/
Author: Бызов Б.А.
Tags: палеонтология естественные науки микробиология зоология животные беспозвоночные почвоведение микроорганизмы
ISBN: 5-89118-388-9
Year: 2005
Text
Б.А. Вызов
ЗООМИКРОБНЫЕ
ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ
В ПОЧВЕ
Московский государственный университет им. М.В. Ломоносова
Факультет почвоведения
РОССИЙСКИЙ ФОНД
ФУНДАМЕНТАЛЬНЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ
ч±Ьи
Б.А. Вызов
ЗООМИКРОБНЫЕ
ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ В ПОЧВЕ
Москва
ГЕОС
2005
ББК 23.356
Б 19
УДК 56.18
Б.А. Бызов. ЗООМИКРОБНЫЕ ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ В ПОЧВЕ. М.:
ГЕОС,2005-213с.
ISBN 5-89118-388-9
Обобщаются исследования по проблемам взаимодействия микроорганизмов и
беспозвоночных животных в почве. Рассматривается участие беспозвоночных в
физических и биохимических процессах и их роль в жизни микробного комплекса почв.
Анализируются особенности питания беспозвоночных животных микроорганизмами.
Сформулировано новое представление о переваривании микроорганизмов
беспозвоночными. Обсуждается значение феномена выборочного питания животных
микроорганизмами в формировании микробных сообществ в почве. Анализируются
особенности регуляторного воздействия беспозвоночных на почвенные микроорганизмы.
Сформулирована концепция трофических и метаболических механизмов регуляции
животными микробного комплекса почвы. Рассматриваются типы симбиозов
микроорганизмов и беспозвоночных. Дается характеристика таксономического состава
бактерий и грибов, ассоциированных с почвенными беспозвоночными. Анализируется их
функциональная роль в почве. Приводятся наиболее яркие способы биологического
контроля почвенных беспозвоночных с использованием микроорганизмов.
Для специалистов - микробиологов, зоологов, почвоведов, экологов, может
служить в качестве учебного пособия для студентов высших учебных заведений,
обучающихся по этим специальностям.
Ответственный редактор проф. Д.Г. Звягинцев
Рецензенты: проф. Н.М. Чернова, проф. Л.О. Карпачевский
Публикуется при финансовой поддержке Российского фонда
фундаментальных исследований (проект № 05-04-62019)
© Факультет почвоведения МГУ
© Б.А. Бызов, 2005
© ГЕОС, 2005
Посвящается моим родителям
Юлии Борисовне и Алексею Леонтьевичу
Бызовым
ВВЕДЕНИЕ
Проблемы межорганизменных взаимодействий занимают центральное место в
экологии. Взаимодействия между организмами в сообществе и сообщества с
абиотической средой - главные факторы регуляция состава и стабильности
экосистем. В основе регуляции межорганизменных взаимодействий лежат
топические, фабрические, форические, трофические связи, которые, в свою очередь,
делятся на прямые и косвенные [Беклемишев, 1970]. Форические связи касаются
транспортировки организмами друг друга. Топические и фабрические связи
возникают, когда партнеры предоставляют место для обитания или изменяют
физико-химическую среду обитания друг для друга. Трофические связи между
популяциями образуются, когда представители одной популяции питаются
организмами другой популяции, или их мертвыми остатками, или продуктами
жизнедеятельности. При этом происходит обмен субстратами роста или ростовыми
факторами, удаление токсических продуктов обмена одного организма другим
организмом. Существуют и метаболические связи, которые образуются благодаря
экскреции продуктов жизнедеятельности в среду, выполняющих функцию
"сигнальных метаболитов": антибиотиков, токсинов, аттрактантов и репеллентов,
физиологически активных веществ [Бабьева, Зенова, 1989].
Идеальная модель для изучения механизмов биологической регуляции в
экосистемах - зоомикробные взаимоотношения, поскольку в них реализуются все типы
взаимодействий: от нейтрализма до мутуализма. В зоомикробном комплексе
почвы, по-видимому, развиты все типы связей, но трофические и метаболические
связи представляются определяющими в жизни почвенного сообщества.
Действительно, трофические отношения определяют круговорот веществ, им принадлежат
важнейшие функции взаимодействия и ауторегуляции в биосфере [Уголев, 1991].
Трофические связи лежат в основе формирования пищевых цепей, а,
следовательно, и зоомикробных взаимоотношений в почве. Метаболические связи - также
неотъемлемый атрибут экосистем. Появляются доказательства наличия
метаболических связей между микроорганизмами и животными в почве. Это, например,
образование антибиотиков актиномицетами в кишечнике дождевых червей и кивсяков
[Полянская и др., 1996]; распознавание запахов грибов микроартроподами [Hed-
lund et al., 1995]; выделение грибами веществ, отпугивающих хищников [Chen,
Wise, 1997]; нематоцидная активность бацилл [Siddiqui, Mahmood, 1995] и другие.
Первые фундаментальные исследования по изучению структуры и
функциональной роли зоомикробных взаимодействий в почве начались во второй
половине XX века. В нашей стране они связаны с именами М.С. Гилярова,
Л.С. Козловской, Л.М Загуральской., Б.Р. Стригановой, Н.М. Черновой, И.В. Сте-
баева, Н.А. Мехтиевой, Д.Г. Звягинцева, Н.С. Паникова, А.Д. Покаржевского, а
за рубежом - J. Anderson, D. Coleman, D. Parkinson, C. Edwards и других.
Показано, что микроорганизмы и беспозвоночные животные образуют в почве пищевые
сети, а трофическая и средообразующая деятельность животных является факто-
3
ром, определяющим скорость и направление процессов, и активность
микробного комплекса в почвах. У беспозвоночных установлены различные формы
отношений с микроорганизмами, повышающих эффективность трансформации
органических и неорганических веществ.
Участие организмов в почвенных процессах может!_быть и прямым, и
косвенным. Прямое участие реализуется в метаболических процессах, а косвенное
предполагает регулирующее действие организмов друг на друга.
Метаболические функции осуществляются при использовании организмами химических
соединений для получения энергии, углерода, азота и других элементов питания
при фото- и хемотрофии, Ы2-фиксации и других метаболических процессах.
Регулирующие функции предполагают модификацию одним из организмов
активности другого. Их следствием являются большие потоки энергии и массоперено-
са, чем собственные метаболические потребности организмов, их вызывающих
[Anderson, 1995]. В экосистемах основные потоки углерода, энергии и
питательных элементов проходят по пищевым связям между бактериями, грибами,
простейшими и нематодами и меньше связаны с активностью мезо- и макрофауны -
микроартропод, дождевых червей, многоножек и др. [de Ruiter et al., 1997].
Беспозвоночные участвуют в метаболизме только 1-10% углеродного потока
[Macfadyen, 1963; Reichle, 1975], но за счет высокого уровня потребления и сре-
дообразующей деятельности они оказывают большое влияние на микробные
процессы [Anderson, 1995].
Ключевым принципом, на котором основаны зоомикробные взаимодействия,
является неспособность беспозвоночных к синтезу незаменимых аминокислот
[Сравнительная физиология животных, 1977], а в почве животные абсолютно
зависят от микроорганизмов как источника незаменимых аминокислот [Покаржев-
скийидр., 1984].
В проблеме зоомикробных взаимодействий выделяются функциональное и
структурно-функциональное направления. Функциональное направление
ориентировано на выяснение роли беспозвоночных в почвенных процессах: в
разложении органического вещества, эмиссии С02, динамике питательных элементов и
др.. Большинство исследований посвящено именно этим вопросам [Coleman et
al., 1983; Ingham et al, 1985; и др.]. В значительной меньшей степени развито
структурно-функциональное направление, в рамках которого изучаются
взаимосвязи между организмами и их функциональное значение в почвах. Достижения
в этой области связаны с работами по выяснению роли животных в судьбе
микроорганизмов [Козловская, 1976; Szabo, 1974; Hanlon, Anderson, 1979; и др.];
деятельности животных как вместителей микробных сообществ [Szabo, 1974;
Bignell, 1984; и др.] или модификаторов среды обитания [Loquet et al., 1977; и
др.]; роли микробов в питании животных [Стриганова, 1980; Покаржевский и др.,
1984; и др.]
Цель монографии - обобщение данных и разработка теоретических
представлений о зоомикробных взаимодействиях и их роли в функционировании почв.
Работа посвящена изучению регуляторных механизмов этих взаимодействий.
Получение фундаментальных знаний в этой области необходимо для развития
экологического направления, представляющего почвенный биотический
комплекс как систему взаимодействующих организмов. Знание закономерностей
зоомикробных взаимодействий важно для понимания того, как организованы и
4
функционируют трофические сети в почве, а также для решения разнообразных
прикладных проблем: при экологическом мониторинге, оптимизации режима
питательных элементов в агроэкосистемах, контроля паразитических
беспозвоночных (нематод и др.), производства вермикомпостов и многих других. В работе
делается попытка сформулировать основные принципы зоомикробных
взаимодействий в почве, возникающих при контакте микроорганизмов и животных в
процессе питания (трофические взаимодействия) или их метаболитов
(метаболические взаимодействия).
Рассматриваются следующие проблемы:
- участие беспозвоночных в физических и биохимических процессах
непосредственно и при взаимодействии с микроорганизмами;
- особенности питания почвенных беспозвоночных микроорганизмами;
- механизмы переваривания микроорганизмов животными и его роли в
формировании микробного комплекса почвы;
- судьба микробных популяции (в том числе генетически модифицированных
бактерий) при их пассаже через пищеварительный тракт почвенных животных;
- роль беспозвоночных в формировании микробного комплекса почвы;
- особенности трофического поведения хищных грибов в почве;
- нематоцидная активность энтомопатогенных бацилл в почве;
- разнообразие микроорганизмов пищеварительного тракта беспозвоночных и
их функциональная роль.
5
РАЗМЕРНАЯ И ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ КЛАССИФИКАЦИИ
ПОЧВЕННЫХ ЖИВОТНЫХ
В почвенной зоологии принята размерная классификация животных для удобства
исследования отдельных групп и оценки их функциональной роли. В качестве
критерия используют ширину тела животного, поскольку именно ширина определяет
возможность проникновения животного между частицами почвы. Для каждой
размерной группы разработаны специфические методы учета и изучения их
экологических потребностей. Мельчайшие представители почвенной фауны - простейшие,
коловратки и нематоды - являются физиологически водными животными. Они
обитают в микроскопических полостях почвы, заполненных капельной влагой, или
прилипают к минеральным частицам, удерживаясь силой поверхностного натяжения
водной пленки. Более крупные формы: микроартроподы - обитают в полостях и
ходах других животных и корней и активно передвигаются вдоль почвенного профиля.
Крупные животные: личинки крылатых насекомых, многоножки, дождевые черви -
способны к рытью ходов и нор. Это - основные агенты формирования почвенного
профиля, перемешивающие остатки растений с минеральными слоями почвы. Их
деятельность обусловливает многие физические свойства почвы: скважность, аэри-
рованность, глубину аккумулятивного горизонта и др. [Гиляров, 1949].
В нашей стране была предложена следующая система наименования
размерных групп беспозвоночных: нанофауна - простейшие; микрофауна - нематоды и
микроартроподы; мезофауна - крупные почвенные беспозвоночные: личинки
насекомых, многоножки, пауки, мокрицы, дождевые черви; макрофауна -
позвоночные животные [Гиляров, 1941]. Некоторые представители почвенной фауны,
такие как коловратки, нематоды и энхитреиды, однако, плохо укладываются в
эту классификацию. Эти животные по своим размерам и экологическим
особенностям занимают промежуточное положение между отдельными группировками.
В зарубежной классификации простейшие и нематоды включены в группу
микрофауны, к мезофауне относят микроартропод, некоторых энхитреид и личинок
равнокрылых насекомых, а к макрофауне - изопод, диплопод, личинок
чешуекрылых, двукрылых насекомых, дождевых червей, моллюсков [Swift et al., 1979].
В настоящей работе используется последняя классификация.
Размерная классификация почвенных беспозвоночных была использована для
оценки участия животных в разложении растительных остатков. Среди сапрофагов
были выделены группировки первичных и вторичных разрушителей. Согласно
классификации первичные разрушители (мезофауна) рассматривались преимущественно
как механические разрушители растительных остатков. Они способны размельчать и
мацерировать большую массу растительных тканей. Вторичные разрушители
(микрофауна) питаются экскрементами первичных разрушителей и заканчивают
размельчение кусочков тканей с сохранившейся клеточной структурой, не
переваренных первичными разрушителями. Исследования пищевых потребностей и пищевой
активности первичных и вторичных разрушителей показали, что среди крупных и
мелких беспозвоночных животных имеются более или менее специализированные
потребители компонентов растительных остатков и микроорганизмов.
6
Деление фауны по размерам отражает специфику взаимодействий животных с
микробным населением почвы. Взаимоотношения с сапротрофной микрофлорой
у сапрофагов не ограничиваются лишь трофическими связями. У них
установлены различные формы симбиотических и синергических отношений, что
повышает эффективность биогенной трансформации органического вещества в почве
[Козловская, 1976; 1985].
Все животные при питании потребляют микроорганизмы. Считается, что
беспозвоночные - специализированные микробофаги (микро- и мезофауна): простейшие,
нематоды, энхитреиды и микроартроподы способны селективно выедать мицелий
грибов, колонии дрожжей и бактерий в почве. Влияние крупных беспозвоночных
(мезофауны): дождевых червей, многоножек, мокриц и др. проявляется на уровне
целых сообществ микроорганизмов. Питаясь почвой и подстилкой, они пропускают
через пищеварительный тракт крупные фрагменты субстратов, заселенные целыми
комплексами микроорганизмов. Их даже называют "экосистемофагами" [Pokarz-
hevskii et al., 1997]. С уменьшением размеров тела животного возрастает скорость его
метаболизма (интенсивность потребления и экскреции, удельное дыхание),
уменьшается продолжительность жизненного цикла. При этом повышается доля прямого
трофического влияния животного на функционирование совокупного почвенного
сообщества и падает роль косвенных механизмов, связанных со средообразующей и
транспортной функцией животных [Brussaard, 1998].
Размеры отражают масштаб, которым ограничена активность организма и в
котором организм способен модифицировать окружающую среду. Простейшие и
нематоды, питающиеся бактериями и грибами, ограничены размерами почвенных
пор (<100-200 мкм), в которые они могут проникнуть [Elliott et al., 1980].
Доступность грибного мицелия - основной пищи микроартропод, становится меньше при
его проникновении в разлагающиеся растительные ткани, и регулируется, таким
образом, физической структурой растительного опада [Leonard, Anderson, 1991].
Дождевые черви, многоножки и другие животные из-за крупных размеров не
способны выбирать в пищу микробные клетки отдельных видов, но микроорганизмы,
преобразуя субстрат, влияют на выбор пищи этими животными [Anderson, 2000].
Основные потоки углерода, энергии и питательных элементов проходят по
трофическим связям между бактериями, грибами, простейшими и нематодами и
в значительно меньшей степени связаны с активностью популяций мезо- и
макрофауны [de Ruiter et al., 1997]. Вся почвенная фауна участвует в метаболизме
только 10-15 % углеродного потока [Macfadyen, 1963]. Однако считается, что за
счет высокого уровня потребления животные способны оказывать влияние на
микробные процессы [Anderson, 2000].
В экосистемах вклад организмов в процессы может быть прямым и
косвенным. Прямой вклад - это следствие метаболических процессов использования
химических соединений для получения энергии, углерода, азота и минеральных
элементов, осуществляемых при фотосинтезе, хемотрофии, ^-фиксации,
аммонификация, денитрификации, экскреции. Косвенный вклад предполагают
наличие обратной связи, когда организмы влияют на функционирование экосистем
благодаря эффектам своего физического присутствия или регулирующей
активности. Такие процессы названы "модулирующими", поскольку их следствием
являются большие потоки энергии и массопереноса, чем собственные
метаболические потребности организмов, их вызывающих (табл. 1). Принципиальная разница
7
Таблица 1. Метаболические и регулирующие функции в экосистемах,
осуществляемые почвенными организмами (по: [Anderson, 2000] с изменениями и
дополнениями]
Метаболические функции
Микробы
Фототрофия
Хемотрофия
Ы2-фиксация
Аммонификация
Денитрификация
Экскреция
Животные
Дыхание
Экскреция
Регулирующие функции
Микробы
Стабилизация агрегатов
Симбиозы с животными
Образование микрогазов
(CH4,N20,H2S,H2,C2H2,
окись этилена)
Образование летучих
органических
веществ и сигнальных
метаболитов
Образование гумуса
Животные
Образование агрегатов
Образование макропор,
инфильтрация растворов
Транспорт органического
вещества и микробов
Стабилизация
органического вещества
Модификация состава и
активности микробного
сообщества
Создание микрозон
образования микрогазов
Образование гумуса
между метаболическими и модулирующими функциями состоит в том, что
первые прямо пропорциональны плотности и физиологическому состоянию
организмов, а вторые создают долговременные кумулятивные эффекты такие, как
почвенная структура, микрозональность, структура микробного сообщества и
др., влияющие на активность других организмов. При этом, чем мельче организм,
тем больше его вклад в метаболизм экосистемы (рис. 1) [Anderson, 2000].
Группа: Микрофауна Мезофауна Макрофуна
Размер (ширина) < 100- 200 мкм > 200 мкм 2 - 20 мм
Функция; Катаболит->Хищничество-*Пастъба->Ишельчение-* Перемешивание
Метаболическая Щ
Увеличивается прямой вклад в метаболизм
сообщества
Увеличивается косвенное влияние на микробные и
физико-химические процессы
Регулирующая >
Рис. 1. Размерные группы почвенных животных и их функции [по Anderson, 2000,
с изменениями]
Выделяют 3 гильдии почвенных животных согласно их экологическим
функциям в почве. Корневая биота - обитатели прикорневой зоны растений
(простейшие и нематоды, свободноживущие или паразитические). Они питаются
корневыми выделениями, растительными тканями, соками растений, а также
микроорганизмами ризосферы. Экологическая функция этих животных -
регуляция функционирования растения. Это может осуществляться прямо - за счет воз-
8
действия на растение фитопаразитических форм и косвенно - за счет регуляции
круговорота питательных элементов в прикорневой зоне. "Разлагатели" -
представители микро- и мезофауны [нематоды, микроартроподы, энхитреиды]. Их
функция - регуляция процесса разложения органического вещества,
осуществляемого почвенными микроорганизмами. Разлагатели не изменяют структуру ор-
ганоминеральных и минеральных горизонтов почвы, но меняют ее химический
состав, измельчают подстилку, влияют на режим питательных элементов за счет
регуляции микробной деятельности. Они оказывают влияние на рост растения
косвенно за счет регуляции химических свойств почвы и режима питательных
элементов. "Инженеры экосистемы" - представители макрофауны [дождевые
черви, макроартроподы], создают местообитания для других организмов,
физически и химически преобразуют почву, участвуют в создании структуры,
создают ходы, воздействуют на водно-воздушный режим, влияют на рост растений за
счет регуляции физических свойств почвы. Растения занимают центральное
место в почвенной экосистеме. Воздействие растений на корневую биоту носит
быстрый характер. Они снабжают животных корневыми легкодоступными
выделениями, привлекают и отпугивают своими метаболитами. На разлагателей и
инженеров экосистем растения воздействуют прямо, снабжая их органическим
веществом [Anderson, 1995; Jones et al., 1997; Lavelle et al., 1997; Brussaard, 1998].
9
УЧАСТИЕ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ В ФИЗИЧЕСКИХ
ПРОЦЕССАХ
Участие беспозвоночных животных в физических процессах, происходящих в
почве, определяют следующие виды их деятельности: измельчение растительных
остатков; перемещение и перемешивание подстилки и почвы; образование
экскрементов; роющая деятельность.
Измельчение растительного опада
Потребители подстилки и детритофаги при поглощении органических остатков
сильно измельчают их. Размер частиц в экскрементах диплопод и мокриц
составляет десятые доли миллиметра. Микроартроподы выгрызают листовые пластинки
("скелетирование" листьев), внутри которых растут микроорганизмы. В основном,
это относится к орибатидным клещам. Их экскременты составляют доли
миллиметра, а размер частиц в них - десятки микрометров. Дождевые черви перетирают
органические остатки с помощью заглатываемых минеральных частиц в
мускульном желудке. При измельчении в сотни и тысячи раз увеличивается удельная
поверхность субстрата. При этом резко возрастает его доступность для
микроорганизмов и, как следствие, возрастает скорость разложения [Курчева, 1971; Стрига-
нова, 1980; Hanlon, Anderson, 1980]. Однако уплотнение мелких частиц в
экскрементах может ограничить колонизацию их бактериями и грибами. Наблюдения в
сканирующем электронном микроскопе показывают, что бактерии колонизируют
внутреннюю поверхность частиц в экскрементах мокриц и многоножек, а грибные
гифы распространяются только по поверхности [Anderson, Ineson, 1984a].
Перемешивание и перемещение подстилки и почвы
Питаясь в разных горизонтах почвы и в подстилке, животные из группы мезо- и
макрофауны активно перемешивают органические остатки с минеральными
частицами. Ключевую роль в этом процессе играют дождевые черви и термиты. В
широколиственных лесах дождевые черви - главный первичный разрушитель подстилки.
Ежегодно черви перемешивают около 3-5 т подстилки/га с минеральными
горизонтами, образуя так называемый гумус типа мулль. Такие же масштабы отмечены для
перемешивания навоза на пастбищах. Эпигейные (обитающие в поверхностных
слоях почвы и в подстилке) черви откладывают экскременты на поверхности почвы, а
обитающие в почве - в ходах или в других макропорах. Годовая продукция копроли-
тов червей в почвах умеренной зоны составляет 75-250 т/га год (в среднем - 40-50
т/га год), а в тропических почвах - до 400 т/га. Рассчитано, что в регионах с
умеренным климатом за 50-100 лет верхние горизонты пахотных почв пропускаются через
пищеварительный тракт дождевых червей [Barois et al., 1993; Makeschin, 1997].
Значение того, что органическое вещество перемещается вглубь почвы червями,
например, демонстрируют полевые эксперименты, проведенные в Новой Зеландии. Для
10
утилизации навоза овец в почву интродуцировали дождевых червей. Опыты
проводили с мечеными 14С-растительными остатками. Установлено, что при интродукции
червей углерод аккумулировался на 10 см глубже, чем без них. Содержание углерода
в почве в присутствии червей было на 30 % выше. Увеличивалась продукция корней
растений, растительная продукция возрастала на 70 % [Makeschin, 1997].
В отличие от дождевых червей термиты перемещают почву из более глубоких
горизонтов на поверхность для постройки гнезд. Этот материал имеет более
тонкий механический состав, чем тот, из которого сложены верхние горизонты
почвы. В результате деятельности термитов часть органического вещества на время
изымается из оборота и консервируется в термитниках. Когда гнезда термитов
разрушаются ветром или водой, этот материал разносится по поверхности.
Рассчитано, что в Северной Австралии за 12000 лет за счет этих процессов нарастает
слой почвы в 15 см. В Кении за счет деятельности термитов масштабы эрозии
достигают 1000-10000 кг/га в год. В Африканских саваннах термиты привносят в
почву до 4 т/га год мертвой древесины. За счет перемещения органического
материала и почвы термиты сокращают поверхностный сток, т.к. их гнезда
обладают повышенной агрегатной стабильностью [Lee, Wood, 1971].
Образование экскрементов
Масштабы этого процесса и его значение для экосистем больше всего
исследовано для дождевых червей. Экскременты [копролиты] червей состоят из
почвы, смешанной с органическими остатками. Они откладываются как внутри
ходов червей, так и на поверхности почвы. В обоих случаях копролиты играют
существенную роль в почвообразовании. Они содержат больше глинистых и
илистых частиц, больше органического материала и меньше песка, чем окружающая
почва, поскольку дождевые черви избирательно поглощают более мелкие
частицы и органические остатки. Размер минеральных частиц, обнаруживаемых в
пищеварительном тракте дождевых червей, меньше, чем в почве и составляет 100—
500 мкм. Считается, что черви не способны измельчать минеральные >частицы
(кроме сильно выветрелых), но они перетирают растительные остатки и частицы,
содержащие органоминеральные комплексы. Это - один из важнейших факторов
воздействия червей на процесс разложения органического вещества [Lee, 1985].
Копролиты червей - это почвенные агрегаты. Форма и физическая прочность
копролитов оказывает влияние на аэрацию, инфильтрацию воды, водоудержи-
вающую способность, удельную поверхность почвы. Агрегатное состояние в
свою очередь определяет возможность проникновения корней растений,
количество микрозон с доступными для растений питательными элементами,
микробную активность, соотношение аэробных и анаэробных зон, движение микро- и
мезофауны и, как следствие, плодородие почвы.
Проверка стабильности копролитов дождевых червей (устойчивость к
размыванию в капле воды или при просеивании в воде) показывает, что они могут быть
и более, и менее стабильны, чем другие почвенные агрегаты. В значительной
степени это зависит от состава и концентрации органического вещества,
содержащегося в копролитах, но также и от микробиологической активности в них.
Предполагали, что почвенные частицы цементируются гуматами кальция,
которые образуются в пищеварительном тракте при взаимодействии органических
И
соединений с карбонатом кальция, выделяемым кальциевыми железами червей,
или смешиваются с измельченными растительными остатками. Выдвигались
также гипотезы о том, что стабильность копролитов связана с грибными гифами,
переплетающими их по поверхности или со слизистыми полисахаридными
выделениями, образуемыми в процессе микробного разложения [Parle, 1963; Lee,
1985; Marinissen, Dexter, 1990]. Уже через несколько дней после отладки в почву
копролиты колонизируются и связываются друг с другом грибными гифами,
прорастающими из почвы [Lee, Pankhurst, 1992]. Их стабильность возрастает с
возрастанием длины грибных гиф [Lee, 1985]. Многие бактерии образуют
полисахариды (леваны, декстраны), которые способны склеивать частицы кварца и
глин. Таким образом, адгезия почвенных частиц за счет микробной активности -
одно из наиболее популярных объяснений стабилизации копролитов. Однако
копролиты сохраняли стабильность даже после обработки перекисью водорода,
которая должна окислять полисахариды и гуматы кальция [Parle, 1963].
Детальное исследование причин механической прочности копролитов проведено
Манаенковым с соавт. [1997]. Изучали влияние различных растворителей на
механическую прочность трех типов почвенных агрегатов: зернистых, комковатых и ко-
пролитовых (старых копролитов), отобранных из нативной почвы. Реагенты
выбирали так, чтобы избирательно разрушить и удалить различные клеящие вещества
(метод "анатомирования" агрегатов, разработанный А.Ф. Тюлиным). Агрегаты
обрабатывали спиртобензольной смесью (удаляет липидную фракцию из агрегатов), 3 %
уксусной кислотой (разрушает карбонатные связки, частично гумусовые), 1 % NaOH
(удаляет гумусовые вещества - свободные и частично связанные полуторными
окислами), 3 % раствором сока виноградной улитки Helix pomatia (содержит
комплекс ферментов, разрушающих полисахариды: маннаны, глюканы; белки,
пектиновые вещества и белково-полисахаридные комплексы; используется в микробиологии
и биохимии для разрушения клеточных стенок грибов), спиртобензольной смесью с
1 % NaOH и с К2Р2О7. Вероятность появления прочных агрегатов (сопротивление к
сдавливанию более 1,0 кг/агрегат) в естественных образцах была почти в 2 раза
выше у копролитовых агрегатов, чем у комковатых. Все обработки не выявили
существенной разницы между агрегатами с точки зрения вероятности появления прочных
агрегатов. Но вероятность появления непрочных агрегатов (сопротивление к
сдавливанию менее 0,3 кг/агрегат) была выше для комковатых агрегатов, чем для
копролитовых и зернистых, не только в нативных образцах, но и после их обработки
спиртобензольной смесью и уксусной кислотой. Важно заметить, что обработка
улиточными ферментами увеличила вероятность появления непрочных агрегатов для всех
трех типов агрегатов. Аналогично действовала и спиртобензольная смесь с 1 %
NaOH. Результаты этой работы свидетельствуют о том, что по составу клеящих
веществ копролитовые агрегаты существенно отличаются от комковатых. Известно,
что в копролитах дождевых червей содержится больше органического вещества, и
они имеют более тонкий механический состав, чем почва, в которой черви живут. За
счет чего же так возрастает их механическая прочность? Вероятно, копролиты
содержат больше веществ микробного происхождения и микробных клеток, для
разрушения которых необходимы ферменты. Это согласуется с гипотезами о том, что
стабильность копролитов связана с развитием на них грибных гиф (и) или с
полисахаридами микробного происхождения. Таким образом, почвенная структура
определяется взаимодействиями беспозвоночных и микроорганизмов.
12
В копролитах дождевых червей выше более, чем в 2 раза концентрация
органического вещества, чем в почве. Это связано с повышенным содержанием сла-
боразложившихся растительных остатков. В копролитах червей содержится
больше лигнина и углеводов, чем в окружающей почве, что объясняется
интенсивным смешиванием свежего опада с минеральной фракцией почвы. В
копролитах продукты микробного происхождения концентрируются в органическом
веществе, связанном с глинистой и илистой фракциями и сильно гумифицирован-
ным органическим веществом. При этом степень разложения органического
вещества выше в окружающей почве, чем в копролитах червей. В процессе
микробной трансформации растительных углеводов в пищеварительном тракте
червей образуется муцигель и другие метаболиты, которые проникают в
поверхностные слои минеральных частиц и, тем самым, стабилизируют структуру копро-
литов. Результатом взаимодействия слабо разложенных растительных остатков с
минеральной фракцией является образование активного, но физически
защищенного пула углерода, который постепенно высвобождается при разрушении ко-
пролитов. Таким образом, кроме мукополисахаридов, выделяемых
микроорганизмами и дождевыми червями, структурную стабильность копролитов
обусловливают и богатые углеводами растительные остатки, потребляемые червями
[Guggenberger et al., 1996].
Итак, главные причины стабильности агрегатов в копролитах червей
следующие. Это - сильное перемешивание частично разложившихся растительных
остатков с измельченными почвенными частицами, которое происходит в
пищеварительном тракте; образование микроорганизмами клеящих веществ полисаха-
ридной природы в копролитах при их старении в почве и переплетение и
связывание грибными гифами фрагментов растительных остатков и почвенных частиц.
Копролиты червей составляют значительную часть почвенных агрегатов.
Например, в почвах с подстилкой типа мулль практически все агрегаты в горизонте
Ai представлены копролитами. Продукция копролитов, которую можно учесть
(копролиты, откладываемые на поверхность почвы), сильно варьирует в
зависимости от вида червя и типа экосистемы и составляет от 0,25 до почти 30 кг/м2. В
почвах тропиков черви за год способны пропустить через пищеварительный тракт до
25 % от массы всего горизонта Ah [Lee, 1985]. В черноземных почвах под байрач-
ными лесами верхний слой целиком состоит из копролитов. Копролитовая
структура гумусового горизонта этой почвы отличает ее от соответствующего горизонта
обычного чернозема [Карпачевский, 1983]. Содержание копролитовых
структурных агрегатов в черноземе обыкновенном в горизонте А\ достигает 51 % (на
комковатые агрегаты приходится 30 %, на зернистые - 19 %), а в Ад их доля достигает
84 % [Манаенков и др., 1997].
Многочисленные исследования показали, что почва, содержащая много
дождевых червей, за счет копролитизации имеет следующие физические свойства:
большую порозность за счет перемешивания частиц и склеивания их слизистыми
выделениями червей; выровненный агрегатный состав с преобладание средних и
мелких агрегатов за счет перетирания почвы и склеивания в кишечнике червей;
большую водоудерживающую способность за счет увеличения удельной
поверхности в копролитах; в 2-10 раз большую скорость инфильтрации за счет ходов
червей; большее количество водопрочных агрегатов; меньшее поверхностное
растрескивание почвы за счет разрыхления червями [Lee, 1985].
13
Намного меньше известно о средообразующей роли экскрементов других
животных. Нематоды, микроартроподы, энхитреиды, личинки насекомых, изоподы
и диплоподы образуют экскременты, размер которых варьирует от 30 до 3000
мкм. Экскременты этих животных составляют значительную часть нижних слоев
подстилок и поверхности гумусо-аккумулятивного горизонта почвы [Anderson,
Ineson, 1984a; Didden et al., 1997; Larink, 1997]. Измерить продукцию
экскрементов в поле очень трудно, так как они просеиваются через подстилку или
переносятся с водой или ветром. Просеивание мелких экскрементов вглубь подстилки к
границе гумусово-аккумулятивного горизонта почвы может замедлить скорость
разложения органического материала, содержащегося в них. Известно, например,
что экскременты клещей сохраняются в почве дольше, чем растительные
остатки, которыми они питаются [Anderson, Ineson, 1984a].
Роющая деятельность
Значение роющей деятельности беспозвоночных для протекания почвенных
процессов и для почвообразования очень велико. Особенно большое воздействие на это
оказывают дождевые черви. Черви прокладывают в почве ходы, которые либо
являются их постоянным местообитанием (постоянные ходы), либо образуются в
результате движения червей (временные ходы). На 1 м2 почвы может быть от нескольких
десятков до сотен ходов, их общая протяженность достигает более 800 м, а объем
доходит до 9 л/м2. Ход червей в диаметре составляет 1-10 мм. Объем, занимаемый
ходами, может составлять до 5 % от общего объема почвы [Edwards, Lofty, 1977] или
60 % от всех крупных почвенных пор (макропор) [Satchell, 1967].
За счет гидростатического давления, которое генерируется в целомической
полости червей и сокращения мышц поверхности тела создается давление на почву
вокруг тела червя. Давление может достигать 18 кПа (около 0,2 атм.), при этом
минеральные частицы и фрагменты подстилки впрессовываются в стенки ходов
[Makeshin, 1997]. Этот механизм, однако, не является главным при образовании
ходов, поскольку давление, создаваемое червями в сотни раз меньше того, которое
необходимо, чтобы проникнуть им в толщу почвы: 0,3-3 мПа (до 30 атм.). Ходы
образуются, в основном, за счет того, что черви прорываются сквозь почву. Кроме
того, черви поглощают почву по ходу своего движения ("проедаются") и
откладывают ее в виде копролитов в другом месте [Lee, 1985].
Изнутри ходы имеют непрерывную выстилку. Около 1/10 от диаметра хода
приходится на слой глинистых частиц. Затем в направлении к периферии следуют три
концентрических слоя из гумусированного материала, углекислого кальция и
оксидов железа. Концентрация железа в 1,5-3 раза выше на поверхности ходов, чем на
расстоянии в 100-200 мкм от его внешней поверхности. Кальций концентрируется в
микроскопических (несколько мкм) округлых образованиях, а железо распределено
равномерно [Lee, 1985]. Выделения червей (мукус) склеивают почвенные частицы, и
делает ход непрерывным [Lee, 1985]. Зона толщиной около 2 мм, непосредственно
прилегающая к ходу, названа дрилосферой [Bouche, 1975]. Стенки ходов дождевых
червей содержат высокую концентрацию питательных элементов, в том числе - в
доступных растению формах, поскольку органическое вещество, перемешанное с
минеральными частицами, поглощается червями селективно, затаскивается внутрь
почвы и откладывается в ходах в виде экскрементов. Количество главных питатель-
14
ных элементов, обнаруженных в выстилке ходов, близко к содержанию в соломе и
зерне сельскохозяйственных растений [Makeshin, 1997]. Особенно велико влияние
дрилосферы на микробиологические свойства почв (см. ниже).
Ходообразование сказывается на физических свойствах почвы за счет ряда
эффектов. Черви образуют каналы между почвенными агрегатами. Ходы
непрерывны в вертикальном и горизонтальном направлениях, они проникают от
поверхности до глубины десятков или даже сотен сантиметров и на такое же
расстояние по горизонтали. Большой диаметр ходов и их значительная
протяженность делает их самыми большими порами в почве (макропорами). На их
поверхности откладывается вмывающийся с поверхности почвы органический
материал. В отличие от обычных пустот ходы червей изнутри покрыты
соединениями, образующими мукополисахаридно-белково-липидный комплекс. Они
выделяются с поверхности тела червей и облегчают их скольжение сквозь толщу
почвы. Эти соединения при высыхании могут временно стабилизировать
(укреплять) выстилку ходов и, следовательно, их прочность. Черви, обитающие в ходах
постоянно, например, Lumbricus terrestris, могут поддерживать их целостность в
течение нескольких лет, удаляя из ходов на поверхность почвенные частицы,
которые вмываются в них. Ходы долгое время сохраняются даже после того, как
черви их покидают. В почвах с большим количеством ходов они очень часто
пересекаются. Ходы представляют собой магистральные пути для движения
поверхностных вод и крупных частиц в более глубокие горизонты. По ходам легче
распространяются корни растений. За счет образования ходов дождевые черви
влияют на порозность почв. В почве, в которой отсутствуют черви, доля порово-
го пространства может сократиться до 30—40 %. В почве с червями (при их
высокой биомассе - около 200 г живой биомассы/м2) поровое пространство,
заполненное водой и воздухом, составляет 60-70 % [Lee, 1985].
Водный баланс
Водный баланс почв в значительной степени контролируется почвенными
беспозвоночными за счет таких физических процессов как измельчение и удаление
подстилки, транспорт почвы, образование ходов. Каждый из этих процессов либо
усиливает, либо ослабляет просачивание влаги, смачиваемость почвы, образование
матов из органических остатков, перетекание воды по горизонтальным слоям
подстилки, поглощение воды корнями, стабильность агрегатов, глубину
проникновения корней, порозность, коркообразование. Кроме того, возможно взаимодействие
между этими процессами и их взаимная компенсация [Anderson et al., 1991].
Дождевые черви за счет роющей деятельности способствуют
перераспределению порового пространства в пользу крупных пор, в которых вода меньше связана
капиллярными силами. Как следствие, влажность почвы, содержащей много
дождевых червей выше, чем в бедной червями почве. В почве с червями больше влаги,
доступной растениям. В присутствии дождевых червей возрастает инфильтраци-
онная способность почв. Скорость инфильтрации воды в необрабатываемой почве,
в которой много червей, в 6 раз выше, чем в обрабатываемой (соответственно 0,12
и 0,02 мм/мин) [Ehlers, 1975]. На пастбищах, где встречается до 800 ходов чер-
вей/м2, в один ход можно залить до 100 л воды, и он не будет при этом переполнен.
Это означает, что ходы в значительной степени пересекаются [Lee, 1985].
15
УЧАСТИЕ ЖИВОТНЫХ В ХИМИЧЕСКИХ ПРОЦЕССАХ
Деструкция органического вещества
Одна из главных функций почвенных беспозвоночных - разложение мертвых
растительных остатков. Проблеме участия животных в разложении посвящено
много исследований. С конца XIX века разложение и формирование почвенного
гумуса рассматривали как биологический процесс, в котором принимают
непосредственное участие почвенные животные [Стриганова, 1980].
Механическое разрушение растительного опада производят многие
беспозвоночные - так называемые первичные разрушители и детритофаги: дождевые черви, ди-
плоподы, изоподы, макро- и микроартроподы. Количественная оценка участия
животных в процессах первичного (механического) разложения показала, что при их
отсутствии не только многократно замедляется скорость размельчения растительных
тканей и инкорпорация их в более глубокие горизонты почвы, но и нарушается ход
химической трансформации органического материала [Стриганова, 1980].
Многочисленные исследования отечественных и зарубежных ученых
показали, что животные стимулируют и химические процессы: минерализацию,
гумификацию и др. В результате их деятельности в почве увеличивается содержания
подвижных форм элементов питания растений и гумуса [Стриганова, 1980]
Химический состав отмерших растительных тканей и состав тканей
потребляющих их организмов: бактерий, грибов и беспозвоночных-детритофагов различен.
Главные компоненты растительных тканей - структурные полисахариды:
целлюлоза, гемицеллюлоза, пектин, лигнин. В составе тел животных и микроорганизмов их
нет. Вследствие того, что структурные полисахариды растений более устойчивы к
перевариванию, чем запасные углеводы и белки, они составляют значительную
часть экскрементов беспозвоночных-детритофагов. Поэтому экскременты и ткани
мертвых растений довольно сходны по химическому составу. Содержание же белков
и липидов в телах микроорганизмов и животных значительно выше, чем в мертвых
растениях и экскрементах [Бигон и др., 1989]. Скорость, с которой разлагается
мертвое органическое вещество, в значительной степени зависит от содержания в нем
доступного азота или от азота, поступающего извне. Отношение C:N в клетках
бактерий 4:1, а в гифах грибов - 10 (8):1. У животных C:N варьирует от 5-10:1, т.е.
близко к этому отношению у микроорганизмов [de Ruiter et al., 1997]. В растениях же
C:N равно 40-80:1. Поэтому на растительном субстрате может образоваться только
ограниченная биомасса организмов-редуцентов. Чем больше доступного азота, тем
быстрее скорость разложения. Если в почву попадает органический материал, в
котором содержание азота 1,2-1,3 %, то микроорганизмы используют почвенный азот
для его разложения. Если материал содержит больше 1,3-1,8 % азота, то в процессе
разложения микроорганизмы используют этот азот и при этом высвобождаются
ионы аммония. За счет этого эффекта в почве относительно стабильно соотношение
C:N = 10 (в кислых или переувлажненных почвах - до 17). Концентрация других
биогенных элементов: фосфора, калия и др. также выше в телах микроорганизмов и
16
животных, чем в мертвом растительном материале, поэтому эти элементы также
могут ограничивать процесс разложения.
Вопрос о возможности почвенных беспозвоночных осуществлять химическое
разложение (деполимеризацию) структурных полимеров мертвых растительных
тканей до сих пор остается дискуссионным. Считается, что пищей первых
животных, населявших поверхность докембрийского морского дна, были
колониальные или одноклеточные бактерии и протесты - гетеротрофные и хемолито-
трофные организмы [Варне и др., 1992]. Многие беспозвоночные, в том числе и
почвообитающие, способны питаться живыми растениями (фитофаги). Но
большинство их - так называемые сапрофаги. Сапрофагия обычно определяется как
питание животных остатками отмерших организмов. Предполагается, что
первыми сапрофагами на суше были водные детритофаги, переживающие
временную засуху в прибрежной полосе, в скоплениях гниющих водорослей, которые
служили для животных и средой обитания, и пищевым ресурсом [Гиляров, 1949].
Однако, балансовые расчеты, проведенные на основании лабораторных опытов,
показали, что почвенные животные (диплоподы, мокрицы, дождевые черви) не
способны к активной деполимеризации растительных полимеров [Паников и др.,
1985]. С помощью радиоизотопного метода в полевом эксперименте показано, что
бактерии и грибы ассимилируют на 2 порядка больше 14С-меченых растительных
остатков, чем нематоды и микроартроподы [FlieBbach et al., 1995]. Степень
ассимиляции 14С-меченых растительных остатков оказалась в несколько раз ниже, чем
меченых микробных клеток [Bignell, 1989]. В почве процесс разложения
структурных растительных полимеров, в основном, осуществляют микроорганизмы.
Однако разложение мертвого органического вещества представляет собой не просто
сумму процессов жизнедеятельности микробов и животных-детритофагов. Оно в
значительной степени определяется взаимодействиями между ними. В то же время
у детритофагов существуют способы использовать растительные полимеры, в
частности целлюлозу. На наличие целлюлазной активности в кишечнике почвооби-
тающих животных неоднократно указывали, но до сих пор не доказано, образуют
ли их сами животные. Целлюлазная активность обнаружена в кишечнике диплопод
[Стриганова, 1970], дождевых червей [Тгасеу, 1951; Whiston, Seal, 1988; Lattaud et
al., 1998], мокриц [Zimmer, Topp, 1997], панцирных клещей [Siepel, de Ruiter-
Dukman, 1993]. Однако в большинстве случаев (за исключением клещей,
питающихся мертвыми растениями) эта активность очень низка. Кроме того,
большинство исследователей сходятся во мнении, что очень трудно экспериментально
разделить вклад целлюлаз микробного и животного происхождения.
Современные наземные беспозвоночные используют микроорганизмы для
переваривания целлюлозы. Один из способов - симбиоз с разлагающими
целлюлозу простейшими и бактериями в модифицированных участках кишечника, как у
термитов и тараканов. Второй - использование ферментов проглоченных и
переваренных грибов в процессе продвижения по неспециализированному
кишечнику (выращивающие грибы низшие термиты). Некоторые беспозвоночные
культивируют целлюлозоразрушающие микроорганизмы, работающие вне организма, и
поедают продукты их активности - так называемый "наружный рубец". Копро-
фагия (поедание экскрементов) очень развита среди беспозвоночных. Она
обнаружена у мокриц, диплопод, муравьев-листорезов и высших термитов [Бигон и
др., 1989: Hassall, Rushton, 1982; Martin, 1984; Wolters, Ekschmitt, 1997].
17
Прямой вклад фауны в химическое разложение невысок - всего несколько
процентов. Но животные могут оказывать большое косвенное влияние за счет
взаимодействия с микрофлорой. Измельчение подстилки значительно увеличивает скорость
разложения и высвобождения питательных элементов. Активизация микрофлоры
происходит по нескольким причинам. В результате потребления растительные
остатки, корни измельчаются в мелкие фрагменты (10-1000 мкм). Это в тысячи раз
увеличивает удельную поверхность для колонизации микроорганизмами.
Селективное потребление растительных остатков увеличивает этот эффект. Свежие
экскременты - идеальная среда для микроорганизмов. При старении, однако,
исчерпываются питательные вещества, и микробная активность затухает. Потребленные
остатки вносятся в более глубокие горизонты и переносятся горизонтально. В кишечнике
животных работают ферменты, разрушаются и перевариваются микроорганизмы,
меняется физико-химическая среда. Животные распространяют микробные пропагу-
лы, за счет потребления неактивной части стимулируется микробная активность.
Наконец, фрагментирование подстилки обеспечивает хорошей пищей других
животных. Экскрементами питаются многие животные [Anderson, 2000].
Роль беспозвоночных в процессах разложения хорошо изучена в модельных
лабораторных экспериментах. В естественных условиях, однако, значение
беспозвоночных трудно оценить, поскольку связи между отдельными
характеристиками фауны (распределение по размерам, подвижность, биотические
взаимодействия), качеством ресурса и процессами разложения очень сложны и комплексны.
Обычно невозможно определить роль отдельного вида в системе в том масштабе,
на котором производят измерение. Беспозвоночные производят изменения,
которые накапливаются и продолжают действовать в отсутствии своих создателей.
Эти эффекты часто агрегативные и нелинейные [Lavelle et al., 1997].
Круговорот веществ
Роль беспозвоночных в круговороте и потоках веществ в наземных экосистемах
интенсивно изучали на протяжении последних десятилетий [Anderson, bieson, 1984b].
Почвенные беспозвоночные регулируют поступление питательных веществ в почву
благодаря воздействию на микробную минерализацию и иммобилизацию.
Минерализация и иммобилизация - два неразрьюно связанных процесса, неизменно
участвующих в разложении. Баланс между этими процессами (чистая минерализация)
определяет уровень снабжения высших растений питательными веществами и
непосредственно связан с доступностью того или иного элемента для почвенных организмов
(грибов, бактерий и животных), вовлеченных в разложение органического материала
Содержания доступного азота и фосфора лимитируют вторичную продукцию
(продукцию микроорганизмов и животных) в почве так же, как они лимитируют
первичную продуктивность (продукцию растений) в большинстве естественных
наземных экосистем [Anderson, 1987]. В почвах, подверженных резким климатическим
колебаниям, азот высвобождается из микробных клеток в результате действия
абиотических факторов, таких как замораживание-оттаивание, увлажнение-высыхание
[Witkamp, Frank, 1970]. В условиях умеренных зон относительно большее значение
имеют биотические факторы. Микробный лизис и автолиз, несомненно, вносят свой
вклад в оборот питательных элементов, но пищевая активность почвенных
беспозвоночных - также значимый в количественном отношении фактор.
18
Различают прямой и косвенный вклады животных в круговорот веществ в
почве. Для количественного определения прямого вклада определяют бюджет
минеральных элементов, проходящих через популяции животных и содержащихся в их
телах в трофической динамике. Детальное исследование трофической структуры
почвенных организмов и их вклада в круговорот углерода и азота проведено на
подзолистых почвах под 120-ти летнем сосновым лесом в Швеции. На долу
животных в биомассе приходится всего около 1 %, а их вклад в общее дыхание - 4 %.
Рассчитано, однако, что за год животные потребляют 30-60 % микробной
продукции. Как следствие, за счет деятельности животных минерализуется 10-49 % азота
в год, причем 70 % приходится на долю бактериоядных и грибоядных простейших
и нематод [Persson et al., 1980]. Таким образом, несмотря на то, что прямой вклад
беспозвоночных в общий гетеротрофный метаболизм невысок, их воздействие
может быть значительно больше за счет косвенных эффектов: измельчения опада,
выедания микробов, распространения микробных клеток [Macfadyen, 1963;
Reichle, 1977; Person et al., 1980, Anderson, Ineson, 1984a].
Как много азота, мобилизуемого в результате деятельности беспозвоночных,
приходится на продукты экскреции самих беспозвоночных? Такие расчеты
проводили для дождевых червей. Ежедневная потребность в азоте у червей Lumbricus
terrestris составляет 76 MKrN/r сырой массы [Binet, Trehen, 1992], а поток азота
через популяцию дождевых червей в непахотных почвах оценивается в 63 кг/га в год
[Parmelee, Crossely, 1988]. Это в несколько раз больше, чем потребляют черви -
подтверждение огромного косвенного влияние животных на почвенные процессы.
В пахотных почвах Ирландии продукция дождевых червей составляет 81-209 г/м2
в год в почве под озимой пшеницей и 122-522 г/м2- в почве, засеянной пшеницей
и белым клевером (или, соответственно, 810-2090 и 1220-5220 кг/га). Выход азота
в почву за счет смертности дождевых червей составляет 0,75-2,24 г N/m2 (7,5-
22,4 кг N/ra) под пшеницей и 1,16-10,61 г N/m2 (11,6-106,1 кг N/ra) под смесью
культур. С экскрементами и поверхностным мукусом поступает 2,93-3,65 г N/m2
(29,3-36,5 кг N/ra) в почву под пшеницей и 4,98-10,69 г/м2 (49,8-106,9 кг N/ra) в
почву под смесью культур [Schmidt, Curry, 2001]. В почвах Центральной Европы
годовой урожай биомассы дождевых червей составляет 2-1000 г/м2, а выход азота
за счет их гибели - от менее 1 г N /м2 до 24 г N/m2 или 10-240 кг N/ra [Makeshin,
1997]. Таким образом, от десятков до сотен кг N/ra поступает ежегодно с
мертвыми телами червей и их продуктами экскреции. Это сравнимо с количеством
минеральных азотных удобрений, применяемых в сельском хозяйстве.
Косвенное влияние беспозвоночных в круговороте питательных элементов
состоит в модификации условий среды и активности микроорганизмов. В
лабораторных экспериментах показано, что простейшие, нематоды, микроартроподы,
дождевые черви регулируют динамику бактерий и, как следствие, круговорот и
минерализацию органических соединений азота и фосфора [Anderson, Ineson,
1984а]. Вследствие питания животных интенсивность минерализации может и
возрастать, и падать. Например, при подселении коллемболы Folsomia Candida на
дубовый опад, заселенный грибом Mucorplumbeus, в первые 2 недели наблюдали
увеличение роста гриба на 60-70 % по сравнению с вариантом без животных.
Это сопровождалось снижением содержания N-NH4+ в вытяжке из опада,
очевидно, за счет иммобилизации азота в грибной биомассе. По мере размножения
коллембол (более чем в 5 раз за 1 месяц) происходило подавление роста гриба, и
19
наблюдали увеличение интенсивности минерализации на 50 % по сравнению с
вариантом без животных. Таким образом, в зависимости от популяционной
плотности животных их регулирующее воздействие на рост микроорганизмов и
осуществляемую им минерализацию меняется от стимулирующего до ингиби-
рующего [Ineson et al., 1982]. В экспериментах с грибоядными нематодами
показано, что животные ускоряют минерализацию азота, но только в том случае,
когда гриб был пригоден им в пищу. Основной вклад в минерализацию вносят
грибы, а нематоды, питаясь ими, стимулируют их активность, вероятно, за счет
продуктов экскреции. Если гриб не пригоден в пищу нематоде, то минерализация
сменяется иммобилизацией азота в биомассе гриба [Chen, Ferris, 1999]. Баланс
между уровнем потребления и уровнем вторичной продукции в результате
пищевой активности животных зависит не только от популяционной плотности
животных, но и от количества доступных питательных веществ [Hanlon, 1981], и от
пригодности микроорганизмов в пищу животным [Booth, Anderson, 1979]. На это
накладываются эффекты, связанные с физической структурой самого субстрата.
Так, при низкой концентрации азота в среде (2 мг/л) коллемболы F. Candida
оказывали стимулирующий эффект на рост микромицета М. plumbeus только в
условиях, имитирующих природные (выращивание гриба на стеклянных бусах) и не
оказывали при выращивании на агаризованной среде [Anderson, Ineson, 1984a].
Крупные беспозвоночные также способны вызывать и стимуляцию, и
подавление минерализации. Например, мокрицы и диплоподы, питаясь дубовой
листвой, индуцировали нелинейный ответ в микробном дыхании и тем самым
ускоряли минерализацию углерода в 1,6 раза при оптимальной плотности животных,
но подавляли при повышенной интенсивности питания [Hanlon, Anderson, 1980].
Отмечено, что стимуляция может происходить, во-первых, за счет измельчения
листвы животными, а во-вторых, за счет увеличения доли бактерий в микробном
сообществе. Подавление минерализации связывают с повышенным уровнем
выедания микробных клеток. Кроме того, агрегация тонкого материала животными
в экскрементах осложняет грибную атаку растительного материала, поскольку
грибы растут по поверхности агрегатов [Anderson, Ineson, 1984a].
Минерализацию оценивали по высвобождению питательных веществ из разлагающегося
листового опада. Опад измельчали до частиц размером 2-4 мм и инокулировали
гомогенатом из разлагающейся подстилки. После инкубации в течение трех
недель при +15°С подселяли различное количество мокриц Oniscus asellus или
многоножек Glomeris marginata. Обнаружено, что в присутствии животных
значительно увеличивались потери ионов аммония из подстилки, а после 16 недель
потери NH/ более чем в 3 раза превышали таковые в контроле без животных. Как
величина одномоментного высвобождения, так и суммарные потери NH/
зависели от количества животных, т. е. скорость минерализации зависела от
трофической нагрузки со стороны фауны. Наибольшая величина высвобождения азота
была отмечена при подселении 4 особей. Увеличение их числа снижало потери в
виде аммония. После удаления животных скорость минерализации азота через 2-
3 недели возвращалась к контрольному уровню. Это - еще одно подтверждение
того, что косвенное влияние животных на процессы минерализации намного
сильнее, чем прямое - за счет потребления и экскреции. Увеличение количества
аммония в экскрементах животных может объясняться тем, что при прохождении
через пищеварительный тракт перевариваются грибы и размножаются бактерии,
20
которые попали с кормом, а также кишечные бактерии. Особенно активно
размножаются аммонификаторы, разлагающие мочевину и мочевую кислоту
(конечные продукты азотного обмена животных). Результатом их активности
является и снижение концентрации доступного углерода за счет иммобилизации его в
микробной биомассе и в биомассе животных. В экскрементах создаются условия,
когда снижена активность грибов и замедляется дальнейший рост бактерий. В
результате иммобилизация аммония снижается, и он становится доступным
растениям [Anderson, Ineson, 1984a].
Наиболее подробно изучены пути прямого и косвенного влияния дождевых
червей на круговорот азота и его потери в агроэкосистемах с применением
органических удобрений. Прямое влияние состоит в том, что черви, потребляя
органическое вещество, способствуют его разложению за счет измельчения и
активизации роста микроорганизмов в субстрате. Они потребляют микроорганизмы,
участвующие в разложении, переваривают одни и способствуют размножению
других. Общий результат - ускорение аммонификации, нитрификации и
потребление аммония и нитратов корнями растений. На этом пути возможны потери
азота за счет образования газообразных продуктов разложения, поверхностного
стока, вымывания из почвы, денитрификации. Косвенное влияние состоит в
следующем. Черви образуют местообитания для микроорганизмов: копролиты,
стенки ходов - дрилосфера. За счет оструктуривания почвы черви влияют на рост
и развитие корней. Перемещаясь и питаясь, они привносят в почву органический
материал, увеличивают порозность, инфильтрационную способность,
водопроницаемость. Дождевые черви меняют адсорбционные свойства и емкость кати-
онного обмена почвы. Эти косвенные эффекты в свою очередь влияют на потери
и, наоборот, на закрепление азота в почве [Makeschin, 1997]. В ряде публикаций
указывается на положительное влияние дождевых червей на минерализацию
азота. Так, в почвах смешанного дождевого леса масштабы вклада дождевых червей
в этот процесс оценены в 100 кг N/ra в год [Satchell, 1963], а в почвах пастбищ -
в 150 кг N/ra в год [Keogh, 1979]. В копролитах дождевых червей обнаружена
более высокая концентрация минеральных форм азота, чем в почве [Зражевский,
1957; Barley, Jennings, 1959; Scheu, 1987; Haimi, Huhta, 1990; Parkin, Berry, 1994;
Scheuetal., 1999].
Согласно относительно недавним исследованиям интенсивная минерализация
азота происходит не только в копролитах, но и в дрилосфере, т.е. в почве,
выстилающей ходы дождевых червей [Parkin, Berry, 1999; Cortez, Hameed, 2001]. Parkin и
Berry [1999], проводя эксперименты с лабораторными мезокосмами, обнаружили в
стенках нор червя Lumbricus terrestris (толщиной 1-2 мм) повышенное по
сравнению с окружающей почвой содержание ионов ЫОз~ и NH/, растворимого
углерода, большую плотность нитрифицирующих и денитрифицирующих бактерий, а
также повышенный уровень процессов нитрификации и денитрификации.
Вероятно, богатые легкодоступным углеродом и азотом выделения червей способствуют
установлению повышенного уровня трансформации соединений азота. Однако
есть данные, показывающие, что дождевые черви не оказывают существенного
влияния на пул неорганического азота в почве и на содержание этого элемента в
растениях [Bohlen et al., 1999]. Данные подчас противоречивы. В присутствии L.
terrestris и A. tuberculata содержание в почве N03~ возрастало, а содержание NH4+
не менялось [Willems et al., 1996]. Не было обнаружено увеличения содержания в
21
почве, обогащенной навозом, N03~ в присутствии червей Eisenia fetida.
Содержание же NH4+ было, напротив, выше на 57 % в почве с червями. В этих же опытах
накопление и нитратного, и аммонийного азота происходило в почве, которая была
заселена червями A. caliginosa и A. chlorotica. Накопление только нитратного азота
отмечено при подселении!, terrestris [Makeschin, 1997].
Некоторую ясность в вопрос о роли червей в минерализации соединений
азота вносит исследование Битюцкого с соавт. [2002]. Охарактеризовано влияние
дождевых червей L. terrestris, A. caliginosa и Е. fetida на минерализацию азота в
дерново-подзолистой почве, обогащенной соломой ячменя или надземной массой
клевера. Активность дождевых червей сопровождалась усилением нитрификации
в почве, что благоприятно сказывалось на азотном питании растений, особенно
на фоне внесения растительных остатков с высоким соотношением C/N.
L. terrestris и A. caliginosa, характеризовавшиеся наибольшей экскрецией
аммония, оказывали наибольшее влияние на нитрификацию в почве. Однако
оказалось, что количество экскретируемого червями аммония не достаточно высоко,
чтобы обеспечить регистрируемый прирост концентрации нитрит-ионов в почве.
Авторы предположили, что экскреты дождевых червей, содержащие NH/,
принимают участие в регуляции нитрификации в качестве своеобразного промотора
(регулятора) минерализации азота привнесенного органического вещества.
Предположение о таком косвенном действии аммония экскретов на процесс
образование окислов азота может быть основано на том, что азот в форме аммония
лучше доступен бактериальной клетке, чем в форме нитрата [Mengel, 1996].
Следовательно, там, где локализуются выделения дождевых червей, обогащенные
аммонием (копролиты, дрилосфера), могут создаваться более благоприятные
условия для роста и жизнедеятельности бактерий, участвующих в минерализации
соединений азота и в нитрификации. Нечто подобное происходит под влиянием
азотных удобрений, особенно аммонийных, внесение которых индуцирует
разложение органического материала почвы и накопление минеральных форм азота
(экстра-N) [Кудеяров, 1989; Mengel, 1996].
В дальнейшем было проверено непосредственное действие экскретов червей
Aporrectodea caliginosa на процесс нитрификации в почве. Экскреты получали,
помещая червей в прокаленный при 450°С песок. Через 1 сутки червей удаляли,
и экстрагировали экскреты дистиллированной водой. Согласно наблюдениям
Битюцкого с соавт. [2002], за это время происходит освобождение кишечника червей
от почвы и остатков пищи, а также выделение в песок поверхностных экскретов.
Черви экскретируют около 250 мкг орг. С/особь в сут. В экскретах содержится
менее 540 мкг/мл глюкозы на особь; 90 мкг NH4+/oco6b; 9 мкг ЫО^/особь; рН = 6,65.
Общая численность бактерий составила 2000-5000 КОЕ/особь, а грибов - 100-
200 КОЕ/особь. Почву увлажняли водным экстрактом экскретов, простерилизо-
ванных в автоклаве или нативных, до влажности 25 % в концентрациях из
расчета 15, 8, 1,5 мкг С/г и выдерживали в течение 14 суток при 18°С. На 30-е сутки в
почве определяли концентрацию нитрат-ионов и ионов аммония при помощи ион
селективных электродов. Установлено, что однократное внесение экскретов
червей в количестве, близком к тому, что выделяется в дрилосферу, активизирует
нитрификацию на 8-12 %, и это заметно даже на 30-е сутки после их внесения.
Данная тенденция прослеживается как для простерилизованных, так и для
нативных экскретов (табл. 2). Поскольку количество нитрата, внесенного с экскретами
22
Таблица 2. Содержание аммония и нитрата (мкг/г) в дерново-подзолистой
почве, обработанной экскретами дождевого червя Aporrectodea caliginosa, через
30 сут. после внесения
контроль
Неразбавленные экскреты
1:1
1:10
контроль
Неразбавленные экскреты
1:1
1:10
Вариант опыта
NH/
1,8 ±0,1
1,7 ±0,04
1,5 ±0,1
1,4 ±0,2
N03"
535,6 ±7,2
565,4 ±13,0
615,9 ±35,5
606,2 ±27,9
меньше на порядок, чем образовавшегося, можно говорить о стимуляции
процесса нитрификации. Предполагаемые механизмы активизации нитрификации
следующие. При пассаже через кишечник червей возрастает доля бактерий, среди
которых могут размножаться и нитрификаторы. Возможно, активизация
нитрификации связана с воздействием физиологически активных соединений
экскретов червей. Также она может быть вызвана поступлением в среду большого
количества аммония, что приводит к активизации процесса нитрификации. Но
после того как экскретированный червем аммоний будет потреблен,
микроорганизмы должны переключится на другой источник соединений азота - органическое
вещество почвы. Этим, вероятно, объясняется наличие в почве нитрат-иона в
количествах больших, чем попадает с экскретами червей ?Олейник и др., 2005].
Таким образом, дождевые черви оказывают влияние на процессы мобилизации и
иммобилизации соединений азота в почве. Условия, в которых это проявляется, и
механизмы явлений не выяснены. Установление их необходимо для понимания
биотической регуляции процессов цикла азота и, возможно, управления ими.
Представители микрофауны, такие как простейшие, нематоды и коловратки,
также вносят большой вклад в круговорот питательных элементов и их
доступность в почве [Clarholm et al., 1981]. Они обладают меньшей массой тела и
размерами, большим удельным метаболизмом и более высокой численностью.
Поэтому микрофауна оказывает значительно большее прямое влияние на потоки
углерода и азота за счет потребления микроорганизмов, чем сходная биомасса
макрофауны [Petersen, Luxton, 1982]. Простейшие и нематоды имеют сходное
время генерации с грибными и бактериальными популяциями, составляющее от
нескольких часов до нескольких дней. Таким образом, они способны к более
быстрому отклику на временные изменения в микробных популяциях. На луговых
почвах и полях под ячменем, получающих азотные удобрения, только за счет
деятельности нематод и простейших содержание минерального азота
увеличивалось на 19 %. Причем, доля минерализации азота, обусловленной потреблением
беспозвоночными грибов и бактерий, составляла 1/3 на полях под ячменем и 1/5
23
часть в луговой почве от общей минерализации. Однако остается открытым
вопрос, связан ли прирост содержания в почве доступного азота с экскрецией
беспозвоночными минерального азота, или же он обусловлен увеличением скорости
минерализации, проводимой микроорганизмами. Предполагалось, что почвенные
нематоды и простейшие могут экскретировать значительное количество
минерального азота. Хотя более поздние исследования показали, что экскреция азота
после потребления бактериальных клеток и грибного мицелия, не является
доминирующим процессом, в результате которого высвобождается органический азот.
Прямая экскреция составляла 1/8 часть от общей минерализации [Mcgonigle,
1995]. Сходные результаты были получены и для бактериоядных нематод,
которые за счет прямой экскреции лишь незначительно увеличивали содержание
минерального азота в ризосферной почве [Ferris et al., 1997]. Потребление грибного
мицелия может увеличивать высвобождение питательных элементов, но
одновременно с этим может происходить и их иммобилизация за счет микробного
роста [Mcgonigle, 1995].
Интересен вопрос, влияет ли состав и сложность трофических сетей на
круговорот веществ? Положительный эффект на процессы минерализации оказывало
экспериментальное сообщество беспозвоночных, представленное более широким
набором трофических групп, включающее хищников и сапрофагов, по
сравнению с более простой системой [Sulkava et al., 1996; Parmelee et al., 1997;
Zechmeisterboltenstern et al., 1998]. В относительно простых системах наблюдали
массовое развитие бактериоядных нематод, что приводило к снижению скорости
минерализации органических веществ и минерализации азота. Предполагалось,
что это происходит за счет крайне высокого потребления бактерий. В
экспериментах с микрокосмами, содержащими подстилку листвы березы и гумус, было
показано, что различные представители почвенной фауны оказывают различное
действие на высвобождение неорганического фосфора [Yeates et al., 1997]. Более
разнообразное сообщество почвенной фауны, содержащее простейших, энхитре-
ид и коллембол, повышало содержание РОд3- и NH/ в сравнении с упрощенной
системой [Setala, Huhta, 1990]. Таким образом, различия в структуре сообществ
почвенной фауны приводят к изменениям в процессах иммобилизации и
минерализации, осуществляемых почвенными микроорганизмами. Огромная роль в
циклах питательных элементов и формировании физико-химических свойств
почвы, как отдельных представителей почвенной фауны, так и целых сообществ,
подтверждается и другими исследованиями [Zhang, Schrader, 1993; Siepel,
Maaskamp, 1994; Yeates, Wardle, 1996; Dilly, Irmler, 1998].
Влияние почвенных беспозвоночных на содержание и динамику доступных
форм питательных элементов в почве определяет и продукцию растений.
Отмечается более интенсивный рост и повышенное содержание азота в листьях
растений, выращиваемых в почве, заселенной бактериоядными простейшими или гри-
боядными нематодами [Elliott et al., 1979]. Это наблюдали при выращивании
пшеницы в стерилизованной автоклавированием пахотной почве, содержащей и
не содержащей простейших. Почву инокулировали естественным бактериальным
комплексом. После 6-ти недель растение было на 60 % больше по массе и
отношение биомассы стебля к корню было выше, чем в контроле, содержащем только
бактерии. Простейшие экскретируют до 1/3 азота, иммобилизованного
бактериями [Clarholm, 1985]. Таким образом, микробиологические процессы, определяю-
24
щие минерализацию органического вещества, содержание доступных
питательных элементов и продукцию растений, находятся в почве под контролем
почвенных беспозвоночных.
Для изучения роли разных функциональных групп организмов в круговороте
веществ, разложении и минерализации создают компьютерные модели,
включающие такие параметры, как состав органического вещества, количество и
состав микроорганизмов, всеядных, грибоядных, бактериядных и хищных
животных разных трофических уровней. В моделях учитывают относительное обилие
организмов, их минерализационную и пищевую активность, ассимиляцию,
экскрецию. К наиболее активным и прямым, и косвенным участникам процесса
минерализации азота относят простейших и нематод. В естественных экосистемах
(низкотравные прерии) прямой вклад нематод в минерализацию составлял около
15 %. Удаление из модели этих животных привело к замедлению процесса на
21 %. Прямой вклад микроартропод в минерализацию азота относительно
невысок в сравнении с другими группами животных: 0,3-1,2 % соответственно в
экосистемах низкотравной прерии и озимой пшеницы. Но их косвенный вклад
намного выше. Удаление этой группы из модели привело к снижению
минерализации соответственно на 1 и 6,5 % [de Ruiter et al., 1997].
Плодородие, питание растений, вермикомпосты
Почвенные беспозвоночные прямо и косвенно влияют на почвенное
плодородие, модифицируя режим питательных элементов в почве за счет процессов
естественной гибели, экскреции продуктов жизнедеятельности, измельчения и
перемешивания органических и неорганических частиц, изменения
микробиологической активности.
Прямое влияние связано с процессами естественной гибели и экскреции.
Масштабы поступления в почву питательных элементов при гибели животных
впечатляющие. В почвах Центральной Европы выход азота за счет гибели
достигает 24 г N /м2 [Makeshin, 1997], что сопоставимо с ежегодной дозой
минеральных азотных удобрений, вносимых на поля - 100-200 кг N/ra.
Биомасса дождевых червей содержит 65-75 % белка, она очень быстро
разлагается в почве, но в то же время азот не так быстро вымывается, так как
иммобилизуется микроорганизмами.
Дождевые черви экскретируют неорганические и органические метаболиты с
выделениями или в составе кишечной или поверхностной слизи. Основной
конечный продукт азотного обмена - мочевина, очень быстро гидролизуется до
аммония. Слизистые выделение состоят из мукопротеинов - водорастворимых
соединений, богатых белком и свободными аминокислотами: аспарагином, сери-
ном, глицином, а также этаноламином. Поскольку продукцию мочевины и слизи
в поле измерить очень трудно, вклад червей в пул питательных элементов можно
представить только из лабораторных данных. Ежедневный выход азота из червей
с выделениями составляет 88-270 г/кг биомассы. Ежегодно черви экскретируют
18-50 кг N/ra. На лугах ежегодный общий оборот азота червями оценивается в 14
кг/га год. На пашне показана еще более высокая величина - 63 кг/га год. Около
40 % от всего азота, ежегодно поглощаемого растениями, проходит через
популяции дождевых червей [Makeshin, 1997].
25
Жизнедеятельность червей влияет на значение рН почвы. Копролиты имеют
более высокое значение рН, чем окружающая почва. Стенки ходов имеют тоже
выше рН, чем окружающая почва. Экскреты червей имеют нейтральное или
слабо щелочное значение рН. Быстрая трансформация мочевины в аммоний ведет к
возрастанию рН за счет поглощения протона. Кроме того, некоторые виды,
например Lumbricus spp. экскретируют кальциевые сферулы, образующиеся в
кальциевых железах и в просвете кишечника. Могут ли все эти выделения
существенно изменить кислотность почвы, не известно, поскольку черви воздействуют
только на почву, непосредственно прилегающую к их ходам. Тем не менее,
считают, что некоторые черви способны оптимизировать рН в местообитаниях. Это
позволяет им колонизировать кислые почвы [Makeshin, 1997].
В ненарушенных лесных и в меньшей степени в пахотных почвах дождевые
черви влияют на дифференциацию почвенного профиля, модифицируя физико-
химические свойства почв и расширяя круг биологически активных зон. Это
происходит за счет оборота и перемещения почвы, увеличение аэрированное™,
порозности и дренажа, дезинтеграции и инкорпорации подстилки. Ускоренные в
результате этого процессы минерализации, гумификации и выветривания
увеличивают оборот питательных элементов и, как следствие, плодородие почвы и
продукцию растений. Активность червей приводит к расширению корнеобитае-
мой зоны [Makeshin, 1997].
Наиболее яркие примеры важности червей в процессах почвообразования на
сельскохозяйственных почвах приводятся для культивируемых почв Новой
Зеландии и Голландских польдеров. В Новой Зеландии сведение лесов для пастбищ
снизило продуктивность экосистемы и привело к накоплению на поверхности
толстого слоя экскрементов крупного рогатого скота и овец, поскольку в
результате интенсивной обработки почти не осталось червей. В 1950 г. на отдельные
участки были интродуцированы черви Aporrectodea caliginosa. Через несколько
лет слой навоза исчез и улучшились физические свойства. В 1966 г. то же
применили на польдерах. Уже через год после интродукции увеличились стабильность
агрегатов, капиллярность и количество доступной воды. Долговременный
эффект выразился в увеличении содержания гумуса и азота в минеральных
горизонтах. До 10 см сформировался темный гранулярный и гомогенный горизонт
[Lee, 1985; Makeshin, 1997].
Копролиты червей - это биологически активные образования, содержащие до
1010/г бактерий (это выше, чем в окружающей почве), ферменты и продукты
ферментативной активности, непереваренные остатки растений, навоза и т.п. Важный
компонент копролитов - гумусовые вещества. Гуминовые кислоты имеют много
активных центров, связывающих катионы кальция, железа, калия, анионы,
содержащие серу и фосфор. Реакции происходят благодаря донорно-акцепторным и
координационным связям, образующимися между карбоксильными и другими
функциональными группами гуминовой кислоты и ионами, находящимися в растворе.
Питательные вещества сохраняются в гуминовых кислотах в формах, легко
доступных растениям, не вымываются из почвы и высвобождаются, когда растения в
них нуждаются. Растение выделяют органические кислоты, а также СОг (протоны).
