Text
lw
Е.М.ВАСИЛЬЕВА.Т.В-ГОРБУНОВА, Л.И. КАШИНА
ЭКСПЕРИМЕНТ
по
ФИЗИОЛОГИИ
• I
РАСТЕНИЙ
В СРЕДНЕЙ
ШКОЛЕ
Skaning, Djvuing Lykas
E. M. ВАСИЛЬЕВА,
T. В. ГОРБУНОВА,
Л. И. КАШИНА
ЭКСПЕРИМЕНТ
ПО
ФИЗИОЛОГИИ
РАСТЕНИЙ
В СРЕДНЕЙ
ШКОЛЕ
ПОСОБИЕ ДЛЯ УЧИТЕЛЕЙ
МОСКВА «ПРОСВЕЩЕНИЕ» 1978
581.4
В19
Васильева Е. М. и др.
В19 Эксперимент по физиологии растений в средней
школе. Пособие для учителей. М., «Просвещение»,
1978. 112 с. с ил.
Перед загл. авт.: Е. М. Васильева, Т. В. Горбунова,
Л. И. Кашина.
Пособие содержит описание 64 лабораторных работ по всем
разделам факультативного курса «Физиология растений». Изложе-
ние работ построено по единому плану: цель, материалы и обору-
дование, методические указания к выполнению. Работы составлены
таким образом, чтобы учитель имел возможность выбрать наиболее
подходящие.
В
60501—437
103(03)—78
183—78
581.4
© Издательство «Просвещение», 1978 г.
ПРЕДИСЛОВИЕ'
Развитие современной биологии привело к возраста-
нию роли биологического образования в средней школе.
Для учащихся старших классов рекомендован факульта-
тивный курс «Физиология растений с основами микро-
биологии». Задача факультатива — расширить, углубить,
закрепить знания учащихся об основных жизненных про-
цессах, происходящих в растительном организме, развить
у них интерес к экспериментальной работе и вооружить
практическими навыками. Факультативные занятия явля-
ются одной из форм профессиональной ориентации школь-
ников.
Составляя данное пособие, авторы ставили задачу по-
мочь преподавателю биологии в отборе опытов по физио-
логии растений и в проведении эксперимента. Давая опи-
сание довольно большого числа работ, авторы предпола-
гали, что преподаватель использует только те из них,
которые можно выполнить с учетом уровня подготовки
учащихся и материальных возможностей школы. Некото-
рые работы можно проводить как лабораторные на уроках
3
ботаники, общей биологии пли использовать для демонст-
раций.
Все опыты доступны для понимания учащихся и легко
выполнимы в школьных условиях под руководством учи-
теля за 2 ч учебного времени. Работы, связанные с выра-
щиванием растений или микроорганизмов, рассчитаны на
два занятия. Большинство опытов проверено авторами в
работе со студентами или с учащимися в период педаго-
гической практики, в отдельных случаях описания заим-
ствованы из литературных источников.
Авторы сердечно признательны рецензентам проф.
П. А. Генкелю, проф. Н. Н. Овчинникову и канди-
дату педагогических наук Г. Г. Манке за цепные заме-
чания и предложения, направленные на совершенствова-
ние рукописи.
ВВЕДЕНИЕ
Постановка экспериментальных работ по физиологии
растений в условиях средней школы требует соответст-
венно оборудованной лаборатории. Желательно, чтобы она
была расположена окнами на солнечную сторону, имела
естественное освещение и более или менее постоянную
температуру для нормального роста растений. В лабора-
тории должен быть водопровод (при отсутствии водопро-
вода ставят большие сосуды для воды с кранами или кау-
чуковыми трубками с зажимами), слив и электропровод-
ка, дающая возможность пользоваться проекционным фо-
нарем, термостатом, нагревательными приборами. Кроме
того, очень часто в зимнее время опыты по физиологии
зеленых растений не могут быть полностью закончены из-
за недостаточности естественного освещения и тепла.
В этом случае дополнительное освещение и обогрев обес-
печиваются электроэнергией. В лаборатории должна быть
аптечка с необходимыми материалами для оказания пер-
вой помощи.
Значительная часть факультативных занятий прохо-
дит в зимнее время, поэтому для их проведения исполь-
зуют комнатные растения, гербарий и фиксированный ма-
териал.
5
Выполнение любой работы складывается из следую-
щих этапов: 1) чтения учебного пособия1 и другой лите-
ратуры; 2) подготовки реактивов, аппаратуры, посуды и
т. д.; 3) освоения используемого метода исследования;
4) подготовки растения (объекта исследования); 5) про-
ведения опыта; 6) составления отчета.
Особое внимание необходимо обратить на организацию
работы и культуру труда. С этой целью тщательно гото-
вят рабочее место. На столе размещают в наиболее рацио-
нальном порядке необходимое оборудование и материалы,
заэтикетированные реактивы, красители, тетради для за-
писей. Четкие и краткие записи делают в тетради (не на
отдельных листках) таким образом, чтобы легко было
проверить все записи и расчеты. Рекомендуется придер-
живаться определенной системы в записях. Для каждой
работы указывают дату (если работа проводится в тече-
ние продолжительного времени, то необходимо указать
начало и конец ее), точное название, цель, план и краткое
содержание работы, результаты работы, вывод и значение
изучаемого явления. Выводы следует подтверждать дока-
зательствами в форме зарисовок, засушенных и наклеен-
ных растений, цифровых данных, фотографий, таблиц, диа-
грамм и пр.
При организации экспериментальной работы постанов-
ку опытов производят обычно в трехкратной повторности
и наряду с опытными растениями обязательно имеют кон-
трольные. Все растения помещают в абсолютно одинако-
вые условия. И только фактор, влияние которого изучают
в опыте, исключают из условий, в которые помещают кон-
трольные растения. Многие опыты длительны, поэтому
начало и конец опыта нужно проводить в часы занятий,
промежуточные наблюдения — во внеурочное время. Ряд
работ выполняют с проростками, которые получают зара-
нее, проращивая семена в течение 1—2 недель. Луковицы
проращивают за 2—3 недели.
Занятия рекомендуем проводить фронтально-группо-
вым методом, т. е. группа изучает один процесс, но на
различных объектах. Полученные данные обсуждают и
делают выводы. В итоге выполнения работ учащиеся долж-
ны приобрести навыки в самостоятельной постановке
1 Генкель П. А. Физиология растений. М., 1970, 1974.
6
опытов по физиологии растений: уметь составить план
проведения опыта, внимательно и в точно намеченное по
плану время провести наблюдения, сделать точные изме-
рения, подсчеты, оформить дневник, изготовить графики,
диаграммы, таблицы, демонстрирующие результаты опы-
та, сделать выводы.
ТЕМА I. ФИЗИОЛОГИЯ РАСТИТЕЛЬНОЙ
КЛЕТКИ
Работа 1. Искусственная
«клеточка Траубе»
Цель работы. Ознакомиться на искусственной мо-
дели — «клеточке Траубе» — со свойствами полупро-
ницаемости перепонки из гексацианоферрата (II) меди
Cu2[Fe(CN)6], которая является грубой моделью цито-
плазмы.
Материалы и оборудование. 0,5 М раствор сульфата
меди, кристаллогидрат CuSO4-5H2O, кристаллик гек-
сацианоферрата (II) калия (желтой кровяной соли)
K4[Fe(CN)e], пробирки, штатив для пробирок, нитки.
Краткое теоретическое пояснение. Ознакомиться со
свойством полупроницаемости, характерным для живой
цитоплазмы, можно на искусственной модели — «кле-
точке Траубе», полученной путем взаимодействия желтой
кровяной соли с сульфатом меди:
K4[Fe(CN)6] +2CuSO4= |Cu2[Fe(CN)6] + 2K2SO4
осадочная перепонка
При взаимодействии гексацианоферрата (II) калия
с сульфатом меди возникает полупроницаемая перепонка
гексацианоферрата (II) меди. Перепонка проницаема для
воды, но непроницаема для солей.
Ход работы. Наливают в пробирку на 3/4 объема 0,5 М
раствор сульфата меди. На дно пробирки на нитке опу-
скают кристаллик гексацианоферрата (II) калия. На по-
верхности кристалла образуется пленочка из гексациано-
феррата (II) меди. Возникает искусственная «клеточка
Траубе». Концентрация гексацианоферрата (II) калия
внутри этой клеточки будет выше, чем сульфата меди в
растворе. По законам осмоса вода будет поступать через
перепонку в клетку. Это приведет к возрастанию гидро-
7
статического давления внутри клетки и к разрыву непроч-
ной перепонки из гексацианоферрата (II) меди. На месте
разрыва сульфат меди взаимодействует с гексацианофер-
ратом (II) калия и снова образуется полупроницаемая пе-
репонка. И т. д. Наблюдается рост «клеточки».
Вывод. Перепонка из гексацианоферрата (II) меди об-
ладает полупроницаемостью, т. е. проницаема для воды,
но непроницаема для растворенных в воде веществ, вслед-
ствие этого наблюдается рост искусственной «клеточки
Траубе».
Контрольные вопросы. 1. Как получить искусственную
«клеточку Траубе»? 2. Каким свойством обладает перепон-
ка из гексацианоферрата (II) меди?
Работа 2. Явление плазмолиза
и деплазмолйза
Цель работы. Убедиться на опыте, что цитоплазма жи-
вой клетки эластична, полупроницаема и способна плаз-
молизироваться.
Материалы и оборудование. Луковица с темно-фиоле-
товой окраской сочных чешуй (например, сорт Данилов-
ский), 1 М раствор нитрата калия KNO3, или хлорида
натрия NaCl, или сахарозы С12Н22О11, спички, спиртовка,
или газовая горелка, или электроплитка, микроскоп и
комплект1 оборудования для работы с ним: предметные
и покровные стекла, препаровальные иглы, лезвие безо-
пасной бритвы, стеклянная палочка, стакан с водой, по-
лоски фильтровальной бумаги, скальпель, пинцет, кисточ-
ка, марлевая салфетка, осветитель или настольная лампа.
Краткое теоретическое пояснение. В живой клетке ци-
топлазма эластична и полупроницаема. При потере воды
объем цитоплазмы уменьшается, а при поступлении воды
увеличивается до первоначального. Это свойство позволя-
ет клеткам переносить временное обезвоживание и под-
держивать постоянство своего состава.
Со свойствами эластичности и полупроницаемости
можно ознакомиться на опыте с плазмолизом и деплазмо-
лизом.
1 В дальнейшем для сокращения мы будем называть только
микроскоп, имея в виду и комплект оборудования к нему.
8
Плазмолиз — искусственно вызываемое отставание ци-
топлазмы от оболочки клетки. Деплазмолиз — исчезнове-
ние плазмолиза. В качестве плазмолитиков — веществ, ра-
створы которых вызывают плазмолиз, используют неядо-
витые вещества, слабо проникающие через цитоплазму в
вакуоль.
Плазмолиз можно вызвать, погружая клетку в раствор
соли или сахара, концентрация которого выше концентра-
ции клеточного сока (гипертонический раствор). Если бы
цитоплазма была проницаемой, то происходило бы вырав-
нивание концентраций клеточного сока и гипертоническо-
го раствора путем диффузного перемещения воды и раст-
воренных веществ из клетки в раствор и обратно. Однако
цитоплазма, обладая свойством полупроницаемости, не
пропускает внутрь клетки растворенные в воде вещества.
Напротив, только вода, согласно законам осмоса, будет
высасываться гипертоническим раствором из клетки, т. е.
передвигаться через полупроницаемую цитоплазму. Объ-
ем вакуоли уменьшится. Цитоплазма в силу эластично-
сти следует за сокращающейся вакуолью и отстает от
оболочки клетки сначала в уголках, затем во многих ме-
стах с образованием вогнутых поверхностей (вогнутый
плазмолиз), и, наконец, протопласт принимает округлую
форму (выпуклый плазмолиз). При погружении плазмо-
лизированной клетки в воду или гипотонический раствор
наблюдается деплазмолиз.
Ход работы. 1. Наблюдение явления плазмо-
лиза. Лезвием безопасной бритвы делают тонкий срез с
выпуклой стороны сочной чешуи лука. (Можно взять ко-
жицу с вогнутой стороны чешуи лука, которая очень лег-
ко снимается. Однако клеточный сок этих клеток не со-
держит антоциана, поэтому вакуоли будут бесцветны.)
Срез помещают на предметное стекло в каплю воды, нак-
рывают покровным стеклом и рассматривают при малом
и большом увеличении микроскопа клетки с окрашенным
клеточным соком, обращая внимание на оболочку, цито-
плазму, ядро и вакуоль.
Затем на препарате заменяют воду на раствор соли
или сахара. Для этого с одной стороны возле покровного
стекла помещают каплю 1 М раствора нитрата калия.
С противоположной стороны фильтровальной бумажкой
оттягивают воду из-под покровного стекла. Таким обра-
зом, на место воды под покровное стекло поступает раст-
9
вор. Эту процедуру проделывают 2—3 раза для полной
замены воды раствором. Спустя 5—10 мин наблюдают
плазмолиз.
2. Наблюдение явления деплазмолиза. На
плазмолизированном микропрепарате производят замену
раствора нитрата калия чистой водой с помощью фильт-
ровальной бумажки. Наблюдают за изменениями в клет-
ках, ведущими к деплазмолизу.
3. Выявление неспособности к плазмоли-
зу мертвых клеток. Способностью к плазмолизу об-
ладают только живые клетки. Чтобы убедиться в этом,
готовят новый препарат. Срез чешуи лука помещают в
большую каплю воды на предметное стекло и убивают
клетки нагреванием препарата на пламени спиртовки (на-
гревать следует осторожно, не допуская полного испа-
рения воды). Препарат охлаждают, воду отсасывают
фильтровальной бумажкой, наносят на срез каплю 1 М
раствора нитрата калия и накрывают покровным стеклом.
Препарат рассматривают под микроскопом. Плазмолиза
не происходит.
Выводы. 1. Цитоплазма эластична, вследствие этого
она способна в гипертоническом растворе отставать от
оболочки клетки, а в гипотоническом вновь восстанавли-
вать первоначальное положение. 2. Цитоплазма полупро-
ницаема: пропускает воду и не пропускает растворенные
в ней вещества. 3. Плазмолиз и деплазмолиз можно наб-
людать только в живых клетках.
Контрольные вопросы. 1. Что такое плазмолиз? 2. Что
такое деплазмолиз? 3. Какие формы плазмолиза вы знае-
те? 4. О каких свойствах цитоплазмы можно говорить,
изучая плазмолиз? 5. Способны ли плазмолизироваться
мертвые клетки?
Работа 3. Вязкость цитоплазмы
Цель работы. Сравнить вязкость цитоплазмы клеток
лука и элодеи.
Материалы и оборудование. Веточки элодеи (валлиспе-
рии или мха мниум), луковица с темно-фиолетовой окрас-
кой сочных чешуй, 0,8 М раствор сахарозы С12Н22О11, ми-
кроскоп, часы.
Краткое теоретическое пояснение. Вязкость — одно из
важных свойств цитоплазмы. Она зависит от степени дис-
10
перенести и гидратации коллоидов, от содержания воды
в клетке. Это свойство цитоплазмы тесно связано с обме-
ном веществ: чем выше вязкость, тем обычно менее ин-
тенсивно идет обмен. Высокая вязкость цитоплазмы спо-
собствует усилению устойчивости растений к действию на
них высоких температур.
Вязкость неодинакова в клетках различных растений,
в клетках разного возраста, в клетках растений разных
мест обитания.
Сравнить вязкость цитоплазмы клеток различных ра-
стительных объектов можно путем определения времени
плазмолиза. Промежуток времени от момента погружения
клеток в гипертонический раствор до появления выпук-
лого плазмолиза называют временем плазмолиза. Время
плазмолиза зависит от вязкости цитоплазмы: чем меньше
вязкость цитоплазмы, тем легче она отстает от оболочки,
тем быстрее наступает выпуклый плазмолиз, следователь-
но, меньше время плазмолиза.
Ход работы. Лист элодеи помещают на предметное
стекло в каплю 0,8 М раствора сахарозы, накрывают по-
кровным стеклом, замечают время и сразу же приступают
к рассматриванию препарата под микроскопом. Когда в
большинстве клеток наступает выпуклый плазмолиз, сно-
ва отмечают время. Точно так же поступают с другим
объектом, т. е. с кожицей лука. Полученные результаты
заносят в таблицу 1.
Таблица 1
Результаты опыта
Названая растений Время погружения объекта в раствор Время наступления выпуклой формы плазмолиза Время плаз- молиза
Элодея . , Лук . . .
Вывод. Вязкость цитоплазмы в клетках различных ра-
стений неодинакова.
Контрольные вопросы. 1. Что называют временем плаз-
молиза? 2. От чего зависит время плазмолиза?
11
Работа 4. Движение цитоплазмы
Цель работы. Обнаружить движение цитоплазмы в
клетках листа элодеи.
Материалы и оборудование. Веточки элодеи (валлисне-
рии, мха мниум или волоски с тычиночных нитей траде-
сканции), микроскоп, термометр, химические стаканы на
200 мл, электролампа в 200 Вт.
Краткое теоретическое пояснение. Одним из свойств
цитоплазмы является ее движение. Оно обеспечивает вза-
имодействие всех органелл клетки. Скорость движения за-
висит от возраста клетки и температуры. Обнаружить дви-
жение цитоплазмы можно по перемещению в ней хлоро-
пластов. Обычно трудно наблюдать движение цитоплазмы
в клетках элодеи, если она содержится в аквариумах при
недостаточном освещении и низкой температуре воды, так
как в этих условиях все жизненные процессы в клетках
идут замедленно. Чтобы опыт прошел успешно, следует
его заранее подготовить. Для этого веточку элодеи надо
выдержать в воде при температуре +25 ... +28°С на ярко
освещенном окне или под электролампой в 200 Вт в тече-
ние 30 мин.
Ход работы. Для наблюдения за движением цитоплаз-
мы берут лист элодеи, выдержанный на ярком свету, по-
мещают его в каплю теплой воды на предметное стекло,
накрывают покровным и рассматривают препарат под ми-
кроскопом. Выбирают участок листа около средней жил-
ки, так как в расположенных здесь клетках содержится
меньше хлоропластов, что облегчит наблюдение за их дви-
жением.
Вывод. Цитоплазма в клетках движется, что видно по
перемещению хлоропластов.
Контрольный вопрос. Почему в старых клетках хлоро-
пласты двигаются постенно, а в молодых — по всем на-
правлениям?
Работа 5. Проницаемость живой
и мертвой цитоплазмы
Цель работы. Убедиться, что цитоплазма полупрони-
цаема только в живой клетке, что в убитой клетке цито-
плазма проницаема, т, е. свободно пропускает клеточный
сок.
12
Материалы и оборудование. Корнеплод красной столо-
вой свеклы, хлороформ, 30-процентный раствор уксусной
кислоты, 50-процентпый раствор спирта, штатив с пробир-
ками, кристаллизатор, нож или скальпель, мензурка на
10—25 мл, спички, спиртовка или электроплитка, газовая
горелка.
Краткое теоретическое пояснение. Цитоплазма живой
клетки обладает полупроницаемостью и поэтому способна
задерживать клеточный сок, находящийся в вакуоли. По-
лупроницаемость цитоплазмы обусловлена особым строе-
нием ее пограничных слоев — плазмалеммы и тонопласта,
представляющих собой белково-липоидные мембраны.
Если клетку убить высокой температурой или ядови-
тыми веществами, то структура цитоплазмы нарушится и
она станет проницаемой. В этом случае клеточный сок
свободно выходит из клетки. Для данного опыта необхо-
димо использовать растительные объекты с окрашенным
клеточным соком, например красную столовую свеклу.
Ход работы. Из очищенной свеклы нарезают 5 одина-
ковых кубиков объемом 1 см3 и тщательно промывают их
водопроводной водой, чтобы удалить окрашенный клеточ-
ный сок, вытекающий из поврежденных клеток. Затем в
5 пробирок помещают по кубику свеклы. В первую про-
бирку (контрольную) наливают на 7з холодной воды. Во
вторую пробирку наливают столько же воды и кипятят ее
в течение 1 мин, после чего горячую воду сливают, кубик
промывают и снова заливают холодной водой. В третью
пробирку наливают 10 мл воды и 6 капель хлороформа; в
четвертую —10 мл 30-процептного раствора уксусной кис-
лоты, а в пятую — 10 мл 50-процентного раствора спирта.
Все пробирки оставляют стоять в штативе на 1 ч. ЗатехМ
отмечают окраску жидкости в каждой пробирке и объяс-
няют полученные результаты.
Выводы. 1. Цитоплазма живой клетки обладает полу-
проницаемостью. Она не пропускает из вакуоли клеточ-
ный сок с красящим веществом (пигментом антоцианом).
2. Цитоплазма, убитая действием высокой температуры
или ядовитыми веществами, становится проницаемой.
Пигмент клеточного сока легко выходит из клетки, и жид-
кость в пробирках окрашивается.
Контрольные вопросы. 1. Что такое полупроницае-
мость? 2. Почему из убитой клетки легко вытекает кле-
точный сок? 3. Какими способами можно убить клетку?
13
Работа 6. Колпачковым плазмолиз
Цель работы. Убедиться, что в цитоплазму могут изби-
рательно поступать некоторые растворенные в воде веще-
ства.
Материалы и оборудование. Луковица с темно-фиоле-
товой окраской сочных чешуй, 1 М раствор роданида ка-
лия KCNS, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Цитоплазма, обла-
дающая свойством полупроницаемости, при определенных
условиях способна избирательно пропускать и задержи-
вать некоторые растворенные в воде вещества, необходи-
мые для нормальной жизнедеятельности клетки, для об-
менных реакций, протекающих в ней.
В этом мы можем убедиться на опыте с колпачковым
плазмолизом. Суть данного явления заключается в сле-
дующем. При действии на клетку гипертонического раст-
вора роданида калия в первый момент наблюдается вы-
пуклый плазмолиз. Затем постепенно на краях сжавшего-
ся протопласта появляются колпачки, представляющие
собой разбухшую мезоплазму. Изменения в мезоплазме
Рпс. 1. Колпачковый плазмо-
лиз в растворе роданида калия:
7—ядро; 2—эй® л очка; 3—ме-
,зоплазма; 4 — вак^шль.
14
произошли вследствие проникновения через плазмалемму
и поступления в мезоплазму ионов роданида калия. Ионы
роданида кал^ия вызывают усиление гидратации коллои-
дов, что привадит к увеличения»» объема» меаонигазмы.. Дэлит-
нейшее проникновение ионов роданида калия в* вакуоль
ограничено тонопластом (внутренним! слоем цитоплазмы).
Хед работы. На предметное стекло в каплю» 1 № раст-
вора роданида калия помещают тонкий срез* чешуи лука.
Под микроскопом наблюдают плазмолиз. Через некоторое
время на полюсах шлазмолизированного протопласта по-
являются бесцветные колпачки набухшей цитоплазмы
(рис. 1).
Вывод. Колпачковый плазмолиз свидетельствует о> про-
никновении ионов роданида калия в цитоплазму.
Контрольные вопросы. 1. Какой плазмолиз называют
колпачковым? 2. Какой слой цитоплазмы более проница-
ем — плазмалемма или тонопласт?
Работа 7. Поступление веществ
в вакуоль и их накопление
Цель работы. Установить, что растворенные в воде ве-
щества, проходя через цитоплазму, могут поступать в ва-
куоль и накапливаться в ней.
Материалы и оборудование. Луковица неокрашенного
лука, водный раствор краски — нейтральный красный
(1:5000), 1 М раствор роданида калия KCNS, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Предыдущий опыт
(см. работу 6); показал^ что растворенные в воде вещества
могут поступать в цитоплазму и задерживаться в ней
вследствие низкой проницаемости тонопласта. Однжкк то-
нопласт не является абсолютна непроницаемой мембраной
для ионов. Некоторые вещества могут проводить через
все слои цитоплазмы, проникать в» вакуоль и накапливать-
ся в ней. В жизни растения это имеет важное значение,
так как накопление растворимых в воде веществ в ва«куо>
лях повышает концентрацию клеточного сока, что приво-
дит к увеличению сосущей силы клетки и способствует
поступлению- в нее воды.
Ход работы. 1. Подготовка опыта. Опыт ставят
за сутки до занятий. Сосуд (объемом не менее 1 л) напол*-
няют раствором красителя нейтрального красного очень
низкой концентрации (1:5000). (Одна капля раствора
15
должна быть почти бесцветной, хотя в сосуде раствор
окрашен в красный цвет.) В этот раствор погружают бес-
цветную кожицу лука, снятую с вогнутой стороны сочной
чешуи. Краситель постепенно проникает в клетки, и через
сутки кожица окрашивается в малиновый цвет.
2. Рассматривание окрашенных клеток.
По истечении указанного срока кожицу вынимают из ра-
створа, готовят препарат, его рассматривают под микро-
скопом и убеждаются, что клетки окрашены.
3. Получение колпачкового плазмолиза.
Берут окрашенную кожицу лука и готовят препарат в
капле 1 М раствора роданида калия. Возникает колпачког
вый плазмолиз, показывающий, что клетки живые и что
краситель проник в вакуоль и накопился в ней, так как
вакуоль ярко окрашена, а колпачки цитоплазмы остались
бесцветными.
Выводы. 1. Растворенные в воде вещества. могут по-
ступать в вакуоль и накапливаться в пей. 2. Накопление
краски в вакуолях указывает на избирательную проницае-
мость цитоплазмы.
Контрольный вопрос. Каким образом можно показать,
что растворенные в воде вещества могут проходить через
три слоя цитоплазмы?
Работа 8. Тургорное состояние
клеток
Цель работы. Выяснить зависимость тургориого состо-
яния от количества воды в клетках (на примере клубня
картофеля).
Материалы и оборудование. Клубень картофеля, 1 М
раствор хлорида натрия NaCl, пробирки, линейка, фильт-
ровальная бумага, нож или скальпель.
