Academic Press, 2001. 1056 с.
Threlkeld S.T. Spatial and temporal variation in the summer zooplankton community
of a riverine reservoir // Hydrobiologia. 1983. V. 107. Р. 249–254. DOI:
10.1007/BF00036694
Tierno de Figueroa J.M., López-Rodríguez M.J. Trophic ecology of Plecoptera (Insecta): a review // The European Zoological Journal. 2019. V. 86. No. 1. P. 79–
102. DOI: 10.1080/24750263.2019.1592251
Tietjen J.H. The Ecology of Shallow Water Meiofauna in Two New England Estuaries
// Oecologia. 1969. V. 2. No 3. P. 251–291. DOI: 10.2307/4214517
Toepel J., Wilhelm C., Meister A., Becker A., Martinez-Ballesta M. del C. Cytometry
of freshwater phytoplankton // Methods in Cell Biology. 2004. V. 75. P. 375–407.
Timm T. A guide to the freshwater oligochaeta and polychaeta of Northern and Central
Europe. V. 66. Dinkelscherben: Lauterbornia, 2009. 234 p.
Tolomeyev A.P., Zadereev Ye.S. An in situ method for the investigation of vertical
distributions of zooplankton in lakes: test of a two-compartment enclosure // Ibid.
2005. V. 39. No 2. P. 181–188.
Torben M.I. Secondary production and trophic relationships in a spring invertebrate
community // Limnology and Oceanography. 1988. V. 33. Is. 4. P. 582–592.
Traunspurger W., Majdi N. Meiofauna // Methods in Stream Ecology. 2017. V. 1.
P. 273–295. DOI:10.1016/b978-0-12-416558-8.00014-7
Tse T.J., DOIg L.E., Leavitt P.R., Quiñones-Rivera Z.J., Codling G., Lucas B.T., Liber K., Giesy J.P., Wheater H., Jones P.D. Long-term spatial trends in sedimentary algal pigments in a narrow river-valley reservoir, Lake Diefenbaker, Canada
// J. Great Lakes Res. 2015. V. 41. Supplement 2. P. 56–66.
Tubaki R. Marine fungi from Japan // Lignicolous. J. Trans. Mycol. Soc. Japanese.
1966. V. 7. P. 73–87.

550

Turić N., Temunović M., Vignjević G., Antunović-Dunić J., Medrić E. A comparison
of methods for sampling aquatic insects (Heteroptera and Coleoptera) of different
body sizes, in different habitats using different baits // European Journal of Entomology. 2017. V. 114. P. 123–132. DOI: 10.14411/eje.2017.017
Turley C.M., Newell R.C., Robins D.B. Survival strategies of two small marine ciliates
and their role in regulating bacterial community structure under experimental conditions // Mar. Ecol. Prog. Ser. 1986. V. 33. P. 59–70.
Ugland K.I., Gray J.S. Estimation of species richness: analysis of the methods developed by Chao and Karakassis // Mar. Ecol. Progr. Ser. 2004. V. 284. Р. 1–8.
Uhlig G., Thiel H., Crag J. The quantitative separation of meiofauna. A comparison
of methods // Helgoland. Wiss. Meeresuntersuch. 1973. V. 25. No 1. P. 173–195.
Ulfstrand S. Benthic animal communities in Lapland streams // Oikos. 1968. No 10.
P. 1–120.
Utermöhl H. Zur Vervollkommnung der quantitativen Phytoplankton-methodik // Internationale Vereinigung fȕr Theoretische und Angewandte Limnologie: Mitteilungen. 1958. V. 9. Is. 1. 39 p.
Van Damme K., Dumont H.J. Cladocera of the Lençóis Maranhenses (NE-Brazil):
faunal composition and a reappraisal of Sars' Method // Brazilian Journal of Biology. 2010. V. 70. P. 755–779.
Vandegehuchte M.B., Lemière F., Vanhaecke L., Berghe W.V., Janssen C.R. Direct
and transgenerational impact on Daphnia magna of chemicals with a known effect
on DNA methylation // Comparative Biochemistry and Physiology Part C: Toxicology & Pharmacology. 2010. V. 151. No 3. P. 278–285.
Vandekerkhove J., Declerck S., Brendonck L., Conde-porcuna J.M., Jeppesen E., De
Meester L. Hatching of cladoceran resting eggs: temperature and photoperiod //
Freshwater Biology. 2005. V. 50. No 1. P. 96–104.
Vaulot D., Courties C., Partensky F. A simple method to preserve oceanic phytoplankton for flow cytometric analyses // Cytometry. 1989. V. 10(5). P. 629–635.
Velez P., Salcedo D.L., Espinosa-Asuar L., Gasca-Pineda J., Hernandez-Monroy A.,
Soto L.A. Fungal Diversity in Sediments From Deep-Sea Extreme Ecosystems:
Insights Into Lowand High-Temperature Hydrothermal Vents, and an Oxygen
Minimum Zone in the Southern Gulf of California, Mexico. Front. Mar. Sci. 2022.
9:802634. DOI: 10.3389/fmars.2022.802634
Vernet M., Smith R.C. Measuring and modeling primary production in marine pelagic
ecosystems // Principles and Standards for Measuring Primary Production. Oxford: University Press, 2007. P. 142–174.
Violle C., Navas M.L., Vile D., Kazakou E., Fortunel C., Hummel I., Garnier E. Let
the concept of trait be functional! // Oikos. 2007. V. 116. P. 882–892. DOI:
10.1111/j.2007.0030-1299.15559.x
Vogt G. Epigenetics in Crustaceans // Epigenetics in Aquaculture. 2023. P. 355–381.
Vogt G., Huber M., Thiemann M., van den Boogaart G., Schmitz O.J., Schubart C.D.
Production of different phenotypes from the same genotype in the same environment by developmental variation // Journal of Experimental Biology. 2008.
V. 211. No 4. P. 510–523.