Последние вытесняют катионы из мест связывания на молекуле гуминовой
кислоты. За счет медленного и постепенного высвобождения питательные вещества
копролитов червей не "сжигают" корни растений.
26
Копролиты обладают физиологической активностью. Установлено, что
дождевые черви Nicodrilus caliginosus и Allobophora rosea выделяют с экскрементами
низкомолекулярное гумусовое соединение (HEf), обладающее активностью,
сходной с действием ауксинов. Это вещество в концентрации 200 мкг С/л увеличивало
рост культуры клеток моркови, подобно 2,4-D и вызывало морфологические
изменения, подобно индолил-3-уксусной кислоте. HEf стимулировало у клеток
активность глютаматдегидрогеназы, глютаматсинтетазы и малатдегидрогеназы,
увеличивало содержание свободных аминокислот, оказывало воздействие на азотный
обмен. Это вещество представляет собой органическую кислоту, имеет высокое
содержание пептидов и углеводов [Muscolo et al., 1999]. В копролитах обнаружены
и другие регуляторы роста растений: гибберелины и цитокинины. Деятельность
дождевых червей приводит к увеличению концентрации растворимых и доступных
для растений питательных веществ. В результате у растений увеличивается
надземная и подземная масса, образуется более развитая корневая система,
увеличивается содержание азота в растении [Huhta et al., 1991; Maxwell, Coleman, 1995;
Makeshin, 1997]. Важно то, что количество азота, высвобождаемого животными,
недостаточно, чтобы объяснить увеличение содержания азота в растении [Huhta et
al., 1991] - очередное свидетельство в пользу наличия физиологически активных
веществ в их выделениях. Исследователи сходятся во мнении, что эффекты от
дождевых червей на растения возникают в результате их взаимодействия с
микроорганизмами - почвенными и кишечными (рис. 2) [Edwards, 2000].
Воздействие беспозвоночных на растение может осуществляться за счет
регуляции роста микоризных грибов. В лабораторном эксперименте при подселении
неестественно высокого количества коллембол Folsomia Candida число
инфицированных микоризой корней растения сои увеличивалось на 52 %. В полевых
условиях в сосуд, изолирующий растение от остальной почвы, подселяли
коллембол Folsomia и Tullbergia, создавая естественную численность. При этом длина
микоризных гиф увеличивалась на 40 %, на 5 % повышалось содержание азота в
листьях, но не изменялось количество инфицированных корней, масса корней и
содержание фосфора в листьях [Lussenhop, 1996]. Истинный механизм,
действующий в естественных условиях не ясен.
Почва при использовании в сельскохозяйственном производстве нуждается в
таких способах ведения хозяйства, которые бы сохраняли ее стабильность и
продуктивность. В этой ситуации расширение использования биологических
приемов или так называемого "биологического" или "органического" земледелия
является гармоничным с природой и несет экологический и экономический смысл.
Одним из приемов биологического земледелия является вермикомпостирование.
Вермикомпосты - продукты переработки различных органических субстратов (в
том числе и различных отходов) дождевыми червями. При изготовлении верми-
компостов чаще всего используют Eisenia fetida Savigny. В конце 50-х годов в
США был выведен так называемый красный Калифорнийский гибрид. Это -
высокопродуктивная раса. Красный гибрид может расти, размножаться и быстро
достигать половозрелости в неволе. Этот червь способен приспосабливаться к
потреблению разных субстратов, имеет в 2-3 раза более высокую (до 16-ти лет)
продолжительность жизни по сравнению с диким экотипом, высокую
плодовитость и устойчивость к болезням [Атлавините, 1990; Appelhof, 1981; Pagliani,
1982; Ferruzzi, 1984; Lofs-Holmin, 1985; Reinecke, Venter, 1987].
27
Органическое вещество
Рост и продуктивность растений
i
i
т
Минерализация
Дождевые черви
Микроорганизмы
Синтез /гумификация
и--:-
i i
i Ў
Доступные растениям
минеральные вещества:
N,P,K, Ca,Mg,
микроэлементы
Регуляторы роста растений,
подобные фитогормонам:
Ауксины
Гибберелины
Цитокинины
Другие вещества, воздействующие
на рост растений:
Свободные ферменты
Гумусовые соединения
Аллелопатические агенты
Рис. 2. Вещества, влияющие на рост растений, образующиеся при взаимодействии
дождевых червей и микроорганизмов [по Edwards, 2000]
Актуальность биотехнологии, основанной на вермикомпостировании, следует
из нескольких положений. Современное промышленное и сельскохозяйственное
производство сопровождается изъятием органического вещества из
биогеохимического цикла и изменением соотношения между запасами углерода в атмосфере,
океанах, в почве и растениях [Hartenstein, 1986]. Необходим механизм,
позволяющий возвращать углерод в почву, поддерживать его ресурсы на суше. Такого
рода ресурсосберегающим механизмом является биотехнология вермикомпо-
стинга, предполагающая утилизацию бросового, но потенциально ценного
ресурса отходов. Источники органических отходов разнообразны. Это - сточные воды
целлюлозно-бумажных предприятий, маслобойни, молочные заводы,
мясокомбинаты, и т.п. Огромны запасы отходов и в сельском хозяйстве. Их поставляют
животноводческие фермы, предприятия по разведению шампиньонов. Одни из
постоянно действующих источников органических отходов - твердый осадок
коммунальных сточных вод, городской мусор и лиственный опад. Активный ил,
наряду с коровьим навозом - один из наиболее ценных субстратов в практике
вермикомпостинга [Hartenstein et a!., 1980; Horner, Abrams, 1980; Pincince et al.,
1980; Sabine, 1981; Hatanaka et al., 1983; Haimi, Hunta, 1987; Grappelli et al., 1987].
Накапливаясь в значительных количествах и зачастую на ограниченных
территориях, органические отходы создают реальную экологическую опасность, угрожая
нарушением санитарно-эпидемиологической и токсикологической обстановки,
самовозгоранием, взрывами.
Особая роль вермикомпостинга состоит в возможности частичной очистки и
детоксикации органических отходов высокотоксичных производств: целлюлоз-
28
но-бумажных и текстильных заводов, твердого осадка городских сточных вод,
городского мусора. Способ основывается на свойстве дождевых червей
аккумулировать и даже концентрировать в биомассе некоторые тяжелые металлы и
пестициды, тем самым, снижая их концентрацию в компосте [Morgan, 1980; Lineras
et al., 1985; Lofs-Holmin, 1985; Roberts, Dorough, 1985; Morris, Morgan, 1986;
Hunter et al., 1987]. Такой компост, конечно, менее ценен как удобрение, так как
все-таки загрязнен выше нормы. Однако он имеет хорошие физические свойства
и может быть использован для целей, не связанных с получением продуктов
питания, например, для рекультивации небольших по площади нарушенных
территорий. Таким образом, аккумуляционная способность компостных червей
позволяет внедрять их в очистные сооружения в качестве дополнительного
биологического фильтра. Есть, однако, и противоположные данные, свидетельствующие о
том, что содержание тяжелых металлов в компосте не снижается, а их
подвижность несколько возрастает. Это связывают с интенсификацией
микробиологической деятельности [Hartenstein, 1986].
Биомасса дождевых червей используется в качестве корма и пищевых добавок
к кормам в животноводстве, в рыбоводческих хозяйствах [Ferruzzi, 1984].
Отличия вермикомпостов от обычных микробиологических компостов
состоят в следующем. Поскольку экскременты червей при подсыхании приобретают
повышенную водопрочность, вермикомпост хорошо оструктурен [Hartenstein,
Hartenstein, 1981; Sathell, 1983; Haimi, Hunta, 1987; Edwards, Fletcher, 1988; Hand
et al., 1988]. Отмечают более тонкий гранулометрический состав и большую
гомогенность вермикомпоста по сравнению с обычными компостами [Dash et al.,
1986; Casalicchio, Grasiano, 1987]. Использование червей для переработки
органических отходов позволяет повысить аэрированность субстрата и снизить
концентрацию газообразных продуктов анаэробного окисления. Это - прямое
следствие повышения агрегированности [Waugh, Mitchell, 1981]. В присутствии
дождевых червей в компосте увеличивается содержание обменного и
водорастворимого кальция, а, следовательно, и емкость катионного обмена. Это имеет
физиологическое объяснение. В пищеводе дождевых червей есть кальциевые железы,
переводящие нерастворимый кальций в обменную форму [Laverack, 1963;
Satchell, 1983]. В вермикомпостах ускоряются процессы минерализации
органических соединений азота и нитрификация. Копролиты содержат больше нитратов
и нитритов, чем окружающий субстрат. Помещенные в колонку с почвой,
копролиты вызывали снижение концентрации ионов аммония и аммиака. Напротив,
термическая стерилизация копролитов приводила к ослаблению эффекта
дезодорирования ими аммиака. Эти факты свидетельствуют о наличии в копролитах
веществ и [или] микроорганизмов, стимулирующих нитрификацию. Таким
образом, в результате деятельности червей в почве и компостах перераспределяется
соотношение аммиачный азот/нитратный азот в пользу последнего [Тиунов,
1989; Parle, 1963; Aldag, Graff, 1975; Syers et al., 1979; Anderson et al., 1984; Scheu,
1987; Hand etal., 1988].
Отношение дождевых червей к тяжелым металлам, находящимся в компосте
(это относится, в основном, к компостам из активных илов промышленных
сточных вод) может быть рассмотрено с нескольких точек зрения. Некоторые
тяжелые металлы могут аккумулироваться в биомассе дождевых червей. При этом
черви проявляют толерантность к металлам. Аккумулированные металлы лока-
29
лизуются, в основном, в кишечном эпителии [Hartenstein, Hartenstein, 1981].
Отмечается также, что аккумуляция металлов - это следствие повышения их
концентрации в содержимом пищеварительного тракта [Lineras et al., 1985].
Несмотря на способность дождевых червей временно инкорпорировать тяжелые
металлы, содержание металлов в образующемся компосте не всегда снижается. Черви
выводят тяжелые металлы из своего организма, по-видимому, со слизистыми
выделениями. Предполагается, что в пищеварительном тракте червей многие
металлы образуют растворимые соединения, подвижность которых значительно
выше [Атлавините и др., 1984]. По-видимому, при взаимодействии дождевых
червей с тяжелыми металлами в той или иной мере протекают оба процесса:
аккумуляция в биомассе и высвобождение. Согласно выводам многих зарубежных
специалистов нельзя надеяться на то, что с помощью дождевых червей можно
уменьшить содержание металлов в массе отходов.
После заселения дождевыми червями разложение отходов ускоряется. В
лабораторных опытах минерализация органического вещества активного ила
протекала в 2-5 раз активнее, если черви присутствовали в нем. Однако, такая
экстремально высокая скорость разложения возможна лишь при очень высокой
плотности червей - до 20 г сырой биомассы/100 г осадков [Loehr et al., 1985]. Это
соответствует 40-60 червям в 100 г. Целлюлоза - необходимый компонент диеты
дождевого червя, несмотря на то, что ее химическое разложение в процессе вер-
микомпостирования незначительно отличается от такого для обычного компоста
[Hartenstein, 1983; Hatanaka et al., 1983; Hand et al., 1988]. Целлюлоза нужна
червям как источник пищевых волокон. Тем не менее, содержание органического
углерода в органическом веществе копролитов ниже, чем в исходном субстрате,
а степень его окисленности выше [Hatanaka et al., 1983; Grappelli et al., 1987]. В
вермикомпосте по сравнению с обычным компостом также падают соотношение
C:N и потери при прокаливании [Satchell, 1983], возрастает электропроводность
водного раствора [Hand et al., 1988]. Когда соотношение органическое
вещество/зола падает до значения 2, скорость воспроизводства червей снижается
[Hatanaka et al., 1983]. Возможно, этот показатель целесообразно использовать
для определения степени зрелости вермикомпоста.
Дождевые черви способствуют переводу химических элементов в доступную
для растений форму. Однако, в чем суть этого "посредничества" не известно. Ко-
пролиты содержат в 5 раз больше доступного азота, в 7 раз больше доступного
калия и в 1,5 раза больше кальция, чем в среднем содержится в 15-ти см слое
плодородной почвы. Время жизни питательных элементов в вермикомпостах в 6
раз больше (до 30 суток), чем в окультуренных почвах. Плодородные свойства
вермикомпоста примерно в 5 раз выше, чем хорошо окультуренной почвы
[Edwards, Fletcher, 1988].
Многие авторы отмечают относительное накопление в копролитах гумусиро-
ванных химических структур, переходящих в щелочные вытяжки и придающих
темную окраску последним [Курчева, 1971; Козловская, 1976]. Однако механизм
гумусообразования в присутствии дождевых червей не расшифрован. Очевидно,
что основные химические события в вермикомпостах, связанные с дождевыми
червями, следует искать на уровне биохимической трансформации,
опосредованной микроорганизмами.
30
ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ И ЖИВОТНЫХ
В ПИЩЕВЫХ ЦЕПЯХ
Особенности питания почвенных животных
Аналогично наземным биогеоценозам потоки вещества и энергии в почве можно
представить в виде пищевых цепей. В детритной пищевой цепи начальное звено
сборное. В нем представлены и растительный опад, и микроорганизмы.
Представители почвенной фауны входят в последующие трофические уровни. Консументами I
порядка являются детритофаги, потребляющие в той или иной степени все эти
источники пищи. На третьем трофическом уровне находятся хищники I порядка, затем
хищники II порядка и т.д. По способу питания среди почвенных беспозвоночных
выделяют фитофагов (потребителей живых растений), микробофагов (потребителей
микроорганизмов), фито- и зоосапрофагов (потребителей разлагающихся частей
растений и животных, детрита, экскрементов и жидких продуктов разложения) и
хищников (потребителей живых животных). Микробофаги и сапрофаги - две наиболее
обширные как по обилию, так и по разнообразию группы [Стриганова, 1980].
Однако тип питания, определяемый по внешним признакам, может не
соответствовать характеру процессов пищеварения [Уголев, 1985]. Например,
жвачные животные, относимые к фитофагам, фактически являются микробофаговыми
животными, если говорить о принципиальном источнике питания. Потребности в
незаменимых аминокислотах ставят животных в зависимость от источников
микробиального азота и белка. Поэтому в отношении аминокислотного
(белкового) питания такие экологические группы почвенной фауны как фитофаги и фито-
сапрофаги - первичные и вторичные разрушители - являются, по сути,
потребителями микроорганизмов [Покаржевский и др., 1984].
Связь с микроорганизмами как с пищевым ресурсом у почвенных беспозвоночных
очень велика Еще в первых работах почвенные зоологии отмечали, что
беспозвоночные плохо потребляют или вообще избегают свежий растительный опад [Гиляров,
1965; Курчева, 1971; Козловская, 1976; Чернова, 1977; Стриганова, 1980; Mindermann,
Daniels, 1967; Anderson, 1979]. Одно из объяснений этого феномена связано с репел-
лентным или токсическим действием вторичных метаболитов растений: танинов,
терпенов, смол, фенольных соединений, кумаринов, флаваноидов [Zeyer et al., 1998; Сох
et al., 2001; Kainulainen, Holopainen, 2002]. Опад, слабо подверженный микробному
разложению, не потребляется животными [Mindermann, Daniels, 1967].
Как консументы, беспозвоночные занимают следующий за микроорганизмами
трофический уровень в детритных пищевых сетях и, следовательно, согласно
правилу экологической пирамиды, основной источник их пищи должен располагаться
на предыдущем трофическом уровне. Животные не способны к деполимеризации
целлюлозы и лигнина, которые преобладают в растительных остатках [Паников и
др., 1985]. Целлюлозолитическая активность кишечника животных очень низка
[Lattaud et al, 1998], и до сих пор не доказано образование целлюлазы самими
животными. Даже термиты переваривают целлюлозу благодаря симбиотическим цел-
31
люлозолитическим бактериям и простейшим, или с помощью ферментов
перевариваемых грибов [Бигон и др., 1989]. Однако свежий растительный опад содержит
много (до 1 %) водорастворимых органических веществ: углеводов, органических
кислот и др. [Методы почвенной микробиологии и биохимии, 1991], которые в
принципе могут обеспечить беспозвоночных углеродом и энергией. Поэтому у тех
беспозвоночных, которые питаются свежим опадом, нет нужды переваривать
структурные растительные полимеры для получения углерода и энергии.
Пути получения почвенными беспозвоночными энергии и питательных
элементов разобщены. Аминокислоты и белки, которые являются основным
конструктивным материалом организма животных, не являются основными энергоносителями,
функции которых несут сахара и липиды. Дня получения азота и фосфора
представители почвенной фауны, употребляющие в качестве пищи растительные остатки и
почву, должны питаться почвенными микроорганизмами, поскольку в растительных
остатках и почве количество доступного животным азота и фосфора недостаточно
для поддержания жизнедеятельности популяций животных. Основной ресурс
органических соединений азота и фосфора в почве сосредоточен в микробной биомассе.
Рассчитано, что почвенные беспозвоночные зависят от микроорганизмов, как
источника незаменимых аминокислот, которые сами синтезировать не могут, а в
растениях или в свободном состоянии в почве их нет или содержится мало [Покаржевский и
др., 1984]. По крайне мере некоторыми аминокислотами животное обеспечивают
микроорганизмы, обитающие в их пищеварительном тракте (симбиотические или
транзитные). Балансовые расчеты показывают, что для удовлетворения
потребностей в метионине и триптофане микроорганизмы пищеварительного тракта
дождевых червей должны синтезировать в 20 раз больше этих аминокислот, чем их
содержится в подстилке и почве [Pokarzhevskii et al., 1997].
Ряд элементов связан почвенными минералами или почвенным органическим
веществом. Их содержание в растительной пище относительно мало. К таким элементам
относят натрий, кремний, медь, фосфор, хлор. Это обусловливает такое явление как
литофагия или поглощение почвы, широко распространенное у крупных почвенных
сапрофагов и растительноядных почвенных животных. Микроорганизмы
пищеварительного тракта могут способствовать переходу элементов в более подвижные
соединения или иммобилизовывать их в своей биомассе. Таким образом, поступление ряда
элементов в организм почвенных беспозвоночных происходит тремя путями:
непосредственно из пищи, из неорганических соединений поглощенной почвы и через
популяции микроорганизмов почвы и пищеварительного тракта [Покаржевский, 1987].
Чувствительные к перевариванию микробные клетки ассимилируются
животными с высокой эффективностью. Эффективность ассимиляции у
специализированных микробофагов (бактериоядных и грибоядных нематод и микроартропод)
составляет 40-60 % [de Ruiter et al., 1997]. У представителей макрофауны
эффективность ассимиляции собственно мертвого растительного материала не высока,
и не превышает 25 % [Bignell, 1989; de Ruiter et al., 1997]. Однако эффективность
ассимиляция микроорганизмов, поступающих с растительным опадом, намного
выше и приближается, а иногда и превышает таковую у представителей
микрофауны. Например, в опытах с С-меченой микробной массой показано, что в
кишечнике кивсяка P. flavipes кажущаяся ассимиляция (без учета расхода на
дыхание) некоторых дрожжей достигала 73-82 %, а стрептомицетов - 50-60 % [Ву-
zov et al., 1998] (табл. 3). Высокая эффективность ассимиляции микроорганизмов
32
Таблица 3. Численность дрожжей и актиномицетов и доля С в экскрементах
(от активности в корме) кивсяка Pachyiulus flavipes, поглощающего целлюлозу,
обогащенную 14С-мечеными вегетативными клетками дрожжей или мицелием
стрептомицетов
Микроорганизмы
Rhodotorula graminis
Trichosporon pullulans
Debaryomyces hansenii
Streptomyces pseudogriseolus
S, californicus
KOExl06/r
Корм
10 a1
6,3 a
126,0 a
25,1a
31,6 a
Экскременты
<0,001 6
0,08 6
7,9 6
100,0 6
63,16
% 14C
Экскременты
27
20
18
40
52
- достоверны различия только между значениями, помеченными разными буквами
в одном и том же ряду (п=3, Р<0,05)
показана для диплоподы Glomeris marginata. Для бактерии Erwinia herbicola она
составляла 95,9 %, Pseudomonas syringae - 93,2 %, Bacillus subtilis - 82,6 %,
Escherichia coli - 72,2 %; для гриба Mucor hiemalis - 73,5 % [Bignell, 1989]. Об
эффективной ассимиляции грибов также свидетельствует снижение их обилия при
пассаже у диплопод и червей [Паников и др, 1985; Hanlon, 1981].
Микроорганизмы - основной источник белкового азота для беспозвоночных,
в частности, для дождевых червей [Покаржевский и др, 1984; Satchell, 1963].
Микробный белок может поступать в организм червя как экзогенно - с пищей,
так и эндогенно за счет реутилизации микроорганизмов-симбионтов кишечника
[Pokarzhevski et al., 1997]. В связи с этим возникает вопрос об источнике азота
для кишечных бактерий. На пяти видах дождевых червей было показано
отсутствие азотфиксирующей активности, связанной с кишечной микробиотой [Kaplan,
Hartenstein, 1977]. В этом же году вышла работа, в которой зафиксирована нитро-
геназная активность в пищеварительном тракте компостного червя Eisenia fetida
[Citemesi et al., 1977]. Более поздние данные также свидетельствуют в пользу
наличия этого феномена [Simek, Pizl, 1989]. Для почвенных люмбрицид показано,
что в период весеннего пика их активности в кишечнике связывается до 1 кг N/ra
в месяц [Стриганова и др., 1988]. С учетом средней численности дождевых
червей 250000/га и веса одной особи в 1 г можно рассчитать примерное количество
азота, фиксированного в кишечнике одной особи - 100 мкг/сутки. Это
количество, однако, не достаточно для покрытия ростовых и метаболических
потребностей дождевых червей. Исследования азотсодержащих компонентов
бактериальных клеток методом спектроскопии нарушенного полного внутреннего
отражения показывают, что азотфиксирующие бактерии, обитающие в кишечнике
низших термитов, возможно, могут передавать продукты азотфиксации
(предположительно аминокислоты, пептиды) термиту [Голиченков, 2002]. Таким образом,
оба источника белкового азота имеют значение.
Несмотря на то, что по способу питания беспозвоночные различаются,
принципиальной пищей и специализированных микробофагов, и сапрофагов, включая
представителей крупной фауны - червей, диплопод и мокриц, являются микро-
33
организмы: грибы, простейшие и бактерии. Этому есть ряд прямых и косвенных
свидетельств.
1. Животные не поселяются на свежем растительном опаде (основная
гипотеза - наличие репеллентов в составе растительных тканей) [Mindermann, Daniels,
1967].
2. Животные не способны к деполимеризации растительных полимеров,
которые преобладают в почвенном органическом веществе [Паников и др., 1985;
Варне и др., 1992]. Среди почвенных беспозвоночных не обнаружено таких,
которые способны продуцировать Ci-целлюлазу, хотя р-глюканазы [Сх-целлюлазы]
у них найдены. Однако, целлюлазная активность пищеварительного тракта
почвенных животных очень низка [Siepel, de Ruiter-Dukman, 1993; Lattaud et al.,
1998]. Кроме того, до сих пор только для симбиотических простейших,
обитающих в кишечнике низших термитов, строго доказано образование целлюлаз. Во
всех остальных случаях не удавалось разделить целлюлазы микробного и
животных происхождения. Так, Zhang et al. [1993] и Lattaud et al. [1997] показали, что
целлюлазы в кишечнике дождевых червей микробного происхождения.
Установлено, что симбиотические бактерии отвечают за синтез целлюлаз у изопод
[Zimmer, Topp, 1997]. Аналогично целлюлазы у моллюсков также могут быть
микробного происхождения [Сравнительная физиология животных, 1977].
Термиты и фитофаги переваривают целлюлозу благодаря симбиотическим целлюло-
золитическим бактериям и простейшим, или с помощью ферментов
перевариваемых грибов [Martin, 1984]. Таким образом, беспозвоночные зависят от
микроорганизмов как продуцентов целлюлаз.
3. Животные облигатно зависят от микроорганизмов как источника
незаменимых аминокислот, которые сами синтезировать не могут [Бигон и др., 1989]. В
почве ресурс аминокислот и сосредоточен в микробной биомассе [Покаржевский
и др., 1984].
4. Животные нуждаются в органическом азоте и фосфоре, запас которых
сосредоточен в почве в микробной массе [Покаржевский и др., 1984] (табл. 4).
Таким образом, микроорганизмы - главный источник пищи почвенных
беспозвоночных животных. Материал микробных клеток может поступать в пищу эк-
зогенно - с кормом и эндогенно - за счет использования метаболитов микробных
симбионтов, реутилизации продуктов обмена животного и тел микробных
симбионтов [см. ниже]. До сих пор, однако, не удается количественно оценить вклад
этих потоков в питании животных.
Микроорганизмы могут быть основным источником азота, но не углерода
для животных. Только 0,01-0,1 % (до 1 мг С/г - в почве) и до 1 % (до 10 мг С/г
- в подстилке) общего углерода может быть связано в микробной биомассе
[Звягинцев, 1987]. Однако эффективность ассимиляции углерода у некоторых
питающихся опадом и подстилкой животных (например, кивсяков) может
достигать 9,4 %, причем все это - легкодоступные органические вещества
[Паников и др., 1985]. Значит источником углерода для животных может быть не
только микробная масса, а и органические вещества опада и почвы: моно- и
олигосахара, аминокислоты, белки и др. Однако эти соединения образуются в
результате деятельности микроорганизмов и их экзоферментов. Следовательно,
существует и прямая, и косвенная роль почвенных микроорганизмов в питании
животных.
34
Таблица 4. Доказательства роли микроорганизмов и продуктов их
жизнедеятельности как необходимого источника питательных веществ "сапротрофных"
животных
Аргумент
Животные не поселяются на свежем опаде (репелленты в
составе растительных тканей)
Животные не способны к деполимеризации труднодоступных
компонентов растительных остатков и почвы
Целлюлозолитическая активность кишечника животных очень
низка
Животные (термиты) используют гидролитические ферменты
перевариваемых ими грибов для гидролиза растительных
полимеров в пищеварительном тракте, или их образуют симбиоти-
ческие бактерии и простейшие
Животные облигатно зависят от микроорганизмов как
источника незаменимых аминокислот, которые сами синтезировать не
могут.
В почве ресурс аминокислот сосредоточен в микробной био-
1 массе
Животные нуждаются в органическом азоте и фосфоре, запас
которых сосредоточен в почве микробной массе
Автор
Mindermann, Daniels, 1963
Паников и др., 1985; Бигон
и др., 1989 1
Siepel, de Ruiter-Dukman,
1993; Lattaudetal., 1998
Martin, 1984; Бигон и др.,
1989
Бигон и др., 1989
Покаржевский и др., 1984
Покаржевский и др., 1984
Пищевые предпочтения у животных по отношению
к микроорганизмам
Одним из механизмов влияния беспозвоночных на почвенные
микроорганизмы, обеспечивающим структурный статус микробного сообщества, может быть
разная пищевая привлекательность микроорганизмов для беспозвоночных
животных и, следовательно, избирательное питание животных. У одних почвенных
беспозвоночных пищевые преферендумы установлены, у других мало
исследованы [Стриганова, 1980].
Простейшие
Микробные клетки и, в частности, дрожжи являются главным источником
питания амеб. Вопрос о взаимоотношении между дрожжами и амебами возник впервые в
связи с изучением круговорота винных дрожжей в природе. Из почв под
виноградником часто не выделяются винные дрожжи рода Saccharomyces, хотя в период
созревания винограда они в большом количестве появлялись на ягодах винограда.
Более того, дрожжи, внесенные в почву искусственно в большом количестве весной,
исчезают в июле-августе. Вероятно, попавшие в почву вместе с ягодами винограда
дрожжи поедаются почвенными амебами. Конокотина [1925] в лабораторных
условиях получила смешанные культуры Amoeba spinosa с различными видами дрожжей:
Saccharomyces cerevisiae, S. apiculatus, Debaryomyces tyrocola и других. В смешанных
культурах амебы развивались в таком большом количестве, что от дрожжей
оставались только части оболочек и капельки жира. A spinosa питалась всеми видами
35
дрожжей, тогда как A. zymophila проявила избирательность в отношении тех же
видов дрожжей. Она быстро инцистировалась, питаясь S. cerevisiae, а на остальных
дрожжах оставалась подвижной 1-2 месяца. Некоторые дрожжи в присутствии амеб
меняют свою морфологию. В присутствии амеб дрожжи собираются в крупные
группы тесно связанных между собой клеток: дочерние клетки, не отпадая от
материнских, дают новое поколение. На обычно круглых клетках дрожжей Torula
{Candida) pulcherrima появлялись длинные выросты либо по всей окружности, либо
вытянутые в одном направлении Предположительно это - защитное приспособление от
выедания амебами. Heal [1963] исследовал отношение 4-х видов амеб к различным
дрожжам путем инокуляции амеб на штрихи дрожжей. Опыты подтвердили факт
селективного поедания дрожжей амебами. Позже Гельцер и др. [1976] проводили
исследование по поеданию амебами дрожжей, выделенных из природных
местообитаний вместе с ними (из дерново-подзолистых и болотных почв). Было показано, что
амебы Hartmanella rysodes и Valckamphia Umax потребляют клетки дрожжей
Cryptococcus albidus, Cr. diffluens, Cr. terricolus. Дрожжи Lipomyces starkeyi и L. tet-
rasporus, напротив, не поедались амебами. На видах О. aerius, Cr. terreus, Hansenula
beijerinkii, Pichia toletana амебы размножались, но инцистировались еще до того, как
выедали дрожжевой штрих полностью. Также удалось обнаружить морфологическое
изменение культур Candida podzolica и Sporobolomyces pararoseus при совместном
культивировании их с амебами. Авторы экспериментально показали, что эти
изменения вызывают метаболиты смешанных культур, и они имеют временный характер.
В зависимости от степени усвояемости дрожжей амебы могут по-разному
транспортировать дрожжи. Клетки Cr. albidus, являющиеся хорошим кормом для амеб, не
могут транспортироваться амебами, в то же время амебы могут распространять
дрожжи родов Pichia и Hansenula на достаточно большое расстояние (до 1-2 см). Авторы
связывают это со способностью к образованию у дрожжей аскоспор.
Трофические взаимоотношения между амебами и микроорганизмами мало
изучены. Неизвестны причины и механизмы избирательности в выборе дрожжей
в качестве пищи и сам процесс переваривания дрожжевых клеток.
Нематоды
У бактериоядной нематоды Caenorhabditis elegans обнаружены пищевые
предпочтения по отношению к бактериям, выделенным из дерново-подзолистой
почвы. Оно оценивалось по состоянию культуры при выращивании на разных
культурах бактерий (табл. 5) [Вызов, 2003]. Пищевые предпочтения
обнаруживали и у грибоядных нематод [Chen, Ferris, 1999]. С чем связано избирательное
потребление микроорганизмов неизвестно.
Микроартроподы
Клещи имеют очень разнообразные источники пищи. Гамазовые клещи -
хищники и ловят мелких микроартропод и нематод. Орибатиды питаются
разлагающимися растительными остатками, заселенными микроорганизмами. Кол-
лемболы, в основном, потребители грибов. Они питаются их гифами и спорами.
Но отмечается также и питание бактериями и растительными остатками,
заселенными микроорганизмами. Возможно, они также питаются простейшими.
Иногда коллемболы живут в больших количествах в ходах червей, питаясь
грибами, растущими на копролитах [Tiunov et al., 2001].
36
Таблица 5. Состояние культуры нематоды Caenorhabditis elegans при
выращивании на разных бактериях*
Бактерия на картофельном агаре
Promicromonospora sp.
Bacillus sp.
Pseudomonas putida PsP3
Arthrobacter sp.
Pseudomonas stutzeri HC 1013
Pseudomonas stutzeri 2112
Kocuria rosea
Состояние культуры нематоды
нематоды не размножаются
нематоды обильны, но малоподвижны
нематоды обильны и очень активны
* - нематод инокулировали на газон бактерий на 3-5 сутки после засева в количестве
около 1000 особей на чашку Петри
У коллембол есть пищевые предпочтения по отношению к бактериям. Кол-
лембола Folsomia Candida предпочитала питаться Pseudomonas putida и еще
некоторыми грамотрицательными бактериями, выделенными из ее кишечника.
Другие бактерии поедались хуже. Среди них - Escherichia colit Corynebacterium
glutamicum и Bacillus subtilis. При этом популяции кишечных бактерий при
прохождении пищеварительного тракта гибли в меньшей степени, чем другие.
Объяснения эти факты не получили, но сделано предположение, что некоторые
съеденные бактерии могут приживаться в кишечнике и составлять кишечную
группировку. Folsomia Candida линяет каждые 4 дня, а, значит, каждый раз сменяется
кутикула и эпителий кишечника. Это означает, что кишечник коллембол
представляет собой динамическую среду, в которой (в результате пищевых
предпочтений?) отбираются бактериальные популяции [Thimm et al., 1998].
Специализированная бактериофагия описана также у некоторых видов клещей-орибатид
[Luxton, 1972].
Клещи и коллемболы проявляют избирательность по отношению к
микроскопическим грибам и даже к элементам их структуры [Anderson, Healey, 1972;
Booth, Anderson, 1979; Hanlon, Anderson, 1979]. У коллембол есть видовая
специализация в предпочитаемости грибов в качестве пищи [Leonard, 1984]. Многие
коллемболы предпочитают определенные виды почвенных грибов, другие -
микоризных. В экспериментах in vitro коллембола Proisotoma minuta предпочитала
фитопатогенный гриб Rhizoctonia solani эктомикоризным грибам Laccaria
laccata, Pisolithus tinctorius, Suillus luteus, Thelephora terrestris. Эктомикоризные
грибы также поедались, но по-разному. В присутствии R. solani P. tinctorius
поедался значительно хуже, чем L. laccata, S. luteus или Т. terrestris. Колонизация
корней сосны Pinus taeda микоризными грибами происходила значительно
слабее, если в почве были эти коллемболы.
Предпочтительный выбор коллемболами немикоризных сапротрофных
грибов по сравнению с микоризными показан Klironomos et al. [1999]. Плодовитость
двух поколений Folsomia Candida была выше при питании наиболее
предпочитаемым грибом Alternaria alternata. При переносе на арбускулярно-микоризный
гриб животное теряло способность откладывать яйца. В то же время грибоядные
животные все-таки потребляли тонкий мицелий микоризных грибов, растущий
37
вдали от ризопланы (поэтому считается, что поедание микоризы не оказывает
значительного влияния на эффективность ее работы, как поставщика
питательных элементов растениям) [Mcgonigle, 1995]. Различные микоризные грибы
также поедаются по-разному [Larink, 1997].
Питаясь, коллемболы участвуют в распространении и контроле эктомикориз-
ных грибов в ризосфере. Они могут распространять грибы на поверхности своего
тела, причем тем больше, чем больше размер тела животных [Hiol et al., 1994].
Близкие виды коллембол по-разному используют в пищу грибы. Это было
продемонстрировано на примере четырех коллембол онихиурид, микромицетов и
актиномицетов, предложенных в качестве пищи животным в разных
комбинациях. Protophorura armatus и Tullbergia granulata оказались селективными
потребителями с очень строгим предпочтением. Tullbergia yosiii и Т. iowensis, напротив,
не проявляли выбора в большинстве тестов. От того, проявляют ли коллемболы
предпочтение к микробной пище, может зависить их жизненный цикл. У
неселективных потребителей Т. iowensis и Т. yosii не было обнаружено влияние пищи
на жизненный цикл. Напротив, пища достоверно влияла на жизненный цикл
P. armatus - селективного потребителя. Пища повышала объем кладок и
выживаемость коллембол [Chen et al., 1996]. В аналогичном исследовании показано,
что кормление мицелием разных видов грибов неодинаково влияет на популяции
коллембол. Лучше коллемболы развивались на смеси темноокрашенных грибов,
где наблюдали наиболее быстрое появление первых кладок и максимальный их
размер. Численность коллембол через месяц была в 2 раза выше, чем на других
грибах. Худшие показатели отмечены при питании коллембол мицелием
Aspergillus ustus: наблюдали более позднее появление кладок и их меньшие
размеры. При питании культурой Mucor plumbeus регистрировали промежуточные
показатели [Пономарева и др, 1995].
Микроартроподы из разных групп иногда похожи в своем выборе грибов в
пищу. Коллембола Onychiurus subtenuis и орибатидный клещ Oppiela nova
предпочитали одинаковые грибы из 9-ти предложенных, выделенные с хвойной
подстилки. Не обнаружено достоверной разницы между смертностью животных,
содержащихся на разных чистых культурах этих грибов [Kaneko et al., 1995].
Пищевые предпочтения есть и по отношению к спорам. Споры некоторых
грибов физически разрушаются в пищеварительном тракте коллембол и, по-
видимому, используются в пищу, другие сохраняют свою форму [Sawahata et al.,
2001]. Доля спор грибов в рационе коллембол зависит от способности животных
их разрушать [Nakamori, Suzuki, 2005].
Темноокрашенные грибы со стерильным мицелием предпочитаются
светлоокрашенным. Выявляли пищевые предпочтения у трех видов лесных коллембол:
Orchesella flavescens, Pogonognathellus flavescens, Proisotoma minuta, а также у
лабораторных культур Sinella coeca и Folsomia Candida по отношению к 49 видам
микромицетов, выделенных с опада и подстилок. Определяли долю
положительных и отрицательных трофических взаимодействий отдельно для
светлоокрашенных и темноокрашенных грибов. Установлено, что один вид гриба может
поедаться, а другой - нет. Кроме того, к одному и тому же грибу разные виды
коллембол могут относиться по-разному. Большинство темноокрашенных грибов
поедались всеми коллемболами, а среди светлоокрашенных отрицательные
пищевые связи были отмены в половине случаев. Активно поедались виды темно-
38
окрашенных грибов: Cladosporium cladosporioides, С. herbarum, Alternaria
alternata, Pestalotia, Mycelia sterilia (Dematiaceae), Phoma sp., Trichurus spiralis, a
также Trichotecium roseum, Mucor plumbeus, Penicillium chrysogenum. He
поедались Aspergillus niger, Fusarium spp, Gliocladium penicilloides, Verticillium lecanii,
Penicillium expansum (табл. 6). Причины предпочтений не известны.
Предпочтение темноокрашенных грибов в пищу делает почвенных животных
непосредственными участниками процесса образования гумуса, поскольку меланины
темноокрашенных грибов - это предшественники гумусовых соединений.
Установление приоритетных механизмов пищевых предпочтений требует тонкого
экспериментирования, предполагающего разделение собственно питания и регуляции,
основанной на сигнальных метаболитах.
Одно из объяснений предпочтения темноокрашенных грибов состоит в том,
что последние доминируют в верхних слоях подстилки [Мирчинк, 1988], где, в
основном, обитают и коллемболы, следовательно, у них должны были
сформироваться трофические связи. Кроме того, среди светлоокрашенных грибов, таких
как Aspergillus, Penicillium и других, известны продуценты токсинов и
антибиотиков. Избегание пенициллов и аспергиллов было ранее отмечено нами для
клеща Tyrophagus putrscentia [Guzev et al., 1982]. Представляется, что избегание или
привлечение - это реакция животных на сигнальные (информационные) стимулы
грибов - метаболиты, в том числе - газообразные (привлекающие и
отталкивающие, токсичные) [Hall, Hedlund, 1999]. Среди других причин пищевых
предпочтений у микроартропод - различное отношение животных к питательной
ценности грибного материала [Lavy, Verhoef, 1996]; привлечение микроартропод к
мицелию, наиболее активно выделяющему экзоферменты [Maraun et al., 1998];
различная доступность пищи, связанная со строением мицелия и спор грибов и
ротового аппарата животных [Chen et al,, 1996]; селективное переваривание
грибных клеток, основанное на киллерном механизме (см. ниже).
Некоторые микроартроподы способны различать пищевую ценность грибного
мицелия. Коллембола Onichiurus subtenius проявляла разное предпочтение по
отношению к грибам, выращенным на питательном агаре и на хвойной подстилке.
Однако клещ Oppiella nova не различал эти грибы по пищевым свойствам
[Kaneko et al., 1995]. Похожие результаты были получены Lavy и Verhoef [1996].
При выращивании коллемболы Orchesella cincta на Cladosporium herbarum с
разным содержанием азота в мицелии животные росли быстрее и достигали
большей массы на мицелии, содержащем 4,0 % и 6,2 % N. Содержание белка в телах
животных положительно, а липидов - отрицательно коррелировала с
содержанием азота в мицелии. Содержание гликогена не коррелировало с видом пищи.
Предполагается, что коллемболы компенсируют потребности в азоте и
поддерживают постоянный уровень белков за счет более интенсивного потребления
мицелия, содержащего недостаточно азота. В результате такие коллемболы
накапливают в телах больше жира, чем те, которые питаются мицелием, богатым
азотом [Lavy, Verhoef, 1996].
Выбор пригодных в пищу грибов у микроартропод может быть основан на
механизмах улавливания и распознавания грибных запахов. Коллемболы
различают микроскопические грибы, употребляемые в пищу, по запаху. Коллембола
Orchesella cincta предпочитала Cladosporium herbarum, a Tomocerus flavescens -
Mortierella isabelina. Запахи грибов поглощали угольным фильтром, экстрагирова-
39
Таблица 6. Пищевые предпочтения* коллембол в отношении
светлоокрашенных и темноокрашенных грибов
Грибы
Коллемболы
Orchesella
flavescens
Pogonognathellus
flavescens
Sinella
coeca
Folsomia
Candida
Светлоокрашенные грибы
Acremonium roseum
Aspergillus niger
Fusarium sp.
Gliocladium catenulatum
G. penicilloides
Helicostilium piriforme
Monilia geophila
Mortierella ramanniana
Mucor hiemalis
M. plumbeus
Mucor sp.
Myrothecium catenulatum
Neosartoria fischeri
Paecilomyces marquandii
Penicillium purpurogenum
P. chysogenum
P. decumbens
P. implicatum
Penicillium. sp.
Talaromyces luteus
Trichoderma harzianum
Trichotecium roseum
Verticillium lecanii
Zygorhynchus heterogamus
-
-
-
-
-
-
+
+
+
+
-
-
-
-
-
+
-
-
-
-
-
-
-
+
+
+
-
-
-
-
+
-
-
-
-
-
-
+
+
+
+
+
-
+
+
+
+
-
-
-
-
-
+
-
+
-
+
+
+
+
-
-
+
+
+
+
-
-
-
+
-
-
Темноокрашенные грибы
Acrothecium apicale
Alternaria alternata
Alternaria sp.
Cladosporium cladosporhides
C. herbarum
Curvularia lunata
Phoma spp
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
40
Окончание таблицы 6
I Pestalotia sp.
Peyronella sp.
Phialophora sp.
Stemphylium lanoginosum
\ Trichurus spiralis
+
-
-
+
-
+
+
+ 1
* всего проверено 114 сочетаний гриб/коллембола, из них 83 - со
светлоокрашенными и 31 - с темноокрашенными грибами
ли диэтиловым эфиром и подвергали анализу на газовом хроматомасспектромет-
ре. Запах С. herbarum не отличался от запаха С. cladosporioides по составу, хотя
последний гриб был менее предпочитаем коллемболой О. cincta. Анализ электро-
антеннограмм коллембол (специфической реакции антен животных) на 9
различных газообразных веществ из состава запахов этих грибов обнаружил различие
между антенными ответами на 4 запаха: 2-метил-1-пропан, дипептан, 1-октан и
камфора. Не удалось обнаружить идентичности веществ, ответственных за
привлечение О, cincta к С herbarum, а Г. flavescens-кМ isabelina. Это значит, что
коллемболы привлекаются разными запахами. При этом О, cincta оказалась
менее "разборчива" к запахам, чем Т. flavescens. Результаты указывают на
физиологическую природу пищевых предпочтений у коллембол [Hedlund et al., 1995].
Выделения (в том числе газообразные) жертвы (гриба) могут служить
информационным сигналом не только для их непосредственного потребителя
(коллемболы), но и хищника 2-го порядка, питающегося коллемболами. Например,
хищный клещ Hypoaspis aculeifer стремится не к коллемболе Folsomia metaria, а к
грцбу, которым коллембола питается. Таким образом, стратегия хищника состоит
в поиске области, где пасется его жертва по "стимулам", исходящим от корма
самой жертвы [Hall, Hedlund, 1999].
Пищевые предпочтения микроартропод объясняют и разным строением
ротового аппарата животных. У коллемболы Isotoma notabilis в кишечнике
преобладали грибные гифы и коллоидный материал, у Orchesella hexfasciata встречались
грибные гифы, споры, пыльца и остатки растений и животных, коллоидный
материал, бактерии и минеральные частицы, а у Sminthurimus henshawi - только
грибные споры [Chen et al., 1996].
Грибы могут активно защищаться от потребления хищниками репеллентными
веществами или токсинами [Chen, Wise, 1997].
Микроартроподы, в частности коллемболы, одними из первых заселяют
растительный опад. На ранних стадиях колонизации коллемболы сталкиваются с
группой эпифитных микроорганизмов, значительную часть которой составляют
дрожжевые грибы. Именно на поверхности листьев дрожжи достигают
наибольшего разнообразия [Чернов, 2005]. Дрожжи, по-видимому, являются одним из
источников питания коллембол, однако такие данные отсутствуют. Вместе с тем
известно, что почвенные беспозвоночные не потребляют свежий опад.
Возможной причиной считают содержание в листьях токсических веществ [Mindermann,
Daniels, 1967]. Обнаружены различия в предпочтениях по отношению к разным
дрожжевым грибам. Причем эти различия проявляются и на видовом, и на штам-
мовом уровне (рис. 3). Подобная картина наблюдалась и при рассмотрении пище-
41
40 Г
§
Ю
о
<D
ю
о
о
о
о
5
S
я-
35
30
25
20
15
10
I
о
С. podzolicus С capitatum R. glutinis S. roseus
С. terricola M. pulcherima S. cerevisiae T. pullulans
Штаммы
Рис. З. Посещаемость коллемболой Protaphorura armata бумажных дисков,
заселенных дрожжами.
Приведены средние значения по всем срокам подсчета (всего сделано около 100
подсчетов). Разными цветами показаны разные штаммы одного из видов дрожжей
вого поведения коллемболы Vertagopus pseudocinereus. При этом наиболее
предпочитаемые штаммы дрожжей для двух этих видов не совпадали. Тем не менее,
когда коллемболе V. pseudocinereus были предложены 8 дисков с дрожжами
одного штамма, не наблюдалось предпочтения в выборе ей пищи. Предпочитае-
мость дрожжей в пищу можно объяснить трофическим механизмом: пищевой
привлекательностью (ценностью) объекта питания. Но в то же время, выбор
дрожжей в пищу связан и с поведением коллембол, а мотивом предпочтения
может быть запах, исходящий от колонии дрожжей, или другой стимул [Менько и
др., 2005].
Очевидно, таким образом, что формирование пищевых сетей в почве
определяется не только разнообразием организмов, но и разнообразием трофических и
метаболических связей, возникающих между ними.
Макроартроподы, дождевые черви
Пищевые предпочтения по отношению к микроорганизмам есть и у крупных
беспозвоночных. В пищеварительном тракте пустынной многоножки Orthoporus
ornatus обнаружены грибы, которые не встречались в почве, но росли на
разлагающихся ветках, которыми питается многоножка: Actinomucor sp., Piptocephalis
42
sp.9 Doratomyces spp. и др. В эксперименте лучше потреблялись грибы Bisporus
spicifera, Gunningamella bertolothea, G. echinulata и Aspergillus fumigatus
(последний обычно бывает токсичным для животных). Сделано предположение, что
предпочитаются грибы, обладающие более высокой пищевой ценностью. Они,
вероятно, обеспечивают животное гидролитическими ферментами, витаминами
или стеринами [Taylor, 1982].
Наиболее исследованным с точки зрения пищевых предпочтений в
отношении микроорганизмов является компостный червь Eisenia fetida. Есть
косвенные свидетельства важной роли микроорганизмов в жизнедеятельности червей.
В промытом водой компосте Е. fetida рос медленнее, чем в непромытом; в
термически обработанном компосте медленнее, чем в нативном. Стерильно
выведенную из коконов молодь Е. fetida стерилизовали с поверхности карбенцилли-
ном и содержали в целлюлозной среде, обогащенной одной из 18 культур
бактерий, грибов и актиномицетов. Через 6 недель во многих вариантах черви
погибли. Исключение составили варианты с культурами бактерий Citrobacter
freundii и Pseudomonas sp. Черви, питающиеся грибами Aspergillus flavus, A.
fumigatus, Fusarium sp. и Penicillum sp., погибли через 10-40 дней. При питании
Ascobolus sp. и Trichoderma sp. отмечалась потеря в весе червей, но не гибель.
Только на грибах Arthrobotrys sp. и Cladosporium herbarum отмечали прибавку
в весе. В течение 14 недель черви росли соответственно со скоростью 0,5 и 0,8
мг/сут. [Morgan, 1980]. В аналогичном эксперименте стерильно выведенную
молодь Е. fetida кормили стерилизованными субстратами, инокулированными
чистыми культурами бактерий, актиномицетов и грибов. Из бактерий наиболее
"питательными" оказались Acinetobacter calcoaceticus, Alcaligenes faecalis,
Nocardia salmonicolor. Снижение веса червей и даже смертность наблюдали
при кормлении культурами Arthrobacter simplex, A. tumescens, Micrococcus
luteus, Pseudomonas fluorescens, Flavobacterium sp. Грибы также отличались по
пищевой ценности. Привес червей был отмечен при кормлении Trichoderma
harzianum (заметим, что другой вид триходермы был не столь питателен) и
Mucor plumbeus. Fusarium oxysporum был токсичен. Интересно, что
термическая стерилизация не снижала питательной ценности бактерий и грибов.
Авторы заключают, что Е. fetida питается непосредственно микробной плазмой, а не
продуктами жизнедеятельности микроорганизмов. Сделано предположение,
что Е. fetida не обладает специфической кишечной микробиотой с
определенными пищевыми функциями, поскольку стерильные черви (гнотобионты)
питались также эффективно [Hand, Hayes, 1988].
В серии работ [Dash et al., 1979, 1986] показана строгая предпочитаемость
дождевыми червями определенных видов микромицетов. Грибы условно разделили
на переваривающиеся (Actinomucor spp., Helmintosporium spp., Nigrospora
sphaeria, Rhizopus nigricans, Trichoderma spp., Curvularia spp., Fusarium spp.,
Chaetomium spp., Cladosporium spp.) и на не переваривающиеся (Aspergillus
flavus, A. fumigatus, A. niger, A. terreus, Penicillium spp.). На аттрактацию
дождевых червей грибами указывают и другие исследователи, причем набор видов
предпочитаемых и не предпочитаемых грибов часто совпадает [Марфенина,
Ищенко, 1997; Piearce, 1978; Cooke, 1983; Moody et al., 1996].
Считают, что грибы-ранние колонизаторы опада должны предпочитаться тем,
которые встречаются на более поздних этапах сукцессии. Причиной считают
43
большую пищевую ценность свежего опада и самих грибов. Кроме того, среди
поздних колонизаторов (активных гидролитиков) больше грибов, образующих
антибиотики, среди которых могут быть и токсичные для животных [Bonkowski
et al., 2000].
Простейшие: цилиаты, тестациды, голые амебы, инфузории составляют
существенную часть диеты дождевых червей [Beers, 1938; Miles, 1963; Dublinska,
1977; Neuhauser et al., 1980; Piearce, Phillips, 1980; Flack, Hartenstein, 1984].
Альгофагия также встречается у ряда беспозвоночных животных, в том числе
дождевых червей. Показано, что водоросли могут избирательно поглощаться и
перевариваться. Первые экспериментальные данные о роли почвенных
водорослей в питании беспозвоночных представлены работами советских авторов
[Некрасова, Домрачева, 1972; Shtina, Nekrasova, 1971].
По важности в питании дождевых червей микроорганизмы располагают в
следующий ряд: грибы, простейшие, бактерии и актиномицеты [Edwards,
Fletcher, 1988].
Уровень потребления микроорганизмов у животных
Уровень потребления у животных-представителей микро- и макрофауны
сильно различается. Приведем расчеты потребления дождевыми червями и
нематодами микробных клеток. По данным Б.Р. Стригановой [1980] дождевые
черви Lumbricus terrestis потребляют до 27 мг опада (лещина, вяз, ольха)/г
сухой массы в сутки. Aporrectodea rosea и A. caliginosa соответственно до 200 и
400 мг навоза или 1500 и 1000-2000 мг почвы, обогащенной органикой/г в
сутки. Биомасса микроорганизмов может достигать 10 мг С/г в навозе и
подстилке [Мирчинк, 1988], 6 мг С/г - в компостах и до 1-1,5 мг С/г - в почве,
обогащенной органикой [Мамилов и др., 2000]. Таким образом, теоретически
дождевые черви с почвой могут потребить до 1,5-3 мг Смикроб/г сухой массы в сутки,
с опадом - до 270 мкг СМИКроб /г сут. и с навозом - до 2,5 мг Смикроб /г сут.
Одна бактериоядная нематода Bursilla labiata потребляет до 106 клеток
бактерии Escherichia coli на мкг сырой массы в сутки или около 1000 мг Смикроб. на
г сухой массы в сутки, т.е. столько углерода микробной биомассы, сколько
содержится в ней самой [Ferris et al., 1997]. Это означает, что уровень
потребления микробов у микрофауны в сотни раз больше, чем у макрофауны. С учетом
того, что численность нематод на 3-4 порядка выше, чем дождевых червей,
вклад нематод в общее потребление микроорганизмов несравненно выше.
За счет высокой скорости потребления и обмена и эффективности
ассимиляции микробов, достигающей 90 %, значительное количество питательных
элементов, связанных в микробной массе, возвращается в пищевые цепи. За сезон
животные потребляют 30-60 % микробной продукции, внося вклад в
минерализацию 10-49 % азота. Из этого количества 70 % приходится на деятельность
простейших и нематод [Elliott et al., 1988]. Считается, что основной механизм
регуляция микро- и мезофауной микробного комплекса - мобилизация связанных в
микробных телах питательных элементов в процессе питания микробными
клетками и колониями [Anderson et al., 1998]. Однако в последние годы появились
свидетельства в пользу наличия метаболической регуляции со стороны
животных [Hedlund et al. 1991].
44
Микроорганизмы как основная и дополнительная пища животных
Для питания беспозвоночных животных важно не просто наличие
микроорганизмов в корме, но и их определенный состав. Это положение проиллюстрируем
на примере исследования роли микробных добавок в жизнедеятельности
компостных червей Eiseniafetida.
Использование червей Е. fetida в практике вермикомпостирования стало
широко практиковаться как экологически безопасный способ переработки
органических отходов. Одно из необходимых условий для успешного культивирования
червей на отходах - достаточная питательная ценность пищевого субстрата.
Потенциальный компост должен содержать белки, легкодоступные углеводы,
целлюлозу, физиологически активные вещества. Бактерии, грибы и простейшие
считаются наиболее вероятным источником питательных веществ для компостных
червей [Miles, 1963; Neuhauser et al., 1980; Hartenstein, 1983; Flack, Hartenstein
1984; Dash et al.,1986]. Существуют свидетельства того, что рост и
репродукционная способность Е. fetida зависит от того, какие микроорганизмы доминируют
в пище червей [Morgan, 1980; Edwards, Fletcher, 1988; Hand et al, 1988].
Экспериментально показано, что дрожжевые добавки эффективно влияют на
рост и репродуктивный потенциал червей Е. fetida. Коконы, молодь и взрослых
червей содержали на субстратах трех типов: коровьем навозе, смеси навоза с
отработанным шампиньонным грунтом 1:1 и 1:4. Шампиньонный грунт - это
смесь соломы, торфа и птичьего помета, использующийся в качестве субстрата
для производства шампиньонов в закрытом грунте. Отработанный грунт в
чистом виде не пригоден в пищу червям, поскольку, вероятно, не содержит
нужный набор микроорганизмов. В лабораторных экспериментах субстраты иноку-
лировали дрожжами Candida famata и Geotrichum candidum, выделенными из
коровьего навоза. Использовали живые и убитые нагреванием дрожжи.
Дрожжи добавляли в компостную смесь так, чтобы начальная концентрация клеток
внесенных дрожжей в компосте составляла 2 мг сухой биомассы/г в.-с.
субстрата. В субстрат вносили по 10 коконов, по 5 особей молоди 2-го возраста
(живая масса около 100-150 мг) или по 15 взрослых червей (живая масса около
500 мг). Червей выращивали при 24°С. В динамике определяли число молоди и
живую массу червей.
Добавление живых дрожжей С. famata не повлияло на рост червей при
внесении коконов в субстрат в течение первых 10-ти недель (время достижения
половозрелое™ составляет около 6-ти недель). Но затем в контроле биомасса червей
падала, а повторное добавление дрожжей приводило к стабилизации биомассы
червей (рис. 4). И живая, и мертвая биомасса способствовала приросту биомассы
червей как на богатом, так и на относительно более бедном субстрате (рис. 5).
Сравнивали действие разных дрожжей на рост молоди червей. Черви не росли на
смеси отработанного шампиньонного грунта с навозом, несмотря на то, что
общая микробная биомасса в ней достигала 6 мг/г. Такая биомасса достаточна для
покрытия ростовых потребностей червей: около 5 мг живой массы/сутки [Byzov
et al., 1995]. Молодь червей росла активно на навозе, но не росла на смеси навоза
и шампиньонного грунта. Добавки живых дрожжей С. famata или G. candidum в
этот субстрат способствовали росту молоди со скоростью 1,8 мг сухой массы в
сутки на 1 червя (с 67 до 165 мг сухой массы) (рис. 6).
45
О 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20 22
Недели
Рис. 4. Влияние живых дрожжей Candida famata на рост дождевого червя Eisenia
fetida из коконов на коровьем навозе (А) и смеси навоза и шампиньонного грунта (1:1).
Исходно было по 10 коконов. Вносили по 2 мг дрожжей/г субстрата, расчет на сухую
массу. 1 - контроль; 2 - С. famata, n - 5
е
о
о
в
2
о
о
со
О,
0>
аг
х
i
СП
ее
о
г
§
о з
10
1600
800
400
2500
2000
1500
1000
500,
fcjj^
У^
/
' | ДрОЖЖИ
¦ ,1 t I I I I I I
=fe^
=rss=^
1
1 1 1 1 1 1 1
А
, т
1--1
^
2
1
i i i I. i 1»
16
21
21
9
Недели
Рис. 5. Влияние живых и мертвых дрожжей Candida famata на рост молоди дождевого
червя Eisenia fetida на коровьем навозе (А) и смеси навоза с шампиньонным фунтом (Б).
Вносили по 2 мг дрожжей/г субстрата, расчет на сухую массу. 1 - контроль; 2 - С famata
(живые); 3 - С. famata (мертвые), п = 5
46
8 |
? 7
о
0 20 40 70
u
S
вей,
О.
t)
s
H
>o
о
u
л
2
1000
800
600.
400
200
о ' ' ' ' ' ¦ ' '
2 6 10 14
Недели
Рис. 6. Влияние живых дрожжей Candida famata и Geotrichum candidum на рост
червей Eisenia fetida в смеси навоза и шампиньонного грунта (1:4).
В верхнем углу - динамика численности дрожжей С jamata после однократного внесения в смесь.
Дрожжи вносили в концентрации 2 мг/г субстрата. 1 - контроль; 2 - G. candidum\ 3 - С. famata, n = 5
Для того, чтобы понять механизмы положительного влияния дрожжей на рост и
репродукционную активность червей, необходимо сопоставить такие параметры, как
пищевая потребность червей, их способность к ассимиляции микроорганизмов,
питательную ценность субстрата и количество биомассы интродуцированных
дрожжей. Пищевая активность дождевых червей зависит от присутствия
микроорганизмов и простейших. Микроорганизмы и простейшие, населяющие компост, являются,
по-видимому, главным источником питания для червей. Черви Е. fetida способны
потребить массу субстрата, равную их массе [Стриганова, 1980]. В нашем случае это
67-165 мг сухого компоста. Микробная биомасса в исходной компостной смеси
достигала 6,0 мг С/г компоста, а на долю грибов в ней приходилось 90 %. Таким
образом, с кормом черви могут получить до 0,4-1,0 мг С в сутки в составе микробной
биомассы. Эффективность ассимиляции грибной биомассы почвенными
беспозвоночными может достигать 80% [Dash et al., 1986]. Если учесть простейших, то
общую биомассу в компосте можно еще увеличить. Поэтому то количество
организмов, которое проходит через пищеварительный тракт червей, теоретически способно
обеспечить прирост биомассы червей. Однако мы не наблюдали рост червей на этом
субстрате (см. рис. 6). Это значит, что либо субстрат токсичен или не питателен,
либо он не содержит достаточного количества физиологически активных веществ.
Дрожжи в количестве 2 мг сухой биомассы/г стимулировали рост червей. При этом
они очень быстро погибали в субстрате - в 10 раз через 10 суток после внесения (см.
рис. 6, график в верхнем углу). Принимая, что внесенные дрожжи составляют около
1/3 от общей биомассы, быстро гибнут (а также поедаются другими животными),
получаем, что они могут обеспечить не более 1/3 прироста массы червей и только в
первые дни после внесения. Дрожжи известны как продуценты физиологически
активных веществ, в частности витаминов группы В и других. Вероятно, для червей
47
дрожжи служат таким источником. Лишь небольшое количество этих веществ
необходимо для роста и размножения червей. Находясь в живых дрожжевых клетках,
физиологически активные вещества защищены от разрушения, а в кишечнике червей
клетки погибают и перевариваются [Byzov et al., 1995].
Микробные добавки применяли для оптимизации процесса вермикомпости-
рования отходов шампиньонного производства. В полупроизводственных
масштабах показано, что добавление в компост (навоз : шампиньонный грунт =1:1)
живого мицелия стрептомицета Streptomyces rutilosus (0,04-0,6 мг/г) не
увеличивало скорость роста червей Е. fetida, но стрептомицет не вызывал и снижения
биомассы животных (рис. 7). В то же время добавление живого мицелия микро-
мицета Trichoderma harzianum (1 мг/г), напротив, способствовало повышению
продуктивности вермикультуры: увеличивалась численность молоди и взрослых
особей, продукция коконов (рис. 8). Аналогично триходерме действовали и
живые дрожжи Canidafamata и Saccharomyces cerevisiae.
X
3
о
S
о
К
ю
?
500
400
300
200
100
1
1
1
1 1
1
0 0,04 0,2 0,4 0,6
Биомасса мицелия, мг/г
Рис. 7. Влияние живого мицелия Streptomyces rutilosus на рост червей Eisenia
fetida, содержащихся на смеси навоза и шампиньонного грунта 1:1. п = 4
о
8-
•в* ев
S §
15 5
8 о
о
1400
1200
1000
800
600
400
200
L
г
[ К T.h.
Л 1 II 1 1
T.h.
1 3
т
1 '
I&I
T.h.
5
м
2 1
1
T.h
к
5
1 з 1
1 2 1
5
1 4 J
3
1 2 J
19 40
Сут.
l(/67
Рис. 8. Влияние живого мицелия Trichoderma harzianum на рост и структуру
популяции червей Eisenia fetida, содержащихся на смеси навоза и шампиньонного фунта 1:1.
К - контроль; Т. harzianum - внесено 30 г грибного мицелия на 30 кг субстрата (расчет на
сухую массу). 1 - взрослые 1- го возраста; 2 - взрослые 2- го возраста; 3 - молодь 1- го
возраста; 4 - молодь 2- го возраста; 5 - коконы
48
Таким образом, для разработки оптимальной системы вермикомпостирования
органических отходов с использованием червей Е. fetida важно контролировать
состав микроорганизмов в корме червей. Оптимизация микробного состава
должна включать не просто пополнение пула микроорганизмов, который
достигает нескольких мг С/г, но и введение в микробный комплекс микроорганизмов,
образующих физиологически активные вещества. Благоприятное действие
дрожжей на рост и репродукцию другого беспозвоночного - многоножки
Polydesmus angustus показано David и Celerier [2000].
Оптимизация микробиологических свойств субстратов с помощью
микробных добавок может быть полезна при разработке способов повышения
продуктивности вермикультуры червей Е. fetida на бедных органических отходах и их
утилизации.
Антимикробная активность пищеварительной жидкости
животных
Микроорганизмы избирательно погибают в пищеварительном тракте
беспозвоночных. Для объяснения причин гибели микроорганизмов в кишечнике
животных проведено тестирование активности пищеварительной жидкости
среднего отдела некоторых беспозвоночных по отношению к широкому кругу
микроорганизмов. У кивсяков Pachyiulus flavipes, Rossiulus kessleri и Megaphyllum rossi-
cum и мокрицы Armadillidium vulgare обнаружена так называемая киллерная
активность по отношению к бактериям и грибам, изолированным из разных мест
обитания (табл. 7). У чувствительных штаммов дрожжей, мицелиальных грибов
и некоторых бактерий гибель более чем 90 % клеток, регистрируемая методом
посева и в световом микроскопе по разрушению вакуолей, наступала в первые
минуты инкубации в кишечной жидкости. Однако среди протестированных
штаммов были и более устойчивые, а также не чувствительные к действию
пищеварительной жидкости (табл. 8) [Byzov et al., 1998]. Киллерную активность
обнаружили и в жидкости из среднего отдела дождевых червей Aporrectodea ca-
liginosa (табл. 9), Eisenia fetida (табл. 10) и Lumbricus terrestris [Byzov, Khomya-
kov, 2004]. Жидкость из заднего отдела не обладает киллерной активности ни у
артропод, ни у червей (см. табл. 9).
Таблица 7. Киллерная активность пищеварительной жидкости кивсяков
Pachyiulus flavipes (P. f) и Rossiulus kessleri (Л. к.\ улитки Helix pomatia (H. p.) и
экстракта из гепатопанкреатических желез мокрицы Armadillidium vulgare (A. v.) no
отношению к дрожжам, выделенным из разных местообитаний. Наличие
активности проверяли методом посева из разведений и методом аппликации на отпечатки
клеточной суспензии на агаризованной среде
Дрожжи
1
Rhodotorulafujisanensis
R. foliorum
R graminis
Источник
выделения
2
растения
-»-
-»-
Rf.
3
-
-
-
Rk.
4
-
-
+
A. v.
5
±
+
+
Кр.
6
±
±
49
Окончание таблицы 7
1 1
R. glutinis
R. mucilaginosa
Sporobolomyces holsaticus
S. salmonicolor
Metschnikoma pulcherrima
M. reukaufii
Bullera piricola
Aureobasidium pullulans
Cryptococcus hungaricus
C. laurentii
Cystofllobasidium capitatum
C. infirmominiatum
Debaryomyces hansenii
Torulaspora globosa
Candida famata
Saccharomyces cerevisiae
S. paradoxus
C. scottii
Trichosporon pullulans
D. hansenii
T. delbrueckii
Galactomyces geotrichum
Zygowilliopsis californicus
2
—»-
-»-
-»-
-»-
-»-
-»-
-»-
подстилка
д.-п. почва
-»-
-»-
-»-
-»-
-»-
вермикомпост
промышленный
штамм
экскременты
кишечник
-»-
-»-
-»-
-»—
-»-
3
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
+
+
-
+
-
+
+
+
+
+
4
+
+
+
+
-
+
-
+
+
-
+
5
+
+
+
+
-
-
+
+
+
+
6
+
±
±
+
±
-
±
+
+
-
+
±
"+" нормальный рост; "±" рост подавлен; "-" киллерный эффект
Таблица 8. Динамика гибели микроорганизмов в кишечной жидкости кивсяка
Pachyiulus flavipes (начальная концентрация бактерий - 109-1010; актиномицетов
- 10г-108; дрожжей - 108-109; микромицетов - 105-106 КОЕ/мл)
Микроорганизмы
Бактерии
1
Azospirillum brasiliense
Bacillus sphaericus
Pseudomonas stutzeri
Aeromonas sp. 3
Доля КОЕ (% от начального уровня)
Время инкубации, час
0,03
2
<0,03
0,16
2,6
2,5
0,5
3
0,08
2,4
0,75
4
1,3
2,5
5
0,03
0,14
0,03
4
6
22
7
<0,001 1
50
Окончание таблицы 8
1 I
В. thuringiensis (вегетат.)
В. thuringiensis (споры)
Plesiomonas sp. 1
Plesiomonas sp. 2
Pseudomonas putida
\Aeromonas sp. 1
Aeromonas sp. 2
Enterobacter sp.
Изоляты из кишечной
жидкости Р. flavipes
Актиномицеты
Streptomyces californicus
S. pseudogriseouls
Дрожжи
Candida scottii
Rhodotorula graminis
Cystofilobasidium
capitatum
Cryptococcus laurentii
Saccharomyces cerevisiae
Aureobasidium pullulans
Trichosporon pullulans
Tr. cutaneum
Torulaspora delbrueckii
Kloeckera apis
Candida glabrata
Debaryomyces hansenii
Galactomyces geotrichum
Zygowilliopsis californicus
T.globosa
Микром и цеты
! Alternaria alternata
Mucor sp.
Penicillium sp. 1
Penicillium sp. 2
2
3,6
100
5
100
100
100
100
100
100
100
100
0,03
0,01
1,0
1,3
5
8,3
31
100
91
100
100
100
100
93
100
100
64
100
3
5
25
10
100
100
63
4
3,5
100
100
100
100
<0,003
<0,002
<0,005
<0,0001
<0,005
U
22
7,4
34
83
91
87
89
100
16,0
100
5
100
25
2
2
100
100
6
0,009
5,6
0,07
52
53,7
11
76
55
0
61
60
100
7
1,6
100
0,2
100
100
0,002
<0,004
<0,004
10
2,9
2,3
0,6
1,1
48
100
51
Таблица 9. Жизнеспособность бактерий (КОЕ/мкл) через 30 сек.
воздействия кишечной жидкости среднего и заднего отделов дождевого червя Ароггес-
todea caliginosa, содержащегося в почве и песке. Использовали метод посева
микрокапли
Бактерия
Arthrobacter sp.
Microbacterium sp.
(arborescens или imperiale)
Alcaligenes sp.
Kluyvera ascorbata
Передний отдел
Почва
6
29
23
68
Песок
7
-
16
56
Задний отдел
Почва
73
96
1450
>5000
Песок
64
-
1490
>5000
Контроль
71
112
>1500
>5000
Таблица 10. Влияние кишечной жидкости дождевого червя Eisenia fetida на
жизнеспособность бактерий через 3 часа инкубации
Бактерия
Cytophaga 1
\Cytophaga 2
Spirillum
Flavobacterium
Promicromonospora
Численность КОЕ/мл
Вариант опыта
Контроль
109
4х108
1,2 хЮ9
10п
10п
Нативная кишечная
жидкость
(1,7 ± 0,45) хЮ8
ЗхЮ5
1,2 хЮ8
9,5 х 108
109
Супернатант прогретой
кишечной жидкости
109
(1,8 ± 0,13) хЮ8
8х108
1010
10ю
Под действием кишечной жидкости у чувствительных микроорганизмов резко
подавляется дыхание. Например, у дрожжей S. cerevisiae дыхание, определенное
методом полярографии, падало до нуля в пределах 25 минут, а уже через 5 минут
дыхание было подавлено на 95 %. Эффект воспроизводился при повторных
инокуляциях дрожжей в ту же порцию кишечной жидкости и оставался заметным
при разведении кишечной жидкости цитратным буфером. Зависимость времени
наступления 50 %-го торможения дыхания при разбавлении кишечной жидкости
имела нелинейный характер (рис. 9). Неизвестно, является ли наблюдаемое
торможение дыхания причиной или следствием гибели клеток. Однако очевидно,
что наблюдаемое дыхание адекватно отражает сам факт гибели клеток, а время
гибели клеток сопоставимо со временем торможения внутриклеточного дыхания
[Вызов, Рабинович, 1997].
Попадая в пищеварительный тракт, чувствительные к перевариванию
микробные клетки быстро теряют свою исходную морфологию. С помощью
просвечивающего электронного микроскопа показано, что под действием кишечной
жидкости кивсяка P. flavipes цитоплазма дрожжей Saccharomyces cerevisiae и
Rhodotorula graminis приобретала гранулированную структуру, исчезали ядро,
митохондрии, вакуоли (рис. 10). При этом большинство клеток сохраняли
внешнюю целостность и клеточную стенку. Все это послужило основанием для пред-
52
°0 10 20 30 40
Мин
Рис. 9. Влияние разбавления кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes на ее
активность по отношению к дрожжам Saccharomyces cerevisiae (концентрация белка
в нативной жидкости 15 мг/г)
1 - белок 10 мг/мл; 2 - белок 6 мг/мл; 3 - белок 4,5 мг/мл
положения о киллерном эффекте компонента (ов) жидкости
пищеварительного тракта. Характер изменений внутриклеточной организации, вызываемый
кишечной жидкостью позволяет говорить о мембранотропном
неспецифическом эффекте кишечной жидкости. Дезорганизация органельных структур
клетки не является артефактом фиксации клеток, поскольку массовый
коллапс вакуолей наблюдается и в световом микроскопе непосредственно после
смешивания суспензии клеток с кишечной жидкостью [Byzov et al., 1998a].
Подобный коллапс вакуолей также наблюдали, изучая чувствительность
дрожжей S. cerevisiae к пищеварительной жидкости среднего отдела
многоножек Rossiulus kessleri и Megaphyllum rossicum, к экстракту гепатопанкреатиче-
ских желез мокрицы Armadillidium vulgare и жидкости переднего отдела
дождевого червя Lumbricus terresths. Под действием кишечной жидкости разрушаются
и клеточные стенки микроорганизмов, но это происходит уже после того, как
клетки разрушаются изнутри. На рис. 11 показаны аски и аскоспоры дрожжей в
среднем отделе кишечника кивсяка Pachyiulus flavipes (а, б), вегетативная клетка
(в) и разрушающаяся сумка дрожжей Debaryomyces hansenii после 20 минут
пребывания в кишечной жидкости P. flavipes.