Краткое теоретическое пояснение. Тургор — напряжен-
ное состояние клеточной оболочки. Он зависит от содер-
жания воды в клетках. Уменьшение количества воды в
клетках ведет к понижению тургора; растения Становятся
вялыми (увядшими).
Тургор играет большую роль в жизни растений. Он
обусловливает упругость клеток и тканей взрослых расте-
ний, проростков, поддерживает листья и другие органы
растения в тургесцентном состоянии и обеспечивает опре-
деленное расположение в пространстве.
16
Ход работы. Из мякоти клубня картофеля вырезают
два одинаковых брусочка размером 50X5X5 (мм) и точ-
но измеряют их длину. Один брусочек помещают в про-
бирку с водой, а другой — в 1 М раствор хлорида натрия.
Через 20—30 мин брусочки вынимают, обсушивают филь-
тровальной бумажкой, сравнивают их упругость и вновь
измеряют длину. Брусочек картофеля, находившийся в
растворе хлорида натрия, стал короче и менее упругим,
так как его клетки потеряли тургор вследствие вытяги-
вания воды гипертоническим раствором. Брусочек, нахо-
дившийся в воде, остался в тургесцентном состоянии и
стал немного длиннее, вследствие того что количество во-
ды в клетках увеличилось за счет всасывания ее извне.
Вывод. Тургорное состояние зависит от количества во-
ды в клетках.
Контрольные вопросы. 1. Почему в жаркие летние дни
листья, например огурцов, увядают? 2. Какое значение
для растения имеет тургор?
Работа 9. Осмотическое давление
в клетке
Цель работы. Определить величину осмотического дав-
ления клеточного сока в клетках кожицы лука и листа
элодеи методом плазмолиза.
Материалы и оборудование. Луковица с темно-фиоле-
товой окраской сочных чешуй, листочки элодеи, 1 М ра-
створ сахарозы С12Н22ОЦ или хлорида натрия NaCl, мик-
роскоп, стеклянные бюксы с крышками, пипетка на 10 мл
с делениями, часы, карандаш по стеклу, термометр ком-
натный.
Краткое теоретическое пояснение. Осмотическое дав-
ление — явление, которое обусловлено наличием разде-
ляющей растворы полупроницаемой перепонки. У раство-
ров, не разделенных полупроницаемой перепонкой, осмо-
тическое давление не проявляется. Такие растворы обла-
дают лишь определенным осмотическим потенциалом, ве-
личина которого зависит от концентрации осмотически
активных веществ.
Осмотическое давление, развиваемое водным раство-
ром какого-либо вещества, отделенным от воды полупро-
ницаемой перепонкой, пропорционально количеству веще-
ства, содержащегося в единице объема растворителя. Сле-
2 Заказ 7825
17
довательно, для того чтобы получить представление о ве-
личине осмотического потенциала какого-либо раствора,
пужно определить в нем концентрацию растворенного но-
вшества.
В растительной клетке роль полупроницаемой пере-
понки выполняет вся цитоплазма и в особенности ее по-
граничные слои.
Осмотическим процессам принадлежит важная и раз-
носторонняя роль в жизнедеятельности растительного ор-
ганизма. С этими процессами непосредственно связаны
функции поглощения растением воды. Осмотическое дав-
ление клеточного сока является в известной степени ре-
гулятором передвижения воды по растению, фактором
распределения воды между отдельными органами. Оно со-
ставляет основу тургора, благодаря которому нежные, бо-
гатые водой ткани растения способны сохранять опре-
деленную форму и обладают упругостью и эластичностью.
Высокая концентрация клеточного сока понижает темпе-
ратуру замерзания тканей, что имеет серьезное значение
для уровня холодоустойчивости растений. С осмотически-
ми процессами тесно связаны такие сложные физиологи-
ческие явления, как рост, движение растений.
Величина осмотического давления находится в тесной
зависимости от возраста органа и условий внешней среды.
Например, у мезофитных растений она колеблется чаще
всего от '500 до 1000 кПа; у растений, произрастающих на
засоленных почвах или в сухих местообитаниях, осмоти-
ческое давление достигает 6000—10000 кПа; у растений
пресных водоемов — 100—300 кПа.
При определении осмотического давления клеточного
сока пользуются методом плазмолизу который основыва-
ется на присущем цитоплазме свойстве полупроницаемо-
сти. Если клетку поместить в раствор какого-либо веще-
ства, концентрация которого превышает концентрацию
клеточного сока, то в силу малой проницаемости цито-
плазмы это вещество не сможет войти в клетку, но будет
вьГтягивать из нее воду. Потеря клеткой воды влечет за
собой уменьшение объема цитоплазмы, отставание ее от
клеточных стенок, т. е. плазмолиз. Раствор, при погруже-
нии в который цитоплазма клетки только начинает отхо-
дить от клеточных стенок, является изотоническим по от-
ношению к данной клетке, т. е. концентрация его пример-
В
но равна концентрации осмотически активных веществ в
данной клетке.
Таким образом, величина осмотического давления ра-
створа прямо пропорциональна его концентрации, темпе-
ратуре и определяется по формуле p = iCRT.
Наиболее удобными объектами для изучения осмоти-
ческого давления являются ткани, содержащие в клеточ-
ном соке антоциан, или ткани, имеющие хлоропласты.
Ход работы. Готовят 100 мл 1М раствора сахарозы
или хлорида натрия. Из этого исходного раствора соот-
ветствующим разбавлением готовят и наливают в бюксы
по 10 мл растворов следующих концентраций: 0,9 М, 0,7 М,
0,5 М, 0,3 АГ, 0,1 Л/ (табл. 2).
Таблица 2
Приготовление растворов различной концентрации
Концентрация раствора (Л4) Количество жидкостей (мл)
1 М раствора соли воды
Вода ОД 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1
Для отмеривания соответствующих количеств раство-
ра и воды нужно пользоваться пипеткой с делениями.
Приготовленные растворы в бюксах ставят в ряд по убы-
вающей концентрации (необходимые обозначения делают
карандашом по стеклу).
С выпуклой стороны сочной чешуи окрашенного лука
делают 10 тонких срезов размером 5 мм2. В каждый
раствор, начиная с самой высокой концентрации, помеща-
ют по два среза- После 20-минутного пребывания срезов
в растворах их исследуют под микроскопом. Препарат го-
товят в капле того раствора, в котором находился срез.
Результаты опыта заносят в таблицу 3*
2*
19
Результаты опыта
Таблица 3
№ п/п Концентрация раствора (М) Степень плазмолиза Рисунок плазмолизиро- ванной клетки
1
В клетках срезов, находящихся в растворах более вы-
сокой концентрации, чем концентрация клеточного сока,
наблюдается плазмолиз. Растворы менее высокой концен-
трации по сравнению с концентрацией клеточного сока
плазмолиза не вызывают. И только в срезах, погруженных
в раствор, являющийся изотоническим по отношению к
данной клетке, наблюдается начало плазмолиза. Осмоти-
ческое давление такого раствора, лишь немного превы-
шающее осмотическое давление клеточного сока, обычно
и считают равным последнему.
Расчет производят следующим образом. Предположим,
что в 0,3 М растворе хлорида натрия был начальный плаз-
молиз (отставание цитоплазмы происходило лишь в уг-
лах клетки), а в 0,1 М растворе плазмолиза не было. Сле-
довательно, осмотическое давление 0,3 М раствора выше
осмотического давления клеточного сока, а осмотическое
давление 0,1 М раствора ниже осмотического давления
клеточного сока или равно ему. С известным приближе-
нием можно считать осмотическое давление клеточного
сока равным осмотическому давлению раствора, концент-
рация которого есть среднее арифметическое между кон-
центрациями 0,3 М и 0,1 М- растворов, т. е. 0,2 М раствора.
Подставляем числовые значения в формулу p=iCRT, где
р — осмотическое давление в килопаскалях; I — изотони-
ческий коэффициент (для хлорида натрия равный 1,5, для
сахарозы равный 1); С — концентрация внешнего раство-
ра в молях, равная концентрации клеточного сока; R — га-
зовая постоянная, равная 0,082; Т — абсолютная темпера-
тура, равная —273°С+комнатная температура. В нашем
примере осмотическое давление р будет равно:
1,5-0,2-0,082- (273+23) =7,28 (атм) =728 (кПа)
Рекомендуем для сравнения параллельно с определе-
нием осмотического давления клеточного сока в клетках
чешуи лука произвести определение осмотического дав-
ления клеточного сока в клетках листа элодеи.
Вывод. Осмотическое давление в клетках кожицы лу-
ка составляет 728 кПа.
Контрольный вопрос. В клетках каких растений осмо-
тическое давление клеточного сока выше — у растущих
на солончаках или у растений незаселенных почв? у вы-
росших в тенистом влажном месте пли у растущих в сте-
пи? Как объяснить эти различия?
Работа 10. Сосущая сила клетки
Цель работы. Определить величину сосущей силы кле-
ток клубня картофеля.
Материалы и оборудование. Клубень картофеля, 1М
раствор хлорида натрия NaCl, пипетка на 10 мл с деле-
ниями, бумага фильтровальная, пробирки с пробками, нож,
пинцет, карандаш по стеклу, линейка, термометр комнат-
ный, штатив для пробирок.
Краткое теоретическое пояснение. Силу, с которой во-
да поступает в клетку, называют сосущей силой. Она оп-
ределяется разностью между осмотическим и тургорным
давлением (S=p—Т, где S — сосущая сила, р — осмоти-
ческое давление, Т — тургор).
Величина сосущей силы не является постоянной, опа
меняется в зависимости от насыщенности клетки водой.
При полной потере клеткой тургора сосущая сила будет
равна всей величине осмотического давления, а при пол-
ном насыщении клетки водой она будет равна нулю.
Сосущая сила имеет большое значение в жизни расте-
ний. Благодаря сосущей силе происходит поступление
воды в растение и передвижение ее из клетки в клетку.
Простейший метод определения сосущей силы осно-
ван на подборе раствора такой концентрации, сосущая
сила которого равна сосущей силе клеток. Определить
это можно следующим образом. При погружении полоски
исследуемой ткани, например картофеля, в раствор, сосу-
щая сила которого больше сосущей силы клеток, раствор
отнимает воду из клеток и размеры полоски уменьшают-
ся. Если сосущая сила клеток больше сосущей силы рас-
твора, то клетки всасывают воду и увеличиваются в
объеме. При равенстве сосущих сил клеток и раствора
размеры клеток остаются без изменений. Зная конценг-
21
рацию этого раствора, можно- определить его сосущую
силу по формуле S (раствора) = р; p — iCRT. Следователь-
но, S = tCRT.
Ход работы. Готовят 100 мл 1М раствора хлорида
натрия. Из этого исходного раствора готовят по 10 мл
растворов следующих концентраций: 0,8 М, 0,6 М, 0,4 М,
0,2М и вода. (Расчетная таблица для приготовления рас-
творов различной молярности приводится в работе 9.)
Растворы выливают в пробирки, пометив молярность. Из
клубня картофеля нарезают 10 одинаковых полосок раз-
мером 40X5X5 (мм). Тщательно измеряют длину всех
полосок, а данные измерений заносят в таблицу 4.
Таблица 4
Результаты опыта
Концентрация раствора (М) Длина полоски (см) Изменение длины полоски (см)
до погружения в раствор после погружения в раствор
0,8 0,6 0,4 0,2 Вода
В каждую пробирку помещают по две полоски карто-
феля. Через 20—30 мин после погружения полосок в
растворы их вынимают, обсушивают фильтровальной бу-
магой и снова измеряют. Результаты измерений заносят
в таблицу +
По полученным цифрам определяют концентрацию
раствора, сосущая сила которого равна сосущей силе кле-
ток клубня картофеля. Допустим, длина полоски не изме-
нилась в О,27Й растворе. Значит, этот раствор имеет
такую же сосущую силу, как клетки клубня картофеля.
Сосущую силу можно рассчитать по формуле S = iCR7\
т. е. 1,5-0,2-0,082-(273+23) =7,28 (атм)=728 (кПа).
Вывод. Сосущая сила клеток клубня картофеля со-
ставляет 728 кПа.
Контрольные вопросы. 1. Клетка находится в состоя-
нии полного насыщения водой. Осмотическое давление
22
клеточного сока равно 800 кПа. Чему равны сосущая
сила и тургорное давление этой клетки? 2. Две живые
клетки соприкасаются друг с другом. Куда пойдет вода,
если у первой- клетки осмотическое давление клеточного
сока равно 1000 кПа и тургорное давление равно
600 кПа, а у второй клетки соответствующие показатели
составляют 1500 и 1200 кПа? 3. Какие листья быстрее
завядают при почвенной засухе — верхние или нижние?
С чем это связано?
Работа 11. Оболочка клетки
Цель работы. Обнаружить клетчатку и лигнин в обо-
лочке растительной клетки.
Материалы и оборудование. Фиксированные отрезки
стебля льна, тыквы, незрелые плоды груши, черемухи,
рябины, 33-процентный раствор серной кислоты, серно-
кислый анилин, перманганат калия КМпО4, 1-процент-
ный раствор флороглюцина, аммиак, концентрированная
соляная кислота, 1-процентный раствор соляной кислоты,
раствор иода в иодиде калия (раствор Люголя), часовое
стекло, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Растительные клет-
ки в отличие от животных имеют целлюлозную оболочку.
Она является продуктом жизнедеятельности клетки. Обо-
лочка необходима для защиты клетки от механических
повреждений, проникновения микроорганизмов и т. д.
Оболочки клеток растений в молодом возрасте состо-
ят главным образом из лектина и клетчатки. С возрастом
оболочки утолщаются, пропитываются лигнином и одре-
весневают. Одревеснение характерно в основном для обо-
лочек клеток механической и проводящей тканей.
Клетчатку и лигнин можно обнаружить качественны-
ми цветными реакциями.
Ход работы. 1. Обнаружение клетчатки. Бе-
рут отрезки стебля льна, отделяют препаровальными иг-
лами лубйные волокна, представляющие собой удлинен-
ные клетки с утолщенной целлюлозной оболочкой (рис. 2),
друг от друга и помещают их на предметное стекло в
каплю раствора Люголя. Через 1—2 мин переносят лу-
бяные волокна на другое предметное стекло в каплю
ЙЗ-процеятного раствора серной кислоты и накрывают
23
д
Рис. 2. Лубяные волокна льна:
А — волокно; 5 — окончание волокна; В — оптическое
сечение волокна; Г — волокно с поверхности (штрихо-
ватость); Д — вид пучка волокон на поперечном срезе;
1 — полость клетки волокна; 2 — поры; 3 — оболочка
волокна.
покровным стеклом. Препарат рассматривают при малом
увеличении микроскопа. Волокна окрасились в синий
цвет, так как разбавленная серная кислота превращает
клетчатку в амилоид, который, как и крахмал, окраши-
вается иодом в синий цвет.
2. Обнаружение лигнина. Лигнин можно
обнаружить с помощью нескольких реактивов: перманга-
ната калия, раствора флороглюцина или сернокислого
анилина.
Готовят тонкий поперечный срез стебля взрослого
растения тыквы и помещают его на часовое стекло в
каплю раствора перманганата калия на 5 мин. По исте-
чении указанного времени срез промывают в воде, а за-
тем в 1-процентном растворе соляной кислоты в течение
2 мин. Срез переносят на предметное стекло в каплю
раствора аммиака, накрывают покровным и рассматрива-
ют препарат под микроскопом. Одревесневшие оболочки
окрашиваются в красный цвет.
При обнаружении лигнина 1-процентным раствором
флороглюцина микропрепарат помещают на предметное
стекло в каплю этого раствора, а затем наносят каплю
24
концентрированной (дымящей) соляной кислоты. Одре-
весневшие оболочки клеток окрашиваются в красный цвет.
В капле сернокислого анилина одревесневшие оболоч-
ки становятся лимонно-желтыми.
Рекомендуем обнаружить одревесневшие оболочки
клеток незрелых плодов груши, рябины или черемухи.
Для этого кусочек плода тщательно растирают и неболь-
шое количество растертой массы помещают на предметное
стекло в каплю одного из вышеуказанных реактивов.
< Вывод. Оболочки клеток стебля льна состоят из клет-
чатки, а клеточные оболочки стебля тыквы содержат
лигнин.
Контрольные вопросы. 1. Какими реактивами можно
обнаружить клетчатку, лигнин? 2. Какое значение в жиз-
ни растения имеет одревеснение оболочки клеток?
Работа 12. Кристаллические
включения в клетке
Цель работы. Обнаружить кристаллы оксалата кальция
в клетках чешуи лука и листьев алоэ.
Материалы и оборудование. Луковица репчатого лука,
лист алоэ, раствор глицерина, разбавленный водой в 10—
15 раз, пробирки, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. В клетках растений
в процессе их жизнедеятельности часто откладываются
различные кристаллы минеральных солей. Наиболее рас-
пространены кристаллы оксалата кальция и реже карбо-
ната кальция и кремнезема.
Кристаллы оксалата кальция возникают таким путем.
В процессе обмена веществ в клетках постоянно образу-
ется щавелевая кислота, которая в больших концентра-
циях токсична для протопласта. В то же время в клетки
поступают из почвы ионы кальция, избыток которых при
взаимодействии со щавелевой кислотой образует нераст-
воримый оксалат, безвредный для протопласта.
Ход работы. 1. Обнаружение кристаллов в
клетках сухих чешуй лука. Нарезают мелкими
кусочками наружные бурые чешуи лука и выдерживают
их в течение 5—7 суток в растворе глицерина, разбавлен-
ном в 10—15 раз водой, для удаления воздуха из мертвых
клеток. Воздух удаляется быстрее, если кусочки чешуи
прокипятить в таком же водном растворе глицерина.
25
3
4
5
6
Рис. 3. Кристаллы оксалата
кальция:
А — кристаллы в клетках сухой
чешуи лука; Б — друзы в клетках
черешка бегонии (на продольном
разрезе); В — рафиды в клетке
корневища купены; Г — одиноч-
ные рафиды клеточного сока лис-
та алоэ; 7, 2 — одиночный и крес-
тообразный кристаллы; 3—друзы;
4—цитоплазма; 5—хлоропласты;
6 — вакуоль.
Для исследования берут тонкий маленький кусочек че-
шуи и рассматривают его в капле глицерина под микро-
скопом. Клетки чешуи удлиненные, лишены живого со-
держимого. Во многих клетках видны продолговатые бес-
цветные блестящие призматические кристаллы оксалата
кальция. В некоторых клетках находятся крестообразные
сростки кристаллов (рис. 3).
2. Обнаружение кристаллов в листьях
алоэ. Из разрезанного листа алоэ выдавливают на пред-
метное стекло слизистый сок и рассматривают его при
малом увеличении микроскопа. В поле зрения видны тон-
чайшие игольчатые кристаллы, расположенные одиночно
или параллельными рядами по 3—5 и более штук вместе
(рис. 3).
Вывод. В клетках лука и алоэ присутствуют различной
формы кристаллы оксалата кальция.
Контрольные вопросы. 1. Каким образом в клетках об-
разуются кристаллы минеральных солей? 2. Какова фор-
ма кристаллов?
26
Работа 13. Запасные вещества
в клетке
Цель работы. Обнаружить крахмал в клубне картофе-
ля, белки в семени гороха, жиры в семянке подсолнеч-
ника.
Материалы и оборудование. Клубень картофеля, на-
бухшие семена гороха, семянки подсолнечника, 1-процент-
ный раствор иода в иодиде калия, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. В клетках различа-
ют три группы запасных веществ: углеводы, белки, жиры.
Широко распространенным запасным углеводом является
крахмал. Он откладывается в запас в виде крахмальных
зерен в незеленых органах растении (семенах, плодах,
корневищах, клубнях и пр.). Крахмальные зерна разных
видов растений различаются по форме и величине.
Жиры встречаются, главным образом, в семенах. Они
пропитывают цитоплазму, придавая ей характерный стек-
ловидный вид, или же встречаются в цитоплазме в виде
отдельных капель, сильно преломляющих свет и имеющих
голубовато-сероватую, иногда желтоватую окраску.
Запасные белки чаще всего накапливаются в клеточ-
ном соке формирующихся семян. При созревании семян
количество воды в вакуолях их клеток постепенно умень-
шается, а концентрация белка увеличивается за счет по-
ступления его из других органов растения. После высыха-
ния вакуолей на их месте остаются зернистые образова-
ния — алейроновые, или протеиновые, зерна. Окраска их
беловатая или почти бесцветная, форма округлая или уг-
ловатая.
Ход работы. 1. Обнаружение крахмала в
клубне картофеля. С кусочка клубня картофеля со-
скабливают немного мякоти на предметное стекло, добав-
ляют воды и растирают. Жидкость помутнеет. Получен-
ную мутную каплю накрывают покровным стеклом и рас-
сматривают под микроскопом. Видно множество белова-
тых зернышек различной величины и формы: крупные —
яйцевидной формы, более мелкие — почти овальные, а са-
мые мелкие — округлые. Типичные для картофеля —
крупные яйцевидные зерна с эксцентричной слоистостью.
Слоистость крахмального зерна образуется от неравно-
мерного пропитывания его водой.
27
Далее па предметное стекло рядом с покровным поме-
щают каплю раствора иода в иодиде калия. С противопо-
ложной стороны покровного стекла отсасывают воду по-
лоской фильтровальной бумаги. Раствор иода поступает
под покровное стекло и окрашивает зерна крахмала в си-
ний цвет.
2. Обнаружение белка в семени гороха.
С набухшего семени гороха снимают семенную кожуру и
лезвием безопасной бритвы делают тонкий срез любой
части семядоли. Срез помещают на предметное стекло в
каплю воды, к которой добавляют каплю раствора иода
в иодиде калия. Препарат накрывают покровным стек-
лом. При малом увеличении микроскопа находят тонкие
места среза и рассматривают клетку при большом увели-
чении. В полости клетки видны крупные синие крахмаль-
ные зерна, а в промежутках между ними находятся мно-
гочисленные мелкие простые протеиновые зерна, окра-
шенные иодом в золотисто-желтый цвет.
3. Обнаружение жира в семени подсол-
нечника. Семя из плода подсолнечника помещают на
чистый лист бумаги, надавливают каким-либо прессом.
По образовавшемуся жирному пятну судят о наличии
жира в клетках семядолей.
Вывод. В живых растительных клетках имеются за-
пасные питательные вещества: белки, жиры и углеводы.
Контрольные вопросы. 1. Какие запасные вещества
откладываются в растительных клетках? 2. В каком виде
они откладываются? 3. Каким реактивом можно обнару-
жить крахмал и белок в растении?
Работа 14. Выделение инвертазы
из дрожжей
и ферментативный
гидролиз сахарозы
Цель работы. Установить, что, под действием фермен-
та инвертазы (сахаразы) сахароза гидролизуется до вос-
станавливающих сахаров.
Материалы и оборудование. Дрожжи пекарские (прес-
сованные), 2-процентный раствор сахарозы, жидкость
Фелинга, кварцевый песок, фарфоровая ступка с пес-
тиком, пипетка на 10 мл, водяная баня, термометр, про-
28
бирки, воронка, фильтровальная бумага, штатив для
пробирок.
Краткое теоретическое пояснение. Под действием фер-
мента инвертазы в клетках растений происходит гидро-
литическое расщепление сахарозы на глюкозу и фрукто-
зу, вступающих далее в обменные процессы:
С12Н22О11+ Н2О—>СбН120б + С6Н12О6
Продукты гидролиза сахарозы можно обнаружить жидко-
стью Фелинга. Дпсахарид сахароза реакции с жидкостью
Фелинга не дает.
Фермент инвертаза содержится в клетках большинст-
ва растений,4 особенно много этого фермента в клетках
пекарских дрожжей.
Ход работы. 1. Получение инвертазы из
дрожжей. 5 г прессованных дрожжей помещают в
фарфоровую ступку, добавляют немного кварцевого пе-
ска, наливают 5 мл воды и тщательно растирают. Затем
приливают еще 15 мл теплой воды (40°С) и продолжают
растирание. Полученную жидкость фильтруют. В фильт-
рате содержится инвертаза.
2. Гидролиз сахарозы инвертазой. В две
пробирки наливают по 5 мл свежеприготовленного 2-про-
центного раствора сахарозы. Одну пробирку оставляют
для контроля, во вторую приливают 1 мл раствора инвер-
тазы. Обе пробирки помещают в водяную баню с темпе-
ратурой 40°С. Через 15—20 мин в обеих пробирках про-
водят реакцию с жидкостью Фелинга для обнаружения
восстанавливающих сахаров. В пробирке с инвертазой
выпадает красный осадок оксида меди (I).
Вывод. Фермент инвертаза гидролизует сахарозу до
восстанавливающих сахаров (глюкозы и фруктозы).
Контрольные вопросы. 1. До каких продуктов гидро-
лизуется сахароза под действием инвертазы? 2. Как
можно обнаружить продукты гидролиза сахарозы?
29
ТЕМА II. ВОДНЫЙ РЕЖИМ РАСТЕНИЙ
Работа 15. Анатомическое
строение листа
Цель работы. Ознакомиться с микроскопическим строе-
нием листа.
Материалы и оборудование. Натуральные листья плю-
ща обыкновенного или фиксированные в смеси 70-про-
центного раствора спирта и глицерина (3:1) листья плю-
ща, огурца, брусники, корковая пробка или сердцевина
бузины, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Основной частью
листа является листовая пластинка, в которой происхо-
дят необходимые для растений процессы — образование
органических веществ (фотосинтез) и испарение воды
(транспирация). В листовой пластинке развиты следую-
щие ткани: 1) ассимиляционная, в клетках которой про-
текает фотосинтез; 2) покровная, клетки которой защи-
щают лист от высыхания, регулируют испарение воды и
газообмен; 3) проводящая ткань, по клеткам которой
осуществляется передвижение растворов минеральных и
органических веществ; 4) механическая ткань, придаю-
щая листу прочность.