551

Vogt R.J., Peres-Neto P.R., Beisner B.E. Using functional traits to investigate the determinants of crustacean zooplankton community structure // Oikos. 2013. V. 122.
P. 1700–1709.
Volk R. Die bei der Hamburgischen Elb-Untersuchung angewandten Methoden zur
quantitativen Ermittelung des Planktons // Mitt. Naturhist. Mus. Hamburg. 1901.
Bd. 18. S. 135–182.
Vollenweider R.A. Das Nahrstoffbelastungs conzept als Grundlage fur den eutrophierungs-prozess stehender Gewasser und Talsperren // Zeitschrift fur Wasser und
Abwasser Forschung. 1979. No 2. Bd. 12. S. 46–56.
Vollenweider R.A., Giovanardi F., Montanari G., Rinaldi A. Characterization of the
trophic conditions of marine coastal waters, with special reference to the NW Adriatic Sea: proposal for a trophic scale, turbidity and generalized water quality index
// Environmetrics. 1998. V. 9. P. 329–357.
Voronin L.V. Terrigenous micromycetes in freshwater ecosystems (Rewiew) // Inland
Water Biology. 2014. V. 7. No 4. P. 352–356. DOI: 10.1134/S1995082914040191
Voronin L.V., Kopytina N.I. Mycobiota of Dead Reed Fragments Immersed in Water
(Yaroslavl Oblast, Russia) // Inland Water Biology. 2023. V. 16. No 1. P. 40–47.
DOI: 10.1134/S1995082923010169
Warwick R.M., Clarke K.R. Taxonomic distinctness and environmental assessment //
J. Appl. Ecol. 1998. V. 35(4). Р. 532–543.
Warwick R.M., Clarke K.R. Practical measures of marine biodiversity based on relatedness of species // Oceanogr. and Mar. Biol. (Annual Rev.). 2001. V. 39. P. 201–231.
Waters T.F. Diurnal periodicity in the drift of stream invertebrates // Ecology. 1962.
V. 43. P. 316–320.
Waters T.F. The drift of stream insects // Annual Review of Entomology. 1972. V. 17.
P. 253–272.
Waters T.F., Hokenström J.C. Annual production and drift of the stream amphipod
Gammarus pseudolimnaeus in Valley Creek, Minnesota // Limnol. Oceanogr.
1980. V. 25(4). P. 700–710.
Watson R.A., Osborne P.L. An algal pigment ratio as an indicator of the nitrogen supply to phytoplankton in three Norfolk broads // Freshwater Biol. 1979. V. 3. No 6.
P. 585–594.
Weisse T. Dynamics of autotrophic picoplankton in marine and freshwater ecosystems
// Adv. Microb. Ecol. 1993. V. 13. P. 327–370.
Wehr J.D., Sheath R.G. Freshwater habitats of algae // Freshwater Algae of North
America / Wehr J.D., Sheath R.G., Kociolek J.P. (eds.). Edition: 2nd. San Diego:
Academic Press, 2015. P. 11–57.
Wegl R. Index für die Limnosaprobität // Wasser und Abwasser. 1983. Band 26. 175 s.
Wen K., Ortmann A.C., Suttle C.A. Accurate estimation of viral abundance by epifluorescence microscopy // Appl. Environ. Microbiol. 2004. V. 70. P. 3862–3867.
Wetland Techniques. Volume 2: Organisms / Anderson J.T., Davis C.A. (еds.).
Springer, Dordrecht, Heidelberg, New York, London, 2013. 332 p.
Wetzel R.G. Limnology. Toronto: A.B. Saunders Co, 1983. 753 p.
Wetzel R.G. Limnology. Lake and River Ecosystems. San Diego, San Francisco, New
York, et al.: Academic Press, 2001. 1006 р.