Чувствительны к киллерной активности, как правило, обитатели листового
опада или почвы, а устойчивы обитатели кишечника и экскрементов животных.
Среди них есть представители дрожжей (рис. 12), мицелиальных грибов (табл.
11) и бактерий (табл.12). Устойчивость к перевариванию свидетельствует об
адаптации микроорганизмов к условиям кишечной среды животного.
Отмечается видовая и штаммовая селективность киллерного эффекта. Один и
тот же микробный штамм может быть чувствителен к действию
пищеварительной жидкости одного животного и, в то же время, устойчив к пищеварительной
жидкости другого (см. табл. 7, 11, 12). Это позволяет сделать вывод о различном
составе киллерных веществ в пищеварительной жидкости животных. Это
означает также, что каждый вид животного имеет свой круг микробных жертв.
53
Рис. 10. Действие кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes (б, в) и супер-
натанта после осаждения белков кипячением (г) на ультраструктуру клеток
дрожжей Saccharomyces cerevisiae, a - контроль (трансмиссионная электронная
микроскопия)
54
Рис. 11. Разрушение асков и вегетативных клеток дрожжей Debaryomyces hansenii
в кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes
а, б - сканирующая электронная микроскопия; в, г - просвечивающая электронная
микроскопия; в - вегетативная клетка с разрушенной клеточной стенкой
55
Таблица 77. Реакция микромицетов на пищеварительную жидкость кивсяков
Pachyiulus flavipes и Rossiulus kessleri и на экстракт гепатопанкреатических желез
мокрицы Armadillidium vulgare (использовали метод репликатора)
Микромицеты
Penicillium sp.
Penicillium nigricans
Cladosporium cladosporioides
Trichoderma harzianum
Aspergillus niger
Aspergillus ochraceus
Drechslera sp.
Mycogona nigra
Mycogona sp.
Humiculafuscoatra
P. flavipes
-
-
-
-
-
±
-
±
-
R. kessleri
±
±
-
-
±
+
±
±
±
+
A. vulgare
±
±
-
±
+
± |
+
+ I
"+" нормальный рост; "±" рост подавлен; "-" роста нет
Таблица 12. Штаммовая реакция бактерий семейств Enterobacteriaceae и
Vibrionaceae на действие кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes
Бактерии
Salmonella sp. 190
Salmonella sp. 91
Plesiomonas sp.
Plesiomonas sp. 27
Escherichia sp. II
Enterobacter gergovia 45
E. gergovia 234
Enterobacter sp. 28
Enterobacter sp. 24
Enterobacter sp.CoKl
Escherichia sp.25
Escherichia sp. 26
Escherichia coli XL
Источник выделения
Дерново-подзолистая почва,
горизонт Aj
Дубовой опад
- «-
| Средний отдел кишечника
P. flavipes
Вода р. Москвы
Экскременты A. vulgare
Экскременты P. flavipes
- «-
Задний отдел кишечника
P. flavipes
Средний отдел кишечника
P. flavipes
- «-
- «-
Типовой штамм
Доля КОЕ от начального
уровня, %
Время инкубации, мин
2
40
16
25
100
28
50
79
100
100
100
100
100
100 |
60
0,001
0,09
4
100
30
50
79
80
100
н.о.
100
100
н.о.
180
н.о.
0,04 |
н.о. 1
н.о.
30
46
89 1
н.о. 1
н.о.
100
н.о. 1
н.о.
100 J
н.о. - не определяли
56
1
2
3
CiyptiKoccus albidus
Cr laurentii
С andida scottii
Rhodotorula graminis
Cystofilobasidium capitatum
Trichosporon beigelii
Aureobasidium pullulans
I'richosporon pullulans
Torulaspora delbrueckii
Klockera apis
Candida glabrata
Geotrichum geolrichum
Debaryomyces hansenii
Zygowilliopsis calijornicus
Torulaspora globosa
Рис. 12. Влияние кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes на
жизнеспособность дрожжей, изолированных из разных местообитаний
1 - зеленые листья или растительный опад; 2 - подстилка или кишечник беспозвоночных; 3
- кишечник или экскременты беспозвоночных
Состав и киллерная активность пищеварительной жидкости
кивсяка Pachyiulus flavipes
Пытаясь разделить реакционные компоненты кишечной жидкости,
прогревали ее при 97°С в течение 10 мин. Образующийся при этом осадок удаляли
центрифугированием, а супернатант тестировали на дыхание клеток 18-часовой
культуры Saccharomyces cerevisiae, выращенной на качалке при 180 об./мин, и на
жизнеспособность методом посева. После температурной денатурации кишечная
жидкость по-прежнему подавляла дыхание дрожжей. При этом количественно
эффект снижался незначительно. Практически все ферменты кишечной жидкости
после процедуры прогревания оказались в осадке, и в супернатанте не
обнаруживался белок по методу Бредфорд. Высокую киллерную активность наблюдали и
при оценке жизнеспособности клеток методом посева (рис. 13). Близок оказался
и характер морфологических изменений, вызываемых как нативной, так и
прогретой кишечной жидкостью (см. рис. 10). Все это дает основание для
предположения о существовании в кишечной жидкости P. flavipes токсинов, несущих
киллерную активность в отношении микроорганизмов. У дождевых червей киллерная
57
Рис. 13. Влияние кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes, ее белковой и
киллерной фракций на жизнеспособность и разрушение клеток дрожжей Saccharomy-
ces cerevisiae
1 - нативная жидкость, КОЕ; 2 - белковая + киллерная фракция, КОЕ; 3 - белковая
фракция (8 мг белка/мл), КОЕ; 4 - нативная жидкость, прямой счет; 5 - белковая фракция, прямой
счет; 6 - киллерная фракция, прямой счет
активность тоже связана с небелковой фракцией, поскольку после их
денатурации жидкость сохраняла активность.
Киллерная активность кишечной жидкости может быть отделена от
ферментов пищеварительного тракта и более мягкой процедурой при
хроматографии кишечной жидкости на сефадексе LH-20. Размер пор этого сефадекса
мал для вхождения большей части белков, за исключением пептидов
небольшой молекулярной массы. Вместе с тем изопропиловые остатки сефадекса
LH-20 позволяют провести разделение веществ по гидрофобным
взаимодействиям. Оба эти обстоятельства оказались полезны при разделении киллерной
активности от гидролитических ферментов пищеварительного тракта.
Компоненты кишечной жидкости, которые связывались с изопропиловыми
остатками, смывали с колонки 50 %-ным метанолом (метанольная фракция). После
лиофилизации на каждый мл кишечной жидкости приходится около 390 мг
сухого остатка. Из этого остатка только 14 мг приходилось на белок, около 14
мг смывалось с колонки 50 %-ным метанолом. В метанольной фракции белок
не обнаруживался. После лиофилизации водной и метанольной фракций, обе
фракции растворяли в воде до исходной концентрации в кишечной жидкости
и тестировали их действие на жизнеспособность клеток. Видно, что гибель
клеток происходит как под действием нативной жидкости, так и ее
метанольной фракции, не содержащей белка (см. рис. 13). Часть токсинов оставались
связанными с фракцией, которая выходит с колонки нулевым объемом,
вместе с высокомолекулярными компонентами кишечной жидкости.
Метанольная фракция вызывала, также как и нативная жидкость, почти мгновенный
массовый коллапс вакуолей у S. cerevisiae. Частично очищенные токсины
оставались растворимыми в воде, в метаноле, и, кроме того, обнаруживали
растворимость в хлороформе. Таким образом, у кивсяка P. flavipes киллерный
эффект связан с действием термостабильного фактора, и денатурация
ферментов кишечной жидкости не предотвращала гибели клеток и ингибирующе-
го эффекта на их дыхание.
58
100
80
о?
о- 60
X
4 40
20
0
0 10 20 30 40 50 60
Мин
Рис. 14. Влияние кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes на
жизнеспособность (дыхание, % от исходного) и разрушение клеток (оптическая плотность и
численность по прямому счету) дрожжей Saccharomyces cerevisiae при инкубации в
изотонических условиях
1 - оптическая плотность; 2 - численность; 3 - дыхание. ДИ - максимальный
доверительный интервал, п = 3
На примере дрожжей Saccharomyces cerevisiae удалось показать, что
эффективное переваривание клеток достигается только совокупным действием обоих
факторов. При этом и в белковой, и в киллерной фракциях, взятых по отдельности, не
происходило разрушения клеток в течение 6 часов инкубации (см. рис. 13).
Очевидно также, что ферменты, содержащиеся в пищеварительной жидкости,
способны гидролизовать клеточную стенку дрожжей. С помощью сканирующей
и просвечивающей электронной микроскопии показано разрушение асков и
вегетативных клеток дрожжей Debaryomyces hansenii после 30 мин инкубации в
жидкости (см. рис. 11). Кроме того, при инкубации клеток S. cerevisiae в
изотонических условиях (0,6 М сорбит) под действием кишечной жидкости наблюдали
резкое падение дыхания в первые минуты, но при этом численность клеток по
прямому счету и оптическая плотность клеточной суспензии снижались не
значительно (рис. 14). Это свидетельствует о том, что гибель клеток предшествует (и
намного опережает) их разрушению, а образовывающиеся при разрушении
клеточных стенок протопласты некоторое время могут сохраняться интактными в
изотонических условиях.
Киллерный эффект исчезал при разбавлении кишечной жидкости в 6 раз. Кил-
лерный фактор не является продуктом деятельности кишечных микроорганизмов,
поскольку искусственная стерилизация кишечника стрептомицином не приводила
к утрате киллерного эффекта. Таким образом, киллерное вещество синтезируется
животным [Вызов, Рабинович, 1997; Byzov et al., 1998a,b]. Замечено, что скорость
гибели S. cerevisiae снижалась с увеличением возраста культуры.
59
Рис. 15. Влияние кишечной жидкости кивсяков Rossiulus kessleri (l, 3) и Mega-
phyllum rossicum (2, 4) на жизнеспособность дрожжей Saccharomyces cerevisiae (1,2)
и Candida glabrata (3, 4)
Киллерная фракция, разбавленная 1:100, снижала поверхностное натяжение с
72 mN/m (поверхностное натяжение воды) до 42 mN/m. Таким образом, она
может быть охарактеризована как умеренный детергент. Масс-спектрометрический
анализ показал преобладание (более 90%) в киллерной фракции 16-сульфо-
гидроксипальмитиновой кислоты: ~S03-0-(CH2)i5-COOH. Это соединение
обнаружено впервые. Предполагается, что оно ответственно за киллерный эффект у
кивсяков P. flavipes. Эта работа проведена в Биотехнологическом центре Браун-
швейга (Германия) под руководством к.б.н. П.Н. Голышина.
Антимикробная киллерная активность пищеварительной жидкости сильно
различалась у разных представителей беспозвоночных. У кивсяка Rossiulus
kessleri киллерная активность по отношению к дрожжам S. cerevisiae была
намного выше, чем у кивсяка Megaphyllum rossicum. При этом ни та, ни другая
пищеварительная жидкость не вызывали существенного снижения
жизнеспособности дрожжей Candida glabrata (рис. 15). Эти дрожжи были также устойчивы к
действию пищеварительной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes. Действие
кишечной жидкости проявлялось и на штаммовом уровне. Так, разные штаммы
дрожжей рода Saccharomyces по-разному выживали в пищеварительной
жидкости кивсяка P. flavipes (рис. 16).
Скорость разрушения микроорганизмов в кишечнике
Pachyiulus flavipes
Скорость и степень разрушения определяли по выходу в водный раствор !4С-
меченых органических соединений из микробных клеток под действием
пищеварительной жидкости кивсяка P. flavipes. Процесс носит экспоненциальный
характер. Под действием только фракции киллерных веществ из клеток
высвобождается 10-15% ,4С-соединений, но в нативной пищеварительной жидкости
скорость переваривания возрастает в 5 раза (рис. 17). Время полуразрушения
составляет от нескольких минут до часа и снижается при возрастании температуры.
60
10
Час
15
8
20
Рис. 16. Видовая и штаммовая реакция дрожжей на воздействие кишечной
жидкости кивсяка Pachyiulusflavipes
1 - Saccharomyces cerevisiae K601; 2-5. cerevisiae КБП3513; 3-5. oviformis КБП.У 1863; 4
- 5. paradoxus КБП.У2901; 5-5. paradoxus Ж7; 6 - Debaryomyces hansenii Ж- 210; 7 - D. han-
senii ББС- 612; 8 - Candida famata ББС- 612
0 30
90
150 210 270 330
Мин
Рис. 17. Разрушение клеток дрожжей Saccharomyces cerevisiae в нативной
кишечной жидкости кивсяка Pachyiulusflavipes и в ее киллерной фракции
Показана динамика выхода ,4С из клеток в раствор и остаток 4С в осадке при 25°С. 1 - на-
тивная жидкость, супернатант; 2 - нативная жидкость, осадок; 3 - прогретая жидкость, супер-
натант; 4 - прогретая жидкость, осадок
Степень разрушения достигает 90 %. Выход веществ из клеток не обязательно
связан с их гибелью. Клетки могут оставаться живыми и терять более 80 %
углерода (жизнеспособность оценивали по образованию на среде микроколоний из
клеток, подвергнутых воздействию пищеварительной жидкости) (табл. 13). При этом
61
Таблица 13. Скорость, степень разрушения и жизнеспособность
микроорганизмов в кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes, определенные по
выходу из клеток в водный раствор 14С-меченых органических соединений.
Жизнеспособность определяли через 90 мин по количеству КОЕ на сусло-агаре
Микроорганизмы
Saccharomyces cerevisiae, 13°
S. cerevisiae, 18°
S. cerevisiae, 25°
Debaryomyces hansenii 1922
D. hansenii 1594
Комплекс грибов из почвы
D. hansenii Ж107
Комплекс бактерий из
кишечника P. flavipes
Комплекс дрожжей из
кишечника P. flavipes
Время полуразрушения,
мин
65
45
15
30
35
20
45
45
40
Степень
разрушения, %
76
79
91
87
82
86
81
75
86
Жизнеспособность,
%
< 0,001
-
-
8
30
-
100
100
100
их последующий рост на среде, регистрируемый по размеру колонии,
замедляется, а сами клетки сильно уменьшаются в размерах. Такое характерно для
комплекса кишечных бактерий и дрожжей (табл. 14).
Таблица 14. Уменьшение размеров колоний и жизнеспособность клеток
дрожжей Debaryomyces hansenii на сусло-агаре после 90 мин инкубации в
кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes. Жизнеспособность определяли по
числу микроколоний в 1 мкл, п = 40-70. Размер колоний определяли на 2 сутки
Штаммы
D. hansenii 1922
D. hansenii \9\Ъ
D. hansenii 1594
D hansenii 391
D. hansenii 2184
D. hansenii 1924
D. hansenii Ж-56
D. hansenii 400
D. hansenii 1919
D. hansenii 3141
D. hansenii Ж\07
D. hansenii 2562
D. hansenii 1930
Источник
выделения
Подзолистая почва
-«-
-«-
-«-
-«-
Торфяник
Кишечник Р flavipes
Почва
-«-
Рыбный корм
Кишечник P.flavipes
Почва
-«-
Уменьшение
величины микроколонии
+*
+
+
+
+
+
+
+
+
-
-
-
-
Жизнеспособность, %
8
12
30
45
50
65
85
100
100
100
100
100
100
- уменьшение зарегистрировано
62
Механизм переваривания
Механизм переваривания микроорганизмов в кишечнике многоножек, мокриц
и дождевых червей представляется следующим образом. Чувствительные
микробные клетки, попадающие в пищеварительный отдел кишечника, быстро гибнут под
действием киллерных веществ. Киллерные вещества нарушают барьер
проницаемости, и в раствор выходит часть содержимого цитоплазмы. Гидролиз клеточного
материала осуществляют вместе автолитические ферменты микробной клетки и
ферменты животного. Каждый вид животного, очевидно, имеет свой круг
микробов-жертв, благодаря различному составу киллерных веществ. Механизм сходен с
описанным для позвоночных индуцированным автолизом: жертва обеспечивает
собственное переваривание, индуцируемое веществами пищеварительного тракта
хищника. При этом живые организмы перевариваются эффективнее мертвых.
Известно, что состав автолитических ферментов любой клетки более широк, чем
спектр пищеварительных ферментов животного [Уголев и др. 1985].
Причина селективности переваривания до сих пор не ясна. Возможно, киллерные
вещества специфически взаимодействуют с мембранными фосфолипидами и
вызывают, подобно детергентам, деструктурирование мембран. Участие жирных кислот в
переваривании микроорганизмов животными до сих пор не отмечалось. Механизм
индуцированного автолиза, по-видимому, существует и у других беспозвоночных -
насекомых, нематод. Известно, что многие хищные насекомые парализуют и
убивают жертву ядами, а переваривание осуществляется вне кишечника (внекишечное
пищеварение) аналогично индуцированному автолизу [Варне и др., 1992].
Косвенным доказательством наличия такого механизма у нематод является
высокая скорость протока пищи через их пищеварительный тракт. Для нематод,
питающихся бактериями, показано, что в сутки одно животное потребляет до 15 х 105
клеток бактерии Escherichia coli на мкг сырой массы нематоды [Ferris et al., 1997].
Объем клетки Е. coli составляет от 1,5 до 10 мкм3 [Краткий определитель бактерий
Берги, 1980]. Сырая масса одной бактериоядной нематоды составляет около 150 нг
[Griffiths, Caul, 1993]. Следовательно, одна нематода потребляет в сутки до 2,2 х 105
клеток. Объем всех потребляемых клеток тогда составит 3,3 х 105- 2,2 х 106 мкм3
соответственно для минимального и максимального размеров. Объем
пищеварительного тракта бактериоядной нематоды (рассчитано для Caenorhabditis elegans)
составляет около 20000 мкм3. Следовательно, полная замена содержимого
пищеварительного тракта при условии непрерывного питания нематоды и полного заполнения
кишечника должна происходить от 16,5 до 110 раз в сутки или каждые 90-12 мин.
Реально, однако, заполняется не более % просвета кишечника. Это означает, что
скорость пассажа бактериальных клеток может составлять всего несколько минут.
Коэффициент ассимиляции у бактериоядных нематод составляет 40-60 % [de Ruiter et
al., 1997]. Для такого быстрого и эффективного переваривания у нематод должен
существовать механизм, подобный индуцированному автолизу.
Судьба микроорганизмов при прохождении пищеварительного
тракта беспозвоночных
Роль беспозвоночных животных в почвообразовательных процессах во
многом связана с регуляцией состава и активности микроорганизмов. Принципиаль-
63
но возможно несколько механизмов, по которым осуществляется эта регуляция.
Животные модифицируют физико-химические условия в среде обитания
микроорганизмов, т.е. выступают как "инженеры" экосистемы [Jones et al., 1997],
измельчая и перемещая подстилку и почву и, тем самым, распространяя микробные
пропагулы [Visser, 1985]. Одним из главных представляется селективное
потребление микроорганизмов и те события, которые возникают с микробами в
пищеварительном тракте. Последнему аспекту до сих пор уделялось мало внимания.
В зависимости от ряда факторов судьба микроорганизмов при прохождении
пищеварительного тракта может включать почти полную гибель популяции, инги-
бирование роста, сохранение жизнеспособности, инициацию роста, размножение.
Беспозвоночные животные могут выступать в качестве регуляторов роста
почвенных микроорганизмов за счет прямой трофической деятельности - выедая одни и
создавая благоприятные условия для роста других микробных популяций [Стрига-
нова, 1980; Стебаев, 1984; Козловская, 1985; Звягинцев и др., 1987; Anderson,
Ineson, 1984]. Многочисленные исследования показали, что микроорганизмы
кишечника и экскрементов беспозвоночных животных количественно и качественно
отличаются от микроорганизмов, населяющих их кормовые субстраты [Reyes,
Tiedji, 1976; Anderson, Bignell, 1980; Shaw, Pawluk, 1986; Ullrich et al., 1991; и др.].
Установлено, что это является следствием различной судьбы микробных клеток,
попадающих в пищеварительный тракт животных с их пищей. Parle [1963]
разделил микроорганизмы, проходящие через пищеварительный тракт дождевых
червей, на выживающие и не выживающие. К первой группе он отнес бактерии и ак-
тиномицеты, ко второй - дрожжи и мицелиальные грибы.
Грибы
Одна из фундаментальных закономерностей - изменение в соотношении
грибы/бактерии. Данные микроскопических [Hanlon, 1981; Schonholzer et al., 1999] и
физиолого-биохимических (Паников, 1991) методов исследований биомассы, так и
метода посева [Стебаев, 1984; Ponomareva, 1953; Parle, 1963; Dkhar, Mishra, 1991]
показывают, что при прохождении опада через кишечник беспозвоночных
(макрофауны), снижается биомасса грибов и возрастает биомасса бактерий. При этом
снижается общая микробная масса. У кивсяка Рachybrachyiulus hercules и у
мокрицы Armadillo officinales в 2 раза, у мокрицы - Armadillidium vulgare в 1,5 раза
[Звягинцев и др., 1987]. Пассаж почвы через пищеварительный тракт дождевых червей
Metaphire guillelmi и Eisenia fetida приводил к снижению микробной массы и
увеличению доли ее активных компонентов [Zhang et al., 2000]. Это естественно, так
как животные питаются микроорганизмами, в основном грибами. По данным
микроскопии снижение биомассы грибного мицелия в процессе однократного пассажа
через кишечник дождевых червей составило 35-79%, размер фрагментов гиф
уменьшался по мере продвижения к заднему отделу кишечника [Piearce, 1978;
Cooke, 1983]. Методом сканирующей электронной микроскопии показано, что ни в
пищеварительном тракте диплопод, ни в их свежих экскрементах не
обнаруживается нативных гиф грибов. Заметны только их остатки [Вызов, 2003].
Domshe и Banse [1972] показали, что при высеве экскрементов дождевых
червей наблюдается некоторое уменьшение обилия грибов Trichoderma и мукоро-
вых. Позже было отмечено, что дождевые черви легче переваривали мицелий и
споры светлоокрашенных грибов, например, рода Trichoderma. Несколько хуже
64
переваривались споры грибов рода Fusarium. Споры и мицелий темноокрашен-
ных грибов, напротив, плохо разрушаются дождевыми червями. Их
относительное накопление обнаружено при микроскопических исследованиях почвы и
экскрементов червей. В клеточных стенках темноокрашенных грибов содержатся
меланины (гумусоподобные вещества), которые, вероятно, устойчивы к
перевариванию [Мирчинк, 1988; Марфенина, 1989]. Поэтому гифы и споры видны при
микроскопии. Однако в посевах свежих экскрементов отмечают снижение доли
темноокрашенных грибов по сравнению с кормом [Стриганова и др., 1988;
Марфенина, 1989; Марфенина, Казлаускайете, 1991; Tiunov, Scheu, 2000]. Причина
этого - большая чувствительность клеток этих грибов к действию
пищеварительных секретов животных. Многие грибные споры не теряют
жизнеспособности при прохождении через кишечник дождевых червей и могут даже прорастать
[Hoffman, Purdy, 1964].
Таблица 15. Численность дрожжей и актиномицетов и доля 14С в экскрементах
(от активности в корме) кивсяка Pachyiulus flavipes, поглощающего целлюлозу,
обогащенную 14С-мечеными вегетативными клетками дрожжей или мицелием
стрептомицетов
Микроорганизмы
Rhodotorula graminis
Trichosporon pullulans
Debaryomyces hansenii
Streptomyces pseudogriseolus
S. californicus
KOExl06/r
Корм
10 a1
6,3 a
126,0 a
25,1a
31,6 a
Экскременты
<0,001 6
0,08 6
7,9 6
100,0 6
63,16
% 14C
Экскременты
27
20
18
40
52 |
- достоверны различия только между значениями, помеченными разными буквами в
одном и том же ряду (п=3, Р<0,05)
Для популяций дрожжевых грибов характерно, в основном, элиминирование
при пассаже через пищеварительный тракт животных. Скармливание чистых
культур дрожжей показало, что при пассаже через пищеварительный тракт кивсяка
Pachyiulus flavipes численность дрожжей Rhodotorula graminis, характерных для
филопланы и Trichosporon pullulans - обитателей опада падает в 100-10000 раз.
Дрожжи Debaryomyces hansenii, выделенные из кишечника животных, хотя и
погибают при пассаже, но число их КОЕ снижается менее, чем в 100 раз (табл. 15).
Последний результат согласуется с представлением о большей устойчивости к
перевариванию микроорганизмов, обитающих в пищеварительном тракте.
Бактерии
Чтобы проследить судьбу бактерий при пассаже, животным скармливали
чистые культуры: вегетирующие клетки или споры, в том числе 14С-меченые или
устойчивые к антибиотикам. Обилие бактерий определяли методом посева.
Понимая несовершенство метода посева: недоучет из-за неполноты экстракции
микробных клеток или селекции средой, переучет или недоучет вследствие неравно-
65
2000
Ь 1500
ш 1000
500
0
К ПО СО 30 Э
35
^30
"о 25
^20
ш
О 15
10
5
0
К ПО СО ЗО Э
Рис. 18. Изменение численности КОЕ бактерий при пассаже через
пищеварительный тракт кивсяка Pachyiulus flavipes (А) и дождевого червя Eisenia fetida (Б)
К - корм; ПО, СО, ЗО - передний, средний и задний отделы кишечника; Э - экскременты,
(п = 3-5)
значности «веса» колониеобразующей единицы, представленной спорой и
обрывком мицелия и др., считаем, что его все же можно применять для описания
относительных изменений в составе и обилии микроорганизмов.
Общая численность КОЕ бактерий значительно возрастает при пассаже через
пищеварительный тракт кивсяков и дождевых червей. В верхних отделах
кишечника, однако, численность резко падает (рис. 18). По данным люминесцентной
микроскопии увеличение численности бактерий при пассаже через
пищеварительный тракт кивсяка P. flavipes и дождевого червя Е. fetida может составлять 2-
3 раза, а по данным посева - в 10 раз. При этом отношение численности,
определенной прямым методом, к посеву меньше в экскрементах, чем в корме. Это
означает, что при пассаже возможен не только рост бактериальных популяций, но и
активизация покоящихся клеток (табл. 16) [Вызов, 2003]. Аналогичное
предположение было сделано ранее на примере многоножки Glomeris marginata
[Anderson, Bignell, 1980].
При пассаже часто можно заметить размножение бактерии рода Pseudomonas
и коринеподобных бактерий. Наблюдали размножение штаммов генетически
модифицированных псевдомонад, несущих плазмиды устойчивости к
антибиотикам, при пассаже через пищеварительный тракт кивсяка P. flavipes и мокрицы
A. vulgare. Бактерии вносили на листовой опад, который предлагали животным.
Методом посева на селективную среду в экскрементах обнаруживали
повышенное (иногда более, чем на 2 порядка) содержание маркированных псевдомонад на
протяжении месяца кормления (табл. 17) [Byzov et al., 1996]. При пассаже веге-
тирующих культур Bacillus sphaericus через кишечник кивсяков P. flavipes общая
численность менялась незначительно, а при пассаже через червей A. caliginosa -
даже возрастала (табл. 18) [Мозговая, 2001].
Для характеристики популяционной динамики бактерий при пассаже через
пищеварительный тракт из экскрементов кивсяка P. flavipes были выделены
доминирующие бактерии Pseudomonas sp. и Promicromonospora citrea. У них были
отобраны клоны, устойчивые к стрептомицину (1000 мг/мл). Оценивали
выживаемость этих бактерий при пассаже на кристаллической целлюлозе. Начиная с 4
и 11-х сут., численность соответственно псевдомонады и промикромоноспоры
66
Таблица 16. Увеличение общей численности бактерий при пассаже через
пищеварительный тракт кивсяка Pachyiulus flavipes и дождевого червя Eisenia
fetida по данным люминесцентной микроскопии и посева и показатель «К»
(микроскопия/посев)
Вариант
1 Корм1
Кишечник
Экскременты
Микроскопия
Численность клеток, х 109/г
P. flavipes
15,6 ±1,3
4,3 ±0,4
32 ±2,6
Е. fetida
2,3 ± 0,3
0,73 ±0,06
7,1 ±0,6
Посев
Численность КОЕ, х 108/г
P. flavipes
4,9 ± 0,4
1,4 ±0,2
22,3 ±1,7
Е. fetida
9,8 ± 0,3
7,3 ±0,5
38,2 ±3,6
Отношение: микроскопия / посев (К)
Корм
Экскременты
32
14,3
2,4
1,9
- корм кивсяков - перезимовавший дубовый опад; червей - вермикомпост
Таблица 17. Динамика численности (lg КОЕ/г) генетически-модифицированных
бактерий Pseudomonas stutzeri JM302 (pLV1013), P. putida PaW340 (pLV1017),
P. putida PpG7 (NAH) и Р. putida PaW736 (pWW60-22) на листовом опаде и в
экскрементах кивсяка Pachyiulus flavipes и мокрицы Armadillidium vulgare,
питавшихся субстратом, обогащенным этими бактериями
Бактерии
P. stutzeri (pLVl013)
\р.putida (pLVlOU)
P. putida (NAH)
\ P. putida (pWW60-22)
Образец
Опад
Экскременты Р. flavipes
Экскременты A. vulgare
Опад
Экскременты Р. flavipes
Экскременты A. vulgare
Опад
Экскременты Р. flavipes
Экскременты Л. vulgare
Опад
Экскременты Р. flavipes
Экскременты A. vulgare
9сут.
4,5
7,0*
7,0*
4,8
6,9
7,3
5,0
7,4
7,3
и.о.
7,1
7,3
30 сут.
3,1 1
7,3*
6,6*
4,3
7,3
7,6
4,0
7,4
7,8
4,0
6,8
7,8 1
* - включает естественные штаммы антибиотико-устойчивых бактерий, отличные от
штаммов-инокулянтов; н.о. - не определяли
была уже выше в экскрементах, чем в корме (табл. 19). Размножение бактерий
происходит внутри кишечника. Приняв время прохождения пищи через
кишечник кивсяка в 24 часа [Стриганова, 1980], можно рассчитать кажущуюся
максимальную удельную скорость роста Pseudomonas sp. - 0,19 ч"1 (время генерации -
4,6 ч). В действительности с учетом гибели в верхних отделах (за 3 часа
пребывания в кишечной жидкости титр КОЕ Pseudomonas sp. падал с lg 11,4 до 9,9)
скорость роста бактерий должна быть еще выше [Третьякова и др., 1996]. Такая
67
Таблица 18. Воздействие пассажа через пищеварительный тракт
беспозвоночных на численность (lg КОЕ/г) Bacillus sphaericus, внесенную в виде вегетирую-
щей культуры
Животное/субстрат
Черви A.caliginosal
дерново-подзолистая почва
Кивсяки P.flavipes/
целлюлоза
Опыт
1
2
1
1
2
2
Корм
(7,9±0,3)х108
(1,0±0,1)х109
(2,5 ± 0,4) х 105
(2,5 ± 0,3) х 105
(1,6 ± 0,4) х 107
(1,5 ± 0,4) х 107
Экскременты
(1,6 ± 0,2) х 109
(5,0 ± 0,2) х 109
(6,3 ± 2,5) х 105
(1,0±0,4)х105
(2,9±0,3)х107
(5,0±0,6)х106
Таблица 19. Динамика численности устойчивых к стрептомицину Pseudo-
monas sp. и Promicromonospora citrea в кристалической целлюлозе и при пассаже
через пищеварительный тракт кивсяка Pachyiulus flavipes. Животных содержали
на целлюлозе, обогащенной чистыми культурами бактерий в количестве около
109 КОЕ/г
Время от начала
опыта, сут.
2
4
7
11
18
25
Численность, lg КОЕ/г
Pseudomonas sp.
Корм
8,9 а*
8,3 а
7,5 а
6,4 а
5,1 а
3,5 а
Экскременты
8,8 а
8,8 6
8,0 6
6,9 6
6,2 6
4,7 6
Promicromonospora citrea
Корм
9,3 а
8,2 а
7,3 а
6,1 а
4,7 а
3,5 а
Экскременты
9,1 а
8,4 а
7,5 а
6,7 6
6,0 6
4,4 6
* - разные буквы показывают достоверные различия между кормом и
экскрементами, п=3, Р<0,01
высокая скорость размножения в почве реализуется, вероятно, только в
местообитаниях с повышенным содержанием питательных веществ - в кишечнике
животных, ризосфере растений и других. Аналогично высокая скорость роста
бактерии Pseudomonas mendocina (0,19 ч_|) обнаружена у дождевых червей Ароггес-
todea caliginosa [Горбенко и др., 1986]. Эта величина приближается к
максимальным значениям удельной скорости роста бактерий рода Pseudomonas,
реализуемых на искусственных питательных средах. По мнению авторов, причина столь
интенсивного роста псевдомонад в пищеварительном тракте животных состоит в
их кинетических свойствах: высоком сродстве к субстрату, большой
максимальной удельной скорости роста, а также в малой биологической инерционности,
которая позволяет им быстро переходить к интенсивному метаболизму при
переносе в среду с высокими концентрациями органических веществ.
Таким образом, несмотря на резкое падение титра клеток при инкубации в
пищеварительной жидкости животных, в экскрементах часто наблюдается увели-
68
P stutzeri(pLV1013)
A. brasiliense (pFAC)
15 22 29
w
О
P putida(pLV1017)
В
2 6 10 14 18 22 26 30
? putida{NAH)
Г
10 14 18 22 26 30
? stutzeri(pLV1013)
81
7
6
5
4
3
8
71
6
5
4
3
? putida{pLV1017)
E
0 5 10 15202530354045 0 5 10 15 20 25 30 35 4045
Сут.
Рис. 19. Динамика численности генетически модифицированных бактерий в
дубовом опаде и экскрементах кивсяка Pachyiulus flavipes (А-Г), в почве и
экскрементах дождевого червя Aporrectodea caliginosa (Д, Е). Круг - опад, почва; крест -
экскременты
чение их численности. Значительная часть бактерий корма переваривается
животными, но гибель части популяций транзитных бактерий в среднем отделе
компенсируется размножением выживших клеток в заднем отделе. Об этом
свидетельствует резкое увеличение их численности от переднего к заднему отделу
(см. рис. 18).
Однако не все транзитные бактерии способны размножиться в кишечнике.
Часто гибель бактерий преобладает над их размножением. Так, штаммы
генетически модифицированных бактерий Pseudomonas stutzeri (pLV1013), P. putida
(pLV1017) и Azospirillum brasiliense (pFAC) значительно сокращали численность
при пассаже через пищеварительный тракт кивсяка P. flavipes и дождевого червя
A. caliginosa (рис. 19) [Byzov et al., 1996]. Различная судьба бактерий при пассаже
- общая закономерность, подтверждающая тезис «у каждого животного есть свой
круг микробов-жертв». Это и проявление биологического разнообразия на
уровне сообществ.
69
Общая численность КОЕ актиномицетов может и увеличиваться, и
уменьшаться при пассаже через пищеварительный тракт животных. Это зависит от их
состава в корме (табл. 20). Учитывая, что у актиномицетов удельное (на единицу
мицелия) спорообразование велико, увеличение числа КОЕ следует трактовать
так то, что часть мицелия, поглощенного с пищей, образовало споры.
Уменьшение численности КОЕ на среде, напротив, можно объяснить прорастанием части
поглощенных спор в кишечнике. Данные сканирующей электронной
микроскопии подтверждают развитие мицелия актиномицетов на фрагментах
содержимого и остатках перитрофической мембраны кивсяков (см. рис. 49) [Вызов и др.,
1993]. Принципиальная возможность прорастания спор микроорганизмов в
кишечнике беспозвоночных животных была продемонстрирована с помощью
люминесцентной микроскопии на примере Streptomyces olivocinereus, мицелий
которого образует люминесцирующий антибиотик гелиомицин, а также
S. coeruleus, образовавшего в кишечнике микроколонии со спорами с типичной
морфологией [Полянская и др., 1996].
Таблица 20. Изменение численности актиномицетов (lg КОЕ/г) при пассаже
через пищеварительный тракт кивсяка Pachyiulw flavipes при лабораторном
содержании
Время, сут.
7
30
75
Субстрат
Опад
6,5
6,8
5,3
Содержимое
кишечника
5,0
4,0
4,3
Стенки
кишечника
4,6
3,5
4,7
Перитрофическая
мембрана
5,5
4,1
н.о.
Экскременты
6,9
4,1
4,3
н.о. - не определяли
Мицелий некоторых актиномицетов (S. californicus и S. pseudogriseouls)
переваривается в кишечнике кивсяков P. flavipes и ассимилируется с эффективностью
50-60 % (см. табл. 3) [Byzov et al., 1998b]. Методом люминесцентной
микроскопии установлено, что только 7-14% мицелия стрептомицетов S. californicus,
S. olivocinereus и S. coeruleus, внесенного в корм (стерилизованную целлюлозу)
кивсяков P. flavipes или червей Е. fetida, выбрасывалось с экскрементами
[Звягинцев и др., 1996]. Авторы отмечают, однако, что судьба мицелия этих
стрептомицетов в кишечнике кивсяков и червей различна. Черви, переваривая большую
часть мицелия, выбрасывают остатки с экскрементами. У кивсяков некоторая
часть из скормленного мицелия (19-31 %) накапливается в заднем отделе. Опыты
по скармливанию животным спор стрептомицетов показали, что в зобе дождевых
червей и передних отделах кишечника кивсяков происходит снижение числа
поглощенных спор [Полянская и др., 1996].
Однако не всегда наблюдается снижение жизнеспособности актиномицетов при
их попадании в кишечник. Так, численность КОЕ S. californicus и S. pseudogriseouls
не падала в течение 22 час инкубации мицелия в кишечной жидкости P. flavipes
(табл. 8), а дыхание гиф, определенное по поглощению кислорода
полярографическим методом, не изменялось в течение 1,5 часов инкубации (рис. 20). Можно
70
20 40 60 80 3
Мин
Рис. 20. Влияние кишечной жидкости кивсяка Pachyiulus flavipes на
жизнеспособность дрожжей Saccharomyces cerevisiae (1), Candida glabrata (3) и гиф актиномицета
Streptomyces calif or nicus (2)
Дыхание по поглощению кислорода (полярография) (черные значки), численность КОЕ
(белые значки)
предположить, что гибель части мицелия актиномицетов происходит в заднем
отделе, а причиной ее может быть антагонистическая активность кишечных
микробов. Участие кишечных симбионтов (актиномицетов) в переваривании
микроорганизмов было предположено ранее на примере высших термитов, питающихся
почвой [Bignell et al., 1983].
Влияние животных на соотношение грибов и бактерий может сказаться на
разложении подстилки, поскольку грибы - главные деструкторы в почве.
Зависимость от субстрата-носителя
Судьба микроорганизмов при пассаже через кишечник беспозвоночных
может зависеть от состава того субстрата, с которым они поступают. Сравнивали
микроорганизмы свежих экскрементов дождевых червей и почвы, которая
служила им пищей. В экскрементах червей, питавшихся почвой с добавлением
глюкозы, численность бактерий снижалась по сравнению с контролем и, наоборот, в
экскрементах червей, питавшихся почвой с внесением трудно перевариваемых
соединений, значительно возрастала. Вероятно, глюкоза быстро потребляется
почвенными микроорганизмами и не обеспечивает прирост бактерий при
пассаже через кишечник. Напротив, растительный материал, смешанный с почвой, не
так быстро утилизируется, тем самым, вызывая вспышку роста бактерий в
кишечнике и свежих экскрементах [Brusewitz, 1959].
Количество бактерий и актиномицетов увеличивалось после прохождения
через кишечник обитающего в подстилке дождевого червя Lwnbricus rubellus.
Пищей этому червю, в основном, служит слабо разложенный растительный
материал, богатый легко доступными питательными веществами. Предполагается, что
за счет этих веществ бактерии могут быстро и многократно увеличивать свою
популяционную плотность. Напротив, количество бактерий и актиномицетов
уменьшалось при прохождении кишечника Aporrectodea caliginosa,
потребляющего почву и гумусированные растительные остатки, которые не стимулируют
роста бактерий [Kristufek et al., 1990]. У червей Octolasium lacteum, которые оби-
71
тают в гумусово-аккумулятивном горизонте почв, в экскрементах увеличивается
абсолютное и относительное содержание споровых бактерий и актиномицетов по
сравнению с потребляемой почвой. У червей Lumbricus rubellus, обитающих в
подстилке и потребляющих разлагающиеся листья, увеличение численности
бактерий связано с повышением абсолютного и относительного количества
флюоресцирующих бактерий [Козловская, 1976]. Таким образом, характер изменений
состава и численности микроорганизмов при прохождении пищи через кишечник
зависит от экологической принадлежности вида животного, и, в частности, от
того, чем питается животное.
Инициация прорастания спор
Пассаж через пищеварительный тракт червей Aporrectodea caliginosa почвы,
обогащенной вегетативными клетками Bacillus thuringiensis, вызывает
снижение общей численности бацилл (табл. 21). Но если скармливать червям споры,
то численность бацилл может и не меняться. В отсутствие животных общая
численность бацилл и численность спор в почве сохранялись неизменными в
течение 6 суток даже при обогащении почвы глюкозой, крахмалом или
целлюлозой, что говорит об отсутствии прорастания спор (табл. 22). Споры бацилл
чрезвычайно устойчивы к пищеварительной среде животных (кивсяки, см.
выше). Поэтому уменьшение количества спор при пассаже можно считать
косвенным свидетельством их активации в кишечнике и инициации их прорастания с
последующей гибелью вегетативных клеток. Таким образом, в кишечнике
животных возможна инициация прорастания спор [Мозговая, 2001]. Механизм
инициации не известен, но можно предположить, что пищеварительные
секреты червей содержат физиологически активные вещества, стимулирующие рост
бактерий. Известно, что по мере продвижения по кишечнику червей рН
возрастает более чем на 1 (по-видимому, за счет увеличения концентрации обменного
кальция), и почти в 2 раза возрастает содержание воды. В передний отдел
кишечника червей секретируются водорастворимые органические вещества (му-
кус), концентрация которых затем резко падает в среднем и заднем отделах.
Предполагается, что эти соединения могут активизировать рост бактерий и
разложение ими почвенного органического вещества при пассаже (аналогично
затравочному эффекту), и часть их реабсорбируется в заднем отделе кишечника,
чтобы стать снова источником энергии для роста бактерий в следующем цикле
[Trigo, Lavelle, 1993].
Таблица 21. Воздействие пассажа через пищеварительный тракт дождевых
червей Aporrectodea caliginosa на численность КОЕ Bacillus thuringiensis,
внесенных в виде вегетирующих культур в дерново-подзолистую почву
Бактерия
Bacillus thuringiensis var. israelensis 1 -5
В. thuringiensis var galleria T4
Численность, КОЕ/г
Корм
(2,0±0,5)xl07
(5,6±0,9)xl07
(3,6±0,5)xl06
(l,8±0,3)xl06
Экскременты
(1,5±0,1)х106
(7,0 ± 1,6) xlO6
(1.3±0,4)xl06
(5,0±0,l)xl05
72
Таблица 22. Воздействие пассажа через пищеварительный тракт червей Арог-
rectodea caliginosa на споры Bacillus thuringiensis var. israelensis 1-5 *, внесенные
в дерново-подзолистую почву, обогащенную различными источниками углерода
Вариант
Почва
Без добавок
Почва +1%
целлюлозы
! Почва+1%
крахмала
Почва+1%
глюкозы
Общая
Споры2
Общая
Споры
Общая
Споры
Общая
Споры
Численность, КОЕ/г
Почва
(1,5±0,2)х108
(1,1±0,2)х108
(5,8±0,8)х107
(4,8±0,9)х107
(8,1±1,8)х107
(8,1±1,1)х107
(1,3±0,3)х108
(1,2±0,4)х108
Экскременты
(0,7±0,2)х108
(0,8±0,2)х108
(6,5±0,1)х107
(5,4±1,5)х107
(1,3±0,5)х107
(1,0±0,1)х107
(1,1±0,3)х108
(1,0±0,4)х108
- даны результаты посева, произведенного через 6 суток после внесения бацилл и
источников углерода; численность бацилл в момент внесения - (1,5 ± 0,2) х108
2 - численность спор определяли, вычитая из общей численности КОЕ численность,
полученную при высеве суспензии, прогретой при 80° 10 минут [Мишустин и др., 1979]
Принципиальная возможность прорастания спор в кишечнике
беспозвоночных животных была продемонстрирована Полянской и др. [1996].
Ингибирование роста (влияние целомической жидкости червей Eiseniafetida)
Явление ингибирования роста микроорганизмов целомической жидкостью
червей известно относительно многих бактерий. Предполагали, что целомиче-
ская жидкость обладает бактерицидной активностью [Lassegues et al., 1981,
Kauschke, Mohrig, 1987]. В древности использовали растертых червей для
лечения ран. Известно, что в Китае целомическую жидкость червей используют в
качестве противозачаточного средства. Целомическая жидкость червей обладает
активностью и против эукариот. Некоторые авторы связывают это с тиаминазной
активностью [Rouelle et al., 1987]. Возможно, что активность целомической
жидкости также связана с иммунной системой червей. Целомическая жидкость
образуется в жировой ткани и может выделяться наружу вместе с хлорагогенными
клетками и слизью. Особенно активно - при механическом повреждении червей.
Таким образом, черви могут влиять на микробиоту почвы благодаря своим
выделениям. Это - один из примеров так называемого метаболического
взаимодействия в почве. Присутствие неестественно высокого количества червей, что
характерно для вермикомпостирования, может также приводить к накоплению
слизистых выделений червей и тем самым к токсичности и дефициту витамина В\ в
почве и компостах.
Для получения целомической жидкости 40 взрослых особей червей
промывали с поверхности стерильной водой и помещали в 100 мл воды. К воде
прикладывали 6 вольт в течение 15 мин. При обработке электрическим током черви
выделяют наружу целомическую жидкость через внешние покровы. Эта жидкость
имеет желтоватый цвет и сильный специфический запах (запах червей).
Жидкость центрифугировали для осаждения хлорагоцитов и стерилизовали фильтра-
73
X
о
Числ
60
50
40
30
20
10
л 4
Г В
i ¦—¦ ¦
2 3
Час
Рис. 21. Влияние целомической жидкости (ЦЖ) дождевого червя Eisenia fetida на
рост дрожжей
А - Candida famata; Б - Galactomyces geotrichum; В - Debaryomyces hansenii; Г - Hy-
phopichia burtonii. Дрожжи выращивали в жидком сусле, разбавленном водой 1:5 и смешанным
с ЦЖ в объемных соотношениях: 1 - контроль; 2 - 1:8; 3 - 1:4; 4 - 1:2. Численность дрожжей
подсчитывали в камере Горяева
цией. В жидкой среде с добавлением целомической жидкости выращивали
дрожжи Debaryomyces hansenii, Candida famata, Galactomyces geotrichum и Ну-
phopichia burtonii. Численность дрожжей подсчитывали с помощью камеры
Горяева. Целомическая жидкость червей сдерживала рост дрожжей, причем, чем
выше концентрация целомической жидкости, тем сильнее эффект (рис. 21).
Микроскопия показала, что дрожжевые клетки окружены коллоидоподобной
оболочкой, почкование не обнаружено. Целомическая жидкость, однако, не полностью
ингибировала рост дрожжей.
Структура сообщества
Кроме изменения общей численности при пассаже через пищеварительный
тракт происходят структурные изменения в составе микробного комплекса
подстилки и почвы. Одни виды исчезают, другие размножаются, третьи появляются.
Бактерии
В экспериментах по скармливанию опада кивсякам P. flavipes и компоста
червям Е. fetida показано, что в корме животных доминируют грамотрицательные
аэробные бактерии (в основном, рода Pseudomonas) и актиномицеты, в качестве
минорных компонентов выделяются бактерии актиномицетной линии и бациллы.
В экскрементах эти группы сохраняются, но происходит изменение структуры
сообщества. Грамотрицательные аэробы всегда сохраняют доминирование, и их до-
74
&
Я
к
з
о
i
а
100
80
60
401
20
0
ir-v3-^5^
щ
4
2
3
4
2
3
4
1
1
5
3
4
2
о ск к пм э
в ск к э
Рис. 22. Изменение соотношения таксономических групп бактерий при пассаже
через пищеварительный тракт кивсяка Pachyiulus flavipes (А), питающегося дубовым
опадом, и червя Eisenia fetida (Б), питающегося вермикомопостом, в корме,
кишечнике и экскрементах
1 - грамотрицательные факультативно-анаэробные; 2 - грамотрицательные аэробные; 3 -
коринеподобные; 4 - актиномицеты; 5 - бациллы. О - опад; В - вермикомпост; СК -
содержимое кишечника; К - стенки кишечника; ПМ - перитрофическая мембрана; Э - экскременты
ля может даже увеличиваться. Принципиально отличается состав бактерий на
стенках кишечника и на перитрофической мембране. Здесь абсолютно доминируют
грамотрицательные факультативно-анаэробные бактерии (рис. 22). На уровне
таксономических групп подобные закономерности сохраняются в разные сроки анализа, при
содержании животных в лаборатории и в разные сроки сбора животных.
В группе актиномицетов структурные перестройки при пассаже носят менее
закономерный характер, и могут меняться в разные сроки анализа. Тем не
менее, таксономическая структура сообщества опада всегда в той или иной
степени отличается от сообщества содержимого кишечника и свежих экскрементов
(рис. 23). Это свидетельствует либо в пользу селективного стимулирования
роста, либо избирательного переваривания мицелия или спор актиномицетов
разных родов [Вызов и др., 1993].
Дрожжевые грибы
При прохождении через пищеварительный тракт кивсяка Pachyiulus flavipes
численность дрожжевых грибов не изменялась, но происходила смена структуры
сообщества. Численность пигментированных дрожжей, таких как Aureobasidium
pullulans и Rhodotorula, характерных для филлопланы и свежего опада, резко
снижалась. В экскрементах появлялись дрожжи, не характерные для опада. Эти
дрожжи типичны для кишечника животных (см. ниже) (рис. 24 А). Для дождевых
червей Е. fetida (рис. 24 Б), а также мокриц A. vulgar-е также характерно почти
тотальное элиминирование всех популяций дрожжей, ассоциированных с
компостом или опадом. Однако в экскрементах этих животных практически нет
дрожжей [Byzov et al., 1993a]. Такое различие в судьбе дрожжей при пассаже следует
объяснять разным строением пищеварительного тракта и отсутствием типичных
кишечных дрожжей у червей и мокриц (см. ниже).
75
^„100
ffl
I 80
g 60
1 40
о
* 20
о
U
о
1
а
1
1
4
3
Lii
2
1
100
80
О КС ПМ КЗ Э
601
40
20
0
1
Z_
"R
О КС ПМ КЗ Э
Рис. 23. Изменение соотношения родов актиномицетов при однократном пассаже
через пищеварительный тракт кивсяка Pachyiulus flavipes, питающегося дубовым
опадом, на 3-е (А) и на 30-е (Б) сутки питания
1 - Streptomyces', 2 - Streptoverticillium: 3 - Streptosporangiwn\ 4 -Micromonospora\ 5 - Ac-
tinomadura. О - опад; КС - средний отдел кишечника; ПМ - перитрофическая мембрана; КЗ -
задний отдел; Э - экскременты
A ureobasidium pulluians P.
btorula g "~
Candid
Rhodotomla graminis P.
iida s
1150
I 300
G geoinchum
Trichosporon spp
О TZ
EZZI
I 1
G geoinchum
Trichosporon spp С
Pichia membrunuejaciens
Kfoeckera apis
D.iZ С
Crypfococcus albidus
G geolrichum
trichosporon spp.
I* membranaejaciens С
Kl apis С
Опад
Средний отдел
кишечника
Задний отдел
кишечника
Экскременты
D.TZ С
Cr albidus P
500
100 75 50 25 0 10 20 30 40 50 60
Candida famala I ]
Candida sp ( ]
U geolrichum | |
Geolrichum sp 1 ]
Дрожжей не обнаружено
Trichosporon spp
Schizoblastosporion siarka-hendrichii
Cryptococcus albidus
Rhodoiorula rubra
Hyphopichia burmnii
3
Компост
Кишечник
Экскременты
L
100 75 50 25 0 2 4 6 8 10
Частота встречаемости, % Численность КОЕ, 10^/г
Рис. 24. Изменение численности, частоты встречаемости и видового состава
дрожжей при однократном пассаже через пищеварительный тракт кивсяка Pachyiulus
flavipes (А) и червя Eisenia fetida (Б) в корме, кишечнике и экскрементах
76
15
со
т
о
Ею
X
Ш
s5
0
LL
ГТ"
1 1
4
I
1 гРЧ
3*
L Э F+H Э
Lumbricus rubellus
Aporrectodea
caliginosa
Рис. 25. Влияние дождевых червей на профильное распределение дрожжей в
дерново-подзолистой почве
1 - Trichosporon\ 2 - пигментированные; 3 - аспорогенные; 4 - Cryptococcus. L, F+H - слои
подстилки; Aj - гумусово- аккумулятивный горизонт почвы; Э - экскременты
Размножение отмечается для популяций Trichosporon spp., при пассаже через
пищеварительный тракт червей Lumbricus rubellus и Lipomyces spp. - через
Aporrectodea caliginosa (рис. 25).
Мицелиальные грибы
Весьма слабо исследован вопрос о судьбе гиф грибов и их спор в кишечнике
беспозвоночных. Ряд авторов разделяет грибы на переваривающиеся и не
переваривающиеся [Козловская, 1980; Dash et al., 1980]. Предполагают также наличие
некоего фунгистатического эффекта, вызываемого кишечной средой по
отношению к спорам некоторых грибов [Стриганова и др. 1988].
При пассаже через пищеварительный тракт крупных беспозвоночных общая
численность КОЕ микромицетов снижается в 10 и более раз. Это показано для
кивсяков, дождевых червей и мокриц. Ни в одном эксперименте мы не
наблюдали ни увеличения численности КОЕ, ни возрастания биомассы грибного мицелия
в экскрементах. Это согласуется с представлением о главенствующей роли
грибов как питания животных [Edwards, Fletcher, 1988]. Грибы, однако,
перевариваются по-разному. Численность КОЕ темноокрашенных микромицетов из
семейства Dematiaceae всегда резко сокращается, что свидетельствует о их
переваривании, тогда как другие грибы могут даже увеличивать численность при пассаже,
возможно, за счет образования спор (табл. 23). Мицелий темноокрашенных
грибов особенно чувствителен к воздействию среды кишечника. Образующие
меланин грибы доминируют на свежем растительном опаде [Мирчинк, 1988]. Можно
предположить, что животные, питающиеся опадом: диплоподы, мокрицы, черви,
используют их как главный пищевой ресурс. Напротив, светлоокрашенные грибы
такие, как пенициллы и аспергиллы, известны как токсинообразователи
[Мирчинк, 1988] и могут из-за этого не потребляться животными [Стриганова и др.
1988; Ищенко и др., 1994].
77
Таблица 23. Изменение состава микромицетов (%) при пассаже через
пищеварительный тракт кивсяка Pachyiulus flavipes [Кураков, By Нгуен Тхань, не
опубликовано]
Микромицеты
Cladosporium cladosporioides
Aureobasidium pullulans
Phylalophora melenti
Pyrenochaeta spp.
Gliocladium fimbriatum
Trichoderma harzianum
Aspergillus fumigatus, A. niger
Scopulariopsis brevicaulis
Humicola fuscoarta
Fusarium spp.
Doratomyces stemonitis
Mucor spp.
Chrysosporium sp.
Acremonium roseum
Penicillium spp.
Опад
23,9
15
0,3
0,3
3
0,4
0,3
0,3
0,3
0,2
0,3
0,8
11
18,9
25
Средний
отдел
кишечника
5,3
5
0*
0
1,4
0
0,2
1,4
0
1,4
1,4
6,3
7,6
29
40,7
Задний
отдел
кишечника
1,6
0
0
0
0
0
0,2
0
0
3,1
0,3
7,9
15,9
23,4
47,6
Экскременты
4,5
0
0
0
0
0
0,4
0,4
0,4
2,4
1,2
11,4
12,6
15,9
50,8
- в посеве не обнаружено
Трофическая деятельность дождевых червей и распределение
микроорганизмов в почвенном профиле
Трофическая активность животных влияет на профильное распределение
микроорганизмов. В экскрементах обитателей подстилок червей Lumbricus
rubellus, которым в лаборатории скармливали материал из слоя L подстилки
дерново-подзолистой почвы, доминировали дрожжи рода Trichosporon, являющиеся
минорным компонентом в этом слое. При пассаже через пищеварительный тракт
червей эти дрожжи размножаются, и экскременты, обогащенные ими, попадают в
нижний слой подстилки F+H. В пробах из этого слоя также доминировали
дрожжи Trichosporon. Экскременты L. rubellus, питавшихся подстилкой, отобранной
из слоя F+H, содержат меньше Trichosporon, чем их корм, поскольку эти дрожжи
перевариваются червями в составе другого субстрата. В горизонте Ai по-
прежнему доминируют дрожжи рода Trichosporon. Они, по-видимому, попадают
сюда вместе с экскрементами подстилочных червей. Эти дрожжи выживают и
при пассаже через пищеварительный тракт обитателей горизонта Ai червей
Aporrectodea caliginosa. Напротив, пигментированные дрожжи выделялись
только из верхнего слоя подстилки и элиминировались при пассаже через кишечник
подстилочных червей (см. рис. 25). Обитатели минеральных горизонтов дрожжи
78
о4
Л
О
sr
о
о
о
К
ю
О
80]
601
40 ]
20
80
60
40
20
0
Почва Экскременты
Б
1
10
Сут.
15 20
Рис. 26. Обилие дрожжей рода Lipomyces в почве и экскрементах червей Ароггес-
todea caliginosa, питающихся в горизонте Ai дерново-подзолистой почвы (А);
динамика обилия Lipomyces sp., в хранившихся экскрементах червей (Б), п = 3-5
рода Lipomyces выделяются из экскрементов червя A, caliginosa. Их
относительное обилие в экскрементах не снижается, и они долго сохраняются
жизнеспособными (рис. 26). Таким образом, на примере дрожжевого населения отмечены две
закономерности: профильное распределение микроорганизмов может быть
следствием селективного элиминирования или размножения микробной популяции
при пассаже; судьба микроорганизмов при пассаже зависит от того субстрата, в
составе которого они попадают в пищеварительный тракт животных.
В результате пассажа происходит не только перемещение органического
вещества в профиле, но и смена доминантов в микробном комплексе. Вклад
животных в профильное распределение микроорганизмов можно представить,
оценив масштабы их роющей и экскреторной деятельности. На одном квадратном
метре черви могут создать до 800 ходов, что составляет сотни метров и
значительную долю от порового пространства. Годовая продукция копролитов
дождевыми червями составляет 10-500 т/га, а при среднем уровне копролитизации за
год в поверхностных слоях гумусово-аккумулятивного горизонта пастбищ и
лугов может образоваться слой копролитов в 3-4 мм. Верхние 15-20 см почв под
лугами и пастбищами в основном сложены из копролитов червей [Lee, 1985].
Таким образом, крупные животные не только влияют на структуру почвы, но и
могут определять состав микроорганизмов в почвенных горизонтах.
Вклад макрофауны в продукционный процесс почвенных
микроорганизмов
Долговременный эффект животных на динамику микробной биомассы и
продукционный процесс микробного комплекса в естественных условиях трудно
79
оценить. Однако экстраполяция экспериментальных данных и теоретические
расчеты позволяют представить тенденцию этих процессов.
Например, деятельность червей сказывается на длительном промежутке
времени на соотношении биомассы грибов и бактерий в субстрате. При вермиком-
постировании при участии червей Eisenia fetida через 3 месяца общая биомасса
грибов снизилась в 4 раза, а бактерий и актиномицетов - возросла в 3 и 7 раза
соответственно (табл. 24). Относительное увеличение доли бактерий при
разложении растительных остатков отмечается и в присутствии микро- и мезофауны (см.
ниже). Эти факты согласуются с представлениями о важной роли грибов в
питании почвенных беспозвоночных [Edwards, Fletcher, 1988] и возрастании роли
бактерий на поздних этапах сукцессии.
Таблица 24. Биомасса микроорганизмов, определенная методом
люминесцентной микроскопии (мкг С/г), в исходном субстрате и готовом вермикомпосте
в опыте по вермикомпостированию с участием дождевых червей Eisenia fetida
Микроорганизмы
Мицелий грибов
Споры грибов и дрожжи
Мицелий актиномицетов
Бактерии
Общая биомасса
Навоз с шампиньонным
грунтом = 1:4 (А)
5,4
0,49
0,01
0,04
5,8
Вермикомпост
(Б)
1,4
0,6
0,07
0,13
2,2
Б/А
0,24
1,22
4,8
3,0
0,38
Существуют оценки влияния макрофауны на рост микроорганизмов в
естественных экосистемах суши [Горбенко с соавт., 1986]. Произведен ориентировочный
расчет размеров обогащения почвы неспороносными бактериями за счет их
размножения в кишечнике дождевых червей Aporrectodea caliginosa. В качестве примера
рассмотрена дерново-подзолистая почва, численность червей в которой составляет до
500 экз./м2, а их суммарная живая биомасса - 250 г/м2. Сезонная продукция бактерий
(100 суток) с учетом скорости их размножения в кишечнике червей оказалась равной
около 1012 клеток/м2. Среднее сезонное содержание в почве этих же бактерий
оценивается такой же величиной - около 1012 клеток/м2. Следовательно, в дерново-
подзолистой почве за счет роста в кишечнике червей осуществляется одна генерация
неспороносных бактерий. Аналогичный расчет, произведенный для кивсяков,
показал, что сезонная продукция неспороносных бактерий за счет трофической
активности составляет также около 1012 клеток/м2, что не превышает сотой доли от
суммарной численности бактерий, учитываемых на среде МПА, в лесной подстилке. Таким
образом, роль червей в продукционном процессе бактерий значительно выше, чем
кивсяков. Крайние оценки для высокопродуктивных экосистем показывают, что
дождевые черви за сезон способны переработать до 25 % гумусово-аккумулятивного
горизонта [Lee, 1985]. Если принять во внимание, что в среднем за сезон в почве
сменяется 3-25 генераций микроорганизмов [Паников, 1991], то в ряде экосистем,
например, в луговых или в хорошо окультуренных почвах, где плотность дождевых
червей особенно высока, их роль как регуляторов продукционного процесса
микроорганизмов можно считать существенной.
80
Горбенко с соавт. [1986] считают, что размножение бактерий за счет
макрофауны должно проявляться в наибольшей степени в критических (аридных и ни-
вальных) условиях, когда микробиологические процессы в почве в значительной
степени угнетены.
Трофическая деятельность беспозвоночных и генетический обмен
между бактериями в почве
Еще одно событие, которое может произойти при пассаже бактерий через
пищеварительный тракт беспозвоночных это - генетический обмен. В последние
десятилетия в биотехнологии все чаще используются генетически
модифицированные бактерии (ГМБ). Их применяют для утилизации промышленных и
сельскохозяйственных отходов, в производстве медицинских препаратов, при
разработке полезных ископаемых, в производстве инсектицидов и др. Использование
ГМБ требует внесения их в значительных количествах во внешнюю среду, кроме
того, нередко ГМБ случайно попадают в естественные системы. Такое
характерно для устойчивых к антибиотикам бактерий, поступающих с больничными
отходами и сточными водами. В связи с этим встает проблема мониторинга их
судьбы: выживания, распространения и взаимодействия с компонентами
естественных экосистем, в частности почвы. Риск использования ГМБ связан также и с
возможностью обмена генетической информацией с дикими бактериями
[Wellington et al., 1993].
Судьба интродуцируемых бактерий в почве зависит от физико-химических и
биотических факторов. Среди биотических факторов важнейшими признаются
хищничество, конкуренция со стороны аборигенной микробиоты и пассирование
через пищеварительный тракт животных.
Судьбу ГМБ при взаимодействии с животными изучали на примере штаммов
Pseudomonas stutzeri, P. putida, Azospirillum brasiliense и Enter ococcus faecalis,
несущих гены устойчивости к антибиотикам, синтеза катехол 2,3-диоксигеназы или
/?-галактозидазы, локализованные на хромосоме или на коньюгативных
природных {рАМрх) или рекомбинантных (pLVW17, pLV1013, NAH, pFACII и pWW60-
22) плазмидах (табл. 25-26).
Численность одних ГМБ падала при пассаже через пищеварительный тракт
кивсяка P. flavipes и червя A. caliginosa, а других возрастала или оставалась
неизменной (см. выше, рис. 19). На примере кивсяка P. flavipes показано, что
различия в судьбе ГМБ при пассаже объясняются реакцией штаммов бактерий на
пищеварительную среду кишечника. Это никак не связано с наличием плазмид у
бактерий, а лишь отражает общую закономерность переваривания, отмеченную
нами ранее - переваривание видо- и штаммоспецифично. Несмотря на то, что в
кишечной жидкости погибает значительная часть клеток, сохранившиеся
живыми клетки размножаются в заднем отделе. В результате численность ГМБ в
экскрементах может возрасти [Byzov et al., 1996].
Перенос бактериальных плазмид детально изучен в лабораторных условиях,
однако вопрос об условиях и эффективности генетического обмена между
бактериями в природе остается открытым [Stotzky, Babich, 1984; другие].
Большинством авторов признается, что наилучшее выживание и наибольшая частота
генетического переноса наблюдается в условиях оптимальных для роста донора и ре-
81
Таблица 25. Характеристика штаммов бактерий, использованных в
экспериментах по изучению участия беспозвоночных в генетическом обмене в почве
Штамм
Pseudomonas
stutzeri
JM302
(PLV1013)
P. putida
PaW340
PaW340
\(pLV1017)
P. aeruginosa
PA05 (RP4)
Enterobacter
cloacae
MF10 (RP4)
Характеристика генетических маркеров
Хромосомные
his, Rif*, NxR
trp, SmR
trp, SmR
trp, Rif^
Плазмидные
Knr, Smr
xylE
Apr, Knr, Tcr
xylE
Apr, Knr, Tcr
Apr, Knr, Tcr
Примечание
Рекомбинантный,
экспрессия C230 при 37° С
Рекомбинантный,
экспрессия С230 при
37 °С
Природный
Размер, мДА
9,6
45
46,6
Sm - стрептомицин; Rif - рифампицин; Nx - налидиксовая кислота; Ар - ампицилин;
Кп - канамицин; Тс - тетрациклин; his - ауксотроф по гистидину; trp - ауксотроф по
триптофану; xylE - ген, кодирующий синтез катехол 2,3-диоксигеназы (С230).
Таблица 26. Характеристика штаммов Enterococcus faecalis
Штамм
Enterococcus faecalis B4612* (Тп9П)
Е. faecalis DS16C3 (В3864) (Tn919)
Е. faecalis JH2-2 (pAMfi,) (B4608)
Е. lactis (pAMpi) LM0230 (В5950)
Устойчивость к антибиотикам
Rif*; FusR; Tcr
Tcr
SmR; Emr
Rif*; FusR; Emr
* - № штамма в коллекции ВНИИ генетики; Fus - фузимицин; R - хромосомная, г -
плазмидная
ципиента и при максимальной вероятности контакта бактериальных клеток.
Поскольку при пассаже через кишечник животных возможно размножение
некоторых ГМБ, можно констатировать, что эти клетки физиологически активны.
Кроме того, плотность заселения поверхности кишечника бактериями значительно
выше, чем в почве, за счет меньшей удельной поверхности, поэтому вероятность
клеточного контакта в кишечнике возрастает по сравнению с почвой. Вследствие
этого в кишечнике могут создаваться условия, при которых будут происходить
процессы генетического обмена между бактериями.
Результаты экспериментов по скрещиванию ГМБ in vitro и in vivo (в кишечнике
животных) показывают принципиальную возможность коньюгативного переноса
82
между грамотрицательными (табл. 27) и грамположительными (табл. 28)
бактериями. Трансконьюганты выделялись либо из корма, либо из свежих экскрементов
животных. Обнаружен также факт передачи плазмиды RP4 от интродуцированного
штамма Enterobacter cloacae MF10 (RP4) к диким бактериям Enterobacter gergovia.
Эффективность коньюгативного переноса плазмиды pAMfii от Enterococcus faecalis
JH2-2 рАМР\ к Bacillus thuringiensis var. israelensis 1-5 в вермикомпосте и
экскрементах червей E.fetida составила 10'5-10"7 трансконьюгантов на реципиент и
близка к таковой при скрещивании in vitro. Результат подтвержден в эксперименте по
обратному переносу плазмиды рАМрх от В. thuringiensis var. israelensis \-5pAM/3\ к
бесплазмидному штамму Е. faecalis DS16C3 (табл. 28). Таким образом,
генетический обмен может протекать в условиях, близких к естественным, с частотой,
сопоставимой с таковой для условий in vitro [Byzov et al., 1999; Mozgovaya et al.,
2002].
Таблица 27. Генотипическая и фенотипическая характеристика бактерий -
возможных трансконьюгантов, выделенных из дубового опада и экскрементов
животных, питавшихся кормом, обогащенным Pseudomonas stutzeri JM302
ipLVWB) или P. putida PaW340 (pLV1017)
Источник
выделения
Опад
Опад
Экскременты
червей
Экскременты
мокриц
Экскременты
мокриц
Характеристические признаки штаммов
Плазмиды
pLVWlS
pLVWB
pLVlOB
pLVlOH
pLVlOH
Устойчивость,
мг/л
Rf20, Nx50,
Sml5,Knl5
Rf20, Nx50,
Sml5,Knl5
Rf20, Nx50,
Sml5,Knl5
Ap50, Kn50,
Tc50
Ap50, Kn50,
Tc50
C2301
+
+
+
+
-
DNA-
fingerprints
JM302
Схожий с
JM302
Схожий с
JM302
Не PaW340
Не PaW340
BIOLOG
Burkholderia
cepacia
Salmonella sp.,
B. cepacia
Alcaligenes
xylosooxidans
B. cepacia
Enterobacter
gergovia
1 - наличие активности катехол 2,3 - диоксигеназы; Rf - рифампицин, Nx - налидик-
совая кислота, Sm - стрептомицин, Кп - канамицин, Ар - ампицилин
Свободной ДНК в кишечнике, по-видимому, не существует. Путем
инкубирования препаратов плазмидной ДНК (плазмида/?/,К/0/5) в кишечной жидкости
кивсяка P. flavipes с последующим электрофорезом в агарозном геле показано,
что ДНК разрушается. Очевидно, здесь присутствует фермент ДНК-аза.
Следовательно, генетический обмен за счет трансформации мало вероятен, и только ДНК
живых клеток может участвовать в генетическом обмене в результате коньюга-
ции. Таким образом, животные могут играть роль как очистителей, так и
распространителей ГМБ в почве. Учитывая масштабы трофической, роющей и
двигательной активности животных-макрофауны, приходится признать важность
включения беспозвоночных в систему мониторинга судьбы генетически
модифицированных микроорганизмов.
83
Таблица 28. Конъюгативный перенос плазмиды рЛМ/3\ от Enterococcus faecalis
JH2-2 рАМР\ к Bacillus thuringiensis var. israelensis 1-5 in vitro и при участии
дождевых червей Eiseniafetida
Штаммы
Е. faecalis JH2-2 р/Ш/?, х В
thuringiensis var israelensis 1-5
В. thuringiensis var. israelensis 1-5
рЛЛОД х ? faecalis DS16C3
(обратный перенос)
Условия
Нитроцеллюлозный фильтр
Вермикомпост без Е fetida
Вермикомпост с Е fetida
Экскременты червей
Нитроцеллюлозный фильтр
Частота конъюгации
5,4 х 104-8,5х 10'5*
2,3 х 105-3,3x 10"7
5,0xl0"6-2,3xl0-7
8,3x10"5-2,0x10'7
I,8xl0"7-3,7xl0-8*
1,0 х 10 s- 1,3 х 10~5**
* - частота конъюгации выражена как число КОЕ трансконъюганта, отнесенное к
числу реципиента;
** - частота конъюгации выражена как число КОЕ трансконъюганта, отнесенное к
числу донора
Другая сторона проблемы состоит в том, что перенос плазмид устойчивости
к антибиотикам, который может активизироваться в пищеварительном тракте и
экскрементах животных, может идти не только от интродуцентов к диким
бактериям, но и в обратном направлении. Почва, растительный опад, кишечник и
экскременты беспозвоночных населены бактериями, устойчивыми к самым
различным антибиотикам. Среди них выделяется много факультативно-
анаэробных штаммов бактерий, в том числе - несущих плазмиды (табл. 29).
Попадая в кишечник животного, штамм интродуцента может приобрести плаз-
миду от дикого штамма. Это в конечном итоге может стать причиной
возрастания множественной устойчивости бактерий к антибиотикам, что особенно
актуально, если интродуцент несет признаки патогенности [Clewell, 1990].
Суммируя, можно заключить, что ГМБ, хотя не наносят прямого вреда
биотическим компонентам экосистем, должны рассматриваться как загрязнители,
так как: 1) могут длительное время сохраняться в почве, опаде и компосте,
выживать и иногда размножаться при попадании в кишечник беспозвоночных; 2)
способны передавать другим бактериям плазмиды, в том числе, полученные и
введенные в клетки искусственно и определяющие свойства, не характерные
для естественной микробиоты. Несмотря на то, что условия естественных
систем не благоприятствуют процессам генетического переноса и их вероятность
невелика, нужно с осторожностью подходить к проблеме массового
использования препаратов на основе генетически модифицированных микроорганизмов.
Дрилосфера
Один из наиболее ярких примеров воздействия животных на сообщество
почвенных микроорганизмов - образование ходов дождевыми червями или так
называемой дрилосферы. Ходообразование является значимым средообразующим
фактором. Суммарная площадь поверхности нор может достигать нескольких
квадратных метров на 1 м2 почвенного покрова [Bouche, 1975], а объем,
занимаемый ходами, может составлять до 5 % от общего объема почвы [Edwards,
Lofty, 1977].