Ход работы. Лист огурца помещают между полосками
пробки или сердцевины бузины и готовят несколько тон-
ких поперечных срезов лезвием безопасной бритвы. Сре-
зы помещают на предметное стекло в каплю воды и, не
накрывая покровным, при малом увеличении микроскопа
выбирают самый тонкий срез, остальные удаляют. Срез
накрывают покровным стеклом и рассматривают строение
листа сначала при малом, затем при большом увеличении.
Сверху и снизу лист покрыт бесцветным однослойным
эпидермисом (кожицей), состоящим из тонкостенных
клеток с кутикулой. Клетки живые, с мелкозернистой
вакуолизированной цитоплазмой и ядром. В эпидермисе
нижней стороны листовой пластинки имеются устьица.
Под эпидермисом верхней стороны листа находится плот-
ная ткань, состоящая из клеток, вытянутых перпендику-
лярно к эпидермису. Это столбчатая паренхима, являю-
щаяся ассимиляционной тканью листа. Клетки столбча-
той паренхимы узкие, с тонкими целлюлозными оболоч-
ками, богаты хлоропластами. Под столбчатой паренхимой
30
Рис. 4. Схема микроскопического строения листа огурца:
1 — кутикула; 2 — эпидермис; 3 — хлоропласты; 4 — цитоплазма;
5 — столбчатая паренхима; 6 — губчатая паренхима; 7 — механи-
ческая ткань; 8 — устьице; 9 — волоски; 10 — древесинная часть
проводящего пучка; 11 — лубяная часть проводящего пучка; 12 —
межклетные пространства.
в листе располагается губчатая паренхима, граничащая с
нижним эпидермисом. Широкие, неправильного очерта-
ния клетки этой ткани соединены неплотно, между клет-
ками имеются межклетные пространства. Жилка (прово-
дящий пучок) листа образована лубом и древесиной.
В древесине пучка находятся сосуды и древесная парен-
хима. В лубяной части пучка имеются тонкостенные си-
товидные трубки с сопровождающими клетками и лубя-
ная паренхима. Над главной жилкой под верхним эпидер-
мисом располагаются плотные толстостенные волокна,
под жилкой — механическая ткань и паренхимные клетки
(рис. 4).
Выводы. 1. Листовая пластинка сверху и снизу покры-
та эпидермисом. 2. В мякоти листа различают столбчатую
и губчатую ткани. 3. Жилки (проводящие пучки) состоят
из луба и древесины.
Контрольные вопросы. 1. На какой стороне листа на-
ходятся устьица? 2. В какой ткани происходит фотосин-
84
тез? 3. Какую функцию выполняют жилки в листе?
4. Какими клетками образованы губчатая и столбчатая
ткани?
Работа 16. Строение и механизм
открывания и закрывания
устьиц
Цель работы. Изучить строение устьиц и пронаблю-
дать за их открыванием и закрыванием.
Материалы и оборудование. Листья традесканции вир-
гинской, раствор глицерина, разбавленный водой в 5 раз,
микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Устьице состоит
из двух специализированных клеток эпидермиса, назы-
ваемых замыкающими, между которыми находится усть-
ичная щель. В отличие от других клеток эпидермиса за-
мыкающие клетки устьичного аппарата имеют бобовид-
ную форму, содержат хлоропласты. Устьица регулируют
газо- и водообмен в растении благодаря тому, что обла-
дают способностью периодически открываться и закры-
ваться. Если тургор в замыкающих клетках увеличивает-
ся, то устьице открывается, с уменьшением тургора
устьице закрывается.
Ход работы. 1. Изучение строения устьи-
ца. С нижней стороны листа традесканции снимают ко-
жицу, помещают ее на предметное стекло в каплю воды
и накрывают покровным стеклом. При малом и большом
увеличении микроскопа рассматривают строение устьица
(рис. 5). Замыкающие клетки устьица имеют бобовидную
форму и содержат цитоплазму, ядро с ядрышком, хлоро-
пласты, небольшие вакуоли. Оболочки замыкающих кле-
ток утолщены неравномерно: оболочка внутренней, сто-
роны, обращенная к щели, толще, чем противоположная.
2. Наблюдение открывания и закрывания
устьица. С нижней стороны листа традесканции сни-
мают кожицу, помещают ее на предметное стекло в кап-
лю раствора глицерина, разбавленного водой в 5 раз.
Далее наблюдают под микроскопом за появлением плаз-
молиза. Раствор глицерина вызывает плазмолиз в замы-
кающих клетках устьица, тургор в них уменьшается и
устьице закрывается. Через 15—20 мин глицерин прони-
кает внутрь замыкающих клеток, отчего осмотическое
32
Рис. 5. Устьица листа традесканции:
А — микроскопическое строение устьица; Б — устьице откры гое;
Z? —устьице закрытое; 1 — оболочка околоустьичной клетки; 2 —
замыкающие клетки устьица с хлоропласгами; 3 — ядро с ядрыш-
ком; 4 — устьичная щель; 5 — цитоплазма; 6 — вакуоль; 7 — лей-
копласты.
давление и сосущая сила в них возрастают. Вода из окру-
жающего раствора поступает в замыкающие клетки
устьица. Тургор в них увеличивается и устьице откры-
вается. Для ускорения этого процесса фильтровальной
бумагой отсасывают глицерин и добавляют воду.
Выводы. 1. Устьице состоит из двух особых замыкаю-
щих клеток, содержащих хлоропласты и образующих
устьичную щель. 2. Устьица способны открываться и
закрываться при изменении тургора в замыкающих
клетках.
Контрольные вопросы. 1. Каковы особенности строе-
ния замыкающих клеток устьица? 2. Какова роль устьиц
в жизни растения?
Работа 17. Определение состояния
устьиц методом
инфильтрации
Цель работы. Установить степень открытости устьиц
с помощью абсолютного спирта, бензола, ксилола.
3 Заказ 7825
33
Материалы и оборудование. Примула, пеларгония,
традесканция, абсолютный спирт, бензол, ксилол, стек-
лянная палочка.
Краткое теоретическое пояснение. Определение со-
стояния устьиц методом инфильтрации основано на спо-
собности жидкостей, смачивающих клеточные оболочки,
проникать в силу капиллярности через открытые устьич-
ные щели в ближайшие межклетники и вытеснять из них
воздух. Разные жидкости способны проникать в устьич-
ные щели, открытые в различной степени: ксилол легко
проникает через слабо открытые устьица, бензол — через
полуоткрытые устьица, спирт способен проникать только
через широко открытые устьица.
О проникновении жидкости в межклетники судят по
появлению на листе прозрачных пятен. Если жидкость,
нанесенная на поверхность листа, испарилась и пятен не
оставила, значит она не прошла в межклетники.
Ход работы. Для исследования в зимнее время удобно
использовать комнатные растения — примулу, пеларго-
нию, традесканцию.
На нижнюю сторону листа наносят стеклянной палоч-
кой поочередно на соседние участки спирт, бензол, кси-
лол. Лист удерживают в горизонтальном положении до
полного исчезновения капель, которые могут либо испа-
риться, либо проникнуть внутрь листа. Рассматривают
лист на свет. Результаты наблюдений записывают в таб-
лицу 5. Появление прозрачного пятна, свидетельствую-
щее о проникновении жидкости внутрь листа, отмечают
знаком «+», а отсутствие пятна — знаком «—».
Таблица 5
Проникновение легкоподвижных жидкостей
через устьица в межклетники листа
Растения Прозрачное пятно от Состояние устьиц Условия опыта
спирта бензола ксилола
Рекомендуем провести сравнение степени открытости
устьиц листьев различных растений; листьев одного и
того же растения, ио в разное время — утром, в середине
34
дня и вечером; листьев растений, выдержанных в раз-
личных условиях водоснабжения и освещения.
Вывод. Появление на листе прозрачного пятна от
спирта указывает на широко открытые устьица; пятна от
бензина — на полуоткрытые устьица; пятна от ксилола —
на слабо открытые устьица.
Контрольные вопросы. 1. Как определить степень от-
крытости устьиц? 2. Почему на листе появляется про-
зрачное пятно от проникновения указанных выше жидко-
стей? 3. Чем объяснить, что в слабо открытые устьица
проникает лишь ксилол?
Работа 18. Устьичная и кутикулярная
транспирация
Цель работы. Сравнить интенсивность транспирации
верхней и нижней сторон листа.
Материалы и оборудование. Гортензия, бальзамин,
фуксия, традесканция, полоски хлоркобальтовой бумаги
(см. приложение) в стеклянной банке с притертой проб-
кой, пинцет, предметные стекла, деревянный зажим или
резиновое кольцо, часы, электроплитка.
Краткое теоретическое пояснение. Транспирация осу-
ществляется через устьица, расположенные преимущест-
венно на нижней стороне листа (устьичная транспира-
ция), и через клетки кожицы верхней поверхности листа,
покрытые кутикулой (кутикулярная транспирация). Ин-
тенсивность устьичной и кутикулярной транспирации
различна.
Хлоркобальтовым методом можно сравнить транспи-
рацию верхней и нижней сторон листа. Метод основан на
свойстве безводного хлорида кобальта изменять окраску
при поглощении водяных паров. Фильтровальная бумага,
пропитанная 5-процентным раствором хлорида кобальта,
а затем высушенная, имеет голубой цвет, при поглощении
паров воды она розовеет. Если прижать к листу предва-
рительно высушенную полоску хлоркобальтовой бумаги,
то она, поглощая выделяющиеся в процессе транспира-
ции водяные пары, из голубой (цвет СоСЬ) станет розо-
вой (цвет СоСЬ-бНгО). По скорости порозовения фильт-
ровальной бумаги можно приблизительно судить об ин-
тенсивности транспирации.
3*
35
Ход работы. К верхней и нижней сторонам листа (не
отделяя лист от растения) бальзамина или гортензии
прикладывают сухие полоски хлоркобальтовой бумаги
голубого цвета (банку с бумагой держать закрытой и
брать бумагу пинцетом). Чтобы устранить действие па
хлоркобальтовую бумагу влажности окружающего возду-
ха, лист с наложенной на него бумагой осторожно зажи-
мают между двумя предметными стеклами с помощью '
деревянного зажима или резинового кольца.
Через несколько минут наблюдают порозовение бума-
ги на обеих сторонах листа. По скорости порозовеппя
бумаги судят о соотношении устьичной, и кутикулярной
транспирации.
По окончании опыта готовят микропрепараты верхне-
го и нижнего эпидермиса листа и подсчитывают количе-
ство устьиц в поле зрения микроскопа. Сопоставляют по-
лученные величины со скоростью испарения воды с разных
сторон листа.
Выводы. 1. Различают транспирацию устьичную и ку-
тикулярную. 2. Испарение воды с верхней поверхности
листа незначительное, так как она покрыта кутикулой, а
устьиц очень мало. 3. С нижней поверхности листа, имею-
щей много устьиц и очень тонкую кутикулу, испарение
идет более интенсивно.
Контрольные вопросы. 1. Какие виды транспирации
вы знаете? 2. С какой поверхности листа испаряется
больше воды и почему? 3. На каком опыте можно убе-
диться в наличии устьичной и кутикулярной транспира-
ции?
Работа 19. Значение кутикулы
и пробки в защите
растений от испарения
Цель работы. Выяснить роль кутикулы и пробки при
испарении воды с поверхности плодов и клубней.
Материалы и оборудование. Два свежих яблока и два
клубня картофеля, весы с разновесами до 0,5 кг, нож,
тарелки.
Краткое теоретическое пояснение. Листья, стебли тра-
вянистых и однолетние побеги древесных растений по-
крыты эпидермисом. На наружной поверхности эпидер-
мальных клеток находится слой кутикулы, очень мало
36
проницаемой для воды. На стеблях многолетних растении
под эпидермисом формируется многослойная пробка. Обо-
лочки клеток пробки пропитаны суберином (пробковым
веществом). Клетки пробки отмирают и не пропускают
воду.
Для выяснения защитной роли кутикулы и пробки
можно взять клубни картофеля, покрытые пробковой
тканью, и яблоки, покрытые кутикулой, и провести сле-
дующий опыт.
Ход работы. Берут два одинаковых клубня картофеля
и два яблока. По одному из них очищают, т. е. снимают
слой покровной ткани. Затем очищенные и неочищенные
клубни и яблоки взвешивают раздельно с точностью до
0,1 г и полученные данные заносят в таблицу 6.
Таблица 6
Испарение воды с поверхности органа
Исследуемый объект Масса (?) Потеря воды (О
до опыта через 24 ч через 48 ч через 72 ч
Очищенный клубень Неочищенный клубень Очищенное яблоко Неочищенное яблоко
Клубни и яблоки оставляют лежать на воздухе в
одинаковых условиях. (Можно с помощью вентилято-
ра создать ветер и усилить испарение.) Наблюдепие
ведут в течение трех суток и ежедневно производят
взвешивание.
Данные взвешиваний заносят в таблицу 6. По резуль-
татам опыта вычерчивают график.
Вывод. Пробковая ткань и кутикула защищают орга-
ны растений от испарения воды.
Контрольные вопросы. 1. Какова роль кутикулы и
пробки в жизни растений? 2. Какая из покровных тканей
в большей степени задерживает испарение воды и по-
чему?
37
Работа 20. Анатомическое
строение корня
Цель работы. Ознакомиться с микроскопическим строе-
нием корпя.
Материалы и оборудование. Гербарные экземпляры
ириса и тыквы или их фиксированные корни (лучше
использовать свежие корни луковицы, заранее пророщен-
ной в стакане с водой, и корни проростков тыквы; можно
использовать готовые микропрепараты), сернокислый
анилин или флороглюцин и концентрированная соляная
кислота, сердцевина бузины или бутылочная пробка, мик-
роскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Корень выполняет
ряд очень важных функций: укрепляет растение в почве,
всасывает воду и подает ее в стебель и листья, поглощает
из почвы растворы минеральных веществ, которые разно-
сятся вместе с водой по всему растению; в корнях про-
исходит образование и накопление некоторых органиче-
ских веществ, синтез многих аминокислот, без которых
невозможны нормальный рост и развитие растений, и др.
Ход работы. Для ознакомления с первичным строени-
ем корня берут корни однодольных растений ириса или
лука.
Корень ириса зажимают в желобке между пластинка-
ми бутылочной пробки или в сердцевине бузины и изго-
тавливают лезвием безопасной бритвы несколько тонких
поперечных срезов. Из самых тонких срезов готовят пре-
парат, т. е. срез помещают на предметное стекло в каплю
сернокислого анилина и накрывают покровным стеклом.
При рассматривании препарата в микроскоп (сначала
при малом, а затем и большом увеличении) видны широ-
кая первичная кора и относительно узкий круг в цент-
ре — осевой, или центральный, цилиндр.
На периферии первичной коры видны опробковевшие
плотно лежащие клетки, несколько вытянутые в радиаль-
ном направлении. Они выполняют роль покровной ткани.
Волосконосный слой клеток разрушился. В клетках пер-
вичной коры содержатся запасные питательные вещества.
На границе с центральным цилиндром расположены в
один ряд плотно сомкнутые мертвые клетки эндодермы с
утолщенными, одревесневшими оболочками, выполняющие
опорную функцию. Однако некоторые клетки эндодермы,
38
расположенные напротив сосудов осевого цилиндра, оста-
ются живыми, они имеют тонкие неодревесневшие обо-
лочки. Эти клетки называются пропускными, так как они
пропускают ток воды в сосуды.
Центральный цилиндр начинается образовательной
тканыо, состоящей из мелких, с тонкими оболочками кле-
ток, способных делиться и образовывать боковые корни.
Среди паренхимных клеток осевого цилиндра располага-
ется сложный радиальный проводящий пучок. Он состоит
из участков лубяной и древесинной ткани, располагаю-
щихся поочередно по радиусам. По сосудам древесинной
части пучка передвигаются вода с минеральными вещест-
вами, а по ситовидным трубкам луба — растворы органи-
ческих веществ.
Сердцевина занимает самый центр осевого цилиндра.
Часто клетки сердцевины имеют утолщенные оболочки и
выполняют опорную функцию, оказывая сопротивление
на разрыв в случае вытягивания корня из почвы. У не-
которых растений она выполняет роль вместилища запас-
ных питательных веществ (рис. 6).
У двудольных растений подобное строение свойствен-
но только самой молодой части корня. Например, в корне
тыквы вскоре происходят изменения, приводящие к вто-
ричному строению. При этом в осевом цилиндре образу-
ется' образовательная ткань — камбий. Клетки камбия
делятся и увеличивают лубяную и древесинную части
пучка.
В древесинной части пучка (ксилеме) клетки камбия
образуют тонкостенную паренхиму, крупные сосуды, во-
локна механической ткани с утолщенными, одревесневши-
ми оболочками. (При действии на препарат раствора
флороглюцина с крепкой соляной кислотой стенки сосу-
дов и волокон окрашиваются в красный цвет, а от дейст-
вия сернокислого анилина — в желтый.) В лубяной части
пучка (флоэме) камбий образует крупные ситовидные
трубки с клетками-спутницами и лубяную паренхиму.
Первичная кора (при вторичном строении корня)
слущивается, так как на границе осевого цилиндра обра-
зуется покровная ткань —пробка (рис. 7).
Вывод. Корень однодольных и двудольных растений в
зоне всасывания состоит из трех частей: покровной тка-
ни, коры и центрального цилиндра с радиальным пучком.
На корнях двудольных растений выше зоны всасывания
39
1
3<
1
2
Рис 6 СХема микРоскопического строения корня однодольного
* ’ растения ириса (первичное строение):
1 — копневь16 волоски; 2 — кожица; 3 — паренхима первичной ко-
1 • 1 4^- центральный цилиндр; 5 — эндодерма; 6 — пропускные
Рь1; 7 —клетки, образующие боковые корни; S —сосуды дре-
К^еТнной части проводящего пучка; 9 — ситовидные трубки лубя-
части проводящего пучка; 10 — паренхима центрального ци-
нои липдра; 11 — сердцевина.
Рис. 7. Схема микроскопического строения корня двудольного ра-
стения тыквы (вторичное строение):
А — вторичная покровная ткань (с периферии — пробка); —• цен-
тральный цилиндр; 1—пробка; 2 — пробковый камбий; 5 —парен-
химные клетки; 4 — ситовидные трубки и паренхима лубяной час-
ти проводящего пучка; 5 — камбий; 6 — волокна механической тка-
ни; 7 — сосуды и паренхима древесинной части проводящего пучка;
8 — сердцевинный луч.
формируется вторичная анатомическая структура за счет
работы пучкового и пробкового камбия.
Контрольные вопросы. 1. По какихМ тканям передви-
гаются вода и минеральные соли, по каким — органиче-
ские’вещества? 2. Какова роль образовательных тканей в
корне? 3. Какую функцию выполняют клетки первичной
коры?
Работа 21. Корневое давление.
Цель работы. Убедиться, что корень без помощи ли-
стьев может нагнетать воду в стебель.
Материалы и оборудование. Фуксия, пеларгония, се-
мена подсолнечника, глиняный горшок с почвой, стеклян-
41
ная трубка длиной 12—15 см, резиновая трубочка (по
диаметру чуть меньше стеклянной) длиной 4—5 см,
ножницы, карандаш по стеклу, кипяченая холодная вода.
Краткое теоретическое пояснение. Корень всасывает
из почвы воду. Условием поступления воды в корень яв-
ляется превышение сосущей силы клеток корня над сосу-
щей силой почвенного раствора. Сосущая сила в клетках
корпя возникает вследствие испарения воды листьями.
Однако корень может поглощать воду и подавать ее в
стебель растения и без участия листьев. Сила, с которой
корень нагнетает воду в стебель, называется корневым
давлением. В связи с этим корень принято считать ниж-
ним концевым двигателем водного тока в отличие от
верхнего — транспирирующих листьев. Корневое давление
имеет особенно большое значение весной. Растения в это
время не имеют листьев и поднятие воды по растению
идет только за счет работы корня. Ночью, когда транспи-
рация очень незначительна, восстановление водного де-
фицита, возникающего днем, происходит также за счет
корневого давления.
В летнее время для наблюдения за корневым давлени-
ем можно использовать следующие растения: подсолнеч-
ник, картофель, томат, фасоль, тыкву и др. Опыт удается
лучше, если растения не достигли фазы цветения. В зим-
нее время в комнатных условиях можно использовать
фуксию, пеларгонию и другие растения.
Растения, предназначенные для опыта, необходимо
обильно полить накануне и во время опыта.
Ход работы. Ножницами срезают надземную часть
растения на уровне 3—4 см от земли. Соответственно
толщине стебля подбирают стеклянную .трубку длиной
12—15 см. На один конец трубки надевают резиновую
трубочку длиной 4—5 см. На оставшийся от стебля пенек
плотно натягивают свободный конец резиновой трубки;
при этом стеклянная трубка становится как бы продол-
жением стебля. В стеклянную трубку наливают кипяче-
ной холодной воды и отмечают первоначальный уровень
восковым карандашом. Через 30—50 мин жидкость 'в
трубке поднимется.
Рекомендуем повторить этот опыт дома, но упрощен-
ным методом. Для этого в цветочном горшке выращива-
ют из семян подсолнечника растения до фазы разверты-
вания настоящего листа. За 20 мин до опыта растения
42
обильно поливают теплой водой, затем срезают стебли с
листьями, оставляя на поверхности почвы небольшие пе-
нечки. После этого наблюдают, как из пенечков выделя-
ются капельки воды, которые стекают вниз.
Вывод. Корень, всасывая воду из почвы, подает ее в
стебель.
Контрольные вопросы. 1. Почему вода из почвы посту-
пает в корень растения? 2. Что такое корневое давление
и каково его значение в жизни растений?
Работа 22. Явление гуттации
Цель работы. Пронаблюдать выделение проростками
пшеницы или овса капельножидкой воды.
Материалы и оборудование. Проростки пшеницы или
овса, глиняный горшок с почвой, химический стакан.
Краткое теоретическое пояснение. Гуттация (от лат.
слова «гутта» — капля) — выделение листьями растений
капельножидкой воды. Гуттация наблюдается в тех слу-
чаях, когда количество нагнетаемой корнями воды превы-
шает количество воды, испаряемой листьями. Выделение
растениями капельножидкой воды происходит в том
случае, если воздух насыщен водяными парами и в почве
достаточно влаги.
Опыт готовят заранее. За 10—12 дней до опыта в
горшок с почвой высевают семена (зерновки) пшеницы и
ставят его в теплое место на свет. Почву умеренно поли-
вают.
Ход работы. Перед опытом проростки пшеницы поли-
вают теплой водой. По истечении 5—10 мин часть расте-
ний накрывают химическим стаканом. Воздух под стаканом
постепенно насыщается водяными парами как выде-
ляемыми растениями, так и поднимающимися с поверх-
ности почвы. Транспирация снижается до минимума, ко-
рень за счет силы корневого давления поднимает воду в
надземную часть растения, и на кончиках листьев появ-
ляются капельки воды.
Вывод. Выделение капельножидкой воды на листьях
проростков пшеницы свидетельствует о наличии корнево-
го давления.
Контрольные вопросы. 1. Что такое гуттация? 2. Через
какие органы растения выделяется капельножидкая вода?
3. При каких условиях наблюдается процесс гуттацип?
43
Работа 23. Анатомическое
строение стебля
Цель работы. Ознакомиться с микроскопическим
строением стеблей одно- и двудольных растений.
Материалы и оборудование. Молодые растения (па
фазе пары настоящих листьев) кукурузы и подсолнечни-
ка, двулетние побеги березы или липы (гербарные пли
фиксированные), сернокислый анилин или флороглюцин
и концентрированная соляная кислота, раствор пода в
иодиде калия, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Стебель выполняет
ряд очень важных функций: увеличивает поверхность
растения путем ветвления и образования листьев; служит
посредником в передвижении питательных веществ меж-
ду корнями и листьями; в нем откладываются в запас
питательные вещества; служит для защиты (стеблевые
колючки), лазанья (стеблевые усики), вегетативного раз-
множения и т. д.
Ход работы. 1. Изучение строения стебля
подсолнечника. Лезвием безопасной бритвы готовят
тонкий поперечный срез стебля подсолнечника, помещают
его на предметное стекло, обрабатывают реактивом на
одревеснение (см. работу 20), накрывают покровным
стеклом и рассматривают под микроскопом. На препарате
отыскивают три части: а) покровную ткань — кожицу,
или эпидермис; б) первичную кору; в) Осевой, или цент-
ральный, цилиндр (рис. 8).
Эпидермис состоит из живых, плотно сомкнутых па-
ренхимных клеток с редкими волосками. Оболочки клеток
с наружной стороны кутинизированы.
Первичная кора начинается 2—3 рядами клеток меха-
нической ткани с утолщенными и неокрашенными обо-
лочками; за нею располагаются тонкостенные паренхимные
клетки, в которых откладываются запасные питатель-
ные вещества. На границе с осевым цилиндром нахо-
дится один ряд клеток с крахмальными зернами, которые
синеют при обработке раствором иода в иодиде калия.
Центральный цилиндр составляют проводящие пучки,
расположенные по кругу, и паренхимные клетки, обра-
зующие сердцевину и сердцевинные лучи. Такой тип осе-
вого цилиндра именуется пучковым. Пучки состоят из
сложных тканей: ксилемы (древесинная часть пучка) и
44
1
Рис. 8. Схема микроскопического строения стебля подсолнечника
(вторичное строение):
Л—общая схема поперечного разреза; Б — часть среза при боль-
шом увеличении; 1 — эпидермис с волосками; 2,6 — механическая
ткань; 3 — паренхимные клетки коры; 4 — первичная кора; 5 —
клетки с крахмальными зерпами; 7 — лубяная часть проводящего
пучка; 8 —- древесинная часть проводящего пучка; 9 — камбий;
10 — сердцевинный луч; 11 — сердцевина; 12 — центральный ци-
линдр.