552

Whittaker R.H., Feeny P.P. Allelochemics: Chemical Interactions between Species //
Science. 1971. V. 171. P. 757–770.
Wilhelm S.W., Smith R.E.H. Bacterial carbon production in Lake Erie is influenced by
viruses and solar radiation // Can. J. Fish. Aquat. Sci. 2000. V. 57. P. 317–326.
Willén E. A simplified method of phytoplankton counting // British Phycological Journal. 1976. V. 11. No 3. P. 265–278.
Williams D.D., Williams N.E. A counterstaining technique for use in sorting benthic
samples // Limnol. and Oceanogr. 1974. V. 19. No 1. P. 152–154.
Yarza P., Yilmaz P., Pruesse E. et al. Uniting the classification of cultured and uncultured bacteria and archaea using 16S rRNA gene sequences // Nat. Rev. Microbiol. 2014. V. 12. P. 635–645. DOI: 10.1038/nrmicro3330
Yentsch C.S., Yentsch C.M. Fluorescent spectral signatures the characterization of
phytoplankton populations by the use of excitation and emission spectra // J. Mar.
Res. 1979. V. 37. P. 471–483.
Yoon S.H., Ha S.M., Kwon S. et al. Introducing EzBioCloud: A taxonomically united
database of 16S rRNA and whole genome assemblies // International Journal of
Systematic Evolutionary Microbiology. 2017. V. 67. P. 1613–1617. DOI:
10.1099/ijsem.0.001755
Zhai D., Wang Q., Jin C. Dormant and active ostracod communities in six rice fields
of Yunnan, China // Aquatic Sciences. 2024. V. 86. No 3. P. 79.
Zhang Y., Li S., Li H., Wang R., Zhang K.Q., Xu J. Fungi–Nematode Interactions:
Diversity, Ecology, and Biocontrol Prospects in Agriculture // J. Fungi. 2020.
V. 6. No 4. art. 206. DOI: 10.3390/jof6040206
Zhao F., Yu H.X., Ma C.X., Sun X., Liu D., Shang L.D., Liu J.M., Li X.Y., Li S., Li X.C.,
Yu T.Y., Shabani I.E., Wang Y.Z., Su L.J., Zhang L.M., Mu Y.Y., Xiao L., Tian Z.,
Pan C., Sun B., Pan H.F., Shang G.Y.Q., Chai F.Y., Meng Y. Characteristics of zooplankton functional groups and their environmental factors in the Harbin Section
of the Songhua River // China Appl. Ecol. Env. Res. 2020. V. 18(5). P. 7457–7471.
Zhou J., Cieraad E., van Bodegom P.M. Global analysis of trait–trait relationships
within and between species // New Phytologist. 2022. V. 233(4). P. 1643–1656.
DOI: 10.1111/nph.17879
Zuo S., Zhou S., Ye L., Ding Y., Jiang X. Antialgal effects of five individual allelochemicals and their mixtures in low level pollution conditions // Environ. Sci.
Pollut. Res. 2016. V. 23. Р. 15703–15711. DOI: 10.1007/s11356-016-6770-6
2416-B45 Ballchek™ Core Sampler. [Электронный ресурс: https://wildco.com/wpcontent/uploads/2017/04/2416-B45-Ballchek-Core-Sampler.pdf]