84
Таблица 29. Бактерии, устойчивые к антибиотикам* и доля факультативно-
анаэробных (Ф-А) штаммов, выделенных из листового опада, кишечника и
экскрементов животных в экспериментах по выживанию генетически
модифицированных бактерий в корме и при пассаже через пищеварительный тракт животных
Источник выделения
Листовой опад
Почва
Экскременты кивсяков
Кишечная жидкость кивсяков
Экскременты мокриц
Экскременты червей
Штаммы без плазмид
Общее число
29
18
47
10
20
1
Ф-А, %
17
22
68
50
60
44
Штаммы с плазмидами
Общее число
4
2
8
-
2
2
Ф-А, %
100
100
100
-
100
100
* - отбирались штаммы бактерий, обладающих устойчивостью к рифампицину, на-
лидиксовой кислоте, канамицину, ампицилину, стрептомицину
На примере широко распространенного норного червя Lumbricus terrestris
показано, что вокруг нор формируются морфологически выраженные активные
зоны с повышенными значениями содержания органического вещества, общего
углерода и азота (в 2-3 раза), базального дыхания (в 4-9 раз), микробной биомассы
(в 2-4 раза) [Tiunov, Scheu, 1999]. В почве стенок нор выше влажность и рН (на
1-2 единиц) [Tiunov, Scheu, 1999]. В стенках ходов червей концентрируется
ферментативная активность почвы, особенно в глубоких минеральных горизонтах
[Тиунов, 1993; Loquet et al., 1977]. В дрилосфере сосредоточено своеобразное
микробное сообщество [Тиунов и др., 1997; Loquet et al., 1977; Tiunov, Scheu,
1999]. На глубине 6-15 см в стенках нор червей Z. terrestris длина грибного
мицелия и доля прорастающих гиф в 1,5-2 раза ниже, а количество бактериальных
клеток в 3,5-10 раз выше, чем в окружающей почве [Тиунов и др., 1997]. На
глубине 15-30 см и длина грибного мицелия, и число бактериальных клеток в
стенках нор в 2-3 раза больше [Тиунов и др., 2001]. В дрилосфере обнаружена
повышенная активность удельного дыхания микроорганизмов (q02), а также
повышенный отклик микробного сообщества на добавление питательных веществ.
Это объясняют тем, что микробное сообщество стенок ходов содержит больше
метаболически активных микроорганизмов. В качестве механизмов эффекта
предлагают повышенное содержание легкодоступного органического вещества,
поступающего с выделениями червей, а также активность микробоядных
животных, особенно обильных в дрилосфере. Предположено, что пресс со стороны
простейших и нематод как хищников определяет динамику микробной сукцесии
в ходах червей [Tiunov et al., 2001]. В дрилосфере формируется особенное
сообщество беспозвоночных [Тиунов, Кузнецова, 2000; Hamilton, Sillman, 1989].
Таким образом, ходы норных червей представляют собой специфическое и
стабильное местообитание почвенной биоты. Они играют важную роль в
регулировании микробных процессов в почвах.
В лабораторных экспериментах, моделирующих роль пищевой и роющей
деятельности червей Lumbricus terrestris, показано, что при пассаже через пищевари-
85
тельный тракт сильно меняется сообщество микроорганизмов. Происходит отбор
видов, которые затем составляют основу сообщества экскрементов. Это сообщество
сохраняется относительно долго по мере старения экскрементов (до 100 сут.). В нем
много видов, характерных для опада и подстилок, таким образом, черви привносят в
почву с экскрементами подстилочные микроорганизмы [Tiunov, Scheu, 2000].
Полевые исследования подтверждают эти закономерности. Грибные сообщества копро-
литов дождевых червей сильно отличаются по составу, они более разнообразны, чем
сообщества почвы и подстилки, затаскиваемой червями в норы [Orazova et al., 2003].
Экспериментально установлено [Hutchinson, Kamel, 1956; Macfadyen, 1963], что
дождевые черви могут быть распространителями грибов и бактерий путем
поглощения их спор в одном месте и выбрасывания их с экскрементами в другом. Скорость
распространения грибов в почве намного больше в присутствии червей, чем без них.
Предполагают, что дождевые черви могут распространять и споры фитопатогенных
грибов, например, таких как Pythium [Baweja, 1939] и Fusarium [Khambata, Bhatt,
1957]. Судьба бактериальных популяций также зависит в значительной мере от
наличия червей. Например, количество бактерии Aeromonas hydrophila, интродуциро-
ванной в почву, возрастало или оставалось постоянным в присутствии червей, тогда
как без червей численность бактерии резко снижалась [Hendriksen, 1992].
С помощью приема скармливания показано, что бактерия Pseudomonas
corrugata выживает и размножается, проходя через кишечник дождевых червей
Aporrectodea trapesoides и A. rosea. Этот эффект предложено использовать для
внедрения и приживления полезных бактерий в почву, например, антагонистов
фитопатогенов или стимуляторов роста растений. Предполагалось, что,
перемещая бактерию в толще почвы и откладывая ее в норах, черви будут
способствовать ее внедрению и приживлению, т.к. корни растений лучше проникают в
почву по норам червей [Doube et al., 1995].
Взаимодействие между беспозвоночными и микроорганизмами в
прикорневой зоне растений
В прикорневой зоне растений плотность и биомасса беспозвоночных выше, чем
в окружающей почве [Lee, Pankhurst, 1992]. Взаимодействия организмов важны
для жизнедеятельности растений. Они могут быть нейтральными,
сказывающимися положительно и отрицательно для растения. Первые происходят в результате
сапротрофной активности организмов; вторые - следствие активности мутуали-
стических симбиотических связей (клубеньковые бактерии, микоризные грибы и
др.); последние связаны с корневыми патогенами [Lynch, 1990]. Активность
беспозвоночных, особенно простейших, наряду с конкуренцией с бактериями и грибами
- один из важнейших факторов, регулирующих активность микроорганизмов,
ассоциированных с растениями. Почвенные беспозвоночные, потребляющие и
убивающие клетки патогенных микроорганизмов, относительно недавно привлекли
серьезное внимание как фактор предотвращения болезней. Объектами главного
внимания являются микофаговые амебы, нематоды и микроартроподы. В
ризосфере культурных растений наблюдается высокая плотность популяции простейших,
особенно амеб. Многие простейшие известны как потребители бактерий и грибов.
Считается, что они способны питаться и фитопатогеными микроорганизмами [Old,
Chakraborty, 1986]. Микофаговые простейшие способны поглощать грибные спо-
86
ры, мицелий, клетки дрожжей [Гелыдер, 1964, 1967; Chakraborty, Old, 1985; Foster,
Dormaar, 1991; Ekelund, 1998]. Имеются сведения о роли амеб в снижении
численности фитопатогенов при их искусственном внесении в почву. Например, два вида
Vampyrellidae, выделенные из почв Канады, эффективно снижали плотность
популяции корневых патогенов грибов Cochliobolus sativus и Thielavia thiopsis basicola
[Anderson, Patrick, 1980]. Амебы-микофаги выделяются из почв, где не
проявляются корневые болезни, поэтому предполагают, что амебы играют роль
биологического контроля, и супрессивность почв по отношению к некоторым растительным
патогенам можно отчасти объяснить трофической активностью этих простейших
[Chakrabotry et al., 1983; Chakrhabotry, Warcup, 1983].
Нематоды вступают в разнообразные связи с почвенными микроорганизмами.
Их отношение к корневым болезням проявляется в поедании патогенных грибов, а
грибы и бактерии могут паразитировать на фитопатогенных нематодах [Sayre,
1988]. Свободноживущие грибо- и бактериоядные нематоды наиболее
многочисленны среди почвенных нематод. Широкий набор грибов как сапротрофных, так и
фитопатогенных грибов служит пищей нематод. Среди последних только
представители родов Aphelenchus и Aphelenchoides изучены детально как потенциальные
биологические агенты, контролирующие корневых патогенов. Нематода
Aphelenchus avenae в лабораторной культуре активно растет на корневых фитопа-
тогенах Rhizoctonia solani и Fusarium solani, но плохо - на сапротрофных грибах
Penicillium spp. и Trichoderma viride. Нематоды Aphelenchoides spp. могут питаться
целым рядом фитопатогенных грибов [Townshend, 1964]. Азотфиксирующие
бактерии Rhizobium spp. образуют часть диеты нематод. Показано, что нематоды
могут принести ущерб урожаю из-за ограничения азотфиксации [АН et al., 1981].
Многие микробные паразиты являются потенциальными агентами,
контролирующими популяции этих нематод-паразитов растений. Популяции цистообра-
зующих нематод на злаковых в монокультуре могут контролироваться грибами
Nematophora gynophila и Verticillium chlamydosporium, паразитизирующими на
самках и яйцах этих нематод [Kerry, 1988].
Многие микроартроподы, клещи и коллемболы, известны как
распространители спор микроорганизмов, прикрепляющихся к поверхности их тела или экс-
кретируемых в процессе питания [Visser, 1985]. Наибольшее внимание
привлекают клещи в связи с их способностью распространять патогенов [Beute, Benson,
1979]. Коллемболы могут оказывать влияние на плотность популяции грибов в
ризосфере, в том числе и фитопатогенов [Curl et al., 1985; Lartey et al., 1989].
Изучение взаимодействия между почвенными беспозвоночными и микоризо-
образующими грибами было сфокусировано главным образом на амебах и мик-
роартроподах. Большинство работ касается эффекта поедания микоризного
мицелия и спор микоризообразующих грибов, некоторые посвящены роли
беспозвоночных как агентов распространения микоризных грибов нематодами, микро-
артроподами [Old, Chakraborty, 1986] и дождевыми червями [Reddell, Spain,
1991]. Эктопаразитические нематоды могут сокращать плотность мицелия вези-
кулярно-арбускулярной микоризы, питаясь периферической частью колонии.
Тем самым они ограничивают поступление азота и фосфора в растения [Ingham,
1988]. Коллемболы и клещи также могут потреблять разные микоризные грибы.
Отмечено, что низкое и среднее количество животных-микофагов иногда даже
оказывает стимуляционный эффект на рост грибных гиф [Coleman, 1985].
87
МИКРООРГАНИЗМЫ КАК РЕГУЛЯТОРЫ ПОЧВЕННЫХ
БЕСПОЗВОНОЧНЫХ
Известно много микроорганизмов, которые вступают в антагонистические
взаимодействия с беспозвоночными животными. Эти свойства микробов
пытаются использовать для контроля популяций вредных беспозвоночных. Нематоды
- одни из самых грозных врагов культурных растений. В последнее время для
борьбы с фитонематодами все большее развитие получают препараты на основе
хищных нематофаговых грибов и бацилл.
Вовлечение почв в сельскохозяйственный оборот приводит к существенным
изменениям как физико-химических, так и биологических характеристик почвы.
Роль биотических факторов в регуляции функционирования агроэкосистем
становится в последние годы объектом все более пристального внимания ученых.
Особым аспектом этой проблемы является вопрос о контроле над почвенными
нематодами, как фитопаразитическими, так и свободноживущими. Естественными
антагонистами нематод является широкий круг организмов: это бактерии
(например, Pasteuria penetrans и другие), грибы (Arthrobotrys oligospora и другие), амебы
(Theratromyxa weberi), планарии (Adenoplea sp.\ хищные нематоды (Mononchus
aquaticus), кольчатые черви (Lumbricus spp.), коллемболы (Friesea mirabilis), клещи
(Rhizoglyphus echinops), тихоходки (Hypsiblus myrops) [Zunke, Perry, 1998].
Хищные нематофаговые грибы
Для борьбы с вредными нематодами в сельском хозяйстве широко
используют химические нематоциды. Большинство таких препаратов вызывает различные
неблагоприятные эффекты, влияющие на окружающую среду и загрязняющие
питьевую воду. Увеличивающееся количество данных о загрязнении
окружающей среды нематоцидами стимулирует развитие альтернативных методов
борьбы, основанных на использовании организмов-антагонистов нематод, таких как
клещи, бактерии, грибы в сочетании с устойчивыми сортами растений.
Одной из главных причин неудачного использования биологического метода
является отсутствие сведений об экологии организмов-антагонистов. Для
выяснения факторов, которые влияют на взаимодействие между нематодами и их
антагонистами, определяющими активность и выживание нематод в почве,
необходимы лабораторные эксперименты, а также исследования в микроэкосистемах.
Большинство почвенных грибов - сапротрофы, но некоторые проявляют био-
трофию, паразитизм, некротрофию или способны менять свой тип питания.
Примером этого являются хищные нематофаговые грибы, которые могут расти и на
мертвом органическом веществе, и питаться живыми нематодами [Dijksterhuis,
1993]. Феномен хищничества до сих пор не получил объяснения с точки зрения
энергетического и конструктивного обмена хищных грибов. Остаются
неизвестными трофические потребности грибов в нематодах и механизмы, определяющие
предпочтительное использование грибами хищной стратегии питания. Подробные
88
сводки работ по биологии и экологии хищных грибов даны в обзорах Мехтиевой
[1979] и Тепляковой [1999]. Таксономическая классификация нематофаговых
грибов и особенности их взаимодействия с нематодами приведены в табл. 30.
Одним из наиболее широко распространенных и часто встречающихся в почве
хищных грибов является Arthrobotrys oligospora. В большинстве работ,
посвященных данному виду, рассматривается его роль как регулятора численности фитопа-
разитических нематод и в связи с этим возможность использования его, как агента
биологического контроля [Мацкевич, Теплякова, 1999]. Но, поскольку A.
oligospora является факультативным хищником и может существовать без нематод, его
использование для борьбы с фитопаразитическими нематодами не всегда успешно
[Белокурская и др., 1973]. A. oligospora проявляет специфичность при
взаимодействии с фитопаразитическими нематодами [Boag et al., 1988], но нет сведений о его
специфичности по отношению к свободно живущим почвенным нематодам.
Процесс взаимодействия нематофаговых грибов с нематодами начинается с
привлечения грибом нематоды к гифам или к его ловчим приспособлениям [Field,
Webster, 1977]. Гифальные ловушки обладают большей аттрактивностью по сравнению с
вегетативным мицелием [Jansson, 1982]. Способность привлекать нематод у
спонтанных ловушкообразователей и эндопаразитов выше, чем у остальных
нематофаговых грибов [Jansson, Nordbring-Hertz, 1979]. Хищные грибы, образующие клейкие
кольца и ловчие сети, выделяют на поверхность ловчих аппаратов вещество,
состоящее из полимеров, в основном углеводного происхождения. Для A. oligospora
этот комплекс имеет молекулярную массу около 100 кДа (молекулярная масса 1
Дальтона = 12) и содержит глюкозу, маннозу и галактозу (по массе около 75 %),
уроновую кислоту (6%) и белки (19%). Показано, что как минимум один белок
(около 32 кДа) экстрагируются только из ловчих приспособлений и не выделяется из
вегетативных гиф [Tunlid, Jansson, 1991]. Этот белок принадлежит к лектинам
особой группы. Эта группа состоит из двух родственных лектинов: лектина,
выделенного из A. oligospora (AOL), и лектина, принадлежащего базидиомицету Agaricus
bisporus (ABL). Структура генов, кодирующих эти белки, имеет 46,3 % сходства
[Rosen et al., 1996]. Посредством лектина гриба и углеводного слоя кутикулы
нематод происходит взаимодействие между грибом и нематодой. Так как состав
кутикулы варьирует у разных видов нематод, он может определять специфичность
взаимодействия нематофаговых грибов и их жертвами [Jansson at all, 1985; Rozenzweig et
al., 1985; Gaspard, Mankau, 1987]. Следующим этапом является умерщвление
животного при помощи нематоцидных веществ. У A. oligospora это - линолевая кислота с
LD50 = 5мг/мл [Stadler, Anke, 1993]. В заключительной стадии гриб выделяет
комплекс экстрацеллюлярных протеаз и инфицирует тело жертвы. В теле нематоды
образуется сферическая инфекционная луковица, от которой во все стороны отходят
ассимиляционные гифы. При этом деградация нематоды может сопровождаться
работой автолитической системы самой нематоды, активация которой индуцируется на
начальных стадиях инфицирования. На начальных стадиях инфицирования
нематоды происходит также формирование конидиеносцев с конидиями снаружи тела
нематоды [Tunlid, Jansson, 1991, Tunlid et al., 1994; Ahman et al, 1996].
Хищные грибы, обладающие сжимающимися кольцами, мгновенно
умерщвляют свою добычу, регулируя осмотическое давление. После проникновения в
кольцо нематоды, клетки кольца увеличиваются в 3 раза в объеме и сдавливают
тело животного [Miiller, 1958].
89
Таблица 30. Таксономическая классификация нематофаговых грибов и
особенности их взаимодействия с нематодами [Dackman et ai, 1992]
1 Класс
Chytridiomy-
cetes
Oomycetes
Zygomycetes
Deuteromy-
cetes
Basidiomycetes
Ascomycetes
Род
Catenaria
Myzocytium
Nematophtora
Stylopage
Cystopage
Arthrobotrys
Monacrosporium
Dactylaria
Dactylella
Nematoctonus
Harposporium
Drechmeria
Hirsutella
Verticillium
Paecilomyces
Cylindrocarpon
Fusarium
Hohenbuhelia
(телеоморфа
Nematoctonus)
Pleurotus
Atricordyceps
(телеоморфа
Harposporium)
Взаимодействие
Эндопаразитические,
паразиты самок
Эндопаразитические
-
Хищные
-
-
-
-
Хищные,
паразиты яиц
Хищные,
эндопаразитические
эндопаразитические
-
-
Эндопаразитические,
паразиты яиц,
паразиты самок
Паразиты яиц
Паразиты яиц,
паразиты самок
-
Хищные,
эндопаразитические
Хищные,
токсические
Эндопаразитические
Инфекционная структура
Зооспоры
Зооспоры
Эндопаразитические
Адгезивные гифы
Адгезивные гифы
(не-) адгезивные кольца
Адгезивные ловушки
(не-) адгезивные ловушки
Адгезивные ловушки,
концы гиф
Адгезивные ловушки,
адгезивные конидии
Неадгезивные конидии
Адгезивные конидии
Адгезивные конидии
Адгезивные конидии,
концы гиф
Концы гиф
Концы гиф
Концы гиф
Адгезивные ловушки,
токсические выделения
Хищные грибы занимают особое положение среди грибов. По мнению
Н.А. Мехтиевой [1979] они произошли от сапротрофных грибов, питающихся
животными остатками. В отличие от большинства грибов, существующих в
условиях с пониженной кислотностью субстратов, хищные грибы-гифомицеты,
подобно бактериям и грибам, питающимся животными остатками, предпочитают
условия среды, имеющей слабокислую, нейтральную или слабощелочную
реакции. Способность хищных грибов развиваться на питательных субстратах
растительного происхождения и в тоже время ловить нематод или других микроско-
90
пических животных ставит эти грибы в выгодное положение среди сапротрофов.
Благодаря особенностям жизнедеятельности хищные грибы составляют особую
экологическую группу. Их нельзя отнести ни к истинным сапротрофам или био-
трофам, ни к факультативным сапротрофам или биотрофам. Установлено, что в
процессе хищнического акта у грибов из родов Arthrobotrys, Dactylariopsis,
Golovinia, Nematophagus с разными типами ловушек осуществляется
последовательная смена двух способов питания: паразитного на сапротрофный [Яхья-Заде,
1987]. По мнению автора при сапротрофном питании происходит неполное
развитие гриба в онтогенезе, их жизненный цикл укорачивается.
Существует ряд других гипотез, объясняющих хищное поведение почвенных
грибов. Предполагалось, что нематофаговая активность является следствием
недостатка питательных веществ. Тела мертвых нематод могут обеспечивать хищные
грибы углеродом и (или) азотом. Эта стратегия дает им преимущество в
конкуренции за субстрат с сапротрофными грибами [Duddington, 1954; Olthof, Estey, 1968;
Nordbring-Hertz, 1968; Balan, Chevalier, 1972; Thorn, Barron, 1984; Scholler, Rubner,
1994]. Вместе с тем грибы не способны улавливать нематод, если отсутствует
источник органического вещества не нематодного происхождения [Cooke, 1962].
Считали также, что причиной хищничества у грибов является дефицит в среде
физиологически активных веществ - витаминов или аминокислот [Hayes,
Blackburn, 1966]. Среди хищных грибов обнаружены ауксотрофы по незаменимым
аминокислотам гистидину и метионину [Zachariah, Victor, 1982]. Хищничество
объясняли и как защитную реакцию гриба от грибоядных нематод [Gray, 1987].
Состав питательных и физиологически активных веществ важен для развития
хищных грибов. Нематофаговые грибы не проявляют хищной активности при
развитии на субстратах, обедненных по углероду и азоту. Доступные
энергетические источники и азот необходимы для проявления хищной активности [Hayes,
Blackburn, 1966]. Хищные грибы-гифомицеты не разлагают целлюлозу и лигнин.
Поэтому для их выращивания используют легкодоступные органические
соединения. Среда должна содержать также азотсодержащие соединения, витамины и
микроэлементы [Cosarelli, Pramer, 1962]. Отсутствие витаминов является
лимитирующим фактором, когда не существует дефицита энергетических субстратов
[Hayes, Blackburn, 1966].
При сапротрофном питании хищные грибы более интенсивно используют
углеводы, чем при биотрофном. В отношении белка наблюдается обратная
закономерность. У грибов с более ярко выраженными хищными свойствами происходит
более интенсивное, но менее глубокое расщепление белка. Рост усиливается при
добавлении природных субстратов: кукурузного экстракта, пивного сусла,
дрожжевого экстракта [Cosarelli, Pramer, 1962; Olthof, Estey, 1968].
Пищевые требования для проявления хищной активности и для роста мицелия
отличаются. Хищничество может проявляться независимо от количества
мицелия, развивающегося на питательной среде. Например, численность нематод
даже увеличивалась в варианте, когда к минимальной среде, на которой рос А. го-
busta добавляли витамины, хотя при этом наблюдалось интенсивное развитие
мицелия. Для проявления хищничества необходимо наличие источников энергии
[Hayes, Blackburn 1966]. Предположено, что снижение хищной активности
связанно с доступностью некоторых форм азота и определенных ростовых веществ.
Стимуляция хищной активности может быть объяснена изменением соотноше-
91
ния C:N, которое восстанавливается при помощи хищничества. После того, как
баланс восстанавливается за счет нематод или других источников, хищная
активность падает. Это также объясняет результаты, полученные Duddington [1962],
который наблюдал, что A. oligospora не всегда активен в чистой культуре, даже в
присутствии большого количества нематод. Наблюдение повышенной хищной
активности после добавления сахарозы по сравнению с добавлением
измельченных капустных листьев [Cooke, 1962] также подтверждает предположение о том,
что соотношение C:N может играть значительную роль в проявлении процесса
хищничества.
Таким образом, хищные грибы могут рассматриваться как группа грибов,
способная к сапротрофному существованию в почве. В условиях стресса по
питательным веществам, который необязательно связан со статусом питательных—^
элементов в органических субстратах, а скорее с конкуренцией ассоциированных
микроорганизмов за доступные питательные вещества, они приспособились
ловить и утилизировать нематод. Хищная фаза может продолжаться до тех пор,
пока в субстрате существует дефицит в питательных элементах. Дефицит в
витаминах, в аммонийных формах азота и некоторых аминокислотах, вероятно,
стимулируют проявление хищной стратегии, в условиях подходящих для сапротрофно-
го образа жизни.
Хорошо известна специфичность нематофаговых грибов к различным видам
цистообразующих нематод [Kerry, 1984]. Специфичность хищных грибов по
отношению к комплексу почвенных нематод также существует, хотя непонятны
закономерности этого взаимодействия. Грибы сильно различаются по
способности ловить нематод. Например, нематофаговые грибы 13-ти видов
отличались активностью в отношении 5-ти видов фитопаразитических нематод
[Jansson, Norbring-Hertz, 1980]. Различия набюдаются в отношении родов и
даже отрядов нематод. Например, Arthrobotrys dasguptae образовывал много
клейких почек при взаимодействии с Rotylenchus spp. и совсем не образовывал
- при взаимодействии с нематодами родов Longidorus, Xiphinema, Trichodoms и
Paratrichodorus [Boag et al., 1988]. Хищный гриб Monacrosporium ellipsosporum
по-разному улавливал нематод, относящихся к отрядам Tylenchida и
Dorylaimida [Gaspard, Mankau, 1987]. Механизм специфичности неизвестен, но
предполагается, что он зависит от способности гриба узнавать нематод
[Norbring-Hertz, Mattiasson, 1979].
Влияние бактериоядной нематоды Caenorhabditis elegans как источника
пищи на рост и развитие нематофагового гриба Arthrobotrys oligospora
Все описанные выше примеры регуляции со стороны животных основаны на
том, что животные располагаются на более высоком уровне трофической
пирамиды, и, следовательно, регуляторные механизмы так или иначе связаны с
процессом питания животных микроорганизмами. Однако в почве возможны случаи,
когда животные выступают регуляторами микроорганизмов как объекты их
питания. Наиболее яркий пример такого взаимодействия - хищные нематофаговые
грибы. Хищные грибы способны к существованию за счет мертвого
органического вещества, но при определенных условиях могут ловить живых нематод.
Гипотезы, объясняющие хищничество сводятся к вопросу, являются ли нематоды
основным или дополнительным источником питания для грибов.
92
Задачей данного раздела было установление закономерностей регуляторного
действия нематод, как жертв хищного гриба, на его рост и развитие в почве.
Исследования проводили на модельном виде Arthrobotrys oligospora Fres. A18,
являющимся одним из самых распространенных и наиболее часто выделяемых
хищных грибов. Известно, что этот вид может развиваться сапротрофно (без
живых нематод) и на питательных средах [Теплякова, 1999], и в почве [Gray, 1987].
Определение условий, в которых можно ожидать максимально активного
хищничества, актуально для биотехнологии, поскольку в этом случае возможен
максимально эффективный контроль численности фитопаразитических нематод.
Существующие гипотезы, объясняющие хищничество со стороны грибов,
касаются, по сути, главного вопроса: являются ли нематоды основным
источником ростовых субстратов или поставляют дополнительные вещества
(факторы роста)?
Для проверки этого была создана упрощенная модель, в которой в дерново-
подзолистую почву, стерилизованную у-излучением (2,5 Mrad), заселяли бакте-
риоядной нематодой Caenorhabditis elegans в количестве от 10 до 1000 особей/г,
почвенной бактерией Micrococcus sp. в количестве 108 КОЕ/г (пища для
нематоды) и хищным грибом Arthrobotrys oligospora в количестве 10 -105 конидий/г. В
почву вносили муку люцерны (1 % по массе, C:N = 28) для снятия лимитации по
углероду и азоту. В динамике определяли длину гиф гриба и численность
конидий методом люминесцентной микроскопии, численность живых нематод -
методами экстракции.
Рост гриба в почве сопровождается активной поимкой нематод (табл. 31). Без
дополнительного источника органического вещества нематоды стимулировали
рост гриба. При добавлении нематод в количестве, обычном для почвы (10-50
особей/г) прирост мицелия на 30-е сутки увеличился в 2,3-1,4 раза. При уровне
плотности нематод выше естественного (более 100 особей/г) наблюдали
снижение прироста в 1,4-1,8 раза (табл. 32). Если считать, что нематоды - основной
ресурс питания (углерода) для хищного гриба, то согласно правилу экологической
пирамиды, исходная масса жертвы должна быть в несколько раз выше, чем
приросшая биомасса хищника. Однако количество углерода, добавленного с 10 или
50 живыми нематодами, которое может пойти на продукцию мицелия, меньше
или равно продукции мицелия (при расчетах принимали максимальную
эффективность ассимиляции нематод грибом 100 % и эффективность продукции гриба
50 %). Это означает, что прирост мицелия при взаимодействии с небольшим
количеством нематод не может быть обеспечен их биомассой, а осуществляется за
счет почвенного органического вещества, а тела нематод представляют
дополнительный источник питания. Большая популяционная плотность нематод (больше
100 особей/г) теоретически может обеспечить прирост биомассы гриба, однако
наблюдается, наоборот, подавление роста хищного гриба.
При отсутствии лимитации по питательным элементам (1 % люцерны)
гриб также эффективно ловит нематод. При этом прирост грибного мицелия
существенно снижается по сравнению с вариантом, в котором нематод нет
(рис. 27). Следовательно, лимитация по углероду и азоту не объясняет
хищничества у A. oligospora. Напротив, наличие живых нематод в сочетании с
отсутствием лимитации по доступному углероду и азоту ограничивает сапро-
трофный рост гриба в почве.
93
Таблица 31. Влияние хищного гриба Arthrobotrys oligospora на динамику
численности нематоды Caenorhabditis elegans (особей/10 г) в дерново-подзолистой
почве, не обогащенной органическим веществом
Варинат
10 нематод/г
10 нематод + A. oligospora
50 нематод
50 нематод + A. oligospora
100 нематод
100 нематод + A. oligospora
500 нематод
500 нематод + A. oligospora
1000 нематод
1000 нематод + А. oligospora
Время после инокуляции, сутки
6
4±1
0
2±3
0
20±4
30±6
61±8
8±1
149 ±33
53 ±19
13
80 ±15
4±1
58 ±11
26±5
714±132
19±5
37 ±8
49 ±10
72 ±21
10±2
17
5±2
0
68 ±14
15±6
494 ±123
13±4
77 ±19
8±3
135 ±33
2±2
24
1±1
0
14±4
0
3±1
0
3±4
2±2 !
67 ±16
0
Таблица 32. Прирост мицелия Arthrobotrys oligospora на 30-е сутки в дерново-
подзолистой почве, не обогащенной органическим веществом, в зависимости от
количества нематод Caenorhabditis elegans
Вариант опыта
Контроль
10 нематод/г
50 нематод/г
100 нематод/г
1000 нематод/г
Прирост мицелия,
м/г почвы
3,3
7,8
4,5
2,4
1,8
Биомасса мицелия,
мкг С/г почвы
4,8
12
6,8
3,6
2,8
Масса добавленных
нематод1, мкг С
0
0,096
0,48
0,96
9,6
- для расчета использовали среднюю сухую массу одной бактериоядной нематоды
26 нг (40 % углерода) [Griffiths, Caul, 1993]
Другой особенностью реакции хищного гриба на взаимодействие с
нематодами является увеличение удельной продукции конидий - отношения количества
конидий к длине мицелия. Увеличение удельной продукции конидий наблюдали
как в необогащенной растительными остатками почве (рис. 28), так и в почве с
остатками люцерны (рис. 29). Интересно, что продукция конидий выше в
присутствии даже очень небольшого количества нематод: 10 особей/г. Таким
образом, продолжительность сапротрофного роста у хищного гриба регулируется его
взаимодействием с нематодами. Показатель удельной продукции конидий
отражает экологическую стратегию гриба в почве. Чем больше эта величина, тем
выше репродукционный потенциал вида, и стратегия гриба направлена на
выживание популяции, а не на освоение среды. В этих условиях хищный гриб тратит
основные ресурсы на процессы поимки, умерщвления и проникновения в тело нема-
94
контроль
1000 нематод/г
Л
6 8 10 12
Недели
Рис. 27. Динамика длины мицелия Arthrobotrys oligospora, внесенного в виде
конидий в стерилизованную дерново-подзолистую почву, обогащенную мукой
люцерны, в присутствии нематоды Caenorhabditis elegans и бактерии Micrococcus sp.y n = 3
тоды, используя ее ресурс. Стимулом при этом могут быть незаменимые
органические вещества, содержащиеся в нематоде, которых нет или мало в почве. Они,
по-видимому, необходимы грибу в небольших количествах. Возможно, также,
что вещества, содержащиеся в нематодах, регулируют развитие гриба. Таким
образом, хищничество может быть необходимо для завершения жизненного цикла
гриба в почве.
Влияние бактериоядной нематоды Caenorhabditis elegans как источника
пищи на сапротрофную активность Arthrobotrys oligospora
Нематофаговая активность A. oligospora в почве сопровождается не только
замедлением роста, но и активности гриба как сапротрофа. На 12-е сутки после
инокуляции стерилизованной почвы конидиями A. oligospora, бактерией
Micrococcus sp. и нематодой С. elegans наблюдали снижение скорости эмиссии С02 на
25-40 % (рис. 30). Эффект отмечался в широком диапазоне популяционной
плотности нематод: от 10 до 60 особей/г почвы. Снижение интенсивности
дыхания совпадало с максимальной нематофаговой активностью (см. табл. 31). В это
же время на поверхности почвы, в которой был внесен A. oligospora,
наблюдалось массовое образование конидиеносцев с конидиями. В сочетании с
ограниченным ростом мицелия эти факты свидетельствуют о том, что нематоды, как
жертвы, регулируют выбор трофической стратегии у нематофагового гриба и,
как следствие, его популяционную динамику.
Особенности питания Arthrobotrys oligospora как сапротрофа и хищника
Наиболее перспективной идеей, объясняющей переход грибов к хищничеству,
представляется та, что хищная активность является не следствием недостатка
основных питательных веществ, а связана с неспособностью гриба синтезировать
какие-то необходимые компоненты или потреблять их из среды. В связи с этим
изучали влияние состава питательной среды на нематофаговую активность и интен-
95
4,5
3,0
1,5
0
10 нематод/г почвы
§
см мицел
4,5-
3,0-
1,5-
о -
*^-V *-
.___ i i _
'•-. 2
. 1
I 1
100 немато
1 _i_
о
о
X
о
S4
О
«=:
о
Я
500 нематод/г
1000 нематод/г
Рис. 28. Удельная продукция конидий Arthrobotrys oligospora в дерново-
подзолистой почве в присутствии нематоды Caenorhabditis elegans
1 - контроль; 2 - присутствие нематод
1 зо
Ef
2
S 20
о
о
X
о
10
1000 нематод/г почвы /
14
6 8
Недели
Рис. 29. Удельная продукция конидий Arthrobotrys oligospora в дерново-
подзолистой почве, обогащенной мукой люцерны, в присутствии разного количества
нематоды Caenorhabditis elegans
96
12
8
4-
О
4-
0
О 3 6 9 12 15 18 21 24 27 30
Сут.
Рис. 30. Динамика эмиссии диоксида углерода в дерново- подзолистой почве,
обогащенной мукой люцерны, связанной с дыханием Arthrobotrys oligospora и
Micrococcus sp., в присутствии нематоды Caenorhabditis elegans
n = 5 - для вариантов, п = 10 - для контроля. 1 - с нематодами, 2 - без нематод
сивность образования конидий у A. oligospora. Нематофаговую активность
оценивали после нанесения нематод на колонию гриба. Когда колония формировалась из
конидий, образование ловчих структур, поимку и умерщвление нематод
наблюдали только на средах, не содержащих азота: (голодный агар, углеродная основа для
таксономических исследований дрожжей), не содержащих аминокислот и
витаминов (среда Чапека). На средах, содержащих азот, богатых аминокислотами и
витаминами (азотная основа, углеродно-азотная основа, среда Чапека с дрожжевым
экстрактом, сусло-агар), A. oligospora не образовывал ловчих структур (табл. 33). В
том же случае, когда колония формировалась из фрагментов гиф (инокуляцию
производили вырезками из периферической части колонии), наблюдали обратную
картину - ловчую активность гриб проявлял только на богатых средах (табл. 34).
Итак, наибольшую интенсивность образования конидий как при развитии из
мицелия, так и при развитии из конидий, наблюдали на среде с углеродно-азотной
основой, а также на таких комплексных средах, как сусло-агар, дрожжевой
морфологический агар и среда Чапека с дрожжевым экстрактом. Настоящие результаты
противоречат гипотезе, согласно которой нематоды являются источником азота и
углерода для гриба. Как видно на средах, содержащих и азот, и углерод, гриб
образует ловчие приспособления и улавливает нематод. Напротив, они доказывают, что
стимулом к хищному образу жизни является недостаток в среде аминокислот или
витаминов, которые гриб может восполнить, потребляя тела нематод. Это
объясняет регулирующее, т.е. не пропорциональное основным пищевым потребностям,
воздействие нематод как источника ростовых факторов на популяцию A. oligospora
в почве [Мигунова и др., 2002; Migunova et al., 2005].
97
60 нематод/г почвы
О 3 6 9 12 15 18 21 24 27 30
20 нематод/г
Таблица 33. Влияние состава среды на нематофаговую активность и
интенсивность образования конидий у Arthrobotrys oligospora. Гриб выращивали из
конидий по 60 ± 15 шт./стекло; нематофаговую активность оценивали на 3-е
сутки, нанося 200-300 нематод на поверхность колонии гриба, п = 10, Р < 0,05
Среда
Голодный агар
Углеродная основа1
Среда Чапека
Картофельный агар
Азотная основа2
Сусло-агар
Углеродно-азотная
основа3
Среда Чапека с ДЭ4
Число ловчих органов/
100 мм2
Кольца
41 ± 11
35 ±49
19±3
0
0
0
0
0
Сети
1400 ±235
174 ±47
7± 13
0
0
0
0
0
Пойманные
нематоды/100 мм2
Живые
0
47 ±7
3±6
0
0
0
0
0
Мертвые
83 ±23
94 ±15
14± 17
0
0
0
0
0
Интенсивность
образования
конидий
+
++
+
+
++
+++
+++
+++
- глюкоза, набор витаминов и аминокислот (L-гистидин, DL-метионин, DL-
триптофан), макро- и микроэлементы;
2 - сернокислый аммоний, набор витаминов и аминокислот, макро- и микроэлементы;
3 - глюкоза, сернокислый аммоний, набор витаминов и аминокислот, макро- и
микроэлементы;
- дрожжевой экстракт
Таблица 34. Влияние состава среды на нематофаговую активность и
интенсивность образования конидий у Arthrobotrys oligospora. Гриб выращивали из
мицелия - 3 блока диаметром 2 мм на чашку; нематофаговую активность
оценивали на 4-е сутки, нанося около 9000 нематод на поверхность колонии гриба, п =
6, Р < 0,05
Среда
Углеродная основа
Голодный агар
Азотная основа
Углеродно-азотная
основа
Дрожжевой
морфологический агар1
Число ловчих органов/
100 мм2
Кольца
0
0
0
0
0
Сети
0
0
0
1300 ±463
4465 ± 205
Пойманные
нематоды/100 мм2
Живые
0
0
0
0
18 ±4
Мертвые
0
0
0
2±3
13±3
Интенсивность
образования
конидий
-
+
+
+++
+++
- глюкоза, сернокислый аммоний, аспарагин, набор витаминов и аминокислот (L-
гистидин, DL-метионин, DL-триптофан), макро- и микроэлементы
98
Влияние хищного гриба Arthrobotrys oligospora на динамику комплекса
нематод в ризосфере винограда и пшеницы
Хищная активность в естественных условиях может отличаться от той,
которую регистрируют в контролируемых условиях лабораторного опыта. Тем не
менее, хищные грибы способны не допустить резкой вспышки численности
нематод в прикорневой зоне растений. Внесение A. oligospora в почву под виноградом
из очага заражения фитопаразитической нематодой Xiphinema index, и под
пшеницей с естественным комплексом нематод в количестве 105 конидий/г вызвало
снижение общего числа нематод 3-5-й неделям примерно в 1,5 раза. В
дальнейшем, однако, контроль над нематодами со стороны гриба исчез, вероятно, за счет
споруляции (рис. 31).
nJQ
0Q
ST
О
с
о
о
ю
о
о
о
!
S
&>
X
ПС
5
S
2000
1800
1600
1400
1200
1000
800
600
400
200
0
"1
1/ -л*
IW+ * Х
т v
L i_
1
'Х ч
ч
' ч
• т *
1.
ч +
ч J.
6
Недели
10
18
Рис. 31. Влияние Arthrobotrys oligospora на общую численность нематод в
прикорневой зоне винограда (А) и пшеницы (Б)
1 - контроль; 2 - A. oligospora., n = 3
99
Контроль
A. oligospora
•(5-
Рис. 32. Влияние Arthrobotrys oligospora на соотношение эколого-трофических
групп нематод в прикорневой зоне винограда
1 - бактериоядные и сапробионты; 2 - грибоядные; 3 - фитонематоды; 4 - хищные
Подтверждается специфичность при взаимодействии хищного гриба с разными
нематодами. Так, в ризосфере винограда обнаружено достоверное снижение
численности фитопаразитических (с 15,7 % до 3 % и с 21,6 % до 9,6 % соответственно
на 5-ю и 9-ю неделю) и увеличение численности, хищных (от 0 до 11 % - на 5-ю
неделю) и грибоядных нематод (с 9,4 % до 20,3 % - на 9-ю неделю) (рис. 32).
Влияние A. oligospora на комплекс нематод прикорневой зоны пшеницы было
менее выражено. Специфичность нематофагового эффекта может быть связана с
разным исходным составом родов (видов) внутри эколого-трофических групп
нематод [Мигунова и др., 2003].
Энтомопатогенные бациллы
Особое место в спектре современных биопестицидов принадлежит энтомопа-
тогенным бациллам, в том числе Bacillus thuringiensis, на долю которой
приходится 90 % мирового рынка биопрепаратов [Powell, Jutsum, 1993]. Практическое
применение биопестицидов сопряжено с массированной интродукцией
микроорганизмов в естественные экосистемы, в частности, в почву. В целом ряде работ
констатируется способность бацилл-интродуцентов длительное время
сохраняться в почве [Smith, Barry, 1998; Young et al., 1995]. Кроме того, почва сама по себе
является источником новых штаммов В. thuringiensis [Chilcott, Wigley, 1994]. До
сих пор, однако, не ясно, при каких условиях происходит активизация и увеличе-
100
ние численности популяций В. thuringiensis, сохраняющихся в почвах в виде
спор.
Бациллы группы Bacillus cereus-thuringiensis, а также В. sphaericus, способны
продуцировать целый спектр соединений, обладающих токсическим действием в
отношении различных беспозвоночных животных. Изначально интерес к этим
бактериям был вызван их летальным действием на личинки насекомых,
обусловленным общей для В. thuringiensis и В. sphaericus способностью к синтезу так
называемых 8-эндотоксинов, накапливающихся в клетках в виде кристаллов.
5. sphaericus, кроме того, известен как продуцент белковых токсинов другого
типа. Эти, так называемые москитоцидные, токсины представляют собой
полипептиды массой 100 и 30,8 кДа. В отличие от 8-эндотоксинов, синтез которых
осуществляется в процессе споруляции по окончании экспоненциальной фазы роста
культуры, образование москитоцидных токсинов 5. sphaericus происходит в
процессе вегетативного роста клеток. Токсины накапливаются в цитоплазме, но
специфических скоплений типа кристаллов или гранул не формируют [Ahmed et al.,
1995; Thanabalu, Porter, 1995; Charles et al., 1996; Priest et al., 1997].
Еще шире спектр токсических соединений образует В. thuringiensis. Помимо
8-эндотоксина В. thuringiensis образует разнообразные экзотоксины: а-экзо-
токсины - растворимые токсичные пептиды, р-экзотоксины I [А] и II [В] -
монофосфорные производные аденин-нуклеотидов (другое название - тюрингиензи-
ны), о-экзотоксины - дифосфорные производные аденин-нуклеотидов, а также
экзоферменты (протеазы, липазы, хитиназы), которые могут оказывать
токсическое действие не только на насекомых-мишени, но и на другие организмы [Аф-
рикян, 1973; Sela et al., 1998].
Наиболее изученными среди токсинов энтомопатогенных бацилл являются
8-эндотоксины. Они синтезируется спорулирующей клеткой в виде параспо-
рального кристалла, обладающего способностью к фазовому преломлению
[Bulla et al., 1977]. Однако существуют исключения. Так, Bacillus thuringiensis
subsp. yannanensis продуцирует кристаллы только в вегетативных клетках
[Ohba, Aisawa, 1986; Srinivas, 1997]. Величина кристаллов 1-3 мкм, при
температуре выше 60 °С они разрушаются. Продукция эндотоксинов клетками
энтомопатогенных бацилл достаточно высока: может достигать трети сухой массы
бактериальной клетки [Fitz-James et al., 1958].
8-эндотоксины представляют собой большое семейство белков, обладающих
инсектицидными свойствами. 8-эндотоксины Я. thuringiensis, по-видимому,
состоят из одного (65-130 кДа, в зависимости от штамма) гликопротеина - проток-
сина, переходящего в токсически активное состояние после воздействия
щелочного рН. Существует также мнение, что основой 8-токсина В. thuringiensis
являются 2-3 субъединицы, что хорошо коррелирует с разнообразием форм
кристаллов [Степанова, 1987]. 8-эндотоксины В. sphaericus состоят из двух протеинов,
массой 51,4 и 41,9 кДа. Литическим действием на эпителиальные клетки
кишечника насекомого обладает каждый компонент в отдельности, однако максимум
сорбции этих компонентов на клетках достигается при их совместном действии в
молярном соотношении 1:1 [Charles et al., 1997]. Поэтому 8-эндотоксины
В. sphaericus имеют второе название - "бинарный токсин".
Механизм действия 8-эндотоксинов выражается в лизисе эпителиальных
клеток кишечника. Важной отличительной особенностью 8-эндотоксинов является
101
их узкая специфичность по отношению к хозяину: специфические токсины
убивают только личиночные стадии насекомых определенного вида. При этом
существуют штаммы В. thuringiensis, которые могут одновременно синтезировать
несколько 8-эндотоксинов, активных против насекомых различных отрядов [Krieg
et al., 1968; Reeves, Garcia, 1971]. Выделяют три фактора инсектицидной
специфичности энтомопатогенных бацилл: 1) штаммовая природа токсина; 2) степень
растворимости кристалла в кишечном соке личинки; 3) чувствительность
насекомого к токсину. Однако, в литературе имеются сообщения о неспецифическом
антибактериальном действии 8-эндотоксинов [Юдина, 1996], а также описание
механизма их токсического действия на нематод, очень сходного с энтомопато-
генным воздействием [Borgonie et ah, 1996 a, b, с].
Наиболее удобная схема для классификации эндотоксинов В. thuringiensis
основана, в первую очередь, на гомологии последовательности генома токсина, а
также на спектре действия токсинов (какие группы насекомых чувствительны). На
основании этой схемы выделяют две основные группы токсинов. Большинство
известных токсинов называется "Cry", они действуют только на насекомых in vitro и
in vivo. Существует другая группа, "Cyt", которая эффективна только против
насекомых отряда Diptera in vivo, но имеет очень широкий спектр мишеней in vitro.
Токсины "Cry" состоят из большой группы родственных белков. Токсины Cryl
эффективны против насекомых отряда Lepidoptera, Cryll - против насекомых отрядов
Lepidoptera и Diptera, СгуШ - против Coleoptera и CrylV - против Diptera. Перечень
отрядов насекомых, чувствительных к эндотоксинам включает также Homoptera,
Orthoptera, Mallophaga, Hymenoptera, Siphanoptera. Эндотоксины В. sphaericus
активны только в отношении насекомых отряда Diptera. Специфичность
эндотоксинов в отношении определенных насекомых подразумевает присутствие
специфических рецепторов в тканях хозяина. По массе Cry токсины разделяются на две
категории: 140-130 кДа (Cryl, CrylVA, CrylVB) и около 70 кДа (Cryll, Crylll,
CrylVD) [Martin, Travers, 1989].
Инсектицидное действие кристалла можно представить следующим образом.
Протеины синтезируются как нерастворимые кристаллические протоксины,
которые растворяются и активизируются в кишечнике насекомых перед
возникновением токсического эффекта [Tojo, Aizawai, 1983; Du et al., 1994]. Кишечник
большинства насекомых имеет высокое значение рН, а большинство протокси-
нов В. thuringiensis растворяется при значениях рН, больших 9,5 [Koller et al.,
1992]. Протоксины активизируются протеазами кишечника насекомых, которые
обычно отщепляют 500 аминокислот от С-конца протоксинов и 28 аминокислот
от N-конца, оставляя 65-55 кДа устойчивого к протеазам активного основания,
включающего N-терминальную половину протоксина [Carroll et al., 1989].
Механизм токсического действия токсинов на молекулярном уровне представляет
собой 2-х шаговый процесс. После связывания со специфическим рецептором,
локализованным на поверхности эпителиальных клеток кишечника насекомого-
хозяина [Hoffman et al., 1988 a, b], токсин необратимо проникает в мембрану
клетки [English, Slatin, 1992; Knowles, Dow, 1993]. На следующем этапе
происходит формирование поры в мембране [Knowles, Ellar, 1987]. Это приводит к
нарушению проницаемости мембраны, лизису клетки, разрыву кишечника и
последующей смерти насекомого от голодания или сепсисемии [АН et al., 1985; Wilson,
Benoit, 1990]. Эти патофизиологические изменения в тканях и последующая ги-
102
бель наблюдаются через 4-8 часов после введения токсинов личинкам
насекомых [Африкян, 1973].
В отличие от эндотоксинов, действие экзотоксинов В. thuringiensis не
отличается избирательностью. В литературе имеются свидетельства о действии этих
токсинов на беспозвоночных животных, принадлежащих к разным таксонам:
Acarina, Annelida, Arthropoda, Chordata, Mollusca, Collembola, Nematoda, Protozoa,
и даже на культуры тканей растений [Sharma, Sahu, 1977] и позвоночных [Beebee
et al., 1972]. Однако непосредственно для позвоночных экзотоксины безвредны,
так как быстро, в течение 24 часов, полностью инактивируются в организме.
Экзотоксин обнаруживается в культуральной жидкости, начиная с 8-го часа
выращивания культуры при 30°С, а максимальная концентрация наблюдается в
период, предшествующий спорообразованию - через сутки от начала инкубации
[Африкян, 1973]. Его концентрация в цитоплазме клеток составляет половину
концентрации АТФ, а экскреция в среду в течение 1 минуты составляет 1/4-1/5 часть
клеточного содержания токсина [Horska et al., 1975]. Химически экзотоксин
представляет собой аналог АМФ (аденозин-5-монофосфат) и содержит по одной
молекуле аденина, рибозы, фосфата, глюкозы и остатка полигидроксикарбокси-
ловой кислоты. Экзотоксины растворимы в воде, выдерживают автоклавирование
при 0,5 атм. в течение 20 минут [Африкян, 1973]. Р-экзотоксин, являясь аналогом
АМФ, выступает в качестве антиметаболита этого важнейшего соединения. На
биохимическом уровне токсическое действие р-экзотоксина выражается в
инактивации ДНК-зависимой РНК-полимеразы и аденилатциклазы [Bond et al., 1969;
Sebesta, Horska, 1970]. На молекулярном уровне это выражается в нарушении
формирования рибосом [Mackedonsky, 1975], синтеза микротрубочек веретена деления
[Sharma, Sahu, 1977]. В целом токсичность р-экзотоксинов для насекомых гораздо
ниже, чем 8-эндотоксинов. Смертность под действием экзотоксинов наблюдается
через несколько суток от начала скармливания. Наличие экзотоксинов усиливает
действие кристаллов 8-эндотоксинов [Benz, 1975]. Это учитывается при разработке
препаратов на основе штаммов, продуцирующих оба эти токсина.
Механизм токсического действия бациллярных экзоферментов, фосфолипаз и
протеаз, сводится к деструкции фосфолипидов, липопротеинов и белков, входящих
в состав клеточных структур организмов-мишеней. Для бацилл-кристаллофоров
экзоферменты являются дополнительным фактором патогенности, усиливающим
действие других токсинов, а для некоторых условно-энтомопатогенных бактерий,
не синтезирующих эндотоксины (например, некоторых штаммов В. cereus,
патогенных для пилильщиков) - единственным [Африкян, 1973].
Несмотря на разнообразие синтезируемых токсинов, энтомопатогенные
бациллы, в общем, безвредны для теплокровных.
Нематоцидная активность бацилл
Проблема нематоцидной активности энтомопатогенных бацилл привлекала
исследователей, прежде всего, с точки зрения поиска экологически безопасных
микробных препаратов для контроля нематод-вредителей сельскохозяйственных
культур и возбудителей гельминтозов животных. Исследование нематоцидного
действия этих бактерий велось по двум направлениям. Во-первых, проводили скрининг
штаммов, активных в отношении отдельных видов экономически значимых фито-
нематод. Особое внимание уделялось не только нематоцидному эффекту препара-
103
тов, но и их влиянию на культурные растения: урожайность, биомассу, степень
пораженное™ заболеваниями. Другая часть работ посвящена изучению спектра не-
матотоксического действия и механизмов действия разных токсинов.
Установлено, что обработка клубней картофеля культурой Bacillus sphaericus
снижает зараженность картофельной нематодой Globodera pallida на 24-41 % в
условиях теплицы [Racke, Sicora, 1992]. Устойчивость растений картофеля к
поражению нематодой повышалась даже при обработке корневой системы. При
этом "иммунизирующее" воздействие на растение оказывали не только живые,
но и убитые клетки В. sphaericus, а также культуральная жидкость. Авторы
назвали это явление "индуцированной системной устойчивостью" [Haskygunther et
al., 1998]. Показана высокая эффективность В. subtilis против галловых нематод и
заболевания вилтом на бобовых. Обработка бациллой вызывала увеличение
массы побегов, количества клубеньков на корнях, сдерживала размножение нематод
Meloidogyna incognita и Heterodera cajani, а также заболеваемость корневой
гнилью и вилтом [Siddiqui, Mahmood, 1995a, b].
Каков же механизм нематоцидного действия В. thuringiensis? Споро-
кристаллическая взвесь с концентрацией 108 частиц/мл вызывает гибель 50-60 %
бактериядных нематод Caenorhabditis elegans in vitro. Суточная инкубация при
70°С также, как и 20-минутное автоклавирование при 120°С, вызывает утрату не-
матоцидной активности [Leyns etal., 1995]. Микроскопическое исследование
показывает, что под воздействием В. thuringiensis в течение 24 часов происходит
разрушение пищеварительного тракта С. elegans, и в первую очередь
разрушается 4-х клеточное окологлоточное кольцо. Другие ткани нематод не
повреждаются. С помощью сканирующей электронной микроскопии показано, что споры
В. thuringiensis прорастают в пищеварительном тракте нематод. Колонизация
всего тела нематоды происходила за 24 часа [Borgonie et al., 1995]. Не все
нематоды подвержены действию бацилл. При явно выраженной видовой
специфичности действия токсин не обладает характерной для 8-эндотоксина
специфичностью к фазе развития организма-мишени. Его действию равно подвержены и
личинки, и взрослые нематоды [Borgonie et al, 1996a]. На ультраструктурном
уровне обнаружены принципиальные различия в нематоцидном действии и в
действии 5-эндотоксина на насекомых [Borgonie et al., 1996b]. Полагают, что
исследуемый токсин - производное 8-эндотоксина [Borgonie et al., 1996c].
Особый интерес представляет, конечно, нематоцидная активность по
отношению к экономически важным нематодам. Эксперименты по действию |3-экзо-
токсина В. thuringiensis in vitro на галловую нематоду Meloidogyna incognita и
свободноживущую бактериядную нематоду Caenorhabditis elegans показали, что
экзотоксины вызывали 100 % смертность среди С. elegans и никак не влияло на
молодь М. incognita. Снижение инфицированности проростков галловой
нематодой достигалось только при высоких концентрациях токсина, однако в условиях
теплицы под воздействием препаратов все же наблюдали значительное
сокращение популяции М. incognita [Devidas, Rehberger, 1992].
Оценки воздействия энтомопатогенных бацилл на весь комплекс эколого-
трофических групп почвенных нематод до сих пор не проводилось. Эти бациллы
способны длительное время сохраняться в почве [Addison, 1993]. Но где и при
каких условиях происходит размножение В. thuringiensis в природе, и каковы
возможные "нецелевые" экологические эффекты, вызываемые бациллой, не известно.
104
Воздействие бацилл на комплекс почвенных нематод
(эксперименты in vitro)
Нематоцидное действие бацилл по отношению к комплексу нематод,
выделенных из дерново-подзолистой почвы, определяли in vitro. Исследовали
препараты на основе жидких культур бацилл: культуральную жидкость;
водную суспензию вегетативных клеток, спор и кристаллов, отмытых от
питательной среды, содержащей экзометаболиты клеток; проавтоклавированные
культуры. Такая постановка опыта преследовала цель оценить, какие
метаболиты бацилл оказывают токсическое действие на нематод. Для получения
препаратов использовали двухсуточные культуры бацилл, выращенных на
картофельном отваре. Культуральную жидкость отделяли от массы клеток
фильтрованием через бактериальный фильтр с диаметром пор 0,22 цм.
Биомассу бацилл отмывали от питательной среды. Таким образом, получали
клеточный седимент, содержащий споры, кристаллы эндотоксина и вегетативные
клетки, суспензией которого действовали на нематод. Автоклавирование
жидких культур бацилл осуществляли при температуре НО °С в течение 15
минут. 200 мкл суспензии нематод, содержащей 200-500 особей, смешивали с
400 мкл одного из препаратов. В динамике под микроскопом определяли
количество живых и мертвых нематод.
Установлено, что 3 из 5-ти штаммов В. thuringiensis на 2-4 сутки вызывали
гибель 80 % популяции нематод во всех вариантах опытов. Фракции живой
культуры штамма В. thuringiensis var. tenebrionis 12C вызывали гибель 60%.
Проавтоклавированная культура этого штамма оказалась нетоксичной. Штамм
В. thuringiensis var. galleria T4, штаммы В. subtilis и В. cereus ТВ 13, не
оказывали на нематод токсического действия. Гибель нематод при обработке
препаратами этих штаммов была равна их естественной гибели в контроле (табл. 35).
Бациллы образуют термостабильные экзометаболиты, по всей видимости,
экзотоксины. Но нематоцидным действием обладали и суспензии клеточной массы
этих штаммов, что не позволяет полностью исключить образования
термолабильного фактора, связанного с осадком клеток, спор и кристаллов. Данный
агент может действовать подобно 5-эндотоксину, быть его аналогом или
производным. Итак, токсичность В. thuringiensis по отношению к нематодам
варьирует между штаммами, разные штаммы несут токсины различной химической
природы, а один штамм способен продуцировать одновременно несколько
токсинов [Mozgovaya et al., 2002].
Воздействие бацилл на комплекс почвенных нематод (эксперименты in situ)
Бацилла Bacillus thuringiensis образует разнообразные токсины, а также экзо-
ферменты, которые могут воздействовать не только на насекомых-мишени, но и
на другие организмы [Sela et al., 1998]. Поэтому проблема нецелевых
воздействий энтомопатогенных бацилл на почвенное сообщество интересна не только с
точки зрения фундаментальной экологии, но и с точки зрения развития
биоинженерии на основе генома В. thuringiensis и поиска новых биологически активных
микробных препаратов. Известно о токсическом действии бацилл в отношении
нематод-паразитов растений [Devidas, Rehberger, 1992] и механизмах нематоцид-
ного эффекта [Leyns et al., 1995]. Однако до сих пор не проводилась оценка
воздействия энтомопатогенных бацилл на комплекс почвенных нематод.
105
Таблица 35. Нематоцидная активность препаратов на основе культур Bacillus
thuringiensis in vitro
Штамм
В. thuringiensis spp
israelensis 114*
В. thuringiensis spp.
so/to 632*
B. thuringiensis spp.
thuringiensis 1-5*
B. thuringiensis spp. tene-
brionis 12C
B. thuringiensis spp.
galleria T4
\B.subtilis 168
B. cereus ТВ 13
Контроль 1: стерильная
картофельная среда
Контроль 2: стерильная
водопроводная вода
Препарат
Культуральная жидкость
Проавтоклавированная культура
Клеточный седимент
Культуральная жидкость
Проавтоклавированная культура
Клеточный седимент
Культуральная жидкость
Проавтоклавированная культура
Клеточный седимент
Культуральная жидкость
Проавтоклавированная культура
Клеточный седимент
Культуральная жидкость
Проавтоклавированная культура
Клеточный седимент
Культуральная жидкость
Проавтоклавированная культура
Клеточный седимент
Культуральная жидкость
Проавтоклавированная культура
Клеточный седимент
Доля мертвых нематод, %
0 сутки
11±1
11±1
10±1
13+4
9±2
11±2
11±1
13±2
12±2
9±1
4±2
6±1
10±1
7±1
9±4
7±1
7±1
6±1
9±6
4± 1
5±1
14±3*
9±3
14±4*
11±2
2 сутки
59 ±5**
80 ±8**
65 ±2**
50 ±5**
41 ±6
55 ±2**
38 ±2
46 ±2
49 ±2
44 ±2**
13±5
59 ±5**
33 ±8
24 ±8
31±4
27 ±1
26±6
20 ±6
19 + 4
13±4
17 ±4
37 ±10*
22 ±6
25 ±7*
20 ±5
4 сутки
75 ±5**
78 ±1**
70 ±1**
84 ±2**
73 ±14**
84 ±2**
71 ±5**
69 ±1**
71 ±1**
46 ±8**
27 ±1
50 ±6**
21 ±6
17±1
24 ±6
29 ±6
20 ±4
29 ±1
24 ±1
27 ±6
15±1
35 ±2*
24 ±5
43 ±4* |
23 ±8 !
* - сравнивать с контролем (*)
** - данные достоверно отличаются от соответствующего контроля, п = 6-10, р < 0,001
Мы изучали нематоцидное действие трех штаммов В. thuringiensis
непосредственно в почве. Окультуренную садовую почву увлажняли 2-х суточными
жидкими культурами бацилл на картофельном отваре с плотностью 109-1010 КОЕ/мл,
разбавленными водой в 50 раз. Это соответствует количеству бацилл около 106
КОЕ/г в верхнем 10-сантиметровом слое почвы (принятые нормы внесения
промышленных препаратов В. thuringiensis). Затем в почву высевали ячмень, после
чего бацилл вносили еще дважды с интервалом в месяц. Также в почву высевали
106
зерна ячмень, предварительно обработанные культурами бацилл. Семена
замачивали в жидких неразбавленных культурах бацилл на 30 минут, затем
подсушивали на фильтровальной бумаге. В динамике определяли численность бацилл и
нематод в корневой зоне растений. О процессе колонизации корней бациллами
судили по характеру обрастания корней, помещенных на поверхность плотной
питательной среды, содержащей антибиотики.
Несмотря на обработку почвы или семян бациллами, численность нематод
возрастала. Однако прирост численности был в несколько раз ниже при
обработке (рис. 33). Статистически достоверных изменений в соотношении трофических
групп комплекса нематод не выявлено. Тем не менее, Borgonie et al. [1996a]
обнаружили высокую специфичность токсического действия спор/кристаллов
В. thurigiensis по отношению к 15-ти видам нематод сем. Rhabditidae. Вероятно,
специфичность взаимодействия все-таки существует, и, возможно, она
проявляется на более низких таксономических уровнях, чем трофические группы
[Mozgovaya et al., 2002].
20 40 60 80
Сут.
Рис. 33. Изменение численности почвенных нематод в корневой зоне ячменя в
ходе вегетационного опыта при предпосевной обработке семян жидкими культурами
бацилл (А) и при внесении культур бацилл в почву (Б)
1 - контроль; 2 - Bacillus thuringiensis var. sotto 632; Ъ-В. thuringiensis var. israelensis 1-5;
4 - B. thuringiensis var. tenebrionis 12C, n = 3
Механизм нематоцидного эффекта 5. thuringiensis может быть следующим.
Споры бацилл могут прорастать в пищеварительном тракте тех нематод, которые
способны их проглотить [Borgonie et al. 1995c]. Предполагается, что нематоцид-
ный фактор внедряется в клетки эпителия кишечника нематоды [Devidas, Re-
hberger 1992; Borgonie et al. 1995, 1996a,b,c]. Токсины могут действовать и с
поверхности тела нематод [Devidas, Rehberger 1992]. В почве возможны оба
механизма контакта токсинов с нематодами.
Исследование специфичности взаимодействия актуально для разработки
эффективных способов регуляции популяционной плотности фитопаразитических
нематод в почве, а также для оценки возможных побочных эффектов на
естественный комплекс свободноживущих нематод.
107
Большое разнообразие арсенала физиологически активных экзометаболитов у
энтомопатогенных бацилл может рассматриваться как адаптивный признак,
позволяющий бациллам осваивать почву, активно воздействуя на ее население
[Юдина, 1996; Su, Mulla, 1999]. В этом же контексте можно рассматривать и
неспецифическую нематоцидную активность энтомопатогенных бацилл, тем более
что существуют прямые микроскопические наблюдения за прорастанием спор и
размножением бацилл в пищеварительном тракте погибших нематод.
Другой особенностью энтомопатогенных бацилл является количество и
разнообразие их плазмид, наибольшее среди всех известных бацилл [Chichiyan et al.,
1997]. Это позволяет вступать бациллам в генетический обмен с другими
бактериями в природных условиях. Об этом говорят и результаты экспериментальной
части настоящей работы. Причастность почвенных беспозвоночных к
генетическому обмену между бактериями возможна, так как животные транспортируют
микроорганизмы в почве, а их пищеварительный тракт - место, где
активизируются межмикробные взаимодействия.
108
ВЛИЯНИЕ МИКРО- И МЕЗОФАУНЫ НА СОСТАВ
И АКТИВНОСТЬ МИКРОБНОГО КОМПЛЕКСА
Особенностью пищевого поведения животных, относящихся к микро- и мезо-
фауне (простейших, нематод, микроартропод) является их более
специализированные, чем у крупных беспозвоночных, трофические связи с микроорганизмами.
Кроме того, в отличие от макрофауны, уровень потребления микробной биомассы
у мелких беспозвоночных в сотни раз больше, чем у крупных. С учетом же
большей численности вклад этих животных в регуляцию микробного комплекса
намного выше. Обычно его связывают с трофическим механизмом, т.е. с мобилизацией
питательных элементов в процессе питания микробными клетками [Anderson,
2000]. Но животные могут вызывать реакцию микроорганизмов по механизму, не
объясняемому только трофическими взаимодействиями, а связанному с
метаболическим механизмом, а именно - с воздействием выделений беспозвоночных,
регулирующих активность микроорганизмов [Hedlund et al., 1991]. Таким образом,
регулирующая роль беспозвоночных по отношению к микробному комплексу
должна рассматриваться с позиций и трофических, и метаболических механизмов.
Одна из главных функций беспозвоночных - регуляция разложения
органического вещества. Оценка участия беспозвоночных в разложении сложна тем, что
необходимо корректно выделить их роль. Крупных беспозвоночных можно выбрать из
почвенной пробы руками, но для удаления мелких животных необходимы
специальные приемы. Применяют разнообразные методы дефаунирования с использованием
репеллентов, прогрева почвы, обрабатывая почву ультразвуком и др. Однако эти
методы вносят определенные изменения и в микробном комплексе. Для того, чтобы
минимизировать эти изменения был модифицирован известный метод влажного
прогрева [Wright et al., 1989]. В прототипе почву прогревали при 70°С в течение 3 ч,
что приводило к значительному снижению интенсивности дыхания. Наша
модификация состояла в том, что тонкой слой почвы прогревали при 55°С в течение 5 ч так,
чтобы потери влажности не составляли более 10 %. В результате дефаунирования
численность нематод и микроартропод поддерживалась на уровне, близком к нулю,
в течение 3-х недель. При этом в течение 11 суток не менялись такие параметры как
содержание микробной биомассы, базальное дыхание, содержание
водорастворимого органического вещества (табл. 36), а также функциональное разнообразие
микробного комплекса, определявшееся по дыхательному отклику в ответ на внесение
ряда органических веществ (рис. 34). Таким образом, в эксперименте можно
отделить вклад микро- и мезофауны в тот или иной процесс [Мамилов и др., 1999].
Биомасса бактерий, грибов, общая биомасса и дыхательная
активность
Оценивали, как присутствие нематод и микроартропод сказывается на
содержании биомассы бактерий и грибов и дыхании почвы. Обогащение почвы
богатой азотом мукой люцерны (1 %, C:N = 29), пшеничной соломой (1 %, C:N = 87) или
109
Таблица 36. Характеристика нативной дерново-подзолистой почвы и почвы,
дефаунированной влажным прогревом (55° С, 5 час)
Параметр
С-биомассы, мкг С/г почвы
РОВ не фумигированной
почвы, мкг С/г
РОВ фумигированной почвы,
мкг С/г
Интенсивность дыхания, мкг
С-С02 /г/сут.
Численность нематод, экз./10 г
Численность микроартропод,
экз/90 г:
Коллемболы
Клещи
Нативная почва
965 ±51
171 ±34
597 ±43
41,5 ±3,7
25 ±7
6±2
5±1
Дефаунированная почва
1002 ±47
183 ±42
601 ±48
52,1 ±4,2
0
0
0
Рис. 34. Дыхание микроорганизмов в ответ на внесение различных углеродсодер-
жащих субстратов в нативной и дефаунированной почве в сравнении с почвой,
высушенной при 40°С в течение 1 сут
Нативная почва (штриховка); дефаунированная почва (черный); высушенная почва (белый)
крахмалом (1 %) значительно увеличивало рост общей микробной биомассы
(определенной методом фумигации-экстракции) как в нативной, так и в
дефаунированной почве. Эффект был более выражен при добавлении люцерны, которая
содержит наибольшее количество питательных элементов. При добавлении крахмала
или пшеничной соломы на 7-17 сутки грибная и общая микробная биомасса были
на 30-40 %, общее дыхание - на 50-90 % выше в нативной почве. Увеличивалось и
удельное дыхание: дыхание в расчете на единицу биомассы. Напротив, в почве с
люцерной грибная, общая биомасса, общее и удельное дыхание были выше без
110
животных. В присутствии нематод и микроартропод биомасса бактерий выше на
25-50 % в почве с крахмалом или люцерной. Эта реакция была очень быстрой: уже
на 4-е сутки заметна разница в значениях биомассы. В отсутствии фауны,
напротив, не наблюдали прироста бактериальной биомассы (рис. 35,36).
общая
биомасса
грибы
бактерии
грибы/
бактерии
Рис. 35. Влияние нематод и микроартропод на динамику микробной биомассы,
грибов, бактерий и на соотношение грибьпбактерии в ходе разложения крахмала,
пшеничной соломы и муки люцерны
Слева - нативная почва; справа - сравнение с дефаунированной. Уровень показателей в
дефаунированной почве принят за 0 %. 1 - контроль; 2 - крахмал; 3 - пшеничная солома; 4 -
люцерновая мука
111
200
160
120
80
40
of
SI
li
fe^4b~
8 12 16 20 24
Сут.
Рис. 36. Влияние нематод на дыхание в ходе разложения крахмала, пшеничной
соломы и люцерновой муки
Слева - нативная почва; справа - сравнение с дефаунированной почвой (уровень
показателей в дефаунированной почве принят за 0 %). 1 - контроль; 2 - крахмал; 3 - пшеничная
солома; 4 - люцерновая мука
В ходе разложения отношение биомассы грибов к биомассе бактерий
снижается как в нативной почве, так и в почве, лишенной нематод и микроартро-
под. В присутствии животных отношение грибы/бактерии снижается через 25
суток почти в 3 раза при разложении крахмала и в 2 раза - при разложении
люцерны. Это происходит за счет роста бактерий (рис. 35). Беспозвоночные
способствуют высвобождению азота из микробной биомассы. Более высокая
доступность азота в почве благоприятствует росту бактерий, тем самым, снижая
отношение грибы/бактерии [Bardgett, McAlister, 1999]. В почве без животных
это отношение снижалось по другой причине: за счет снижения (отмирания?)
биомассы грибов.
Численность животных наиболее сильно возрастала в почве, обогащенной
люцерной. К тому моменту, когда уже заметны были изменения в микробной
биомассе и дыхании, численность нематод возрастала в 6,5 раз на люцерне и в
1,5 раза - на крахмале. К концу опыта нематод стало в 9 раз больше на люцерне и
в 2,6 раза - на крахмале. Число микроартропод выросло в 1,5-2 раза.
Размножение животных свидетельствует о благоприятных условиях питания, т.е. о
достаточном количестве микроорганизмов, пригодных им в пищу. Можно, однако,
предположить, что нематоды в большей степени ответственны за регуляцию
микробного комплекса в почве, чем микроартроподы. Известно, что микроартро-
поды наиболее активно регулируют микробную биомассу в опаде, подстилке, на
разлагающихся экскрементах макрофауны, но не в минеральных горизонтах почв
[Hanlon, Anderson, 1979; Ineson et al., 1982; Leonard, Anderson, 1991; Klironomos,
Kendrick, 1996].
112
Рефаунирование
Для того чтобы проверить, не могут ли полученные эффекты быть следствием
неспецифического действия процедуры дефаунирования, например, изменения
физиологического состояния микроорганизмов вследствие прогрева, часть
образцов дефаунированной почвы заселяли (рефаунировали) естественным
комплексом нематод, выделенных из эквивалентного количества почвы.
Обнаружены тенденции в динамике микробной биомассы и интенсивности дыхания,
сходные с наблюдаемыми в эксперименте с дефаунированием. После 10-ти суток
биомасса микроорганизмов и интенсивность дыхания были выше в почве с
животными. Интересно, что при внесении удвоенного количества нематод (450 ±
56/10 г) наблюдалось, наоборот, подавление роста биомассы и дыхания (рис. 37).
Это, вероятно, связано с эффектом так называемого "перевыпаса", т.е.
повышенного пресса со стороны нематод как хищников по отношению к
микроорганизмам. Таким образом, комплекс почвенных нематод оказывает существенное
воздействие на рост и активность почвенных микроорганизмов [Мамилов и др.,
2000а, б; Mamilov et a!., 2001].
Увеличение дыхания при разложении крахмала наблюдали также при
подселении в дефаунированую почву естественного комплекса нематод. Эффект от
деятельности нематод заметен уже на 1-3-е сутки, т.е. реакция микроорганизмов
на подселение нематод очень быстрая. Повышенная минерализация крахмала
сохранялась более 2-х месяцев (рис. 38).