флоэмы (лубяная часть пучка). Между флоэмой и ксиле-
мой находится образовательная ткань — камбий. Пучки,
содержащие камбий, называются открытыми.
В состав древесинной части пучка входят сосуды, по
которым передвигается вода с растворенными минераль-
ными солями; клетки механической ткани с утолщенными
оболочками и паренхимные клетки с тонкими оболочка-
ми. Клетки механической ткани и сосудов под действием
флороглюцина с соляной кислотой окрашиваются в крас-
ный цвет (от сернокислого анилина —в желтый).
В лубяной части пучка находятся ситовидные трубки
с сопровождающими клетками и лубяная паренхима. По
ситовидным трубкам передвигаются растворы органиче-
ских веществ.
Клетки пучкового камбия делятся и образуют клетки
флоэмы и ксилемы. Пучок, таким образом, увеличивается
в размерах, что приводит к утолщению стебля.
Между пучками закладывается межпучковый камбий,
клетки которого, делясь, образуют клетки нового пучка и
паренхиму между ними (сердцевинные лучи).
2. Изучение строения стебля березы.
Делают тонкий срез двулетней ветки березы и рассмат-
ривают его под микроскопом. В отличие от стебля под-
солнечника стебель березы имеет непучковый тип строе-
ния. С поверхности он покрыт пробкой. Первичная кора
представлена несколькими рядами паренхимных клеток,
а с возрастом она входит в состав сложной покровной
ткани — корки.
В центре осевого цилиндра находится сердцевина. Сна-
ружи от нее сплошным кольцом располагается древесина
(ксилема). Она состоит из сосудов, механической ткани,
узких полосок паренхимы сердцевинных лучей и образу-
ется деятельностью камбия. В весенней древесине откла-
дывается больше сосудов, а в осенней — механических
клеток, от этого на срезе резко выделяются годичные
кольца. К периферии от камбия располагается луб (фло-
эма). В нем находятся ситовидные трубки с сопровож-
дающими клетками, лубяные волокна и паренхима
(рис. 9).
3. Изучение строения стебля кукурузы.
Делают тонкий поперечный срез стебля кукурузы и об-
рабатывают его реактивом на одревеснение. При рас-
сматривании среза невооруженным глазом под кожицей
46
Рис. 9. Схема
микроскопического строения стебля березы (попе-
речный срез):
(ксилема); 11 - весенняя древесина; 12 — осенняя древесине,
' сердцевина. 47
Рис. 10. Схема микроскопического строения стебля кукурузы:
А — поперечный срез при малом увеличении; Б — закрытый про-
водящий пучок при большом увеличении; 7 — кожица; 2,3—ме-
ханическая ткань по периферии стебля и вокруг пучка; 4 —пучки;
5 — сосуды; 6 — воздушная полость; 7 — паренхима; 8 — ситовид-
ные трубкп.
видно плотное кольцо клеток механической ткани, а во
внутренней части видны проводящие пучки, разбросанные
среди клеток паренхимы. Затем срез помещают на пред-
метное стекло в каплю воды, накрывают покровным стек-
лом и рассматривают под микроскопом. Проводящие пуч-
ки закрытые, так как в них нет камбия, редуцирована
кора. Стебель состоит из покровной ткапи и центрально-
го цилиндра (рис. 10).
Вывод. Стебли разных растений имеют различное
строение.
Контрольные вопросы. 1. Чем отличается анатомиче-
ское строение стебля подсолнечника от строения стебля
кукурузы? 2. Каково анатомическое строение стебля бе-
резы? 3. Чем отличается анатомическое строение стебля
подсолнечника от строения стебля березы? 4. В какой
части стебля находятся сосуды и ситовидные трубки?
5. Как образуется годичное кольцо? 6. По каким клеткам
48
стебля передвигается вода с растворенными в ней мине-
ральными солями, по каким — растворы органических
веществ?
Работа 24. Присасывающее действие
листьев
Цель работы. Убедиться, что передвижение воды по
стеблю может идти за счет транспирации.
Материалы и оборудование. Ветка сосны, пихты или
ели, толстостенная стекляпная трубка длиной около 30 см,
красные чернила, стакан, высокий металлический штатив
с лапками и муфтами, каучуковая пробка по диаметру
стеклянной трубки, нож, линейка, кипяченая вода.
Краткое теоретическое пояснение. Живые клетки ли-
ста, испаряя воду, развивают сосущую силу, способную
насасывать воду из сосудов листа и стебля. Чем быстрее
испаряется вода, тем больше сосущая сила клеток листа.
Испаряющие воду листья являются верхним концевым
двигателем водного тока в растении.
Ход работы. Для опыта берут большую ветку сосны,
пихты или ели. Конец ветки очищают до камбия и под-
резают под водой. Гладким концом ветку вставляют в
небольшое отверстие каучуковой пробки (стебель должен
быть плотно прижат к пробке). Пробку с веткой плотно
вставляют в верхний конец стеклянной толстостенной
трубки и, перевернув ее, заполняют кипяченой теплова-
той водой (она не содержит растворенных газов). После
того как уровень воды в трубке (вследствие всасывания
воды веткой) опустится приблизительно на 0,5 см, отвер-
стие трубки зажимают пальцем, прибор перевертывают и
нижний конец трубки опускают в стакан с подкрашенной
водой. Прибор укрепляют в зажиме штатива. Через 20—
30 мин наблюдают, как в трубке постепенно поднимается
подкрашенная вода. Это наблюдение облегчается тем, что
находящийся в трубке тонкий слой воздуха отделяет бес-
цветную воду от подкрашенной.
Вывод. Передвижение в стебле воды происходит вслед-
ствие присасывающего действия испаряющих листьев.
Контрольные вопросы. 1. Каков механизм действия
верхнего концевого двигателя водного тока в растении?
2. Почему подкрашенная вода поднимается по трубке?
3. Если листья не распустились, то какой концевой дви-
гатель водного тока действует в растении?
4 Заказ 7825
49
Работа 25. Поднятие воды
в растении по сосудам
Цель работы. Установить, что вода передвигается по
сосудам стебля.
Материалы и оборудование. Ветка бальзамина, нож,
стакан, 1-процентный раствор эозина или красные чер-
нила.
Краткое теоретическое пояснение. Удобным объектом
для наблюдения за поднятием воды по стеблю являются
веточки комнатного растения бальзамина, так как сте-
бель его прозрачен и сосуды легко просматриваются в
проходящем свете. Проследить за поднятием воды по
стеблю можно, используя подкрашенную воду.
Ход работы. Побег бальзамина подрезают под водой,
ставят в сосуд с подкрашенной водой и выставляют на
свет для увеличения транспирации и, следовательно, для
ускорения передвижения воды по стеблю. За передвиже-
нием раствора краски по сосудам в прозрачных стеблях
и листьях бальзамина наблюдают, не делая срезов. Затем
готовят срезы различных участков стебля и рассматрива-
ют их под микроскопом. Выясняют, какая часть прово-
дящего пучка окрашена.
Вывод. Поднятие воды в растении идет по сосудам
стебля.
Контрольные вопросы. 1. Прежде чем поставить букет
цветов в воду, подрезают стебли под водой. Зачем? 2. По
каким клеткам передвигается вода в растении?
ТЕМА III. МИНЕРАЛЬНОЕ ПИТАНИЕ
РАСТЕНИЙ
Работа 26. Микрохимический анализ
золы растения
Цель работы. Обнаружить, что в золе растений содер-
жатся различные минеральные элементы.
Материалы и оборудование. Зола древесная, 10-про-
центный раствор соляной кислоты, 1 н. раствор нитрита
патрпя-свинца-меди (2:1:1) Na2Pb[Cu(NO2)e], 1-процент-»
пый раствор серной кислоты, 1-процентпый раствор гидро-
50
фосфата натрия Na2HPO4, аммиак, 1-процентный раствор
гексацианоферрата (II) калия K4[Fe(CN)e], спиртовка,
микроскоп, воронка, пробирки, штатив для пробирок.
Краткое теоретическое пояснение. Элементы мине-
рального питания, необходимые для нормальной жизне-
деятельности растений, находятся в составе органических
соединений и в виде неорганических ионов. При сжига-
нии растительных тканей (органов) углерод, водород,
кислород, азот улетучиваются в виде углекислого газа,
воды, оксида азота (II) и остается несгораемая часть —
зола. С помощью микрохимического анализа в ней мож-
но обнаружить ряд химических элементов. В основе мик-
рохимического анализа лежит способность некоторых
солей при, взаимодействии с определенными реактивами
давать кристаллы характерной формы.
Ход работы. Для опыта готовят солянокислую вытяж-
ку золы. Для этого в пробирку насыпают около 1 см3
'древесной золы и приливают 3 мл 10-процентного раство-
ра соляной кислоты. Раствор фильтруют в пробирку и,
пользуясь качественными реакциями, проводят опреде-
ление в фильтрате следующих элементов: К, Са, Mg, Fe.
1. Обнаружение калия. Для обнаружения ка-
лия используют раствор комплексной соли нитрита нат-
рия-свинца-меди (2:1:1) Na2₽b[Cu(NO2)6]. На чистое,
сухое предметное стекло помещают каплю солянокислой
зольной вытяжки, подсушивают на спиртовке и на высох-
шую каплю наносят реактив на калий. Идет реакция:
Na2Pb [Си (NO2) 6] + 2КС1—>К2РЬ [Си (NO2) 6] + 2NaCl
В результате реакции образуется нитрит калия-свинца-
меди, который постепенно кристаллизуется в виде свип-
цово-черных кристаллов (рис. И). Кристаллы рассматри-
вают под микроскопом и зарисовывают.
2. Обнаружение кальция. Для обнаружения
кальция используют 1-процентный раствор серной кисло-
ты. Каплю испытуемого раствора — солянокислой золь-
ной вытяжки помещают на предметное стекло и на рас-
стоянии 3—5 мм от нее наносят каплю реактива на кальций.
Затем чистым стеклянным капилляром или препаро-
вальной иглой капельки соединяют тонким дугообразным
канальцем. В месте соединения произойдет реакция:
СаС12 4" H2SO4—>-CaSO4 | 4* 2НС1
4*
51
3
Рис. И. Кристаллы под микроскопом:
1 — нитрит калия-свипца-меди; 2 —сульфат кальция (гипс); 3 —•
фосфат магния-аммония.
В результате реакции по краям канальца кристаллизу-
ются игольчатые кристаллы гипса (рис. 11). Их рассмат-
ривают под микроскопом и зарисовывают.
3. Обнаружение магния. Для обнаружения
магния используют 1-процентный раствор гидрофосфата
натрия. Каплю испытуемого раствора сначала нейтрали-
зуют аммиаком, а затем соединяют ее с каплей реактива.
Идет реакция:
MgCl2 + NH3 + Na2HPO4—>NH4MgPO4|+2NaCl
На краях канальца кристаллизуется фосфат магния-ам-
мония в виде квадратов, прямоугольников и прочих фи-
гур (рис. И). Кристаллы рассматривают под микроско-
П0хМ и зарисовывают.
4. Обнаружение железа. Для обнаружения
железа используют 1-процентный раствор гексацианофер-
рата (II) калия. Каплю испытуемого раствора помещают
на предметное стекло и добавляют к ней каплю раствора
К4[Ге(СМ)в]. Реакция идет с образованием берлинской
лазури. Капля окрашивается в голубой цвет.
52
Вывод. В золе растений содержатся калий, кальций,
магний, железо и другие минеральные элементы.
Контрольные вопросы. 1. Какие элементы минераль-
ного питания необходимы растениям? 2. Каким образом
можно обнаружить калий, кальций, магний и другие эле-
менты в золе?
Работа 27. Обнаружение
нитратов в листьях
Цель работы. Обнаружить нитраты в листьях расте-
ний.
Материалы и оборудование. Ветки бальзамина или
традесканции, раствор дифениламина в крепкой серной
кислоте, стеклянная палочка, фарфоровая тарелка.
Краткое теоретическое пояснение. Азот имеет большое
значение в жизни растений. Он входит в состав белковых
веществ, липоидов, нуклеиновых кислот, хлорофилла и
других важнейших органических соединений. Азот посту-
пает в растения из почвы в основном в виде нитратов и
солей аммония. Соли азотной кислоты (нитраты), посту-
пая в корпи растений, восстанавливаются в живых клет-
ках корня до аммиака и, связываясь с кетокпслотами,
образуют аминокислоты, которые затем могут исполь-
зоваться на построение белков. Однако часть нитратов
с водным током может подниматься в листья. В листьях
происходит фотохимическое восстановление нитратов до
аммиака и дальнейшее его включение в синтетические
процессы.
Обнаружение нитратов можно провести в листьях 2—
3 растений разных видов. Метод основан па свойстве ди-
фениламина при взаимодействии с нитратами давать си-
нюю окраску, характерную для образующегося при этом
анилинового красителя.
Ход работы. На тарелку помещают кусочки черешка
и листовой пластинки какого-либо растения, например
бальзамина. Стеклянной палочкой разминают эти кусочки
и обливают их раствором дифениламипа в крепкой серной
кислоте. Появление синей окраски свидетельствует о на-
личии нитратов в листьях растений.
Вывод. В листьях бальзамина содержатся нитраты.
Контрольные вопросы. 1. Как объяснить уменьшение
содержания нитратов в листьях при выставлении растения
53
на яркий свет? 2. В каких органах растения происходит
восстановление нитратов? 3. Как далее используются в ра-
стении восстановленные до аммиака нитраты?
Работа 28. Водные культуры
Цель работы. Выяснить влияние отдельных элементов
на рост растений.
Материалы и оборудование. Семена конских бобов или
зерновки ячменя, кукурузы, нитрат кальция Са(^Оз)г,
дигидрофосфат калия КН2РО4, сульфат магния MgSO4,
хлорид калия КС1, хлорид натрия NaCl, сульфат кальция
CaSO4, хлорид железа (III) FeCl3, борная кислота Н3ВО3,
сульфат марганца MnSO4, дигидрофосфат натрия NaH2PO4,
стеклянные банки емкостью 1 л, черная и белая бумага,
марля, парафин, водяная баня, кристаллизатор, чашка
Петри, фильтровальная бумага, препаровальная игла, ре-
зиновая груша, весы с разновесом до 2 кг, ножницы, пин-
цет, толстые нитки, клей, деревянные палочки, негигро-
скопическая вата.
Краткое теоретическое пояснение. Выращивая расте-
ния в водных культурах на смесях с исключением отдель-
ных элементов, можно установить необходимость того или
иного элемента для растения. Выращивание производят
на питательной смеси Кнопа1.
Ход работы. 1. Проращивание семян. Отбира-
ют 50—60 одинаковых по размерам и внешнему виду зер-
новок. В кристаллизатор помещают вверх дном оберну-
тую фильтровальной бумагой чашку Петри (или блюдце),
наливают на дно кристаллизатора воду так, чтобы уровень
ее был немного ниже дна опрокинутой чашки. Отобранные
зерновки раскладывают на чашку Петри, кристаллизатор
неплотно накрывают крышкой и ставят в теплое место.
2. Подготовка рассады. Для выращивания рас-
сады берут литровые стеклянные банки*, изготавливают
для них крышки из парафинированной марли. Для этого
парафин расплавляют на водяной бане, в него погружают
на 2—3 мин кусок марли, затем марлю вынимают и быст-
ро натягивают на отверстие банки. С помощью препаро-
1 И. Кноп (1817—1891) — немецкий агрохимик, создатель ме-
тода водных культур. Им предложен рецепт раствора для водных
культур, носящий сейчас его имя.
54
вальной иглы в крышке делают отверстия. Когда у боль-
шинства семян (зерновок) корни вырастут до 1,5—2 см,
отбирают проростки с равной длиной корней и аккуратно,
чтобы не обломались корешки, укрепляют их в крышках
банок. В банки предварительно наливают воду. Корешки
должны быть погружены в воду. Периодически через 3—
4 дня воду меняют. Когда рассада достигнет высоты 3—
4 см, проростки пересаживают в подготовленные для вы-
ращивания растений сосуды с питательными смесями.
3. Монтировка сосудов. Берут стеклянные бан-
ки емкостью 1 л, изготавливают к ним крышки из пара-
финированной марли или используют готовые полиэтиле-
новые. Сосуды обертывают плотной светонепроницаемой
бумагой, а сверху белой. Смонтированные сосуды должны
быть одинаковыми не только по объему, но и по форме.
4. Приготовление растворов питательных
смесей. Приготавливают питательную смесь Кнопа пол-
ную и с исключением отдельных элементов. При исключе-
нии из смеси отдельных элементов, соль, содержащую ис-
ключаемый элемент, заменяют другой солью. В смеси без
азота Са(МОз)г заменяют на CaSO4*2H2O, в смеси без фос-
фора КН2РО4 заменяют на КС1, в смеси без калия КН2РО4
заменяют HaNaH2PO4, КС1 заменяют на NaCl (табл. 7).
Таблица 7
Состав опытных питательных смесей на 1 л воды (г)
Количество вещества Полная пита- тельная смесь Кнопа Смесь с ис- ключением азота Смесь с исключением фосфора Смесь с исключением калия
1,0 0,25 0,25 0,125 0,003 0,003 1 кап. Ca(NO3)2 КН2РО4 MgSO4-7H2O КС1 Н3ВО3 MnSO4 FeCl3-6H2O 5-процентный раствор CaSO4-2H2O КН2РО4 MgSO4-7H2O КС1 Н3ВО3 MnSO4 FeCl3-6H2O Ca(NO3)2 КС1 MgSO4-7H2O Н3ВО3 MnSO4 FeCl3-6H2O Ca(NO3)2 NaH2PO4 MgSO4-7H2O NaCl H3BO9 MnSCh FeCl3-6H2O
При исключении из питательной смеси одного элемен-
та, другие питательные элементы вносят в эквивалентных
количествах в виде солей, не содержащих исключаемого
элемента.
55
Пример расчета питательной смеси с исключением азо-
та. При исключении азота нитрат кальция Са(?Юз)2 за-
меняют гипсом СаЭО^ЗНгО. Расчет производят так:
а) Определяют количество кальция, связанного анионами
NO3“ в соли Са(МОз)г: в 1 моле (164 г) Ga(NO3)2 содер-
жится 40,04 г Са, а в 1 г Ca(NO3)2 содержится х г Са:
40,04
164 г —40,04 г х= -у,. =0,24 (г)
1г — х г
б) Определяют количество СаЭОгЗЩО, которое необ-
ходимо внести в питательную смесь, чтобы сохранить ко-
личество кальция, эквивалентное его содержанию в 1 г
Ca(NO3)2: 1 моль (172,16 г) CaSOr2H2O содержит
40,04 г Са, а 0,24 г Са содержится в х г СаЗО^ЩО:
172,16-0,24
172,16 г-40,04 г х= —4004— =1,03 (г)
х г — 0,24 г
Следовательно, вместо 1 г Са(?Юз)2, исключенного из
питательной смеси, в раствор вводят эквивалентное по со-
держанию Са количество СаЗО^ЩО.
в) Производят аналогичные расчеты при исключении
из питательных смесей фосфора и калия.
5. Наполнение сосудов питательной сме-
сью. Наливают в сосуд воду в объеме несколько меньше
конечного и вносят в пего в виде растворов все соли пи-
тательной смеси в определенном порядке: соли КС1,
MgSO4, КН2РО4 хорошо перемешивают, а затем добавля-
ют Са(?Юз)2 или CaSO4-2H2O. После каждого прибавле-
ния содержимое сосуда помешивают стеклянной палоч-
кой, затем дополняют водой до конечного объема. После
тщательного перемешивания определяют pH смеси и, ес-
ли нужно, добавляют 5—10-процентный раствор серной
кислоты или гидроксида натрия NaOH, доводят pH до за-
данной величины. Количество прилитой кислоты или ще-
лочи записывают. При приготовлении следующей порции
смеси без предварительного определения pH сразу прили-
вают такое же количество кислоты или щелочи. Затем в
сосуд вносят соль железа. Через 24 ч еще раз проверяют
pH и только после этого высаживают растения.
6. Высаживание растений в сосуды. В от-
верстия крышки высаживают по 3—5 проростков расте-
ний, одинаковых по длине стебля, корня и числу листьев.
56
При посадке в отверстие крышки сначала пропускают-ко-
решок, а затем растение закрепляют там негигроскопиче-
ской ватой. Через 10—15 суток растения прореживают,
оставляя в каждом сосуде по 3 экземпляра. К сосудам
приклеивают этикетки с указанием варианта опыта, даты
и фамилии наблюдателя.
7. Наблюдение и уход за растениями. Через
каждые пять суток измеряют высоту растений, получен-
ные данные заносят в таблицу 8, отмечают отклонения от
нормального развития растений (пожелтение и скручива-
ние листьев, отмирание листьев или целого растения и
т. д.). Ежедневно в течение 3—5 мин при помощи резино-
вой груши в раствор продувают воздух. По мере погло-
щения воды растениями ее доливают в сосуд до установлен-
ного уровня. Периодически проверяют pH раствора. Через
две недели производят смену питательных растворов.
Таблица 8
Влияние исключения отдельных элементов на рост
и развитие растений
8. Результаты опыта. Перед окончанием опыта
сосуды всех вариантов фотографируют; определяют чис-
ло и площадь листьев, массу сырых и сухих корней и над-
земных частей растений. Полученные результаты заносят
в таблицу 9.
Гербаризируют растения каждого варианта опыта.
Вывод. Для нормального роста растений необходимы
азот, фосфор, калий.
Контрольный вопрос. Чем различаются по внешнему
виду растения, выращенные без азота, фосфора, калия и
на полной питательной смеси?
57
Таблица 9
Влияние исключения отдельных элементов на рост и развитие
растений
Дата начала опыта Дата окончания опыта
Варианты опыта
Высота
расте-
ний
(см)
в кон-
це
опыта
Корневая система
объем
(см3)
масса
сырых
корней
(г)
масса
сухих
корней
(D
Надземная
часть
масса
сырых
расте-
ний
(г)
масса
сухих
расте-
ний
(г)
Приме-
чание
Полная смесь
Смесь без азота
Смесь без фосфора
Смесь без калия
ТЕМА IV. ФОТОСИНТЕЗ
Работа 29. Получение спиртовой
вытяжки хлорофилла
Цель работы. Получить вытяжку хлорофилла для даль-
нейшего изучения ее свойств; показать, что зеленая ок-
раска обусловлена присутствием в ней хлорофилла.
Материалы и оборудование. Сухие листья крапивы или
свежие листья комнатного растения, например примулы,
этиловый спирт, электроплитка, водяная баня, термостой-
кая колба на 250 мл, воронка, химический стакан, кусо-
чек бинта или марли, фарфоровая ступка, песок, фильтро-
вальная бумага.
Краткое теоретическое пояснение. Фотосинтез — про-
цесс образования органического вещества из углекислого
газа и воды с использованием солнечной энергии. Он про-
исходит в хлоропластах при участии зеленого пигмента
листа — хлорофилла.
Хлорофилл нерастворим в воде, но растворяется в ор-
ганических растворителях (спирте, ацетоне). Это свойст-
во пигмента используют для экстрагирования его из зе-
леных листьев. Для получения вытяжки можно приме-
нять свежие листья какого-либо растения, а также сухие
58
листья, приготовленные для проведения данного опыта
заранее.
Ход работы. 1. Получение спиртовой вытяж-
ки хлорофилла из свежих листьев. Для этого
зеленые листья тщательно растирают с песком в фарфо-
ровой ступке, приливая спирт, и отфильтровывают через
бумажный фильтр.
2. П о л у ч е н и е'с п и р т о в о й вытяжки хлоро-
филла из сухих листьев. В термостойкую колбу на
250 мл помещают сухие листья крапивы, обваривают ки-
пятком, чтобы облегчить последующее извлечение из них
пигмента, затем воду сливают. В колбу с листьями прили-
вают 100 мл этилового спирта, закрывают ее пробкой с об-
ратным холодильникам, представляющим собой длинную
прямую стеклянную трубку, и ставят в водяную баню.
После 5-минутного кипячения содержимое колбы охлаж-
дают и сливают изумрудно-зеленый раствор в стакан че-
рез марлю (обратить внимание, что листья в колбе обес-
цветились) .
Выводы. 1. С помощью спирта хлорофилл извлекают
из листьев растений. 2. Спиртовая вытяжка хлорофилла
имеет зеленую окраску.
Контрольные вопросы. 1. Как извлечь хлорофилл из
листа? 2. От чего зависит зеленая окраска листьев? 3. По-
чему у многих растений верхняя сторона листьев более
зеленая, чем нижняя?
Работа 30. Разделение пигментов
по методу Крауса
Цель работы. Показать, что наряду с хлорофиллом в
спиртовой вытяжке присутствуют желтые пигменты.
Материалы и оборудование. Спиртовая вытяжка из ли-
стьев, бензин, пробирки, пипетка (глазная).
Краткое теоретическое пояснение. Хлоропласты расте-
ний содержат следующие пигменты: хлорофилл а
CssHyaOs^Mg — зеленый с синеватым оттенком, хлоро-
филл б CssHyoOe^Mg — зеленый с желтоватым оттенком,
каротин С40Н56—желто-оранжевый, ксантофилл С40Н56О2—
золотисто-желтый.
Зеленых пигментов в хлоропластах примерно в 3 раза
больше, чем желтых. Этим и объясняется зеленая окраска
листьев. Желтые пигменты хорошо заметны лишь осенью,
59
когда хлорофилл разрушается. Эти пигменты нераствори-
мы в воде, но растворяются в органических растворителях
(ацетоне, спирте), поэтому при получении спиртовой вы-
тяжки хлорофилла из хлоропластов экстрагируются и
желтые пигменты. Для доказательства этого проводят раз-
деление пигментов методом Крауса, используя различную
растворимость пигментов листа в спирте и бензине.