553

ОГЛАВЛЕНИЕ
ВВЕДЕНИЕ ……………………………………………………………...

3

ГЛАВА 1. ИССЛЕДОВАНИЯ ПЛАНКТОНА …………………

7

1.1. ФИТОПЛАНКТОН …………………………………………….

8

ОТБОР ПРОБ
(Н.М. Минеева, Н.Ю. Метелёва, Л.Е. Сигарева, Л.Г. Корнева) ...
КОНЦЕНТРАЦИЯ, ФИКСАЦИЯ, КАМЕРАЛЬНАЯ ОБРАБОТКА ПРОБ
ФИТОПЛАНКТОНА (Л.Г. Корнева)…………...………………………

1.2. ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИЕ ПИГМЕНТЫ
(Н.М. Минеева, Н.Ю. Метелёва, Л.Е. Сигарева) ……………….
СПЕКТРОФОТОМЕТРИЧЕСКОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПИГМЕНТОВ …….…….
ФЛУОРЕСЦЕНТНОЕ ОПРЕДЕЛЕНИЕ ХЛОРОФИЛЛА …………………….
ОЦЕНКА СОСТОЯНИЯ ВОДОЕМА ПО СОДЕРЖАНИЮ ХЛОРОФИЛЛА ..….

1.3. ПЕРВИЧНАЯ ПРОДУКЦИЯ ПЛАНКТОНА
(Н.М. Минеева, Д.Б. Косолапов) ……………….………………..
ТЕРМИНЫ И ПОНЯТИЯ ………………………………………………..
МЕТОДЫ ОПРЕДЕЛЕНИЯ ПЕРВИЧНОЙ ПРОДУКЦИИ …………………...
ПРОДУКЦИОННО-ДЕСТРУКЦИОННЫЕ ПОКАЗАТЕЛИ
И БИОТИЧЕСКИЙ БАЛАНС …………….………………………………

1.4. ПЛАНКТОННЫЕ МИКРООРГАНИЗМЫ …………….......
ОТБОР ПРОБ ВОДЫ (Д.Б. Косолапов, Д.В. Тихоненков) ....………….
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧИСЛЕННОСТИ И БИОМАССЫ МИКРООРГАНИЗМОВ
(Д.Б. Косолапов, Д.В. Тихоненков) ……………………………...…
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПРОДУКЦИИ И ДЫХАНИЯ БАКТЕРИОПЛАНКТОНА
(Д.Б. Косолапов, Д.В. Тихоненков) …………………………..…….
МИКРОСКОПИЧЕСКИЕ ГРИБЫ (Н.И. Копытина, Л.В. Воронин)…....
МОЛЕКУЛЯРНО-ГЕНЕТИЧЕСКИЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

8
10
27
27
31
34
35
35
36
45
48
48
51
55
57

ПРОКАРИОТНЫХ И ЭУКАРИОТНЫХ МИКРООРГАНИЗМОВ

(Д.В. Тихоненков, Д.Б. Косолапов) ………………………………...

73

1.5. МЕТАЗООПЛАНКТОН ……………………………………….