Но даже одна популяция нематод может играть роль в регулировании
микробных процессов. Наблюдали увеличение скорости эмиссия диоксида углерода
при подселении бактериоядной нематоды Caenorhabditis elegans в простерилизо-
ванную у-излучением дерново-подзолистую почву, обогащенную мукой
люцерны (1 %) и инокулированную бактерией Micrococcus sp. (около 109 КОЕ/г).
Эффект заметен уже на 5-е сутки - реакция микрококка на появление нематод
быстрая. Скорость дыхания в присутствии 10 и 50 нематод в 1 г почвы была в 1,5-2,5
раза выше на протяжении более недели (рис. 39). Продукция СОг за 2 недели в
вариантах с нематодами была соответственно на 18 и 13 % выше в присутствии
10 и 50 нематод.
Таким образом, почвенная фауна способствует возрастанию микробной
биомассы и дыхания, если в почве разлагается субстрат бедный азотом. Напротив,
при разложении богатого азотом субстрата фауна тормозит прирост биомассы
микроорганизмов и дыхание. Какие объяснения можно дать этим феноменам? В
присутствии беспозвоночных в почве возрастает содержание доступных
питательных элементов [Ineson et al., 1982; Mcgonigle, 1995]. Механизм стимуляцион-
ного эффекта может быть, следовательно, связан с высвобождением питательных
элементов из переваренной [Coleman et ah, 1983; Clarholm, 1985] или просто
убитой животными в процессе питания микробной биомассы. Животные,
передвигаясь в почве и экскретируя, перераспределяют питательные вещества между локу-
сами с разным их содержанием. Было показано, что миграция бактериоядных
нематод к растительным остаткам может ускорить оборот микробной биомассы
[Griffiths, Caul, 1993]. Около 1/3 иммобилизованного азота может быть
высвобождено из микроорганизмов за год в результате деятельности животных
[Anderson, 1987]. Кроме того, животные могут убить значительно больше
биомассы, чем ассимилировать. Это согласуется с тем, что у микробоядных беспозво-
113
10
Сут.
15
20
Рис. 37. Динамика микробной биомассы в ходе разложения пшеничной соломы в
рефаунированной почве при естественной и удвоенной численности нематод
1 - контроль (нативная почва без соломы); 2 - дефаунированная почва с соломой; 3 -
естественная численность нематод; 4 - удвоенная численность нематод
2,5
о
<а
у
U
О
и
и
и
2,0
1,5
1,0
Без
нематод
40 60
Р = 0,05 Р< 0,001
Рис. 38. Влияние нематод на дыхание микроорганизмов при разложении крахмала
В дефаунированную дерново-подзолистую почву подселяли 6, 40 и 60 нематод
естественного комплекса на 1 г почвы. Даны средние значения за 70 сут. измерений, п = 5
ночных высокая скорость потребления [Anderson et al., 1981]. Например,
экспериментально установлено, что бактериоядные нематоды в сутки могут потребить
массу бактерий, равную удвоенной массе их тела [Ferris et al., 1997]. Ассимилиру-
114
16 г
14 У
Ы 12
о
О
О
U
10
8
6 Ь
4
2
0
-I I I L.
бактерия
0
4
t
6 8
Сут.
10 12
нематода
Рис, 39. Влияние нематоды Caenorhabditis elegans на дыхание бактерии
Micrococcus sp, инокулированной в стерилизованную почву, обогащенную мукой люцерны
1 - Micrococcus sp.; 2 - Micrococcus sp.+ 100 Caenorhabditis elegans; 3 - Micrococcus sp. +
500 Caenorhabditis elegans
ется из этого около 50 % [de Ruiter et al., 1997]. Кроме того, соотношение C:N в
бактериях - около 4, а в биомассе питающихся ими животных - около 8-10.
Избыток азота высвобождается в почву с экскрементами и поступает в
распоряжение микроорганизмов. Также животные могут перфорировать грибной мицелий
или перегрызать его. Это должно приводить к нарушению транспорта веществ по
колонии и, возможно, к гибели части мицелия. Это в свою очередь приводит к
мобилизации питательных веществ.
Противоположный эффект мы наблюдали, когда микробный рост не был
ограничен доступным азотом - в почве с люцерной. Когда добавляется богатая
азотом люцерна (C:N = 28), микробный рост менее ограничен доступным азотом.
Таким образом, стимуляционный эффект фауны на рост и активность
микроорганизмов проявляется только в условиях лимита питательных элементов (азота?).
Очевидно, что добавление в почву бедной азотом пшеничной соломы (C:N = 87)
или лишенного азота крахмала, приводит к быстрой иммобилизации азота в
микробной массе. Но уже через несколько дней питания животные ускоряют рост
микробов и их дыхание, вероятно, за счет ускорения оборота питательных
вещества и минерализации. Кроме того, почвенные беспозвоночные предпочитают
потреблять активно растущие гифы [Klironomos, Kendrick, 1995], и это ведет к
подавлению роста и дыхания грибов. Это подтверждается и снижением
удельного дыхания (метаболического коэффициента).
В почве с животными доля бактерий в общей биомассе увеличивалась. В ходе
разложения растительных остатков доля бактерий возрастает и, как следствие,
падает отношение грибы/бактерии. В присутствии животных этот эффект более
ярко выражен. Каков механизм этой перегруппировки - до конца не ясно. Воз-
115
можно, бактерии быстрее реагируют на высвобождающиеся из микробной
биомассы питательные вещества. Увеличение численности бактерий в
разлагающемся субстрате происходит и в результате пассажа через пищеварительный тракт
животных [Daniel, Anderson, 1992].
Влияние микроартропод на сапротрофную активность
микроорганизмов и сукцессию микромицетов в подстилке
Микроартроподы, клещи и коллемболы, участвуют в потреблении и
измельчении опада в лесных биоценозах, и, избирательно питаясь микробными
клетками, по-видимому, влияют не только на рост и активность микроорганизмов, но и
на видовой состав и структуру микробных сообществ, формирующихся при
разложении растительных остатков. Однако, до сих пор, мало данных о том, в какой
степени сукцессия и видовой состав микроорганизмов связаны с деятельностью
этой группы животных.
В задачу данного раздела входило оценить воздействие микроартропод на
интенсивность разложения растительного опада и сукцессию грибов в лесных
биогеоценозах. Экспериментально установлено, что коллемболы могут
регулировать активность разложения растительного опада почвенными микромицета-
ми. Стерилизованные автоклавированием листья лещины инокулировали мик-
ромицетом Cladosporium cladosporioides в количестве 105 конидий/г, и через
неделю листья заселяли коллемболами Folsomia Candida (модельный вид,
хорошо содержащийся в лаборатории) в количестве 10-90 особей/г. Это
количество близко к естественному уровню численности коллембол в подстилках
смешанного леса (30000-270000 особей/м2) [Hedhmd et al., 1991]. При уровнях
начальной численности коллембол от 10 до 60 особей/г наблюдали увеличение
интенсивности эмиссии С02 в 1,3-2,2 раза уже через 1 сутки и в 1,9-2,5 раза -
на 2 сутки после подселения животных (рис. 40). Этот эффект сохранялся в
течение последующих 5-ти суток. Рассчитано, что прямой метаболический вклад
самих коллембол в продукцию С02 незначителен: интенсивность дыхания 100
особей коллембол составляет около 5 % от дыхания С. cladosporioides на 2-е
сутки после подселения животных (около 0,5 мкг С-С02/г час). Это означает,
что коллемболы стимулируют дыхание С. cladosporioides. Заметим, что даже
сравнительно небольшое количество животных (10 особей/г), способно
воздействовать на активность микробного сообщества. При большой плотности (90
особей/г) животные, напротив, подавляют микробную активность (эффект
"перевыпаса").
В эксперименте с подселением комплекса подстилочных микроартропод
смешанного леса, выгнанных на свежий опад, лишенный животных (снятые с
деревьев сухие листья), был также обнаружен быстрый дыхательный ответ
микробного комплекса. Уже на 3-е сутки после подселения животных дыхание
микроорганизмов возросло в несколько раз (рис. 41).
Итак, микроартроподы - активные участники процесса разложения
растительного опада, но не как непосредственные разлагатели (у них не обнаружено
целлюлаз и других ферментов, необходимых для химического разложения тканей
растений, см. ниже), а как регуляторы активности микроорганизмов, по-
видимому, в основном, грибов.
116
коллемболы
Рис. 40. Влияние коллемболы Folsomia Candida на дыхание микромицета
Cladosporium cladospohoides на листовом опаде лещины
Стерилизованные листья заселяли конидиями гриба и затем подселяли 10, 30, 60 и 90 кол-
лембол на 1 г опада.1 - контроль; 2 - 10 F. Candida; 3 - 30 F. Candida; 4 - 60 F Candida; 5-90
F. Candida, n = 5
14 30 60 90 135
Сут.
Рис. 41. Изменение интенсивности дыхания микробного комплекса опада
смешанного леса в ответ на подселение (стрелка) естественного количества микроартро-
под, выделенных из подстилки этого же леса
1 - без микроартропод; 2-е микроартроподами; п = 3
Микроартроподы и сообщество микромицетов
Для выявления реакции сообщества микромицетов на воздействие
микроартропод в период листопада сухие листья и хвою собирали с березы, лещины,
липы, сосны и ели для исключения попадания животных, помещали на прока-
117
ленный песок или подстилку и заселяли комплексом микроартропод,
выделенных из эквивалентного объема подстилки того же леса. Изучение состава
грибов и относительного обилия видов на разлагающемся опаде проводили
методом посева.
Микроартроподы регулируют сукцессию грибов. Численность КОЕ грибов в
опаде с животными через 3-4,5 месяца становилась ниже, чем в их отсутствии, в
период, когда численность микроартропод в опаде достигла 300-500 особей/г и
более. Эта плотность заселения опада микроартроподами более, чем на порядок
превышает их естественный уровень в подстилке, и в лесных биоценозах может
быть обнаружена только в отдельных местообитаниях: в разрушающейся
древесине, на пнях, на участках с повышенной толщиной подстилки [Чернова, 1977;
Кузнецова, 1984]. При более низкой популяционной плотности микроартропод
наблюдается увеличение численности грибов (рис. 42). Таким образом,
популяции грибов находятся под контролем микроартропод, а эффект от последних
меняется в зависимости от плотности популяций животных.
ш
о
8
X
е-
ас
х
1
S
8000
4000
Снятые листья
1 мес.
3 мес.
а
600 Б.
500 |и
400 | "g
300 *|
200 g %
100
х
0 4>
5
S
3000
ш
О
и 2500
1 2000
м
И
О
X
X
о
S
1500
1000
500
0
Снятые листья 12 сут. 1 мес. Змее. 4,5 мес.
350 е
300
250 *s
200 SS
4 l
150
100
50
0
а-
О и
*"8
X
X
5
S
Рис. 42. Динамика численности КОЕ грибов и микроартропод в разлагающемся
опаде смешанного леса с березой (А) и липой (Б) в древостое, помещенном на
стерильный песок. Без микроартропод (белый); с микроартроподами (черный); линия -
численность микроартропод
118
Таблица 37. Структура комплекса микромицетов на листьях лещины и
разлагающемся опаде лещины, заселенном комплексом микроартропод из подстилки,
через 6 месяцев
Микром и цеты
Cladosporium spp.
Acremonium, Fusarium и др.
Другие темноокрашенные
Penicillium spp.
Alternaria spp
Aureobasidium pullulans
Mucor spp.
Aspergillus spp.
Chaetomium spp.
Другие
Вариант опыта
Листья
Листовой опад,
разлагающийся без
микроартропод
Листовой опад,
разлагающийся в
присутствии микроартропод
Общая численность КОЕ/г х 104
24 ±7
112±7
75 ±16
Соотношение групп, %
67
14
8
5
3
2
1
-
-
46
24
5
3
14
0,6
-
0,2
7,8
1,5
6
19
69
0.5
0,5
1,5
-
2
-
Животные значительно меняют структуру грибного комплекса. Снижается
относительная доля темноокрашенных грибов в комплексе микромицетов
листового опада (табл. 37). В опаде с микроартроподами больше разнообразие грибов,
а вид кривых рангового распределения видов в комплексе приобретает характер
логарифмической модели, свойственной более подстилке, чем свежим
растительным остаткам (рис. 43). Повышение видового разнообразия и выравненное™
по обилию грибов в разлагающемся опаде с микроартроподами наблюдаются
уже через 2 недели-1 месяц. Возрастают индексы разнообразия Шеннона - в 1,3
раза и Пиелу - в 1,5 раза. Через 3 месяца инкубации сходство микобиоты опада с
микроартроподами с подстилкой уже заметно выше, чем опада без животных.
Опять обращает на себя внимание относительно быстрая реакция комплекса -
она заметна уже через 2 недели - 1 месяц после подселения животных. Для
формирования микробного сообщества это небольшой срок [Кураков и др., 2002].
Приведенные материалы показывают что, микроартроподы оказывают
существенное и по времени очень быстрое воздействие на интенсивность деструкции
опада, численность культивируемых грибных зачатков, разнообразие и
сукцессию микроскопических грибов в разлагающихся листьях. Когда животные
присутствуют на опаде, итенсивность его деструкции повышается в несколько раз.
Темпы сукцессии грибов в присутствии животных ускоряются. Наблюдается
более резкое снижение обилия грибов филопланы и одновременно растет обилие
целлюлозолитических видов. Жизнедеятельность животных в разлагающемся
опаде повышает доступность азота и его оборачиваемость за счет разрушения
микробных клеток и собственных экскретов. Это способствует и более энергичному
119
100
? 10
s
s
8
i
0,1
1 3 5 7 9 11 13
Ранг вида
Рис. 43. Распределение обилия видов грибов при разложении опада смешанного
леса в присутствии естественного комплекса микроартропод и без них
1 - 1 месяц без микроартропод; 2 - 1 месяц с микроартроподами; 3 - исходный опад; 4-2
недели без микроартропод; 5-3 месяца без микроартропод; 6-3 месяца с микроартроподами
развитию и гидролитических микроорганизмов (преимущественно грибов) и, в целом,
ускорению деструкции опада. Известно, что активизации грибов-гидролитиков при
разложении растительных остатков сопутствует повышение интенсивности фиксации
молекулярного азота гетеротрофными бактериями в почвах [Кураков, 2003].
Предпочтение микроартроподами темноокрашенных, по-видимому, связано с
тем, что эти грибы являются доминантами на опаде и в подстилке. Микроартро-
поды должны были приобрести способность к потреблению организмов,
преобладающих по биомассе этой экологической нише. Ранее показано, что
относительное обилие темноокрашенных грибов сокращается при пассаже через
пищеварительный тракт дождевых червей [By Нгуен Тхань,1993] и диплопод [Byzov et
al., 1998b], По-видимому, это явление имеет более широкую распространенность
среди почвенных беспозвоночных.
Наблюдаемые изменения в составе и структуре сообщества микромицетов
опада в присутствии коллембол можно объяснить следующими причинами. Микро-
артроподы, избирательно потребляя грибы, тем самым, меняют конкурентные
отношения между ними. Они могут изменять сукцессии микромицетов,
модифицируя химический состав опада, увеличивая доступность растительных остатков для
микробной атаки за счет измельчения. Перенос грибных пропагул животными
представляется также важным механизмом для колонизации грибами подстилки.
Регуляция микробной сукцессии при разложении растительных остатков
животными может осуществляться и по механизму, не связанному с прямым
трофическим воздействием. Частичное выедание мицелия может активизировать
ростовые процессы у грибов, т.е. роль микроартропод может состоять в
регулировании их физиологического состояния. Механизм такой быстрой реакции, по-
120
видимому, состоит в компенсаторном ответе микроорганизмов, который во
многом аналогичен отклику растений в ответ на поедание растительноядными
животными [Бигон и др., 1989]. Она может состоять в активизации роста или других
составляющих метаболизма микробных популяций. Быстрый ответ грибов
предполагает наличие метаболического механизма регуляции животными микробного
комплекса. Похожую реакцию наблюдали и ранее. В бинарной культуре на
питательной среде было продемонстрировано, что потребление части мицелия
гриба Mortierella isabellina колемболой Onychiurus armatus приводило к
переключению от нормального роста и спорообразования к образованию в
периферической части колонии секторов быстрорастущего, не образующего спор
мицелия, в котором в несколько раз возрастала активность гидролитических
ферментов: сериновой протеазы и а-амилазы. Предположено, что гриб
компенсирует потребление части мицелия более высокой скоростью роста и уровнем
метаболизма [Hedlund et al., 1991]. Раннее высказывалось предположение, что
повышение удельной дыхательной активности микробного комплекса в опаде в
присутствии микроартропод связано с выеданием отмирающих гиф, что
активизирует тем самым рост грибов [Паников, Симонов, 1986]. Изменение состава
грибов в опаде и подстилке может быть связано с избирательным
перевариванием микробных клеток животными [Бызов, 2003], ингибированием или
стимуляцией прорастания грибных пропагул в результате пассажа через кишечник.
Однако предлагаемые механизмы регуляции микроартроподами популяций грибов
в природе требуют дополнительных экспериментальных подтверждений.
Регуляция, зависимая от качественного состава органического
вещества
В экспериментах с дефаунированной почвой мы обнаружили, что результат
воздействия фауны на микробный комплекс зависит от соотношения углерода и
азота в питательном субстрате. Нематоды и микроартроподы стимулировали
прирост микробной биомассы, общее и удельное дыхание (см. рис. 35, 36) при
разложении не содержащих азот или бедных азотом крахмала и пшеничной
соломы, и ингибировали - при разложении богатой азотом муки люцерны.
Аналогично микробная минерализация органических соединений азота активнее
проходила в присутствии нематод и микроартропод при разложении крахмала и,
наоборот, подавлялась - при разложении люцерновой муки (рис. 44). Очевидно,
при лимитации микробного роста азотом происходит его усиленная
иммобилизация в микробных клетках, и активность хищников способствует ускорению
оборота азота за счет минерализации микробной массы. В отсутствии лимитации
по азоту микробный рост сдерживается животными, потому что выедание
микробной массы преобладает над стимулированием.
Регуляция, зависимая от плотности животных
Результат регуляции микробного комплекса со стороны животных также
зависит от плотности популяций фауны. Напомним, что при подселении на
стерилизованный опад лещины, заселенный микромицетом Cladosporium clado-
sporioides, коллемболы Folsomia Candida (10-60 особей/г) (см. рис. 40), и в дефау-
121
О 5 10 15 20 0 5 10 15 20
Сут. Сут.
Рис. 44. Динамика N03~ - N (А) и NH4+- N (Б) в ходе разложения люцерновой муки
(1, 2) и крахмала (3, 4) в дерново-подзолистой почве в присутствии нематод и микро-
артропод (1, 3) и в дефаунированной почве (2,4). 5 - нативная почва без добавок (п = 3)
нированную дерново-подзолистую почву - комплекса нематод (6-60 особей/г
почвы) (см. рис. 38) стимуляция микробного дыхания была отмечена в очень широких
пределах начального уровня численности животных. Причем нижний предел по-
пуляционной плотности животных очень мал: всего около 10 нематод и 10 кол-
лембол на 1 г субстрата. Невысокий уровень выедания грибов Alternaria alternata
или Fusarium oxysporum коллемболой Folsomia fimetaria также стимулировал их
дыхательную активность и минерализационную активность грибных популяций
[Hedlund, Ohrn, 2000]. Превышение начального уровня численности выше
определенного (более 40-60 нематод/г почвы или более 60 коллембол/г) приводило к
инверсии эффектов: к сдерживанию продукции и активности микробного комплекса
(см. рис. 38, 40). Как уже упоминалось, это явление сходно с так называемым
перевыпасом (overgrazing), когда пресс со стороны консументов таков, что
возобновление микробной продукции отстает от ее потребления. Такое же явление известно и
для позвоночных животных. Однако, сдерживание микробной продукции не может
быть объяснено только повышенным уровнем выедания животными. Расчеты
показывают, что полученные эффекты не пропорциональны количеству съеденной
микробной массы (см. ниже, табл. 37). Перевыпас возможен в почве, но только в
тех микрозонах, в которых уровень микробной активности и активности фауны
особенно велик. Ранее было показано, что размножение коллембол на
разлагающемся опаде также приводило к резкому снижению запасов микробной биомассы.
Однако при этом наблюдалась и максимальная дыхательная активность
микроорганизмов [Паников, Симонов, 1986]. Это означает, что в присутствии микроартро-
под возрастает удельная микробная активность.
Роль прямого выедания животными в регуляции микробного
комплекса
Быстрый ответ микроорганизмов на подселение беспозвоночных
предполагает наличие метаболического механизма регуляции животными микробной актив-
122
ности. Однако вряд ли можно исключить и роль трофического воздействия, т.е.
прямого выедания. Для выяснения значения трофической регуляции необходимо
оценить уровень выедания и экскреции.
Приводим ориентировочные расчеты выедания грибной массы коллемболой
Folsomia Candida гриба Cladosporium cladosporioides, а также экскреции, т.е
количества мобилизованных питательных элементов за период наблюдаемого эффекта
(см. рис. 40). Максимальная масса взрослых особей коллемболы F. Candida
составляет около 12 мкг С (доля углерода в сухой массе составляет около 40 %) [Уваров,
1987]. Для расчета возьмем вариант с максимальной начальной плотностью
животных - 90 особей/г. За 35 суток пребывания на опаде коллемболы размножились,
и их численность достигла 182 ± 39 особей/г. Ориентировочный расчет продукции
микроартропод (без учета отмирания) за этот период дает около 1,1 мг С сухой
массы. При эффективности ассимиляции, составляющей у грибоядных
микроартропод около 50 %, и эффективности продукции - 35 % [de Ruiter et al, 1998], для
образования массы коллембол в 1,1 мг С животным необходимо потребить около
6,4 мг С грибов. Половина из потребленного материала (3,2 мг С) должно быть
экскретировано и может быть использовано грибом на вторичную продукцию.
Продукция С02 грибом к этому времени была больше в присутствии коллембол,
чем без них - соответственно 10 и 8,5 мг С-С02/г, и этот прирост теоретически
может быть обеспечен экскретами животных - 3,2 мг С. Таким образом, на
продолжительном отрезке времени (более 1 месяца) роль выедания и экскреции
субстратов роста в регуляции минерализационной активности гриба можно
признать значительным. Однако трофический механизм не может объяснить
стимуляционного эффекта при кратковременном (несколько дней) взаимодействии
животных и микроорганизмов.
Косвенно оценить вклад животных в выедание микробов можно, сопоставив
размеры продукции фауны и микроорганизмов. В табл. 38 приведены такие
расчеты для наших экспериментов по моделированию влияния естественной и
удвоенной численности нематод на микробный комплекс. Согласно данным Griffiths
и Caul [1993] сухая масса одной бактериоядной нематоды находится в пределах
13,6-38,1 нг (средняя 26 нг сухого веса или 12 нг С). Приняв это значение для
наших расчетов, получаем, что продукция нематод на 14-ые сутки составляет
0,24 и 0,37 мкг/г при естественной и удвоенной стартовой численности
внесенных нематод соответственно. Однако, микробная продукция была в десятки раз
больше значений продукции нематод - соответсвенно 925 и 386 мкг С/г. Таким
образом, потребление микрофауной микроорганизмов затрагивает лишь
небольшую часть микробного комплекса, в результате которого должно
высвобождаться незначительное количество иммобилизованных веществ.
Компенсаторные реакции у грибов и растений на поедание
животными
Из общей экологии известны факты, когда трофическая деятельность влияет
на показатели метаболизма представителей предыдущих уровней трофической
пирамиды. Так, например, было показано, что потребление листьев растений
насекомыми приводит к повышению показателей метаболизма всего растения и к
синтезу вторичных метаболитов, увеличивается продукция листьев и биомасса
123
Таблица 38. Соотношение прироста биомассы микроорганизмов и нематод в
ходе разложения пшеничной соломы при подселении естественного и
удвоенного количества нематод в дефаунированную дерново-подзолистую почву
Варианты эксперимента и параметры
Нематод нет
Прирост микробной биомассы (МБ1) за 14 суток
Естественная численность нематод
Биомасса нематод (НБ2)
1 сутки инкубации
14 сутки инкубации
Прирост НБ за 14 суток
Прирост МБ за 14 суток
Разница в приросте МБ относительно дефаунированной
почвы
Удвоенная численность нематод
НБ
1 сутки инкубации
14 сутки инкубации
Прирост НБ за 14 суток
Прирост МБ за 14 суток
Разница в приросте МБ относительно дефаунированной
почвы
617 мкг С/г
0,26мкгС/г(214экз./10г)
0,50мкгС/г(414экз./10г)
0,24 мкг С/г (200 экз./10 г)
925 мкг С/г
+ 308
0,54мкг/г(450экз./10г)
0,91мкг/г(760экз./10г)
0,37мкг/г(310экз./10г)
386 мкг/г
-231
- микробную биомассу определяли методом фумигации-экстракции
2 - биомассу нематод определяли, принимая среднюю сухую массу нематоды, равную
26 нг [Griffiths, Caul, 1993]
корней. Такого рода компенсирование имеет место, однако, когда потребление
растения не снижает его способности к росту [Chew, Rodman, 1979].
Компенсаторные реакции почвенных микромицетов, обнаруженные нами, а
также другими авторами, на поедание нематодами и микроартроподами во
многом аналогичны таковым у растений на поедание растительноядными
животными [Бигон и др., 1989] (табл. 39). Это повышение скорости энергодающих
процессов (повышение интенсивности фотосинтеза - у растений и минерализации
органического вещества - у грибов); увеличение показателей, характеризующих
продукционный процесс (изменение соотношения между фотосинтезом и
дыханием - у растений и увеличение биомассы - у грибов); увеличение метаболизма
на единицу биомассы (увеличение интенсивности фотосинтеза на единицу
листовой поверхности - у растений и увеличение удельного дыхания - у грибов);
перераспределение продуктов и активности ферментов внутри тела (поступление
ассимилятов в поврежденные части - у растений и увеличение активности
ферментов в периферической части колонии - у грибов). И для растений, и для
грибов характерна непропорциональная реакция на трофическое воздействие,
выражающаяся в значительном изменении физиологического состояния в ответ на
относительно малое воздействие (например, повреждение коры или мицелия). В
ряде случаев в основе механизма лежит действие физиологически активных
веществ, исходящих от животного. У растений - это реакция на биохимические
мессенжеры насекомых (фактор эпидермального роста) [Dyer, 2000]. У грибов-
124
Таблица 39. Аналогичные компенсаторные реакции растений и почвенных
микромицетов в ответ на поедание животными
Компенсации у растений
(по: [Бигон и др., 1989], другие)
Повышение интенсивности фотосинтеза
Изменение соотношения между
фотосинтезом и дыханием
Увеличение интенсивности фотосинтеза на
единицу листовой поверхности
Перераспределение ассимилятов в
поврежденные части
Непропорциональная реакция на
воздействия (кольцевое сдирание коры, и т. п.)
Быстрый ответ на поедание (выделение
токсинов, омертвление тканей и др.)
Реакция на биохимические мессенжеры
насекомых (фактор эпидермального роста)
[Dyer, 2000]
Пониженная скорость отмирания цветков
и увеличение количества плодов
Стимулирование прорастания семян
Использование запасных углеводов
Компенсации у грибов
(собственные исследования, другие)
Повышение интенсивности минерализации
органического вещества
Увеличение продукции
Увеличение удельного дыхания
Повышение синтеза ферментов в
периферической зоне роста колонии [Hedlund et al., 1991]
Непропорциональная реакция на воздействия
(перфорация, перегрызание мицелия)
Быстрый ответ на поедание (усиление дыхания
после подселения животных) !
Реакция на индукторы роста грибов [Hedlund et
al., 1991]
Усиленный конидиогенез у хищных грибов в
ответ на присутствие нематод
?
?
предполагаемый индуктор неизвестной природы [Hedlund et al., 1991]. Наконец,
есть общее и в генеративном процессе. У растений в ответ на поедание
растительноядными животными наблюдается снижение скорости отмирания цветков и
увеличение количества плодов, а у грибов (хищных) в ответ на появление
нематод, их потенциальных хищников, наблюдается усиленный конидиогенез. И
растения, и мицелиальные грибы принадлежат к так называемым модулярным
организмам, развитие которых, в отличие от унитарных организмов (бактерий,
животных), не предопределено жесткой программой и сильно зависит от их
взаимодействия с окружающей средой [Бигон и др., 1989].
Концептуальная модель регуляции микро- и мезофауной
микробного комплекса
Микробная биомасса, состав и активность микробного комплекса находятся в
почве под контролем со стороны животных. Регуляции на коротком промежутке
времени (сутки-несколько суток) связана, скорее всего, с воздействием животных
или их экскретов на физиологическое состояние микроорганизмов, и, вероятно,
осуществляется по метаболическому механизму. Реакция возникает в виде
быстрого функционального ответа микроорганизмов и наблюдается в широких
пределах численности животных. Это, своего рода, стрессовая реакция на появление
хищников. Механизм такой быстрой реакции, по-видимому, состоит в компенса-
125
торном ответе микроорганизмов, который может состоять в активизации роста
или других составляющих метаболизма микробных популяций. Предполагается,
что грибы компенсируют потребление части мицелия более высокой скоростью
роста и метаболизма, а регуляторный механизм связан с введением животным
некоего фактора, который транспортируется по цитоплазме из центра колонии к
периферии [Bengtsson, Rundgren, 1983; Hedlund et al., 1991].
Регулирующую роль почвенной микрофауны (нематод) в минерализации
труднодоступных субстратов на основании полученных результатов можно
представить в виде следующей схемы (рис. 45) [Мамилов и др., 2000]. Основная
часть комплекса почвенных микроорганизмов находится в неактивном состоянии
[Звягинцев, 1987], в основном, из-за недостатка доступных питательных
элементов. Доля растворимого органического вещества от общего органического
вещества в дерново-подзолистой почве составляет около 0,01 % (соответственно 175
мкг и 12000 мкг/г). В минерализации труднодоступного субстрата участвуют
только микроорганизмы, находящиеся в активном состоянии. Доля углерода
микробной биомассы от общего органического вещества составляла 3-10%.
Микрофауна была представлена, в основном, нематодами и по массе составляла
0,003-0,01 % от общего органического углерода.
труднодоступное
(99,99%)
il
растворимое
(0.01%)
Органическое
вещество
100
+
влияние на клетки при питании
неактивные
¦ff
активные
неактивные
активные
Микроорганизмы Нематоды X
_ влияние экскретов
экскреты
(мертвые микробы,
N, Р, К, ФАВ)
0,3 -0,8
углерод
0,003-0,01%
Рис. 45. Концептуальная модель регуляции микрофауной (нематоды) микробного
комплекса почв
Сплошные стрелки - потоки углерода и питательных элементов; пунктирные стрелки -
регулирующие факторы положительной (+) и отрицательной (-) обратной связи; значок
"вентиль" на сплошной стрелке означает, что данный поток регулируется соответствующим
блоком, связанным пунктирной стрелкой. ФАВ - физиологически активные вещества
126
Потребляя микроорганизмы, нематоды экскретируют питательные элементы,
переваренную или убитую биомассу. Все это представляет в почве доступный
субстрат, увеличение содержания которого переводит неактивную биомассу в активное
состояние. В составе экскретов могут находиться и физиологически активные
вещества. С другой стороны, животные могут оказывать прямое воздействие на
физиологическое состояние (активность) микроорганизмов. Возрастание доли активной
микробной биомассы приводит к увеличению скорости минерализации
труднодоступных субстратов. Ранее было показано [Coleman et al., 1983], что в присутствии фауны
в почве увеличивается содержание питательных элементов в форме, доступной
растениям. Предполагаемые механизмы включают высвобождение связанных в
микробной биомассе питательных элементов из переваренных или убитых клеток и
прямую экскрецию фауной минеральных форм азота. Для того, что оценить вклад
этого фактора положительной обратной со стороны микрофауны на
микроорганизмы, необходимо сопоставить размеры продукции фауны и микроорганизмов.
Оказывается, что за относительное короткое время наблюдаемых эффектов потребление
микрофауной микроорганизмов затрагивает лишь небольшую часть микробного
комплекса (см. табл. 37), в результате которого должно высвобождается
незначительное количество иммобилизованных в микробах веществ. Следовательно,
регуляция микрофауной продукции и активности микроорганизмов не может быть
объяснена только минерализацией и ускорением оборота питательных элементов,
иммобилизованных в микробной биомассе, в результате питания животными.
Результаты работы говорят о том, что микробный комплекс в большей степени регулируется по
механизмам, связанным с изменением активности микроорганизмов, чем с
мобилизацией питательных элементов из переваренной или убитой микробной биомассы. К
факторам положительной обратной связи, по-видимому, можно отнести эффекты
компенсаторного роста, стимуляции при пассаже, воздействии физиологически активных
веществ, выделяющихся в микробные клетки при питании нематодами.
Компенсаторный рост был описан впервые для микроорганизмов на примере
взаимодействия коллембол с грибами [Hedlung et al., 1991]. Потребление части
мицелия гриба Mortierella isabellina коллемболами Onychiurus armatus
увеличивало радиальную скорость роста гриба, а, следовательно, и продукцию биомассы
гриба на среде, образовывалось меньше спор. При этом у гриба (в результате
погрызов коллемболами?) менялись показатели метаболизма: увеличивалась
ферментативная активность в периферической зоне роста. При наблюдении за
взаимодействием этой же пары организмов в почве было показано, что при
потреблении гриба коллемболами, длина гиф становилась больше, чем у гриба, растущего
без коллембол [Bengtsson, Rundgren, 1983]. Предполагалось, что грибы
компенсируют потребление части мицелия более высоким уровнем метаболизма.
В других работах было показано, что потребление бактерий простейшими в 30
раз увеличивает продукцию бактерий; увеличивается продукция растения. При
этом содержание в почве питательных элементов, доступных растениям, не
возрастало [Vreekenbuijs et al., 1997]. Предполагается, что простейшие
непосредственно влияют на физиологические свойства растений или изменяют структуру ризо-
сферной микробиоты. действуя на рост микроорганизмов [Jentschke et al., 1995].
Регуляция фауной микробного комплекса зависит от обеспеченности
микроорганизмов питательными элементами. При относительно высоком содержании в почве
доступных питательных веществ, как, например, при разложении люцерновой муки
127
(C:N = 28), микрофауна сдерживает микробную продукцию и скорость
минерализации, а при разложении пшеничной соломы (C:N = 87) или крахмала, наоборот,
стимулирует. По-видимому, в первом случае происходит преимущественная атака
животными активной микробной биомассы, сдерживающая ее прирост. Во втором
случае мы, по-видимому, имеем дело с компенсаторным ростом. В случае дефицита
доступных элементов микрофауна стимулирует скорость минерализации.
Размер популяций микрофауны, деятельность которой отражается на
продукции микроорганизмов, может быть очень невелик. Почвенные нематоды
оказывают значительно большее влияние на продукцию микробной биомассы и
интенсивность дыхания, чем коллемболы и клещи. Трофическая деятельность микро-
артропод может оказывать значительное воздействие на микробные популяции и
интенсивность дыхания в подстилке или разлагающихся экскрементах
макрофауны, но не в минеральных горизонтах почвы.
Интересно, что существует некоторый оптимальный уровень численности нематод,
при котором наблюдаются эффекты стимуляции животными микробной продукции и
активности. Превышение начального уровня выше определенного приводит к
инверсии эффекта - нематоды сдерживают продукцию и активность микробного комплекса
("перевыпас"). Однако и стимулирующее, и сдерживающее влияние нематод на
микробный рост и активность не пропорционально количеству микробной биомассы,
потребленной фауной. Так, на примере 8 видов бактериоядных нематод показано, что
для удовлетворения ростовых и энергетических потребностей одна нематода должна
потребить в сутки количество бактерий, равное удвоенной массе своего тела [Ferris et
al., 1997]. Изменения же в биомассе бактерий под действием нематод намного больше.
По-видимому, воздействие микрофауны в большей степени связано с изменением
физиологического состояния микроорганизмов, чем с мобилизацией питательных.
Весьма вероятно, что наблюдаемые эффекты связаны и с массовым
повреждением животными микробных колоний, приводящим к их гибели. Нематоды и мик-
роартроподы в почве питаются мицелиальными грибами, дрожжами, бактериями и
простейшими. Бесстилетные формы нематод (бактериоядные, всеядные)
пассируют микробные клетки через пищеварительный тракт. Стилетные (грибоядные)
перфорируют мицелий. Потребляя активную и неактивную микробную биомассу,
нематоды экскретируют в почву питательные элементы частично переваренной
микробной биомассы. Перфорирующие формы, протыкая стилетом мицелий в
случайных местах, по-видимому, могут убивать значительную часть грибной
колонии, нарушая систему транслокации веществ по мицелию. Особенно при этом
должны "страдать" грибы с ценоцитным мицелием. Коллемболы перегрызают
мицелий, также нарушая систему транслокации веществ по грибной колонии.
Экскреты, мертвая биомасса и метаболиты поврежденных микробных клеток могут
активизировать микроорганизмы. Возрастание доли активной микробной
биомассы в свою очередь приводит к увеличению скорости минерализации
труднодоступных субстратов. Таким образом, компенсаторный рост микроорганизмов как
реакция на поедание животными, стимуляция микробов при пассаже, воздействие
физиологически активных веществ животных, выделяющихся в микробные клетки
при питании и их экскретов - это факторы положительной обратной связи,
усиливающие микробную активность. Увеличение плотности животных до некоторого
уровня приводит к ингибированию микробных процессов в результате
превышения естественных компенсаторных механизмов (отрицательная обратная связь).
128
СИМБИОТИЧЕСКИЕ АССОЦИАЦИИ МИКРООРГАНИЗМОВ
С БЕСПОЗВОНОЧНЫМИ ЖИВОТНЫМИ
А. де Бари ввел термин "симбиоз" для определения "дружественных и
недружественных ассоциаций различных созданий". В переводе с греческого языка
симбиоз означает "совместное существование". До сих пор, однако, нет
окончательного определения термина симбиоз, с которым согласились бы исследователи.
Терминологический спор является, вероятно, следствием того, что трудно однозначно
определить тип взаимодействия популяций или организмов, входящих в
ассоциацию. С расширением знаний о характере связей между компонентами в
ассоциациях становится очевидным, что в природе может присутствовать одновременно
несколько типов взаимодействия. Симбиотическую систему можно охарактеризовать
только с помощью свойств, отличающих ассоциацию от составляющих ее
популяций или организмов. Эти свойства и являются критерием системы. Методология
системного подхода оказалась достаточно эффективной при исследовании
симбиозов микроорганизмов с беспозвоночными животными [Маргелис, 1983].
По степени близости симбионтов к друг другу выделяют экзо-, экто- и эндосим-
биозы. Экзосимбиозы возникают, когда организмы живут по-отдельности. Эктосим-
биозы возникают между организмами, живущими внутри другого организма. Эндо-
симбиозы - это внутриклеточные симбиозы или симбиозы в специальных органах. По
степени уравновешенности пользы и вреда между партнерами выделяют: мутуализм -
крайняя степень уравновешенности, выгодно для обоих партнеров; комменсализм -
выгодно только одному партнеру, а другому безразлично; и паразитизм - выгодно
только одному партнеру, а другому вредно. По степени взаимозависимости партнеров
различают факультативный и облигатный симбиозы [Стейниер и др., 1979].
Эндосимбиозы с бактериями
Внутри реснитчатой инфузории Paramecium aurelia живут бактерии (каппа-
частицы). Размножение этих бактерий находится под контролем генов хозяина
Бактерии выделяют в цитоплазму парамеции витамин - фолиевую кислоту, которую
простейшее не может синтезировать. Штаммы-киллеры P. aurelia с помощью каппа-
частиц убивают особи того же вида, у которых эти бактерии отсутствуют. Бактерия
выглядит в виде туго скрученной ленты, и, попадая путем фагоцитоза в
чувствительные клетки парамеции, раскручивается и разрывает мембрану пищеварительной
вакуоли, ферменты из нее выходят цитоплазму и вызывают лизис клеток.
В цитоплазме жгутиконосцев, обитающих в кишечнике термитов, и в рубце
жвачных обитают бактерии, которые образуют целлюлазы. Почти все компар-
тменты клетки простейшего могут заселяться бактериями: цитоплазма, вакуоли,
эндоплазматическая сеть, митохондрии, ядерная оболочка. Особый вид
сожительства возникает у спирилл, обитающих внеклеточно на плазматической
мембране некоторых жгутиконосцев из кишечника термитов.
В клетках простейших могут жить эукариотические водоросли.
129
Эндосимбионты есть и у нематод. Известны два семейства нематод, имеющие
большое потенциальное значение как биологические инсектициды: Steinernematidae
и Heterorhabditidae. Энтомопатогенные нематоды имеют уникальную комбинацию
свойств для биологического контроля вредных насекомых. Нематоды активно
отыскивают своего хозяина и убивают его в течение 48 часов за счет высвобождения
собственных симбиотических бактерий Xenorhabdus sp. внутрь насекомых. Бактерии
находятся внутри карманов или пузырьков в пищеварительном тракте молодых
нематод. Они попадают в гемолимфу насекомых. В результате деятельности бактерий
насекомое погибает от сепсисемии, бактерии размножаются на мертвых телах
нематод, а нематоды питаются этими бактериями. Таким образом, бактерии являются
комменсалами (т.е. получают пользу от симбиоза с нематодами, но не приносят им
вреда) для нематод, но паразитами - для насекомых [Стейниер и др., 1979].
В гепатопанкреатических железах (пищеварительный орган) мокриц
присутствуют бактерии. Они были обнаружены с помощью сканирующего
электронного микроскопа. У разных видов мокриц бактерии имеют разную морфологию.
Это очень тонкие палочки диаметром около 0,3 мкм и длинной от 2 до 37 мкм.
Бактерии ассоциированы со слоем микроворсинок на поверхности клеток
гепатопанкреатических желез. Эти бактерии не удается выделить на искусственные
среды. Размеры клеток не позволяют бактериям попасть в железы из
пищеварительного тракта - вход в них закрыт тонкой сеткой. Все это свидетельствует в
пользу того, что они - экстрацеллюларные облигатные эндосимбионты. Их
функции для организма-хозяина неизвестны [Wood, Griffiths, 1989].
Внутриклеточные эндосимбионты обнаружены у многих беспозвоночных. Wol-
bachia - широко распространенные внутриклеточные паразиты ряда
беспозвоночных животных., в первую очередь - членистоногих: насекомых, клещей и мокриц.
Wolbachia pipiens встречается у примерно 20 % исследованных насекомых.
Бактерии, относящиеся к роду Wolbachia (близкие родственники кишечной палочки
Escherichia coli). Размер генома Wolbachia примерно в 4 раза меньше, чем у сво-
бодноживущей Е. coli, что вообще свойственно облигатным эндосимбионтам [Sun
et al., 2001]. Функциональная роль Wolbachia заключается в развитии у животного
изменений в репродукции таких, как цитоплазматическая несовместимость, феме-
низация генетических самцов, убийство самцов, партеногенез. Переходить от
одного хозяина к другому эти бактерии могут только через яйцо. Последние
исследования дают основание предполагать, что Wolbachia - один из примеров
стремительно увеличивающегося числа эндосимбиотических бактерий, индуцирующих
развитие партеногенеза у животного-хозяина [Koivisto, Braig, 2002].
В заднем отделе кишечника тропических многоножек Chicobolus sp., Ortho-
porus sp., Rhapidostreptus virgator обитают простейшие - цилиаты Nyctotherus,
внутри которых живут эндосимбиотические метаногенные бактерии. Они
обнаружены под микроскопом, благодаря характерной автофлуоресценции клеток. В
каждом простейшем может быть более 4000 клеток бактерий. Метаногены
найдены и в цистах простейших. На основании лабораторных опытов рассчитано,
что бактериальные эндосимбионты многоножек играют существенную роль в
глобальной продукции метана [Hackstein, Stumm 1994].
Связь между беспозвоночными животными и их эндосимбионтами, по-
видимому, высоко специфична. Видовая принадлежность беспозвоночного часто
может быть установлена на основе изучения его симбионтов. Так, например,
130
симбиотические бактерии в яичниках являются фактором изоляции подвидов
мокриц Porcello dilatatus [Legrand et al., 1986].
Эндосимбиозы с дрожжами и дрожжеподобными грибами
Многие исследователи обнаруживали, что у некоторых насекомых
присутствуют внутриклеточные симбионты, напоминающие дрожжи или дрожжеподоб-
ные организмы. Они находятся в специализированных клетках или структурах,
называемых соответственно мицетоцитами и мицетомами. Такие эндосимбиозы
возникают, например, у насекомых - личинок и имаго жуков сем. Anobiidae и
жуков-дровосеков сем. Cerambycidae. Мицетомы служат убежищем для эндо-
симбионтов [Buchner, 1965; Gringer, Musgrave, 1966]. Животные не растут без
симбионтов [Steinhaus, 1949; Стейниер и др., 1979; Blackwell, Jones, 1997].
Трудность культивирования дрожжей, которые обнаруживают под микроскопом,
затрудняет их изучение, поэтому были выделены и детально описаны только
некоторые виды. Первый выделенный и изученный вид дрожжей был обнаружен у
личинок и имаго жуков Anobiidae. Дрожжи встречаются в клетках мицетомов,
представляющих собой инвагинацию среднего отдела кишки в эпителиальной
ткани пищеварительного тракта и в других частях тела насекомого.
Культивировать симбионтов из жуков Anobiidae не удавалось. Последующие наблюдения
показали, что личинки, свободные от симбионтов, не растут на субстратах,
которые поддерживали рост личинок с симбионтами. Такое явление было
обнаружено и у других жуков-анобиид Stegobium paniceum. Попытки заразить стерильно
выведенных личинок чужими дрожжами были безуспешными, но животные
легко формировали свою симбиотическую флору в мицетоцитах дрожжами
[Foeckler, 1961]. Считают, что симбионты образуют витамины группы В для
хозяина, а от него получают питательные вещества. Обнаружено также, что
симбиотические дрожжи снабжают своих хозяев стеринами, необходимыми для
развития личинок. При культивировании in vitro симбионты Stegobium paniceum
требовали добавления аспарагина или глутаминовой кислоты в среду с
неорганическим источником азота. Возможно, они получают эти аминокислоты от хозяев.
В дальнейшем удалось выделить симбионты из жуков-анобиид: Torulopsis
karawaiewi из Ernobius abietis, Т. xestobii из Xestobium plumbeum и Т. ernobii из
Ernobius mollis. Были приведены доказательства, что все три группы дрожжей
имели различные физиологические характеристики. Штаммы Т. karawaiewi
требуют для роста включение в среду РНК, либо рост их стимулируется в
присутствии РНК. Этим можно объяснить неудачу попыток выделения эндосимбионтов.
Пищеварительный тракт животных как среда обитания
микроорганизмов (эктосимбиозы)
В кишечнике беспозвоночных создаются совершенно специфические условия,
отличные от почвенных. Пищевой субстрат в кишечнике, как правило,
подщелачивается и увлажняется до относительно постоянного уровня. Пищеварительные
ферменты животных осуществляют гидролиз некоторых органических веществ
опада, делая его более доступным для микроорганизмов [Стриганова,1980].
Однако этот вопрос остается дискуссионным. Существует мнение, что беспозво-
131
ночные животные в целом не способны к гидролизу растительных полимеров
[Паников и др., 1985]. По-видимому, животные могут регулировать и
температурный режим своего тела, мигрируя по почвенному профилю в направлении
более благоприятных гидротермических условий [Стриганова, 1980].
Ключевые факторы, которые определяют пригодность пищеварительного
тракта для колонизации микроорганизмами, включают также стимулы,
возникающие в физиологических процессах животных. Это секреция метаболитов,
смягчение твердых кутикулярных слоев жидким течением, амортизация
кислотно-основных и окислительно-восстановительных условий и перемешивание
содержимого полости контактами со стенкой кишечника [Bignell, 1984].
Строение пищеварительного тракта многоножек
Лучше всего строение пищеварительного тракта и его возможные функции
исследованы у почвенных многоножек. Передний отдел кишечника многоножек слабо
колонизирован микроорганизмами. Средний отдел представляет собой
абсорбционную поверхность, поверх которой постоянно секрутируется полупроницаемая пе-
ритрофическая мембрана. Она образуется на границе переднего и среднего отдела
кишечника. Мембрана обволакивает пищевой субстрат, не давая ему контактировать
с эпителием среднего отдела кишечника. В мембране есть отверстия размером около
0,1-0,2 мкм. Теоретически такая мембрана должна препятствовать проникновению
подавляющему числу почвенных микроорганизмов к поверхности эпителия, хотя
прямых доказательств этому нет. Перитрофическая мембрана состоит из хитина,
белка и мукополисахаридов. Чаще всего она разрушается в заднем отделе. В этом
месте микроорганизмы, поглощенные с пищей, могут колонизировать поверхность
кутикулы, а также попадать в средний отдел, продвигаясь в обратном направлении.
Функции перитрофической мембраны до конца не ясны. Вместе с тем, очевидно, что
она защищает эпителий среднего отдела кишечника от механического повреждения.
Полупроницаемость мембраны способствует радиальному перевариванию.
Макромолекулы частично гидролизуются в эндоперитрофическом пространстве (внутри
пищевого комка), ди- и олигомеры - в эктоперитрофическом пространстве (около
эпителия), а конечные стадии переваривания происходят либо внутри клеток
эпителия, либо на поверхности мембраны апикальных клеток эпителия, на которой
находятся ферменты [Bignell, 1984; Hopkin, Read, 1992].
Кутикула заднего отдела кишечника имеет выросты и шипы разной формы,
которые представляют местообитания для микроорганизмов [Crawford et
al.,1983]. В просвет кишечника на границе среднего и заднего отделов впадают
мальпигиевы сосуды (орган выделительной системы). Их функция - поставлять в
кишечник жидкость, содержащую многие вещества гемолимфы в
пропорциональных концентрациях. Эти секреты представляют собой не только
питательный бульон со сбалансированным составом веществ, но и эффективный
буферный раствор. Это создает благоприятные условия для микробной колонизации
[Bignell, 1984]. Мальпигиевы сосуды участвуют также в экскреции продуктов
азотного обмена. У многоножек это - аммоний (должен экскретироваться
быстро) и мочевая кислота (может накапливаться в заднем отделе в твердом виде).
Мочевина обнаруживается редко. Соотношение аммония и мочевой кислоты
варьирует у разных видов. Например, у Cylindroiulus londinensis 20 % небелково-
П2
го азота в конечных продуктах приходится аммоний и 70 % - на мочевую
кислоту. У Glomeris marginata 40 % - аммоний и 33 % - мочевая кислота [Hopkin,
Read, 1992]. В экскрементах многоножек Glomeris marginata мочевая кислота не
обнаруживается. Это, возможно, свидетельствует о том, что мочевая кислота ре-
утилизируется, когда в пище недостаточно азота [Anderson, Ineson, 1984a].
В среднем отделе кишечника многоножек аэробные условия. У Glomeris
marginata ОВ-потенциал варьирует в пределах +267 - +307 mV. В заднем отделе условия
умеренно восстановительные: +167 - +277 mV [Bignell, 1984]. Значение рН в
просвете кишечника близко к нейтральному: 6-8 [Bignell, 1984]. В среднем отделе
кишечника диплоподы Pachyiulus jlavipes концентрация глюкозы 6,0 ммоль/л (1,08 г/л), а в
центрифугате из заднего отдела в 2 раза выше - 12,7 ммоль/л (2,29 г/л). В среднем
отделе кишечника диплоподы Rossiulus kessleri концентрация глюкозы почти такая
же - 7,1 ммоль/л (1,28 г/л) [Вызов, 2003]. Такое высокое содержание глюкозы,
сопоставимое с тем, что содержится в питательных средах (и в крови человека!), говорит
об интенсивном гидролизе углеводов в кишечнике многоножек.
Ферментативная активность в пищеварительном тракте
Многоножки
У многих многоножек обнаружены ферменты, гидролизующие липиды, белки и
углеводы [Nunez, Crawford, 1977; Neuhauser, Hartenstein, 1976; Kaplan, Hartenstein,
1978; Neuchauser et al., 1978]. У многоножек класса Diplopoda обнаружены карбо-
гидразы, расщепляющие олигосахара: целлобиозу, мальтозу, рафинозу, сахарозу,
трегалозу. У некоторых многоножек найдена хитиназная активность, что
указывает на их способность разрушать клеточные стенки грибов [Nielsen, 1962; Marcuzzi,
Turchetto, 1975]. Однако нет строгих доказательств того, что многоножки могут
переваривать более труднодоступные компоненты растительного опада:
целлюлозу и лигнин. Данные противоречивы. С одной стороны рассчитано, что
азотсодержащие органические соединения пищи поставляют лишь незначительную часть
энергии, затрачиваемой диплоподами Glomeris на обменные процессы, а 70%
энергии поступает за счет разложения клетчатки [Bocock, Heath, 1967]. Б.Р. Стри-
ганова [1970] также сообщает, что кивсяк Pachyiulus foetidissimus способен к
гидролизу целлюлозы. У Polydesmus angustus обнаружена способность гидролизовать
целлюлозу, гемицеллюлозы и пектин [Beck, Friebe, 1981]. В то же время у
многоножек сем. Glomeridae и Polydesmidae целлюлазы не найдены [Nielsen, 1962;
Marcuzzi, Turchetto, 1975]. У пустынных многоножек Orthoporus ornatus и Comanchelus
sp.9 деградация целлюлозы и гемицеллюлозы происходит в среднем отделе
кишечника, а пектина - в заднем. Предполагается, однако, что гемицеллюлазы и 0-
глюкозидазы у обеих многоножек, и Сх-целлюлазы и пектиназы у О. ornatus, -
имеют микробное происхождение. Это подтверждено экспериментами, в которых
кишечные микроорганизмы подавляли антибиотиками. В этих условиях
многоножки ассимилировали меньше 14С-целлюлозы и экскретировали меньше 14С-
соединений [Taylor, 1982]. Целлюлазы могут образовывать микроорганизмы,
обитающие в кишечнике, или они поступают из разрушенных грибов, как это
происходит у термитов [Hopkin, Read, 1992]. Почвенные беспозвоночные не способны
образовывать Сгцеллюлазу, но обнаружены Р-глюконаза (Сх-целлюлаза) и целло-
биаза животного происхождения. Данные о том, что у животных есть Ср
133
целлюлаза, получены на нестерильных особях, а значит нельзя исключать их
микробное происхождение [Pokarzhevskii et al., 2003].
Neuchauser et al. [1978] показали, что многоножка Oxidus gracilis не способна
разлагать меченные 14С компоненты лигнина. Pseudopolydesmus serratus
разлагала компоненты лигнина [Neuhauser, Hartenstein, 1976].
Эффективность ассимиляции растительного материала у диплопод обычно не
превышает 20 % [Wolters, Ekschmitt, 1997], а микробных клеток - 70-95 %
[Bignell, 1989].
Мокрицы
Мокрицы - всеядные животные, но предпочитают питаться сильно
разложенным растительным материалом. Эффективность ассимиляции растительного
материала у них менее 10 %, а микробных клеток более 70 %. Эффективность
ассимиляции увеличивается при снижении скорости прохождения пищи через кишечник,
т.е. чем дольше пища задерживается в кишечнике, тем полнее она используется.
Копрофагия, т.е. питание экскрементами - одно из приспособлений для
повышения "гибкости" пищеварительной системы. Животные "используют"
микроорганизмы экскрементов для более глубокого переваривания растительных остатков и
затем их же потребляют [Wolters, Ekschmitt, 1997]. Существует мнение, что
мокрицы могут образовывать целлюлазы. Оно основано на том, что целлюлазная
активность в начале заднего отдела кишечника отрицательно коррелировала с числом
бактерий-эктосимбионтов. В тоже время в среднем отделе кишечника обнаружены
симбиотические бактерии, которые могут образовывать целлюлазы [Zimmer, Topp,
1997]. Строго доказательства, однако, не приведено.
Гастроподы
Растительноядные животные, за исключением некоторых хищных. Многие -
потребители грибов и детрита. Даже близкие виды могут принадлежать к разным
трофическим группам. Возможна смена пищевого поведения. Эффективность
ассимиляции сапрофаговых гастропод выше, чем у других сапрофагов - до 45-70 %,
вероятно, за счет богатства ферментов пищеварительного тракта. У слизней и
улиток обнаружена высокая удельная активность целлюлаз. Это позволяет им
переваривать трудно разлагаемые растительные остатки [Wolters, Ekschmitt, 1997].
Дояедевые черви
Дождевые черви пропускают пищу через свой кишечник очень быстро - в
течение нескольких часов, при этом, чем меньше концентрация органических
веществ в пище, тем скорее она проходит через кишечник [Hartenstein, Hartenstein,
1981]. У дождевых червей обнаружены разнообразные гидролитические и
окислительные ферменты, которые участвуют в переваривании растительных остатков и
микробной биомассы. В переднем и среднем отделах кишечника Lumbricus ter-
restris активность протеаз, амилаз, содержание белка и ионов кальция значительно
выше, чем в заднем отделе. Напротив, концентрация аммония намного выше в
заднем отделе. В заднем отделе сосредоточена и более высокая активность глутамат-
дегидрогеназы и сериндегидрогеназы. Концентрация аммония в экскрементах
намного выше, чем в окружающей почве. Предолагают, что образование аммония в
заднем отделе кишечника - результат активности ферментов, образуемых кишеч-
134
ным эпителием. Возможно, ионы аммония и кальция играют роль ионообменников
в абсорбционной функции кишечника червей [Tillinghast et al., 2001].
У дождевых червей Allolobophora и Eisenia обнаружена протеазы, которые
образуются в глотке и переднем отделе кишечника при рН 6,3. Далее в
пищеварительный тракт поступают выделения известковых желез, которые
обеспечивают более высокое значение рН (6,5-7,3), при котором достигается
максимальная активность протеолитических ферментов. Протеазы, выделяемые
слизистым эпителием, обнаружены также в желудке червей, в среднем и заднем
отделах кишечника [Laverack, 1963; Jeauniaux, 1969]. В кишечнике червей Lum-
bricus terrestis протеолитическая активность обнаружена и при более низких
(5,2-5,7) и более высоких (7,7-8,3) значениях рН [Негап, 1956]. Таким образом,
белки и их производные разрушаются на протяжении всего пищеварительного
тракта дождевых червей.
В средней кишке дождевых червей обнаружена хитиназа и амилаза при рН 6,8-
7,0. Эти ферменты, однако, не отличались высокой активностью [Laverack, 1963].
В пищеварительном тракте дождевых червей обнаружены целлюлазы [Тгасеу,
1951; Loquet, Vinceslas, 1987; Lattaud et al., 1998]. Их активность максимальна в
переднем и среднем отделах кишечника, отсутствовала в глотке. В содержимом
кишечника активность целлюлазы была заметно выше, чем в гомогенатах
кишечного эпителия [Loquet, Vinceslas, 1987]. Стерильные (лишенные кишечных
симбионтов) черви также содержали целлюлазы в гомогенатах тканей кишечника
[Whiston, Seal, 1988]. В стенках кишечника L. terrestris обнаружены глюкозида-
зы, а также инвертаза [Nielsen, 1962].
Особенно интересны работы, изучающие ферментативную активность
кишечника червей, питающихся почвой, бедной органическими остатками - так
называемых геофагов или эндогейных. Считают, что такие черви переваривают
собственно почвенное органическое вещество, а эффективность переваривания
повышается благодаря мутуалистическим отношения с кишечной микробиотой
[Trigo, Lavelle, 1993]. Предполагают, что и сами черви образуют
гидролитические ферменты. У тропического червя Polypheretima elongata найдены
разнообразные гликозидазы, возможно, участвующие в переваривании субстратов,
содержащихся в растительных остатках и грибных гифах (целлюлозу, маннан).
Активность обнаружена как в кишечных тканях, так и в содержимом кишечника,
что позволило предположить, что эти ферменты образует животное [Lattaud et al.,
1997]. Некоторые гликозидазы все же образуются червями, а другие - симбиоти-
ческими микроорганизмами. У P. elongata активность маннаназы и целлюлазы
обнаружена в тканях кишечника, а у двух других видов Pontoscolex corethrurus и
Millsonia anomala - нет [Lattaud et al., 1998]. Гликозидазная активность ообнару-
жена и в кишечниках эпигейных червей Microscolex kerguelensis и Dendrodrilus
rubidus tenuis. Оба вида могли использовать крахмал, мальтозу, ламинарии, N-
ацетилглюкозамин, что позволило сделать вывод об их способности
переваривать корни растений, дрожжи, бурые водоросли и грибы. Однаружена также
активность против лихенина, ксилана, целлюлозы и карбоксиметилцеллюлозы.
Деградация углеводов происходила, в основном, в переднем и/или в среднем
отделе. Черви не гидролизовали лактозу, сахарозу и целлобиозу. Таким образом, у
этих эпигейных червей не найдено всех ферментов, необходимых для
разрушения целлюлозы [Prat et al., 2002].
135
Микроартроподы
Хитиназа, трегалаза и целлюлаза обнаружены в гомогенатах клещей-
орибатид. Показатель ферментативной активности кишечника используют для
классификации клещей по пищевому ресурсу (трофические гильдии):
питающиеся грибами и способные разрушать их клеточную стенку (хитиназа), питающиеся
грибами, но только содержимым их клеток (трегалаза) и переваривающие
высшие растения (целлюлаза) [Siepel, de Ruiter-Dukman, 1993]. В этой работе,
однако, не было разделено участие самих животных и их микробных симбионтов или
ферментов микробного происхождения, попадающих в пищеварительный тракт.
Видно, что данные о ферментативной активности пищеварительного тракта
почвенных беспозвоночных весьма разнообразны, но и противоречивы.
Возможность животных самостоятельно образовывать ферменты, участвующие в
гидролизе сложных растительных полимеров: целлюлозы и лигнина, а также
полисахаридов клеточных стенок грибов, требует специальных исследований. Все
исследования такого рода должны исключить деятельность микроорганизмов. Это
чрезвычайно сложно экспериментально, но представляется единственным
способом разделить вклад животных и их симбионтов в ферментативные процессы.
Микробные сообщества, ассоциированные с пищеварительным
трактом почвенных беспозвоночных: состав и функции
Одно из проявлений регуляторной роли беспозвоночных в отношении
микробного населения почвы - установление и поддержание ассоциаций с
микроорганизмами, в которых животные и микроорганизмы существуют
взаимообусловлено. Наиболее ярко эти взаимодействия реализуются с микроорганизмами
пищеварительного тракта животных, которые образуют с ними симбиозы. Одно из
основных свойств, определяющих кишечные симбиозы, - наличие стабильных
сообществ микроорганизмов в пищеварительном тракте. На наш взгляд
термином "сообщество" следует определять ту совокупность организмов, которая
имеет относительное постоянство состава и структуры, а также внутренние и
внешние функциональные связи.
В то время как у наземных растительноядных насекомых были обнаружены
кишечные ассоцианты: бактерии и дрожжи [Густелева, Исаев, 1982; Шивокене,
Малукас, 1984; van der Walt, 1972], вопрос о существовании истинных кишечных
симбионтов у животных - так называемых "сапротрофов", питающихся в почве,
оставался открытым. Существовало мнение, что в кишечнике этих животных
обитают те же микроорганизмы, что в почве [Bassalik, 1913; Parle, 1963; Dixon,
1975]. Даже выделение специфических микроорганизмов, таких, как бактерии
родов Klebsiella, Escherichia и Enterobacter (диплоподы) [Ineson, Anderson, 1985;
Szabo et al., 1987]; Enterobacter и Plesiomonas (личинки бибионид) [Szabo et al.,
1974]; семейства Vibrionaceae (дождевые черви) [Contreras, 1980], не
обеспечивало доказательства принадлежности их к истинным симбионтам. Hopkin и Read
[1992] указывали на то, что нет строгих доказательств существования кишечных
симбионтов у почвенных многоножек. Прорыв был сделан, когда методом
сканирующей электронной микроскопии в кишечнике высших, питающихся почвой,
термитов [Bignell et al., 1980; 1983], мокриц [Griffiths, Wood, 1985] и дождевых
136
червей [Jolly et al., 1993] были обнаружены бактерии, прикрепленные к стенкам
кишечника.
Настоящий раздел работы посвящен рассмотрению симбиотических
ассоциаций микроорганизмов и почвенной макрофауны: термитов, многоножек,
дождевых червей, мокриц, а также установлению морфологических, таксономических
и функциональных особенностей кишечных симбионтов и роли животных (как
хозяев) в регуляции кишечных сообществ.
Морфология
Бактерии и простейшие
Термиты
В среднем и заднем отделах кишечника низших термитов, питающихся дре-
висиной (сем. Masto-, Kalo-, Hodo-, Rhino- и Serritermitidae), питающихся
низкоценными субстратами, содержащими много целлюлозы, мало азота и белков,
значения рН 6,0-7,5. В среднем отделе кишечника условия аэробные. В
центральной части просвета заднего отдела кишечника, который занимает около
40 % от объема, создаются строго анаэробные условия - Eh -230-270 mV, а по
бокам ближе к стенкам кишечника содержание кислорода намного выше и
условия микроаэрофильные. Плотность популяций бактерий в заднем отделе
достигает 109-1010 клеток/мл, а простейших 107 клеток/мл. Микробные клетки
составляют около 60 % массы содержимого кишечника термита. У низших термитов
отношение численности простейшие/бактерии около 1:100. Для сравнения в рубце
жвачных это отношение 1:100000. Большинство бактерий факультативные и
строгие анаэробы. Строгий анаэробиозис создается за счет того, что бактерии,
прикрепленные к кишечному эпителию, поглощают кислород при дыхании и не
допускают его, таким образом, вглубь кишечника. Среди них выделяются
представители сем. Enterobacteriaceae, Staphylococcus, Bacillus, Streptococcus. В центре
кишечника обитают строгие анаэробы рода Bacteroides, Fusobacterium.
Встречаются спирохеты до 100 мкм в длинну, свободно плавающие в кишечной
жидкости и прикрепленные к реснитчатым простейшим. Это, так называемый,
подвижный симбиоз. Спирохеты не культивируются на искусственных средах. В
процессе переваривания целлюлоза и гемицеллюлозы разрушаются на 65-99 %.
Эффективность ассимиляции древесины у низших термитов составляет 54-93 %.
В 40-х годах 20-го столетия английский исследователь R. Hungate предложил
модель симбиотического переваривания у низших термитов. Термиты обгрызают
древесину и сильно измельчают ее, частицы древесины поглощаются в заднем
отделе кишечника анаэробными простейшими за счет фагоцитоза. Целлюлоза, кси-
ланы и маннаны анаэробно гидролизуются до мономеров простейшими, затем
сбраживаются простейшими и бактериями Streptococcus, Bacteroides,
Fusobacterium, Lactobacillus и энтеробактериями до ацетата, пропионата, бутирата, лактата,
формиата, углекислого газа и воды. Ацетат - главный продукт сбраживания. Он
используется термитом за счет аэробного окисления в клетках эпителия
кишечника. Простейшие питаются бактериями, обитающими в просвете заднего отдела
кишечника. Эти бактерии - строгие анаэробы. Они образуют метан из водорода и
углекислого газа (метаногены), и, являясь стоком электронов, "вытягивают" процесс
анаэробного разложения целлюлозы в заднем отделе кишечника термитов. Водо-
137
род может также поглощаться гомоацетогенами ацетобактериями Acetobacterium
как сток для электронов с образованием ацетата [Стейниер и др., 1979].
Низшие термиты могут сами образовывать Сх-целлюлазы, но не Сг
целлюлазы, которые необходимы для расщепления кристаллической целлюлозы.
Термитов рассматривают как серьезный источник метана в атмосфере. При
питании чистой целлюлозой термит образует более 1000 нмоль СНУг час.
Термиты имеют бактериальных симбионтов, осуществляющих фиксацию азота.
Это бактерии Citrobacter freundii, Enterobacter agglomerans и др. За счет азотфикса-
торов они могут покрывать до 50 % нужд в азоте. Активность азотфиксаторов тем
выше, чем ниже концентрация азота в корме. У термитов существуют уникальные
способы концентрации азота такие, как накопление и повторное использование
азотсодержащих метаболических отходов, переваривание и ассимиляция кишечных
микроорганизмов, продуктов их лизиса и экскретов (симбиотическое питание).
Мочевая кислота - главный конечный продукт азотного обмена у термитов. Кишечные
симбиотические бактерии могут осуществлять анаэробный гидролиз мочевой
кислоты и использовать ее как источник энергии. Главные продукты гидролиза -NH3, C02
и ацетат. Ацетат снова используется термитом. Ионы аммония термит также может
использовать, так как животное имеет в тканях глютаминсинтетазу (синтез
аминокислоты глютамина). Ионы аммония используются и бактериями, обитающими в
заднем отделе. Затем бактерии могут секретировать азот, сами лизироваться,
выходить с экскрементами. Термит, таким образом, использует повторно этот азот за счет
копрофагии (потребления экскрементов) или трофолаксиса (слизывания выделений
молодью). За счет оборота мочевой кислоты термиты могут удовлетворять до 30 %
биосинтетических потребностей [Стейниер и др., 1979].
Высшие термиты представляют до 80 % от всех термитов. Они питаются
почвой. Их пищеварение - уникальное явление. Они поглощают почву и строят гнезда
из тонкого глинистого материала. В верхних отделах кишечника создаются сильно
щелочные условия (рН = 12) и строгий анаэробиозис. В этих условиях происходит
щелочной гидролиз почвенного органического вещества. Это чисто химический
процесс В верхнем отделе не живут бактерии. Продукты гидролиза поступают в
следующий отдел кишечника, где рН падает до 8,0-8,5, а парциальное давление
кислорода приближается к условиям в почве. В нем обитают факультативно-
анаэробные бактерии, которые используют продукты гидролиза, растут на них и
продвигаются в нижние отделы. Здесь они встречают еще одну анаэробную зону.
В следующей аэробной зоне обитают актиномицетоподобные бактерии (выделено
более 100 штаммов). Средствами сканирующей и просвечивающей электронной
микроскопии показано, что у термита Cubitermes servus заключенная в перитрофи-
ческую мембрану почва на всем протяжении средней кишки окружена густой
сетью филаментов диаметром 0,15-0,8 мкм. По ультраструктурным признакам эти
организмы были отнесены к актиномицетам. Их мельчайшие отростки вступают в
прочную связь с эпителием средней кишки. Предполагается, что эти актиномицеты
выделяют антибиотики, убивают "прибывающие" к ним бактерии и питаются ими.
Продукты разложения бактерий использует термит [Bignell et al, 1991].
Многоножки
Исследования микроорганизмов кишечника многоножек ограничиваются
группой диплопод (Diplopoda). Кишечник диплопод представляет собой идеальную сре-
138
ду обитания для микроорганизмов: там постоянно влажно, относительно постоянные
значения рН и ОВ-потенциала, среда хорошо перемешивается [Bignell, 1984]. Хотя
без сомнения микроорганизмы важны для многоножек, строгих доказательств
наличия симбиотической микробиоты в их пищеварительном тракте не много.
У кивсяка Cylindroiulus sp. с помощью сканирующей электронной
микроскопии обнаружены актиномицетоподобные гифы, прикрепленные одним концом к
кутикулярному слою в заднем отделе кишечника. Тонкие гифы диаметром 1,2-
1,3 мкм обнаружены у Tachypodiulus sp. [Bignell, 1984]. С помощью
люминесцентного микроскопа в кишечнике кивсяка Pachyiulus flavipes, которого кормили
спорами Streptomyces olivocinereus, обнаружены светящиеся гифы этого актино-
мицета [Полянская и др. 1996].
Полянская с соавт. [1996] отмечают очень большую численность бактерий в
кишечнике кивсяка P.flavipes, которого кормили неделю стерильной кристаллической
целлюлозой. С помощью этого приема, предложенного ранее [Byzov et al., 1993 b],
можно существенно (хотя и не полностью) очистить пищеварительный тракт от
привходящих с пищей микроорганизмов. По данным люминесцентной микроскопии
число прокариотических клеток в среднем, заднем отделах и в свежих экскрементах
составляет соответственно 10й, 2,5 * и 1011 клеток/г. Длина гиф актиномицетов
достигает соответственно 5,22 и 15 м/г тканей кишечника или экскрементов. Близкая
численность бактерий обнаружена у многоножки Chicobolus sp. при окраске клеток
DAPI (4',6-диамидино-2-фенилиндол - флюоресцирующий краситель, который
связывается с ДНК, легко проникает через интактные мембраны и может окрашивать
живые и фиксированные клетки). Актиномицеты, однако, обнаружены не были [Са-
zemier et al., 1997]. Численность аэробных бактерий в кишечнике многоножки Glom-
eris marginata составила 2,8 х 109 КОЕ/г [bieson, Anderson, 1985]. Отношение числа
бактерий, полученного методом посева и микроскопии выше в свежих экскрементах,
чем в подстилке, которой животные питаются. Это позволило предположить, что
среда кишечника благоприятна для роста бактерий [Anderson, Bignell, 1980].
Анализ, проведенный с помощью сканирующего электронного микроскопа,
показывает, что поверхность эпителия и кутикулы стенок кишечника диплопод
Megaphyllum projectum, M. rossicum, Glomeris connexa, Leptoiulus polonicus,
Pachyiulus flavipes колонизирована бактериями разных морфотипов. Среди них -
очень мелкие кокки (< 0,2 мкм в диаметре), палочки, короткие палочки,
изогнутые формы, кокки или короткие палочки, образующие короткие цепочки, V-
образные, похожие на коринеформные бактерии и образующие гифы. Бактерии
распределены неравномерно и в виде микроколоний (рис. 46, 47). Численность
клеток в микроколонии может достигать нескольких тысяч, а во всем кишечнике
- 108-109 клеток. Численность бактерий увеличивается от переднего отдела к
заднему. При близкой численности плотность заселения кишечника на 1-2
порядка выше, чем поверхности почвенных частиц (1 г кишечника диплопод =
около 10 см2, 1 г почвенных частиц = десятки м2). Бактерии заселяют поверхность
частиц содержимого кишечника, остатки перитрофической мембраны в заднем
отделе (рис. 47, в-е) и свежие экскременты (рис. 47, ж). В экскрементах
обнаруживаются частично разрушенные бактериальные клетки (рис. 47, з).