Ход работы. В пробирку наливают 4—5 мл спиртовой
вытяжки хлорофилла и столько же бензина. Закрыв от-
верстие пробирки, жидкость энергично взбалтывают и да-
ют ей отстояться. Жидкость в пробирке разделится па
2 слоя: верхний — бензиновый (бензин легче спирта), зе-
леного цвета от присутствия в нем хлорофилла, нижний—
спиртовой, желтого цвета от присутствия в нем ксанто-
филла. Второй желтый пигмент — каротин перейдет в
бензиновый слой, но не будет виден из-за интенсивно зе-
леной окраски хлорофилла. Если разделение пигментов
идет плохо, то в пробирку добавляют несколько капель
воды, жидкость хорошо взбалтывают и снова дают ей от-
стояться. По окончании опыта зарисовывают картину рас-
пределения пигментов.
Вывод. В спиртовой вытяжке из листьев содержится
зеленый пигмент хлорофилл и желтый пигмент ксанто-
филл. Каротин незаметен из-за зеленой окраски хлоро-
филла.
Контрольные вопросы. 1. Какие пигменты содержатся
в спиртовой вытяжке хлорофилла? 2. Почему листья осе-
нью желтеют?
Работа 31. Действие щелочи
на хлорофилл
Цель работы. Провести омыление хлорофилла щелочью
и путем разделения пигментов листа обнаружить каротин.
Материалы и оборудование. Спиртовая вытяжка пиг-
ментов листа, бензин, 20-процентный раствор гидроксида
натрия NaOH или калия КОН, пробирки, пипетка (глаз-
ная).
Краткое теоретическое пояснение. По химическому
строению хлорофилл представляет сложный эфир дикар-
боповой кислоты хлорофиллина и двух спиртов — метило-
вого и фитола. При взаимодействии спиртового раствора
хлорофилла со щелочью образуется соль хлорофиллина:
60
C32H30ON4Mg / p?ncHM +2Na0H—*
\ C.UOC20H39
-~>C32H30ON4Mg / + СНзОН + С20Н39ОН
Она, как и хлорофилл, зеленого цвета, поэтому раствор
сохраняет зеленую окраску. Однако в отличие от хлоро-
филла соль хлорофиллина нерастворима в бензине. Если
провести разделение пигментов методом Крауса, то ока-
жется, что нижний, спиртовой раствор окрасится в зеле-
ный цвет .благодаря присутствию в нем натриевой соли
хлорофиллина. Верхний, бензиновый слон будет желтого
цвета от присутствия каротина. Ксантофилл будет нахо-
диться в нижнем слое, но его окраска будет маскировать-
ся интенсивно зеленой окраской соли хлорофиллина.
Ход работы. В пробирку наливают 2—3 мл спиртовой
вытяжки пигментов листа, добавляют 4—5 капель 20-про-
центного раствора NaOH или КОН и содержимое взбал-
тывают. Затем в пробирку приливают равный объем бен-
зина, жидкость еще раз взбалтывают и дают ей отстоять-
ся. Наблюдают разделение пигментов. Отмечают окраску
верхнего, бензилового слоя с каротином п нижнего, спир-
тового с солью хлорофиллина. Зарисовывают картину рас-
пределения пигментов.
Вывод. В спиртовой вытяжке из листьев содержится
желтый пигмент каротин.
Контрольные вопросы. 1. Что представляет собой хло-
рофилл по химическому строению? 2. Чем отличается соль
хлорофиллина от хлорофилла?
Работа 32. Получение феофитина
и восстановление
металлоорганической
связи
Цель работы. Установить, что зеленая окраска хлоро-
филла зависит от наличия металлоорганической связи в
его молекуле.
Материалы и оборудование. Спиртовая вытяжка пиг-
ментов листа, 10-процентный раствор соляной кислоты,
ацетат меди, кристаллогидрат Си(СНзСОО)2-2Н2О, про-
бирки, стеклянная палочка, водяная баня, электроплитка,
скальпель.
61
Краткое теоретическое пояснение. В центре молекулы
хлорофилла находится атом магния, соединенный с азо-
том четырех пиррольных колец. Связь магния с азотом в
молекуле хлорофилла является металлоорганической. Она
обусловливает зеленый цвет хлорофилла. Если атом маг-
ния в хлорофилле заместить на водород, зеленая окраска
исчезает, так как образуется феофитин — соединение бу-
рого цвета. Восстановить зеленый цвет можно, заместив
водород в феофптине металлом, например ионом меди,
цинка, ртути, т. е. создав металлоорганическую связь.
Ход работы. Наливают в две пробирки на 7з спирто-
вой вытяжки пигментов листа. В обе пробирки добавляют
1ю 2—3 капли 10-процентного раствора соляной кислоты
и осторожно стеклянной палочкой перемешивают. Изум-
рудно-зеленая окраска исчезает, раствор становится бу-
рым, так как вместо хлорофилла получается бурое веще-
ство — феофитин. В одну из пробирок с феофитином вно-
сят на кончике скальпеля немного ацетата меди и раствор
доводят до кипения. Бурая окраска исчезает, вытяжка
снова приобретает зеленый цвет, так как происходит за-
мещение атомов водорода па ионы меди.
Вывод. Зеленая окраска хлорофилла обусловлена на-
личием в его молекуле металлоорганической связи.
Контрольные вопросы. 1. Чем обусловлена зеленая ок-
раска хлорофилла? 2. Что такое феофитин? 3. Как восста-
новить зеленую окраску вытяжки?
Работа 33. Спектр поглощения
хлорофилла
Цель работы. С помощью спектроскопа определить, ка-
кие лучи поглощает хлорофилл.
Материалы и оборудование. Спиртовой раствор пигмен-
тов листа, спектроскоп, кювета, настольная электрическая
лампа мощностью 200 Вт на штативе.
Краткое теоретическое пояснение. Фотосинтез в расте-
нии идет за счет энергии лучей, которые поглощаются
хлорофиллом. Чтобы определить, какие лучи поглощает
хлорофилл, используют спектроскоп. Солнечный луч, про-
ходя через призму спектроскопа, разлагается на красный,
оранжевый, желтый, зеленый, голубой, синий и фиолето-
вый лучи. При пропускании белого света через раствор
хлорофилла, а затем через спектроскоп часть красных и
62
сине-фиолетовых лучей спектра окажутся поглощенными
хлорофиллом и будут заметны в виде черных полос.
Ход работы. Между источником света и спектроскопом
помещают кювету со спиртовым раствором хлорофилла
так, чтобы нить накаливания электрической лампочки,
щель спектроскопа и раствор хлорофилла находились на
одном уровне. Затем убирают кювету с раствором хлоро-
филла, рассматривают спектр света и сравнивают со спек-
тром поглощения хлорофилла.
В тетради зарисовывают спектр света и спектр погло-
щения хлорофилла.
Вывод. Хлорофилл поглощает красные и сине-фиолето-
вые лучи.
Контрольные вопросы. 1. Какие лучи поглощает хло-
рофилл? 2. Куда используется энергия поглощенных хло-
рофиллом лучей?
Работа 34. Образование крахмала
в листьях растений
(проба Сакса)
Цель работы. Установить необходимость света для об-
разования крахмала в зеленых листьях растений.
Материалы и оборудование. Гортензия или фуксия,
примула или пеларгония, раствор ибда в иодиде калия,
спирт, черная бумага, канцелярские скрепки, ножницы,
скальпель, пинцет, водяная баня, электроплитка, колбы на
250—300 мл, стакан,Хбелая тарелка.
Краткое теоретическое пояснение. В зеленых листьях
на свету в результате процесса фотосинтеза образуется
органическое вещество крахмал. Убедиться в этом можно
на специальном опыте с предварительно обескрахма-
ленным растением. После освещения такого растения в
листьях его довольно быстро образуется крахмал. Зимой
для этого опыта лучше всего использовать примулу или
пеларгонию. Весной с этими растениями опыт может не
получиться, так как в них образуется большое количество
крахмала и даже при длительном пребывании в темноте
они не раскрахмаливаются. В это время опыт лучше про-
водить с гортензией или фуксией.
Для постановки опыта необходимо предварительно
подготовить растение: удалить крахмал, имеющийся в ли-
63
стьях, поставив растение на 3—4 суток в темноту. В этих
условиях крахмал вновь не образуется, а находящийся в
листьях превращается в сахар и оттекает в другие органы
растения, часть крахмала используется на дыхание.
Ход работы. С выдержанного в темноте, обескрахма-
ленного растения срезают лист с длинным черешком (под-
резают под водой) и опускают черешок в стакан с водой.
Верхнюю и нижнюю поверхности листа закрывают экра-
ном из плотной черной бумаги с вырезанной на ней фигу-
рой так, чтобы контуры фигуры на обеих сторонах листа
совпали. Лист выставляют на яркий свет. Через 1 ч сни-
мают черный экран и помещают лист в кипящую воду на
1 мин, для того чтобы убить его клетки и клейстеризовать
крахмал. После этого лист переносят в колбу со спиртом
и ставят на водяную баню для извлечения хлорофилла,
чтобы последний не мешал при дальнейшем окрашивании
листа раствором иода в иодиде калия. Когда лист обесцве-
тится, пинцетом вынимают его из колбы и - опускают в
теплую воду для размягчения тканей. Далее расправляют
лист на белой тарелке и обливают его раствором иода в
иодиде калия. Часть листа, которая находилась на свету,
синеет, так как в ней образовался крахмал. Затемненные
части листа окрашиваются в желтый цвет, так как крах-
мала в них нет.
Вывод. Для образования органического вещества в про-
цессе фотосинтеза необходим свет.
Контрольные вопросы. 1. Какое условие необходимо
для образования крахмала в зеленом растении? 2. Для че-
го перед опытом растение помещают на несколько дней в
темноту? 3. Как можно обнаружить крахмал в листьях?
Работа 35. Поглощение зеленым
растением углекислого
газа из воздуха
Цель работы. Установить, что зеленые листья на свету
поглощают углекислый газ.
Материалы и оборудование. Пеларгония или розан ки-
тайский, колеус, гидроксид кальция (известковое молоко)
Са(ОН)2, фенолфталеин, мерный цилиндр или пипетка на
10 мл, дво колбы на 250 мл с пробками, штатив металли-
ческий с лапками и муфтами, электрическая лампа мощ-
ностью 200 Вт, вата.
64
Краткое теоретическое пояснение. Углекислый газ, со-
держащийся в воздухе, проникает в хлорофиллоносдую
ткань листа через устьица. В хлоропластах он использует-
ся на построение органических веществ. Для установле-
ния факта поглощения углекислого газа зелеными листь-
ями можно использовать пеларгонию, колеус и другие ра-
стения.
Ход работы. Подбирают две одинаковые колбы объе-
мом 250 мл. В одну колбу помещают побег с несколькими
листьями. Отверстие колбы закрывают ватой и на штати-
ве закрепляют колбу в горизонтальном положении. Вто-
рая колба — контрольная, без побега. Колбы выставляют
на яркий свет. Экспозиция длится 20—25 мин. После опы-
та вынимают побег из колбы и обе колбы закрывают проб-
ками. Затем осторожно приоткрывают пробки и вливают
в каждую колбу по 10 мл известкового молока, подкра-
шенного в розовый цвет фенолфталеином. Вращательными
движениями руки растворы в колбах помешивают в тече-
ние 2—3 мин и наблюдают за уменьшением интенсивно-
сти их окраски. В контрольной колбе известковое молоко
обесцвечивается, так как весь углекислый газ, находив-
шийся в колбе, поглощается. В колбе, где находился по-
бег, раствор будет окрашен более интенсивно, так как уг-
лекислого газа в ней меньше — он поглощен растением.
Вывод. Зеленые растения на свету поглощают углекис-
лый газ.
Контрольные вопросы. 1. Для чего необходим углекис-
лый газ растению? 2. Как углекислый газ поступает в ра-
стение^-
Работа 36. Образование сахара
в зеленых листьях
на свету
Цель работы. Установить, что в листьях некоторых ра-
стений при фотосинтезе образуется не крахмал, а сахар.
Материалы и оборудование. Луковица лука репчатого,
раствор иода в иодиде калия, жидкость Фелинга, сосуд с
почвой, электроплитка, асбестовая сетка, водяная баня,
химическая колба на 250 мл, пробирки, фарфоровая та-
релка, пинцет, скальпель, штатив для' пробирок.
Краткое теоретическое пояснение. Большинство зеле-
ных растений на свету образует органическое вещество —
крахмал. Их называют крахмалофильными растениями.
5 Заказ 7825
65
Некоторые растения в тех же условиях образуют не крах-
мал, а сахар. К ним относятся чеснок, лук, ирис, ландыш
и др. Это сахарофильные растения.
Образование сахара на свету можно проследить на ли-
стьях лука. Если опыт проводится зимой, то нужно за 3—
4 недели до занятия посадить в горшок с почвой или в
стакан с водой несколько луковиц лука репчатого и выра-
стить зеленые листья.
Ход работы. Прежде всего необходимо выяснить, со-
держится ли в листьях лука крахмал. Для этого, предва-
рительно обработав листья горячей водой, извлекают из
них хлорофилл путем нагревания в спирте и проводят ре-
акцию с иодом (как в работе 34). Желтая окраска листь-
ев после обработки иодом свидетельствует об отсутствии
в них крахмала. Далее обнаруживают сахар. Для этого
разрезают 2—3 свежих листа лука на мелкие кусочки, по-
мещают их в пробирку, заливают небольшим количеством
воды и нагревают до кипения для экстрагирования из ли-
стьев сахара. Затем жидкость сливают в другую пробирку
и проводят -реакцию на сахар. Для этого приливают к
жидкости реактив Фелинга и продолжают кипячение.
В пробирке появляется оранжевый осадок оксида меди(1),
свидетельствующий о наличии в листьях лука восстанав-
ливающих сахаров.
Вывод. В листьях лука при фотосинтезе крахмала не
образуется. Лук является сахарофильным растением.
Контрольные вопросы. 1. Какие растения называются
крахмалофильными и какие сахарофильными? 2. Как об-
наружить й* листьях сахар? 3. Как обнаружить в листьях
крахмал?
Работа 37. Зависимость
интенсивности
фотосинтеза
от интенсивности света
Цель работы. Выяснить влияние интенсивности света
на фотосинтез.
Материалы и оборудование. Элодея или роголистник,
гидрокарбонат натрия (сода питьевая) NaHCOa или кар-
бонат аммония (ЫН^гСОз, отстоявшаяся водопроводная
вода, стеклянная палочка, йитки, ножницы, электролампа
в 200 Вт, часы, термометр.
66
Краткое теоретическое пояснение. Фотосинтез проис-
ходит только на свету. Увеличение интенсивности света
до известного предела усиливает протекание этого процес-
са. Выяснить влияние интенсивности света на фотосинтез
по выделению кислорода можно, помещая водные расте-
ния элодею или роголистник в различные световые усло-
вия. Перерезав в воде стебель такого растения, можно
увидеть выделение из срезанного стебля пузырьков кис-
лорода, так как кислород плохо растворим в воде.
Ход работы. Выбирают здоровые, интенсивно-зеленого
цвета побеги элодеи или роголистника с неповрежденной
верхушкой, длиной около 8 см, подрезают их под водой,
затем осторожно привязывают ниткой к стеклянной па-
лочке и опускают верхушкой вниз в стакан с водой ком-
натной температуры (температура воды должна оставать-
ся постоянной). Для опыта берут отстоявшуюся водопро-
водную воду, обогащенную углекислым газом путем вне-
сения питьевой соды или карбоната аммония. Стакан с
элодеей выставляют на яркий свет. Вскоре из срезанного
конца побега начинают выделяться пузырьки кислорода.
Когда ток пузырьков станет равномерным, подсчитывают
количество пузырьков, выделившихся за 1 мин. Подсчет
производят 3 раза с перерывом в 1 мин и определяют
средний результат. Затем прибор с растением удаляют от
света на 50—60 см. Через 3—5 мин, когда установится
новый режим фотосинтеза, проводят отсчет выделивших-
ся за 1 мин пузырьков кислорода. Сравнивают результаты
опытов па ярком и слабом свету.
Вывод. При увеличении интенсивности света интенсив-
ность процесса фотосинтеза возрастает.
Контрольные вопросы. 1. Как обнаружить выделение
кислорода при фотосинтезе у водного растения? 2. Как за-
висит фотосинтез от интейсивности света?
Работа 38. Влияние спектрального
состава света
на фотосинтез
Цель работы. Установить, в каких лучах спектра наи-
более интенсивно идет процесс фотосинтеза.
Материалы и оборудование. Элодея или роголистник,
1-процентный раствор дихромата калия К2СГ2О7, 4-про-
центный раствор сульфата тетрааммиаката меди
5* 67
[Cu(NH3)4]SO4? две высокие широкогорлые банки, отсто-
явшаяся водопроводная вода, пробирки, термометр, нож-
ницы, песочные часы, электролампа в 200 Вт.
Краткое теоретическое пояснение. Хлорофилл погло-
щает; красные и сине-фиолетовые лучи. Энергия этих лу-
чей используется на процесс фотосинтеза. Установить, в
каких лучах наиболее интенсивно идет фотосинтез, мож-
но на опыте с водными растениями, сравнивая количество
пузырьков кислорода, выделившихся при освещении ра-
стений красным и синим светом.
Ход работы. В пробирку наливают на 2/з объема отсто-
явшуюся водопроводную воду и помещают побег элодеи,
расположив его верхушкой вниз. Предварительно стебель
подрезают под водой. В широкогорлую высокую банку
наливают (не до самых краев!) 1-процентный раствор
дихромата калия, который служит экраном, пропускаю-
щим только красную часть спектра. В банку осторожно
помещают пробирку с элодеей так, чтобы раствор дихро-
мата калия не попал в пробирку. Весь прибор выставляют
на яркий свет. Из среза стебля начинают выделяться пу-
зырьки кислорода. Когда ток пузырьков станет равномер-
ным, подсчитывают количество пузырьков, выделившихся
в течение 1 мин. Затем пробирку с элодеей помещают в
такую же по форме и объему банку, но с 4-процентным
раствором сульфата тетрааммиаката меди, пропускающим
только синюю часть спектра. Весь опыт повторяют 3 раза.
Наблюдения ведут на одинаковом расстоянии от источни-
ка света и при одинаковой температуре. Полученные ре-
зультаты заносят в таблицу 10.
Таблица 10
Результаты опыта
Растения Количество пузырьков О2, выделившихся в 1 мин
при красном экране при синем экране
1-я мин 2-я мин 3-я мин средние резуль- таты 1-я мин 2-я мин 3-я мин средние резуль- таты
Элодея Рого- листник
68
Вывод. Наиболее интенсивно процесс фотосинтеза вдет
в красных лучах спектра.
Контрольные вопросы. 1. Растение было освещено сна-
чала зеленым, а затем синим светом такой же интенсив-
ности. В каких лучах будет наблюдаться более быстрое
поглощение углекислого газа листьями? Почему? 2. Ве-
точка элодеи была погружена в воду и освещена сначала
красным, а затем синим светом той же интенсивности.
В каких лучах будут более быстро выделяться пузырьки
из веточки? Как это объяснить?
Работа 39. Влияние температуры
на фотосинтез
Цель работы. Выяснить зависимость интенсивности фо-
тосинтеза от температуры.
Материалы и оборудование. Элодея или роголистник,
две широкогорлые стеклянные банки, термометры, элек-
тролампочки в 200 Вт, часы, ножницы, пробирки, штатив
для пробирок.
Краткое теоретическое пояснение. Повышение темпе-
ратуры до 4-25... 4~30°С ускоряет процесс фотосинтеза.
Это объясняется тем, что фотосинтез складывается не
только из световых реакций, идущих на свету, но и из
темновых, являющихся ферментативными реакциями.
Скорость ферментативных реакций зависит от температу-
ры: Она возрастает в 2—3 раза при увеличении темпера-
туры на 10°. При 4"35... +40°С наблюдается резкий спад
интенсивности фотосинтеза, так как в таких температур-
ных условиях происходит нарушение тончайшей струк-
туры хлоропластов, их инактивация. Это ослабляет про-
цесс фотосинтеза.
Влияние температуры на фотосинтез можно просле-
дить на водных растениях — элодее, роголистнике, наблю-
дая выделение пузырьков кислорода из перерезанных
стеблей при разной температуре окружающей среды.
Ход работы. В две широкогорлые стеклянные банки
наливают воду разной температуры: 4-4 °C, 4"25°С. В бан-
ки погружают термометры. Температура во время опыта
должна оставаться постоянной. Пробирку с побегом вод-
ного растения, подготовленную так же, как в работе 37,
помещают в банку с температурой воды 4-25 °C. Дают ра-
стению адсштироваться в новых условиях в течение 3—
69
5 мин, а затем подсчитывают количество выделившихся
пузырьков кислорода за 1 мин (подсчет производят 3 ра-
за). Затем переносят пробирку с растением в банку с во-
дой, имеющей температуру +4 °C, и, когда установится
новый режим фотосинтеза в этих условиях, снова произ-
водят подсчет пузырьков, выделившихся в 1 мин. Наблю-
дения ведут на одном и том же расстоянии от источника
света. Полученные данные заносят в таблицу 11.
Таблица И
Результаты опыта
Растения Количество пузырьков О2, выделившихся в 1 мин
при температуре +4°С при температуре -|-25оС
1-я мин . 2-я мин 3-я мин средние резуль- таты 1-я мин 2-я мин 3-я мин средние резуль- таты
Элодея Рого- листник
Вывод. С повышением температуры интенсивность про-
цесса фотосинтеза возрастает.
Контрольный вопрос. Зеленый лист на свету при тем-
пературе +25 °C интенсивно поглощал СОг, а при повы-
шении температуры до +40 °C начал выделять СОг. По-
чему?
ТЕМА V. ДЫХАНИЕ РАСТЕНИЙ
Работа 40. Дыхание прорастающих
семян
Цель работы. Установить, что в процессе дыхания про-
ростков происходит поглощение кислорода.
Материалы и оборудование. Проросшие семена пшени-
цы, 10-процентный раствор гидроксида калия КОН, кони-
ческая колба с боковым тубусом, резиновая и стеклянная
трубки, стакан, небольшая пробирка, пинцет, каучуковая
пробка.
70
Рис. 12. Демонстрация опыта '
поглощения кислорода в
процессе дыхания семян:
1—стакан с водой; 2—пробир-
ка со щелочью; 3 пророс-
шие семена пшеницы.
Краткое теоретическое пояснение. Дыхание — важный
физиологический процесс, при котором растения поглоща-
ют кислород воздуха, используя его на внутриклеточное
окисление органического материала. В процессе дыхания
образуются углекислый газ и вода и освобождается энер-
гия:
С6Н12О6 + 6О2—>6СО2Н-6Н2Оч-2817 кДж
Ход работы. Для опыта используют коническую колбу
с боковым тубусом, к которому при помощи резиновой
трубки присоединяют Г-образную стеклянную трубку
(рис. 12). В колбу на V4 ее объема помещают проросшие
семена пшеницы. Осторожно пинцетом вносят в колбу не-
большую пробирку с 10-процентным раствором гидрокси-
да калия. Колбу плотно закрывают каучуковой пробкой.
Конец стеклянной трубки погружают в стаканчик с водой.
В процессе дыхания прорастающие семена поглощают
кислород, находящийся в колбе, гидроксид калия погло-
щает углекислый газ, выделяющийся семенами. В резуль-
тате давление воздуха внутри колбы уменьшается и вода
поднимается в стеклянной трубке.
71
Вывод. Растения дышат, поглощая из воздуха кисло-
род.
Контрольные вопросы. 1. Какое значение имеет дыха-
ние? 2. Какой газ поглощается при дыхании? 3. Какой газ
выделяется при дыхании?
Работа 41. Определение
интенсивности дыхания
Цель работы. Определить количество углекислого газа,
выделившегося при дыхании проросших семян злаков.
Материалы и оборудование. Проросшие семена пшени-
цы, 0,1 н. раствор гидроксида бария Ва(ОН)2, фенолфта-
леин, 0,1 н. раствор соляной кислоты, 2 колбы на 300—
500 мл с пробками, бюретки, марлевые мешочки, нитки.
Краткое теоретическое пояснение. Интенсивность ды-
хания можно определить по количеству выделившегося
углекислого газа на 1 г сухого вещества за 24 ч при оп-
ределенной температуре.
Интенсивность дыхания различных растений неодина-
кова. Например, за 24 ч в пересчете на 1 г сухого веще-
ства выделяется углекислого газа: плесневыми грибами
1750 мл, листьями табака 65 мл, сухим зерном пшеницы,
риса 0,1—0,02 мл. Кроме того, у одного и того же расте-
ния интенсивность дыхания может быть различной в за-
висимости от возраста: чем моложе растение, тем интен-
сивнее оно дышит.
Ход работы. В колбу на 300—500 мл наливают 10 мд
0,1 н. раствора гидроксида бария, приливают 2—3 капли
фенолфталеина и закрывают пробкой. Затем в марлевый
мешочек помещают 5 г проросших семян пшеницы. При-
открыв пробку, мешочек с семенами опускают на нитке
в колбу так, чтобы он находился на расстоянии 2—2,5 см
от поверхности раствора гидроксида бария. Колбу плотно
закрывают пробкой, которой закрепляется нитка мешоч-
ка. Для контроля берут колбу того же объема, наливают
в нее 10 мл 0,1 н. раствора гидроксида бария, добавляют
фенолфталеин и закрывают пробкой. Обе колбы ставят в
одинаковые условия. Чтобы поглощение углекислого газа
гидроксидом бария было полным, колбы периодически ос-
торожно встряхивают. Через 30 мин мешочек с семенами
быстро вынимают и колбу снова закрывают пробкой. За
время опыта в колбе, содержащей семена, углекислый газ,
72
выделившийся при-дыхании, реагировал с гидроксидом
бария:
Ва (ОН)2 + СО2 = |ВаСОз + Н2О
Раствор гидроксида бария в колбах титруют 0,1 н* ра-
створом НС1 до исчезновения розовой окраски. На титро-
вание гидроксида бария в опытной колбе расходуется
меньшее количество НС1 по сравнению с контрольной, так
как часть гидроксида бария уже прореагировала с угле-
кислым газом, выделившимся при дыхании семян. Вычис-
ляем разность между объемом НС1, израсходованным
на титрование гидроксида бария в контрольной и опытной
колбах. Полученная цифра, умноженная на 2,2 (1 мл 0,1 н.