82
82
104

СБОР ПРОБ ЗООПЛАНКТОНА ВОДОЕМОВ (В.И. Лазарева) …………...
СБОР ПРОБ ЗООПЛАНКТОНА ВОДОТОКОВ (А.В. Крылов) ….…...…….
ФИКСАЦИЯ И ЭТИКЕТИРОВАНИЕ СБОРОВ ЗООПЛАНКТОНА
(В.И. Лазарева) ……………………………………………………..
ЛАБОРАТОРНЫЙ АНАЛИЗ И ОСНОВНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ
ЗООПЛАНКТОНА (В.И. Лазарева) .…………………………………...
ОЦЕНКА СОСТОЯНИЯ ЭКОСИСТЕМ ОЗЕР И ВОДОХРАНИЛИЩ
ПО ХАРАКТЕРИСТИКАМ ЗООПЛАНКТОНА (В.И. Лазарева) …...……...
МЕТОДИКА УСТАНОВЛЕНИЯ ДОЛИ МЕРТВЫХ ОСОБЕЙ
В ЗООПЛАНКТОНЕ (А.С. Семенова) …..………………………….......

554

111
114
144
153

ГЛАВА 2. ИССЛЕДОВАНИЯ БЕНТОСА
И ПЕРИФИТОНА ….……………………………………
КОНТУРНЫЕ СООБЩЕСТВА ВОДНЫХ ОБЪЕКТОВ (И.А. Мухин) ………

2.1. АЛЬГОЦЕНОЗЫ БЕНТОСА И ПЕРИФИТОНА ……........
ВЫБОР СРОКОВ И МЕСТА СБОРОВ ПРОБ (С.Ф. Комулайнен) ………...
ОТБОР ПРОБ (С.Ф. Комулайнен) …...…………………..……….......
Фитоперифитон (С.Ф. Комулайнен) ..………………….……..
Эпилитон (С.Ф. Комулайнен) ..………………………………..
Метафитон (С.Ф. Комулайнен) ….…………………………….
Фитобентос (С.Ф. Комулайнен) ..……………………………...
Криофитон (С.Ф. Комулайнен) ..………………………………
Эпифитон (Н.Ю. Метелёва) …………………………………..
Метод искусственных (экспериментальных) субстратов
(С.Ф. Комулайнен) ……………………………………………..
АНАЛИЗ СОБРАННОГО МАТЕРИАЛА (С.Ф. Комулайнен) .…………...

2.2. РАСТИТЕЛЬНЫЕ ПИГМЕНТЫ В ДОННЫХ
ОТЛОЖЕНИЯХ (Л.Е. Сигарева, Н.А. Тимофеева) ………..…
ОТБОР ПРОБ МИКРОФИТОБЕНТОСА И ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЙ
ДЛЯ ОПРЕДЕЛЕНИЯ РАСТИТЕЛЬНЫХ ПИГМЕНТОВ ………………........
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПИГМЕНТОВ В ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЯХ
СПЕКТРОФОТОМЕТРИЧЕСКИМ МЕТОДОМ В ОБЩЕМ ЭКСТРАКТЕ ….......

2.3. МИКРООРГАНИЗМЫ СУБСТРАТОВ …………………….
БАКТЕРИБЕНТОС (Д.Б. Косолапов, Д.В. Тихоненков) ………....
ОТБОР ПРОБ ………………………………………………………….
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ЧИСЛЕННОСТИ И БИОМАССЫ БАКТЕРИОБЕНТОСА .......
ОПРЕДЕЛЕНИЕ ПРОДУКЦИИ БАКТЕРИОБЕНТОСА ……………………..
МИКРОСКОПИЧЕСКИЕ ГРИБЫ В ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЯХ
И НА СУБСТРАТАХ (Н.И. Копытина, Л.В. Воронин) …………
ОТБОР ПРОБ ДОННЫХ ОТЛОЖЕНИЙ И ИХ ОБРАБОТКА ………………...
МИКОБИОТА РАСТИТЕЛЬНЫХ СУБСТРАТОВ ………………………….
ИССЛЕДОВАНИЕ МИКОБИОТЫ ЖИВОТНЫХ …………………………..
АНАЛИЗ ДАННЫХ …………………………………………………….
ОЦЕНКА СОСТОЯНИЯ ВОДНЫХ ОБЪЕКТОВ
ПО МИКОЛОГИЧЕСКИМ ПОКАЗАТЕЛЯМ ……...……………………….
МИКРОЗООПЕРИФИТОН (И.А. Мухин) ………………………...
СБОР ПРОБ ……………………………………………………….......
ОБРАБОТКА ПРОБ …………………………………………………….