Гифы актиномицетов (толщина гиф около 0,5 мкм) обнаруживаются на
внутренней поверхности перитрофической мембраны (нативная перитрофическая
мембрана представлена на рис. 48, а, б) и на ее остатках в заднем отделе кишечни-
139
I мкм
Рис. 46. Бактерии на поверхности эпителия и кутикулы стенок кишечника
диплопод (сканирующая электронная микроскопия)
140
Рис. 47. Бактерии в содержимом кишечника (а—г), в свежих экскрементах
(д, е) и на остатках перитрофической мембраны в заднем отделе кишечника
диплопод (ж, з) (сканирующая электронная микроскопия)
141
ка (рис. 48, в, г). Актиномицеты не встречаются на поверхности эпителия
кишечника в среднем отделе, напротив, поверхность кутикулы в заднем отделе
интенсивно заселена актиномицетами. Встречаются гифы, похожие на стрептомицеты
- образуют цепочки спор (рис. 48, д-з). Гифы актиномицетов обильно заселяют и
содержимое кишечника диплопод (рис. 49).
На основании анализа более чем 2000 микрофотографий бактерий,
полученных автором этой книги с помощью сканирующего электронного микроскопа,
B.C. Гузевым и Д.Г. Звягинцевым [Гузев, Звягинцев, 2003] при участии СВ.
Левина установлены средние размеры бактериальной клетки, встречающейся в
кишечнике и экскрементах диплопод. Выборка представлена бактериями,
ассоциированными с диплоподами Megaphyllum projectum, M. rossicum, Glomeris connexa,
Leptoiulus polonicus и Pachyiulus flavipes. Диаметр составляет 0,65 ± 0,02 мкм,
длина - 1,34 ± 0,04 мкм, а объем - 0,6 ± 0,08 мкм3. Для сравнения эти величины у
бактерий, обитающих в почве, составляют соответственно 0,85 ± 0,04, 1,53 ± 0,08
мкм и 0,86 ±0,16 мкм3, а у бактерии, ассоциированной с растениями - 0,66 ±
0,02, 1,44 ± 0,1 мкм и 0,5 ±0,1 мкм . Таким образом, бактерии, ассоциированные
с диплоподами, имеют меньшие размеры, чем обитающие в почве и близки по
размерам к бактериям, ассоциированным с растениями. Авторы считают, что в
местах с повышенным содержанием питательных веществ, какими являются
пищеварительный тракт животных (и ризосфера растений), размеры бактерий
должны быть меньше из-за их повышенной метаболической активности. Это дает
основание предполагать, что бактериальное сообщество пищеварительного
тракта отличается от почвенного большей физиологической активностью.
Дождевые черви
С помощью сканирующего электронного микроскопа обнаружены тонкие
гифы микроорганизмов на стенках кишечника дождевых червей Lumbricus terrestris
и Octolasion суапеит, вросших одним концом в кишечный эпителий [Jolly et al.,
1992]. Морфологические и ультраструктурные признаки дают основания отнести
эти организмы к актиномицетам. Возможно, они являются симбионтами червей.
Мокрицы
Численность протеобактерий в заднем отделе кишечника мокрицы Oniscus
assellus составила 2,7 х 108 КОЕ/г, актиномицетов 3,8 х 107 КОЕ/г. С помощью
световой и сканирующей электронной микроскопии в промытом заднем отделе
кишечника мокриц обнаружили метаболически активные палочковидные
бактерии, прикрепленные к кутикуле [Griffiths, Wood, 1985].
Микроартроподы
В кишечнике коллемболы Folsomia Candida, объем которого составляет всего
0,7-11,2 нанолитров (0,0007-0,01 мм3) в зависимости от активности питания, с
помощью сканирующего электронного микроскопа обнаружено множество
бактерий, имеющих очень однородную морфологию - палочки размером 0,25 х 0,8-
1,0 мкм. В среднем отделе кишечника они покрывают плотным слоем перитро-
фическую мембрану. В зависимости от стадии линьки, которая происходит с
интервалом около 4-х суток, численность аэробных гетеротрофных бактерий
варьировала в пределах 4,9 х 102 - 2,3 х 106 КОЕ на особь [Thimm et al, 1998].
142
Рис. 48. Перитрофическая мембрана диплопод (а, б), гифы актиномицетов на
внут-ренней поверхности перитрофической мембраны и на ее остатках — в
заднем отделе кишечника (в—з), гифы стрептомицетов с цепочками спор
(49, д—з) (сканирующая электронная микроскопия)
143
Рис. 49, Гифы актиномицетов в содержимом кишечника диплопод
(сканирующая электронная микроскопия)
144
Дрожжи
Дрожжевые клетки были обнаружены в кишечнике диплопод Megaphyllum
rossicum, М. projection, Glomeris connexa, Pachyiulus flavipes и Leptoiulus
polonicus. Морфология клеток очень однородная, похожая: овальные
почкующиеся в нескольких направлениях клетки, округлые сумки, внутри некоторых
видны аскоспоры. Дрожжи встречаются и в среднем, и в заднем отделах
пищеварительного тракта диплопод (рис. 50), однако их плотность больше в заднем
отделе кишечника. В среднем отделе кишечника Megaphyllum projectum видны
вегетативные клетки дрожжей, похожих на дебариомицеты (рис. 50, в, г),
разрушенные аски и аскоспоры внутри них (рис. 50, д, е). Вероятно, эти клетки попали
в средний отдел из заднего за счет антиперистальтического движения кишечника
Численность дрожжей может достигать 104 КОЕ на кишечник или 105 КОЕ/г
кишечной ткани. Это очень высокая численность. В природе сравнимое
количество дрожжей обнаружено только на растениях [Чернов, 2005].
При патологии (см. ниже) у диплопод отмечается массовое развитие дрожжей на
поверхности кишечного эпителия в среднем отделе и даже в переднем отделе
кишечника (см. рис. 54) [Вызов и др., 1993; Byzov et al., 1993 a, b; Byzov et al., 1996].
Мицелиальные грибы
Нативный мицелий микромицетов не обнаружен в кишечнике диплопод
Pachyiulus flavipes, Glomeris connexa и Chromatoiulus rossicus. Встречаются лишь
фрагменты разрушенного мицелия - "пустые*' гифы.
Таксономический состав и структура пристеночного и полостного
микробного сообществ пищеварительного тракта
Хотя и принято считать, что микроорганизмы очень важны в процессах
пищеварения у животных, пока немного свидетельств того, что у почвенных
беспозвоночных существуют постоянные микробные симбионты, как это показано для термитов.
Чтобы доказать это, необходимо установить, есть ли специфика в составе кишечных
микроорганизмов и показать их функциональную роль в организме-хозяине.
Бактерии
Многоножки
В кишечнике многоножек обнаружены разнообразные бактерии и грибы (табл.
40, 41). Всего исследовано 29 видов почвенных многоножек, в основном, из сем.
Julidae. Для выделения микроорганизмов используют метод посева на питательные
селективные среды. Идентификация выделенных штаммов проводилась по фено-
типическим признакам: морфологическим и физиолого-биохимическим свойствам.
В кишечнике Glomeris marginata обитает много аэробных бактерий - 2,8 х 109
КОЕ/г сухих тканей кишечника [Ineson, Anderson, 1985]. Это больше того
количества, которое выявляется в богатых почвах. С учетом того, что удельная
поверхность кишечника намного меньше, чем почвы, можно уверенно
предположить, что плотность заселения бактериями кишечника намного выше, чем почвы.
Однако таких сравнительных расчетов никто не проводил. Отношение числа
бактерий, выделившихся на питательную среду к числу, полученному при микро-
скопировании, ниже в корме, чем в кишечнике и экскрементах. Это может
означать, что доля активных (культивируемых) клеток больше в кишечнике и экскре-
145
*,, f
m-m
Й%
Рис. 50. Дрожжи в среднем и заднем отделах пищеварительного тракта диплопод.
Разрушающиеся сумки дрожжей (д-е) (сканирующая электронная микроскопия)
146
Таблица 40. Таксономический состав доминирующих бактерий,
изолированных из кишечника и экскрементов многоножек
Класс: род/вид
1 1
Gammaproteobacteria: Klebsiella
spp., Pseudomonas spp.
Actinobacteria: Micrococcus spp.
Gammaproteobacteria: Klebsiella
pneumonia, Enterobacter cloacae,
Plesiomonas sp.
Actinobacteria: Promicromonospora
citrea, Streptomyces chrysomallus, S.
candidus, Streptoverticillium spp., Mi-
cromonospora spp.
Bacilli: Bacillus spp.
Gammaproteobacteria: Klebsiella sp.,
Enterobacter sp., Escherichia sp.,
Plesiomonas sp., Vibrio sp., Erwinia sp.,
Azotobacter sp., Pseudomonas spp.
Alphaproteobacteria: Beijerinckia sp.
Actinobacteria: Mycobacterium sp.,
Rhodococcus sp.,
Promicromonospora-Oerskovia
Flavobacteria: Flavobacterium spp.
Неидентифицированные метаноге-
|ны
Свободноживущие метаногены;
цилиаты с внутриклеточными мета-
ногенами
Actinobacteria: 6 актиномицетов,
Bacilli: Bacillus brevis
Неидентифицированный нокар-
диоформный актиномицет
Gammaproteobacteria: Salmonella
subsp., Pseudomonasfluorescens
Betaproteobacteria: Alcaligenes xy~
losooxidans, Burkholderia cepacia
Gammaproteobacteria: Enterobacter
cloacae
Actinobacteria: Streptomyces badius,
S. fluorescens, S. xanthocidicus, S.
\fllamentosus
Хозяин
2
Chromatoiulus projec-
\tus
Pachyiulus flavipes
Glomeris connexa,
Chromatoiulus ros~
sicus
Chicobolus sp.
Orthoporus sp., Rhapi-
dostreptus virgator;
два неидентифициро-
ванных вида
Glomeris sp.
Glomeris hexasticha
Pachyiulus flavipes
Pachyiulus flavipes
Источник
выделения
3
Кишечник
Стенки
кишечника
Стенки
кишечника
Задний отдел
кишечника
Задний отдел
кишечника
Кишечник,
экскременты
Кишечная
жидкость из
среднего отдела
Перитрофиче-
ская мембрана
Ссылка
4
Contreras,
1980
Byzov et al.,
1993; j
Третьякова и
ДР, 1996; j
Нгуен Дык
Т.Л. и др.,
1996
Byzov et al.,
1996
Hackstein,
|Stumm,1994 |
Gebhardt et 1
al., 2002 j
Szaboetal.,
1985;
Szab6 et al.,
1987;
Chuetal., 1987 |
Вызов, 2003 1
Byzov et al.,
1993;
Третьякова и др.,
1996; Нгуен
ДыкТ.Л. идр.,
1996 |
147
Окончание таблицы 40
1
Gammaproteobacteria: Klebsiella sp.
Actinobacteria: Corynebacterium sp.
Clostridia: Sarcina sp.
Bacilli: Bacillus sp
Actinobacteria: Promicromonospora sp
Gammaproteobacteria: Klebsiella
spp., Enterobacter sp
Actinobacteria: Promicromonospora
enterophila, Micrococcus spp ,Nocardia sp.
Bacilli: Bacillus spp.
Gammaproteobacteria: Pseudomo-
nas sp.
Actinobacteria: Promicromonospora sp,
Rhodococcus sp., Streptomyces carpati-
cus, S. griseolus, S. pseudogriseolus, S.
\paucidiastaticus, S.felleus, S. chrysomal-
Ins, S. aburaviensis, S nitrosporeus, S
globisporus, S. pluricolorescens, S. long-
isporoflavus, S. echinatus, Streptosporan-
gium albidum, Micromonospora spp., Ac-
tinomadura spp.
Bacilli: Bacillus spp.
Flavobacteria: Flavobacterium sp.,
Gammaproteobacteria: Erwinia sp.,
Pseudomonas spp., Azotobacter sp.
Alphaproteobacteria: Beijerinckia sp
Actinobacteria: Streptomyces
\fimicarius, S. griseolus, S. wedmorensis,
Promicromonospora-Oerskovia
Flavobacteria: Flavobacterium spp
Bacilli: Bacillus megaterium,
B. cereus, B. licheniformis
Flexibacteriaceae: Cytophaga sp
unidentified Myxobacteria
Gammaproteobacteria: Escherichia^
coli, Enterobacter agglomerans,
Klebsiella sp, Pseudomonas
\fluorescens
Clostridia: Sarcina sp.
Bacilli: Bacillus sp. sp.
Actinobacteria: Micrococcus sp.
Actinobacteria: Promicromonospora-
type bacteria
Actinobacteria: Promicromonospora
enterophila
2
Schizophyllum sabulo-
sum var. rubripes
Leptoiulus proximus,
Cylindroiulus luridus,
С boleti, Unciger
foetidus
Chromatoiulus projec-
tus, Cylindroiulus
boleti
Pachyiulus Jlavipes
Glomeris connexa,
Chromatoiulus ros-
sicus
Ommatoiulus sabulo-
sus
Leptoilulus proximus,
Chromatoiulus projectus,
Cylindroiulus luridus,
С boleti,
Unciger foetidus
Chromatoiulus
projectus
3
Содержимое
кишечника
Содержимое
кишечника
Содержимое
кишечника
Содержимое
кишечника
Содержимое
кишечника
Содержимое
кишечника
Свежие
экскременты
Экскременты
4
Baleux and
Vivares, 1974
Szabo et al.,
1983
Marialigeti et
al., 1985
Byzov et al.,
1993;
Третьякова и
др., 1996;
Нгуен Дык
Т.Л. и др.,
1996
Byzov et al.,
1996
Jarosz, Kania,
2000
Dzingov et al.,
1982
Jager et al.,
1983 J
148
Таблица 41. Таксономический состав мицелиальных грибов и дрожжей,
изолированных из кишечника и экскрементов
Род/вид
Ascomycetous: Debaryomyces hansenii, To-
rulaspora delbrueckii, Zygowilliopsis cali-
fomicus (DTZ) (=Williopsis californica),
Galactomyces geotrichum
Ascomycetous: Debaryomyces hansenii, To-
rulaspora delbrueckii, Zygowilliopsis cali-
fomicus {=Williopsis californica), Pichia
membranaefaciens, Zygosaccharomyces
rouxii, Saccharomyces paradoxus, Sac-
charomyces transvaalensis, Arthroascus
schoenii, Kluyveromyces thermotolerans,
Citeromyces matritensis, Pichia anomala,
Galactomyces geotrichum,
Candida valida, Candida ingens, Candida
norvegica, Candida friedrichii, Kloeckera
apis
Basidiomycetous: Cryptococcus albidus,
Trichosporon pullulans, Ttichosporon
beigelii, Trichosporon cutaneum,
Aureobasidium pullulans, Rhodotorula rubra
Ascomycetous: Pichia guilliermondii
Trichomycetes
Trichomycetes: Enterobryus (Eccrinales)
He идентифицированные дрожжеподоб-
ные грибы
Хозяин
Pachyiulus
flavipes
Pachyiulus
flavipes
Glomeris
connexa
Diplopoda
Diplopoda
Ommatoiulus
sabulosus
Источник
выделения
Средний
отдел (стенки и
содержимое
кишечника)
Задний отдел
(стенки и
содержимое
кишечника),
свежие
экскременты
Задний отдел
(стенки и
содержимое
кишечника)
Задний отдел
Задний отдел
Содержимое
кишечника
Ссылка
Byzovetal., 1993a
Byzovetal., 1993a;
Vu Nguyen Thanh
1993
Byzovetal., 1993a
Moss, Taylor, 1996
Alencar et al., 2003
Jarosz, Kania, 2000
ментах, чем в субстратах из почвы и подстилки, которыми животное питается
[Anderson, Bignell, 1980]. Численность бактерий у Pachyiulus flavipes тоже очень
высокая - 1,0 - 7,8 х 108 КОЕ/г сухих тканей кишечника. Она увеличивается от
переднего отдела к среднему и заднему: соответственно 0,15, 1,9 и 2,7 х 108
[Вызов и др., 1993; Третьякова и др., 1996]. Меньше бактерий обнаружено в
кишечнике диплопод Chromatoiulus rossicus и Glomeris connexa, соответственно 1,0 х
106 - 2,1 х 107 и 8,0 х 106 - 2,7 х 107 КОЕ/г. На поверхности перитрофической
мембраны тоже много бактерий - около 107 КОЕ/г [Byzov et al. 1996a].
Большинство бактерий, изолированных со стенок кишечника и его
содержимого принадлежат к подклассу Gammaproteobacteria и классу Actinobacteria (см. табл.
39). Среди доминантов, обнаруживаемых большинством авторов, факультативно-
анаэробные Klebsiella, Enterobacter, Plesiomonas, Salmonella, Erwinia, Escherichia и
Vibrio. Эти бактерии доминировали в посевах с отмытых стенок кишечника
диплопод Glomeris connexa, Leptoiulus polonicus и Pachyiulus flavipes (50-80 % всех изо-
149
лятов). Они встречались во всех отделах кишечника, но больше всего их было в
заднем отделе. Их численность составляла 1,0 х 106 - 2,7 х 10 КОЕ/г. Эти бактерии
выделялись из кишечника животных, содержащихся до 6 месяцев в лаборатории и
из голодающих диплопод. В то же время они не выделялись из опада, на котором
животные содержались. Это можно считать косвенным свидетельством их симбио-
тической природы [Третьякова и др., 1996; Byzov et al., 1996 а].
Вторая группа бактерий, которые постоянно выделяются из
пищеварительного тракта многоножек, - это актинобактерии. Среди них обнаружены
представители сем. Promicromonosporaceae, Cellulomonadaceae и Streptomycetaceae. Группа
Promicromonospora-Oerskovia, нокардиоподобные и стрептомицеты всегда
доминируют. Их доля в посевах может достигать 20 %. Нокардиоподобные актиноми-
цеты были впервые изолированы из кишечника многоножек венгерскими
микробиологами [Dzingov et al., 1982; Szabo et al., 1983]. В заднем отделе кишечника и
экскрементах Chromatoiulus projectus обнаружен актиномицет, описанный как
Promicromonospora enterophila [Jager et al., 1983]. Его сочли типичным
кишечным обитателем, т.к. он не сохранялся в стареющих экскрементах [Marialigeti et
al., 1985]. Бактерии типа Promicromonospora были затем обнаружены в
кишечнике, содержимом и свежих экскрементах других многоножек Chromatoiulus ros-
sicus, Leptoiulus proximus, Cylindroiulus luridus, C. boleti, Unciger foetidus и Pachy-
iulus flavipes. Другой моноспоровый нокардиоподобный актиномицет выделили
из кишечника и экскрементов диплоподы Glomeris hexasticha. Предполагалось,
что это промежуточный таксон между родами Oerskovia и Promicromonospora.
Этот микроб практически не встречался в почве и подстилке, не размножался
там, когда его вносили в виде чистой культуры. Вообще считается, что кишечные
микроорганизмы не способны размножаться в экскрементах многоножек
[Anderson, Bignell, 1980]. Они там погибают или сохраняются в виде спор. Это может
быть косвенным свидетельством принадлежности микроорганизма к кишечной
группировке. Прямым доказательством можно считать то, что нокардиоподобные
бактерии выделяются со стенок кишечника, отмытого от содержимого
[Третьякова и др., 1996; Byzov et al. 1996a]. Похожие на моноспоровые
нокардиоподобные обнаруживаются при микроскопичесих исследованиях стенок кишечника
(см. рис. 37) [Byzov et al. 1996a]. Нокардиоподобные у разных многоножек,
возможно, принадлежат не только к разным видам, но и родам [Chu et al., 1987].
Стрептомицеты - еще одна очень многочисленная и разнообразная группа (см.
табл. 39). Стрептомицеты обнаружены на внутренней поверхности перитрофиче-
ской мембраны [Вызов и др., 1993; Нгуен Дык То Лыу и др., 1996; Третьякова и
др., 1996]. Присутствие тонких гиф менее 1 мкм толщиной местами спорулирую-
щего на поверхности стенок заднего отдела кишечника Pachyiulus flavipes
обнаружено с помощью сканирующего электронного микроскопа (см. рис. 48) [Вызов и
др., 1993]. Численность стрептомицетов достигает 105 КОЕ/г кишечных тканей.
У многоножек обнаружены и представители других родов актинобактерии:
Micromonospora, Actinomadura и Streptosporangium. Но их численность обычно
не превышает 104 КОЕ/г.
Необходимо подчеркнуть, что данные по обилию актиномицетов, полученные
методом посева, условны. Их можно использовать только для относительного
сравнения одинаково анализируемых проб. И фрагмент мицелия, и спора дает
колониеобразующую единицу на среде, поэтому трудно оценить реальную плот-
150
ность актиномицетов в микробном сообществе. Это возможно только с
использованием микроскопических методов.
Дождевые черви
Marialigeti [1979] выделил из кишечника Eisenia lucens А1Ъ штамма протео-
бактерий, 73 % из которых принадлежали роду Vibrio - факультативно-
анаэробных бактерий. На доминирование бактерий рода Vibrio в кишечнике
дождевых червей указывают и другие авторы [Contreras, 1980]. В пищеварительном
тракте дождевых червей Octalasium montanum, Fitzingeria platyura depressa и
Lumbricus polyphemus обнаружен ряд видов Streptococcus [Szabo et al., 1987].
Из кишечника червей выделяются и актинобактерии. Как правило, доминирует
один или несколько видов. У червей Eisenia lucens [Contreras, 1980; Ravasz et al.,
1987], Fitzingeria platyura depressa, Allolobophora rosea, Octolasium montanum и
Lumbricus poliphemus [Ravasz et al., 1986; 1987] это стрептомицеты Streptomyces
lipmanii, S. olivaceus, S. antibioticus. Остальные актиномицеты встречаются
спорадически. Высокую плотность актиномицетов в кишечниках дождевых отмечают
многие авторы [Parle, 1963; Shaw, Pawluk, 1986; Dkhar, 1991; Griffiths, Wood, 1985].
Обилие актиномицетов в кишечнике дождевых червей Lumbricus rubellus и
Aporrectodea caliginosa, определенное методом посева и люминесцентной
микроскопией, различно. Объясняют это тем, что черви питаются субстратами,
разложенными в разной степени [Kristufek et al., 1992]. Показано также, что характер
пищи отражается на разнообразии стрептомицетов в кишечнике. Исследования
проводили с подстилочными червями Lumbricus rubellus и почвенным видом
Octalasium montanum. На основе морфо-физиологических свойств было выделено
634 изолята стрептомицетов. В кишечнике L. rubellus превалировали Streptomyces
misakiensis, ? flavovirides и S. nigrifaciens. Однако их не обнаружили у О.
montanum, где доминировали S. nogalater и S. melanosporofaciens [Kristufek et al.,
1989]. Это косвенное свидетельство того, что данные актиномицеты не являются
постоянными обитателями кишечника червей, а развиваются на пищевом
субстрате в кишечнике.
В пищеварительном тракте дождевых червей, по-видимому, есть участки, в
которых поддерживаются анаэробные условия. Доля бактерий, способных к
росту в анаэробных условиях выше в кишечнике, чем в почве [Karsten, Drake, 1995].
Гибридизация с флюоресцирующими ДНК-маркерами с последующим
автоматическим анализом изображения (FISH) - один из современных методов
распознавания и наблюдения определенных бактерий в их среде обитания.
Обнаружена существенная разница в составе популяций бактерий в почве,
пищеварительном тракте и экскрементах червя Lumbricus terrestris. Численность бета- и
гаммапротеобактерий возрастала от переднего отдела к заднему, а численность
альфа протеобактерий больше в экскрементах, чем в заднем отделе кишечника
[Fisher et al., 1995].
Бактерии, выделенные из червей Eisenia fetida, содержащихся 24 часа в
дистиллированной воде, были представлены на 90% быстрорастущими грам-
отрицательными, оксидазо-положительными, бродящими бактериями. Они
идентифицированы как Aeromonas hydrophila (Toyoto, Kimura, 2000).
В таблице 42 суммированы сведения о бактериях, населяющих
пищеварительный тракт разных дождевых червей.
151
Таблица 42. Бактерии, ассоциированные с пищеварительным трактом
дождевых червей
Источник выделения
Eiseniafetida
Eiseniafetida
Eiseniafetida
Octolasium montanum
Fitzingeria platyura de-
\pressa
Lumbricus polyphemus
Eisenia lucens
Fitzingeria platyura
depressa
Allobophora rosea
Octolasium montanum
Lumbricus polyphemus
Lumbricus rubellus
Octolasium lacteum
Lumbricus terrestris
Бактерия
Vibrio spp.*
(73% of isolates)
Klebsiella pneumonia
Erwinia sp. Plesiomo-
nassp.
Aeromonas sp.
Bacillus subtilis-pumilus
Aeromonas hydrophila
Streptococcus spp.
Streptomyces lipmanii
S. olivaceus
S. antibioticus
облигатные анаэробы
не
идентифицированы*
Cytophaga-
Flavobacterium
Филогенетическая
группа
Gammaproteobacteria
Gammaproteobacteria
Gammaproteobacteria
Bacilli
Actinobacteria
Alpha- Beta-
Gammaproteobacteria
Bacteroidetes
Ссылка
Marialigeti, 1979
Третьякова и др.,
1996
Toyoto, Kimura,
2000
Szaboetal., 1987
Contreras, 1980;
Ravaszetal., 1986;
1987
Karsten, Drake,
1995
Fisher etal., 1995;
Schonholzer et al.,
2002
* - посев
**-FISH
Современные методы идентификации микроорганизмов позволяют существенно
расширить список бактерий, ассоциированных с пищеварительным трактом
дождевых червей. Из пищеварительного тракта червей Aporrectodea caliginosa, которых
содержали на стерильном песке 2 недели для очистки от почвенных
микроорганизмов, были выделены более 500 штаммов аэробных гетеротрофных бактерий. Изоля-
ты определяли методом секвенирования гена 16S рибосомальной РНК. Всего в пи-
щеварительом тракте обнаружено 50 таксонов бактерий. Преобладали по
численности и разнообразию гаммапротеобактерии и актинобактерии (табл. 43). Этот
комплекс только на 13 % был сходен с комплексом бактерий, выделенных на ту же
среду из дерново-подзолистой почвы, в которой живут эти черви. Общими были Brevun-
dimonas diminuta, Bacillus simplex, Bacillus subtilis, Paenibacillus amylolyticus, Arthro-
bacter sp., Kocuria palustris и Nocardioides sp. Сходство кишечной группировки с
бактериями, выделенными из свежих экскрементов червей, было тоже очень низким -
7 %. Общими были Kluyvera ascorbata, Raoultella planticola, Pantoea agglomerans,
152
Таблица 43. Бактерии, ассоциированные с пищеварительным трактом
дождевого червя Aporrectodea caliginosa. Приведены штаммы, имеющие 99-100 % сходства
с библиотечными штаммами; имеющие меньшее сходство специально отмечены
(идентификация проведена Т.Ю. Нечитайло)
Alphaproteobacteria
1. Agrobacterium tumefaciens (Rhizobium radiobacter) (Rhizobiales; Rhizobiaceae)
2. Brevundimonas diminuta (Caulobacterales; Caulobacteraceae)
3. Defluvibacter lusatiensis (Rhizobiales; Phyllobacteriaceae)
4. Ochrobactrum grignonense (Rhizobiales; Brucellaceae)
5. Sinorhizobium morelense (Ensifer adhaerens) (Rhizobiales; Rhizobiaceae)
Betaproteobacteria I
6. Alcaligenes sp. (Achromobacter insolitus, Bordetella bronchiseptica) (Burkholderiales; Alcali-
genaceae)
7. Comamonas sp. или Delftia acidovorans (Burkholderiales; Comamonadaceae)
8. Delftia acidovorans {Pseudomonas acidovorans, Comamonas acidovorans) (Burkholderiales;
[Comamonadaceae) J
I Gammaproteobacteria
9. Acinetobacter sp. (Pseudomonadales; Moraxellaceae)
10. Acinetobacter 5/?.(близкий к Acinetobacter Iwoffii) (Pseudomonadales; Moraxellaceae)
11. Aeromonas sp. (близкий к A.jandaei, A. media, A. hydrophila) (Aeromonadales; Aeromonadaceae)
12. Buttiauxella brennerae (Enterobacteriales; Enterobacteriaceae)
113. Buttiauxella sp. (близкий к В. brennerae, В. agrestis) (Enterobacteriales; Enterobacteriaceae) |
14. Enterobacter sp. (близкий к Raoultella planticola, Klebsiella trevisanii) (Enterobacteriales;
I Enterobacteriaceae)
15. Kluyvera ascorbata (Enterobacteriales; Enterobacteriaceae)
116. Leclercia adecarboxylat (98 %) (Enterobacteriales; Enterobacteriaceae)
17. Pantoea agglomerans
118. Pantoea sp. (Enterobacteriales; Enterobacteriaceae)
19. Pseudomonas proteolytica
20. Pseudomonas sp. (близкий к P. lundensis, P. taetrolens, P. corrugata, P.jessenii)
21. Pseudomonas sp. (близкий к Pseudomonas koreensis, P. trivialis, P.fluorescens bv. C, P. orientalis)
22. Pseudomonas sp. (близкий к P.fluorescens bv. C, P. orientalis)
23. Pseudomonas sp. (близкий к Pseudomonas koreensis, Pseudomonas lini, Pseudomonas brassi-
cacearum)
24. Pseudomonas sp. (близкий к Pseudomonas poae и Pseudomonas synxantha) (Pseudomo-
[ nadales; Pseudomonadaceae)
25. Raoultella planticola (Enterobacteriales; Enterobacteriaceae)
26. Shewanella sp. (Alteromonadales; Alteromonadaceae)
27. Stenotrophomonas maltophilia (98 %) (Xanthomonadales; Xanthamonadaceae)
28. Stenotrophomonas maltophilia (близкий к Pseudomonas maltophilia^ (98 %)
(Xanthomonadales; Xanthomonadaceae)
153
Окончание таблицы 43
Bacteroidetes
29. Chryseobacterium balustinum
30. Chryseobacterium sp. (близкий к С. balustinum, С. scophthalmum) (Flavobacteria; Flavobacte-
riales; Flavobacteriaceae)
31. Sphingobacterium sp. (близкий к S. spiritivorum) Sphingobacteria; Sphingobacteriales; Sphin-
gobacteriaceae
Firmicutes
32. Bacillus mojavensis
33. Bacillus mycoides
34. Bacillus simplex
35. Bacillus sp. (98 %) (Bacillales; Bacillaceae)
36. Bacillus sp. (близкий к Bacillus soli, Bacillus bataviensis)
37. Bacillus subtilis
38. Paenibacillus amylolyticus (Bacillales; Paenibacillaceae)
39. Paenibacillus sp. (близкий к Р. daejeonensis)
40. Paenibacillus sp. R0032A
Actinobacteria
41. Agromyces ramosus (Actinobacteridae; Actinomycetales; Micrococcineae; Microbacteriaceae)
42. Arthrobacter chlorophenolicus
43. Arthrobacter sp. (Actinobacteridae; Actinomycetales; Micrococcineae; Micrococcaceae)
44. Kocuria palustris (Actinobacteridae; Actinomycetales; Micrococcineae; Micrococcaceae)
45. Leifsonia poae (Actinobacteridae; Actinomycetales; Micrococcineae; Microbacteriaceae)
46. Microbacterium paraoxydans (98 %) (Actinobacteridae; Actinomycetales; Micrococcineae;
Microbacteriaceae)
47. Microbacterium sp. (близкий к M. paraoxydans, M. phyllosphaerae, M. aerolatum, M. saper-
dae, M. luteolum, M. keratanolyticum)
48. Microbacterium sp. (близкий к M. phyllosphaerae, M. separde, M. keratanolyticum)
49. Nocardioides sp. (96 %) (Actinobacteridae; Actinomycetales; Propionibacterineae; Nocardioidaceae)
50. Streptomyces sp. (близкий к Streptomyces somaliensis, Streptomyces purpurascens)
(Actinobacteridae; Actinomycetales; Streptomycineae; Streptomycetaceae)
Paenibacillus amylolyticus и Agromyces ramosus. Общие с почвой бактерии, скорее
всего, выживают в кишечнике и задерживаются на его стенках. В экскременты
попадают бактерии, размножающиеся при прохождении пищеварительного тракта и те,
которые доминируют в кишечнике.
Можно предполагать, что дождевые черви имеют симбиотические бактерии в
пищеварительном тракте. Однако, доказательство симбиотической природы этих
бактерий требует установления их функциональной роли в организме-хозяине.
Мокрицы
По данным посева чаще всего встречались Enterobacter agglomerans,
присутствовали также Plesiomonas sp. и Pseudomonas sp. На вытяжке из тканей задней кишки
154
обычные почвенные бактерии Pseudomonas fluorescens росли значительно
медленнее, чем бактерии, выделенные из задней кишки, что свидетельствует об адаптации
ассоциированной с задним отделом кишечника микробиоты [Griffiths, Wood, 1985].
Анализ генетического разнообразия бактерий, ассоциированных с задним
отделом кишечника изоподы Porcellio scaber, показал, что половина из
последовательностей ДНКл имеет меньше 80 % гомологии с известными бактериальными
геномами. Большинство из них принадлежали к одному из трех кластеров,
сильно удаленных от известных. Это означает, что эти бактерии принадлежат к
новому виду или даже роду. Около 2/3 последовательностей были близки к типичным
бактериям кишечника человека и других позвоночных таких, как стрептококки,
энтерококки, Bacteroides [Kostanjsek et al., 2002].
Личинки насекомых
В пищеварительном тракте личинок мух Bibio marci (Diptera), согласно
методу посева, доминирует Streptomyces finlayL Другие актиномицеты встречаются
гораздо реже. Большинство штаммов S. finlayi проявляют ингибирующее
действие по отношению к Bacillus subtilis. Однако только один штамм S. finlayi был
активен против Escherichia coli. В то же время Е. coli была очень чувствительна к
действию Pseudomonas fluorescens, выделенной из кишечника личинок. Сделано
предположение, что S. finlayi не способен путем образования антибиотиков
вызвать подавление роста кишечной микрофлоры, которая состоит, главным
образом, из грамоотрицательных бактерий [Szabo, 1974]. Из пищеварительного тракта
В. marci выделен также Enterobacter aerogenes.
Микроартроподы
Из кишечника клеща Oppia nitens выделены актиномицеты [Seniczak, Stefaniak,
1978]. Предполагают, что актиномицеты не только подвергаются действию физико-
химических условий кишечника, но и сами могут влиять на них. Считают, что в
пищеварительном тракте клещей О. nitens хитиноразлагающие актиномицеты
подщелачивают среду от рН 7,0 до 8,0-9,0 [Seniczak, Stefaniak, 1978]. Авторы считают, что
щелочные условия кишечника являются причиной отсутствия грибов в этом месте.
Из коллемболы Folsomia Candida выделены аэробные бактерии 11-ти
таксономических групп. Общая численность бактерий варьировала от 4,9 х 102 до 2,3 х
106 КОЕ/особь. Наиболее обильной была Erwinia amylovora (только 96,2 %
сходства на основании секвенирования гена 16S рРНК?). Сделан вывод, что
кишечник коллемболы представляет собой непостоянное, но селективное
местообитание бактерий [Thimm et al., 1998].
Очевидно, что кишечник почвенных беспозвоночных населен бактериями.
Среди них чаще встречаются грамотрицательные факультативно-анаэробные и акти-
нобактерии. Выделяются и строгие анаэробы. Однако являются ли эти бактерии
симбионтами не ясно. Пока не достаточно данных об их функциональной роли.
Дрожжи и дрожжеподобные грибы
Многоножки
Дрожжи были обнаружены методом посева и с помощью сканирующей
электронной микроскопии у многоножек класса Diplopoda: Pachyiulus flavipes, Leptoiulus
polonicus, Megaphyllum projectum, M. rossicum, Rossiulus kessleri и Glomeris connexa.
155
Подавляющее большинство дрожжей, выделенных со стенок и содержимого
кишечника многоножек являются аскомицетами и их анаморфами. У кивсяка Pachyiulus
flavipes в кишечнике доминируют Debaryomyces hansenii, Torulaspora delbrueckii, Zy-
gowilliopsis californicus и Pichia membranaefaciens. Кроме того, выделяются
Zygosaccharomyces rouxii, Geotrichum geotrichum, Kloekera apis, Candida norvegica, С
famata (=D. hansenii), С ingens, С friedrichii, Cryptococcus albidus, Trichosporon
pullulans, T. eigelii. Редко встречаются Saccharomyces paradoxus, Arthroascus schoenii,
Kluyveromyces thermotolerans, Citeromyces matritensis, Pachytichospora transvaalensis.
Всего выделено 22 вида дрожжей. Численность дрожжей очень высокая в заднем
отделе: доЮ5 КОЕ/г и, напротив, низкая в среднем отделе: менее 103 КОЕ/г [Byzov et
al., 1993a] (см. табл. 43). Эти дрожжи, по-видимому, живут в симбиозе с
многоножками. Они обнаруживаются при микроскопировании стенок кишечника (см. рис. 50).
Они не выделяются из корма животных, выживают при прохождении
пищеварительного тракта, когда их скармливают животным. Они постоянно выделяются со
стенок кишечника диплопод, которых подвергают голоданию или скармливают им
стерильные субстраты. Они также выделяются из диплопод, которых содержат при
низких температурах [Byzov et al., 1993a,b]. Эти кишечные дрожжи характеризуются
бродильным метаболизмом и узким спектром ассимиляции [By Нгуен Тхань, 1993].
Это согласуется с факультативно-анаэробными условиями [Bignell, 1984] и высокой
концентрацией глюкозы [Вызов, 2003] в кишечнике диплопод. Дрожжеподобные
грибы были выделены и из содержимого кишечника Ommatoiulus sabulosus [Jarosz, Kania,
2000]. Из многоножек класса Chilopoda и других представителей класса Diplopoda
позже также были выделены аскомицетовые дрожжи [Теренина, Чернов, 2001].
Черви
У червей Aporrectodea caliginosa и Eisenia fetida в кишечнике, отмытом от
содержимого, дрожжей не было обнаружено [By Нгуен Тхань, 1993]. Дрожжи
Rhodotorula sp. и Candida sp. в количестве нескольких КОЕ на кишечник
выделялись из червей A. caliginosa и Lumbricus terrestris, которых содержали 20 суток на
стерильной почве. Этот прием позволял существенно очистить пищеварительный
тракт от привходящих микроорганизмов.
Из содержимого кишечника и свежих экскрементов выделялись
преимущественно дрожжеподобные грибы Blastobotrys sp. и аскоспоровые дрожжи Williopsis
saturnus. Вероятно, эти дрожжи максимально устойчивы к пищеварительной
среде, а другие быстро лизируются [Yurkov, Tiunov, 2004]. Аскомицетовые дрожжи
выделялись из содержимого кишечника и экскрементов червей семейств
Lumbriculidae и Enchytreidae [Теренина, Чернов, 2001].
В целом, однако, нельзя с уверенностью утверждать, что дрожжи вступают в
симбиоз с червями. Скорее всего, что пищеварительный тракт червей -
временное местообитание для транзитных дрожжей, которые попадают с пищей и часть
которых выживает в кишечной среде и задерживается там.
Мокрицы
Из кишечника мокрицы Armadillidium vulgare было выделено 7 штаммов
дрожжей. Эти дрожжи размножаются путем почкования, образуют короткие
цепочки, клетки от сферических до цилиндрических. Образуют толстостенные
хламидоспоры в старой культуре. Половой процесс - педогамия, образуют 1-4
156
овальные аскоспоры в сумке. Эти дрожжи очень медленно растут на сусло-агаре.
На всех стандартных средах рост не обнаружен. Дрожжи хорошо растут только в
присутствии некоторых почвенных микромицетов. Главное свойство этих
дрожжей - абсолютная зависимость от железа сидерофоров экзогенной природы,
которые образуются почвенными грибами. Установлено, что они получают железо
от грибов, которые потребляются мокрицей. Это, вероятно, симбиотические
дрожжи, причем зависят они не только от организма-хозяина, но и от тех
микроорганизмов, которыми животное питается [Thanh et al., 2000]. Из содержимого
кишечника и свежих экскрементов других мокриц были выделены аскомицето-
вые дрожжи [Теренина, Чернов, 2001]. Их, однако, нельзя пока отнести к
симбионтам, поскольку нет доказательств их присутствия на стенках кишечника. Не
доказана также их связь с животным. Кроме того, в посевах из содержимого
кишечника и экскрементов вседа можно обнаружить то или иное количество
разных микроорганизмов, которые устойчивы к перевариванию.
Пауки и клещи
Аскомицетовые дрожжи выделялись из пауков и клещей [Теренина, Чернов, 2001].
Насекомые
Исследования, проведенные на нескольких десятках видов насекомых, в том
числе почвообитающих, с разным типом питания: грызущие и сосущие филлофаги, ри-
зофаги, сапрофаги, ксилофаги, микофаги и хищники, - показали наличие в
кишечнике дрожжевых грибов. Дрожжи выделялись на сусло-агар из содержимого
кишечника и свежих экскрементов насекомых отрядов Orthoptera, Homoptera, Heteroptera,
Thysanoptera, Coleoptera, Lepidoptera, Hymenoptera, Diptera. Наиболее детально были
представлены отряды Coleoptera; семейства Carabidae, Cerambycidae, Chrysomelidae,
Cleridae, Elateridae, Ipidae, Pyrochroidae, Scarabaeidae, Staphylinidae и Diptera:
Empididae, Muscidae, Mycetophilidae, Rhagionidae, Sciaridae, Tabanidae, Tipulidae.
Убедительно показано, что с насекомыми ассоциированы, в основном, дрожжи ас-
комицетового аффинитета, тогда как в окружающих субстратах (растения,
растительные остатки и почвы) доминируют виды базидиомицетового аффинитета.
Установлено, что характер дрожжевого сообщества, формирующегося в кишечном
тракте беспозвоночного, определяется, в основном, типом его питания. Наиболее
обильны дрожжи в кишечниках насекомых, питающихся зелеными частями растений. В
филлофагах обнаруживаются, в основном, эврибионтные виды аскомицетовых
дрожжей, а для ксилофагов и микофагов характерны более специализированные
дрожжевые группировки. Хищные и большинство сапротрофных насекомых, по-
видимому, лишены специфической дрожжевой флоры. Зеленоядные
беспозвоночные, по-видимому, создают благоприятную среду обитания для дрожжей в процессе
жизнедеятельности, высвобождая растительные сахара и делая их доступными для
утилизации дрожжами. При этом преимущество получают быстрорастущие сахаро-
литические аскомицеты [Теренина, Чернов, 2001]. Другие механизмы формирования
дрожжевой флоры кишечного тракта беспозвоночных могут быть связаны с
селективным перевариванием различных дрожжей [Byzov et al., 1993a,b].
Еще ранее было установлена корреляция между пищей насекомых и
присутствием у них симбионтов. Симбионты никогда не обнаруживались у насекомых,
получавших полноценное питание, но они присутствовали у животных, которые
157
во время своего развития имели недостаточное питание. У хищных насекомых
симбионты не обнаруживались, тогда как насекомые, питавшиеся кровью или
соком растений, содержали симбионтов [Buchner, 1965].
Мицелиальные грибы
В кишечнике многих членистоногих, в том числе многоножек Diplopoda,
обнаружены облигатные грибные симбионты из класса Trichomycetes (Zygomycota)
[White et al., 2000]. Трихомицеты в организме хозяина чаще всего комменсалы
или патогены. Иногда взаимоотношения мутуалистические. Это зависит от
факторов окружающей среды. В заднем отделе кишечника разных диплопод обитают
грибы рода Enterobryus (порядок Eccrinales) - первый описанный род трихомице-
тов [Lichtwardt, 1996]. Грибы образуют очень длинные выросты на талломе,
которые прикрепляются к кутикуле в заднем отделе кишечника, проникая сквозь
поры в стенках.
Функциональная роль микроорганизмов,
ассоциированных с почвенными беспозвоночными
Симбионтное пищеварение и питание
Участие микробных симбионтов в питании почвенных беспозвоночных
исследовано очень слабо. Связано это, прежде всего, с методическими трудностями
определения потоков веществ, идущих от микробов к организму-хозяину.
Микроорганизмы, обитающие в заднем отделе кишечника диплопод,
участвуют в разложении микробных клеток, убитых в среднем отделе [Вызов и др.,
1993]. Но кишечные микробы способны разрушать и живые микробные клетки.
Так, на среду с живыми дрожжами из заднего отдела кишечника кивсяка Pachyiu-
lusflavipes выделялись коринеподобные бактерии и актиномицеты, обладающие
дрожжелитической активностью (табл. 44). Как раз в этом отделе локализуются
симбиотические дрожжи. Вероятно, что это - один из вариантов симбионтного
пищеварения, при котором в результате антагонизма со стороны актиномицетов
дрожжи погибают и лизируются, а питательные вещества реабсорбируются
кишечником. Похожий механизм с участием актиномицетов описан для
питающихся почвой термитов [Bignell et al., 1983].
В заднем отделе кишечника P. flavipes встречаются актиномицеты, растущие
на остатках перитрофической мембраны кивсяка (см. рис. 48). Вероятно, эти
организмы участвуют в реутилизации хитина мембраны. Это может быть одним из
приспособлений поддержания баланса азотного питания.
Еще одним возможным механизмом поддержания азотного баланса может
быть реутилизация мочевой кислоты кишечными микробами. Установлено, что
все дрожжи, выделенные из пищеварительного тракта диплопод, способны
утилизировать этот конечный продукт азотного обмена кивсяков как единственный
источник азота (табл. 45). Мочевая кислота экскретируется вместе с
минеральными компонентами специальными выделительными органами - мальпигиевыми
сосудами в задний отдел кишечника диплопод. Сюда же поступают углеводы
[Bignell, 1984]. Таким образом, создаются условия для роста микроорганизмов.
Мочевая кислота токсична для животного, и ее утилизация микробами - одно из по-
158
Таблица 44. Численность дрожжелитических коринеподобных бактерий и ак-
тиномицетов на среде с живыми дрожжами в кишечнике и экскрементах кивсяка
Pachyiulus flavipes, питавшегося в течение 21 суток стерильной кристаллической
целлюлозой, стерильным листовым опадом или целлюлозой, обогащенной одной
из культур дрожжей: Candida guilliermondii, С. scottii или Debaryomyces hansenii
Тип корма
Стерильный опад
Кристаллическая
целлюлоза (КЦ)
КЦ + С. guiliermondii
КЦ + С. scottii
КЦ + D. hansenii
Численность бактерий, КОЕ х 103/г
Средний отдел
кишечника
НО
НО
НО
НО
НО
Задний отдел
кишечника
50 ±8
47 ±4
29 ±3
49 ±26
45 ±10
Экскременты
320 ± 20
96 ±15
11±11
н.о.
н.о.
НО - не обнаружено
н.о. - не определяли
Таблица 45. Рост дрожжей, ассоциированных с диплоподами, на среде с
мочевой кислотой как единственном источнике углерода, азота и углерода и азота и
их способность гидролизовать мочевую кислоту
Дрожжи
Debaryomyces hansenii (6 шт.)
Zygowilliopsis caiifornicus (5 шт.)
Torulaspora delbrueckii (2 шт.)
Pichia membranaefaciens (4 шт.)
Pichia guiliermondii (2 шт.)
Kloeckera apis (3 шт.)
Trichosporon cutaneum 5
Tr. cutaneum 79
Tr pullulans (2 шт.)
Geotrichum candidum
Мочевая кислота как источник
Углерода
рост
-
±
±
-
±
-
-
+
-
-
гидролиз
-
-
-
-
-
-
-
+
-
-
Азота
рост
+
+
+
+
+
+
+
+
+
+
гидролиз
-
-
-
-
-
-
+
+
-
-
Углерода и азота
рост
-
±
-
-
±
-
-
+
-
-
гидролиз
-
-
-
-
-
-
-
+
-
-
«+» - активный рост и гидролиз мочевой кислоты (зоны просветления в агаре); »±»
рост задержан; зона лизиса в среде слабо выражена; «-« роста или гидролиза мочевой
кислоты нет
лезных проявлений симбиоза. Гипотеза о возможной роли микробных
симбионтов в реутилизации и детоксикации мочевой кислоты у некоторых наземных
насекомых была высказана ранее [Koch, 1967; Baker et al., 1970], но на примере
159
почвенных беспозвоночных она подтверждена впервые. Косвенным
свидетельством в пользу того, что кишечные микроорганизмы разрушают мочевую кислоту,
служит то, что в экскрементах многоножки Glomeris marginata не обнаружили
мочевой кислоты, в то время как концентрация мочевой кислоты в кишечнике
составляла 2,5 % от сухой массы животного наблюдение [Hopkin, Read, 1992].
Ряд экспериментальных данных свидетельствует о том, что тела самих
кишечных микроорганизмов могут служить источником питания животных. В
периоды искусственного голодания (питания стерильной целлюлозой) кивсяки,
вероятно, могут использовать в пищу дрожжи, обитающие в заднем отделе
кишечника, которые подаются обратно в пищеварительный отдел за счет
антиперистальтического движения кишечника и там перевариваются. Это доказывается
тем, что дрожжи группы DTZ (Debaryomyces hansenii, Torulaspora delbrueckii,
Zygowilliopsis californicus) не выделяются из опада, но выделяются из среднего
(пищеварительного) отдела кишечника. Схема, предложенная By Нгуен Тхань,
иллюстрируюет такой механизм эндогенного питания (рис. 51). Средний отдел
кишечника кивсяка - это место, где происходит лизис и переваривание
поглощенных с пищей дрожжей и других микроорганизмов. В этом отделе
всасываются питательные вещества переваренных микробных клеток, легкодоступные
органические вещества опада и подстилки, метаболиты кишечных симбионтов,
поступающие из заднего отдела. Переваривание дрожжевых клеток в кишечнике
диплопод состоит из двух этапов: быстрой гибели клеток за счет действия
термостабильного неферментативного фактора, вызывающего нарушения мембранных
структур клетки, и дальнейшего лизиса клеток за счет пищеварительных
ферментов животного и автолитических процессов. Средний отдел, кроме того, является
специфической буферной зоной, предохраняющей резидентное сообщество
заднего отдела от внешний инфекции. По-видимому, столь сильное действие
кишечной жидкости среднего отдела на дрожжи может обеспечить не только
эффективное переваривание экзогенных дрожжей, но и надежное предохранение от
заражения ими заднего отдела. Задний отдел - своеобразный природный
ферментер. Он заселен бактериями и дрожжами. Однв из функций их - утилизация
мочевой кислоты. Кишечные симбионты могут быть активно переданы в средний
отдел, благодаря антиперистальтическому движению пищеварительного тракта
животного, и перевариваться там (эндогенное питание). Этот механизм
эндогенного питания, вероятно, имеет особенно большое значение в периоды голодания,
зимовки и во время диапаузы и используется животным для поддержания
процессов жизнедеятельности, а не для роста [Byzov et al., 1993b].
Функциональная роль актиномицетов, населяющих пищеварительный тракт
животных, определяется их способностью продуцировать гидролитические
ферменты различного спектра действия. Она представляется следующей:
трансформация органического материала, формирование "биологического цемента",
обусловливающего водопрочность экскрементов [Contreras, 1980]; разрушение
целлюлозы [Whiston, Seal., 1988]; разрушение остатков перитрофической мембраны,
представляющей собой неклеточное хитинсодержащее образование [Bignell et al.,
1980]. Возможно, именно перитрофическая мембрана, которая в заднем отделе
кишечника утрачивает функции механической защиты стенок кишечника как в
среднем отделе, является основным субстратом для роста как стрептомицетов,
так и Promicromonospora-Oerskovia. Наибольшая концентрация актиномицетов в
160
Передний отдел
Киллерные вещества,
пищеварительные
ферменты
Всасывание
Y>- питательных
элементов
Средний отдел
Задний отдел
- Перитрофическая
мембрана
Антиперистальтическое
L^ движение
Мальпигиевы сосуды:
мочевая кислота,
P04v, S042",Cl-,K+,Na+
'oft tf3?4^ ' Мочевая кислота
Экскременты
<&
Перистальтическое
движение
ф
&чз
Рис. 51. Судьба дрожжей в пищеварительном тракте кивсяка Pachyiulus flavipes;
дрожжи
1 - экзогенные, поступающие с пищей, 2 - автохтонные кишечные (Debaryomyces, Тоги-
laspora, Williopsis), 3 - лизированные
заднем отделе диплопод, очевидно, тоже не случайна. Здесь богатое полимерами
содержимое кишечника может задерживаться на срок более суток [Стриганова,
1980] и возможно углубленное переваривание, происходящее, вероятно, при
непосредственном участии актиномицетов.
Масштабы процессов реутилизации продуктов обмена диплопод и
эндогенного питания и их роль для животных до сих пор не оценивали, и это может стать
интересным продолжением работы в будущем.
Вероятно, микроорганизмы могут и напрямую снабжать организм хозяина
питательными веществами, экскретируя их в процессе жизнедеятельности. В
161
пользу этого говорит обнаруженное нами явление потери клетками кишечных
микроорганизмов значительной части углерода органических веществ без
потери жизнеспособности в процессе их инкубации в пищеварительной жидкости
кивсяка P.flavipes (см. табл. 13). Механизм прямой "передачи" питательных
веществ от симбиотических микробных клеток животному за счет их экскреции
до сих пор не изучен. Но известно, что, например, дождевые черви, получают
до 70 % незаменимой аминокислоты метионина от кишечных симбионтов. Это
показано путем балансовых расчетов содержания метионина в разных
компонентах пищи и определения скорости выведения метионина из организма
червей [Pokarzhevskii et al., 1997]. Низшие термиты, вероятно, получают азот в
составе аминокислот и пептидов от симбиотических азотфиксирующих бактерий,
обитающих в их кишечнике [Голиченков, 2002].
Антагонистические свойства актиномицетов, ассоциированных с
кишечником и экскрементами животных
Из ассоциаций с червями Eisenia fetida и кивсяками Pachyiulus flavipes
выделяются актиномицеты, обладающие повышенной антибиотической активностью
по отношению к почвенным и кишечным бактериям (табл. 46). Максимальная
активность отмечена против кишечных грамположительных бактерий (табл. 47).
Антибиотически активные штаммы актиномицетов относятся к доминантному
составу актиномицетного комплекса кишечника кивсяков. Эти факты позволяют
говорить о возможной защитной функции кишечного сообщества, повышающей
устойчивость кишечника к колонизации чужеродными микроорганизмами.
Кроме того, эту способность актиномицетов можно рассматривать как одно из
преимуществ, которое обеспечивает им умеренную колонизацию кишечника
беспозвоночных, в котором доминируют грамотрицательные бактерии. Можно
предположить, что актиномицеты сильнее конкурируют не с доминантными видами
(грамотрицательными бактериями), а с частью бактерий "меньшинства" в
микробном сообществе кишечника беспозвоночных -другими грам положительным и
бактериями. Именно поэтому между бактериями и актиномицетами,
выделенными из кишечника кивсяков, наблюдали максимальный антагонизм [Нгуен Дык
Т.Л. и др., 1996]. Таким образом, образованием антибиотиков кишечные
актиномицеты могут обеспечивать себе доминирующее место среди грамоположитель-
ных бактерий кишечника в целом.
Таблица 46. Антагонистическое действие актиномицетов, ассоциированных с
дерново-подзолистой почвой и животными, против бактерий. Встречаемость
случаев (%), когда зона подавления роста > 5 мм
Бактерии, ассоциированные
с почвой (5 штаммов)
с червями (8 штаммов)
с кивсяками (8 штаммов)
Актиномицеты, ассоциированные
с почвой
(4 штамма)
0
0
0
с червями
(8 штаммов)
2,5
0,8
6,3
с кивсяками
(6 штаммов)
0
6,3
12,5
162
Таблица 47. Антагонистическое действие актиномицетов, ассоциированных с
почвой и беспозвоночными, на грамположительные (Г+) и грамотрицательные
(Г-) бактерии. Встречаемость случаев (%), когда зона подавления роста > 1 мм
Бактерии, ассо-
| циированные
с почвой (1:3)*
с червями (1:7)
с кивсяками (4:4)
Актиномицеты, ассоциированные
с почвой
(4 штамма)
Г+
25
75
38
Г-
25
20
13
с червями
(8 штаммов)
Г+
13
56
34
Г-
20
18
23
с кивсяками
(6 штаммов)
Г+
25
50
46
Г-
38
23
23
* - соотношение числа штаммов Г+ и Г- бактерий
Такое отмечалось и ранее. В работе Szabo [1974] обнаружено, что кишечные
актиномицеты на питательной среде больше ингибируют рост друг друга, чем
рост кишечных бактерий. Доминантный вид Streptomyces olivaceus в кишечнике
дождевых червей был отмечен как активный антагонист по отношению к Bacillus
subtilis [Ravasz et al., 1987].
Дрожжи как патогены беспозвоночных
Сообщество кишечных микроорганизмов должно обеспечиваеть внутренний
гомеостаз и здоровье организма-хозяина. Нарушения баланса микробиоты,
известные для млекопитающих как дисбактериозы, микозы и т.п., может привести к
функциональным нарушениям и иногда к смерти животного. Однако у
позвоночных и человека состав микрофлоры желудка и тонкого кишечника слабо зависит от
того, чем и как питается организм, за исключением патологии [Lee, 1985]. Толчком
к развитию патологического процесса может быть попадание инфекционного
начала извне (с пищей), но также и активизация микроорганизмов-комменсалов
(например, Candida albicans - у человека в результате снижение иммунитета).
Дисбактериозы у беспозвоночных лучше всего изучены на примере энтомопатогенных
бактерий. Эти бактерии переживают в почве и активизируются, попадая в
кишечник насекомых-мишеней. Главный механизмы патогенного эффекта - токсикоз.
Однако существует и гипотеза о конкуренции за витамины: микробный
авитаминоз [Африкян, 1973]. Дисбиозы у почвенных животных не исследовались.
Методом сканирующей электронной микроскопии показано, что дрожжи,
обычно населяющие только задний отдел кишечника диплопод Megaphyllum pro-
jectum и Glomeris connexa, могут интенсивно размножаться, заселяя весь
кишечник. Это происходит при длительном (от 3-х до 6-ти месяцев) содержании
животных на несменяемом субстрате (рис. 52, 53). Размножение дрожжей в кишечнике
приводит к смерти животных. Дрожжи, доминирующие в кишечнике, были
выделены и определены как Pichia guilliermondil Для проверки участия P. guilliermondii
в патогенезе диплопод дрожжи, выделенные из мертвой диплоподы G. соппеха,
выращивали в жидком сусле и скармливали здоровым животным на
кристаллической целлюлозе в концентрации 104; 5 х 106; 107или 108 клеток/г. Через 7 суток
непрерывного питания животных вскрывали и микроскопировали, а также
определяли численность КОЕ дрожжей методом посева. У здоровых животных дрожжи засе-
163
Рис. 52. Массовое развитие дрожжей при патологии в кишечнике диплопод
(сканирующая электронная микроскопия)
164
Рис. 53. Разрушающиеся дрожжевые клетки в среднем отделе кишечника диплопод
при патологии (сканирующая электронная микроскопия)
165
Гибель животных
7
6
_ьр 3
2
1
О
rtJl
IV
III
к
Задний отдел
Среднийотдел
Переднийотдел
Корм
Рис. 54. Численность дрожжей в кишечнике многоножки Glomeris connexa,
питавшейся кристаллической целлюлозой, обогащенной дрожжами Pichia guilliermondi
К - контроль (стерильная целлюлоза); концентрация дрожжей: I
107/r;IV-108/r
104/г;Н-5Х 106/г;Ш
ляли только передний отдел кишечника. Начиная с концентрации 5x10
клеток/г, наблюдали колонизацию дрожжами всех отделов кишечника.
Максимальна она была при максимальной концентрации дрожжей в корме и
составляла 5 х 105 КОЕ/г сухого кишечника или около 5 х Ю4 на кишечник. Однако
средний отдел заселялся слабее переднего и заднего отделов. При
максимальной концентрации скормленных дрожжей отмечали гибель 75 %
экспериментальных животных (рис. 54). Таким образом, увеличение естественной
плотности дрожжей-комменсалов может нарушить гомеостаз микробного сообщества
кишечника и вызвать патологию. Механизм патогенеза не известен, но можно
предположить наличие и метаболического (токсины дрожжей, повышенная
концентрация диоксида углерода в результате роста дрожжей), и трофического
(конкуренция за питательные вещества, витамины и др. с кишечной
микрофлорой) воздействий.
Устойчивость к режимам содержания и питания
Состав дрожжей (на уровне доминирующих видов) кишечника кивсяка
Pachyiulus flavipes разных возрастов, собранных в разное время года (весной,
летом и осенью) очень близок, однако степень доминирования и численность
варьировала. Во всех случаях группа кишечных дрожжей выделялась с высокой
частотой встречаемости и доминировала по численности. Состав
доминирующих дрожжей в среднем и заднем отделах кишечника сохранялся при
содержании (питании) свежим и перезимовавшим опадом, а также после голодания в
течение 21 суток (табл. 48).
166
Таблица 48. Состав дрожжей в кишечнике и экскрементах кивсяка Pachyiulus
flavipesy содержащегося на свежем дубовом опаде (А), на перезимовавшем
дубовом опаде (Б) и после голодания в течение 21 суток (В)
Дрожжи
Численность КОЕ х 103/г и частота встречаемости, %
(в скобках)
А
Б
В
1 Средний отдел
Geotrichum candidum
Trichosporon cutaneum
Pichia membranaefaciens
D.T.Z.
Kloeckera apis
Candida sp.
Rhodotorula rubra
Cryptococcus albidus
18 ±13 (50)
1 ± 0,5 (20)
120 ±118(80)
20±15(20)
5 ± 5 (30)
13 ±13 (15)
НО
НО
8 ± 5 (63)
4±3(50)
НО
255 ±250 (100)
НО
НО
3±2(10)
4 ± 2 (20)
2±1(35)
НО
5±4(35)
7±4(50)
НО
НО
НО
но
1 Задний отдел
Geotrichum candidum
Trichosporon spp.
Trichosporon cutaneum
Pichia membranaefaciens
D.T.Z.
Kloeckera apis
Candida sp.
Rhodotorula rubra
Cryptococcus albidus
115 ±117(100)
НО
410 ±347 (20)
0,5 ±0,3 (100)
25 ±20 (100)
20 ±15 (100)
25 ±10 (100)
НО
10 ±8 (30)
64 ±64 (27)
15 ±12 (70)
НО
3 ± 2 (35)
75 ±40 (100)
НО
НО
20 ±20 (38)
НО
25 ±15 (100)
НО
10 ±12(100)
25 ±10 (100) 1
75 ±25 (100)
7 ±4 (100)
НО
но 1
но 1
1 Экскременты |
Geohrichum candidum
Trichosporon cutaneum
Pichia membranaefaciens
D.T.Z.
НО
^ НО
НО
НО
НО
НО
НО
НО
25 ±5 (100) 1
169±15(100)
20 ±5 (100)
68 ±17(100) J
НО - не обнаружены
Состав доминирующих дрожжей в кишечнике и экскрементах кивсяков,
содержащихся на естественном опаде при 4°С и 24°С, практически идентичен (табл. 49).
В то же время при 4°С в обоих отделах кишечника и экскрементах доминировала
группа дрожжей D.T.Z., а при 24°С - Geotrichum geotrichum. Важно подчеркнуть
относительную бедность состава дрожжей и их необычно высокую численность
(до 106 КОЕ/г сухих кишечных тканей) при содержании при 4°С. Оба варианта,
очевидно, представляют собой близкие к экстремальным для данного вида
кивсяков условия существования. Тем более интересно, что дрожжи группы D.T.Z.
выделяются стабильно, а в условиях "зимовки" животных абсолютно доминируют.
167
Таблица 49. Дрожжи, доминирующие в кишечнике и экскрементах кивсяка
Pachyiulus flavipes при разной температуре содержания
Дрожжи
Численность КОЕ x 103/r
Температура содержания
4° С
24° С
Средний отдел
Geotrichum candidum
D.T.Z.
1±0,4
50±7
20 ±10
3±2
Задний отдел
Geotrichum candidum
D.T.Z.
0,4 ±0,4
30±5
12±6
6±4
Экскременты
Geotrichum candidum
\ D.T.Z.
0,8 ±0,7
50 ±10
12±5
Кивсяков содержали на простерилизованном автоклавированием
естественном опаде, меняя его каждую неделю. Через 3 недели единственным доминантом
в кишечнике были дрожжи группы D.T.Z., численность которых совпадала с
таковой для животных, содержащихся на нестерильном опаде. Остальные же
представители кишечной группы оказались элиминированными из кишечника. Из
экскрементов кроме группы D.T.Z. выделялись Pichia membranaefaciens, дольше
других дрожжей сохранившиеся в условиях постоянного протока стерильного
субстрата через кишечник [By Нгуен Тхань, 1993].
На 14 и 21 день непрерывного кормления кивсяков стерильной
кристаллической целлюлозой, сменяющейся каждую неделю, из экскрементов стабильно
выделялись Trichosporon spp. и группа D.T.Z., причем последние дрожжи
доминировали. Кишечная группа дрожжей D.T.Z. также выделялалсь при попытке заменить ее
путем кормления кивсяков в течение 21 суток субстратом, обогащенным одной из
культур дрожжей P. guilliermondii, Candida scottii или Debaryomyces hansenii в
концентрации, намного больше естественной (107-108 клеток/г) (табл. 50).
Устойчивость к перевариванию
В кишечной жидкости беспозвоночных погибают микроорганизмы, относящиеся
к разным таксономическим группам. Среди дрожжей есть и аско-, и базидиомицеты
(см. табл. 7), а среди бактерий и грамположительные, и грамотрицательные (см. табл.
8,10,12). Специфика реакции проявляется даже на штаммовом уровне (см. табл. 11,
12, 51). То же относится и к устойчивым организмам. Благодаря относительной
устойчивости к перевариванию по сравнению с остальными обитателями подстилки,
часть популяций подстилочных дрожжей Trichosporon может проходить средний
отдел не поврежденной и, размножаясь в заднем отделе, выходить с экскрементами в
относительно большем количестве (см. рис. 25). Но эти дрожжи, а также и другие
размножающиеся в кишечнике при пассаже микроорганизмы, не являются, строго
говоря, кишечными мутуалистами, а представляют собой транзитную группу
комменсалов, функционирующую в пищеварительном тракте.
168
Таблица 50. Численность дрожжей в корме, среднем и заднем отделах
кишечника и экскрементах кивсяка Pachyiulus flavipes на 21-е сутки кормления
кристаллической целлюлозой, обогащенной одной из культур дрожжей: Candida
guilliermondii, С. scottii или Debaryomyces hansenii*. n=3
Вид
С. guiliermondii (a)
С. scottii (б)
D. hansenii (в)
Численность дрожжей, КОЕ/г х 104
Корм
8200 ± 1000 а**
9600 ±1600 б
1500 ±400 в
Средний отдел
3,4 ±1,0
D.T.Z***
0
17±15D.T.Z
Задний отдел
9,1±0,6D.T.Z
4,8 ±1,8 а
5,4±1,8D.T.Z
43±10D.T.Z
Экскременты
660 ± 130 а
50± 106
160±10в
* - дрожжи вносили в корм в виде водной суспензии в концентрациях
соответственно 7 х 107, 9,5 х 107 и 1,8 х 107 клеток/г;
** - данные, помеченные одинаковыми буквами, относятся к одному и тому же виду;
*** - D.T.Z. - кишечные дрожжи: Debaryomyces hansenii, Torulaspora delbrueckii,
Zygowilliopsis californicus
Таблица 51. Штаммовая реакция дрожжей Debaryomyces hansenii, выделенных
из различных местообитаний, на кишечную жидкость кивсяков Pachyiulus
flavipes и Rossiulus kessleri (жизнеспособность определяли методом репликатора)
Штамм
J 1
\D. hansenii 21 Н-к
D. hansenii 400 Н-к
D. hansenii 368 Н-к
D. hansenii 1922
\D. hansenii \Ш
\D. hansenii 1919
\D. hansenii 1937
\D. hansenii 1930
\D. hansenii 1935
\D. hansenii 1939
\D. hansenii 1924
\D. hansenii 1594
D. hansenii Оз-265
D. hansenii 3654
D. hansenii 130 Kp. n.
Источник выделения
2
Тундровая почва, Норильск
-»-
-»-
Торфяно-подзолистая глеевая почва,
Валдай
Торфяно-глеевая почва, Валдай
-»-
Слабо-подзолистая почва, Валдай
Дерново-слабоподзолистая пахотная
почва, Валдай
Слабо-подзолистая, Валдай
подзолистая почва, Валдай
Переходный торфяник, Валдай
Торфяно-глеевая почва, Новгородская
обл.
Подзолистая почва, Моск. обл.
Горная почва, Альпы, Словения
Бурая горно-лесная почва, Кавказ
Реакция на кишечную
жидкость
P. flavipes R. kessleri
3
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
-
4
±
±
+
-
|
|
|
+
+ 1
-1- 1
± |
±
|
|
|
169
Окончание таблицы 51
1
D. hansenii 2562
D. hansenii 5 Кр.п.
\D. hansenii 3141
D. hansenii 3430
D. hansenii A-278
D. hansenii 2484
\d. hansenii Ж-2Ю
j D. hansenii Ж-56
D. hansenii Ж-Х07
D. hansenii Ж-145
2
Темно-серая горно-лесная, Заилий-
ский Ала-Тау
Субальпийская горно-луговая почва,
Кавказ
Рыбный корм, рыбоводное хозяйство,
Подмосковье
Ложечная трава, ББС, Мурманская
обл.
Листья наземных растений, Моск. обл.
Хвоя ели, Моск. обл.
Кишечник швсяка P. flavipes
-»-
-»-
-»-
3
-
-
-
-
-
-
+
+
±
+
4
+
±
-
+
-
-
±
±
+
н.о.
"+" - нормальный рост; "-+" - рост подавлен; "-" - сильный киллерный эффект; н.о.
- не определяли
Однако среди устойчивых организмов чаще встречаются те, которые
выделены из кишечника животных (см. табл. 8, 51) Устойчивость к воздействию
пищеварительной среды - один из признаков, характеризующих кишечные
микроорганизмы и те, которые могут размножаться в кишечнике.
Относительная по сравнению с не кишечными видами устойчивость к процессам
пищеварения не исключает вероятность того, что кишечные микроорганизмы могут
участвовать в эндогенном питании животных. Действительно, снижение их
численности на 1 порядок после нескольких часов инкубации в кишечной жидкости
свидетельствуют о том, что существенная часть тех порций кишечных дрожжей, которые
попадают в результате антиперистальтического движения кишечника из заднего
отдела в средний, может перевариться там в течение короткого времени,
сопоставимого со временем пребывания пищи в среднем отделе кишечника кивсяков.
Если сравнивать состав кишечных дрожжей у кивсяков и многих насекомых,
например у муравьев, жуков-ксилофагов, дрозофил, комаров, можно обнаружить
большое сходство между встречающимися родами. Несмотря на большое
разнообразие дрожжей, обитающих на субстратах их питания, в кишечнике и экскрементах
встречаются дрожжи из группы достаточно близких родов: Pichia, Debaryomyces,
Torulaspora [By Нгуен Тхань, 1993]. Из этого следует, что у членистоногих, к
которым относятся и многоножки, и насекомые, вероятно, существует механизм,
позволяющий предохранять их пищеварительный тракт от заражения экзогенными
микроорганизмами и одновременно сохранять постоянный состав кишечных ассоциан-
тов. Если считать, что дрожжелитические ферменты имеются не у всех указанных
животных, вполне логично предположить, что у разных животных существует
сходный не ферментативный фактор, вызывающий гибель экзогенных микроорганизмов.
Возможные функции микроорганизмов, ассоциированных с
пищеварительным трактом многоножек, суммированы в таблице 52.
170
Таблица 52. Микроорганизмы пищеварительного тракта многоножек и их
возможные функции
Микроорганизм/
местообитание
1 1
Неидентифицированные
бактерии/средний и задний отделы
Klebsiella pneumonia,
Не идентифицированные
бактерии /экскременты
Актиномицеты/задний
отдел
Актиномицеты/задний от-
|дел
Oerskovia-Promicromonospora-
Nocardioforms (ОР№)/задний
отдел
Дрожжи группы
D.T.Z./задний отдел
Bacillus cereus/зйдши отдел
Streptomyces chrysomalus, S.
candidus/злднш отдел;
Streptomyces fluorescens, S
xanthoacidicus/nepwrpofymQ
екая мембрана
Enterobacter agglomerans,
Escherichia coli, Klebsiella
sp./содержимое кишечника
Bacillus бгеу/я/задний отдел
Candida
guilliermondiihammii отдел
Неидентифицированные
дрожжи/кишечник
Klebsiella pneumonia,
неидентифицированные
бактерии/экскременты
Функция
2
Переваривание:
целлюлоза, гем и целлюлоза, пектин
Переваривание: рост на
ацетате как единственном
источнике углерода
Переваривание:
разрушение перитрофической
мембраны
Переваривание: дрожже-
литическая активность
Источник пищи:
переваривание кишечных
OPNs
Источник пищи:
переваривание кишечных
дрожжей
Антагонистические
взаимодействия:
повышенная антибиотическая
активность против Promi-
cromonospora enterophila
Устойчивость к
колонизации: повышенная
антибиотическая активность
против
грамположительных бактерий и дрожжей
Устойчивость к
колонизации: быстрая
колонизация и превалирующий рост
Устойчивость к
колонизации: образование
антигрибного антибиотика ба-
цилломицина D
Патогенез: вспышка роста
во всем кишечнике
Патогенез: вспышка роста
во всем кишечнике
Детоксификация
конечных продуктов азотного
обмена: уреазная и ури-
казная активность in vitro
Хозяин
3
Orthoporus ornatus,
Comanchelus sp
Glomeris margi-
\nata
Pachyiulus flavipes
Pachyiulus flavipes
Chromatoiulus pro-
jectus
Pachyiulus flavipes
Cylindroiulus bo-
leti
Pachyiulus flavipes
Ommatoiulus sabu-
losus
Glomeris sp.