НС1 соответствует 2,2 мг СО2)Г выражает количество мил-
лиграммов углекислого газа, выделившегося при дыхании
прорастающих семян. Допустим, разность объемов НС1,
израсходованных на контрольное и опытное титрование,
составила 5 мл. Тогда количество углекислого газа, выде-
лившегося при дыхании, будет равно 2,2X5=11 (мг)*
Вывод. Семена пшеницы выделили при дыхании 11 мг
СО2.
Контрольные вопросы. 1. Что такое интенсивность ды-
хания? 2. Какова зависимость интенсивности дыхания ра-
стений от их возраста?
Работа 42. Необходимость
кислорода воздуха
для роста корней
Цель работы. Установить необходимость аэрации для
роста корней.
Материалы и оборудование. Традесканция, раститель-
ное масло, стеклянные банки на 500 мл, картон, ножницы,
линейка, кипяченая вода.
Краткое теоретическое пояснение. Клетки корня, как
и все органы растения, дышат, поглощая кислород возду-
ха. Дыхание обеспечивает их энергией и строительным
материалом. При недостатке кислорода рост клеток за-
медляется. Поэтому для нормального обеспечения корней
кислородом с целью усиления их роста обычно в полевых
условиях почву рыхлят.
Ход работы. Две банки емкостью 500 мл наполняют па
2/з объема холодной кипяченой водой и опускают в пих
73
побеги традесканции длиной 15-—20 см, с удаленными
нижними листьями. Чтобы веточки не погружались глу-
боко в воду, их пропускают через отверстия в картоне,
которым накрывают банки. В одну из банок, не вынимая
растения, на поверхность воды наливают слой раститель-
ного масла, чтобы не допустить проникновения воздуха.
Через несколько дней в банке, не содержащей масла, на
нижней части веточки появляются корни. Во второй банке
даже через продолжительное время корней не образуется
(могут образоваться корни выше слоя масла, если воздух
достаточно влажный). В первой банке в начале опыта воз-
духа также не было (кипяченая вода), но он мог свободно
растворяться в воде,* соприкасаясь с ее поверхностью, и
уже этого воздуха оказалось достаточно, чтобы способст-
вовать росту корней.
Измеряют длину корней, подсчитывают их количество,
сравнивают оба варианта опыта.
Вывод. Кислород воздуха необходим для роста корней.
Контрольные вопросы. 1. Для чего необходим кислород
клеткам корня и другим органам растений? 2. Как кисло-
род влияет на рост корней?
Работа 43. Обнаружение
дегидрогеназ
Цель работы. Обнаружить действие ферментов дегид-
рогеназ, участвующих в процессе дыхания.
Материалы и оборудование. Дрожжи пекарские, 5-про-
центный раствор сахарозы, метиленовый синий, кониче-'
ская колба на 100 мл, пробирки, водяная баня, пипетка,
термометр, стеклянные палочки, штатив для пробирок.
Краткое теоретическое пояснение. Ферменты — биоло-
гические катализаторы белковой природы. Они классифи-
цируются по типу катализируемых ими реакций. Особен-
но широко распространена группа окислительно-восста-
новительных ферментов, к которым относятся дегидроге-
назы, пероксидаза, каталаза и др. Функция дегидроге-
наз — катализ окислительно-восстановительных реакций,
связанных с переносом водорода от донора (восстановите-
ля) к акцептору (окислителю). По характеру действия
дегидрогеназы делятся на аэробные и анаэробные. Аэроб-
ные дегидрогеназы, называемые оксидазами, переносят
водород непосредственно на молекулярный кислород. В ре-
74
зультате их действия образуются вфда или пероксид во-
дорода. Анаэробные дегидрогеназы могут передавать водо-
род другим ферментам или некоторым органическим ве-
ществам. Дегидрогеназы в большом количестве содержат-
ся в дрожжах. Ознакомиться с их действием можно на
окислительно-восстановительной реакции, донором водо-
рода в которой будет сахар, а акцептором — метиленовый
синий. При восстановлении метиленовый синий — вещест-
во синего цвета — переходит в бесцветную лейкоформу.
Ход работы. За 1 ч до начала опыта готовят бродящую
жидкость разведением 1 г прессованных дрожжей в 5-про-
центном растворе сахарозы. Наполняют две пробирки на
2/з объема бродящей жидкостью. Содержимое одной про-
бирки кипятят в течение 5 мин для разрушения фермен-
тов и охлаждают. Затем в обе пробирки прибавляют по
3 капли метиленового синего. Растворы встряхивают и
ставят в водяную баню при температуре +40... +45 °C
(в этих условиях ферменты наиболее активны).
Сравнивают изменение окраски в обеих пробирках.
В пробирке с некипяченой бродящей жидкостью произо-
шло обесцвечивание метиленового синего вследствие пе-
реноса водорода от окисляемого сахара на метиленовый
синий при участии дегидрогеназ. Во второй пробирке ра-
створ не обесцветился, так как при кипячении дегидроге-
назы были разрушены.
Вывод. Для протекания окислительно-восстановитель-
ных реакций необходимы дегидрогеназы.
Контрольные вопросы. 1. Что такое ферменты? 2. Ка-?
кова роль дегидрогеназ?
Работа 44. Обнаружение
пероксидазы
Цель работы. Обнаружить пероксидазу в соке клубня
картофеля.
Материалы и оборудование. Клубень картофеля, 1-про-
центный раствор гидрохинона, 3-процентный раствор пе-
роксида водорода Н2О2, марля, колба, терка, пипетки на
1 и 10 мл, пробирки, штатив для пробирок.
Краткое теоретическое пояснение. Пероксидаза —- двух-
компонентный фермент, активной группой которого явля-
емся гемин. Она активирует органические пероксиды, а
также пероксид водорода, вследствие чего окислительная
75
способность перойсидйых тдёдйнейий Повышается. Под
действием пероксида водорода, активированного перокси-
дазой, Может происходить окисление органических веществ
типа гидрохинона, при этом бесцветный гидрохинон пере-
ходйт в хинон бурого Цвета. На этом и основан метод об-
наружения пероксидазы. Большое количество этого фер-
мента содержится в клубнях картофеля.
Ход работы. Натирают на терке очищенный клубень
картофеля и отжимают сок через марлю в колбу. Берут
3 пробирки. В первую пробирку наливают 5 мл 1-процент-
ного раствора гидрохинона, 1 мл 3-процентного раствора
пероксида водорода и 1 мл сока клубня картофеля; во
вторую — 5 мл 1-процентного раствора гидрохинона и
1 мл 3-процентного раствора пероксида водорода; в тре-
тью — 5 мл 1-процентного раствора гидрохинона и 1 мл
сока клубня картофеля. В итоге опыта сравнивают побу-
рение раствора в пробирках, отмечают, в какой пробирке
побурение идет быстрее и почему.
Вывод. В соке клубня картофеля содержится перокси-
даза.
Контрольные вопросы. 1. Что является окислителем
гидрохинона в проведенной реакции? 2. Какова функция
пероксидазы?
Работа 45. Обнаружение каталазы
Цель работы. Обнаружить каталазу в соке клубня кар-
тофеля.
Материалы и оборудование. Клубень картофеля, 3-про-
центный раствор пероксида водорода, марля, колба, тер-
ка, пипетка, пробирки, штатив для пробирок.
Краткое теоретическое пояснение. Каталаза относится
к группе окислительно-восстановительных ферментов. Это
двухкомпонентный фермент, активной группой которого
является гемин. Каталаза разлагает пероксид водорода на
воду и молекулярный кислород:
2Н2О2—>2Н2О + О2
Пероксид водорода, как известно, образуется в клетках
растений под действием аэробных дегидрогеназ. В боль-
шом количестве он вреден для растения. Каталаза, разла-
гая часть пероксида водорода, устраняет его губительное
действие на клетку.
76
Ход работы, Натирают да терке очищенный клубень
картофеля и отжимают сок через марлю в колбу. В про-
бирку с очень слабым раствором пероксида водорода (на
5 мл воды 10 капель 3-процентного раствора пероксида
водорода) вносят несколько капель сока клубня картофе-
ля. Наблюдают вспенивание вследствие выделения моле-
кулярного кислорода.
Вывод. В соке клубня картофеля содержится каталаза.
Контрольные вопросы. 1. Какова функция каталазы?
2. К какой группе ферментов относится каталаза?
ТЕМА VI. РОСТ И ДВИЖЕНИЕ РАСТЕНИЙ
Морфологическую основу роста составляет деление
клеток и увеличение их размеров. Ростовые процессы ло-
кализуются в конусах нарастания осевых органов, в осно-
ваниях листьев и междоузлий злаков, обусловливая их ли-
нейный рост.
Работа 46. Верхушечный рост корня
Цель работы. Определить зону роста корня.
Материалы и оборудование. Проросшие семена гороха
или бобов с прямыми корешками длиной около 2 см,
влажная камера, т. е. стеклянная банка с влажными опил-
ками, закрывающаяся стеклянной пластинкой, фильтро-
вальная бумага, тушь, пинцет, стеклянные палочки, тонко
заточенная деревянная палочка (маркер).
Краткое теоретическое пояснение. Рост корня в длину
происходит за счет деятельности верхушечной образова-
тельной ткани — меристемы, т. е. за счет деления клеток
кончика корня. Для обнаружения зоны роста корня поль-
зуются методом меток. По изменению расстояния между
метками судят о локализации зоны роста корня.
Ход работы. Для опыта в течение 3—4 суток проращи-
вают семена гороха. Отбирают 2—3 проростка с наиболее
прямыми корнями, обсушивают их фильтровальной бума-
гой и наносят тушью тонкие метки по всей длине корня
на расстоянии 1 мм одна от другой. Подготовленные та-
ким образом цроростки помещают во влажную камеру.
Для камеры можно использовать стеклянную банку (ста-
77
кан), заполненную до краев влажными опилками. В опил-
ках у стенки банки делают углубления (каналы) для про-
ростков. В приготовленные углубления помещают корни
проростков, сверху семена присыпают влажными опилка-
ми и оставляют прибор в теплом месте. Через сутки из-
меряют расстояния между метками и вычисляют прирост
различных участков корня.
Зарисовывают корни с метками в начале й в конце
опыта, обозначив на втором рисунке зоны деления, растя-
жения и дифференцировки.
Выводы. 1. Корень растет верхушкой, так как метки
разошлись на участке, где находятся зоны деления и ра-
стяжения клеток. 2. В основании корня метки не раздви-
нулись и рост не наблюдается, на этом участке корня
клетки претерпевают фазу дифференцировки.
Контрольные вопросы. 1. Каким методом пользуются
для обнаружения зоны роста корня и в чем он состоит?
2. Какая ткань в органах растений называется меристема-
тической?
Работа 47. Верхушечный рост стебля
Цель работы. Определить зону наиболее интенсивного
роста стебля в высоту.
Материалы и оборудование. Глиняный горшок с про-
ростками подсолнечника или тыквы, тушь, линейка, мар-
кер.
Краткое теоретическое пояснение. Рост стебля в длину
происходит за счет деятельности верхушечной меристемы.
Зону роста стебля обнаруживают методом меток.
Ход работы. Семена подсолнечника заранее высевают
в сосуд с почвой. Когда ростки выйдут на поверхность
почвы, но семядоли у них еще не развернулись, на подсе-
мядольном колене наносят тушью метки на расстоянии
2 мм одна от другой. Растения поливают и ставят в теплое
место. Через сутки измеряют расстоянйе между метками,
вычисляют прирост различных участков стебля.
Примечание. Указанный опыт удается также на
молодых побегах ивы, черемухи, сирени. Для опыта не-
обходимо предварительно поставить срезанные ветки в
банку с водой в полутемное место (слабо освещаемый
угол комнаты). Когда образуются побеги длиной 2—3 см
(через 10—15 суток), на них можно нанести метки.
78
Выводы. 1. Стебель растет верхушкой, так как метки
раздвинулись вблизи нее. 2. Зона роста в стебле более ра-
стянута (2—3 см), чем в корне, так как стебель растет в
воздухе, а корню приходится преодолевать путь в твердой
среде.
Контрольный вопрос. Как стебель растет в длину?
Работа 48. Базальный рост
листьев лука
Цель работы. Определить, какой частью растет лист
лука.
Материалы и оборудование. Проросшие луковицы лука
репчатого или всходы злаков, тушь, маркер, линейка, гор-
шок с почвой.
Краткое теоретическое пояснение. Для листьев одно-
дольных растений характерен базальный рост, потому что
у них меристематическая ткань находится в основании ли-
стовой пластинки.
Ход работы. В горшок с почвой высаживают луковицу
лука репчатого и ставят его на свет. Когда размеры ли-
стьев достигнут 5—6 см, их размечают метками по всей
длине на расстоянии 2 мм друг от друга.
Через 2—3 суток отмечают увеличение длины листо-
вой пластинки за счет роста клеток у основания листа;
при этом расстояния между метками не изменяются, а
вся размеченная часть отодвигается вверх от основания
листа.
Вывод. Наиболее сильный рост листа лука происходит
в его основании; верхушка листа не растет.
Контрольные вопросы. 1. Какой рост называют базаль-
ным? 2. Если лист лука обрезать до основания, будет ли
он продолжать расти?
Работа 49. Вставочный рост стебля
злаков
Цель работы. Выяснить, каким образом происходит на-
растание стеблей злаков в длину.
Материалы и оборудование. Молодые стебли пшеницы
или овса, ячменя, ножницы, стакан с кипяченой водой,
линейка, тушь, маркер, стеклянный колпак.
79
Краткое теоретическое пояснение. Каждое междоузлие
стебля злаков растет основанием, т. е. базально. А так
как стебель злаков состоит из нескольких узлов и междо-
узлий, то он растет в нескольких отдаленных один от дру-
гого участках. Такой рост называется вставочным.
Если у молодого растущего стебля злака выдернуть
верхнее междоузлие, то при основании его можно увидеть
белую нежную ткань; это и есть зона роста междоузлия.
С окончанием роста эта ткань грубеет.
Ход работы. Эту работу можно выполнить двумя спо-
собами.
Первый способ. У молодого стебля злаков (пше-
ницы, овса или ячменя) вырезают верхнее междоузлие
следующим образом: нижний конец срезают под нижним
узлом, верхний—под верхним узлом; следовательно, меж-
доузлие будет иметь один узел в нижней части. Междо-
узлие разрезают поперек на две равные части, длину от-
резков измеряют и записывают. Оба отрезка ставят в ста-
кан с водой. Через 2—3 ч измеряют длину обоих отрезков
и сравнивают результаты с ранее полученными цифрами.
Второй способ. У молодого растения пшеницы, на-
ходящегося в фазе трубкования, растущего в сосуде с-поч-
вой, осторожно удаляют один лист вместе с влагалищем
до узла, затем по всей длине обнаженного междоузлия,
начиная от узла, вверх до следующего узла наносят попе-
рек стебля метки тушью на расстоянии 2 мм друг от дру-
га. Сосуд ставят во влажную камеру (накрывают стеклян-
ным колпаком). Прибор помещают в теплое, слабо осве-
щаемое место. Через 1—2 ч наблюдают расхождение ме-
ток вблизи нижнего, узла.
Вывод. Стебель злаков, состоящий из нескольких меж-
доузлий, увеличивает линейные размеры за счет вставоч-
ного роста в основании узлов.
Контрольные вопросы. 1. Почему рожь «встает» после
полегания от дождя или ветра? 2. Каким образом увели-
чиваются линейные размеры стеблей злаков? 3. Почему
рост стеблей злаков называют вставочным?
Работа 50. Влияние температуры
на рост растений
Цель работы. Установить, при какой температуре луч-
ше растут пшеница или другие злаки.
80
Материалы и оборудование. Семена (зерновки) пше-
ницы или ячменя, 3 сосуда с почвой, линейка, ножницы,
комнатный термометр, стакан.
Краткое теоретическое пояснение. На рост растений
температура оказывает существенное влияние. Темпера-
тура, при которой начинается рост растений, называется
температурным минимумом. Температура, при которой
рост идет особенно интенсивно, — оптимальная темпера-
тура. При максимальной температуре рост прекращается.
Температурный интервал, в пределах которого возможен
рост растений, обширен и для различных групп растений
имеет разные значения. Наиболее благоприятной темпе-
ратурой для роста большинства растений является +25...
...+30°С.
Ход работы. Отсчитывают 3 порции по 20 семян пше-
ницы и высевают их на глубину около 3 см в 3 сосуда с
почвой. Сосуды выставляют в тепло и на свет. Когда на
поверхность почвы выйдут одетые в колеоптиле ростки,
сосуды помещают в условия разной температуры, напри-
мер: +5 °C, +15 °C, +25 °C. Важно, чтобы все другие ус-
ловия (освещение, полив и пр.) были одинаковыми. Еже-
дневно в одно и то же время измеряют температуру. За
ростом растений ведут наблюдения. Через 10—12 суток
растения срезают на одном уровне, из каждого сосуда от-
дельно, все растения измеряют и сравнивают полученные
результаты.
Вывод. При пониженной температуре (около +5 °C)
растения растут очень медленно, но с повышением ее до
+ 15 °C и особенно до +25 °C .рост их значительно уско-
ряется.
Контрольные вопросы. 1. Что называют температур-
ным минимумом, оптимумом и максимумом? 2. Какая
температура наиболее благоприятна для роста большин-
ства растений? 3. Почему теплолюбивые растения не вы-
ращивают в открытом грунте?
Работа 51. Влияние света на рост
растений
Цель работы. Выяснить, как влияют на рост растений
свет и темнота.
Материалы и оборудование. Семена пшеницы или горо-
ха, сосуды с почвой, стакан, темные ящики (фотокамеры).
6 Заказ 7825
81
Краткое теоретическое пояснение. Свет оказывает на
рост сложное влияние. С одной стороны, он необходим зе-
леным растениям для образования органического вещества
в процессе фотосинтеза, с другой — он тормозит рост ра-
стения в длину. Процессы роста могут протекать при от-
сутствии света, но при наличии пластических веществ, об-
разующихся на свету. В темноте будет более продолжи-
тельное время идти вторая фаза роста — растяжение, что
приводит к чрезмерному вытягиванию растений. У расте-
ний, выросших в темноте, более длинные стебли, механи-
ческие ткани слабо развиты, окраска бледно-желтая. Та-
кие растения называют этиолированными.
Ход работы. В два одинаковых, пронумерованных со-
суда с почвой высевают по 20 семян гороха на глубину
3—4 см. Один сосуд выставляют на свет, другой — в тем-
ноту. Все прочие условия для роста должны быть одина-
ковыми (температура, полив). В течение 10—12 суток за
растениями проводят наблюдения: измеряют высоту и со-
поставляют внешний вид.
Вывод. Наиболее интенсивный рост растений проис-
ходит в темноте, но растения вырастают хилыми, бледны-
ми; на свету растения низкие, но более мощные, зеленые.
Контрольные вопросы. 1лКакое влияние на рост ра-
стений оказывает свет? 2. Какая фаза роста растений наи-
более продолжительное время! идет в темноте? 3. Какие
растения называют этиолированными?
Работа 52. Необходимость
почвенной влаги
для роста растений
Цель работы. Выяснить, как влияет на рост растений
влажность почвы.
Материалы и оборудование. Семена пшеницы, ячменя
или овса, сосуды с почвой, поддонники, линейка, мензур-
ка или мерный стакан на 50—100 мл.
Краткое теоретическое пояснение. От содержания во-
ды в почве зависит содержание воды в тканях растений.
Известно, что при недостатке воды в почве оводненность
цитоплазмы клеток снижается. Это приводит к преобла-
данию гидролитических процессов над синтетическими, в
результате чего рост растений замедляется. Недостаток
воды замедляет рост листьев, снижает ассимилирующую
82
поверхность, сказывается на прохождении фазы растяже-
ния (растения остаются низкими).
Ход работы. В четыре одинаковых и пронумерованных
сосуда с почвой высаживают по 20 наклюнувшихся семян
пшеницы на глубину около 3 см. Когда семена прорастут,
устанавливают следующие ежедневные нормы полива: 1-й
сосуд — 10 мл воды, 2-й — 30 мл, 3-й — 50 мл, 4-й — без
полива.
В течение 10—12 суток за растениями ведут наблюде-
ния и измеряют их высоту.
Выводы. 1. Растения, получившие достаточную полив-
ку, растут лучше, чем те, у которых поливка была недо-
статочной. 2. Растения, лишенные поливки, прекращают
рост, а затем засыхают. 3. Наиболее интенсивный рост ра-
стений наблюдается при норме полива (в нашем опыте)
50 мл воды в день.
Контрольные вопросы. 1. Какова роль почвенной влаги
в жизни растений? 2. Какая фаза роста клеток особенно
чувствительна к недостатку влаги? 3. Почему растения су-
хих мест обитания, как правило, низкорослые?
Работа 53. Фототропизм
Цель работы. Проследить за реакцией растений па
одностороннее действие света и определить место восп-
риятия светового раздражения молодыми проростками
злаков.
Материалы и оборудование. Семена пшеницы, ячменя
или овса, фототропическая камера (светонепроницаемый
ящик с зачерненными внутренними стенками и неболь-
шим отверстием в одной из стенок), растильни, ножницы,
станиолевые бумажки (фольга), фильтровальная бумага.
Краткое теоретическое пояснение. Фототропизм — ро-
стовая реакция растений на одностороннее действие све-
та. Она выражается' в том, что растений растут в сторону
источника света. Это происходит вследствие того, что об-
ращенная к свету сторона растет медленнее противопо-
ложной. Данное явление получило название положитель-
ного фототропизма.
Фототропизм имеет большое значение, так как способ-
ствует выносу стебля и листьев к свету, необходимому
для жизни зеленого растения.
6*
83
Ход работы. Проращивают в растильне семена злаков
до получения проростков 3—4 см высотой. Верхушки не-
которых проростков срезают на 0,5—1 см или закрывают
маленькими колпачками, изготовленными из фольги. Ра-
стильню с проростками помещают на подоконник так,
чтобы растения были интенсивно освещены лишь с одной
стороны, или в фототропическую камеру. Камеру ставят
на подоконник отверстием к свету.
Через 1—2 суток неповрежденные проростки изогнут-,
ся в сторону света, проростки с удаленной (или закрытой)
верхушкой будут расти в вертикальном направлении.
Выводы. 1. Неповрежденные растения реагируют на
одностороннее действие света, изгибаясь в его сторону.
2. Местом восприятия светового раздражения является
верхушка колеоптиля.
Контрольные вопросы. 1. Где в растении находится
место восприятия одностороннего освещения? 2. Каков ме-
ханизм фототропического изгиба? 3. Какое значение в
жизни растений имеет фототропизм?
Работа 54. Геотропизм
Цель работы. Проследить за реакцией растения на од-
ностороннее действие силы земного притяжения.
Материалы и оборудование. Семена льна или горчицы,
стеклянный сосуд с укрепленной внутри него в наклон-
ном положении стеклянной квадратной пластинкой, филь-
тровальная бумага.
Краткое теоретическое пояснение. Геотропизм — ро-
стовая реакция растений на действие силы земного притя-
жения. Рост органа растения по направлению к центру
земли называется положительным геотропизмом, в обрат-
ном направлении — отрицательным.
Геотропические изгибы тесно связаны с ростом и осу-
ществляются благодаря тому, что в стеблях, выведенных
из вертикального состояния, нижняя сторона начинает
расти быстрее, а верхняя — медленнее. В результате сте-
бель изгибается вверх. В корнях, если их расположить го-
ризонтально, наоборот, верхняя сторона будет расти бы-
стрее нижней и корень изогнется вниз.
Геотропизм определяет вертикальное направление осе-
вых органов растения, причем главный корень, обладаю-
щий положительным геотропизмом, направляется прямо
84
вниз, а главный стебель, обладающий отрицательным гео-
тропизмом, — прямо вверх. При посеве семян, независи-
мо от того, как они легли в почве, благодаря способности
растений к геотропическим изгибам, корни проростков
всегда растут вниз, а стебли вверх.
Вполне закончившие рост части растений не способны
к геотропическим изгибам, а потому у растений, которые
полегли под влиянием ветра или дождя, приподнимается
только молодая, растущая верхушка стебля. У злаков по-
легшая соломина искривляется вверх у основания узла.
С явлением положительного геотропизма корней мож-
но ознакомиться на следующем опыте.
Ход работы. В стеклянный сосуд с укрепленной внут-
ри него в наклонном положении стеклянной квадратной
пластинкой, обернутой фильтровальной бумагой, налива-
ют немного воды, смачивают бумагу водой и в верхней
части пластинки раскладывают едва наклюнувшиеся се-
мена льна или горчицы корнями вниз на расстоянии 2 см
друг от друга. Семена, благодаря ослизнению, прилипают
к бумаге. Прибор помещают в темноту. Через несколько
дней, когда корни вырастут на 2—3 см, вынимают пла-
стинку, поворачивают ее на 90° и снова вставляют в со-
суд так, чтобы все корни оказались в горизонтальном по-
ложении. Сосуд вновь помещают в темноту. Через 1—2
суток рассматривают растения и зарисовывают проростки.
Выводы. 1. Корень обладает положительным геотро-
пизмом, вследствие чего он растет вертикально вниз. 2. Гео-
тропический изгиб происходит в зоне растяжения корня.
Контрольные вопросы. 1. Что такое геотропизм? 2. Ка-
кая зона корня воспринимает действие силы земного при-
тяжения? 3. Каков механизм геотропического изгиба?