555

171
171
185
188
192
192
192
196
197
200
201
205
208
217
218
220
226
226
226
227
228
230
230
234
243
249
265
270
270
281

2.4. МЕЙОЗООБЕНТОС (Е.А. Курашов) ……………………........
ВЫБОР МЕСТ ОТБОРА ПРОБ, ПЕРИОДИЧНОСТЬ ИССЛЕДОВАНИЙ
И ЧИСЛО ОТБИРАЕМЫХ ПРОБ …….……….…………………………..
ОТБОР ПРОБ ………………….………………………………………
ФИКСАЦИЯ ПРОБ ………………….…………………………………
ЛАБОРАТОРНЫЙ АНАЛИЗ И ОСНОВНЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ
МЕЙОБЕНТОСА ……………………………………………….………

2.5. МАКРОЗООБЕНТОС …………………………………….……
ОБЩИЕ СВЕДЕНИЯ (Д.М. Безматерных) ……………………………
СТАТИСТИЧЕСКОЕ ПЛАНИРОВАНИЕ ИССЛЕДОВАНИЯ (Д.Г. Селезнев) ...
СБОР ПРОБ МАКРОЗООБЕНТОСА ВОДОЕМОВ
(Е.Г. Пряничникова, С.Н. Перова) .………….……………….........
СБОР ПРОБ МАКРОЗООБЕНТОСА ВОДОТОКОВ (И.А. Барышев) ……....
КАМЕРАЛЬНАЯ ОБРАБОТКА
(И.А. Барышев, Е.Г. Пряничникова, С.Н. Перова) …………….....
ОЦЕНКА РАЗНООБРАЗИЯ И ОСОБЕННОСТИ СТАТИСТИЧЕСКОЙ
ОБРАБОТКИ ДАННЫХ (И.А. Барышев, Д.Г. Селезнев) ………………
ИСПОЛЬЗОВАНИЕ МАКРОЗООБЕНТОСА В БИОИНДИКАЦИИ
(Д.М. Безматерных, С.Н. Перова, Е.Г. Пряничникова) …..……...
ТРОФИЧЕСКАЯ СПЕЦИАЛИЗАЦИЯ МАКРОБЕСПОЗВОНОЧНЫХ
ВНУТРЕННИХ ВОД РОССИИ (А.А. Прокин) …………………………..

2.6. МЕЙО- И МАКРОЗООПЕРИФИТОН
(Т.А. Шарапова, А.А. Герасимова) ………..……………….......
ПОДХОДЫ К ВЫБОРУ СТАНЦИЙ ПРИ ИЗУЧЕНИИ ЗООПЕРИФИТОНА
РАЗНОТИПНЫХ ВОДНЫХ ОБЪЕКТОВ ……………………….…………
МЕТОД ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО СУБСТРАТА …………………….......
МЕТОД ПРЯМОГО СБОРА ………………….………………………….
ОТБОР ПРОБ И КАМЕРАЛЬНАЯ ОБРАБОТКА …………………………...
БИОИНДИКАЦИЯ АНТРОПОГЕННОГО ВОЗДЕЙСТВИЯ
НА ВОДНЫЕ ОБЪЕКТЫ ……….……………………………………….

ГЛАВА 3. ИССЛЕДОВАНИЯ ДРИФТА
БЕСПОЗВОНОЧНЫХ (И.А. Барышев) .………………...

283
286
290
301
303
325
325
327
330
333
341
345
349
359
380
381
381
386
390
391

КОНСТРУКЦИИ ЛОВУШЕК ………………………………………........
УСТАНОВКА ЛОВУШЕК В ВОДОТОКЕ …………………………………
КОНСЕРВАЦИЯ ПРОБ И КАМЕРАЛЬНАЯ ОБРАБОТКА …………………..
ПОКАЗАТЕЛИ ОБИЛИЯ ДРИФТА …………………………………........
ОСОБЕННОСТИ СТАТИСТИЧЕСКОЙ ОБРАБОТКИ МАТЕРИАЛА ……........