Glomeris connexa
Leptoiulus poloni-
cus, Megaphyllum
projectum
Glomeris margi-
nata
Ссылка
4
Taylor, 1982a
Ineson,
Anderson, 1985
Вызов и др.,
1993
Byzov et al.,
1993b
Szab6 et al.,
1985
Byzov et al.,
1993b
Contreras, 1980
Нгуен Дык
Т.Л. и др.,
1996
Jarosz, Kania,
2000
Gebhardt et al.,
2002
Byzov et al.,
1993b 1
Byzov et al.,
1993b
Ineson,
Anderson, 1985
171
Окончание таблицы 52
1
Debaryomyces hansenii, Zy-
gowilliopsis californicus, To-
rulaspora, Candida guillier-
mondii, Kloekera apis,
Trichosporon cutaneum, T.
\pullulans, Geothrichum can-
</и/ит/средний и задний
отделы
Свободноживущие бакте-
рии-метаногены/задний
отдел
Свободноживущие метано-
гены/задний отдел;
цилиаты с
внутриклеточными метаногенами/задний
отдел
Не идентифицированы
Свободноживущие
метаногены/задний отдел
Метаногенов не
обнаружено
2
Детоксификация
конечных продуктов азотного
обмена: утилизация
мочевой кислоты как
единственного источника азота
Образование СН4 и Н2
Образование Н2
3
Pachyiulus flavipes
Chicobolus sp.
Orthoporus sp.,
Rhapidostreptus
virgator;
два неидентифи-
цированных вида
Pycnotropis acuti-
collis
Два неидентифи-
цированных вида
Glomeris sp.
4
Byzov et al,
1993b
Hackstein,
Stumm, 1994
Таким образом, одним из главных доказательств для отнесения
микроорганизмов к симбиотическим является их определенная функциональная роль в
ассоциации с организмом-хозяином. Выше приведены примеры конкретных
функций, которые могут выполнять кишечные микроорганизмы. Представляется, что
для использования понятия симбиоза в первую очередь необходимы критерии,
включающие доказательства специфичности микробного партнера, постоянства
его функционирования и типов взаимодействия с организмом-хозяином. Сим-
биотические микроорганизмы должны, по крайней мере, отвечать таким
критериям как специфичность состава, облигатность (постоянство
выделения/встречаемости) и устойчивость к смене режимов содержания и питания
животных. Приведенные доказательства, конечно, требуют дальнейшей
углубленной расшифровки с точки зрения механизмов, но уже в таком виде они
представляются достаточными, чтобы обратить внимание на симбиоз микроорганизмов с
почвенными беспозвоночными.
Экзосимбиозы с дрожжами
Экзосимбиозы почвенных беспозвоночных с дрожжами не описаны. Но для
насекомых, обитающих на гниющих растительных остатках, это известно.
Яркий пример - ассоциации дрожжей, дрозофил и кактусов. В Южной Аризоне.
Кактусофильные мухи Drosophila используют богатые дрожжами гниющие
раны кактусов как места питания и размножения. Взрослые насекомые не пита-
172
ются случайно, на любых кактусах с мертвой тканью, а питаются, в основном,
на растениях-хозяевах их личинок. Например, главное растение-хозяин кактус
для Drosophila pachea имеет в качестве доминантов Pichia heedii, Candida in-
gens и Cryptococcus cereanus. Те же три вида составляют 89 % дрожжей,
выделенных из взрослых Z). pachea. Аналогично, в мертвых тканях главного
растения для D. mojavensis встречаются, в основном, P. cactophila, P. ametionina var.
ametionina и С. sonorensis. Эти же виды составляют 76 %, дрожжей выделенных
из взрослых D. mojavensis. Сходные корреляции были найдены для D.
nigrospiracula, размножающихся на других кактусах и для D. mettleri,
обитающих на растительных остатках на влажных почвах рядом с этими видами
кактусов. Использование дрожжей, присутствующих в гниющих тканях кактуса,
личинками Drosophila, не случайно. Личинки D. mojavensis содержат не любые
дрожжи из присутствующих в субстрате. Наиболее часто в кишечниках
личинок встречались Pichia cactophila. В субстрате питания доминировали Candida
sonorensis. Лабораторные тесты показали, что личинки мухи способны
различать участки с разными дрожжами и проводят большее время, питаясь на
участках с предпочитаемыми дрожжами. D. mojavensis водятся на кактусах,
которые богаты жирными кислотами со средней длинной цепи. Эти жирные
кислоты ингибируют рост D. mojavensis, но Candida lingens - характерные дрожжи у
данных кактусов - могут эффективно утилизировать эти кислоты, проводя тем
самым детоксификацию субстрата и обеспечивая быстрое развитие D.
mojavensis.
Экзосимбиозы с мицелиальными грибами
Среди высших термитов есть группа так называемых фуражеров (Termitidae:
Macrotermitinae). Они не имеют симбиотических простейших, но питаются
трудно разлагаемыми кормами, бедными азотом. Переваривание этих субстратов они
осуществляют, используя ферменты грибов, которых специально культивируют.
Термиты собирают органические остатки и затаскивают их в гнезда. Там они
инокулируют растительные остатки грибами. Образуются "грибные сады", в
которых доминируют грибы рода Termitomyces, которые, вероятно, обитают только
в термитниках. Они растут вместе с другими грибами, разлагающими целлюлозу
и ксилан. Термиты могут сами синтезировать только Сх-целлюлазу (слюнные
железы, ткани среднего отдела кишечника). Но для разрушения целлюлозы
необходимо Срцеллюлазы. Эти ферменты содержаться в мицелии грибов. Термиты,
потребляя грибы, получают дополнительные ферменты и, таким образом,
переваривают целлюлозу [Martin, 1984].
Аналогичным приемом пользуются личинки древесных ос и амброзиевые жуки.
Выращивают грибные сады и муравьи-листорезы. Грибы или их эксудаты
являются пищей личинок, но составляют только небольшую часть диеты взрослых
муравьев. Грибные ферменты, по-видимому, не играют столь существенной роли в
переваривании целлюлозы личинками муравьев, как у термитов, но они не инакти-
вируются при пассаже и выходят с экскрементами, продолжая "работать" в
субстрате. Экскременты личинок муравьев играют важную роль в поддержании
культуры грибов в садах. Фекальная жидкость, попадая на свежесрезанные листья,
ускоряет рост грибов за счет привнесения грибных же ферментов. Считается, что, в
173
основном, для колонизации грибов имеют значение протеолитические ферменты.
Использование ферментов жертвы для переваривания - распространенное явление.
Это продемонстрировано для термитов [Martin, 1978] и муравьев, выращивающих
грибные сады [Boyd, Martin, 1975]. У некоторых морских и пресноводных
беспозвоночных в кишечнике обнаружены целлюлазы, которые не инактивируются и,
вероятно, происходят от жертвы. У мучного хрущака кишечная р-амилаза
происходит из зерен пшеницы, которым насекомое питается. Переваривание белков
пчелами происходит отчасти за счет протеолитических ферментов пыльцы. Внеки-
шечное пищеварение у хищных насекомых - это тоже пример того, как животное
использует ресурс жертвы для своей жизнедеятельности и может рассматриваться
в качестве вариантов экзосимбиоза [Стейниер и др., 1979].
174
ЗАКЛЮЧЕНИЕ: ПРИНЦИПЫ ЗООМИКРОБНЫХ
ВЗАИМОДЕЙСТВИЙ В ПОЧВЕ
В основе взаимодействия беспозвоночных и микроорганизмов лежат
несколько основных принципов.
1. Беспозвоночные осуществляют отбор микробных популяций и модифицируют
микробные сообщества, пассируя пищевые субстраты через свой пищеварительный
тракт. Переваривание микроорганизмов животными основано на "киллерном"
эффекте; оно - видо- и даже шмаммоспецифично. Киллерный механизм - фактор,
определяющий разнообразие трофических связей в почвах. В ряде экосистем роль
макрофауны в регуляции продукционного процесса микроорганизмов существенна.
2. Кишечник беспозвоночных - специфическое местообитание в почве,
отличающееся по составу и активности микробов. Функциональная роль кишечных
симбионтов беспозвоночных во многом аналогична таковой у позвоночных.
3. Животные регулируют рост и активность микроорганизмов и как хищники
(микробофаги), и как жертвы (хищные грибы-нематоды). Результат регуляции
меняется от стимулирования к ингибированию при увеличении обеспеченности
микроорганизмов азотом и при возрастании популяционной плотности животных
выше определенного уровня. Животные меняют скорость микробной сукцессии и
состав доминирующих микроорганизмов. Реакция микроорганизмов на
воздействие животных может быть очень быстрой и проявляется при низкой
популяционной плотности животных-хищников. И стимулирующее, и ингибирующее
влияние фауны на микробный комплекс, регистрируемое в виде быстрого ответа, не
пропорционально количеству потребленной микробной массы.
4. В регуляции со стороны микро-, мезо- и макрофауны много общего. Это -
наличие пищевой специализации в отношении микробов; предпочтение в пищу темно-
окрашенных грибов; киллерный механизм переваривания; быстрый ответ микробов
на поедание (появление) животных; увеличение доли бактерий в ходе сукцессии.
Общим является и то, что в основе регуляции лежат трофические и метаболические
механизмы. Регуляция по трофическому механизму основана на мобилизации
животными питательных веществ, связанных в микробных клетках, их экскреции и
высвобождению в почву микроорганизмов, размножающихся в кишечнике. Регуляция
по метаболическому механизму предполагает физиологический отклик микробов на
метаболиты животных, обладающих свойствами физиологически активных веществ.
Метаболический механизм объясняет быструю реакцию микробов на воздействие
животных, не пропорциональную количеству потребленной биомассы.
5. Прямая регулирующая роль микро- и мезофауны во много превосходит
таковую у макрофауны и сводится к активизации или подавлению отдельных
микробных популяций в почве.
6. Отличительной особенностью взаимодействия микроорганизмов с
макрофауной является наличие развитого микробного сообщества в пищеварительном тракте.
В настоящем исследовании сделана попытка анализа и обобщения биотических
механизмов, осуществляющих внутреннюю регуляцию зоомикробного комплекса
175
почвы. Становится очевидным, что эта регуляция основана на тесных
взаимодействиях между микроорганизмами и животными на уровне отдельных организмов,
популяций и сообществ. Зоомикробные взаимодействия в той или иной степени
определяют протекание основных почвенных процессов и состояние биотического
сообщества в целом. Эффекты от взаимодействий микроорганизмов и животных
реализуются в процессах разложения и минерализации органического вещества,
мобилизации-иммобилизации и др. Взаимодействия определяют судьбу популяций
микроорганизмов и фауны: состав, обилие, активность. Следствием
взаимодействий является формирование микробных сообществ и комплекса фауны почвы,
динамика биомассы и продукция микроорганизмов, транспорт микробов и их
профильное распределение, генетический обмен между микробами.
Как со стороны животных, так и со стороны микроорганизмов существует
регулирующее воздействие, результат которого не пропорционален основным
метаболическим тратам вызывающего это воздействие организма. Трофический
механизм не всегда объясняет эффекты от зоомикробных взаимодействий,
следовательно, наличие метаболических механизмов в почве надо признать очевидным.
Микроорганизмы как источник пищи для почвенных беспозвоночных
Принципиальной пищей и специализированных микробофагов, и сапрофагов,
включая представителей крупной фауны - червей, диплопод и мокриц, являются
микроорганизмы: грибы, простейшие и бактерии. Этому есть ряд прямых и
косвенных свидетельств. Беспозвоночные животные не поселяются на свежем
растительном опаде (основная гипотеза - наличие репеллентов в составе
растительных тканей) [Mindermann, Daniels, 1967]. Животные не способны к
деполимеризации растительных полимеров, которые преобладают в почвенном
органическом веществе [Паников и др., 1985; Варне и др., 1992]. Целлюлазная активность
пищеварительного тракта почвенных животных очень низка [Siepel, de Ruiter-
Dukman, 1993; Lattaud et al., 1998]. Даже термиты и фитофаги переваривают
целлюлозу благодаря симбиотическим целлюлозолитическим бактериям и
простейшим или с помощью ферментов перевариваемых грибов [Martin, 1984].
Животные облигатно зависят от микроорганизмов как источника
незаменимых аминокислот, которые сами синтезировать не могут [Бигон и др., 1989]. В
почве ресурс аминокислот и сосредоточен в микробной биомассе [Покаржевский
и др., 1984]. Животные нуждаются в органическом азоте и фосфоре, запас
которых сосредоточен в почве в микробной биомассе [Покаржевский и др., 1984].
Микроорганизмы - один из главных источников пищи почвенных
беспозвоночных. Материал микробных клеток может поступать в пищу экзогенно - с кормом и
эндогенно - за счет использования метаболитов микробных симбионтов,
реутилизации продуктов обмена животного и тел микробных симбионтов. До сих пор, однако,
не удается количественно оценить вклад этих потоков в питании животных.
Микроорганизмы могут быть основным источником азота для сапротрофных
беспозвоночных. Запасы доступного углерода в опаде и подстилке достаточны для
животных. В микробной биомассе содержится общего углерода до 1 мг С/г- в почве и до
10 мг С/г - в подстилке [Звягинцев, 1987]. Содержание растворимого органического
углерода в подстикле может достигать нескольких процентов. Эффективность
ассимиляции углерода у некоторых питающихся опадом и подстилкой животных (кивсяки)
может достигать 9,4 %, причем все это - легкодоступные органические вещества [Па-
176
ников и др., 1984]. Поэтому не только микробная масса, но и органические вещества
опада и почвы: моно- и олигосахара, аминокислоты, белки и др. могут служить
источником углерода для беспозвоночных. Однако эти соединения образуются в результате
деятельности микроорганизмов и их экзоферментов. Следовательно, существует и
прямая, и косвенная роль почвенных микроорганизмов в питании животных.
Каждое животное имеет свой круг микробных жертв
Все беспозвоночные проявляют избирательность в выборе объектов питания -
микроорганизмов. Переваривание микроорганизмов видо- и штаммоспецифично
и зависит у макрофауны от чувствительности микробных клеток к киллерным
веществам небелковой природы и ферментам, содержащимся в пищеварительной
среде животного, а у микро- и мезофауны - от реакции на метаболические
сигналы со стороны микроорганизмов. Чувствительность к перевариванию
определяется также морфологическим и физиологическим статусом и возрастом
микробных клеток. Каждое животное имеет свой круг микробных жертв. Этот принцип,
по-видимому, лежит в основе формирования трофических сетей в почве.
Киллерный механизм и индуцированный автолиз - универсальные механизмы
переваривания микроорганизмов животными
Переваривание микробных клеток животными подчиняется принципу
индуцированного автолиза, основанного на киллерном механизме. Механизм впервые
предложен для почвенных животных. Чувствительные к перевариванию микробные клетки
погибают под действием киллерных веществ не ферментативной природы. Киллерные
вещества нарушают барьер проницаемости, и в раствор выходит часть содержимого
цитоплазмы; гидролиз клеточного материала осуществляют вместе автолитические
ферменты микробной клетки и ферменты животного. При индуцированнном автолизе
жертва как бы обеспечивает собственное переваривание, индуцируемое веществами
пищеварительного тракта хищника. При этом живые организмы перевариваются
эффективнее мертвых. Скорость переваривания достигает нескольких минут, а
эффективность ассимиляции - 90 %. Выжившие микробные клетки могут размножаться в
заднем отделе со скоростью, близкой к таковой для условий питательных сред. Таким
образом, пищеварительный тракт каждого животного представляет собой
своеобразный биологический фильтр, "отбирающий" микробные популяции при пассаже.
При пассаже через пищеварительный тракт животных-макрофауны (дождевых
червей, многоножек, мокриц) снижается обилие грибного мицелия, особенно темно-
окрашенных грибов, и увеличивается обилие бактерий, в основном, за счет грамот-
рицательных. Судьба микробных клеток при пассаже зависит от вида и даже штамма
микроорганизма. Это может быть гибель с высвобождением основной части веществ
содержимого, замедление скорости размножения при сохранении
жизнеспособности, нейтральная реакция, размножение или инициация прорастания спор,
генетический обмен. Кишечные симбионты более устойчивы к пребыванию в кишечной
среде. В результате пассажа формируется микробное население в почве.
Пищеварительный тракт животных - специфическое местообитание
микроорганизмов в почве
Кишечник - специфическое место обитания микроорганизмов в почве. Физико-
химические условия (состав питательных элементов, рН, окислительно-
177
восстановительный потенциал, влажность) и биологические факторы
(ферментативная активность, наличие киллерных веществ) формируют не типичные для почвы
микробные сообщества. Выделяются два типа сообществ кишечных бактерий:
пристеночное - на внутренней поверхности стенок кишечника и полостное - в
содержимом кишечника. В пристеночном сообществе почвенных многоножек-диплопод и
дождевых червей доминируют факультативно-анаэробные гаммапротеобактерии и
актинобактерии. В состав симбионтов почвенных многоножек-диплопод входят ас-
комицетовые дрожжи. Численность микроорганизмов возрастает от переднего
отдела пищеварительного тракта к заднему отделу и достигает 108 КОЕ/г кишечных
тканей. При близкой численности плотность заселения поверхности кишечника
микроорганизмами в десятки и сотни тысяч раз выше, чем поверхности почвенных частиц.
Полостное сообщество кишечника представлено бактериями корма и
кишечными бактериями. Устойчивые к перевариванию транзитные микроорганизмы
размножаются при пассаже, при этом время удвоения некоторых бактерий может
достигать у дождевых червей 1,5-2 часов, а у диплопод 10-12 часов.
Численность бактерий обычно возрастает в десятки раз от корма к экскрементам.
Функции микроорганизмов кишечника беспозвоночных связаны, прежде
всего, с явлением симбионтного питания. Кишечные микроорганизмы являются
источником незаменимых аминокислот и витаминов, реутилизируют продукты
обмена животных, могут участвовать в симбионтном питании, осуществляют азот-
фиксацию. Симбионты повышают устойчивость кишечника к колонизации
чужеродными микроорганизмами за счет образования антибиотических веществ.
Из пищеварительного тракта диплопод выделяются бактерии с миколитической
активностью. Пищеварительный тракт - среда, в которой возможны
межмикробные взаимодействи: антагонизм и генетический обмен между бактериями.
Биотическая регуляция пищевых цепей основана на трофическом и
метаболическом принципах взаимодействия
Особенностью пищевого поведения животных, относящихся к микро- и мезо-
фауне (простейших, нематод, микроартропод) является их более
специализированные, чем у крупных беспозвоночных, трофические связи с
микроорганизмами. Кроме того, в отличие от макрофауны, уровень потребления микробной
биомассы у мелких беспозвоночных в сотни раз больше, чем у крупных. С учетом же
большей численности вклад этих животных в регуляцию микробного комплекса
намного выше. Обычно его связывают с трофическим механизмом, т.е. с
мобилизацией питательных элементов в процессе питания микробными клетками. Но
животные могут вызывать реакцию микроорганизмов по механизму, не
объясняемому только трофическими взаимодействиями, а связанному с
метаболическим механизмом, а именно - с воздействием выделений, регулирующих
активность микроорганизмов. Таким образом, возможно, регулирующая роль
беспозвоночных по отношению к микробному комплексу должна рассматриваться с
позиций и трофических, и метаболических механизмов.
Регуляция пищевых цепей подчиняется принципам обратной связи, петли
которой могут идти как сверху - от хищников, так и снизу - от первичных
продуцентов и микроорганизмов. Животные могут также регулировать микробные
популяции, будучи объектом питания микроорганизмов. Например, нематоды
являются источником ростовых факторов (аминокислот или витаминов) для хищ-
178
ных грибов, а стимулом к хищному образу жизни у грибов является недостаток в
среде витаминов или аминокислот. Как жертвы, нематоды регулируют рост,
развитие и сапротрофную активность хищных грибов в почве.
Комплекс почвенных нематод, питаясь микроорганизмами, регулирует
активность микробного разложения и минерализации органических веществ в почве,
микробную продукцию и состав микробного комплекса. Причем при разложении
бедных по азоту или не содержащих азота органических веществ нематоды
стимулируют, а при разложении богатых азотом органических соединений ингиби-
руют микробное разложение и микробную продукцию. Нематоды регулируют
соотношение грибной и бактериальной биомассы в почве: доля бактерий
увеличивается в процессе разложения в присутствии нематод сильнее, чем без нематод.
Коллемболы регулируют активность разложения листового опада и
сукцессию микромицетов.
Реакция микроорганизмов может быть очень быстрой - от 1 суток до
нескольких и заметна при очень низкой популяционной плотности животных.
Минимальная численность нематод, при которой заметны эффекты на активность
микробного сообщества, составляет менее 10 особей/г почвы. Минимальная
численность коллембол, при которой заметны эффекты на активность микробного
сообщества, составляет 10 особей/г опада.
Компенсаторные реакции почвенных микромицетов на хищничество со
стороны микро- и мезофауны аналогичны таковым у растений на поедание
растительноядными животными. Это - повышение скорости энергодающих процессов,
увеличение продукции, перераспределение продуктов и активности ферментов
внутри тела. И для растений, и для грибов характерна непропорциональная
реакция на трофическое воздействие, выражающаяся в значительном изменении
физиологического состояния в ответ на относительно малое воздействие. В ряде
случаев в основе механизма лежит действие ФАВ хищника.
На основании полученных результатов и анализа литературы сформулирована
концепция быстрого и медленного функциональных ответов микробного
комплекса на деятельность животных. Примеры быстрой и медленной реакции
микроорганизмов на появление (наличие) беспозвоночных и возможные механизмы
этих реакции показаны в таблицах 53 и 54.
Выдвигается концепция трофических и метаболических (сигнальных)
механизмов регуляции животными структуры и метаболизма микробного комплекса
почвы. Принцип регуляции по трофическому механизму состоит в мобилизации
животными при питании питательных веществ, связанных в микробных клетках, и их
экскреции. В масштабах почвенных экосистем, однако, вклад продуктов экскреции
животных в пул питательных элементов слишком мал и, следовательно, не может
объяснить быструю нелинейную реакцию микробного сообщества на поедание
животными. Регуляция по метаболическому механизму предполагает быстрый
физиологический отклик микроорганизмов в ответ на метаболиты (физиологически
активные вещества) животных, аналогичный компенсаторному эффекту растений в
ответ на поедание растительноядными. Он заключается в усиленном росте и
метаболической активности микроорганизмов и объясняет феномен их быстрой
реакции на воздействие животных, а также нелинейный характер зависимости
эффектов от метаболических потребностей животных (когда они - хищники) или
количества питательных веществ, содержащихся в них (когда они - жертвы).
179
Таблица 53. Быстрая реакция почвенных микроорганизмов на воздействие
животных (заметна через 1 сутки или нескольких суток после начала
эксперимента), обнаруженная в экспериментах с подселением/исключением животных
Пример реакции
Гибель клеток, микробостазис, инициация
прорастания, размножение микроорганизмов
при пассаже через кишечник дождевых
червей, диплопод
Замедление роста дрожжей при воздействии
целомической жидкости червей Eiseniafet-
ida
Образование в периферической части
колонии гриба Mortierella isabellina секторов
быстрорастущего, не образующего спор
мицелия; увеличение активности сериновой
протеазы и а-амилазы в ответ на
потребление мицелия колемболами Onychiurus
armatus
В бинарной культуре грибоядные нематоды
активизируют или подавляют
минерализацию органического азота и образование N03"
-N и NH/-N
Комплекс почвенных нематод активизирует
рост бактерий, дыхание и минерализацию
соединений органического азота и
образование NCV-N и NH/-N
Коллембола Folsomia Candida активизирует
дыхание Cladosporium cladospohoides на
листовом опаде
Комплекс микроартропод увеличивает
скорость микробной минерализации
Предполагаемый механизм
Селективное действие агентов
пищеварительной жидкости
животных
Токсическое
(агглютинирующее) действие целомической
жидкости
Гриб компенсируют
потребление части мицелия более
высокой скоростью роста и уровнем
метаболизма; возможно
действие индукторов от коллемболы
Пищевая специализация в
отношении грибов
Действие физиологически
активных веществ экскретов
животных
Действие физиологически
активных веществ экскретов
животных
Действие физиологически
активных веществ экскретов
животных
Источник
Настоящая
работа
Настоящая
работа
Hedlund et
а!., 1991
Chen, Ferris,
1999
Настоящая
работа
Настоящая
работа
Настоящая
работа
Таблица 54. Медленная реакция почвенных микроорганизмов на воздействие
животных (заметна через неделю и более после начала эксперимента),
полученная в экспериментах с подселением/исключением животных
Пример реакции
1
Диплоподы и мокрицы усиливают
микробное дыхание на опаде
Животные активизируют микробный
комплекс, процесс разложения и
минерализации, потребляя часть микробной массы
Предполагаемый механизм
2
Увеличение удельной
поверхности за счет
измельчения листьев
Высвобождение в почву
при экскреции связанных в
микробной массе
питательных элементов
Источник
3
Hanlon, Anderson,
1979
Clarholm et al., 1981
и другие
180
Окончание таблицы 54
1
Нематоды и микроартроподы
стимулируют или подавляют скорость разложения
органических веществ, микробный рост и
продукцию в зависимости от соотношения
C:N в субстрате и количества животных,
увеличивают удельное дыхание
микроорганизмов, уменьшают грибную и
увеличивают бактериальную массу
Подстилочные микроартроподы вызывают
изменения в составе доминантов
комплекса микромицетов на листовом опаде,
увеличивают общее разнообразие грибов и
снижают обилие темноокрашенных грибов
Дождевые черви Lumbricus terrestris
способствуют образованию специфических
микробных сообществ и активности в
своих ходах
Дождевые черви вызывают изменение в
сукцесси микромицетов в почве,
подстилке и компосте
Дождевые черви Eisenia fetida, питаясь,
уменьшают грибную и увеличивают
бактериальную биомассу при созревании
компоста
2
Мобилизация
лимитирующих элементов
питания в результате
повреждения микробных колоний;
гибель в результате
«перевыпаса»; компенсаторный
рост
В целом, не известен
(селективное выедание
грибов; пищевое
предпочтение темноокрашенным
грибам)
Изменение физико-
химических условий
обитания
Селективное выедание
Выедание грибов и
размножение бактерий при
пассаже через
пищеварительный тракт
3
Мамилов и др.,
2000
Кураков и др., 2002
Loquetetal., 1977,
Tiunov, Scheu, 1999;
Tiunovetal., 2001
Ищенко и др., 1994
Вызов, 1991
Регуляция со стороны микроорганизмов также может быть реализована как по
трофическому, так и по метаболическому механизму. Трофическая регуляция
связана с функцией клеточной массы микроорганизмов как источника
незаменимых аминокислот и фосфора для почвенных животных. С другой стороны, в
результате деятельности микробных экзоферментов присходит разложение
сложных органических полимеров до веществ, которые уже могут быть переварены и
ассимилированы животными (олигосахаридов, органических кислот, белков и
аминокислот). Метаболическое воздействие микроорганизмов предполагает
участие физиологически активных соединений микробного происхождения
(витаминов, аттрактантов и репеллентов, антибиотиков, токсинов) во взаимодействии
с животными.
Главной отличительной особенностью взаимодействия микроорганизмов с
макрофауной является наличие развитого симбиотического сообщества в
пищеварительном тракте, состоящего из бактерий и дрожжей. Прямая регулирующая
роль этих животных по отношению к почвенным микробам состоит, в основном,
в модификации микробных сообществ при их пассаже через пищеварительный
тракт, поскольку дождевые черви, диплоподы и др. способны заглатывать
крупные фрагменты субстрата, заселенные целым набором микроорганизмов.
Особенностью взаимодействия микро- и мезофауны с микроорганизмами следует
считать значительно более высокий уровень потребления микробной биомассы и
значительно более "индивидуальное" потребление микробов. Вследствие этого
181
прямая регулирующая роль этих животных во много превосходит таковую у
макрофауны и сводится к активизации или подавлению отдельных видов и их
популяций в почве.
Благодарности
В 1993-1994 гг. работа была поддержана Фондом Сороса и Правительства РФ
(гранты NDA000 и NDA300). В 1994-1996 гг. работа была поддержана грантом
Министерства Образования, Науки и Технологии Германии и грантом РФФИ №
95-04-11942а. С 1996 г. по настоящее время работа поддержана грантами РФФИ
№ 96-04-48418а, № 99-04-48000а, № 02-04-49049а и № 05-04-48676а.
Автор выражает благодарность своим коллегам за поддержку идей, за
выполнение отдельных разделов экспериментальной работы, техническую помощь и
дискуссии. Особая благодарность - заведующему кафедрой биологии почв
факультета почвоведения заслуженному профессору Д.Г. Звягинцеву - за
предоставление свободы в исследованиях и научные консультации, и профессору
B.C. Гузеву - за школу. Огромный вклад в работу внесли сотрудники, аспиранты и
студенты кафедры биологии почв и других научных организаций: И.П. Бабьева,
Н.И. Бабкина, By Нгуен Тхань, П.Н. Голышин, В.В. Демин, Т.Г. Добровольская,
Г.М. Зенова, Н.В. Зинин, Н.А. Кузнецова, А.В. Кураков, А.Ш. Мамилов, В.Д. Ми-
гунова, И.Н. Мозговая, Нгуен Д.Т. Лыу, Т.Ю. Нечитайло, А.Д. Покаржевский,
Л.М. Полянская, Я.М. Рабинович, Н.Д. Романенко, Н.Ф. Рябченко, А.Л. Степанов,
Е.Б. Третьякова, И.Ю. Чернов, Дж.М. Андерсон, О. Дилли, X. Клаус, 3. Филипп.
182
ЛИТЕРАТУРА
Атлавините О.П. Влияние дождевых червей на агроценоз. Вильнюс, 1990. 177 с. ,
Атлавините О.П., Ванагас К, Вишняускас А.К. Значение дождевых червей в
процессе деструкции органических отходов и трансформации тяжелых металлов в почве
и растениях. Деструкция органического вещества в почве. Вильнюс, 1984. С. 10-14.
Африкян ЭТ. Энтомопатогенные бактерии и их значение. Ереван: Изд-во АН
Армянской ССР, 1973. 418 с.
Бабьева И.П., ЗеноваГ.М. Биология почв. М.: Изд-во Моск. ун-та, 1989. 333 с.
Варне Р., Кейлоу П, Олив П., Голдинг Д. Беспозвоночные. Новый обобщенный
подход. М.: Мир, 1992. 583 с.
Беклемишев В.Н. Биоценологические основы сравнительной паразитологии. М.:
Наука, 1970. 502 с.
Белокурская В. И., Климакова Е.Т., Курт Л. А., Кос овец B.C., Боровкова A.M.,
Мацкевич Н.В. Испытание хищных грибов - гельминтофагов как средства борьбы с
картофельной нематодой Heterodera rostochiensis II Бюллетень Всесоюзного
научно-исследовательского института гельминтологии им. К.И. Скрябина. 1973.
Вып. 11. С. 21-28.
Бигон М., Харпер Дж., Таунсенд К. Экология. Особи, популяции и сообщества.
М.: Мир, 1989. Т. 1.667 с.
Битюцкий Н.П., Лапшина И.Н., Лукина Е.И., Соловьева А.Н., Пацевич ВТ.,
Выговская А.А. Роль дождевых червей в минерализации соединений азота в почве //
Почвоведение. 2002. № 10. С. 1242-1250.
Битюцкий Н.П., Лукина Е.И., Пацевич В.Г., Соловьева А.Н., Степанова Т.Н.,
Надпорожская М.А. Влияние червей на трансформацию органических субстратов и
почвенное питание растений // Почвоведение. 1998. № 3. С. 309-315.
Вызов Б.А. Методы изучения микробных сообществ, ассоциированных с
сапротрофными почвенными беспозвоночными // Методы почвенной микробиологии
и биохимии. М.: Изд-во МГУ, 1991. С. 47-58.
Вызов Б.А. Микробиологические исследования вермикомпоста, приготовленного
на отходах шампиньонного производства // Биоконверсия органических отходов для
производства биогумуса, биогаза и белка и охрана окружающей среды. Киев-Ивано-
Франковск, 1991. С. 67-70.
Вызов Б.А. Трофо-динамические взаимодействия микроорганизмов и животных в
почве//Перспективы развития почвенной биологии. М.: Макс Пресс, 2001. С. 108-132.
Вызов Б.А. Зоомикробные взаимодействия в почве. Автореф. дисс. ... докт. биол.
Наук. М.: Макс Пресс, 2003, 52 с.
Вызов Б.А., By Нгуен Тхань, Бабьева И.П. Роль дрожжей рода Candida в
патогенезе сапротрофных беспозвоночных // Тезисы Всесоюзной конференции
"Микроорганизмы - стимуляторы и ингибиторы роста растений и животных".
Ташкент, 1989. С. 36.
Вызов Б.А. ЗеноваГ.М., Бабкина НИ, Добровольская ТТ., Третьякова ЕВ., Звягинцев
ДТ Актиномицеты в пище, кишечнике и экскрементах почвенных многоножек
Pachyiulusflavipes C.L. Koch // Микробиология. 1993. Т. 62, № 5. С. 916-927.
Вызов Б.А., Рабинович Я.М. Киллерная активность пищеварительной жидкости
почвенной многоножки Pachyiulus flavipes //Прикладная биохимия и микробиология.
1997. Т. 33, №5. С. 568-571.
Вызов Б.А., Третьякова Е.Б., Добровольская ТТ. Зообактериальные сообщества в
вермикомпосте и подстилке // Тезисы Всероссийской конференции "Микроорганизмы
в сельском хозяйстве", Пущино, 1992. С. 199.
183
By Нгуен Тхань, Вызов В.А., Бабьева И.П. Чувствительность дрожжей к
пищеварительной жидкости кишечника почвенных многоножек Pachyiulus flavipes
C.L.Koch // Микробиология. 1994. Т. 63, № 4. С. 715-720.
By Нгуен Тхань. Судьба дрожжей в ассоциациях с почвенными беспозвоночными.
Автореф. дисс. ... канд. биол. наук. М.: Изд-во МГУ, 1993, 24 с.
Гаузе Г.Ф., Преображенская Т.П., Свешникова М.А. и др. Определитель
актиномицетов. М.: Наука, 1983. 244 с.
Гельцер ЮТ. Протозойная фауна пойменных и дерново-подзолистых почв и ее
связи с ризосферой некоторых сельскохозяйственных растений // Автореф. дисс. ...
канд. биол. наук. М.: Изд-во МГУ, 1964. 24 с.
Гельцер ЮГ. Сравнительная характеристика протозойной фауны ризосферы
некоторых сельскохозяйственных растений на дерново-подзолистой почве // Повышение
плодородия почв нечерноземной полосы. М.: Изд-во МГУ, 1967. С. 135-145.
Гельцер Ю.Г., Бабьева И.П., Решетова И.С., Балезина Т.Л. Исследование
взаимоотношений свободно живущих амеб с почвенными дрожжами // Материалы II
Всесоюзного съезда протозоологов, ч. 1. Общая протозоология. Киев: Наукова думка,
1976. С. 35-36.
Гиляров М.С. Методы количественного учета почвенной фауны // Почвоведение.
1941. №4. С. 48-77.
Гиляров М.С. Особенности почвы как среды обитания и ее значение для эволюции
насекомых жизни на суше. М: Изд-во Академии наук СССР, 1949. 278 с.
Гиляров М.С Зоологический метод диагностики почв. М.: Наука, 1965. 265 с.
Гиляров М.С Корневые системы и почвенные беспозвоночные // Методы
изучения продуктивности корневых систем и организмов ризосферы. Л.: Наука, 1968.
С. 27-31.
Гиляров М.С. Условия обитания беспозвоночных животных разных размерных
групп в почве // Методы почвенно-зоологических исследований. М.: Наука, 1975.
С. 7-11.
Голиченков М.В. Особенности микробной трансформации азота в кишечнике
термитов и в термитниках // Автореф. дисс. ... канд. биол. наук. М.: Изд-во МГУ,
2002. 24 с.
Горбенко А.Ю., Паников Н.С, Звягинцев Д.Г Влияние беспозвоночных животных на
рост почвенных микроорганизмов // Микробиология. 1986. Т. 55. Вып. 3. С. 517-522.
Гузев B.C., Вызов Б.А., Гузева Л.С., Звягинцев Д.Г. Изучение методом
сканирующей электронной микроскопии взаимодействия микроорганизмов с
беспозвоночными // Экологическая роль микробных метаболитов. М.: Изд-во МГУ,
1986. С. 212-231.
Гузев B.C., Звягинцев Д.Г. Биометрический анализ клеток бактерий в почве //
Микробиология. 2003. Т. 72, № 2. С. 221-227.
Густелева Л.А., Исаев А.С Микрофлора насекомых-ксилофагов // Новосибирск:
Наука, Сибирское отделение, 1982. 116 с.
Евтушенко ЛИ. Систематика актиномицетов рода Promicromonospora. Автореф.
дисс. ... канд. биол. наук. М.: Изд-во МГУ, 1985. 24 с.
Евтушенко Л.И., Патарая ДТ, Агре Н.С, Калакуцкий Л.В. Плеоморфизм клеток
у Promicromonospora citrea//Микробиология. 1982. Т. 51, № 3. С. 466-471.
Звягинцев Д.Г, Добровольская Т.Г, Полянская Л.М., Бабьева И.П., Чернов И.Ю.,
Вызов Б.А., Зенова Г.М., Лысак Л.М. Почва как природный банк микроорганизмов.
Биология, экология, биотехнология и почвоведение. М.: Изд-во МГУ, 1994. С. 228-238.
Звягинцев Д.Г., Паников Н.С, Горбенко А.Ю. Количественная оценка влияния
беспозвоночных животных на рост микроорганизмов в почве // Почвенная фауна и
почвенное плодородие. Труды 9 Международного коллоквиума по почвенной
зоологии (под ред. Б.Р. Стригановой). М.: Наука, 1987. С. 63-67.
184
Звягинцев Д.Г., Полянская Л.М., Зенова Г.М., Бабкина НИ. Динамика длины
актиномицетного мицелия и численности прокариотных клеток в кишечном тракте
беспозвоночных животных // Микробиология. 1996. Т. 65, № 2. С. 269-276.
Зенова Г.М., Бабкина Н.И., Полянская Л.М., Звягинцев Д. Г. Актином и цеты в
кишечном тракте полвенных беспозвоночных животных, питающихся
вермикомпостом и подстилкой // Микробиология. 1996. Т. 65, № 3. С. 409-415.
Зинин Н.В., Рабинович Я.М., Демин В.В., Вызов Б.А. Особенности переваривания
микроорганизмов почвенными беспозвоночными // Тезисы II Всероссийского
совещания "Проблемы почвенной зоологии". Москва, 1999. С. 191.
Зражевский А.И. Дождевые черви как фактор плодородия лесных почв. Киев:
Изд-во АН Украинской ССР, 1957. 271 с.
Зубкова Т.А., Карпачевский Л.О. Матричная организация почв. М.: Русаки, 2001.
294 с.
Ищенко И.А., Марфенина О.Е., Василенко А.Н. Сукцессии микроскопических
грибов при переработке субстратов дождевыми червями // Микология и
фитопатология. 1994. Т. 28. Вып. 6. С. 61-69.
Калакуцкий Л.В., Агре Н.С. Развитие актиномицетов. М.: Наука, 1977. 285 с.
Карпачевский Л.О. Почвы как зеркало ландшафта. М.: Мысль, 1983.154 с.
Козловская Л.С. Взаимоотношения почвенных беспозвоночных с макро- и
микромицетами // Микоризные грибы и микоризы лесообразующих пород Севера.
Петрозаводск, 1980. С. 31-36.
Козловская Л.С. Роль почвенных беспозвоночных в трансформации
органического вещества болотных почв. Л.: Наука, 1976. 211с.
Козловская Л.С. Разложение растительных остатков в почве. М.: Наука, 1985.
С. 110-131.
Конокотина А.Г. О комбинированных культурах почвенной амебы с дрожжами.
Микробиологический журнал. 1925. Т. 1. Вып. 2. С. 45-48.
Косовец B.C. Эколого-физиологические основы массового выращивания
препарата хищных грибов и разработка биологического способа с некоторыми
фитонематодами. Автореф. дисс. ... канд. биол. наук. М.: Изд-во ВИГИС, 1972. 40 с.
Краткий определить бактерий Берги (под ред. Дж. Хоулт). М: Мир, 1980. 495 с.
Кудеяров В.Н. Цикл азота в почве и эффективность удобрений. М.: Наука, 1989.
216 с.
Кузнецова И.А. Фауна и экология ногохвосток (Collembola), M.: Наука, 1984.
Кураков А.В., Давыдова М.А., Бурова Н.Е., Салюк В.И., Вызов Б.А. Сукцессии
микроскопических грибов при разложении опада и пищевая активность
микроартропод // Проблемы лесной фитопатологии и микологии. Материалы 5-й
Международной конференции. М.: Изд-во РАН, 2002. С.141-144.
Кураков А.В. Грибы в круговороте азота в почвах // Автореф. дисс. ... докт. биол.
наук. М: Макс Пресс, 2003. 48 с.
Курчева Г.Ф. Роль почвенных животных в разложении и гумификации
растительных остатков. М.: Наука, 1971. 155 с.
ЛанчиниД., Паренти Ф. Антибиотики. М.: Мир, 1985. 272 с.
Мамилов А.Ш., Бызов Б. А., Звягинцев Д.Г. Влияние микрофауны на продукцию и
групповой состав комплекса почвенных микроорганизмов // Тезисы II
Всероссийского совещания "Проблемы почвенной зоологии", Москва, 1999. С. 195.
Мамилов А.Ш., Бызов Б.А., Покаржевский АД., Звягинцев Д.Г Регуляция
микрофауной биомассы и активности почвенных микроорганизмов //
Микробиология. 2000а. Т. 69, № 5. С. 727-736.
Мамилов А.Ш., Бызов Б.А., Степанов А.Л., Звягинцев Д.Г. Дифференцированный
учет микробной биомассы в почве при разложении растительных остатков //
Почвоведение. 20006. № 12. С. 1457-1462.
185
Манаенков И.В., Зубкова Т.А., Карпачевский Л.О. Механическая прочность
почвенных агрегатов разной формы // Почвоведение. 1997. № 12. С. 1438-1444.
Маргелис Л. Роль симбиозов в эволюции клетки. М.: Мир, 1983. 352 с.
Марфенина О.Е. Влияние дождевых червей на микроскопические грибы как
деструкторы органических веществ в почве. Деструкция органических веществ в
почве. Вильнюс, 1989. С. 104-108.
Марфенина О.Е., Ищенко И.А. Избирательность дождевых червей по отношению
к почвенным микроскопическим грибам // Известия РАН. Сер. биологическая. 1997.
№ 4. С. 504-506.
Мацкевич Н.В., Теплякова Т.В. Биопестицид нематофагин: научные проблемы и
практические решения // Аграрная Россия. 1999. Ш З.С. 28-35.
Менько Е.В., Чернов И.Ю., Вызов Б.А. Взаимоотношения дрожжей и коллембол на
ранних этапах разложения растительного опада // Материалы Международной
научной конференции "Экология и биология почв", Ростов, 2005. С. 312-316.
Методы почвенной микробиологии и биохимии (под ред. Д.Г. Звягинцева). М.:
Изд-во МГУ, 1991. С. 47-58.
Мехпгиева Н. А. Хищные нематофаговые грибы-гифомицеты. Баку: Элм, 1979.244 с.
Мигунова В.Д. Выбор трофической стратегии хищным нематофаговым грибом
Arthrobotrys oligospora. Автореф. дисс. ... канд. биол. наук. М.: Изд-во МГУ, 2002. 24 с.
Мигунова В.Д., Вызов В.А., Звягинцев Д.Г., Романенко Н.Д. Влияние хищного
нематофагового гриба Arthrobotrys oligospora на комплекс почвенных нематод,
формирующихся в прикорневой зоне винограда и пшеницы // Вестн. Моск. Ун-та,
Сер. 17. Почвоведение. 2003. № 1. С. 50-54.
Мигунова В.Д., Вызов Б.А., Полянская Л.М., Звягинцев Д.Г. Развитие хищного
нематофагового гриба Arthrobotrys oligospora в дерново-подзолистой почве // Вестн.
МГУ. Сер. 17. Почвоведение. 2002. № 3. С. 44-47.
Мирчинк Т.Г Почвенная микология. М.: Изд-во МГУ, 1988. 219 с.
Мишустин Е.Н., Перцовская М.И., Горбов В.А. Санитарная микробиология почвы.
М.: Наука, 1979. С. 20-59.
Мозговая И.Н. Судьба энтомопатогенных бацилл в почве. Автортеф. дисс. ...
канд. биол. наук. М.: Изд-во МГУ, 2001. 24 с.
Мозговая И.Н., Вызов Б.А., Кураков А.В., Звягинцев Д.Г Экологические
последствия применения Bacillus thuringiensis для почвенных ценозов // Тезисы II
научной конференции "Актуальные вопросы биотехнологии", М.: Изд-во МГУ, 2001.
С. 27.
Мозговая И.Н., Рябченко Н.Ф., Вызов Б.А. и Звягинцев Д.Г Судьба
энтомопатогенных бацилл в почве // Тезисы II Всероссийского совещания
"Проблемы почвенной зоологии", Москва, 1999. С. 199.
Нгуен Дык Т.Л., Вызов Б.А., Зенова Г.М., Звягинцев Д.Г. Антагонистические
свойства актиномицетов, ассоциированных с пищеварительным трактом почвенных
беспозвоночных // Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 17 Почвовед. 1996. № 3. С. 70-77.
Некрасова К.А., Домрачева Л.И. Значение изучения почвенных животных при
количественном учете почвенных водорослей. Киров, 1972. С. 175-181.
Олейник А.С., Битюцкий И.П, Вызов Б.А. Влияние экскретов дождевых червей
Aporrectodea caliginosa на дыхание и нитрификацию в почве // Материалы
Международной научной конференции "Экология и биология почв", Ростов, 2005, С.
367-371.
Паников КС. Кинетика роста микроорганизмов: общие закономерности и
экологические приложения. М.: Наука, 1991. 309 с.
Паников Н.С., Горбенко А.Ю., Звягинцев Д.Г Количественная оценка влияния
мезофауны на скорость разложения растительного опада // Вестн. МГУ. Сер. 17.
Почвоведение. 1985. № 3. С. 37-45.
186
Паников Н.С., Симонов Ю.В. Влияние микроартропод на скорость разложения
растительного опада // Экология. 1986. № 4. С. 10-17.
Перель Т.С., Соколов Д.Ф. Количественная оценка участия дождевых червей
Lumbricus terrestris (Lumbricidae, Oligochaeta) в переработке лесного опада //
Зоологический журнал. 1964. Т. 43, № 11. С. 1618-1625.
Покаржевский А. Д. Концептуальная модель миграции веществ в сообществах
почвенных животных // Почвенная фауна Северной Европы. М.: Наука, 1987. С. 34- 38.
Покаржевский А.Д., Сикора И., Гордиенко С.А. Ресурсы аминокислот в пище
сапрофагов // Доклады АН СССР. 1984. Т. 277, № 1. С. 253-256.
Полянская Л. М., Бабкина Н.И., Зенова Г.М., Звягинцев Д.Г. Судьба актиномицетов
в кишечном тракте почвенных беспозвоночных животных, поедающих споры
стрептомицетов // Микробиология. 1996. Т. 65, № 4. С. 560-565.
Пономарева О.Н., Марфенина О.Е., Ищенко И.А. Особенности популяционной
динамики почвенных коллембол при питании грибным мицелием, загрязненным
гербицидами // Вестн. МГУ. Сер. 17. Почвоведение. 1995. № 2. С. 135-147.
Рябченко Н.Ф., Степанова Т.В., РумерЛ.М., Мозговая И.И., Вызов Б.А., Звягинцев
Д.Г. Коньгативный перенос плазмиды pAM/3j от стрептококков в бациллы в
вермикомпосте // Микробиология. 1996. Т. 65. № 5. С. 663-667.
Сравнительная физиология животных (под ред. Л. Проссера). М.: Мир, 1977.
Т. 1.606 с.
Стебаев И.В. Зоомикробиологические комплексы в биогеоценозах // Почвенные
организмы как компоненты биогеоценоза. М.: Наука, 1984. С. 3-15.
Стейниер Р., Эдельберг Э., Ингрэм Дж. Мир микробов. М.: Мир, 1979. Т. 3. 484 с.
Степанова Т.В. Генетическое исследование штаммов Bacillus thuringiensis
подвида israelensis. Автореф. дисс. ... канд. биол. наук, М.: Изд-во ВНИИ
"Генетика", 1987.24 с.
Стриганова Б.Р. О разложении целлюлозы в кишечнике кивсяков Pachyiulus
foetidissimu (Mur.) (Julidae, Diplopoda) // Доклады АН СССР. 1970. Т. 190, № 3.
С. 703-705.
Стриганова Б.Р. Питание почвенных сапрофагов. М.: Наука, 1980. 244 с.
Стриганова Б.Р., Марфенина О.Е., Пономаренко В.А. Некоторые новые аспекты
влияния дождевых червей на почвенные грибы // Известия АН СССР. Сер. биология.
1988. №5. С. 715-719.
Теплякова Т.В. Биоэкологические аспекты изучения и использования хищных
грибов - гифомицетов. Новосибирск, 1999. 252 с.
Теренина Е.Е., Чернов И.Ю. Таксономическая структура сообществ дрожжей,
ассоциированных с беспозвоночными животными // Микология и фитопатология.
2001. Т. 35, №4. С. 65-73.
Тиунов А.В. Влияние дождевых червей Nicodrilus caliginosus на нитрификацию в
дерново-подзолистых почвах // Деструкция органического вещества в почве.
Вильнюс, 1989. С. 172-176.
Тиунов А.В. Применение аппликационного метода для оценки
биологической активности в дрилосфере // Известия РАН. Сер. биологическая. 1993.
№ 2. С. 264-270.
Тиунов А.В., Добровольская ТТ., Полянская Л.М. Микробное сообщество стенок
нор дождевых червей Lumbricus terrestris L. // Микробиология. 1997. Т. 66. С. 41-420.
Тиунов А.В., Добровольская ТТ., Полянская Л.М. Микробные комплексы в стенках
жилых и покинутых нор дождевых червей Lumbricus terrestris L. в дерново-
подзолистой почве // Почвоведение. 2001. № 5. С. 594-599.
Тиунов А.В., Кузнецова Н.А. Средообразующая деятельность норных дождевых
червей (Lumbricus terrestris L.) и пространственная организация почвенной биоты //
Известия РАН. Сер. биологическая. 2000. № 5. С. 607-616.
187
Третьякова Е.Б., Добровольская ТТ., Вызов Б.А. Использование устойчивости к
щелочи для селективного выделения грамположительных бактерий из почвы //
Вестн. Моск. Ун-та. Сер. 17. Почвоведение. 1994. № 1. С. 49-55.
Третьякова Е.Б., Добровольская ТТ., Вызов В.А., Звягинцев ДТ. Сообщества
бактерий, ассоциированные с почвенными беспозвоночными // Микробиология.
1996. Т. 65, № 1.С. 102-110.
Уваров А.В. Зависимость между длиной головной капсулы и длиной тела у
некоторых видов ногохвосток // Почвенная фауна и почвенное плодородие. Труды 9-
го Международного коллоквиума по почвенной зоологии (под ред. Б.Р. Стрига-
новой). М.: Наука, 1987. С. 718-724.
Уголев A.M. Эволюция пищеварения и принципы эволюции функций. Л.: Наука,
1985.544 с.
Уголев A.M. Теория адекватного питания и трофология. СПб.: Наука, 1991. 270 с.
Уголев A.M., Цветкова В.А. Индуцированный автолиз как важный механизм
начальных стадий пищеварения в естественных условиях // Физиологический журнал
СССР им. И.М. Сеченова. 1984. Т. 70, № 11. С. 1542-1550.
Хомяков Н.В., Добровольская ТТ., Нечитайло Е.Ю., Голышин П.И., Вызов В.А.
Судьба бактерий в кишечнике дождевых червей // Материалы Международной
научной конференции "Экология и биология почв". Ростов-на-Дону. 21-25 апреля
2005. С.523-529.
Чернов И.Ю. Широтно-зональные и пространственно-сукцессионные тренды
в распределении дрожжевых грибов // Журнал общей биологии. 2005. Т. 66, №
2. С. 119-123.
Чернова ИМ. Зоологическая характеристика компостов. М.: Наука, 1966. 153 с.
Чернова И.М. Экологические сукцессии при разложении растительных остатков.
М.: Наука, 1977,199 с.
Шивокене Я.С, Малукас Э.З. Симбиотическая микрофлора пищеварительного тракта
насекомых и ее роль в их патогенезе // Труды АН Лит. ССР. 1984. № 4. С. 98-110.
Юдина ТТ. Сравнение антибактериальной активности параспоральных включений
различных бацилл // Известия АН СССР. Сер. биологическая. 1996. № 5. С. 535-541.
Addison J. A. Persistence and non-target effects of Bacillus thuringiensis in soil // Can. J.
For. Res. 1993. P. 2329-2342.
Ahman J., Ek В., Rash L., Tunlid A. Sequence analysis and regulation of a gene
encoding a cuticle degrading serine protease from the nematophagous fungus Arthrobotrys
oligospora//Microbiology UK. 1996. V. 142. P. 1605-1616.
AhmedH.K., Mitchell W.J., Priest F.G. Regulation of mosquitocidal toxin synthesis in Bacillus
sphaericus// Applied Microbiology Biotechnology. 1995. V. 43, № 2. P. 310-314.
Aldag R., Graff O. N-fraktionen in Regenwurmlosung und deren ursprungsboden //
Pedobiologia.1975. V. 15. P. 151-153.
Ali C, Mulla M. S., Federici B. A. Sporulation and toxin production by Bacillus
thuringiensis var. israelensis in cadavers of mosquito larvae (Diptera: Culicidae) // J.
Invert. Pathol. 1985. V. 46. P. 251-258.
Ali M.A., Tribulsi J.Y., Abd-Elsamea M.E. Antagonistic interactions between
Meloidogyne incognita and Rhizobium leguminosarum on cowpea // Plant Disease. 1981.
V. 65. P. 432-435.
Alencar Y.B., Rios-Velasquez СМ., Lichtwardt R.W., Hamada N. Trichomycetes
(Zygomycota) in the digestive tract of arthropods in Amazonas, Brazil. 2003. // Mem Inst
Oswaldo Cruz, Rio de Janeiro, 98, in press.
Allen-Morley С R., Coleman D. С Resilience of soil biota in various food webs to
freezing perturbations // Ecology. 1989. V. 70, № 4. P. 1127-1141.
Anderson J.M. Animal/microbial interactions in soil biological processes // Straw decay
and its effect on disposal and utilization, 1979. P. 311-312.
188
Anderson J.M. Ecology of Microbial Communities. M. Fletcher (ed.), Cambridge
University Press, 1987. P. 125-133.
Anderson J.M. Soil organisms as engineers: microsite modulation of macroscale
processes // Linking Species and Ecosystems. C.J. Jones, J.H. Lawton (eds.). Chapman and
Hall, New York, 1995. P. 94-106.
Anderson J.M. Food web functioning and ecosystems processes: problems and
perception of scaling // Invertebrates as Webmasters in Ecosystems. D.C. Coleman, P.F.
Hendrix (eds.). CABI Publishing, 2000. P. 3-24.
Anderson J.M., Bignell D.E. Bacteria in the food, gut contents and faeces of the litter
feeding millipede Glomeris marginata // Soil Biol. Biochem. 1980. V. 12. P. 251-254.
Anderson J.M., Bignell D.E Assimilation of ,4C-labelled leaf fibre by the millipede
Glomeris marginata (Diplopoda, Glomeridae) // Pedobiologia. 1982. V. 23. P. 120-125.
Anderson J.M., Healey I.N. Seasonal and interspecific variations in major components of
the gut contents of some woodland Collembola // J. Anim. Ecol. 1972. V. 41. P. 359-368.
Anderson J.M., Ineson P. Interactions between soil arthropods and microbial
populations in carbon, nitrogen and mineral nutrient fluxes from decomposing leaf litter //
Lee J.A., McNeill S., Rorison I.(eds) Nitrogen as an Ecological factor. 1984a, Oxford,
Blackwell Scientific Publications. P. 413-442.
Anderson J.M., Ineson P. Interactions between microorganisms and soil invertebrates in
nutrient flux pathways of forest ecosystems // In: Invertebrate-microbial interactions, J.M.
Anderson, A.D.M. Rayner, D.W.H. Walton (eds.), Cambridge University press,
Cambridge-New York-New Rochelle-Melbourne-Sydney, 1984b. P. 59-88.
Anderson J., Knight D. Elliott P. Effects of invertebrates on soil properties and processes
// Advances in Management and Conservation of Soil Fauna, G.K. Veeresh, D. Rajagopal,
C.A. Viraktamath (eds.), Oxford and IBH Publ. Co.: New Delhi, 1991. P. 473-484.
Anderson T.R., Patrick Z.A. Soil vampyrellid amoebae that cause small perforation in
comd'm of Cochliobolus sativus//Soil Biol. Biochem. 1980. № 12. P. 159-164.
AppelhofM. Household scale vermicomposting. Workshop on the role of earthworms in
the stabilization of organic residues. Kalamazoa, Michigan. 1981. № 1. P. 232.
Baker J.M., Laidlaw R.A., Smith G.A. Wood breakdown and nitrogen utilization by Anobium
puctatum Deg. Feeding on Scots pine sapwood // Holzforschung. 1970. V. 24. P. 45-53.
Balan J.t Chevalier H.A. The predacious fungus Arthrobotrys dactyloides: induction of
trap formation // Mycologia. 1972. № 64. P. 919-922.
Baleux В., Vivares Ch.P. Etude preliminaire de la florebacterienne intestinale de
Schizophyllum sabulosum var. rubripes Lat. (Myriapoda, Diplopoda) // Bull. Soc. Zool.
France. 1974. V. 99. P. 771-779.
Bardgett R.D., McAlister E. The measurement of soil fungal: bacterial ratios as an
indicator of ecosystem self-regulation in temperate meadow grasslands // Biol. Fertil. Soils.
1999. №29. P. 282-290.
Barley K.P., Jennings A. C. Earthworms and soil fertility // Austr. J. Agric. Res. 1959.
№10. P. 364-370.
Barois I., Villemin G., Lavelle P., Toutain F. Transformation of soil structure through
Pontoscolex corethrurus (Oligochaeta) intestinal tract // Geoderma. 1993. V. 56. P. 57-66.
BassalikK. On silicate decomposition by soil bacteria //Z. Garphysiol. 1913. V.2.P. 1-32.
Bauer L.S. Resistance: a threat to the insecticidal crystal proteins of Bacillus
thuringiensis//Florida Entomologist. 1995. V. 78, № 3. 414 p.
Baweja K.D. Studies of the soil fauna with special reference to the recolonization of the
sterilised soil III. Anim. Ecol. 1939. V. 8, № 1. P. 120-161.
Beck L., Friebe B. Verwertung von Kohlenhydraten bei Onuscus asellus (Isopoda) und
Polydesmus angustus (Diplopoda) // Pedobiologia. 1981. V. 21. P. 19-29.
Beebee Т., Korner A., Bond R.P. Differential inhibition of mammalian ribonucleic acid
polymerases by the exotoxin from Bacillus thuringiensis. The direct observation of
189
nucleoplasms ribonucleic acid polymerase activity in intact nuclei // Biochem. J. 1972. V.
127, №4. P. 619-634.
Beers CD. Hysterocineta eisenial nov. sp., an endoparasitic ciliate from the earthworm
Eisenia lonnbergi// Arch. Protistenk. 1938. V. 48. P. 516-525.
Bengtsson G., Rundgren S. Respiration and growth of a fungus Mortierella isabelina in
response to grazing by Onychiurus armatus (Collembola) // Soil Biol. Biochem. 1983. V.
15, №4. P. 469-453.
Benitez E., Nogales R, Masciandaro G, Ceccanti B. Isolation by isoelectric focusing of
humic urease complexes from earthworm {Eisenia fetida) processed sewage sludges // Biol.
Fertil. Soils. 2000. V. 31, № 6. P. 489-493.
Benz G., Altwegg D. Safety of Bacillus thuringiensis for earthworms // J. Invert. Pathol.
1975. V. 26. P. 125-126.
Beute M.K., Benson D.M. Relation of small soil fauna to plant disease // Ann. Rew.
Pythopath. 1979. V. 17. P. 485-502.
Bignell D.E. Relative assimilation of ,4C-labelled microbial tissue and ,4C-plant fibers
ingested with leaf litter by the millipede Glomeris marginata under experimental conditions
//Soil Biol. Biochem. 1989. V. 21. P. 819-827.
Bignell D.E. The arthropod gut as an environment for microorganisms // J.M. Anderson,
A.D.M. Rayner and D.W.H. Walton (eds.) Invertebrate-microbial interactions. Cambridge
University Press, Cambridge-London-New York-New Rochelle-Melbourne-Sydney,
1984. P. 206-227.
Bignell D.E., Anderson J.M., Crosse R. Isolation of facultatively aerobic actinomycetes
from the gut, parent soil and mound materials of the termites Procubitermes aburiensis and
Cubitermes severus // FEMS Microbiol. Ecol. 1991. V. 85. P. 151-159.
Bignell D.E., Oskasson H., Anderson J.M. Association of actinomycete-like bacteria
with soil feeding termites (Termitidae, Termitinae) // Appl. Envir. Microbiol. 1979. V. 37.
P. 339-342.
Bignell D.E., Oskarsson H., Anderson J.M. Colonization of the epithelial phase of the
peritrophic membrane and the ectoperitrophic space by actinomycetes in a soil-feeding
termite // J. Invert. Pathol. 1980. V. 36, № 3. P. 426-428.
Bignell D.E., Oskarsson H., Anderson J.M., Ineson P., Wood P.G. Structure, microbial
associations and function of the so-called "mixed segment" of the gut in two soil-feeding
termites, Procubitermes aburiensis Sjostedt and Cubitermes severus Silvestri (Termitidae,
Termitinae) // J. Zool. 1983. V. 201. P. 445-480.
Bilej M., Tuckova L., Rejnek J. The fate of protein antigen in earthworms - study in
vitro. Immunology letters, 1993, V. 35, Iss. 1. P. 1-6.
Binet F., Trehen P. Experimental microcosm study of the role of Lumbricus terresrtris
(Oligochaeta: Lumbricidae) on nitrogen dynamics in cultivated soils // Soil Biol. Biochem.
1992. V. 24. P. 1501-1506.
Blackwell M., Jones K. Taxonomic diversity and interactions of insect-associated
ascomycetes // Biodiversity and Conservation. 1997. V. 6, № 5. P. 689-699.
Boag В., Robertson W.M., Ainsworth F. Observations on the specificity of the
nematophagous fungus Arthrobotrys dasguptae (Shome and Shome) to plant-parasitic
nematodes //Nematologica. 1988. V. 34. P. 238-245.
Bocock K.L., Heath J. Feeding activity of the millipede Glomeris marginata (Villers) in
relation to its vertical distribution on the soil // Progress in Soil Biology, Braunschweig,
1967. P. 233-240.
Bohlen P.J., Parmelee R.W., Allen M.F., Ketterings Q.M. Differential effects of
earthworms on nitrogen cycling from various nitrogen-15labelled substrates // Soil Sci. Soc.
Amer. J. 1999. V. 63. P. 882-890.
Bond R.P, Boyce СВ., French S.J. A purification and some properties of an insecticidal
toxin from Bacillus thuringiensis Berliner // Biochem. J. 1969. V. 144, № 3. P. 477-488.
190
Bonkowski M., Griffiths B.S., Ritz К. Food preference of earthworms for soil fungi //
Pedobiologia. 2000. V. 44. P. 666-676.
Booth R.C., Anderson J.M. The influence of fungal food quality on the growth and
fecundity of Folsomia Candida (Collembola: Isotomidae) // Oecologia (Belg.). 1979. V. 38.
P. 317-323.
Borgonie G., Claeys M., Leyns F., Arnaut G, Dewaele D., Coomans A. Effect of
Nematocidal Bacillus thuringiensis strains on free-living nematodes. 1. Light-microscopic
observations, species and biological stage specificity and identification of resistant mutants
of Caenorhabditis elegans//Fund. Appl. Nemat. 1996a. V. 19. P. 391-398.
Borgonie G., Claeys M., Leyns F., Arnaut G.t Dewaele D., Coomans A. Effect of
nematocidal Bacillus thuringiensis strains on free-living nematodes. 2. Ultrastructural
analysis of the intoxication process in Caenorhabditis elegans // Fund. Appl. Nemat.
1996b. V. 19. P. 407-414.
Borgonie G, Claeys M., Leyns F., Arnaut G, Dewaele D., Coomans A. Effect of
nematocidal Bacillus thuringiensis strains on free-living nematodes. 3. Characterization of
the intoxication process // Fund. Appl. Nemat. 1996c. V. 19. P. 523-528.
Borgonie G, Vandriessche R., Leyns F., Arnaut G., Dewaele D., Coomans A.
Germination of Bacillus thuringiensis spores in bacteriophagous nematodes (Nematoda,
Rhabditida) // J. Invert. Pathol. 1995. V. 65. P. 61-67.
Bouche M.B. Action de la faune du sol sur les etats de la matiere organique dans les
ecosystems // Humification et biodegradation. G. Kilbertus et al. (eds.). Pierron. 1975. P. 157-168.
BoydN.D., Martin MM. Faecal proteinase of the fungus-growing ant, Atta texana: their
fungal origin and ecological significance // J. Ins. Physiol. 1975. V. 121. P. 1815-1820.
Brown G G. How do earthworms affect microflora! and faunal community diversity? //
Plant and Soil. 1995. V. 170, № 1. 209-231.
Briisewitz G. Untersuchungen uber den Einfluss des Regenwurmes auf Zahl, Art
und Leistungen von Microorganismen im Boden // Naturwissenschaft. 1959. V. 46,
№4. P. 155-156.
Brussaard L. Soil fauna, guilds, functional groups and ecosystem processes // Appl. Soil
Ecol. 1998. V. 9. P. 123-135.
Buchner P. Endosimbiosis of Animals with Plant Microorganisms. New York, Wiley,
1965.359 р.
Bulla L.A., Kramer K.J., Davidson L.I. Characterization of entomocidal parasporal
crystal ofBacillusthuringiensis //J. Bacteriol. 1977. V. 130. P. 375-383.
Byzov B.A. Intestinal microbiota of millipedes // In: H. Konig and A. Varma, (eds.).
Intestinal Microorganisms of Termites and Other Invertebrates (Soil Biology Vol. 6), 2005.
P. 89-114.
Byzov B.A., Chernjakovskaya T.F., Zenova G.M., Dobrovolskaya T.G Bacterial
communities associated with soil diplopods // Pedobiologia. 1996a. V. 40. P. 67-79.
Byzov B.A., Claus H., Tretyakova E.B., Ryabchenko N.F., Mozgovaya I.N.,
Zvyagintsev D.G., Filip Z. Plasmid transfer between introduced and indigenous bacteria
in leaf litter, soil and vermicompost as affected by soil invertebrates // Biol. Fertil. Soils.
1999. №28. P. 169-176.
Byzov B.A., Claus H., Tretyakova E.B., Zvyagintsev D.G, Filip Z. Effects of soil
invertebrates on the survival of some genetically engineered bacteria in leaf litter and soil //
Biol. Fertil. Soils. 1996b. V. 23. P. 221-228.
Byzov B.A., Kurakov A. V., Tretyakova E.B., Vu Nguyen Thanh, Nguyen Due To Luu and
Rabinovich Ya.M. Principles of the digestion of microorganisms in the gut of soil millipedes:
specificity and possible mechanisms // Appl. Soil Ecol. 1998a. №9. P. 145-151.
Byzov B.A., Khomyakov N V. The microbicidal activity of the earthworm gut extracts //
Abstracts XlV-th International Colloquium on Soil Zoology and Ecology.Universite de
Rouen - Mont Saint Aignan. France. 2004. P. 120.
191
Byzov B.A., Polyanskaya L.M., Vu Nguyen Thank Applying of yeasts as growth
stimulators for the earthworm Eiseniafetida // Acta Zool. Fennica. 1995. № 196. P. 376-379.
Byzov B.A., Vu Nguyen Thanh, Bab'eva LP. Yeasts associated with soil invertebrates //
Biol. Fertil. Soils. 1993a. V. 16. P. 183-187.
Byzov В.Л., Vu Nguyen Thanh, Bab'eva LP. Interrelationships between yeasts and soil
diplopods // Soil Biol. Biochem. 1993b. V. 25, № 8. P. 1119-1126.
Byzov В.Л., Vu Nguyen Thanh, Bab'eva LP., Tretyakova E.B., Dyvak LA. and
Rabinovich Ya. M. Killing and hydrolytic activities of the gut fluid of the millipede
Pachyiulus flavipes C.L. Koch on yeast cells // Soi Biol. Biochem. 1998b. 30. № 8/9.
P. 1137-1145.
CarrollJ., Li. J., Ellar D. J. Proteolytic processing of a coleopteran-specific 5-endotoxin
produced by Bacillus thuringiensis var. tenebrionis // Biochem. J. 1989. V. 261. P. 99-105.
Casalicchio G., Graziano PL. A comparison of the chemical properties of composts
and worm casting from solid municipal waste and sewage sludge // On Earthworm.
Selected Symposium and monographs U.Z.I., 2, Mucchi, Modena, 1987. P. 419-457.
Cazemier A.E., Hackstein J.H.P., Op den Camp H.J.M., Rozenberg J., van der Drift C.
Bacteria in the intestinal tract of different species of arthropods // Microbiol. Ecol. 1997. V.
33. P. 189-197.
Chakraborty S., Old KM. Mycophagous amoebas from arable, pasture and forest soil //
Ecology and management of soil borne plant pathogen, C.A. Parker et al. (eds.), American
Phytopathological Society: St. Paul, Minnesota, 1985. P. 107-109.
Chakrabotry S., Old KM., Warcup J.H. Amoeba from a take - all suppressive soil,
which feed on Gaeumannomyces graminis tritici and other soil fungi // Soil Biol. Biochem.
1983. V. 15. P. 17-24.
Chakrabotry S., Warcup J.H. Soil amoebae and saprotrophic survival of
Gaeumannomyces graminis tritici in a suppressive pasture soil // Soil Biol. Biochem. 1983.
V. 15. P. 181-187.
Chararas C, Pignal Marie-Claire. Phorocantha semipuctata glucosidases and В group
vitamins produced by six yeast strains from digestive tract of Phoracantha semipunctata larvel
and their role in the insect development // Mycophatologia. 1983. V. 83, № 1. P. 9—15.
Charles J.F., Nielsenleroux C, Delecluse A. Bacillus sphaericus toxins - molecular
biology and mode of action // Ann. Rev. Entom. 1996. V. 41. P. 451-472.
Charles J.F., Silva M.H., Nielsenleroux C, Humphreys M.J., Berry С Binding of the
51-kDa and 42-kDa individual components from the Bacillus sphaericus crystal toxin to
mosquito larval midgut membranes from Culex and Anopheles sp. (Diptera, Culicidae).
FEMS Microbiol. Lett. 1997. V. 156, № 1. P. 153-159.
Chen B.R., Snider R.J. and Snider RM. Food preference and effects of food type on the
life history of some collembola // Pedobiologia. 1996. V. 39, № 6. P. 496-505.
Chen B.R., Wise D.H Responses of forest-floor fungivores to experimental food
enhancement // Pedobiologia. 1997. V. 41, № 4. P. 316-326.
Chen J., Ferris H The effects of nematode grazing on nitrogen mineralization during
fungal decomposition of organic matter// Soil Biol. Biochem. 1999. V. 31. P. 1265-1279.
Chichiyan V.G., Ambartsumyan N.S., Akopyan Z.L, Afrikyan E.K. Investigation of
Extrachromosomal DNA in Bacillus thuringiensis Berliner and Bacillus sphaericus Meyer
et Neide // Genetika. 1997. V. 33, № 3. P. 308-313.
Chilcott C.N., Wigley P.J. Opportunities for finding new Bacillus thuringiensis strains //
Agric. Ecosyst. Envir. 1994. V. 49. P. 51-57.
Chu T.L., Szabo IM., Szabo I. Nocardioform gut actinomycetes of Glomeris hexasticha
Brandt (Diplopoda) // Biol. Fertil. Soils. 1987. № 3. P. 113-116.
Citernesi V., NegliaR, Serriti A., Lepidi A.A., FilippiC, BagniliC, Nuti M.P., Galluzii
R. Nitrogen fixation in the gastroenteric cavity of soil animals // Soi Biol. Biochem. 1977.
№9. P. 71-72.
192
Clarholm M. Interactions of bacteria, protozoa and plants leading to mineralization of
soil nitrogen // Soil Biol. Biochem. 1985. V. 17. P. 181-188.
Clarholm M., Popovic В., Rosswall 71, Soderstrom В., Sohlenius В., Staaf H., Wiren A.
Biological aspects of nitrogen mineralization in humus from a pine forest podzol incubated
under different moisture and temperature conditions // Oikos. 1981. V. 37, № 2. P. 137-145.
Clewell D.B. Movagenetic elements and antibiotic resistance in enterococci // European
Journal of Clinical Microbiology and Infectious Diseases. 1990. № 9. P. 90-102.