ТЕМА VII. ОРГАНИЗАЦИЯ
БАКТЕРИАЛЬНОЙ КЛЕТКИ.
ЖИЗНЕДЕЯТЕЛЬНОСТЬ
БАКТЕРИЙ И ИХ РОЛЬ
В ПРИРОДЕ
Микробиология использует разные методы для изуче-
ния микроорганизмов, например метод элективных куль-
тур, метод чистых культур, метод висячей капли и др.
85
Работа 55. Изучение бактерий У
методом висячей капли
Цель работы. Обнаружить различные микробы в сен-
пом настое.
Материалы и оборудование. Свежий конский навоз,
мелконарезанное сено (сухая трава), кристаллизатор, тер-
мостат, микроскоп, предметные стекла с углублением, ва-
зелин.
Краткое теоретическое пояснение. Методом висячей
капли изучают в живом состоянии бактерии сенного на-
стоя. Висячую каплю изготавливают на предметном стек-
ле с углублением.
Ход работы. В кристаллизатор помещают небольшое
количество мелконарезанного сена и навоза и наливают
столько воды, чтобы она едва покрыла содержимое. Кри-
сталлизатор ставят в термостат при 4~25... 4~30°С. Че-
рез 2—3 суток произойдет массовое развитие бактерий.
Стеклянной палочкой (продезинфицированной) берут ка-
пельку настоя и помещают ее на середину покровного
стекла. Покровное стекло опрокидывают каплей вниз и
накрывают пм углубление предметного стекла. Получается
«влажная камера». Край покровного стекла обмазывают
вазелином для большей герметичности влажной камеры.
Каплю рассматривают под микроскопом и при большом
увеличении обнаруживают неподвижные шаровидные кок-
ки, палочковидные формы, извитые спириллы (рис. 43).
Зарисовывают разные формы бактерий.
Вывод. Метод висячей капли позволяет рассматривать
бактерии в живом состоянии и наблюдать за их жизнедея-
тельностью (движением, размножением и т. д.).
Рис. 13. Различные формы
бактерий:
1 — вибрионы; 2 — бакте-
рии; 3 — стрептококки; 4 —
микрококки; 5 — спириллы.
86
Контрольные вопросы. 1. Как готовят сенной настой?
2. Какие формы бактерий обнаруживают в сенном настое?
3. Почему в данном методе используют предметное стекло
с углублением?
Работа 56. Изучение бактерий
в фиксированном
и окрашенном виде
Цель работы. Ознакомиться с методикой приготовле-
ния фиксированных и окрашенных препаратов и рассмот-
реть в зафиксированном состоянии бактерии сенного ра-
стоя.
Материалы и оборудование. Настой сена или дрожже-
вых грибов, этиловый Спирт, серная кислота, дихромат
калия К2СГ2О7, 1-процентный раствор гидрокарбоната нат-
рия (питьевой соды) NaHCOa, синька Леффлера,. карбо-
ловый фуксин Циля, метиленовый синий, кислый фуксин,
дистиллированная вода, бензин, микроскоп с иммерсион-
ными объективами, иммерсионное масло, пинцет Карно,
металлическая петля, пипетка, спиртовка или газовая го-
релка.
Краткое теоретическое пояснение. В предыдущей ра-
боте бактерии рассматривали в живом состоянии. Обычно
большинство микроорганизмов, в том числе и бактерии,
изучают под микроскопом после специальной обработ-
ки — фиксирования.
Фиксированными называются такие препараты, в ко-
торых микроорганизмы зафиксированы, т. е. убиты, при-
креплены к предметному стеклу и окрашены.
Приготовление фиксированных препаратов состоит из
следующих операций: подготовка предметных стекол, при-
готовление мазка, его высушивание, фиксирование и ок-
рашивание.
Окрашивание производят различными красителями.
Наиболее простыми и распространенными красителями
являются кислый фуксин и метиленовый синий. Зафикси-
рованные и окрашенные препараты рассматривают при
большом увеличении микроскопа, пользуясь иммерсией.
Ход работы. 1. Подготовка предметных сте-
кол. Предметные стекла, используемые для изготовления
фиксированных препаратов, должны быть совершенно чи-
стыми. Для этого их выдерживают в течение 2 ч в смеси
87
серной кислоты с дихроматом калия, промывают водопро-
водной водой, кипятят 20 мин в 1-процентном растворе
гидрокарбоната натрия и снова моют дистиллированной
водой. Иногда предметные стекла очищают спиртом или
бензином, а затем прокаливают на пламени спиртовки.
Стекла считают чистыми в том случае, если вода расплы-
вается по их поверхности, не образуя капель шаровидной
формы.
2. Приготовление мазка. На чистое предмет-
ное стекло металлической петлей или стеклянной палоч-
кой наносят каплю, взятую с поверхности настоя навоз-
ной жидкости, и равномерно размазывают ее по поверх-
ности. Металлическую петлю или стеклянную палочку до
и после употребления стерилизуют на пламени спиртовки
или газовой горелки (в случае нагревания стеклянной па-
лочки необходимо соблюдать осторожность).
3. Высушивание мазка. Мазок обязательно дол-
жен быть хорошо высушен. Обычно его высушивают при
комнатной температуре на воздухе. Для ускорения высы-
хания препарат можно осторожно подогревать, держа
стекло мазком вверх в струе теплого воздуха высоко над
пламенем спиртовки.
4. Фиксирование мазка. Высушенный мазок
фиксируют. Фиксация имеет целью убить микроорганиз-
мы, закрепить их на стекле и сделать мазок более вос-
приимчивым к окраске. Простейший способ — фиксация
пламенем. Для этого препарат медленно 3—5 раз прово-
дят через верхнюю часть пламени спиртовки, нагревая
нижнюю поверхность стекла.
5. Окрашивание препарата. После полного ох-
лаждения стекла мазок окрашивают тем или иным краси-
телем. Пипеткой наносят 1—2 капли, например, метиле-
новый синий на весь препарат. Через 4—5 мин краситель
смывают струей воды или прополаскивают в сменной воде
до тех пор, пока стекающая вода будет совершенно бес-
цветна. Предметное стекло снизу вытирают, а мазок под-
сушивают или промокают фильтровальной бумагой.
Клетки бактерий обычно окрашивают один раз, в слу-
чае рассматривания спор применяют двойную окраску.
6. Изучение препарата. Подготовленный препа-
рат рассматривают под большим увеличением микроско-
па, пользуясь иммерсией, обращают внимание на форму
и цвет бактериальных клеток.
88
После работы объектив микроскопа тщательно выти-
рают от масла тряпочкой, смоченной в бензине.
Выводы. 1. Убитые клетки бактерий интенсивно окра-
шиваются красителями. 2. В мазке из сенного настоя вид-
ны шаровидные кокки, извитые спириллы, бактерии па-
лочковидной формы.
Контрольные вопросы. 1. Какое предметное стекло счи-
тают абсолютно чистым? 2. Как приготовить мазок на
предметном стекле? 3. Какие препараты называют фик-
сированными? 4. Для чего фиксируют мазок?
Работа 57. Метод элективной
культуры
Цель работы. Получить культуру сенной палочки и
рассмотреть ее под микроскопом.
Материалы и оборудование. Сеноу карбонат кальция
СаСОз (мел), метиленовый синий, термостойкие колбы на
250 мл с ватной пробкой, электроплитка, термостат, мик-
роскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Кроме чистых куль-
тур, различают еще элективные (накопительные) культу-
ры. Под элективной культурой понимают такой прием
искусственного размножения микроорганизмов, который
приводит к массовому развитию какого-либо одного вида.
Это достигается тем, что создают благоприятные условия
для размножения именно того вида, который желают по-
лучить.
Сенная палочка (Bacillus subtilis) — одноклеточный
организм палочковидной формы, живущий в аэробных ус-»
ловиях. Она размножается поперечным делением и обра-
зует типичные эндоспоры (рис. 14).
Рис. 14. Схема цикла раз-
вития сенной палочки (Ba-
cillus subtilis):
1 — взрослый одноклеточ-
ный организм (бацилла);
2 — эндоспоры; 3 — размно-
жение поперечным делени-
ем (цепочки клеток); 4 —
клетки в молодом возрасте
с жгутиками; 5 — цепочка
• молодых клеток.
89
В молодом возрасте сенная палочка имеет много жгу-
тиков и оживленно передвигается в питательном растворе
(отваре сена); затем она сбрасывает жгутики и начинает
усиленно делиться, постепенно образуя длинные цепочки
клеток. Через некоторое время клетки вновь приобретают
жгутики и цепочки начинают перемещаться в субстрате.
Далее они распадаются на отдельные клетки, которые
теряют жгутики, делятся и вновь образуют цепочки. Пос-
ле многократного повторения описанного выше цикла
сенная палочка образует споры.
Сенная палочка широко распространена в природе; ее
можно обнаружить в почве, на растениях, на пищевых
продуктах, в воздушной пыли. Она не вызывает заболева-
ний человека и животных, но нередко является причиной
порчи пищевых продуктов.
Ход работы. Берут 25 г сена, мелко нарезают, поме-
щают в колбу и заливают 200 мл водопроводной воды.
Для нейтрализации в колбу добавляют щепотку мела и
кипятят в течение 30 мин. При кипячении в раствор пере-
ходят питательные вещества и отмирает громадное коли-
чество различных неспоровых и споровых микроорганиз-
мов. Споры же сенной палочки не погибают. Они выдер-
живают кипячение в течение 2 ч.
Для того чтобы прорастить споры сенной палочки, по-
ступают следующим образом. Полученный отвар сена,
цвета чая, средней густоты, сливают в другую колбу сло-
ем не толще 1—2 см, закрывают ватной пробкой и поме-
щают в термостат при температуре 4~25... + 30°С. Через
2—3 суток жидкость сначала помутнеет, а затем покроется
беловатой пленкой, состоящей из сенных бактерий (споры
превращаются в бактерии).
Стеклянной палочкой переносят кусочек пленки с жид-
костью на предметное стекло, для лучшей видимости до-
бавляют каплю метиленового синего и закрывают покров-
ным стеклом. При большом увеличении микроскопа
препарат рассматривают и зарисовывают.
Вывод. Споры сенной палочки в настое сена выдержи-
вают кипячение и не погибают, в то время как клетки и
споры других микроорганизмов погибают.
Контрольные вопросы. 1. Какие условия необходимы
для развития сенной палочки? 2. Какая культура бакте-
рий именуется элективной?
90
Работа 58. Изучение спор сенной
палочки
Цель работы. Рассмотреть окрашенные споры сенной
палочки под микроскопом.
Материалы и оборудование. Настой сена, карболовый
фуксин, метиленовый синий, 5-процентный раствор сер-
ной кислоты, фильтровальная бумага, часы, спиртовка
или горелка, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Сенная палочка при
наступлении неблагоприятных условий образует эндоген-
но (внутри клетки) спору (рис. 15). Спора служит для
сохранения вида в неблагоприятных условиях существо-
вания, так как более устойчива к перенесению высоких и
низких температур и обезвоживанию, чем вегетативная
клетка. Попадая в благоприятные условия, спора прора-
стает. Оболочка ее лопается, бактериальная клетка полу-
чает возможность поглощать вещества из окружающей
среды и расти (рис. 16).
Чтобы рассмотреть споры под микроскопом, их необ-
ходимо окрасить. Однако оболочка спор устойчива к дей-
ствию большинства химических веществ, в том числе кра-
сителей, поэтому плохо прокрашивается. Чтобы споры
прокрасились, препарат необходимо сначала протравить
кислотой, а затем произвести окрашивание концентриро-
ванным раствором красителя при высокой температуре.
При этом оболочки спор адсорбируют краску, причем так
прочно, что не обесцвечиваются даже при последующей
обработке кислотой. .
Ход работы. Для работы используют элективную куль-
туру сенной палочки, в которой образовались споры
(см. работу 57).
Стерильной стеклянной палочкой переносят кусочек
пленки с жидкостью на предметное стекло и фиксируют
над пламенем горелки. На неостывший препарат наносят
карболовый фуксин и нагревание продолжают до появле-
ния паров (не доводить до кипения!). По мере испарения
добавляют свежей краски. Окрашивание длится 2—3 мин.
После промывания в струе воды препарат погружают в
5-процентный раствор серной кислоты для обесцвечивания
цитоплазмы. Затем дополнительное окрашивание цито-
плазмы проводят метиленовым синим в течение 1—2 мин,
после чего препарат промывают водой, высушивают
91
Рис. 15. Схема строения
споры сенной палочки:
1 — экзоспориум; 2 — слои
споровой оболочки; 3,4 —
внешняя и внутренняя
мембраны споры; 5—кора;
6 — сердцевина.
Рис. 16. Схема развития
бактерии из споры и обра-
зования споры:
1 — прорастание споры; 2 —
бактерия; 3 — цепочки бак-
терий; 4 — бактерии со спо-
рами; 5 — спора.
фильтровальной бумагой и рассматривают под микроско-
пом. Споры окрашиваются фуксином в красный цвет, а
цитоплазма клетки—в слабо-синий.
Вывод. Споры сенной палочки можно обнаружить лишь
после двойного окрашивания.
Контрольные вопросы. 1. Какую роль в жизни бакте-
риальной клетки играет спора? 2. Как проводят двойное
окрашивание спор?
Работа 59. Обнаружение
азотфиксирующих
бактерий в почве
Цель работы. Обнаружить в почве азотобактер (Azoto-
bacter chroococcum).
Материалы и оборудование. Сахароза, гидрофосфат
калия К2НРО4, сульфат магния,,? кристаллогидрат
MgSOrTHzO, сульфат калия K2SO4; хлорид натрия NaCl,
1-процентный раствор сульфата железа (II) FeSO4, кар-
бонат кальция СаСОз (мел), почва огородная, метилено-
вый синий или фуксин, агар-агар, колба плоскодонная на
100 мл с ватной пробкой, металлическая петля, стеклян-
92
пая палочка, спиртовка, глазная пипетка, пробирки, мик-
роскоп, термостат.
Краткое теоретическое пояснение. Почва — наилучшая
среда для развития бактерий, так как в ней достаточно
питательных веществ, воды, воздуха и туда не проникаю г
губительные для бактерий лучи солнца. Главными фикса-
торами свободного азота являются свободноживущие в
почве бактерии — азотобактер (Azotobacter), клостридиум
(Clostridium) и клубеньковые бактерии.
Азотобактер — широко распространенный аэробный
микроорганизм. Усваивая азот воздуха, он связывает его
в аммиачные соединения и при отмирании обогащает поч-
ву азотистыми веществами. Разные виды азотобактера
вырабатывают, кроме того, биологически активные вещет
ства (витамины группы В, никотиновую и пантотеновую
кислоты, биотин, гетероауксин и др.). Для выделения
азотобактера из почвы используют два метода: 1) культу-
ру жидкой питательной среды, 2) культуру твердой ми-
неральной среды.
Ход работы. 1. Приготовление питательной
среды. Для выращивания азотобактера первым мето-
дом готовят питательную среду следующего состава:
водопроводная вода..........................100 мл
сахароза С12Н22О11..........................2,0 г
гидрофосфат калия К2НРО4.......................0,02 г
сульфат магния, кристаллогидрат MgSO4-7H2O 0,03 г
агар-агар.........................................2 г
хлорид натрия NaCl..........................0,2 г
сульфат калия K2SO4.........................0,1 г
сульфат железа (II) FeSO4, 1-процентный рас-
твор ................................. ..... 2 капли
карбонат кальция СаСО3.......................0,5 х г
Приготовленный раствор наливают в колбу и помещают
туда несколько комочков хорошей огородной почвы. Кол-
бу закрывают ватной пробкой, ставят в термостат при
температуре +25...+30°С. Через 7—10 суток на поверх-
ности жидкости образуется пленка, сначала серовато-бе-
лая, затем буреющая.
2. Приготовление микропрепарата. С по-
мощью металлической петли (предварительно прокален-
ной) переносят кусочек пленки с жидкостью на предмет-
93
Рис. 17. Клетки азотобакте-
ра (Azotobacter chroococ-
cum) со слизистыми капсу-
лами.
Рис. 18. Клубеньковые бак-
терии:
1 — бактерии молодого клу-
бенька; 2 — бактероиды.
ное стекло, мазок фиксируют, окрашивают фуксином или
метиленовым синим, рассматривают при большом увели-
чении микроскопа и зарисовывают крупные клетки азото-
бактера со слизистыми капсулами (рис. 17).
Вывод. Под микроскопом хорошо видны клетки азото-
бактера, окруженные слизистыми капсулами.
Контрольные вопросы. 1. Какие бактерии способны
фиксировать атмосферный азот? 2. Каков состав пита-
тельной среды, используемой для выделения из почвы
азотобактера?
Работа 60. Обнаружение J
клубеньковых бактерий
Цель работы. Обнаружить на корнях бобового расте-
ния клубеньки с бактериями рода Rhizobium.
Материалы и оборудование. Молодые растения бобов,
гороха, выкопанные с корневой системой, фуксин или
метиленовый синий, спиртовка, скальпель, металлическая
петля, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. -Клубеньковые бак-
терии живут в симбиозе с бобовыми растениями, образуя
94
Рис. 19. Формы клубеньков
на корнях бобовых расте-
ний:
1 — чины; 2 — клевера; 3 —
вики; 4 — люцерны; 5 — лю-
пина.
ла их корнях клубеньки. Форма, размер и расположение
клубеньков на корнях различных бобовых растений неоди-
наковы. Клубеньковые бактерии имеют определенный
цикл развития. В молодых клубеньках бактерии имеют
вид подвижных палочек, не образующих спор. Во время
цветения растения и образования плодов клубеньковые
бактерии становятся неподвижными, более крупными и
имеют ветвистую форму. Такая ветвящаяся форма клу-
беньковых бактерий называется бактероидом (рис. 18).
Бактероиды далее могут распадаться на кокки и давать
начало подвижным палочкам.
Клубеньковые бактерии в симбиозе с бобовыми расте-
ниями способны фиксировать молекулярный азот из воз-
духа и при отмирании растений обогащать почву азоти-
стыми соединениями, которые используются другими выс-
шими растениями.
Ход работы. Выкапывают молодые растения гороха
(бобов, клевера) и рассматривают на их корнях мелкие
клубеньки, в которых находятся бактерии (рис. 19). Не-
большой клубенек раздавливают скальпелем на предмет-
ном стекле. При помощи металлической петли берут не-
большую часть массы клубенька, переносят ее на другое
предметное стекло и готовят мазок. Его фиксируют на
пламени горелки (спиртовки) и окрашивают фуксином
или метиленовым синим. Клубеньковые бактерии рас-
сматривают при большом увеличении микроскопа (лучше
с масляной иммерсией) и зарисовывают.
Вывод. На корнях бобовых растений развиваются клу-
беньковые бактерии, фиксирующие молекулярный азот
воздуха.
Контрольные вопросы. 1. Какую роль в жизни высших
растений играют клубеньковые бактерии? 2. Каким обра-
зом обнаруживают бактерии в клубеньке?
95
Работа 61. Изучение дрожжей
(Saccharomyces
cerevisiae)
Цель работы. Рассмотреть под микроскопом одиночные
и почкующиеся дрожжевые грибки и изучить их строение.
Материалы и оборудование. Прессованные дрожжи, са-
хар, фильтровальная бумага, стакан, глазная пипетка,
термостат, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Дрожжевые грибы,
называемые сахаромицетами, относятся к порядку пер-
вичносумчатых грибов. Дрожжи — одноклеточные микро-
организмы, имеющие овальную или яйцевидную форму
(рис. 20). Для дрожжевых грибов характерно бесполое
размножение, называемое почкованием. На теле материн-
ской клетки образуется вырост почка, которая посте-
пенно растет и отшнуревывается от материнской клетки.'
Некоторые дрожжи размножаются делением.
Различают дикие и культурные дрожжевые грибы.
Дикие дрожжевые грибы находятся в почве, в воздухе, на
поверхности ягод, в нектаре цветков, в меде, в молоке
и т. д. Культурные дрожжевые грибы — это дрожжи, вы-
деленные в культуре из* диких дрожжевых грибов. В виде
чистой культуры они широко используются в практике,
например при выпечке хлеба, изготовлении молочнокис-
лых продуктов и т. д.
Ход работы. В стакане теплой воды растворяют одну
столовую ложку сахара и кладут небольшое количество
дрожжей. Стакан -закрывают фильтровальной бумагой ^и
помещают в теплое место при температуре Н~25... -|~30 С
(лучше в термостат). Через 1,5—2 ч приготовленный рас-
Рис. 20. Почкующиеся
дрожжи (Saccharomyces ce-
revisiae) .
96
твор начинает бродить, что говорит о том, что культура
готова. Берут пипеткой каплю бродящей жидкости, поме-
щают ее на предметное стекло и накрывают покровным.
Одиночные и почкующиеся клетки дрожжей рассматрива-
ют под микроскопом и зарисовывают.
Вывод. Дрожжи растут и развиваются при высоком
содержании сахара в окружающей среде.
Контрольные вопросы. 1. Как размножаются дрожжи?
2. Какое значение в природе и жизни человека имеют
культурные и дикие виды дрожжей?
Работа 62. Спиртовое брожение v
Цель работы. Обнаружить продукты спиртового бро-
жения, образуемые дрожжевыми грибками (Saccharomyces
cerevisiae).
Материалы и оборудование. Прессованные дрожжи,
10-процентный раствор сахара, гидроксид бария Ва(ОН)г,
кристаллический иод, гидроксид калия КОН, плоскодон-
ная колба на 100 мл с каучуковой пробкой и отводной
изогнутой стеклянной трубкой, стакан, . водяная баня,
фильтровальная бумага, воронка, металлический штатив
с лапками, спиртовка или газовая горелка. •
Краткое теоретическое пояснение. Жизнь некоторых
микроорганизмов возможна и без доступа кислорода воз-
духа. Энергия, необходимая для их жизнедеятельности, в
этих условиях образуется в результате процессов бро-
жения.
Спиртовое брожение вызывается дрожжами. Это фер-
ментативный процесс анаэробного окисления углеводов, в
результате которого образуются этиловый спирт, углекис-
лый газ и освобождается энергия. Схематично спиртовое
брожение может быть изображено уравнением:
СбН12О6—^2С2Н5ОН+ 2СО2 + 114 кДж
глюкоза этиловЬтй углекис- энергия
спирт лый газ
Спиртовое брожение — многоступенчатый процесс, со-
стоящий из цепи химических реакций. На спиртовом бро-
жении основан ряд производств пищевой промышленно-
сти: винокуренное, пивоваренное, хлебопекарное и др.
Ход работы. В колбу объемом 100 мл наливают 40—
50 мл 10-процентного раствора сахара и 10 мл культуры
Z Заказ 7825
97
Рис. 21. Установка для опы-
та со спиртовым броже-
нием.
дрожжей. Колбу закрывают каучуковой пробкой с отвод-
ной изогнутой стеклянной трубкой. Конец трубки погру-
жают в сосуде гидроксидом бария (рис. 21). По мере
выделения СО2 гидроксид бария мутнеет. Для ускорения
процесса брожения колбу помещают в водяную баню при
температуре +30... +35°С.
Для обнаружения спирта жидкость оставляют бродить
на сутки. На следующий день содержимое колбы фильт-
руют. К фильтрату приливают немного гидроксида ка-
лия, подогревают до +60дС, затем бросают несколько
кристалликов металлического иода и продолжают нагре-
вать. В присутствии спирта выпадает мелкий желтый
осадок йодоформа (CH3I).
Вывод. Спиртовое брожение вызывают дрожжи.
Контрольные вопросы. 1. Что такое брожение и како-
ва его биологическая сущность? 2. Какие микроорганизмы
вызывают спиртовое брожение? 3. При (каких условиях
протекает спиртовое брожение? 4. Какое значение имеет
спиртовое брожение в природе и хозяйственной деятель-
ности человека?
98
Работа 63. Молочнокислое брожение
Цель работы. Ознакомиться с процессом молочнокис-
лого брожения, обнаружить его конечные продукты и
рассмотреть под микроскопом молочнокислые бактерии.
Материалы и оборудование. Свежее молоко, кислое
молоко, 10-процентный раствор серной кислоты, 2-про-
центный раствор перманганата калия КМпО4, аммиачный
раствор нитрата серебра [Ag(NH3)2]NOs, метиленовый
синий или карболовый фуксин, иммерсионное масло, кол-
бы на 100—200 мл с ватными пробками, термостат, глаз-
ная пипетка, фильтровальная бумага, спиртовка или го-
релка, микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Молочнокислое бро-
жение — анаэробное превращение углеводов (лактозы)
молочнокислыми бактериями с образованием молочной
кислоты и освобождением энергии:
С&Н12О6—>2СН3СН(ОН)СООН+75 кДж
лактоза молочная кислота энергия
Процесс типичного молочнокислого брожения идет
без выделения СОг. К числу наиболее часто встречающих-
ся типичных молочнокислых бактерий относится молоч-
ный стрептококк (Streptococcus lactis), образующий цепоч-
ки различной длины, состоящие из овальных клеток
(рис. 22). Встречается он и в виде коротких бесспоровых
палочек, окрашивающихся анилиновыми красителями.
Колонии молочного стрептококка на поверхности твердой
питательной среды мелкие, выпуклые, напоминающие
капли воды.
Весьма важным представителем палочковидных форм
типичных молочнокислых бактерий является болгарская
палочка (Lactobacterium bulgaricum). Это бесспоровая,
неподвижная длинная палочка, иногда соединяющаяся в
короткие цепочки (рис. 22). На твердой питательной среде
она дает характерные колонии, напоминающие пучки ва-
ты. К этой группе молочнокислых бактерий относятся
виды, обитающие на растительных субстратах (свекле,
капусте, огурцах, силосной массе и пр.).