396
397
399
401
401
403

ГЛАВА 4. ИССЛЕДОВАНИЯ ОКОЛОВОДНЫХ
БЕСПОЗВОНОЧНЫХ (А.С. Сажнев) …..……………...

405

556

ГЛАВА 5. ИССЛЕДОВАНИЯ НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНОГО
МЕТАБОЛОМА ВОДНЫХ РАСТЕНИЙ
(Ю.В. Крылова, Е.А. Курашов) ……………………………….

427

МЕТОДИКА СБОРА И ОБРАБОТКИ МАТЕРИАЛА ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЯ
НИЗКОМОЛЕКУЛЯРНЫХ МЕТАБОЛИЧЕСКИХ ПРОФИЛЕЙ
ВОДНЫХ МАКРОФИТОВ …….……………….………………………..
КАКИЕ НАПРАВЛЕНИЯ ИССЛЕДОВАНИЙ ВОЗМОЖНЫ
С ИСПОЛЬЗОВАНИЕМ ИНФОРМАЦИИ О НМ ВОДНЫХ МАКРОФИТОВ? ...

431

ГЛАВА 6. ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНАЯ ГИДРОЭКОЛОГИЯ ...

451

6.1. ФИЗИЧЕСКОЕ МОДЕЛИРОВАНИЕ ВОДНЫХ
ЭКОСИСТЕМ. ОРГАНИЗАЦИЯ
МИКРО- И МЕЗОКОСМОВ
(С.А. Курбатова, Н.А. Березина, А.С. Маврин) ………………..

451

6.2. ИЗУЧЕНИЕ ЭКОЛОГО-ЭВОЛЮЦИОННЫХ
АДАПТАЦИЙ ВЕТВИСТОУСЫХ
И ДРУГИХ РАКООБРАЗНЫХ
В ЛАБОРАТОРНОМ ЭКСПЕРИМЕНТЕ (В.К. Чугунов) ...

443

ДИЗАЙН ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОГО ИССЛЕДОВАНИЯ …………………..
ПРОВЕДЕНИЕ ЭКСПЕРИМЕНТА ……………………………………….

460
461
471

ГЛАВА 7. ОБОРУДОВАНИЕ ДЛЯ СБОРА И ОБРАБОТКИ
ГИБРОБИОЛОГИЧЕСКИХ ПРОБ:
ТРАДИЦИИ И ПЕРСПЕКТИВЫ (М.О. Дудаков) ..…

474

ЗАКЛЮЧЕНИЕ ………………………………………………………...

479

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ ………….……………………….……….

483

557

Для заметок
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________

Для заметок
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________
_____________________________________________________________

Научное издание

МЕТОДЫ
ГИДРОБИОЛОГИЧЕСКИХ
ИССЛЕДОВАНИЙ
ВНУТРЕННИХ ВОД
Утверждено к печати
Ученым советом
Института биологии внутренних вод им. И.Д. Папанина
Российской академии наук

Использованы фотографии
И.А. Барышева, М.О. Дудакова, Н.И. Копытиной,
Л.Г. Корневой, Ю.В. Крыловой, Е.А. Курашова, Д.В. Кулакова,
С.А. Курбатовой, В.И. Лазаревой, Н.Ю. Метелёвой,
Н.М. Минеевой, И.А. Мухина, В.Ф. Мухутдинова, Д.Д. Павлова,
Е.Г. Пряничниковой, А.С. Семеновой, А.Н. Шарова,
с сайтов: https://www.ibiw.ru/index.php?p=master;
https://prph2o.com/hand-corer-sst-k-b-sampler-only-20/;
https://www.corning.com/worldwide/en/products/life-sciences.html;
из публикаций: А Copmrehensive …, 2010; Skilbeck et al., 2017
Оригинал-макет
А.В. Крылов

Подписано в печать 31.10.2024 г. Формат 60×90/16.
Заказ № 24069. Тираж 200 экз.

Отпечатано в типографии ООО "Филигрань"
150049, г. Ярославль, ул. Свободы, 91, e-mail: pechataet@bk.ru