Coleman D. C, ReidC. P. P., Cole С V. Biological strategies of nutrient cycling in soil
systems // Advances in ecological research, A. Macfadyen, E.D. Ford (eds.), 1983. V. 13.
P. 1-55.
Coleman D.C Through a ped darkly: an ecological assessment of root-soil-microbial-
faunal interactions // Ecological interactions in soil, A.H. Fitter et al (eds.). Special
publications series of the British ecological society. 1985. № 4. P. 355-365.
Contreras E. Studies on the intestinal actinomycete flora of Eisenia lucens (Annelida,
Oligochaeta) // Pedobiologia. 1980. V. 20. P. 411^16.
Cooke A. The effects of fungi on food selection by Lumbricus terresths L. Earthworm
Ecology, J.E. Satchell (ed.), Chapman and Hall. 1983. P. 365-373.
Cooke R.C The ecology of nematode-trapping fungi in soil // Ann. Appl. 1962. V. 50.
P. 507-513.
Cortez J., Hameed R.H. Simultaneous effects of plants and earthworms on
mineralisation of ,5N-labelled organic compounds absorbed onto soil size fractions // Biol.
Fertil. Soils. 2001. V. 33, № 3. P. 218-225.
Cosarelli V., Pramer D. Nutrition and growth ofArthrobotrys conoides //J. Bacteriol.
1962. V. 84. P. 60-64.
Cox P., Wilkinson S.P. Anderson J.M. Effects of fungal inocula on the decomposition of
lignin and structural polysaccharides in Pinus sylvestris litter // Biol. Fertil. Soils. 2001. V.
33. P. 246-251.
Crawford C.S., Minion G.P., Bayers M.D. Intima morphology, bacterial morphotypes,
and effects of annual molt on microflora in the hindgut of the desert millipede
Orthoporus ornatus (Girard) (Diplopoda: Spirostreptidae) // Int. J. Ins. Morph. Embryol.
1983. V. 12. P. 301-312.
Curl E.A., Gudauskas R.T., Harper J.D., Peterson CM. Effect of soil insects on
populations and germination of fungal propagules // Ecology and Management of Soil-
borne Plant Pathogens, Parker C.A. et al. (eds.), American Phytopathological Society: St.
Paul, Minn, 1985. P. 20-23.
Daniel O., Anderson J. M. Microbial biomass and activity in contrasting soil materials
after passage through the gut of the earthworms Lumbricus rubellus Hoffmeister // Soil
Biol. Biochem. 1992. V. 24. P. 465-470.
Dash M.C, Mishra P.C, Behera N. Fungal feeding by a tropical earthworm // Tropical
Ecology. 1979. V. 20. P. 9-12.
Dash N.K., Behera N., Dash M.C Gut load, transit time, gut microflora and turnover
of soil, plant and fungal material by some tropical earthworms // Pedobiologia. 1986.
V. 29. P. 13-20.
David J.F., Celerier M.-L. Effects of yeast on the growth and reproduction of the
saprophagous millipede Polydesmus angustus (Diplopoda, Polydesmidae) // Biol. Fertil.
Soils. 1996. V. 24, № 1. P. 66-69.
De Ruiter P., Neutel A.-M., Moore J.С Soil food web interactions and modeling // In:
Fauna in soil ecosystems. Recycling processes, nutrient fluxes and agricultural production,
G. Benckiser (ed.). 1997. P. 363-386.
Devidas P., Rehberger L.A. The Effects of exotoxin (thuringiensin) from Bacillus
thuringiensis on Meloidogyne incognita and Caenorhabditis elegans // Plant and Soil.
1992. V. 145. P. 115-120.
193
Devliegher W., Wersraete W. The effect of Lumbricus terresris on soil in relation to
plant growth: effects of nutrient-enrichment processes (NEP) and gut-associated processes
(GAP) // Soi Biol. Biochem. 1997. V. 29. P. 341-346.
Bidden W.A., Frund H.C., Graefe U. Enchytraeids // Fauna in soil ecosystems.
Recycling processes, nutrient fluxes and agricultural production, G. Benckiser (ed.). 1997.
P.135-172.
Dijksterhuis J. Nematode-fungal interactions. 1993, Proefschrift, Rijksuniversitet,
GrOningen, 139 p.
Ditty O., Irmler U. Succession in the food-web during the decomposition of leaf litter in a
black alder (Alnus glutinosa (Gaertn.) L.) forest // Pedobioiogia. 1998. V. 42, № 2. P. 109-123.
Dixon R.F. The astomatous ciliates of British earthworms // J. Biol. Educ. 1975. V. 9.
P. 29-39.
Dkhar M.S., Mishra R.R. Microflora in the gut contents of the earthworm (Amynthas
diffringens Baird.) //J. Phytol. Res. 1991. V. 4. P. 155-159.
Domshe K.H., Banse M. Mykologische Untersuchungen Am Regenwurm Exkrementen
// Soil Biol. Biochem. 1972. V. 4. P. 31-38.
Doube B.M., Ryder M.H., Davoren С W., Meyer T. Earthworms: a down-under delivery
service for biocontrol agents of root disease // Acta Zool. Fenn. 1995. V. 196. P. 219-223.
Du C, Martin P. A., Nickerson K. W. Comparison of disulfide contents and solubility at
alkaline pH of insecticidal and non-insecticidal Bacillus thuringiensis protein crystals //
Appl. Envir. Microbiol. 1994. V. 60. P. 3847-3853.
Dublinska D. On the distribution of gregarines in lumbricid earthworms from Bulgaria
// Acta Zoologica. 1977. № 7. P. 49-59.
Duddington G.L. Nematode-destroying fungi in agricultural soil //Nature. 1954. V. 173.
P. 500-501.
Dyer M.I. Herbivores, biochemical messengers and plants: aspects of intertrophic
transduction // Invertebrates as Webmasters in Ecosystems. D.C. Coleman, P.F. Hendrix
(eds.). CABI Publishing, 2000. P. 115-140.
Dzingov A., Jager K., Contreras E., Marialigeti K., Szabo I.M. Studies on the
microflora of millipedes (Diplopoda). I. A comparison of actinomycetes isolated from
surface structures of the exoskeleton and the digestive tract // Pedobioiogia. 1982. V. 24.
P. 1-7.
Edwards C.A. Soil Invertebrate Controls and Microbial Interactions in Nutrient and
Organic Matter Dynamics in Natural and Agroecosystems. In: Invertebrates as Webmasters
in Ecosystems, D.C. Coleman, P.F. Hendrix (eds.). CABI Publishing, 2000. P. 115-140.
Edwards C.A., Fletcher K.E. Interactions between earthworms and microorganisms in
organic matter breakdown // Agriculture, Ecosystem and Environment. 1988. V. 24, № 1-3.
P. 235-247.
Edwards С A., Lofty J. R. Biology of Earthworms. 1977, Chapman & Hall, London.
Ehlers W. Observations on earthworm channels and infiltration on tilled and untitled
loess soil // Soil Sci. 1975. V. P. 242-249.
Ekelund F. Enumeration and abundance of mycophagous protozoa in soil, with special
emphasis on heterotrophic flagellates // Soil Biol. Biochem. 1998. V. 30, N2 10-11. P.
1343-1347.
Elliott E. Т., Coleman D. C, Cole С V. The influence of amoebae on the uptake of
nitrogen by plants in gnotobiotic soil // The Root-Soil Interface. J. L. Harley, R. Scott-
Russell (eds.). New York, London. Academic press, 1979. P. 221-229.
Elliott P.W., Anderson J.M., Coleman D.C. Habitable pore space and microbial trophic
interactions // Oikos. 1980. V. 35. P. 327-335.
English L., Slatin S. L. Mode of action of delta-endotoxin from Bacillus thuringiensis: a
comparison with other bacterial toxins // Insect Biochemistry and Molecular Biology. 1992.
V. 22. P. 1-7.
194
Ferris Я, Venette R. С, Lau S. S. Population energetics of bacterial-feeding nematodes:
carbon and nitrogen budgets // Soil Biol. Biochem. 1997. V. 29, № 8. P. 1183-1194.
Ferruzzi K. Manuale del Lombricontrole. Bologna, 1984. 121 p.
Field J.I., Webster J. Traps of predacious fungi attract nematodes // Transactions of the
British Mycological Society. 1977. V. 68. P. 467-469.
Fisher K., Hahn D., Amann R.L, Daniel O., Zeyer J. In situ analysis of the bacterial
community in the gut of the earthworm Lumbricus terrestris L. by whole-cell hybridization
// Can. J. Microbiol. 1995. V. 41. P. 666-673.
Fitz-James P.C., Toumanoff C, Young E. The localization of toxicity for silkworm
larvae in the parasporal inclusion of Bacillus cereus var. alesti // Can. J. Microbiol. 1958.
V. 4. P. 385.
Flack F., Hartenstein R. Growth of the Earthworm Eisenia fetida on microorganisms
and cellulose // Soil Biol. Biochem. 1984. V. 16. P. 491-495.
Flegel M., Schrader S. Importance of food quality on selected enzyme activities in
earthworm casts (Dendrobaena octaedra, Lumbricidae) // Soil Biol. Biochem. 2000. V. 32,
№8-9. P. 1191-1196.
Fliefibach A., Sarig S., Walenzik G, Steinberger Y.% Martens R. Mineralisation and
assimilation processes of 14C-labelled shoots of Stipa capensis in a Negev desert soil //
Appl. Soil Ecol. 1995. V. 2, № 3. P. 155-164.
Foeckler F. Zeitschrift flir Morphologie und Okologie der Tiere. 1961. V. 51. 119 p.
Gaspard G.T., Mankau R. Density-dependence and host-specificity of the
nematode-trapping fungus Monacrosporium ellipsosporum // Revue de Nematologi.
1987. №10. P. 241-246.
Gebhardt K.J., SchimanaJ., Muller J., Fiedler H.-P., Kallenborn H.G, Holzenkampfer
A/., Krastel P., Zeeck A., Vater J., Hotzel A., Schmid D.G, Rheinheimer J., Dettner K.
Screening for biologically active metabolites with endosymbiotic bacilli isolated from
arthropods // FEMS Microbiol. Lett. 2002. V. 217. P. 199-205.
Grappelli A., Galli E., Tomati U. Olivi oil wastewaters recycled as fertilizer via
wormocomposting // In: On Earthworms. Selected symposia and monographs U.Z.I.,
Mucchi, Modena. 1987. № 2. P. 419^122.
Gray N.F. Nematophagous fungi with particular reference to their ecology // Biological
Review. 1987. V. 62. P. 245-304.
Griffiths B.S., Caul S. Migration of bacterial-feeding nematodes, but not protozoa, to
decomposing grass residues // Biol. Fertil. Soils. 1993. V. 15. P. 201-207.
Griffiths B.S., Wood S. Microorganisms associated with the hindgut of Oniscus asellus
(Crustacea, lsopoda) // Pedobioiogia. 1985. V. 28. P. 377-381.
Gringer /., Musgrave A J. Ultra structure and peripheral membranes of the micetomal
microorganisms (L.) (Coleoptera) // J.Cell Sci.1969. № 1. P. 181.
Guggenberger G., Thomas R.J., Zech W. Soil organic matter within earthworm casts
of an anecic-endogeic tropical pasture community, Colombia // Appl. Soil Ecol. 1996.
№3. P. 263-274.
Guzev V.S., Bondarenko N.G., Byzov B.A., Mirchink T.G., Zvyagintsev D.G. A method
for the direct study of the microbial soil state by the structure of the initiated microbial
community// Pedobioiogia. 1982. V. 24. P. 65-79.
HacksteinJ.H.P., Stumm C.K. Methane production in terrestrial arthropods // Proc. Natl.
Acad. Sci. USA. 1994. V. 91. P. 5441-5445.
Hagvar S. Collembola in Norwegian coniferous forest soils. II: Relations to plant
communities and soil fertility // Pedobioiogia. 1982. V. 24, № 2. P. 255-296.
Hagvar S. The relevance of the Rio-Convention on biodiversity to conserving the
biodiversity of soils // Appl. Soil Ecol. 1998. № 9. P. 1-7.
Haimi J.$ Huhta V. Effects of earthworms on decomposition process in raw humus
forest soil. A microcosm study // Biol. Fertil. Soils. 1990. JSfe 10. P. 178-183.
195
Haimi J., Hunta V. Comparison of composts produced from identical wastes by
"vermistabilization" and conventional composting// Pedobiologia. 1987. V. 30. P. 137-144.
Hall M., Hedlund K. The predatory mite Hypoaspis aculeifer is attracted to food of its
fungivorous prey // Pedobiologia. 1999. V. 43, № 1. P 11-17.
Hamilton W.E., Sillman D. Y. Influence of earthworm middens on the destribution of soil
microarthropods. Biol. Fertil. Soils. 1989. V. 8. P. 279-284.
Hand P., Hayes W.A., Frankland J.C, Satchell J.E. Vermicomposting of cow slurry //
Pedobiologia. 1988. V. 31. P. 199-209.
Hanlon R.G.D. Some factors influencing microbial growth on soil animal faeces //
Pedobiologia. 1981. V. 21, № Va. P. 257-263.
Hanlon R.D.G, Anderson J.M. The effects of collembola grazing on microbial activity
in decomposing leaf litter // Oecologia (Berlin). 1979. V. 38, № 1. P. 93-99.
Hanlon R.D.G. Influence of grazing by Collembolp on the activity of senescent fungal
colonies grown on media of different nutrient concentration // Oikos. 1981. V. 36. P. 362-367.
Hanlon R.D.G., Anderson J.M. Influence of macroarthropod feeding activities on
microflora in decomposing oak leaves // Soil Biol. Biochem. 1980. № 12. P. 255-261.
Hartenstein R. Assimilation by the earthworm Eisenia foetida // Earthworm Ecology
from Darwin to Vermiculture, J.E. Satchell (ed.). London, New York, 1983. P. 297-308.
Hartenstein R. Earthworm biotechnology and global biogeochemistry // Advanced
Ecological Researches. 1986. V. 15. P. 379-409.
Hartenstein R., Leaf A.L., Neuhauser E.T. Decomposition of the earthworm Eisenia
foetida and assimilation 15 elements from sludge during growth. Comparative
Biochemistry and Physiology. 1980. V. 66. P. 187-192.
Hartenstein Т.Е., Hartenstein R. Gut load and transit time in the earthworm Eisenia
foetida//Pedobiologia. 1981. V. 22, № 1. P. 5-20.
Haskygunther K., Hojfmannhergarten S., Sicora R.A. Resistance against the potato cyst-
nematode Globodera pallida systemically induced by the rhizobacteria Agrobacterium
radiobacter G12 and Bacillus sphaericus B43 // Fund. Appl. Nemat. 1998. V. 21. P. 511-517.
Hassall M., Rushton S.P. The role of coprophagy in the feeding strategies of terrestrial
isopods//Oecologia. 1982. V. 53. P. 374-381.
Hatanaka K., Ishioka L, Feruichi E. Cultivation of Eisenia foetida using dairy waste
sludge cake // In: Earthworm Ecology from Darwin to vermiculture. J.E. Satchell (ed.).
London-New York, 1983. P. 323-329.
Hayes W.A., Blackburn F. Studies on the nutrition of Arthrobotrys oligospora res. and
Arthrobotrys robusta Dudd. II The predacious phase // Ann. AP. Biol. 1966. V. 58. P. 51-60.
Haynes R. J., Eraser P. M. A comparison of aggregate stability and biological activity
in earthworm casts and uningested soil as affected by amendment with wheat or lucerne
straw // Europ. J. Soil Sci. 1998. V. 49, № 4. P. 629-636.
Hedlund K., Bengtsson G. Rundgren S. Fungal odour discrimination in two sympatric
species of fungivorous collembolans // Funct. Ecol. 1995. V. 9, № 6. P. 869-875.
Hedlund K., Boddy L., Preston CM. Mycelial responses of the soil fungus, Mortierella
isabellina, to grazing by Onychiurus armatus (Collembola) // Soil Biol. Biochem. 1991. V.
23, №4. P. 361-366.
Hedlund K., Ohm M.S. Tritrophic interactions in a soil community enhance
decomposition rates // Oikos. 2000. V. 88, № 3. P. 585-591.
Hendriksen N.B. The effects of earthworms on dispersal and survival of a bacterium
Aeromonas hydrophila // Soil Organisms and Soil Health. Proceeding XI International
Colloquium on Soil Zoology, Jyvaskyla, 1992. P. 31.
Heran H. Ein Beitrag zur Verdaungsphysiologie von Lumbricus terrestris // Zeitschr.
Vergl. Physiol. 1956. V. 39. P. 44-62.
Hiol F.H., Dixon R.K. and Curl E.A. The feeding preference of mycophagous collembola
varies with the ectomycorrhizal symbiont // Mycorrhiza. 1994. V 5, № 2. P. 99-103.
196
Hoffman C, Luthy P., Hutter R., Pleska V. Binding of the 5-endotoxin from Bacillus
thuringiensis to brush border membrane vesicles of the cabbage butterfly (Pieris brassicae)
//Europ. J. Biochem. 1988a. V. 173. P. 85-91.
Hoffman C, Vanderbruggen H Hofte J. Van Rie, Jansens S. Specificity of Bacillus
thuringiensis delta-endotoxin is correlated with the presence of high-affinity binding sites
in the brush border membrane of target insect midguts // Proc. Natl. Acad. Sci. USA.
1988b. V. 85. P. 7844-7848.
Hoffman J.A., Purdy L.H. Gemination of dwart bunt (Tilleta controversa) teliospores
after ingestion by earthworms // Phytopathology. 1964. V. 54. P. 878-879.
Hopkin S.P., Read H.J. The biology of millepedes, Oxford-New York-Tokyo, Oxford
University Press. 1992. 255 p.
Horner S.G., Abrams B.I. Decomposition of sewage sludge in drying beds and the
potential role of the earthworms Eisenia foetida // J.Envir. Quality. 1980. № 9. P. 373-378.
Horska K., Vankova J., Sebesta K. Determination of exotoxin in Bacillus thuringiensis
cells//Z. Naturforsch. С 1975. V. 30, № 1. P. 120-123.
Hossein E.A., Zicsi A., Contreras E., and Szabo I.M. The composition and biochemical
activity of intestinal streptomycete communities of some earthworm species // Opuscula
Zoologica. 1992. V. 25. P. 75-87.
Huhta V., Setala H Laboratory design to simulate complexity of forest floor for studying
the role of fauna in the soil processes // Biol. Fertil. Soils. 1990. V. 10. P. 155-162.
Huhta V., Haimi J., Setala H. Role of the fauna in soil processes: techniques using
simulated forest floor // Agriculture, Ecosystems and Environment. 1991. V. 34. P. 223-229.
Hunter B.A., Johnson M.S., Thompson D.J. Ecotoxicology of cooper and cadmium in a
contaminated grassland ecosystem // J. Appl. Ecol. 1987. V. 24, № 2. P. 587-599.
Hutchinson J.A., Kamel M. The effect of earthworms on the dispersal of soil fungi // J.
Soil Sci. 1956. V. 7, № 2. P. 213-218.
Hyvonen R., Persson T. Effects of fungivorous and predatory arthropods on nematodes
and tardigrades in microcosms with coniferous forest soil // Biol. Fertil. Soils. 1996. V. 21,
№1-2. P. 121-127.
Ineson P., Leonard M.A., Anderson J.M. Effect of collembolan grazing on nitrogen and
cation leaching from decomposing leaf litter// Soil Biol. Biochem. 1982. V. 14. P. 601-605.
Ineson P., Anderson J.M. Aerobically isolated bacteria associated with the gut and
faeces of the litter feeding macroarthropods Oniscus assellus and Glomeris marginata //
Soil Biol. Biochem. 1985. V. 17. P. 843-849.
Ingham R. E., Trofymow J. A., Ingham E. R., Coleman D. C. Interactions of bacteria
fungi and their nematode grazers: effect on nutrient cycling and plant growth // Ecol.
Monogr. 1985. V. 55. P. 119-140.
Ingham R.E. Interactions between nematodes and versicular-arbuscular mycorrhizae //
Agriculrure, Ecosystems and Environment. 1988. V. 24. P. 169-182.
Jager K., Marialigeti K., Hauck M, Barabds G. Promicromonospora enterophila sp.
nov., a new species of monospore actinomycetes // Int. J. System.Bacteriol. 1983. V. 33.
P. 525-531.
Jansson H. В., Nordbring-Hertz B. Attraction of nematodes to living mycelium of
nematophagous fungi // J. General Microbiol. 1979. V. 112. P. 89-93.
Jansson H. В., Nordbring-Hertz B. Interactions between nematophagous fungi and plant
parasitic nematodes: attraction, induction of trap formation and capture // Nematologica.
1980. V. 26. P. 383-389.
Jansson H.B. Attraction of nematodes to endoparasitic nematophagous fung //
Transaction of the British Mycological Society. 1982. V. 79. P. 25-29.
Jansson H.B., Jeyaprakash A., Zuckerman B.M. Differential adhesion and infection of
nematodes by the endoparasitic fungus Meria coniospora (Deuteromyces) // Appl. Envir.
Microbiol. 1985. V. 49. P. 552-555.
197
Jarosz J., Kania G. The question of whether gut microflora of the millipede
Ommatoiulus sabulosus could function as a threshold to food infections // Pedobiologia.
2000. V. 44. P. 705-708.
Jeauniaux A. Nutrition and digestion // Chemical Zoology. 1969. № 4. P. 69-89.
Jentschke G., Bonkowski M., Codbolt D. L., Scheu S. Soil protozoa and forest tree
growth non-nutritional effects and interaction with mycorrhizae // Biol. Fertil. Soils. 1995.
V. 20, № 4. P. 263-269.
Jolly J.M., Lappin Scott H.M., Anderson J.M., Clegg CD. Scanning electron
microscopy of the gut microflora of two earthworms: Lumbricus terrestris and Octolasion
cyaneum // Microbiol. Ecol. 1993. V. 26. P. 235-245.
Jones C.G. Lawton J.H., Shachak M. Positive and negative effects of organisms as
physical ecosystem engineers // Ecology. 1997. V. 78. P. 1946-1957.
Kainulainen P., Holopainen J.K. Concentrations of secondary compounds in Scots
pine needles at different stages of decomposition // Soil Biol. Biochem. 2002. V. 34,
№1. P. 37^2.
Kaneko N., Mclean M.A., Parkinson D. Grazing preference of Onychiurus subtenuis
(Collembola) and Oppiella nova (Oribatei) for fungal species inoculated on pine needles //
Pedobiologia. 1995. V. 39, № 6. P. 538-546.
Kaplan D.L., Hartenstein R. Absence of nitrogenase and nitrate reductase in soil
macroinvertebrates // Soil Science. 1977. V. 124. P. 328-331.
Kaplan D.L., Hartenstein R. Studies on monoxygenases and dioxygenases in soil
macroinvertebrates and bacterial isolates from the gut of the terrestrial isopod Oniscus
asellus L. //Сотр. Biochem. Physiol. 1978. V. 60 B. P. 47-50.
Karpachevsky L.O., Perel T.S., Bartsevich V.V. The role of Bibionidae larvae in
decomposition of forest litter// Pedobiologia. 1968. V. 8, № 2. P. 146-149.
Karsten G.R., Drake H.L. Comparative assessment of the aerobic and anaerobic
microfloras of earthworms' guts and forest soils // Appl. Envir. Microbiol. 1995. V. 61, №
3. P. 1039-1044.
Kauschke E., Mohrig W. The occurrence of bacterioagglunating, hemoagglunating and
hemolytical compounds in the coelomic fluid of different species of European earthworms
(Annelida, Lumbricidae) // Zool. Physiol. Tiere. 1985. V. 91, № 4. P. 467-477.
Kauschke E., Pagliara P., Stabili L., Cooper E.L. Characterization of proteolytic
activity in coelomic fluid of Lumbricus terrestris L. (Annelida, Lumbricidae) //
Comparative Biochemistry and Physiology, part b-biochemistry and molecular biology.
1997. V. 116, №2. P. 235-242.
Keogh R.G. Lumbricid earthworm activities and nutrient cycling in pasture ecosystems
// Proceeding of the 2nd Australian Conference on Grassland Invertebrate Ecology, Т.К.
Crosby, R.P. Pottinger (eds.). Government Printer, Wellington, 1979. P. 49-51
Kerry B.R. Nematophagous fungi and the regulation of nematode populations in soil //
Helminthological Abstracts. 1984. V. 53. P. 1-14.
Kerry B. Fungal parasites of cyst nematodes // Agriculture, Ecosystems and
Environment, 1988. V. 24. P. 293-305.
Khambata S.R., Bhat J.A. A contribution to the study of the intestinal microflora of
Indian earthworms // Arch. Microbiol. 1957. V. 28. P. 68-80.
Klironomos J.N., Kendrick B. Relationships among microarthropods, fungi, and their
environment// Plant and Soil. 1995. V. 170, № 1. P. 183-197.
Klironomos J. N., Bednarczuk E. M. Neville J. Reproductive significance of feeding on
saprobic and arbuscular mycorhizal fungi by the collembolan Folsomia Candida II
Functional Ecology 13. 1999. P.756-761.
Knowles B. #., Dow J. A. T. The crystal delta-endotoxins of Bacillus thuringiensis:
models for their mechanism of action on the insect gut // Bioassays. 1993. V. 15.
P. 469-475.
198
Knowles В. H, Ellar D. J. Colloid-osmotic lysis is a general feature of the mechanism
of action of Bacillus thuringiensis delta-endotoxin with different insect specificity //
Biochem. Biophys. Acta. 1987. V. 924. P. 509-518.
Koivisto R.K.K., Braig H.R. Intraclonal genetic variation: ecological and evolutionary
aspects // Biological Journal of the Linnean Society. 2002. V. 79. P. 43-58.
Koller С N., Bauer L. S., Hollingworth R. M. Characterization of the pH-mediated
solubility of Bacillus thuringiensis var. san diego native delta-endotoxin crystals //
Biochem. Biophys. Res. Comm. 1992. V. 184. P. 692-699.
Kostanjsek R., Strus J., Avgustin G. Genetic diversity of bacteria associated with the
hindgut of the terrestrial crustacean Porcellio scaber (Crustacea: Isopoda) // FEMS
Microbiol. Ecol. 2002. V. 40, № 3. P. 171-179.
KriegA., de Barjac H., Bonnefoi A. A new serotype of Bacillus thuringiensis isolated in
Germany: Bacillus thuringiensis var. darmstadiensis // J. Invert. Pathol. 1968. № 10. P.
428-430.
Kristufek V., Ravasz K.t Pizl V. Changes in densities of bacteria and microfungi during
gut transit in Lumbricus rubellus and Aporrectodea caliginosa (Oligochaeta: Lumbricidae).
Soil Biol. Biochem., 1992. V. 24, № 12. P. 1499-1500.
Larink O. Springtails and mites: important knots in the food web of soils. In: Fauna in
soil ecosystems // Recycling processes, nutrient fluxes and agricultural production, G.
Benckiser, (ed.), 1997. P. 225-264.
Lartey R.T., Curl E.A., Peterson СМ., Harper J.D. Mycophages grazing and food
preference of Proisotoma minuta (Collembola: Isotomidae) and Onychiurus encarpatus
(Collembola: Onychiuridae) // Environmental Entomology. 1989. V. 18. P. 334-337.
Lassegues M, Roch P., Valembois P., Davant N. Action de quelques souches
acteriennes telluriques sur le lombricien (Eisenia foetida andrei) II C.R. Hebd. Seances
Acad. Sci. Ser. D., 1981. V. 292. P. 731-734.
Lattaud C, Zhang B.G., Locati S., Rouland C, Lavelle P. Activities of the digestive
enzymes in the gut and in tissue culture of a tropical geophagous earthworm, Polypheretima
elongata (Megascolecidae) // Soil Biol. Biochem. 1997. V. 29, № 3-4. P. 335-339.
Lattaud C, Locati S., Moira P., Rouland C, Lavelle P. The diversity of digestive systems
in tropical geophagous earthworms //Appl. Soil Ecol. 1998. V. 9, JSfe 1-3. P. 193-199.
Lavelle P., Bignell D., Lepage M., Wolters V., Roger P., Ineson P., Heal O. W., Dhillion
S. Soil function in a changing world: the role of invertebrate ecosystem engineers // Eur. J.
Soil Biol. 1997. V. 33, № 4. P. 159-193.
Laverack M.S. The Physiology of Earthworms, 1963. 206 p.
Lavy D., Verhoef H.A. Effects of food quality on growth and body-composition of the
collembolan Orchesella cincta II Physiological Entomology. 1996. V. 21, № 1. P. 64-70.
Lechevalier HA., Lechevalier M.P. Actinomycete genera "in search of a family" // The
Actinomycetales. Jena: Fischer. 1970. P. 393-405.
Lechevalier M.P. Description of a new species, Oerskovia xanthineolytica, and
emendation of Oerskovia Prauser et al. // Int. J. Syst. Bacteriol. 1972. V. 22, № 4.
P. 260-264.
Lee K.E. Earthworms. Their Ecology and Relationships with Soils and Land Use.
Academic Press (Harcourt Brace Jovanovich, Publishers), Sydney-Orlando-San Diego-
New York-London-Toronto-Montreal-Tokyo, 1985.411 p.
Lee K.E., Pankhurst CE. Soil organisms and sustainable productivity // Austr. J. Soil
Res. 1992. V. 30. P. 855-892.
Legrand J.J., Juchcaut P., Moraga D., Legrand-Hamelin E. Microorganismes
symbiotiques et speciation // Bull. Soc. Zool. Fr. 1986. V. 111, № 1-2. P. 135-147.
Leipner C, Tuckova L.. Rejnek J., Langner J. Serine proteases in celomic fluids of
annelids Eisenia foetida and Lumbricus terrestris // Сотр. Biochem. Physiol, part b-
biochemistry and molecular biology. 1993. V. 105, № 3-4. P. 637-641.
199
Leonard M. A. Observations on the influence of culture conditions of the fungal feeding
preferences of Folsomia Candida (Collembola: Isotomidae) // Pedobiologia. 1984. V. 26.
P. 361-367.
Leonard M.A., Anderson J.M. Growth dynamics of Collembola {Folsomia Candida) and
a fungus (Mucor plumbeus) in relation to nitrogen availability in spatially simple and
complex systems // Pedobiologia. 1991. V. 35. P. 163-173.
Lewin R.A. Symbiosis and parasitism - definitions and evolution // Bioscience. 1982. V.
32, №4. P. 254-259.
Leyns F., Borgonie G., Arnaut G., Dewaele D. Nematocidal activity of Bacillus
thuringiensis isolates // Fund. Appl. Nematol. 1995. V. 18. P. 211-218.
Lichtwardt R.W. Trichomycetes and the arthropod gut // Howard D. and Miller D.
(eds.), The Mycota, animal and human relations, Springer-Verlag, New York, 1996.
P. 315-330.
Lineras M., Fayolle L., Tauzin J., Juste C. Accumulation des metaux lourds dans Eisenia
foetida andrei (Oligochaeta, Lumbricidae) // Agronomic 1985. V. 5, № 9. P. 779-784.
Loehr R.C., Neuchauser E.F., Malecki M.C. Factor affecting the vermistabilization
process. Temperature, moisture content and polyculture // Water Research. 1985. V. 19, №
110. P. 1311—1318.
Lofs-Holmin A. Vermiculture. Uppsala, 1985. 70 p.
Loquet M., Bhatnagar N., Войске М.В., Rouelle J. Essai d'estimation de Pinfluence
ecologique des lombriciens sur les microorganismses // Pedobiologia. 1977. V. 17.
P.400-417.
Loquet M., Vinselas M. Cellulolyse et lygninolyse liees au tube digestif de Eisenia
foetida andrei Bouche // Rev. Ecol. Biol. Sol. 1987. V. 24, № 4. P. 559-571.
Lussenhop J. Collembola as mediators of microbial symbiont effects upon soybean //
Soil Biol. Biochem. 1996. V. 28, № 3. P. 363-369.
Luxton M. Studies on the oribatid mites of a Danish beech wood soil // Pedobiologia.
1972. V. 12, №6. P. 434-463.
Lynch J.M, Microbial metabolites // "The Rhizosphere". J.M. Lynch (ed.). John Wiley:
New York, 1990. P. 177-206.
Macfadyen A. The contribution of soil fauna to total soil metabolism // Soil Organisms,
J. Doeksen, J. Van der Drif, (eds.), North-Holland, Amsterdam, 1963. P. 3-17.
Mackedonski V. V. Effect of the exotoxin of Bacillus thuringiensis on the biosynthesis
and maturation of mouse nuclear RNA // Biochem. Biophys. Acta. 1975. V. 390, № 3.
P. 319-326.
Makeschin F. Earthworms (Lumbricidae: Oligochaeta): Important promoters of soil
development and soil fertility // Fauna in soil ecosystems. Recycling processes, nutrient
fluxes and agricultural production. G. Benckiser (ed.). 1997. P. 173-223.
Mamilov A.Sh., Byzov B.A., Zvyagintsev D.G., Dilly O.M. Predation on fungal and
bacterial biomass in a soddy-podzolic soil amended with starch, wheat straw and alfalfa
meal // Appl. Soil Ecol. 2001. N° 16. P. 131-139.
Maraun M., Migge S., Schaefer M.t Scheu S. Selection of microfungal food by 6
oribatid mite species (Oribatida, Acari) from 2 different beech forests // Pedobiologia.
1998. V. 42, №3. P. 232-240.
Marcuzzi G.t Turchetto L.H. Observation on the digestive enzymes of some litter
feeding animals // Progress in Soil Zoology, Prague, 1975. P. 593-599.
Marcuzzi G., Turchetto-Lafisca M.L. On lipases in litter feeding invertebrates //
Pedobiologia. 1977. V. 17. P. 135-144.
Marialigeti K. On the community structure of the gut-microbiota of Eisenia lucens
(Annelida, Oligochaeta) // Pedobiologia. 1979. V. 19. P. 213-220.
Marialigeti K., Contreras E., Barabas G., Heydrich M.f Szabo l.M. True intestinal
actinomycete flora of some earthworm species // J. Invert. Pathol. 1985. V. 45. P. 120-121.
200
Marinissen J.C.Y., Dexter A.R. Mechanisms of stabilization of earthworm casts and
artificial casts // Biol. Fertil. Soils. 1990. № 9. P. 163-167.
Martin J.S., Kirkham J.B. Dynamic role of microvilli in peritrophic membrane
formation // Tissue and Cell. 1989. V. 21. P. 627-638.
Martin MM. The role of ingested enzymes in the digestive process of insects //
Invertebrate-microbial interactions: British mycological society symposium; 6. J.M.
Anderson et al. (eds.). Cambridge: Univ. press, 1984. P. 155-172.
Martin P.A. W., Trovers R.S. World - wide abundance and distribution of Bacillus
thuringiensis isolates // Appl. Entomol. 1989. № 9. P. 593-599.
Maxwell R. A., Coleman D. С Seasonal dynamics of nematode and microbial biomass
in soils of riparian-zone forests of the Southern Appalachians // Soil Biol. Biochem. 1995.
V. 27, № LP. 79-84.
Mcgonigle T.P. The significance of grazing on fungi in nutrient cycling // Canadian
Journal of Botany-Revue Canadienne de Botanique. 1995. V. 73. SI E. P. 1370-1376.
Mengel K. Turnover of organic nitrogen in soils and its availability to crops // Plant and
Soil. 1996. V. 181. P. 83-96.
Migunova V.D., Byzov B.A. Selection of Trophic Strategy by Predacious Fungi //
Abstracts 9th International Symposium on Microbiol. Ecol. "Interactions in the Microbial
World", Amsterdam, 2001. P. 262.
Migunova V.D., Byzov B.A. Determinants of trophic modes of the nematophagous
fungus Arthrobotrys oligospora interacting with bacterivorous nematode Caenorhabditis
elegans II Pedobiologia. 2005. № 2. P. 101-108.
Migunova V.D., Byzov B.A. Determinants of trophic modes of the nematophagous
fungus Arthrobotrys oligospora interacting with bacterivorous nematode Caenorhabditis
elegans II Abstracts of International Symposium "Structure and Function of Soil
Microbiota", 2003, Marburg. P. 130.
Migunova V.D., Polyanskaya L.M., Byzov B.A. Feeding strategies of the nematophagous
fungus Arthrobotrys oligospora in soddy-podzolic soil // Abstracts Second English
Language International Nematology Symposium of the Russian Society of Nematology,
Russian J. Nematol., 1998, № 1. P. 67-68.
Miles H.B. Soil protozoa and earthworm nutrition. Soil Science, 1963, V. 95.
P.407-409.
Mindermann G., Daniels L. Colonization of newly fallen leaves by microorganisms //
Progress in Soil Biology, Braunschweig, 1967. P. 3-9.
Moody S.A., Briones M.J.I., Piearce, T.G., Dighton J. Selective consumption of
decomposing wheat straw by earthworms // Soil Biol. Biochem. V. 27. P. 1209-1213.
Moody S.A., Piearce, T.G., Dighton J. Fate of some fungal spores associated with wheat
straw decomposition on passage through the guts of Lumbricus terrestris and Aporrectodea
longa II Soil Biol. Biochem. 1996. V. 28. P. 533-537.
Morris В., Morgan A.J. Calcium-lead interactions from earthworms: observations on
Lumbricus terrestris L. sampled from a calcareous abandoned lead mine site // Bulletin of
Environment Contamination and Toxicology. 1986. V. 37, № 2. P. 226-233.
Moss S.T., Taylor J.E. Mycobionts in the guts of millipedes - the Eccrinales // The
Mycologist. 1996. V. 10. P. 121-124.
Mozgovaya IN., Byzov B.A., Ryabchenko N.F., Romanenko N.D., Zvyagintsev D.G.
Nematicidal effects of the entomopathogenic bacteria Bacillus thuringiensis in soil //
Pedobiologia. 2002. V. 46, № 6. P. 558-572.
Miiller KG. The constricting rings mechanism of two predacious Hyphomycetes //
Transactions of the British Mycological Society. 1958. V. 41. P. 341-364.
Muscolo A., Bovalo F., Gionfriddo F. Nardi S. Earthworm humic matter produces
auxin-like effects on Daucus carota cell growth and nitrate metabolism // Soil Biol.
Biochem. 1999. V. 31, № 9. P. 1303-131 L
201
Nakajima N, Mihara H, Sumi H Characterization of potent fibrinolytic enzymes in
earthworm, Lumbricus rubellus II Bioscience Biotechnology and Biochemistry. 1993. V.
57, №10. P. 1726-1730.
Nakamori Т., Suzuki A. Spore-breaking capabilities of collembolans and their feeding
habitat within sporocarps // Pedobiologia. 2005. V. 49, № 3. P. 261-267.
Neuchauser E.t Hartenstein E., Connors W.J. Soil invertebrates and the degradation of
vanillin, cinnamic acid, and lignins // Soil Biol. Biochem. 1978. V. 10. P. 431-435.
Neuhauser E., Hartenstein R. On the presence of O-dimethylase activity in invertebrates
// Сотр. Biochem. Physiol. 1976. V. 53. P. 37-39.
Neuhauser E.F., Kaplan D.L., Malecki M.R., Hartenstein R. Materials supporting
weight gain by the earthworm Eisenia jetida in waste conservation systems // Agricultural
Wastes. 1980. №2. P. 43-60.
Nielsen CO. Carbohydrates in soil and litter invertebrates // Oikos. 1962. V. 13. P. 200-215.
Nordbring-Hertz B. The influence of medium composition and additions of animal
origin on the formation of capture organs in Arthrobotrys oligospora // Physiologia
plantarum. 1968. V. 21. P. 52-65.
Nordbring-Hertz В., Mattiasson B. Action of a nematode-trapping fungus shows lectin-
mediated host-microorganism interaction // Nature. 1979. V. 281. P. 477-479.
Nunez F.S., Crawford CS. Digestive enzymes of the desert millipede Orthoporus
ornatus (Girard) (Diplopoda, Spirostreptida) // Сотр. Biochem. Physiol. 1976. V. 55.
P.141-145.
Ohba M, Aizawa К Crystals of Bacillus thuringiensis subsp. yannanensis are produced
only in asporogenous cells // J. Invert. Pathol. 1986. V. 48. P. 254-256.
Old KM., Chakraborty S. Mycophagous soil amoebae: their biology and significance in
the ecology of the soil borne plant pathogens // Progress in Protistology. 1986. № 1.
P. 163-194.
OlthofT.H, Estey R.H Carbon and nitrogen levels of medium in relation to growth and
nematophagous activity of A. oligospora II Nature. 1968. V. 209. P. 1158.
Orazova M.Kh. Semenova T.A., Tiunov A.V. The microfungal community of Lumbricus
terrestris middens in a linden (Tilia cordata) forest // Pedobiologia. 2003. V. 47. P. 27-32.
Pagliani A. Allevamento intensivo del lumbrico. Edagricile, 1982. 42 p.
Parkin T.B., Berry E.C Nitrogen transformation associated with earthworm casts // Soil
Biol. Biochem. 1994. V. 26. P. 1233-1238.
Parkin T.B., Berry E.C Microbial nitrogen transformations in earthworm burrows //
Soil Biol. Biochem. 1999. V. 31. P. 1765-1771.
Parle J.N. A microbial study of earthworms casts // J. General Microbiol.1963. V. 31.
P. 13-22.
Parmelee R. W., Phillips С Т., Checkai R. Т., Bohlen P. J. Determining the effects of
pollutants on soil faunal communities and trophic structure using a refined microcosm
system // Environmental Toxicology and Chemistry. 1997. V. 16, № 6. P. 1212-1217.
Parmelee R.W., CrossleyJr. Earthworm production and role in the nitrogen cycle of a no-
tillage agroecosystem on the Georgia piedmont // Pedobiologia. 1988. V. 32. P. 353-361.
Persson Т., Baath E., Clarholm M., Lundkvist H, Soderstrom B.E., Sohlenius B.
Trophic structure, biomass dynamics and carbon metabolism of soil organisms in Scots
pine forest // Structure and Function of Northern Coniferous Forests - an Ecosystem Study.
T. Persson (ed.). 1980, P. 419-459.
Petersen D., Luxton M. A comparative analysis of soil fauna populations and their role
in decomposing process // Oikos. 1982. V. 39. P. 287-388.
Piearce T.G. Gut contents of some Lumbricid earthworms // Pedobiologia. 1978. V. 18.
P. 153-157.
Piearce T.G., Phillips M.J. The fate of ciliates in the earthworm gut an in vitro studies //
Microbiol. Ecol. 1980. № 5. P. 313-320.
202
Pincince А.В., Donovan J.F., Bates J.E. Vermicomposting of municipal sludge: an
economical stabilization alternative // Sludge. 1980. № 3. P. 26-30.
Pokarzhevskii A.D., Sikora /., Gordienko S.A. Amino-acid resources in the food of
saprophages // Doklady Academii Nauk SSSR. 1984. V. 277. P. 253-256.
Pokarzhevskii A.D., Van Straalen N.M., Zaboev D.P., Zaitsev A.S. Microbial links and
element flows in nested detrital food-webs // Pedobiologia. 2003. V. 47. P. 213-224.
Pokarzhevskii A.D., Zaboev D.P., Ganin G.N., Gordienko S.A. Amino acids in
earthworms: are earthworms ecosystemivorous? // Soil Biol. Biochem. 1997. V. 29, № 3A.
P. 559-567.
Polyanskaya L.M., Babkina N.I., Zenova G.M., Zvyagintsev D.G. Fate of actinomycetes
in the intestinal tract of soil invertebrates fed on streptomycete spores // Microbiology.
1996. V. 65. P. 493-498.
Ponomareva S.I. The influence of the activity of earthworms on the creation of a stable
structure in a sod-podzolized soil // Trudy Pochvennogo Instituta im. V.V. Dokuchaeva.
1953. V. 41. P. 304-378.
Potricus С J., Breznak J.A. Uric acid degrading bacteria in guts of termites // Appl.
Envir. Microbiol. 1980. V.40, № 1. P. 117-124.
Powell K.A., Jutsum A.R. Technical and Commercial Aspects of Biocontrol Products //
Pesticide Science. 1993. V. 37. P. 315-321.
Prat P., Charrier M, Deleporte S., Frenot Y. Digestive carbohydrases in two epigeic
earthwortm species of the Kerguelen Islands (Subantarctic) // Pedobiologia. 2002. V. 46, №
5. P. 417-427.
Priest F.G., Ebdrup L., Zahner V., Carter P.E. Distribution and characterization of
mosquitocidal toxin genes in some strains of Bacillus sphaericus II Appl. Envir. Microbiol.
1997. V. 63, №4. P. 1195-1198.
Racke J., Sicora R.A. Isolation, formulation and antagonistic activity of rhizobacteria
toward the potato cyst nematode Globodera pallida II Soil Biol. Biochem. 1992. V. 24. P.
521-526.
Ravasz K., Zicsi A., Contreras E., Szabo I.M. Comparative bacteriological analyses of
the faecal matter of different earthworm species // On earthworms, Selected symposia and
monographs U.Z.I. 2. A.M. Bonvicini Pagliani, P. Omodeo (eds.). Modene: Muchi, 1987.
P. 389-399.
Ravasz K., Zicsi A., Contreras E., Szell V., Szabo I.M. The intestinal actinomycete flora
of some earthworm species // Opuscula Zoologica. 1986. V. 22. P. 85-102.
Reddell P., Spain A. V. Earthworms as vectors of viable propagules of mycorrhizal fungi
// Soil Biol. Biochem. 1991. V. 23. P. 767-774.
Reeves E.L., Garcia С Pathogenicity of bicrystalloferous Bacillus isolate for Aedes
aegypti and other aedine mosquito larvae // Proceedings IV International Colloquium on
Insect Pathology. College Park, MD, 1971, P. 219-228.
Reichle D. E. The role of soil invertebrates in nutrient cycling. Soil Organisms as
Components of Ecosystems // Ecological Bulletin. 1977. V. 25. P. 145-156.
Reinecke A.J., Venter J.M. Moisture preferences, growth and reproduction of the
compost worm Eiseniafoetida (Oligochaeta) // Biol. Fertil. Soils. 1987. №3. P. 135-141.
Reyes V.G., Tiedji J.M. Ecology of the gut microbiota of Tracheoniscus rathkei
(Crustaceae, Isopoda) // Pedobiologia. 1976. V. 16, № 1. P. 62-74.
Roberts В., Borough H. Hazards of chemical to earthworms // Environmental
Toxicology and Chemistry. 1985. V. 4, № 3. P. 307-323.
Roch P., Stabili L., Pagliara P. Purification of 3 serine proteases from the celomic cells
of earthworms {Eisenia foetida) II Comparative Biochemistry and Physiology, part b-
biochemistry and molecular biology. 1991. V. 98, № 4. P. 597-602.
Rosen S., Kata M., Persson Y, Lipniunas P.H., Vikstrom M, Vandenhondel С A. M.J. J.,
Vandenbrink J.M., Rask L., Heden L O., Tunlid A. Molecular characterization of a saline-
203
soluble lectin from a parasitic fungus - extensive sequence similarities between fungal
lectins // European Journal of Biochemistry. 1996. V. 238, № 3. P. 822-829.
Rosenzweig W.D., Premachandran ?>., Pramer D. Role of trap lectins in the specificity
of nematode capture by fungi // Can. J. Microbiol. 1985. V. 31. P. 693-695.
Rouelle J., Lhussier M, Roch P. Experimental evidence for antithiamine activity in
certain earthworms // A.M. Bonvicini Pagliani and P. Omodeo (eds.). Selected Symposia
and Monographs U.Z.I. Mucchi, Modena, 1987. V. 2. P. 511-517.
Ruschmann G. Uber Antibiosen und Symbiosen von Bodenmicroorganismen und
ihre Bedeutung fur die Bodenfruchtbarkeit // Z. Acker und Pflanzenlau. 1953. V. 96.
P.201-218.
Ryu G.H., Han D.K., Park S.f Kim M, Kim Y.H., Min B.G. Surface characteristics and
properties of lumbrokinase-immobilized polyurethane // Journal of Biomedical Materials
Research. 1995. V. 29, № 3. P. 403-409.
Sabine J.R. Vermiculture as an option for resource in the intensive animal industries //
Proc. Workshop on the role of earthworms in the stabilization of organic residues,
Michigan, 1981. P. 241-252.
Satchell J.E. Lumbricidae // Soil Biology. A. Burge, F. Raw (eds.). Academic press,
London, 1963. P. 259-322.
Satchell J.E. Nitrogen turnover by a woodland population of Lumbricus terrestris If Soil
Organisms, J. Doeksen, J. van der Drift (eds.). 1963. P. 60-66.
Satchell J.E. Earthworm microbiology // Earthworm ecology from Darwin to
vermiculture, London, New York, 1983. P. 351-364.
Sawahata Т., Soma K, Ohmasa M. Number and gut contents of Hypogastrura denisana
Yosii (Collembola: Hypogastruridae) on wild mushrooms in relation to morphological
features of the mushrooms //Nippon Kingakukai Kaiho. 2001. V. 42. P. 77-85.
Sayre R.M. Bacterial diseases of nematodes and their role in controlling nematode
populations //Agriculture, Ecosystems and Environment. 1988. V. 24. P. 263-279.
Scheu S. Cellulose and lignin decomposition in soils from different ecosystems on
limestone as affected by earthworm processing// Pedobiologia. 1993. V. 37. P. 167-177.
Scheu S. The influence of earthworms (Lumbricidae) on the nitrogen dynamics in the
soil litter system of a deciduous forest // Oecologia. 1987. V. 72. P. 197-201.
Scheu S., Theenhaus A., Jones Т.Н. Links between the detritivore and the herbivore
system: effects of earthworms and collembola on plant growth and aphid development //
Oecologia. 1999. V. 119. P. 541-551.
Schmidt O., Curry J.P. Population dynamics of earthworms (Lumbricidae) and their
role in nitrogen turnover in wheat and wheat-clover cropping systems // Pedobiologia.
2001. V. 45, №2. P. 174-187.
Scholler M., Rubner A. Predacious activity of the nematode destroying fungus
Arthrobotrys oligospora in dependence of the medium composition // Microbiological
Research. 1994. V. 149. P. 145-149.
Schonholzer F., Hanh D., Zeyer J. Origins and fate of fungi and bacteria in the gut of
Lumbricus terestris L. studied by image analysis // FEMS Microbiol. Ecol. 1999. V. 28 (3).
P. 235-248.
Schonholzer F., Hanh D., Zarda В., Zeyer J. Automated image analysis and in situ
hybridization as tools to study bacterial populations in food resources, gut and cast of
Lumbricus terrestris L. // J. Microbiol. Methods. 2002. V. 48, № 1. P. 53-68.
Sebesta K, Horska K. Mechanism of inhibition of DNA-dependent RNA-polymerase
by exotoxin of Bacillus thuringiensis II Biochemistry and Biophysics Acta. 1970. V. 209,
№2. P. 357-376.
Sela S., Schicler H, Chet I., Spiegel Y. Purification and characterization of a Bacillus
cereus collagenolytic/proteolytic enzyme and its effect on Meloidogyne javanica cuticular
proteins // European Journal of Plant Pathology. 1998. V. 104. P. 59-67.
204
Seniczak S., Stefaniak O. The microflora of the alimentary canal of Oppia nitens
(Acarina, Oribatei)//Pedobiologia. 1978. V. 16. P. 110-119.
Setala H., Huhta V. Evaluation of the soil fauna impact on decomposition in a simulated
coniferous forest soil // Biol. Fertil. Soils. 1990. V. 10. P. 1163-1169.
Sharma C.B., Sahu R.K. Cytogenetic hazards from agricuturai chemicals. I. A
preliminary study on the responses of root meristems to exotoxin from Bacillus
thuringiensis a constituent of a microbial insecticide, thuricide // Mutat. Res. 1977. V. 46,
№1.P. 19-26.
Shaw G, Pawluk S. Faecal microbiology of Octalasion tyrtaeum, Apporrectodea
turgida and Lumbricus terrestris and its relation to the carbon budgets of three artificial
soils // Pedobiologia. 1986. V. 29, № 6. P. 377-389.
Shtina E.A., Nekrasova K.A. The direct and indirect contribution of soil algae to the
primary production of biogeocenoses // Proceeding IY Colloquium Soil Zoology, Paris,
1971. P. 37-45.
Siddiqui Z.A., Mahmoodl. Biological control of Heterodera cajani and Fusarium udum
by Bacillus subtilis, Bradyrhizobium japonicum and Glomus fasciculatum on pigeon pea //
Fund. Appl. Nematol. 1995a. V. 18. P. 559-566.
Siddiqui Z.A., Mahmood I. Management of Meloidogyne incognita race-3 and
Macrophomina phaseolina by fungus culture filtrates and Bacillus subtilis on chickpea //
Fund. Appl. Nematol. 1995b. V. 18. P. 71-76.
Siepel #., de Ruiter-Dukman E.M. Feeding guilds of oribatid mites based on their
carbohydrase activities // Soil Biol. Biochem. 1993. V. 25, № 11. P. 1491-1497.
Siepel H., Maaskamp F. Mites of different feeding guilds affect decomposition of
organic matter// Soil Biol. Biochem. 1994. V. 26, № 10. P. 1389-1394.
SimekM.t Pisl V. The effect of earthworms (Lumbricidae) on nitrogenase activity in soil
// Biol. Fertil. Soils. 1989. № 7. P. 370-373.
Smith M., Shann C, Batenburg-van der Vegte W.H., Schmitt R, Wehrli E, Roeijmans
H.J., Eijk G. W. Bothryozyma nematodophyla gen. nov., spec. nov. (Candidaceae) // Antonie
van Leeuwenhoek. 1992. V. 61. P. 277-284.
Smith R.A., Barry J.V. Environmental persistence of Bacillus thuringiensis spores
following aerial application // J. Invert. Pathol. 1998. V. 71. P. 263-267.
Srinivas G., Vennison S.J., Sudha S.N., Balasubramanian P., Sekar V. Unique
regulation of crystal protein production in Bacillus thuringiensis subsp. yunnanensis is
mediated by the Cry protein-encoding 103-megadalton Plasmid // Appl. Envir. Microbiol.
1997. V. 63, № 7. P. 2792-2797.
Stadler M., Anke H., Sterner O. Linoleic acid - The nematocidal principle of several
nematophagous fungi and its production in trap-forming submerged cultures // Archives of
Microbiology. 1993. V. 160, № 5. P. 401-405.
SatchellJ.E. Nitrogen turnover by a woodland population ofLumbricus terrestris II Soil
Organisms, J. Doeksen, J. van der Drift (eds.), 1963. P. 60-66.
Stefaniak O., Seniczak S. The microflora of the alimentary canal of Achipteria
coleoptrata (Acarina, Oribatei) // Pedobiologia. 1976. V. 16. P. 185-194.
Steinhaus E.A. Principles of Insect Pathology. McGraw Hill Book Co., Inc., New York,
N.Y., 1949. 757 p.
Stotzky G., Babich H. Fate of genetically-engineered microbes in natural environments
// Recombinant DNA Technology Bulletin. 1984. V. 7, № 4. P. 163-188.
Su T.Y., Mulla M.S. Microbial Agents Bacillus thuringiensis ssp. israelensis and
Bacillus sphaericus Supress Eutrophication, Enhance Water Quality, and Control
Mosquitoes in Microcosms // Envir. Entomol. 1999. V. 28 (4). P. 761-767.
Sulkava P., Huhta V., LaaksoJ. Impact of soil faunal structure on decomposition and N-
mineralization in relation to temperature and moisture in forest soil // Pedobiologia. 1996.
V.40,№6. P. 505-513.
205
Sun L.V., Foster JM., Tzertzinis G., Ono M., Bandi C, Slatko BE., O'Neill S.L.
Determination of Wolbachia genome size by pulsed-field gel electrophoresis // J. Bacteriol.
2001. V. 183, № 7. P. 2219-2225.
Swift M.J., Heal O.W., Anderson J.M. Decomposition in Terrestrial Ecosystems, 1979,
Oxford. 372 p.
Syers J.K., Sharpley A.N., Kceney D.R. Cycling of nitrogen by surface-casting
earthworm in a pasture ecosystem. // Soil Biol. Biochem. 1979. V. 11. P. 181-185.
Szabo I.M. Microbial communities in a forest-rendzina ecosystem. The pattern of
microbial communities. Acad. Press. Budapest, 1974.414 p.
Szabo I.M., Chit T.L., Contreras E., Heydrich M, Jdger K., Marialigeti K.t Pobozsny
M., Ravasz K., Zicsi A. On the problems of intestinal bacteriology of forest-litter consuming
invertebrates // Striganova B.R. (ed.) Soil fauna and soil fertility. Proceedings 9l
International Colloquim Soil Zoology. M.: Nauka. 1987. P. 58-63.
Szabo 1.М., Jager K., Contreras E.f Marialigeti K., Dzingov A., Bar abas Gy., Pobozsny
M. Composition and properties of the external and internal microflora of millipedes // Ph.
Lebrun et al. (eds.). New Trends in Soil Biology, Imprimeur Dieu-Brichart, Ottignies-
Louvain-la-Neuve, 1983. P. 197-205.
Szabo LM., Marialigeti K.t Chu Т.. Jdger K., Szabo /., Contreras E.y Ravasz K.,
Heydrich M., Palik E. On the ecology of nocardioform intestinal actinomycetes of
millipedes (Diplopoda) // G. Szabo, S. Bir6, M. Goodfellow (eds) / Proc 6th Int Symp
Actinom Biol, 1985. P. 701-705.
Taylor E.C. Role of aerobic microbial populations in cellulose digestion by desert
millipedes // Appl. Envir. Microbiol. 1982. V. 44. P. 281-291.
Taylor E.C Fungal preference by a desert millipedes Orthoporus ornatus
(Spirostreptidae) // Pedobiologia. 1982. V. 23, № 5. P. 330-336.
Thanabalu T, Porter A.G. Efficient expression of a 100-kilodalton mosquitocidal toxin in
protease-deficient recombinant // Appl. Envir. Microbiol. 1995. V. 6, № 11. P. 4031-4036.
Thanh V.N., Van Dyk M.S., Wingfield M.J. A mold-dependent yeast isolated from
wood-lice. In: Rising power of yeasts, Proceedings 10th International Symposium no
Yeasts, 2000, Arnehem, the Netherlands. P. 146-147
Thimm 71, Hoffmann A., Borkott H, Munch J.C, Tebbe C.C The gut of the soil
microarthropod Folsomia Candida (Collembola) is a frequently changeable but selective
habitat and a vector for microorganisms // Appl. Envir. Microbiol. 1998. V. 64, № 7.
P.2660-2669.
Thorn R.G., Barron G.L Carnivorous mushrooms // Science. 1984. V. 224. P. 76-78.
Tillinghast E. K., Donnell R.O., et al. Water-soluble luminal contents of the gut of the
earthworm Lumbricus terrestris L. and their physiological significance // Comparative
Biochemistry and Physiology, part b-biochemistry and molecular biology. 2001. V. 129, №
2-3. P. 345-53.
Tiunov A., Scheu S. Microbial respiration, biomass and nutrient status in burrow walls
of Lumbricus terrestris L. (Lumbricidae) // Soil Biol. Biochem. 1999. V. 31. 2039-2048.
Tiunov A.V. Scheu S. Microfungal communities in soil, litter and casts of Lumbricus
terrestris L. (Lumbricidae): a laboratory experiment // Appl. Soil Ecol. 2000. V. 14. P. 17-26.
Tiunov A. V., Bonkowski M, Bonkowski M., Tiunov J.A., Scheu S. Microflora, protozoa
and nematoda in Lumbricus terrestris burrow walls: a laboratory experiment //
Pedobiologia. 2001. V. 45, № 1. P. 46-61.
Tojo A., Aizawa K. Dissolution and degradation of Bacillus thuringiensis delta-
endotoxin by gut juice protease of the silkworm, Bombyx mori II Environmental
Microbiology. 1983. V. 45. P. 576-580.
Townshend J.L. Fungus host of Aphelenchus avenvae Bastin, 1865, and
Bursaphelenchus fungivorus Franklin and Hooper, 1962 and their attractiveness to these
nematode species // Can. J. Microbiol. 1964. № 10. P. 727-737.
206
Toyoto К, Kimura M. Microbial community indigenous to the earthworm Eisenia
foetida II Biol. Fertil. Soils. 2000. V. 31, № Уд. Р. 187-190.
Tracey M. V. Cellulase and chitinase of earthworms. Nature. 1951. № 176. P. lib-Ill.
Trigo D., Lavelle P. Changes in respiration rate and some physicochemical properties of
soil during gut transit through Allolobophora molleri (Lumbricidae, Oligochaeta) // Biol.
Fertil. Soils. 1993. V. 15, №3. P. 185-188.
Tuckova L., Bilej M. Antigen-processing in earthworms // Immunology Letters. 1994.
V. 41, №2-3. P. 273-277.
TunlidA., Jansson S. Proteases and their involvement in the infection immobilization of
nematodes by the nematophagous fungus Arthrobotrys oligospora. Appl. Envir. Microbiol.
1991. V. 57, № 10. P. 2868-2872.
Tunlid A., Rosen S., Ek В., Rask L. Purification and characterization of an extracellular
serine-protease from the nematode-trapping fungus Arthrobotrys oligospora II
Microbiology UK. 1994. V. 140. P. 1687-1695.
Ullrich В., Storch V., Schaiker H. Bacteria on the food, in the intestine and on the faeces
of the woodlouse Oniscus asellus II Pedobiologia. 1991. V. 31, № 1. P. 41-51.
Visser S. The role of the soil invertebrates in determining the composition of soil
microbial communities // Ecological Interactions in Soil, Blackwell Scientific Publications,
Oxford. A.H. Fitter, D. Atkinsson, D.J. Read, M.B. Usher (eds.). 1985. P. 297-317.
Vreekenbuijs M. J., Geurs M, de Ruiter P. C, Brussaard L. The effects of
bacterivorous mites and amebas on mineralization in a detrital based below-ground food
web: microcosm experiment and simulation of interactions // Pedobiologia. 1997. V. 41, №
6. P. 481-493.
Waugh J.H., Mitchell И J. Effect of the earthworm Eisenia foetida, on sulfur speciation
and decomposition in sewage sludge // Pedobiologia. 1981. V. 22. P. 268-275.
Wellington E.M.H., Cresswell N., Clewlow L.J., Saunders V.A., and Wilpat A. Gene
transfer between streptomycetes in soil // Bacterial genetics in natural environments, F.J.
Lon (ed.). P. UK, 1990. P. 216-230.
Wellington, Е.М.И., Herron, P.R., Cresswell, N. Gene transfer in terrestial
environments and the survival of bacterial inoculants in soil // Monitoring genetically
manipulated microorganisms in the environment. C.A. Edwards (ed.). 1993. P. 137-170.
Went I.C. Influence of earthworms on the number of bacteria in the soil // Soil
organisms, Amsterdam, 1963. P. 260-265.
Whiston R.A., Seal K.J. The occurrence of cellulases in the earthworm Eisenia foetida II
Biology of Wastes. 1988. V. 25, № 3. P. 239-242.
White MM., Cafaro M.J., Lichtward R.W. Arthropod gut fungi from Puerto Rico abd
summary of tropical Trichomycetes worldwide. Caribbean J. Sci. 2000. V. 36. P. 210-220.
Willems J.J.GM., Marinissen J.C.Y., Blair J. Effects of earthworms on nitrogen
mineralization // Biol. Fertil. Soils. 1996. V. 23, № 1. P. 57-63.
Wilson G. R., Benoit T. G. Activation and germination of Bacillus thuringiensis spores
in Manduca sexta larval gut fluid // J. Invert. Pathol. 1990. V. 56. P. 233-236.
Witkamp M., Frank M. L. Effects of temperature, rainfall and fauna on transfer of ,37Cs,
K, Mg and mass in consumer-decomposer microcosm // Ecology. 1970. V. 51. P. 465-474.
Wolters V., Ekschmitt К Gastropods, isopods, diplopods and chilopods - neglected
groups of the decomposer food web // G. Benckiser (ed.). Fauna in soil ecosystems. New
York, Marcel Dekker, Inc., 1997. P. 265-306.
Wolters V. Invertebrate control of soil organic matter stability // Biol. Fertil. Soils. 2000.
V. 31, №1. P. 1-19.
Woo KM., Yi W.S., Sohn Y.J., Chang C.S., Kang M.S., Ha D.B., Chung CM.
Purification and characterization of a poIy-L-lysine-activated serine endoprotease from
Lumbricus rubellus II Comparative Biochemistry and Physiology, part b-biochemistry and
molecular biology. 1994. V. 109, № 1. P. 71-80.
207
Wood S., Griffiths B.S. Bacteria associated with the hepatopancreas of the woodlice
Oniscus asselus and Porcellio scaber (Crustacea, Isopoda) // Pedobiologia. 1989. V. 3,
№ Vi. P. 89-94.
Wright D. H., Huhta V., Coleman D. C. Characteristics of defaunated soil. II. Effects of
reinoculation and the role of the mineral component// Pedobiologia. 1989. V. 33. P. 427-435.
Yeates G. W., Saggar S., Daly B. K. Soil Microbial C, N, and P, and microfaunal
populations under Pinus radiata and grazed pasture land-use systems // Pedobiologia. 1997.
V. 41, №6. P. 549-56.
Yeates G. W., Wardle D. A. Nematodes as predators and prey - relationships to
biological control and soil processes // Pedobiologia. 1996. V. 40, № 1. P. 43-50.
Young C.S., Lethbridge G, Shaw L.J., Burns R.G. Survival of inoculated Bacillus
cereus spores and vegetative cells in non-planted and rhizosphere soil // Soil Biol.
Biochem. 1995. V. 27. P. 1017-1026.
Yurkov A., Tiunov A. Metabiotic activity of earthworms affects patterns of microbial
succession in plant litter // Abstracts XIVth International Colloquium on Soil Zoology and
Ecology. 2004. P. 147
Zachariah K., Victor J.R. A natural auxortroph of a nematode-trapping fungus //
Canadian Journal of Botany. 1982. V. 61. P. 3255-3261.
Zechmeisterboltenstern S., Baumgarten A., Bruckner A., Kampichler C, Kandeler E.
Impact of faunal complexity on nutrient supply in field mesocosms from a spruce forest soil
// Plant and Soil. 1998. V. 198, № 1. P. 45-52.
Zeyer J.f Goez C, Daniel O., Hahn D., Kohli D., Schonholzer F. Effects of
decomposition of leaves on bacterial biomass and on palatability to Lumbricus terrestris L.
//Soil Biol.Biochem. 1998. V. 30, № 13. P. 1805-1813.
Zhang B.G., Li G.T., Shen T.S., Wang J. K., Sun Z Changes in microbial biomass C, N,
and P and enzyme activities in soil incubated with the earthworms Metaphire guillelmi or
Eiseniafetida. Soil Biol. Biochem. 2000. V. 32, Iss. 14. P. 2055-2062.
Zhang H., Schrader S. Earthworm effects on selected physical and chemical properties
of soil aggregates // Biol. Fertil. Soils. 1993. V. 15, № 2. P. 229-234.
Zimmer M., Topp W. Do woodlice (Isopoda: Oniscidae) produce endogenous cellulases?
// Biol. Fertil. Soils. 1997. V. 26, № 2. P. 155-156.
Zunke U., Perry R.N. Nematodes: Harmful and beneficial organisms // Fauna in soil
ecosystems. Recycling processes, Nutrient fluxes, and agricultural production. G. Benckiser
(ed.). Marcel Dekker, Inc., New York-Basel-Hong Kong, 1998. P. 85-134.
208
ОГЛАВЛЕНИЕ
ВВЕДЕНИЕ 3
РАЗМЕРНАЯ И ФУНКЦИОНАЛЬНАЯ КЛАССИФИКАЦИИ
ПОЧВЕННЫХ ЖИВОТНЫХ 6
УЧАСТИЕ БЕСПОЗВОНОЧНЫХ В ФИЗИЧЕСКИХ
ПРОЦЕССАХ Ю
Измельчение растительного опада 10
Перемешивание и перемещение подстилки и почвы 10
Образование экскрементов 11
Роющая деятельность 14
Водный баланс 15
УЧАСТИЕ ЖИВОТНЫХ В ХИМИЧЕСКИХ ПРОЦЕССАХ 16
Деструкция органического вещества 16
Круговорот веществ 18
Плодородие, питание растений, вермикомпосты 25
ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ МИКРООРГАНИЗМОВ И
ЖИВОТНЫХ В ПИЩЕВЫХ ЦЕПЯХ 31
Особенности питания почвенных животных 31
Пищевые предпочтения у животных по отношению к
микроорганизмам 35
Простейшие 35
Нематоды 36
Микроартроподы 36
Макроартроподы, дождевые черви .42
Уровень потребления микроорганизмов у животных 44
Микроорганизмы как основная и дополнительная пища животных 45
Антимикробная активность пищеварительной жидкости животных... 49
Состав и киллерная активность пищеварительной жидкости
кивсяка Pachyiulusflavipes 57
Скорость разрушения микроорганизмов в кишечнике Pachyiulus
flavipes "". .60
Механизм переваривания 63
Судьба микроорганизмов при прохождении пищеварительного
тракта беспозвоночных 63
Грибы 64
209
Бактерии 65
Зависимость от субстрата-носителя 71
Инициация прорастания спор 72
Ингибирование роста (влияние целомической жидкости червей
Eiseniafetida) 73
Структура сообщества 74
Бактерии 74
Дрожжевые грибы 75
Мицелиальные грибы .77
Трофическая деятельность дождевых червей и распределение
микроорганизмов в почвенном профиле 78
Вклад макрофауны в продукционный процесс почвенных
микроорганизмов .79
Трофическая деятельность беспозвоночных и генетический обмен
между бактериями в почве 81
Дрилосфера 84
Взаимодействие между беспозвоночными и микроорганизмами в
прикорневой зоне растений 86
МИКРООРГАНИЗМЫ КАК РЕГУЛЯТОРЫ ПОЧВЕННЫХ
БЕСПОЗВОНОЧНЫХ 88
Хищные нематофаговые грибы 88
- Влияние бактериоядной нематоды Caenorhabditis elegans как
источника пищи на рост и развитие нематофагового гриба
Arthrobotrys oligospora 92
Влияние бактериоядной нематоды Caenorhabditis elegans как
источника пищи на сапротрофную активность Arthrobotrys
ol igospora 95
Особенности питания Arthrobotrys oligospora как сапротрофа и
хищника 95
Влияние хищного гриба Arthrobotrys oligospora на динамику
комплекса нематод в ризосфере винограда и пшеницы 99
Энтомопатогенные бациллы 100
Нематоцидная активность бацилл 103
Воздействие бацилл на комплекс почвенных нематод
(эксперименты in vitro) 105
Воздействие бацилл на комплекс почвенных нематод
(эксперименты in situ) 105
210
ВЛИЯНИЕ МИКРО- И МЕЗОФАУНЫ НА СОСТАВ И
АКТИВНОСТЬ МИКРОБНОГО КОМПЛЕКСА 109
Биомасса бактерий, грибов, общая биомасса и дыхательная
активность 109
Рефаунирование 113
Влияние микроартропод на сапротрофную активность
микроорганизмов и сукцессию микромицетов в подстилке 116
Микроартроподы и сообщество микромицетов 117
Регуляция, зависимая от качественного состава органического
вещества 121
Регуляция, зависимая от плотности животных 121
Роль прямого выедания животными в регуляции микробного
комплекса 122
Компенсаторные реакции у грибов и растений на поедание
животными 123
Концептуальная модель регуляции микро- и мезофауной
микробного комплекса 125
СИМБИОТИЧЕСКИЕ АССОЦИАЦИИ
МИКРООРГАНИЗМОВ С БЕСПОЗВОНОЧНЫМИ
ЖИВОТНЫМИ 129
Эндосимбиозы с бактериями 129
Эндосимбиозы с дрожжами и дрожжеподобными грибами 131
Пищеварительный тракт животных как среда обитания
микроорганизмов (эктосимбиозы) 131
Строение пищеварительного тракта многоножек 132
Ферментативная активность в пищеварительном тракте 133
Многоножки 133
Мокрицы 134
Гастроподы 134
Дождевые черви 134
Микроартроподы 136
Микробные сообщества, ассоциированные с пищеварительным
трактом почвенных беспозвоночных: состав и функции 136
Морфология 137
Бактерии и простейшие 137
Дрожжи 145
Мщелиальные грибы 145
211
Таксономический состав и структура пристеночного и полостного
микробного сообществ пищеварительного тракта 145
Бактерии 145
Дрожжи и дрожжеподобные грибы 155
Мицелиальные грибы 158
Функциональная роль микроорганизмов, ассоциированных с
почвенными беспозвоночными 158
Симбионтное пищеварение и питание 158
Антагонистические свойства актиномицетов, ассоциированных с
кишечником и экскрементами животных 162
Дрожжи как патогены беспозвоночных 163
Устойчивость к режимам содержания и питания 166
Экзосимбиозы с дрожжами 172
Экзосимбиозы с мицелиальными грибами 173
ЗАКЛЮЧЕНИЕ: принципы зоомикробных взаимодействий
в почве 175
Благодарности 182
ЛИТЕРАТУРА 183
212
Научное издание
Борис Алексеевич Вызов
ЗООМИКРОБНЫЕ
ВЗАИМОДЕЙСТВИЯ В ПОЧВЕ
Редактор издательства ТА. Садчикова
Компьютерная верстка и оригинал-макет РЖ Недумов
Подписано к печати . 12.2005
Формат 70x100 1/16. Бумага офсет № 1, 80 г/м2
Гарнитура Тайме. Печать офсетная.
Уч.-изд. л. 19,0. Тираж 300 экз.
Тип. ВТИИ. Москва, зак. № 450
Издательство ПК ГЕОС
Изд. лицензия ЯД № 01613 от 19.04.2000
125315, 1-й Амбулаторный пр., 7/3-114.
Тел./факс: (095) 152-19-14, тел. 230-80-92.
Факс: (095) 953-07-60
E-mail: geos@ginras.ru