Молочнокислые бактерии имеют очень большое прак-
тическое значение, так как вызываемый ими процесс
молочнокислого брожения лежит в основц получения мо-
7*
99
Рис. 22. Молочнокислые
бактерии:
1 — болгарская палочка
(Lactobacterium bulgari-
cum); 2,3 — овальные клет-
ки и цепочки клеток молоч-
ного стрептококка (Strepto-
coccus lactis); 4 — бактерии
капустного рассола.
лочнокислых продуктов (творога, простокваши, сметаны
и пр.), квашения овощей, силосования кормов. Молочная
кислота находит широкое применение в производстве
кож, красильном деле и т. д.
Исходным материалом для изучения молочнокислых
бактерий может служить культура их на молоке или рас-
соле квашеных овощей.
Ход работы. Свежее молоко разливают в колбы емко7
стью 100—200 мл, наполняя их на 2/з объема, закрывают
ватными пробками и помещают в термостат при темпе-
ратуре +33... +35°С. Если используют стерильное моло-
ко, то в него с помощью пипетки добавляют 3—5 мл кис-
лого молока. После того как молоко закиснет до образо-
вания довольно плотного сгустка, приступают к изготов-
лению препарата.
Нанеся стеклянной палочкой сгусток на предметное
стекло,, делают мазок, его высушивают, фиксируют на
спиртовке или газовой горелке, окрашивают метиленовым
синим или карболовым фуксином и промывают. Препарат
рассматривают при большом увеличении и с иммерсией и
зарисовывают бактерии молочнокислого брожения.
Для определения молочной кислоты кислое молоко
отфильтровывают через складчатый -фильтр. К 10 мл
фильтрата прибавляют 1 мл 10-процентного раствора сер-
ной кислоты, нагревают до кипения (при взбалтывании)
и добавляют по каплям 2-процентный раствор ‘пермангана-
та калия. При этих условиях молочная кислота почти
полностью переходит в уксусный альдегид. Для распозна-
вания уксусного альдегида горлышко колбочки покрыва-
ют фильтровальной бумагой, смоченной аммиачным рас-
твором нитрата серебра. При дальнейшем нагревании кол-
бы уксусный альдегид будет улетучиваться и, воздейст-
100
вуя на аммиачный раствор серебра, вызовет почернение
бумаги.
Вывод. Молочнокислое брожение вызывают молочный
стрептококк, болгарская палочка и другие молочнокислые
бактерии.
Контрольные вопросы. 1. Какие микроорганизмы вы-
зывают молочнокислое брожение? 2. Как определяют об-
разовавшуюся при брожении молочную кислоту? 3. В чем
сущность молочнокислого брожения? .
V
Работа 64. Маслянокислое брожение
(упрощенный опыт)
Цель работы. Ознакомиться с процессом маслянокис-
лого брожения, обнаружить его конечные продукты и
рассмотреть под микроскопом бактерии Clostridium pas-
teurianum, вызывающие этот процесс.
Материалы и оборудование. Семена гороха (немытые),
иод, этиловый спирт, серная кислота, колба с плотно за-
крывающейся пробкой, пробирки, (металлическая петля,
предметные стекла с углублением, вазелин, термостат,
микроскоп.
Краткое теоретическое пояснение. Маслянокислое бро-
жение вызывают анаэробные бактерии из рода клостри-
диум (Clostridium). Процесс маслянокислого брожения
состоит в расщеплении безазотистых веществ (углеводов)
без доступа воздуха с образованием масляной кислоты,
углекислого газа, водорода и освобождением энергии.
С6Н12О6 —> СН3СН2СН2СООН + 2СО2 + 2Н2 + 65 кДж
глюкоза масляная кислота углекис- водо- энергия
лый газ род
Благодаря деятельности маслянокислых бактерий
разлагаются огромные количества органического вещест-
ва на дне болот, в заболоченных почвах, иле — везде,
куда ограничен доступ кислорода.
Ход работы. В сосуд насыпают семена гороха (семена
не нужно мыть!) и заливают их водой с таким расчетом,
чтобы после набухания семена были покрыты 2—3-сан-
гиметровым слоем воды с целью создания анаэробных
условий. Сосуд плотно закрывают корковой пробкой и
ставят в термостат при температуре 35°С. Через 3—4 су-
ток наблюдают процесс маслянокислого брожения: жид-
101
кость будет сильно пениться, благодаря выделению газо-
образных веществ (водорода и углекислого газа), и изда-
вать запах прогорклого масла, семена превратятся в бес-
форменную массу..
В данном опыте в сосуде с семенамц имеются все
необходимые условия для процесса маслянокислого бро-
жения: сбраживаемым веществом является запасной крах-
мал семян, источником маслянокислых бактерий служит
кожура гороха, доступа кислорода нет.
Из жидкости, в которой произошло маслянокислое
брожение, готовят микропрепарат методом висячей капли.
Под микроскопом обнаруживают массу подвижных пало-
чек, среди которых преобладают маслянокислые бактерии
из рода клостридиум (рис. 23). Если мазок из молодой
культуры окрасить иодом, то клетки приобретут синий
цвет. Зарисовывают в тетради бактерии маслянокислого
брожения.
Чтобы обнаружить масляную кислоту в субстрате, по-
ступают следующим образом. К 3—5 мл сбраживаемой
жидкости добавляют немного спирта и несколько капель
крепкой серной кислоты (как катализатор). В результате
реакции образуется этиловый эфир масляной кислоты,
имеющий приятный ананасный запах, по которому и
судят о наличии масляной кислоты в субстрате.
Вывод. Бактерии маслянокислого брожения — крупные
спорообразующие палочки.
Контрольные вопросы. 1. При каких условиях проте-
кает маслянокислое брожение? 2. Какое значение в при-»,
роде имеет маслянокислое брожение?
Рис. 23. Возбудитель масля-
нокислого брожения клост-
ридиум (Clostridium pasteu-
rianum):
1 — вегетативные, 2 — спо-
роносные клетки.
102
Приложение
* Приготовление некоторых
. реактивов и их хранение1
Абсолютный спирт, К этиловому спирту прибавляют
прокаленный сульфат меди, связывающий воду. Соль
прокаливают в широкой выпаривательной чашке (под
тягой!), тщательно перемешивая и не допуская побуре-
ния, до получения чисто-белого порошка. Обезвоженную
соль высыпают непосредственно в 96-процентный спирт
или предварительно завертывают в пакетики фильтро-
вальной бумаги. После посинения соли спирт сливают,
соль заменяют обезвоженной. В абсолютном спирте соль
должна оставаться белой.
Аммиак, 5-процентный раствор. Концентрированный
аммиак (25-процентный) разбавляют водой в 5 раз.
Аммиачный раствор нитрата серебра [Ag(NH3)2]NO3.
В пробирку наливают 1—2 мл 10-процентного раствора
нитрата серебра и прибавляют по каплям раствор аммиа-
ка; сначала появляется бурая'муть (Ag2O), которая за-
тем растворяется в аммиаке.
Гидроксид бария, водный раствор. Для приготовления
1 л раствора берут 7—10 г сухого Ва(ОН)г, растворяют
его в 100 мл воды (при слабом нагревании), затем быст-
ро переливают в бутылку емкостью 1 л, в которую пред-
варительно наливают 900 мл дистиллированной воды,
плотно закупоривают и 10—15 мин взбалтывают. В течение
суток взбалтывание повторяют 10—15 раз. Затем, когда
раствор отстоится, осторожно переливают его в другую
бутылку (лучше того же объема) при помощи сифона.
Сифонные трубки должны быть плотно вставлены в проб-
ки бутылок, а не прямо в горлышко, иначе раствор будет
мутнеть. Раствор гидроксида бария (баритову воду) нель-
зя оставлять открытым, так как он быстро поглощает ССЬ
из воздуха. Соединения бария ядовиты.
Гидроксид калия КОН, 10-процентный раствор. 10 г
гидроксида калия растворяют в 90 мл воды. Хранят в
склянке с притертой пробкой.
1 Для приготовления реактивов употребляют преимуществен-
но дистиллированную воду, но пригодна также и обыкновенная
питьевая вода, хорошо прокипяченная, отфильтрованная и охлаж-
денная.
103
Гидроксид кальция (известковое молоко) Са(ОН)2.
В сосуд емкостью 1,5—2 л всыпают гашеной извести сло-
ем 3—4 см, заполняют склянку водой почти доверху,
взбалтывают и дают отстояться в течение нескольких
дней. Затем прозрачную воду сливают в чистую склянку
и плотно закрывают корковой пробкой. Осадок гашеной
извести может быть снова использован для приготовления
следующей порции известкового молока. Для опыта ис-
пользуют известковое молоко, разбавленное в 50—100 раз.
Гидроксид натрия NaOH, 20-процентный раствор. 20 г
гидроксида натрия растворяют в 80 мл воды. Хранят в
склянке с притертой пробкой.
Гидрохинон, 1-процентный раствор. 1 г гидрохинона
растворяют в 99 мл воды.
Дихромат калия К2СГ2О7, 1-процентный раствор. 1 г
дихромата калия растворяют в 99 мл воды.
Жидкость Фелинга. Она готовится непосредственно
перед употреблением путем смешивания равных объемов
двух растворов: 1) 40 г сульфата меди растворяют в ди-
стиллированной воде, доводят объем до 1 л и фильтруют;
2) 200 г сегнетовой соли растворяют в дистиллированной
воде, добавляют 150 г КОН или NaOH и доводят объем
до 1 л.
Желтая кровяная соль, или гексацианоферрат (II) ка-
лия K4[Fe(CN)6], 1-процентный раствор. 1 г гексациано-
феррата (II) калия растворяют в 99 мл воды.
Краски для нанесения меток на органы растений
(корни, стебли, листья): 1) растирают сухую китайскую
тушь в 5-процентном растворе декстрина, альбумина или
гуммиарабика!; 2) сажу или активированный уголь расти-
рают с парафиновым маслом до образования густой жид-
кости; 3) используют черную пасту шариковой ручки.
Люголя реактив (раствор иода в иодиде калия). 2 г
иодида калия растворяют при нагревании в 5 мл дистил-
лированной воды, добавляют в раствор 1 г кристалличе-
ского иода и доводят объем раствора до 300 мл. Хранят в
темной банке.
Метиленовый синий (краситель), насыщенный спир-
товой раствор. 3 г метиленового синего растворяют в
100 мл 96-процентного спирта. Через несколько суток
1 мл раствора наливают в 10 мл, в 40 мл воды и т. д. Та-
кие растворы обозначают как 1: 10 и 1: 40.
Метиленовый синий (краситель), щелочной раствор.
104
К 100 мл воды добавляют 30 мл насыщенного спиртового
раствора краски и 1 мл 1-процентного раствора гидрокси-
да калия.
Нейтральный красный (краситель). Готовят водный
раствор 1:5000, для чего 10 мг краски растворяют в 50 мл
воды.
Нитрит натрия-с винца-меди (гексанитро-(II) купрат
натрия-свинца) (2:1:1) Na2Pb[Cu(NO2)6], 1 н- раствор.
196,5 г нитрита ^натрия-свинца-меди растворяют в неболь-
шом количестве воды и доводят объем раствора до 1 л.
Поваренная соль (хлорид натрия), насыщенный рас-
твор. Признак насыщенности — наличие нерастворивше-
гося реактива, который дается в некотором избытке при
приготовлении раствора.
Роданид калия KCNS, 1 М раствор. 97 г роданида ка-
лия растворяют в небольшом количестве дистиллирован-
ной воды, затем доводят объем до 1 л.
Сахароза, 1М раствор. 342 г сахарозы растворяют в
небольшом количестве воды и доводят объем до 1 л. Для
приготовления 0,5 М раствора сахарозы берут в 2 раза
меньше.
Сахароза, 1-процентный раствор. 1 г сахарозы раство-
ряют в 99 мл воды.
Серная кислота, 1-процентный раствор. К 99,5 мл
воды приливают 0,5 мл серной кислоты плотности 1,84.
Приливать кислоту в воду (не наоборот!). Хранят в
склянке с притертой пробкой.
Соляная кислота, 0,1 н. раствор. 3 мл кислоты плот-
ности 1,19 вливают в 1 л воды.
Соляная кислота, 10-процентный раствор. В 77,5 мл
воды осторожно вливают 22,5 мл крепкой соляной кисло-
ты плотности 1,15.
Сульфат меди (медный купорос) СпЭОгбНгО, 0,5 М
раствор. 1,25 г сульфата меди растворяют в 10 мл воды.
Сульфат тетрааммиаката меди (II) [Си(?Шз)4]8О4,
4-процентный раствор. 4 г сульфата меди растворяют в
96 мл воды и прибавляют раствор аммиака до сине-фио’
летовой окраски.
Фосфат натрия NasPCh, ^процентный раствор. 1 г
фосфата натрия растворяют в 99 мл воды.
Хлорид натрия NaCl, 1 М раствор. 5,85 г хлорида
натрия растворяют в небольшом количестве воды и дово-
дят объем до 100 мл.
105
Эозин, 1-процентный раствор. 1 г эозина растворяют в
99 мл воды.
Сернокислый анилин (CeHsNHgh’I^SO^ 1-процентный
раствор. 1 г сернокислого анилина растворяют в 99 мл
воды и прибавляют 5 капель серной кислоты.
Флороглюцин, 1-процентный раствор (спиртовой или
водный). 0,1 г флороглюцина растворяют в небольшом
количестве воды, доводят объем до 100 мл. При примене-
нии спирта используют 50-процентный раствор.
Фуксин карболовый. Готовят концентрированный рас-
твор основного фуксина. К раствору прибавляют 5 г фе-
нола и постепенно 100 мл воды. Через 24 ч раствор фильт-
руют. Для окрашивания употребляют водный раствор,
разбавленный непосредственно перед употреблением в
6—10 раз водой. Полученный раствор фильтруют.
Хлоркобальтовая бумага. Готовят 5-процентный рас-
твор хлорида кобальта (II). Для этого 5 г хлорида ко-
бальта (II) растворяют в 95 мл дистиллированной воды.
В этот раствор на несколько минут погружают полоски
белой фильтровальной бумаги. Порозовевшую бумагу
просушивают между листами сухой фильтровальной бу-
маги, а затем на солнце или над электроплиткой до появ-
ления голубого цвета. Хранят в эксикаторе над хлоридом
кальция.
Хромовая смесь для мытья посуды. 1 кг дихромата
калия растворяют в 2,5 л воды. Перед употреблением к
100 мл этого раствора добавляют 320 мл концентрирован-
ной серной кислоты плотности 1,84.
Хранение реактивов. Все реактивы готовят
заранее, до занятий и хранят в сосудах, емкостью от 250
до 500 мл, плотно закрытых пробками. На сосуды наклеи-
вают этикетки с обозначением реактива, способа и срока
его приготовления. Для занятий реактивы разливают в
пузырьки меньшей емкости, также снабженные этикет-
ками.
Реактивы, особенно красители, необходимо хранить в
специальном шкафу для реактивов; последние должны
быть защищены от света. Нельзя хранить реактивы вме-
сте с микроскопами и металлическими предметами.
Концентрированные кислоты хранят отдельно от дру-
гих реактивов в сосудах с притертой пробкой.
Кислоты и огнеопасные вещества хранят под замком.
106
Для хранения сухих реактивов обычно используют
широкогорлые банки разных размеров, закрытые корко-
выми пробками.
Кристаллический иод хранят в склянке темного стек-
ла с притертой пробкой.
При более длительном хранении реактивов пробки
следует заливать парафином.
Заготовка и хранение натуральных
объектов
Для выполнения практических работ требуется раз-
нообразный натуральный материал, который заготавли-
вают на школьном учебно-опытном участке, в поле, лесу,
на лугу в летнелкеннее время.
Семена и плоды пшеницы, ржи, ячменя, гороха,
фасоли, огурца, лука, подсолнечника, горчицы, тыквы
хранят в сухом прохладном помещении в бумажных па-
кетах с этикетками или в жестяных банках с небольшими
отверстиями и плотно закрытыми крышками; отверстия
обеспечивают необходимую для сохранения всхожести
аэрацию.
Для получения проростков (свежий материал) се-
мена ставят на проращивание во влажную камеру за 2—3
недели до опыта. Уход осуществляет ученик-лаборант.
Побеги сосны, ели, пихты срезают с деревьев нака-
нуне занятия. Срезанные побеги подрезают под водой и
помещают в сосуд с водой до следующего дня.
Клубни картофеля хранят в сухом прохладном под-
вальном помещении в деревянных ящиках.
Корнеплоды (свекла, морковь) хранят в ящиках
в слегка влажном песке при температуре +2... 4-4аС.
Луковицы лука репчатого хранят в теплом сухом
месте в, капроновых сетках.
Мох мниум выкапывают осенью, пересаживают в
цветочный поддонник и содержат под стеклянным колпа-
ком во влажных условиях. Мох поливают прудовой, реч-
ной или водопроводной водой, постоявшей в открытом
сосуде 2—3 дня (если она хлорирована).
Водные растения элодею, роголистник содер-
жат в аквариумных банках с водой, на дне которых на-
сыпан 3—4-сантиметровый слой промытого речного леску.
107
Дрожжи хранят в измельченном сухом состоянии в
течение месяца, лучше использовать свежие, купленные
накануне занятий.
Комнатные растения (в горшках) пеларгонию,
плющ, традесканцию, фуксию и др. содержат в живом
уголке. Для размещения растений используют окна, пол-
ки различного вида, установленные перед окнами. Для
создания влажной атмосферы, улучшающей рост расте-
ний в комнатных условиях, рекомендуют размещать рас-
тения в длинных и широких ящиках до 10 см высотой,
наполненных влажным песком (влажность песка постоян-
но поддерживается). Благодаря нагреванию песка теплым
воздухом от радиатора, происходит постепенное испаре-
ние влаги и создается влажная атмосфера.
Гербарий из веток березы, брусники, гороха, фасоли
и других растений готовят в период работы учащихся на
школьном учебно-опытном участке. Растения берут в цве-
тущем состоянии со всеми надземными и подземными
частями и по возможности с плодами. Собранные расте-
ния с этикетками в расправленном виде просушивают под
прессом и хранят в бумажных рубашках в гербарных
коробках.
Злаки можно просушивать в пучках (снопиках).
Их связывают по 10—20 штук, подвешивают в сухом
темном месте (на чердаке) на несколько дней. Растения
хорошо высыхают, не изменяя окраски, и хранятся в
темном помещении до употребления.
Для работ по фотосинтезу собирают и высушивают в
снопиках крапиву двудомную. Для работ по микробиоло-
гии заготавливают таким же образом луговое сено.
Солод — высушенные и размолотые 4—5-дневные
црородтки пшеницы, ржи или ячменя — хранят в бу-
мажных пакетах или сосудах в сухом месте.
Сухие чешуи лука репчатого за 5—7 дней до опыта
погружают в глицерин, разбавленный водой в 10—15 раз.
Для изучения анатомии вегетативных органов заго-
тавливают отрезки побегов и корней ириса, тыквы, куку-
рузы, подсолнечника, березы и хранят их в консервиро-
ванном виде.
Список рекомендуемой литературы
Викторов Д. П. Малый практикум по физиологии
растений. М., «Высшая школа», 1969.
Генкель П. А. Микробиология с основами вирусо-
логии. М., «Просвещение», 1974.
Генкель П. А. Физиология растений. М., «Просве-
щение», 1975.
Генкель П. А. Физиология растений (факульта-
тивный курс). М., «Просвещение», 1970, 1974.
Жизнь растений в 6 томах. Т. 1, 2, 3. М., «Просвеще-
ние», 1974, 1976, 1977.
К у р с а н о в Л. И. и др. Ботаника. Т. 1. Анатомия и
морфология растений. М., «Просвещение», 1966.
С к а з к и н Ф. Д. и др. Практикум по физиологии
растений. М., «Советская наука», 1953.
Травкин М. П. Занимательные опыты с растения-
ми. М., Учпедгиз, 1960.
Черемис и нов Н. А., Боева Л. И., Семиха-
това О. А. Практикум по микробиологии. М., «Высшая
школа», 1967.
Содержание
Предисловие............... . . « ...................... 3
Введение . . ............................................ 5
Тема I. Физиология растительной клетки
Работа 1. Искусственная «клеточка Траубе»...... 7
Работа- 2. Явление плазмолиза и деплазмолиза .... 8
Работа 3. Вязкость цитоплазмы................. 10
Работа 4. Движение цитоплазмы................. 12
Работа 5. Проницаемость живой и мертвой цитоплазмы . —
Работа 6. Колпачковый плазмолиз............... 14
Работа 7. Поступление веществ в вакуоль и их накопле-
ние ................................................... 1S
Работа 8. Тургорное состояние клеток.......... 15
Работа 9. Осмотическое давление в клетке ...... Л
Работа 10. Сосущая сила клетки................. 21
Работа И. Оболочка клетки..................... 23
Работа 12. Кристаллические включения в клетке .... 25
Работа 13. Запасные вещества в клетке.......... 27
Работа 14. Выделение инвертазы из дрожжей и фермента-
тивный гидролиз сахарозы................................ 28
Тема II. Водный режим растений
Работа 15. Анатомическое строение листа................. 30
Работа 16. Строение и механизм открывания и закрывания
устьиц.............................................. 32
Работа 17. Определение состояния устьиц методом ин-
фильтрации 33
Работа 18. Устьичная и кутикулярная транспирация . . 35
Работа 19. Значение кутикулы и пробки в защите растений
от испарения........................................ 36
Работа 20. Анатомическое строение корня.......... 38
Работа 21. Корневое давление........................ 41
Работа 22. Явление гуттации......................... 43
Работа 23. Анатомическое строение стебля.......... 44
110
Работа 24. Присасывающее действие листьев .... 49
Работа 25. Поднятие воды в растении по сосудам ... 50
Тема III. Минеральное питание растений
Работа 26. Микрохимический анализ золы растения ... —
Работа 27. Обнаружение нитратов в листьях ..... 53
-Работа 28. Водные культуры .......................... 54
Тема IV. Фотосинтез
Работа 29. Получение спиртовой вытяжки хлорофилла . . 58
Работа 30. Разделение пигментов по методу Крауса ... 59
Работа 31. Действие щелочи на хлорофилл................ 60
Работа 32. Получение феофитина и восстановление метал-
лоорганической связи................................... 61
Работа 33. Спектр поглощения хлорофилла................ 62
Работа 34. Образование крахмала в листьях растений
(проба Сакса).......................................... 63
Работа 35. Поглощение зеленым растением углекислого
газа из воздуха ...................................... 64
Работа 36. Образование сахара в зеленых листьях на свету 65
Работа 37. Зависимость интенсивности фотосинтеза от ин-
тенсивности света........................... 66
Работа 38. Влияние спектрального состава света на фото-
синтез ................................................ 67
Работа 39. Влияние температуры на фотосинтез .... 69
Тема V. Дыхание растений
Работа 40. Дыхание прорастающих семян........... 70
Работа 41. Определение интенсивности дыхания .... 72
Работа 42. Необходимость кислорода воздуха для роста
корней............................... 73
Работа 43. Обнаружение дегидрогеназ............. 74
Работа 44. Обнаружение пероксидазы.............. 75
Работа 45. Обнаружение каталазы................. 76
Тема VI. Рост и движение растений
Работа 46. Верхушечный рост корня..................... 77
Работа 47. Верхушечный рост стебля........... . . . 78
Работа 48. Базальный рост листьев лука................. 79
Работа 49. Вставочный рост стебля злаков . . . $ . —
Работа 50. Влияние температуры на рост растений ... 80
Работа 51. Влияние света на рост растений.............. 81
Работа 52. Необходимость почвенной влаги для роста рас-
тений ............................................: : 82
Работа 53. Фототропизм ............................... 83
Я.а бота 54. Геотропизм................................ 84
Тема VII. Организация бактериальной клетки.
Жизнедеятельность бактерий и их роль в природе
Работа 55. Изучение бактерий методом висячей капли . . 86
Работа 56. Изучение бактерий в фиксированном и окра-
шенном виде........................................... 87
111
Работа 57. Метод элективной культуры ........
Работа 58. Изучение спор сенной палочки................ 91]
Работа 59. Обнаружение азотфиксирующих бактерий в
почве................................................ 92
Работа 60. Обнаружение клубеньковых бактерий........ 94|
Работа 61. Изучение дрожжей (Saccharomyces cerevisiae) 96
Работа 62. Спиртовое брожение........................ 97
Рабюта 63. Молочнокислое брожение................ 99
Работа 64. Маслянокислое брожение (упрощенный опыт) . 101
Приложение
Приготовление некоторых реактивов и их хранение . , . 103
Заготовка и хранение натуральных объектов.......... • 107
Список рекомендуемой литературы . । • а > « $ 100
ИБ № 1887
Екатерина Мартемьяновна Васильева,
Тамара Варфоломеевна Горбунова,
Лилия Ильинична Кашина
ЭКСПЕРИМЕНТ ПО ФИЗИОЛОГИИ РАСТЕНИЙ
В СРЕДНЕЙ ШКОЛЕ
Редактор В. И. Сучинская
Художник Н. А. Бруякина
Художественный редактор Е. Н. Карасик
Технический редактор Н. Н. Бажанова
Корректоры М. И. Миримская, Г, Л. Нестерова
Сдано в набор 17,10.77 г. Подписано к печати 17,02.78 г. 84Х108'/з»-
Бумага тип.’ № 2. Лит. гарн., Выс. печать. Условн. п. л. 5,88.
Уч.-изд. л. 5,68. Тираж 40 000 экз. Заказ № 7825. Цена 15 коп.
Ордена Трудового Красного Знамени издательство «Просвещение»
Государственного комитета Совета Министров РСФСР по делам
издательств, полиграфии и книжной торговли.
Москва, 3-й проезд Марьиной рощи, 41.
Областная типография управления издательств, полиграфии и книж-
ной торговли Ивановского облисполкома, г, Иваново-8, ул. Типо-
графская, 6.
нявннмиюоммн!